This work was supported by a grant from the National Health Research Institutes (03-A1 BNMP11-014).

주 : 우리의 미세 유체 소자의 제작을위한 포토 마스크 설계는 컴퓨터 이용 설계 (CAD) 소프트웨어를 사용하여 그려졌다. 디자인이어서, 상용 서비스를 이용하여 크롬 포토 마스크를 제조하는데 사용 하였다. PDMS의 장치는 소프트 리소그래피 기술을 사용하여 제조 하였다. 11 리소그래피에 의해 마스터 금형 1. 제작 <ol><li> 포토 리소그래피 공정 (12) 전에, 기판으로 4 인치 실리콘 웨이퍼를 사용하여 10 분 동안 120 ℃에서 종래의 오븐에서 웨이퍼 탈수. </li><li> 플라즈마 클리너 30 초 100w에서 산소 플라즈마 처리를 이용하여 탈수 한 실리콘 웨이퍼를 클린. </li><li> 다음 베이킹 프로세스에 대해 각각 65 ° C에서 두 개의 핫 플레이트 95 ° C를 예열. </li><li> 스핀 코터에 의해 세정 된 실리콘 웨이퍼 상에 네가티브 포토 레지스트 (PR)를 도포 5g; 30 초 동안 1,200 rpm으로 (SU-8 50)에서 스핀 마이크로 층을 생성한다. </li><li> 홍보를 배치12 분 동안 65 ℃에서 예열 된 핫 플레이트 상에 웨이퍼를 도포하고, 소프트 베이크 공정을 수행하기 위해 (두께 100㎛의 패턴) 33 분 동안 95 ° C에서 다른 예열 된 핫 플레이트로 옮긴다. </li><li> 소성 후, 반자동 마스크 얼 라이너의 홀더에 PR 코팅 된 실리콘 웨이퍼를 배치하고, 25,400 dpi의 해상도 투명 마스크에 정렬. </li><li> 실리콘 웨이퍼의 PR 패턴을 만들 의해 500mJ / ㎠의 도즈에서 UV 광 (365 ㎚)에 PR 코팅 된 실리콘 웨이퍼를 노출시킨다. </li><li> 얼 라이너에서 웨이퍼를 제거하고 12 분 동안 95 ° C에서 후 베이킹을위한 열판에 놓습니다. </li><li> 정렬 마크를 노출 12 분 질소 가스로 가볍게 건조위한 미가 교 PR을 씻어 SU-8 현상액 (프로필렌 글리콜 모노 메틸 에테르 아세테이트, PGMEA) 용액에 웨이퍼를 담근다. </li><li> 다시, 스핀 코터에 의해 웨이퍼 상에 네가티브 포토 레지스트의 코팅 5g; 300 30 초 30 초와 1,200 RPM (SU-8 10) 700 rpm으로 (SU-8 100)에서 스핀# 181; m 두께의 패턴 및 27 μm의 두께 패턴은 각각 마이크로 웰 층을 확인합니다. </li><li> (27 μm의 깊은 캡처 웰 층) 4 분, 8 분 동안 95 ° C에서 65 ° C에서 열판에 PR 코팅 된 웨이퍼를 배치; 40 분 동안 65 ° C에서과 (300 μm의 깊은 문화 잘 층) 110 분 동안 95 ° C에서. </li><li> 냉각 후, UV 광을 구비 한 마스크 얼 라이너에 PR 코팅 된 실리콘 웨이퍼를 배치했다. </li><li> 250 엠제이 / cm 2 (27 μm의 두께 패턴) 700 엠제이 /의 용량 cm 2 (300 μm의 두께 패턴)에 자외선 (365 nm의)에 PR 코팅 된 실리콘 웨이퍼를 노출. </li><li> 각각 5 분 (27 μm의 두께 패턴), 30 분 (300 μm의 두께 패턴) 95 ° C에서 웨이퍼를 굽는다. </li><li> 각각 6 분 (27 μm의 두께 패턴), 25 분 (300 μm의 두께 패턴)의 PGMEA에 의해 가교 PR을 세척 한 후 질소 가스로 건조. </li><li> 패턴의 피처들의 높이를 측정스캐닝 레이저 프로파일로의 XY 스테이지 상에 웨이퍼를 배치함으로써 주사 레이저 프로파일로 갖는 웨이퍼. <ol><li> 명확 패턴은 20X 대물 렌즈에서 &quot;카메라 뷰&quot;관찰 모드를 사용하여 웨이퍼 상에 표시하는 기능의 초점 평면을 조정한다. </li><li> &quot;레이저보기&quot;를 &quot;카메라 뷰&quot;로부터 관찰 모드를 전환 한 기능의 상하 위치를 설정한다. </li><li> 각각 측정 모드, 영역, 품질 및 투명 (위)까지 Z 피치, 1 라인 (1024 × 1), 높은 정확도와 0.5 μm의를 설정하고 측정을 시작하기 시작 바닥을 누릅니다. </li></ol></li></ol> 단일 세포 분리를위한 PDMS 장치 2. 준비 <ol><li> PDMS 주조 전에 쉽게 마스터 몰드에서 PDMS 복제본을 박리하게 소수성 표면을 만들 트리클로로 마스터 주형 silanization합니다. <ol><li> 마스터 주형 및 함유 가중 보트 놓고200 데시 케이 터에서 트리클로로 실란의 μL, 15 분 동안 진공 (-85 kPa의)를 적용합니다. </li><li> 진공을 중지 한 후 적어도 1 시간 동안 실온에서 마스터 주형 silanization합니다하도록 데시 케이 터 내에서 마스터 주형을 떠난다. </li><li> 데시 케이 터에서 마스터 금형을 제거하고 10cm 페트리 접시에 각각의 마스터 몰드를 배치합니다. </li></ol></li><li> 베이스 10의 비율로 함유 경화제 17.6 g PDMS 중합체 키트 총량 믹스 : 1 다음 페트리 접시에서 마스터 주형 상에 PDMS를 붓는다. </li><li> 데시 케이 터에서 페트리 접시를 놓고 PDMS 기포를 제거하기 위해 1 시간 동안 진공 (-85 kPa의)을 적용한다. </li><li> 데시 케이 터에서 페트리 접시를 제거하고 3 ~ 65 ° C에서 기존의 오븐에 배치 - PDMS의 치료를 위해 6 시간. </li><li> 마스터 몰드로부터 경화 된 PDMS 레플리카를 제거하고 공의 내경을 가진 펀치에 의해 캡처 웰 어레이 PDMS 복제본 마이크로 채널의 양단에서 두개의 입구로서 구멍 출구 펀치.유체 채널 (그림 2A) 75 mm이다. </li><li> PDMS의 복제본의 표면을 청소 한 다음 간단한 산소 플라즈마 처리 (14 초 100 와트)에 대한 플라즈마 클리너에 PDMS 복제본을 배치하는 테이프를 사용합니다. </li><li> 산소 플라즈마 시스템에서 PDMS 복제본을 제거합니다. </li><li> 실체 현미경 아래에 손으로 최고 (캡처 마이크로 웰을 포함)과 (문화 마이크로 웰 포함) 바닥 PDMS 복제를 맞추고 접촉을 가져. </li><li> 최종 장치를 형성하도록 PDMS 복제본 간의 영구적 인 결합을 달성하기 위해 24 시간 동안 65 ° C의 오븐에서 배향 PDMS 복제본을 놓는다. </li><li> 탈 (DI) - 물 채워진 용기에 PDMS 소자를 담가 상기 PDMS 장치의 마이크로 채널로부터 공기를 제거하기 위해 15 분간 진공 (-85 kPa의) 하에서 건조기에서 용기를 배치했다. </li><li> 조직 배양 후드에서 DI 워터 가득 PDMS 소자를 배치하고 UV 광 (광의 파장이 254 나노 미터)를 사용하여 30 마일에 대해 장치의 살균엔. </li><li> 1X PBS 용액에 5 % 소 혈청 알부민 (BSA)와 함께 PDMS 소자의 DI 물을 장착하고 PDMS 표면에 달라 붙는 것을 방지 세포를 30 분 동안 37 ℃에서 배양한다. BSA 코팅에서 분리 된 세포의 전달 효율을 개선하는 것이 중요합니다 캡처 웰에 문화를 잘 참고. </li><li> 살균 1X PBS 용액으로 PDMS 장치에서 5 % BSA 용액을 교체합니다. </li></ol> 단일 세포 현탁액 3. 준비 <ol><li> 배양 신경 세포 KT98, 인간 암 세포 A549 및 MDA-MB-435 우리를 줄기 PDMS 소자 세포 실험에서 세포를 제조하는 통상의 세포 배양 용 인큐베이터 (37 ℃, 5 % CO 2, 95 % 습도)에서 페트리 접시 . </li><li> 제거하고 소모 된 배양액 (70)으로 성장 세포 배양 접시에서 (10 % 소 태아 혈청 및 1 % 항생제가 공급 DMEM 기초 배지) 폐기 - 80 % 합류. </li><li> 부드럽게 멸균 PBS로 3 회 세포를 씻는다. &lt;/ 리&gt; <li> (자세한 내용은 자료 목록을 참조하십시오) 제거하고 PBS를 폐기하고, 단백질 분해, collagenolytic 및 DNase의 활동과 재조합 효소 혼합물 2 ㎖를 추가합니다. </li><li> 실온에서 5 분간 배양 접시에 배양 한 후 세포의 분리를 촉진하는 배양 접시를 탭. </li><li> 세포를 분산시키는 멸균 PBS 4 mL를 추가 한 후 15ml의 원뿔형 튜브에 세포 현탁액을 전송. </li><li> 3 분 300 XG에 튜브를 원심 분리기와 뜨는을 제거합니다. </li><li> 부드럽게 PBS 멸균 한 용액에 세포 펠렛을 재현 탁하고 트리 판 블루 표준 제외 방법 (13)을 이용하여 생균 수를 카운트. 주 :이 부유하는 단계는 상기 단일 세포 분리 효율을 향상시키는 것이 잘 해리 된 단일 세포 현탁액을 제조하는 핵심이다. </li></ol> 4. 단일 세포 클론의 분리 및 배양 <ol><li> X10 2.5 - 2.2의 농도 부하 세포 현탁액 50 μL를 <su휴대용 피펫 장치의 배출구를 통해 PDMS 장치의 마이크로 채널로는 P&gt; 106 세포 / ㎖. 주 : 세포 현탁액 로딩은 마이크로 피펫에 기포를 도입하지 않도록 정지 및 정지 제 위치에 유지 될 필요가있다. </li><li> 고르게 세포 전체 마이크로 채널을 채우기 위해 입구 구멍을 통해 세포 현탁액의 또 다른 50 μl를로드합니다. </li><li> 입구 및 출구 구멍에 액 적을에서 정수압에 의한 유동을 방지하기위한 플러그 (3 mm 길이 1 mm 직경 잘라 나일론 낚싯줄)와 배출구를 밀봉. 주 : 플러그 사용 전에 조직 배양 후드 안쪽 UV 살균 하였다. </li><li> 문화 매체와 1 ㎖의 멸균 주사기를 채워 그것에서 기포를 배출하고, 주사기 펌프를 설정합니다. </li><li> 23 G 무딘 바늘과 폴리 tetrafluoroethene (PTFE) 튜브를 통해 PDMS 장치의 입구 구멍 매체로드 주사기를 연결합니다. </li><li> 콘센트 구멍 모두에서 플러그를 제거아우 2 분의 시간 간격이 세포들이 중력에 의해 단일 ​​셀 캡처 웰에 정착 할 수 있도록한다. </li><li> 시린지 펌프 (600)에 의해 구동 μL / 분의 유속으로 배양액 300 μL로 캡처되지 세포를 씻어. </li><li> 장치를 안정화 2 분 동안 기다린 폐쇄 배양 시스템을 형성하기 위해 플러그 입구 및 출구 구멍을 밀봉. </li><li> 배양 마이크로 웰에 캡쳐 된 단일 세포를 전송할 손으로 장치를 플립. </li><li> 100-mm 조직 배양 접시에 PDMS 소자를 배치하고, 마이크로부터 배양액 증발을 방지하기 위해 장치의 주위에 멸균 PBS 10 ㎖를 추가한다. </li><li> 단일 세포의 클론 문화에 대한 기존의 세포 배양 인큐베이터 (37 ° C, 5 % CO 2, 95 % 습도)에 배양 접시를 이동합니다. </li></ol> 5. 문화 매체 보충 <ol><li> 배양 한 후 (D), 셀 (PR)을 향상시키는 새로운 배지로 PDMS 장치에서의 배양 배지를 대체oliferation. </li><li> 다음 단계를 수행하는 동안 미세 기포로 도입되지 않도록 입구 및 출구 구멍 부분 근처 PDMS 소자 위에 배지 두 방울을 놓는다. </li><li> 입구와 마이크로 채널의 양단 근처 PDMS 소자의 상부 및 마이크로 채널의 배출구로부터 2 구멍 펀치. 참고 : PDMS 장치의 전체 두 개의 레이어를 통해 펀치하지 마십시오 대신에, 단지 PDMS의 상부층을 통해 펀치. </li><li> 23 G 무딘 바늘과 PTFE 튜브를 통해 입구에 신선한 매체를 포함하는 1 ML의 플라스틱 주사기를 연결합니다. </li><li> 오래된 배지를 교체 5 분 동안 장치에 120 ㎕의 신선한 배지를 흐른다. </li><li> 입구를 밀봉 구멍 콘센트 및 세포 배양 용 인큐베이터에 장치를 반환 개의 플러그를 삽입한다. </li><li> 5.5 단계 5.4를 반복 한 다음 밀봉 플러그를 제거하여 배지를 문화의 기간 동안 매 2 일을 새로 고칩니다. </li></ol>

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The authors declare that they have no competing financial interests.

마이크로 웰 기반 장치 시스템은 6,14 그러한 6 트래핑 대규모 단일 셀 및 단일 조혈 줄기 세포 증식 15 단일 세포 조작 및 분석을 위해 사용되어왔다. 물론 크기, 개수, 형상 비록 특정 애플리케이션을 위해 조절 될 수 있으며, 웰의 크기가 증가 될 때 단일 세포 분리 효율은 항상 노출되어있다. 9,15 마이크로 웰의 크기가 세포의 확산과 성장을 허용하도록 확대하면서 이러한 제한을 극복하기 위해, 공원 등의 알. 높은 단일 셀 포착 비율 (58.34 %)가 삼각 마이크로 웰과 마이크로 유체 칩을보고 하였다. 그러나, (a 측 ~ 50㎛의 길이를 가진)이 마이크로 웰는 최대 2 일 동안 증식을 지원할 수있다. 16 우리 이중 웰 전략은 큰 마이크로 웰의 단일 셀 로딩 포아송 확률에 의해 제한되지 않을 수 있도록 분포는 dilu을 제한에서 발생기 방법과 크기 적어도 7 일 이내 (그림 4A)에 대한 세포 증식에 충분했다 큰 마이크로 웰 높은 단일 세포 분리 효율 (75 % 이상)를 제공하여 입증 된 바와 같이 개방 아니라 시스템 3. 고효율 간단한 장치 및 동작 절차를 단일 세포 분리 및 클론 배양을 수행 할 수있는 능력으로 인해, 우리는 마이크로 유체 플랫폼 클론 원성 분석 (17)에 의해 암 줄기 세포의 선택을 포함한 다양한 애플리케이션을위한 유용한 도구를 구성 할 수 있다는 것을 상상할 약 18, 19의 높은 처리량 심독성 검사. 우리 단세포 분리 및 배양 플랫폼의 주요 한계는 배양 웰에서 배양 된 세포 사이의 크로스 토크를 방지하는 밀폐 각각 배양 웰을 형성하지 않는 점이다. 따라서, 셀의 동작을 미세 유동 장치 내의 다른 고립 된 단일 세포의 분비 분비에 의해 영향을받을 수있다. 구약우리 플랫폼 그녀 제한 고효율 단일 셀 분리를 위해 비교적 높은 밀도의 세포 현탁액을 제조 할 필요가있다. 이 높은 세포 소비는 방수 세포로 희귀 세포 분리 및 배양의 응용 프로그램을 제한 할 수 있습니다. 장치 동작 전에 접합 PDMS 장치로부터의 유체 누출을 마이크로 채우고 신중 관찰 유입 구멍에서 DI 워터를 분사하는 것이 중요하다. 유체 누출 악영향 셀 캡처 및 전송의 결과에 영향을 미칠 수있는, 따라서 마이크로 채널에서의 유동 상태에 영향을 미친다. 우리의 단일 셀 로딩 효율 연구 결과는 장치 젖혀 대부분의 세포가 효과적으로 전달 될 수 있음을 나타내는 배양 웰에 캡쳐 웰로부터 분리 된 세포를 전송 한 후에 매우 낮은 세포 손실을 표시하지만 또한, 전사 효율이 경우 감소 BSA에 차단 단계 (2.12)가 제대로 수행되지 않습니다. 사용자는 BSA 차단 프로토콜을 수정하거나 등을 사용할 수있다(보다 점착성 세포 유형이 사용될 때 BSA 농도 또는 코팅 시간의 증가 등)의 특정 세포 실험 요구 ternative 표면 개질 방법. 셀 포착 웰의 치수는 관심있는 특정 세포 유형의 크기에 따라 캡처 웰 저렴한 싱글 셀 로딩 효율을 최적화해야하는 주된 요인이다. 높은 다중 - 셀 인-A-캡처 웰 이벤트가 관심의 세포 유형에 대해 너무 큰 캡쳐 웰 크기를 갖는에 기인 캡처 웰 낮은 셀 로딩 효율 웰빙 캡처의 크기의 지표 인 반면 너무 작은. 이는 셀 클러스터 캡처 웰에 단일 셀 로딩의 효율을 감소시킬 수있는 바와 같이, 제조 된 단일 세포 현탁액 셀 클러스터를 최소화하는 것이 중요하다.

현재 배양 공간에 개별적으로 하나의 셀을 배치는 일반적으로 제한 희석 또는 형광 - 활성화 된 세포 분류 (FACS)를 사용하여 달성된다. 그것은 단지 쉽게 사용할 수 있습니다 피펫 및 조직 배양 플레이트를 필요로 많은 실험실의 경우, 희석을 제한하는 편리한 방법입니다. 이러한 경우에, 세포 현탁액을 연속적으로 적당한 세포 밀도로 희석 한 다음 수동 피펫을 이용하여 배양 웰에 두었다. 이러한 복실 단셀 그런 다음 1 콜로니 형성이 스크리닝 이질성 유전자로서 세포 분석을 위해 사용된다. 한계 희석법의 푸 아송 분포의 특성은 37 % (3)의 최대 확률 단세포 이벤트를 제한하기 때문에,이 방법을 지원하기위한 로봇 팔을 이용하지 않고 낮은 처리량과 노동력이있다. 통합 된 로보트 팔 FACS 기계 정확하게 PLAC으로 푸 아송 분포의 한계를 극복 할 수있다한 번에 4에서 잘 문화에서 하나의 셀을 보내고. 그러나, 높은 기계적 전단 응력은 5 (따라서, 세포 생존 능력을 저하) 및 기계 구입 및 운영 비용은 많은 실험실에서의 사용을 제한하고있다. 고효율 마이크로 웰 (6)에 하나의 셀을로드에 위의 한계를 극복하기 위해, 마이크로 장치가 개발되었다. 그러나, 마이크로 웰은로드 셀 인해 단일 ​​셀 로딩 가능성을 최대화하기 위해 하나의 셀에 가까운 마이크로 웰 각의 크기의 제조가 필요로 증식 할 충분한 공간을 제공하지 않는다. 배양 분석이 더 많은 마이크로 웰 세포 - 기반 애플리케이션 (예를 들면, 클론 원성 분석 7)에 요구되는 바와 같이 (90 - 650 ㎛의 직경 또는 측면 길이) 또한 확장 세포 배양을 허용하기 위해 이용되어왔다. 그러나, 한계 희석법 같이, 또한 (10)에 이르기까지, 낮은 단일 셀 로딩 효율을 갖는다 -. 30 % 89 이전에, 우리는 (10) 장치는 폴리 디메틸 실록산 (PDMS)으로 제작 하였다. 각각의 마이크로 웰에서 단일 세포를 분리하고, 분리 된 세포의 클론 원성 분석에서의 응용을 증명하기 위해 높은 처리량 미세 플랫폼을 개발하고, 마이크로 웰 어레이들의 두 세트를 포함하는 한 대체로 크기가 마이크로 웰의 단일 셀 로딩의 효율을 향상시킬 수있는 다른 마이크로 웰 크기와 세포보다 상당히 크다. 특히,이 &quot;이중 - 웰&quot;개념 배양 영역의 크기는 유동적이 간단 다른 세포 유형 및 애플리케이션에 적합하도록 장치의 설계를 조정할 수있어 단일 세포 포집 효율에 영향을주지 않고 조절 될 수있다. 이 고효율 방법은 세포 이질성 연구 및 모노클로 날 세포주 확립 장기간 세포 배양 실험에 유용 할 것이다.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="1323">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:401px;">AutoCAD software</td>
			<td style="width:225px;">Autodesk</td>
			<td style="width:235px;">AutoCAD LT 2011</td>
			<td style="width:463px;">Part No. 057C1-74A111-1001</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Silicon wafer&#160;</td>
			<td>Eltech corperation</td>
			<td style="width:235px;">SPE0039</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Conventional oven</td>
			<td>YEONG-SHIN company</td>
			<td style="width:235px;">ovp45</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Plasma cleaner</td>
			<td>Nordson</td>
			<td style="width:235px;">AP-300</td>
			<td>Bench-Top Plasma Treatment System</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">SU-8 50 negative photoresist</td>
			<td>MicroChem</td>
			<td>Y131269</td>
			<td style="width:463px;"></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">SU-8 100 negative photoresist</td>
			<td>MicroChem</td>
			<td>Y131273</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Spin coater</td>
			<td>Synrex Co., Ltd.</td>
			<td>SC-HMI 2&#34; ~ 6&#34;</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Hotplate</td>
			<td>YOTEC company</td>
			<td>YS-300S</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Msak aligner</td>
			<td>Deya Optronic CO.</td>
			<td>A1K-5-MDA</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">SU-8 developer</td>
			<td>Grand Chemical Companies</td>
			<td>GP5002-000000-72GC</td>
			<td>Propylene glycol monomethyl ether acetate</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Scanning laser profilometer</td>
			<td>KEYENCE</td>
			<td>VK-X 100</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Trichlorosilane</td>
			<td>Gelest, Inc</td>
			<td>SIT8174.0</td>
			<td style="width:463px;">TRIDECAFLUORO-1,1,2,2-TETRAHYDROOCTYL.&#160; Hazardous. Corrosive to the respiratory tract., reacts violently with water.</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Desiccator</td>
			<td>Bel-Art Products&#160;</td>
			<td>F42020-0000</td>
			<td>SPACE SAVER VACUUM DESICCATOR 190MM WHITE BASE</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Polydimethylsiloxane (PDMS) kit</td>
			<td>Dow corning</td>
			<td>Sylgard 184</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Harris Uni-Core puncher</td>
			<td>Ted Pella Inc.</td>
			<td>15072</td>
			<td>with 0.75 mm inner-diameter</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Removable tape</td>
			<td>3M Company</td>
			<td>Scotch Removable Tape 811</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Stereomicroscope</td>
			<td>Leica Microsystems</td>
			<td>Leica E24</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Bovine serum albumin (BSA)</td>
			<td>Bersing Technology</td>
			<td>ALB001.500</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">DMEM basal medium</td>
			<td>Gibco</td>
			<td style="width:235px;">12800-017</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Fetal bovine serum</td>
			<td>Thermo Hyclone</td>
			<td>SH30071.03HI</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Antibiotics</td>
			<td>Biowest</td>
			<td>L0014-100</td>
			<td>Glutamine-Penicillin-Streptomycin</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Recombinant enzyme mixture</td>
			<td>Innovative cell technology</td>
			<td style="width:235px;">AM-105</td>
			<td>Accumax</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">DiIC12(3) cell membrane dye</td>
			<td>BD Biosciences</td>
			<td style="width:235px;">354218</td>
			<td>Used as a cell tracker</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Syringe pump</td>
			<td>Harvard Apparatus</td>
			<td style="width:235px;">703007</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Plastic syringe (1 mL)</td>
			<td>BD Biosciences</td>
			<td style="width:235px;">309659</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:401px;">23 gauge blunt needles</td>
			<td>Ever Sharp Technology, Inc.</td>
			<td style="width:235px;">TD21</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Poly-tetrafluoroethene (PTFE) tubing</td>
			<td>Ever Sharp Technology, Inc.</td>
			<td style="width:235px;">TFT-23T</td>
			<td>&#160;inner diameter, 0.51 mm; outer diameter, 0.82 mm</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a microfluidic platform for high-throughput single-cell isolation and culture

Studying the heterogeneity of single cells is crucial for many biological questions, but is technically difficult. Thus, there is a need for a simple, yet high-throughput, method to perform single-cell culture experiments. Here, we report a microfluidic chip-based strategy for high-efficiency single-cell isolation (~77%) and demonstrate its capability of performing long-term single-cell culture (up to 7 d) and cellular heterogeneity analysis using clonogenic assay. These applications were demonstrated with KT98 mouse neural stem cells, and A549 and MDA-MB-435 human cancer cells. High single-cell isolation efficiency and long-term culture capability are achieved by using different sizes of microwells on the top and bottom of the microfluidic channel. The small microwell array is designed for precisely isolating single-cells, and the large microwell array is used for single-cell clonal culture in the microfluidic chip. This microfluidic platform constitutes an attractive approach for single-cell culture applications, due to its flexibility of adjustable cell culture spaces for different culture strategies, without decreasing isolation efficiency.

단일 세포 분리 및 배양 용 마이크로 유체 플랫폼은 마이크로 웰 어레이의 두 세트 (도 2A)와 마이크로 채널 (200 ㎛의 높이)를 포함한다. 마이크로 웰 어레이의 두 세트 캡처 웰 (직경 25 μm의 깊이에 27 μm의) 각각 단일 세포의 분리 및 문화에 대한 문화 웰 (직경 285 μm의 깊이에서 300 μm의), 각 되나된다 탑 뷰 (도 2B)에서 볼 때 캡처 - 웰 배양 웰의 중앙에 위치한다. 장치 조작 (회로도 동작 흐름은 그림 1에 예시되어있다), 필요한 장비 (주사기 펌프, 조직 문화 인큐베이터, 및 현미경) 및 소모품 (주사기, 피펫 및 튜브)를 들어 생물학 실험실에서 일반적으로 사용할 수 있습니다. 또한, 플랫폼의 휴대 성 및 투명성이 세포가 쉽게 편의와 장치에서 관찰 및 분석을 허용세포 배양 실험 동안적인 현미경. 85.16 ± 1.91 % (셀 타입에 따라) (도 3a)에 67.80 ± 11.38 %에서 세척 단계 이후 범위 캡처 웰에있는 세포의 포집 효율. 배양 웰 (도 3b)에로드 된 세포의 수를 분석하여 확인 된, - 또한, 캡처 웰의 대부분은 세 종류의 세포 (92.98 % 89.89 %)에 대한 단지 하나의 셀을 포함한다. 배양 웰의 최종 단일 세포 분리 효율 KT98 및 MDA-MB-435 셀에 대해 76 % 이상 이었지만, 테스트 세포 유형 중 셀 크기의 차이에 의한 A549 세포 만 61 %. 암 연구 단일 세포 클론 원성 분석은 약물 내성 개별 세포 콜로니 증식 속도를 테스트하기 위해 이용 될 수있다. 우리의 페이지에서 분리 된 단일 세포의 세포 배양 및 클론 원성 분석latform는 문화 매체마다 2 일 새로 고침에 의해 수행되었다. 이 예제는 세포 생존 및 개별 세포의 증식 속도의 차이를 측정하여 단일 세포 수준에서 세포 이질성을 연구하기위한이 장치의 적용 가능성을 강조한다. 분리 된 세포의 세포 이질성 증식 속도는 일일 포착 이미지에서 분석 하였다. 결과는 고립 된 단일 세포는 7 일 동안 배양 다른 성장 패턴을 발현 할 수있는 것으로 나타났다. 세포의 17.5 %가 15 개 이상의 세포 배양 동안 형성된 세포 콜로니 (도 4a)으로 분할하지만, 예를 들어, 분리 된 세포의 13 %에는 세포 분열 없었고 하나의 셀 (도 4b)로 유지했다. 14 세포 - 증식 세포 간의 세포 이질성은 두 셀 (4.3 %), 3 개의 셀 (2.5 %) 및 ​​(4)를 형성하는 서로 다른 성장 패턴에 의해 입증되었다세포 배양 실험 (도 4c)에서 (15 %). 이러한 결과는 플랫폼이 장기간 세포 배양, 클론 원성 분석 및 세포 이질성 연구에 사용될 수있는 것으로 나타났다. 작은 크기의 영역에서 성장 개별 세포 콜로니의 수가 많은 것은 또한 세포의 현미경 분석 쉽게한다. <img alt="그림 1" src="/files/ftp_upload/54105/54105fig1.jpg" /> . 미세 유체 플랫폼 높은 처리량 단일 세포 분리 및 배양에 대한 동작 흐름도 도식 션 단세포 분리 및 클론 배양 동작 순서 4 단계 포함 플라스틱 팁으로 마이크로 채널에 I) 로드셀 및 수동 피펫; ⅱ) 주사기 펌프에 의해 구동되는 신선한 배지로 캡처되지 세포를 씻어; ⅲ) 플러그가 입구 및 출구 개구를 밀봉 한 후,은olated 세포는 장치를 젖혀 문화 우물에 캡처-우물에서 전송 된; 및 ⅳ) 문화 우물에서 클론 문화 (클론 원성 분석)을 수행합니다. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/54105/54105fig1large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a> <img alt="그림 2" src="/files/ftp_upload/54105/54105fig2.jpg" /> 그림 2. 사진과 미세 유체 단일 세포 분리 및 배양 플랫폼의 SEM 이미지. (A) 단일 세포 배양 용 마이크로와 마이크로 웰 구조를 보여줍니다 붉은 염료와 함께로드 미세 유체 플랫폼입니다. (B) 마이크로 유체 플랫폼 3 개의 단일 세포 클론 분리 및 배양 장치의 측면도 보여주는 절단 장치에서 촬영 대표적인 이미지. 스케일 바 : 100 μm의. 단일 세포 배양 물 (C)과 촬영의 SEM 이미지 (D </strong&gt;) 서로 다른 크기의 구조 (마이크로 웰). 마이크로 웰의 크기는 특정 유형의 세포 및 배양 전략 조정될 수있다. 스케일 바 :. 1mm <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/54105/54105fig2large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a> <img alt="그림 3" src="/files/ftp_upload/54105/54105fig3.jpg" /> 그림 3. KT98, A549 및 MDA-MB-435 마이크로 유체 플랫폼에서 단일 세포 분리 효율. (A)가 캡처되지 세포를 멀리 세척 후 캡처 웰에서 캡처 KT98, A549 및 MDA-MB-435 세포의 효율 . 세포의 포집 효율은 세 가지 세포 유형에서 85.16 %로 67.80 %로되었다. (B) 전체 문화 우물의 단일 셀 비율 (슬래시 바) KT98 및 MDA-MB-435에 대한 이상 76 %,하지만 A549에 대한 61.63 %였다. (C) 개별 KT98 단일 셀의 대표 화상클론 문화에 대한 큰 문화 우물에서 격리 (셀 추적기로 염색 빨간색). 스케일 바 : 300 μm의. KT98 세포 모델의 셀이 차지하는 문화 우물에서 (D) 셀 번호입니다. 배양 웰의 비율이 단일 셀과 77.3 %였다없이 세포 16.31 %, 두 셀, 3 개 이상의 셀이 0.43 %와 5.96 %. 오차 막대는 ± 표준 편차로 표시됩니다. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/54105/54105fig3large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a> <img alt="그림 4" src="/files/ftp_upload/54105/54105fig4.jpg" /> 그림 4. 세포 배양, 클론 원성 분석하고, 7 일 이내의 미세 유체 플랫폼에서 격리 된 A549 세포의 세포 이질성 연구. (A)는 고립 된 단일 세포는 성장과 문화 웰의 셀 식민지로 확산. (B) 격리 된 단일 셀은 7 일 이내 후에, 살아 있지만, 분할하지 않았다문화. 스케일 바 : 100 μm의. (C) 7 일 동안 배양 한 후 이종 성장 패턴을 나타내 격리 단일 셀. 오차 막대는 ± 표준 편차로 표시됩니다. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/54105/54105fig4large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a>

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A Microfluidic Platform for High-throughput Single-cell Isolation and Culture

Here, we present a protocol for isolating and culturing single cells with a microfluidic platform, which utilizes a new microwell design concept to allow for high-efficiency single cell isolation and long-term clonal culture.

높은 처리량 단일 세포의 분리 및 문화를위한 미세 유체 플랫폼

Studying the heterogeneity of single cells is crucial for many biological questions, but is technically difficult. Thus, there is a need for a simple, yet ...

a-microfluidic-platform-for-high-throughput-single-cell-isolation

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Bioengineering

11.2K 조회수.  National Health Research Institutes, Taiwan. Here, we present a protocol for isolating and culturing single cells with a microfluidic platform, which utilizes a new microwell design concept to allow for high-efficiency single cell isolation and long-term clonal culture. 

비디오: A Microfluidic Platform for High-throughput Single-cell Isolation and Culture

High-throughput Protein Expression Generator Using a Microfluidic Platform

Rapidly increasing fields, such as systems biology, require the development and implementation of new technologies, enabling high-throughput and high-fidelity measurements of large systems. Microfluidics promises to fulfill many of these requirements, such as performing high-throughput screening experiments on-chip, encompassing biochemical, biophysical, and cell-based assays1. Since the early days of microfluidics devices, this field has drastically evolved, leading to the development of microfluidic large-scale integration2,3. This technology allows for the integration of thousands of micromechanical valves on a single device with a postage-sized footprint (Figure 1). We have developed a high-throughput microfluidic platform for generating in vitro expression of protein arrays (Figure 2) named PING (Protein Interaction Network Generator). These arrays can serve as a template for many experiments such as protein-protein 4, protein-RNA5 or protein-DNA6 interactions.
The device consist of thousands of reaction chambers, which are individually programmed using a microarrayer. Aligning of these printed microarrays to microfluidics devices programs each chamber with a single spot eliminating potential contamination or cross-reactivity Moreover, generating microarrays using standard microarray spotting techniques is also very modular, allowing for the arraying of proteins7, DNA8, small molecules, and even colloidal suspensions. The potential impact of microfluidics on biological sciences is significant. A number of microfluidics based assays have already provided novel insights into the structure and function of biological systems, and the field of microfluidics will continue to impact biology.

We present a microfluidic approach for the expression of protein arrays. The device consists of thousands of reaction chambers controlled by micro-mechanical valves. The microfluidic device is mated to a microarray-printed gene library. These genes are then transcribed and translated on-chip, resulting in a protein array ready for experimental use.

마이크로 유체 플랫폼을 사용하여 높은 처리량 단백질 표현 생성기

Rapidly increasing fields, such as systems biology, require the development and implementation of new technologies, enabling high-throughput and ...

연구

생체공학

High Throughput Single-cell and Multiple-cell Micro-encapsulation

Microfluidic encapsulation methods have been previously utilized to capture cells in picoliter-scale aqueous, monodisperse drops, providing confinement from a bulk fluid environment with applications in high throughput screening, cytometry, and mass spectrometry. We describe a method to not only encapsulate single cells, but to repeatedly capture a set number of cells (here we demonstrate one- and two-cell encapsulation) to study both isolation and the interactions between cells in groups of controlled sizes. By combining drop generation techniques with cell and particle ordering, we demonstrate controlled encapsulation of cell-sized particles for efficient, continuous encapsulation. Using an aqueous particle suspension and immiscible fluorocarbon oil, we generate aqueous drops in oil with a flow focusing nozzle. The aqueous flow rate is sufficiently high to create ordering of particles which reach the nozzle at integer multiple frequencies of the drop generation frequency, encapsulating a controlled number of cells in each drop. For representative results, 9.9 &mu;m polystyrene particles are used as cell surrogates. This study shows a single-particle encapsulation efficiency Pk=1 of 83.7% and a double-particle encapsulation efficiency Pk=2 of 79.5% as compared to their respective Poisson efficiencies of 39.3% and 33.3%, respectively. The effect of consistent cell and particle concentration is demonstrated to be of major importance for efficient encapsulation, and dripping to jetting transitions are also addressed. 
Introduction 
Continuous media aqueous cell suspensions share a common fluid environment which allows cells to interact in parallel and also homogenizes the effects of specific cells in measurements from the media. High-throughput encapsulation of cells into picoliter-scale drops confines the samples to protect drops from cross-contamination, enable a measure of cellular diversity within samples, prevent dilution of reagents and expressed biomarkers, and amplify signals from bioreactor products. Drops also provide the ability to re-merge drops into larger aqueous samples or with other drops for intercellular signaling studies.1,2 The reduction in dilution implies stronger detection signals for higher accuracy measurements as well as the ability to reduce potentially costly sample and reagent volumes.3 Encapsulation of cells in drops has been utilized to improve detection of protein expression,4 antibodies,5,6 enzymes,7 and metabolic activity8 for high throughput screening, and could be used to improve high throughput cytometry.9 Additional studies present applications in bio-electrospraying of cell containing drops for mass spectrometry10 and targeted surface cell coatings.11 Some applications, however, have been limited by the lack of ability to control the number of cells encapsulated in drops. Here we present a method of ordered encapsulation12 which increases the demonstrated encapsulation efficiencies for one and two cells and may be extrapolated for encapsulation of a larger number of cells.
To achieve monodisperse drop generation, microfluidic "flow focusing" enables the creation of controllable-size drops of one fluid (an aqueous cell mixture) within another (a continuous oil phase) by using a nozzle at which the streams converge.13 For a given nozzle geometry, the drop generation frequency f and drop size can be altered by adjusting oil and aqueous flow rates Qoil and Qaq. As the flow rates increase, the flows may transition from drop generation to unstable jetting of aqueous fluid from the nozzle.14 
When the aqueous solution contains suspended particles, particles become encapsulated and isolated from one another at the nozzle. For drop generation using a randomly distributed aqueous cell suspension, the average fraction of drops Dk containing k cells is dictated by Poisson statistics, where Dk = &lambda;k exp(-&lambda;)/(k!) and &lambda; is the average number of cells per drop. The fraction of cells which end up in the "correctly" encapsulated drops is calculated using Pk = (k x Dk)/&Sigma;(k' x Dk'). The subtle difference between the two metrics is that Dk relates to the utilization of aqueous fluid and the amount of drop sorting that must be completed following encapsulation, and Pk relates to the utilization of the cell sample. As an example, one could use a dilute cell suspension (low &lambda;) to encapsulate drops where most drops containing cells would contain just one cell. While the efficiency metric Pk would be high, the majority of drops would be empty (low Dk), thus requiring a sorting mechanism to remove empty drops, also reducing throughput.15
Combining drop generation with inertial ordering provides the ability to encapsulate drops with more predictable numbers of cells per drop and higher throughputs than random encapsulation. Inertial focusing was first discovered by Segre and Silberberg16 and refers to the tendency of finite-sized particles to migrate to lateral equilibrium positions in channel flow. Inertial ordering refers to the tendency of the particles and cells to passively organize into equally spaced, staggered, constant velocity trains. Both focusing and ordering require sufficiently high flow rates (high Reynolds number) and particle sizes (high Particle Reynolds number).17,18 Here, the Reynolds number Re =uDh/&nu; and particle Reynolds number Rep =Re(a/Dh)2, where u is a characteristic flow velocity, Dh [=2wh/(w+h)] is the hydraulic diameter, &nu; is the kinematic viscosity, a is the particle diameter, w is the channel width, and h is the channel height. Empirically, the length required to achieve fully ordered trains decreases as Re and Rep increase. Note that the high Re and Rep requirements (for this study on the order of 5 and 0.5, respectively) may conflict with the need to keep aqueous flow rates low to avoid jetting at the drop generation nozzle. Additionally, high flow rates lead to higher shear stresses on cells, which are not addressed in this protocol. The previous ordered encapsulation study demonstrated that over 90% of singly encapsulated HL60 cells under similar flow conditions to those in this study maintained cell membrane integrity.12 However, the effect of the magnitude and time scales of shear stresses will need to be carefully considered when extrapolating to different cell types and flow parameters. The overlapping of the cell ordering, drop generation, and cell viability aqueous flow rate constraints provides an ideal operational regime for controlled encapsulation of single and multiple cells.
Because very few studies address inter-particle train spacing,19,20 determining the spacing is most easily done empirically and will depend on channel geometry, flow rate, particle size, and particle concentration. Nonetheless, the equal lateral spacing between trains implies that cells arrive at predictable, consistent time intervals. When drop generation occurs at the same rate at which ordered cells arrive at the nozzle, the cells become encapsulated within the drop in a controlled manner. This technique has been utilized to encapsulate single cells with throughputs on the order of 15 kHz,12 a significant improvement over previous studies reporting encapsulation rates on the order of 60-160 Hz.4,15 In the controlled encapsulation work, over 80% of drops contained one and only one cell, a significant efficiency improvement over Poisson (random) statistics, which predicts less than 40% efficiency on average.12
In previous controlled encapsulation work,12 the average number of particles per drop &lambda; was tuned to provide single-cell encapsulation. We hypothesize that through tuning of flow rates, we can efficiently encapsulate any number of cells per drop when &lambda; is equal or close to the number of desired cells per drop. While single-cell encapsulation is valuable in determining individual cell responses from stimuli, multiple-cell encapsulation provides information relating to the interaction of controlled numbers and types of cells. Here we present a protocol, representative results using polystyrene microspheres, and discussion for controlled encapsulation of multiple cells using a passive inertial ordering channel and drop generation nozzle.

Combining monodisperse drop generation with inertial ordering of cells and particles, we describe a method to encapsulate a desired number of cells or particles in a single drop at kHz rates. We demonstrate efficiencies twice exceeding those of unordered encapsulation for single- and double-particle drops.

높은 처리량 마이크로 캡슐 단일 셀 및 다중 셀

Microfluidic encapsulation methods have been previously utilized to capture cells in picoliter-scale aqueous, monodisperse drops, providing confinement ...

CometChip: A High-throughput 96-Well Platform for Measuring DNA Damage in Microarrayed Human Cells

DNA damaging agents can promote aging, disease and cancer and they are ubiquitous in the environment and produced within human cells as normal cellular metabolites. Ironically, at high doses DNA damaging agents are also used to treat cancer. The ability to quantify DNA damage responses is thus critical in the public health, pharmaceutical and clinical domains. Here, we describe a novel platform that exploits microfabrication techniques to pattern cells in a fixed microarray. The &#8216;CometChip&#8217; is based upon the well-established single cell gel electrophoresis assay (a.k.a. the comet assay), which estimates the level of DNA damage by evaluating the extent of DNA migration through a matrix in an electrical field. The type of damage measured by this assay includes abasic sites, crosslinks, and strand breaks. Instead of being randomly dispersed in agarose in the traditional assay, cells are captured into an agarose microwell array by gravity. The platform also expands from the size of a standard microscope slide to a 96-well format, enabling parallel processing. Here we describe the protocols of using the chip to evaluate DNA damage caused by known genotoxic agents and the cellular repair response followed after exposure. Through the integration of biological and engineering principles, this method potentiates robust and sensitive measurements of DNA damage in human cells and provides the necessary throughput for genotoxicity testing, drug development, epidemiological studies and clinical assays.

We describe here a platform that allows comet assay detection of DNA damage with unprecedented throughput. The device patterns mammalian cells into a microarray and enables parallel processing of 96 samples. The approach facilitates analysis of base level DNA damage, exposure-induced DNA damage and DNA repair kinetics.

CometChip : Microarrayed 인간의 세포에서 DNA 손상을 측정하기위한 높은 처리량 96 글쎄 플랫폼

DNA damaging agents can promote aging, disease and cancer and they are ubiquitous in the environment and produced within human cells as normal cellular ...

High Throughput Microfluidic Rapid and Low Cost Prototyping Packaging Methods

In this work, 3 different packaging and assembly techniques are presented. They can be classified into two categories: one-time use and reusable packaging techniques.
The one-time use packaging technique employs UV-based and temperature curing epoxies to connect microtubes to access holes, wire-bonding for integrated circuit connections, and silver epoxy for electrical connections. This method is based on a robust assembly technique that can support relatively high pressure close to 1 psi and does not need any support to strengthen the microfluidic architecture.
Reusable packaging techniques consist of PDMS-based microtube interconnectors and anisotropic adhesive films for electrical connections. These devices are more sensitive and fragile. Consequently, Plexiglas support is added to the microfluidic structure to improve the electrical contact when anisotropic adhesive films are used, and also to strengthen the microfluidic architecture. In addition, a micromanipulator is needed to maintain tubes while using a thin PDMS layer to connect them to the access holes. Different PDMS layer thicknesses, ranging from 0.45-3 mm, are tested to compare the best adherence versus injection rates. Applied injection rates are varied from 50-300 &#956;l/hr for 0.45-3 mm PDMS layers, respectively. These techniques are mainly applicable for low-pressure applications. However, they can be extended for high-pressure ones through plasma-oxygen process to permanently seal the PDMS to glass substrates. The main advantage of this technique, besides the fact that it is reusable, consists of keeping the device observable when the microchannel length is very short (in the range of 3 mm or lower).

In this article we describe different techniques for microfluidic rapid prototyping platforms. The proposed techniques are based on ultraviolet (UV) sensitive and temperature curing epoxies, polydimethylsiloxane (PDMS) based tubing, wire-bonding, and anisotropic adhesive films. The assembling procedures presented are developed for both one-time use devices as well as reusable microfluidic systems.

높은 처리량 마이크로 유체 신속하고 저렴한 비용으로 프로토 타입 포장 방법

In this work, 3 different packaging and assembly techniques are presented. They can be classified into two categories: one-time use and reusable packaging ...

Cell Squeezing as a Robust, Microfluidic Intracellular Delivery Platform

Rapid mechanical deformation of cells has emerged as a promising, vector-free method for intracellular delivery of macromolecules and nanomaterials. This technology has shown potential in addressing previously challenging applications; including, delivery to primary immune cells, cell reprogramming, carbon nanotube, and quantum dot delivery. This vector-free microfluidic platform relies on mechanical disruption of the cell membrane to facilitate cytosolic delivery of the target material. Herein, we describe the detailed method of use for these microfluidic devices including, device assembly, cell preparation, and system operation. This delivery approach requires a brief optimization of device type and operating conditions for previously unreported applications. The provided instructions are generalizable to most cell types and delivery materials as this system does not require specialized buffers or chemical modification/conjugation steps. This work also provides recommendations on how to improve device performance and trouble-shoot potential issues related to clogging, low delivery efficiencies, and cell viability.

Rapid mechanical deformation of cells has emerged as a promising, vector-free method for intracellular delivery of macromolecules and nanomaterials. This protocol provides detailed steps on how to use the system for a broad range of applications.

강력한, 미세 유체 세포 내 전달 플랫폼으로 휴대 뒤쪽에서

Rapid mechanical deformation of cells has emerged as a promising, vector-free method for intracellular delivery of macromolecules and nanomaterials. This ...

Microfluidic Platform with Multiplexed Electronic Detection for Spatial Tracking of Particles

Microfluidic processing of biological samples typically involves differential manipulations of suspended particles under various force fields in order to spatially fractionate the sample based on a biological property of interest. For the resultant spatial distribution to be used as the assay readout, microfluidic devices are often subjected to microscopic analysis requiring complex instrumentation with higher cost and reduced portability. To address this limitation, we have developed an integrated electronic sensing technology for multiplexed detection of particles at different locations on a microfluidic chip. Our technology, called Microfluidic CODES, combines Resistive Pulse Sensing with Code Division Multiple Access to compress 2D spatial information into a 1D electrical signal. In this paper, we present a practical demonstration of the Microfluidic CODES technology to detect and size cultured cancer cells distributed over multiple microfluidic channels. As validated by the high-speed microscopy, our technology can accurately analyze dense cell populations all electronically without the need for an external instrument. As such, the Microfluidic CODES can potentially enable low-cost integrated lab-on-a-chip devices that are well suited for the point-of-care testing of biological samples.

We demonstrate a microfluidic platform with an integrated surface electrode network that combines resistive pulse sensing (RPS) with code division multiple access (CDMA), to multiplex detection and sizing of particles in multiple microfluidic channels.

입자의 공간 추적을위한 멀티 플렉스 전자 감지와 미세 유체 플랫폼

Microfluidic processing of biological samples typically involves differential manipulations of suspended particles under various force fields in order to ...

A High-throughput Cell Microarray Platform for Correlative Analysis of Cell Differentiation and Traction Forces

Microfabricated cellular microarrays, which consist of contact-printed combinations of biomolecules on an elastic hydrogel surface, provide a tightly controlled, high-throughput engineered system for measuring the impact of arrayed biochemical signals on cell differentiation. Recent efforts using cell microarrays have demonstrated their utility for combinatorial studies in which many microenvironmental factors are presented in parallel. However, these efforts have focused primarily on investigating the effects of biochemical cues on cell responses. Here, we present a cell microarray platform with tunable material properties for evaluating both cell differentiation by immunofluorescence and biomechanical cell&#8211;substrate interactions by traction force microscopy. To do so, we have developed two different formats utilizing polyacrylamide hydrogels of varying Young&#39;s modulus fabricated on either microscope slides or glass-bottom Petri dishes. We provide best practices and troubleshooting for the fabrication of microarrays on these hydrogel substrates, the subsequent cell culture on microarrays, and the acquisition of data. This platform is well-suited for use in investigations of biological processes for which both biochemical (e.g., extracellular matrix composition) and biophysical (e.g., substrate stiffness) cues may play significant, intersecting roles.

Cell differentiation is regulated by a host of microenvironmental factors, including both matrix composition and substrate material properties. We describe here a technique utilizing cell microarrays in conjunction with traction force microscopy to evaluate both cell differentiation and biomechanical cell&#8211;substrate interactions as a function of microenvironmental context.

세포 분화 및 견인 힘의 상관 관계 분석을위한 높은 처리량 세포 마이크로 어레이 플랫폼

Microfabricated cellular microarrays, which consist of contact-printed combinations of biomolecules on an elastic hydrogel surface, provide a tightly ...

A Microfluidic Platform for Longitudinal Imaging in Caenorhabditis elegans

In the last decade, microfluidic techniques have been applied to study small animals, including the nematode Caenorhabditis elegans, and have proved useful as a convenient live imaging platform providing capabilities for precise control of experimental conditions in real time. In this article, we demonstrate live imaging of individual worms employing WormSpa, a previously-published custom microfluidic device. In the device, multiple worms are individually confined to separate chambers, allowing multiplexed longitudinal surveillance of various biological processes. To illustrate the capability, we performed proof-of-principle experiments in which worms were infected in the device with pathogenic bacteria, and the dynamics of expression of immune response genes and egg laying were monitored continuously in individual animals. The simple design and operation of this device make it suitable for users with no previous experience with microfluidic-based experiments. We propose that this approach will be useful for many researchers interested in longitudinal observations of biological processes under well-defined conditions.

A Microfluidic Platform for Longitudinal Imaging in Caenorhabditis elegans

In this article, we demonstrate live imaging of individual worms employing a custom microfluidic device. In the device, multiple worms are individually confined to separate chambers, allowing multiplexed longitudinal surveillance of various biological processes.

꼬마 선 충 에 경도 이미징을 위한 미세 플랫폼

In the last decade, microfluidic techniques have been applied to study small animals, including the nematode Caenorhabditis elegans, and have proved ...

An Ultrahigh-throughput Microfluidic Platform for Single-cell Genome Sequencing

Sequencing technologies have undergone a paradigm shift from bulk to single-cell resolution in response to an evolving understanding of the role of cellular heterogeneity in biological systems. However, single-cell sequencing of large populations has been hampered by limitations in processing genomes for sequencing. In this paper, we describe a method for single-cell genome sequencing (SiC-seq) which uses droplet microfluidics to isolate, amplify, and barcode the genomes of single cells. Cell encapsulation in microgels allows the compartmentalized purification and tagmentation of DNA, while a microfluidic merger efficiently pairs each genome with a unique single-cell oligonucleotide barcode, allowing &gt;50,000 single cells to be sequenced per run. The sequencing data is demultiplexed by barcode, generating groups of reads originating from single cells. As a high-throughput and low-bias method of single-cell sequencing, SiC-seq will enable a broader range of genomic studies targeted at diverse cell populations.

Single-cell sequencing reveals genotypic heterogeneity in biological systems, but current technologies lack the throughput necessary for the deep profiling of community composition and function. Here, we describe a microfluidic workflow for sequencing &gt;50,000 single-cell genomes from diverse cell populations.

단일 셀 게놈 시퀀싱 초고 처리량 미세 플랫폼

Sequencing technologies have undergone a paradigm shift from bulk to single-cell resolution in response to an evolving understanding of the role of ...

A Microfluidic Platform for Stimulating Chondrocytes with Dynamic Compression

Mechanical stimuli are known to modulate biological functions of cells and tissues. Recent studies have suggested that compressive stress alters growth plate cartilage architecture and results in growth modulation of long bones of children. To determine the role of compressive stress in bone growth, we created a microfluidic device actuated by pneumatic pressure, to dynamically (or statically) compress growth plate chondrocytes embedded in alginate hydrogel cylinders. In this article, we describe detailed methods for fabricating and characterizing this device. The advantages of our protocol are: 1) Five different magnitudes of compressive stress can be generated on five technical replicates in a single platform, 2) It is easy to visualize cell morphology via a conventional light microscope, 3) Cells can be rapidly isolated from the device after compression to facilitate downstream assays, and 4) The platform can be applied to study mechanobiology of any cell type that can grow in hydrogels.

This article provides detailed methods for fabricating and characterizing a pneumatically actuating microfluidic device for chondrocyte compression.

동적 압축으로 연골 세포 자극을 위한 미세 유체 플랫폼

Mechanical stimuli are known to modulate biological functions of cells and tissues. Recent studies have suggested that compressive stress alters growth ...