Work in S.M.'s laboratory is funded by recruitment grants from CPRIT (R1220) and NIH (1R01GM113023-01).

성인 마우스 뇌에서 neurosphere를 1. 분리 <ol><li> 이소 플루 란의 과다 복용으로 (약 2 개월) 성인 마우스를 안락사. 마우스가 호흡을 중단하고 사망 직후 해부 것을 다시 확인. </li><li> 가위를 사용하여 두개골을 열 수있는 중간 선 절개를합니다. 뇌를 제거합니다. </li><li> 얼음에 10cm 접시에 차가운 PBS의 뇌를 놓습니다. 측뇌실 48에서 SVZ를 얻기 위해 전체 마운트 박리 방법을 따른다. </li><li> 1.5 ㎖의 튜브에 측뇌실 배치 PBS에 0.05 % 트립신 EDTA 500 μL를 추가하고, 수욕에서 37 ℃에서 15 분 동안 튜브를 배양한다. </li><li> 15 분 후, 정지 배지 500 μL를 추가 부드럽게 피펫 20 - 1 mL의 팁 30 회. 피펫 팅하는 동안 공기 방울을 형성하지 마십시오. 참고 :이 단계는 세포 생존에 중요합니다. </li><li> 8 분 동안 500 XG에서 세포를 스핀 다운. 상등액을 버리고 PBS 1 mL를 넣어 재현 탁의 t완만 한 ML 팁 배를 피펫 팅 그 세포. </li><li> 8 분 동안 500에서 스핀 다운 XG. 1 mL의 팁을 사용하여 상층 액을 제거하고 기본 배지 1 ㎖를 추가한다. </li><li> (선택) 세포 파편이 관찰되면 70 μm의 세포 여과기를 통해 셀을 통과한다. </li><li> 혈구와 세포의 수를 계산; 일반적으로, 약 30,000 - 60,000 세포 / SVZ를 얻을 수있다. </li><li> 5 % CO 2, 37 ℃에서 NSC 배지 및 배양 10 ㎖와 10cm 접시에 한 SVZ에서 세포 접시. </li><li> 구체 (49) 사이의 융합을 피하기 위해 (선택), 5 % CO 2, 37 ℃에서 NSC 매체 문화 1.5 mL로 채워져있다 초저 결합 6- 웰 플레이트의 한 웰에 1,000 세포를 넣어. 주 5 ~ 7 일 후, neurosphere를 (그림 2A)을 관찰 할 수있다. 배양 기간은 마우스의 연령, 유전 적 배경과 다를 수 있습니다. </li><li> 문화를 유지하기 위해 3-4 일마다 NSC 매체의 2 ML을 추가합니다(기존 매체를 제거하지 마십시오). </li></ol> neurosphere를하고 Ciliogenesis 테스트의 차별화 용량 2. 분석 <ol><li> 분화 능력을 분석하는 분화 배지에서 부착 조건 neurosphere를 분석한다. </li><li> 오토 클레이브에 의해 또는 사용 전에 UV 노출을 12mm 원형 커버 슬립을 소독. 점착성 세포 배양 무균 조건 하에서 24 웰 플레이트의 웰에 멸균 12mm 원형 유리 커버를 넣어. </li><li> 코트 0.002 % 폴리 -L- 리신 (PLL) 500 μL와 10 초 동안 커버 유리. 용액을 흡인하고 10-15 분 동안 건조시킨다. </li><li> 라미닌 용액 (5 ㎍ / μL)의 500 μL를 추가합니다. 37 ° C에서 1 시간 동안 커버 유리를 인큐베이션. </li><li> 라미닌을 대기음 분화 배지 또는 NSC 매체 (미분화 대조군)의 500 μL를 추가한다. </li><li> 현미경으로 200 μL 팁 200 μm의 구형 - 분화 분석를 들어, 100을 선택하십시오. 더하다분화 배지 7-10 일 동안 24 웰 플레이트의 배양 웰에 각각 neurosphere를 5-10. </li><li> 미분화 neurosphere를 분석 NSC 매체 1-2 일 동안 24 웰 플레이트의 각 웰 배양 5-10 neurosphere를 추가한다. 첨부 neurosphere를 확산 및 단층 (그림 2B)로 성장한다. </li><li> 신중 배지를 제거한 후, RT에서 15 분 동안 PBS 중의 4 % 파라 포름 알데히드로 세포를 고정하고 RT에서 5 분 동안 PBS로 2 회 세척 하였다. 플레이트 1-2 개월 동안 4 ° C에 저장할 수 있습니다. 참고 : (신경 줄기 / 전구 세포 마커) 네 스틴에 대한 면역 염색을 수행 NSC 매체에서 신경 줄기 / 전구 세포 분화 배지에서 분화 된 세포를 시각화하기 위해, β-tubulin의 III (TUJ1 단일 클론, 신경 세포 마커), GFAP (폐해 섬유 성 산성 단백질 , 성상 세포 마커) 및 O4 (희소 돌기 아교 세포 마커) (도 2B-E). (Arl13b에 대한 주요 CI를 면역 염색을 수행 섬모를 분석하려면리아 마커)과 Gpr161 (섬모 GPCR) (도 3). </li><li> 슬라이드 글라스 위에 용액을 장착하여 커버 유리를 탑재. 여분의 용액을 제거하기 위해 슬라이드 글라스를 기울입니다. </li></ol> neurosphere를에 Ciliogenesis 3. 분석 <ol><li> 면역 neurosphere를 그대로하여 세포를 분석하기 위해, 배양 배지 1 mL의 전송은 1.5 ㎖의 튜브에 복수 neurosphere를 함유하고 8 분 동안 500에서 스핀 다운 XG. 15 분 동안 배지를 제거한 후, 4 % (PFA)와 구를 고정하고 PBS로 세척한다. 8 분 동안 500 XG 분야에서 스핀 다운 상등액을 제거하고, 4 ° C에서 30 %의 자당과 분야 O / N을 배양한다. </li><li> 1 mL의 팁을 사용하여 상층 액을 제거하고 1 mL의 절삭 팁을 사용하여 간섭 단층 용액 500 μL를 추가한다. OCT를 점성이기 때문에, 개구부를 넓게 선단 가장자리를 잘라. </li><li> 일회용 플라스틱 제빙 몰드 (10mm X 10mm X 5mm)로 neurosphere를 함유 OCT의 용액을 전송. </li><li> M 개의 동결적어도 15 분 동안 드라이 아이스에 세. </li><li> (선택 사항) 실험을 중지하고 최대 1 년 동안 -80 ° C의 냉동고에서 금형을 저장합니다. </li><li> 저온 유지 장치 (cryostat)을 가진 부분을 잘라; 부분의 두께는 15 내지 30 μm의이어야한다. </li><li> neurosphere에서 일차 섬모를 시각화하기 Arl13b에 대한 면역 염색 (도 4)을 수행한다. </li></ol> 4. 문화 neurosphere를하고 자기편 관한 지표의 통과 <ol><li> 항로 neurosphere를 구 크기는 100 ~ 200 μm의 사이에있는 동안; neurosphere를가 (300 μm의 이상) 너무 큰 경우, 그들은 실험에 적합하지 않습니다. </li><li> 1 mL의 팁을 사용하여 50 ㎖ 튜브에 neurosphere를 전송하고 8 분 동안 500에서 스핀 다운 XG. </li><li> 흡인기를 사용하여 상청액을 버리고 PBS에 0.05 % 트립신 EDTA 500 μL를 추가하고, 37 ℃에서 5 분 동안 배양한다. 트립신의 양은 구체의 개수에 따라 변한다. </li><li> 부드럽게 혈청 매체와 파이프의 500 μL를 추가1 mL의 팁과 t는 20 회. </li><li> 8 분 동안 500에서 스핀 다운 XG. 1 mL의 팁을 사용하여 상층 액을 제거하고 기본 배지 1 ㎖를 추가한다. </li><li> (선택 사항) 또는 해리되지 않은 세포 파편이 neurosphere를 보이면, 70 μm의 세포 여과기를 통해 셀을 통과한다. </li><li> 통로 NSC 배지에서 10,000 세포 / ㎠의 밀도로 10 cm 접시에 세포; 세포는 일주일 후 다음 통과를 위해 준비가 될 것입니다. </li><li> (선택) 500,000 내지 1,000,000 세포 / ㎖ 현탁액을 생성하기 위해 매체를 추가 동결 세포를 동결. 극저온 냉동 컨테이너를 사용하여 세포를 고정; 해리되지 않은 neurosphere를도 고정 할 수 있습니다. </li><li> 부착 성 배양에 50,000 세포 / PLL- 및 상 cm 2 세포를 1-2 일 동안 dillute NSC 매체로 커버 슬립하고, 배양을 라미닌 코팅. </li></ol> 5. 기아와 섬모의 분석 <ol><li> 기아 배지 (표 1)을 준비한다. </li><li> 1-2일 초기 PL 후또 다른 하나 개의 해리도 (제어) 및 기아 배지에서 NSC 매체, 변화도 (실험) 후 부착 세포의 ating. </li><li> 문화 24 시간 동안 자기편 세포. </li><li> RT에서 15 분 동안 PBS 중의 4 % PFA로 세포를 고정시키고 RT에서 5 분마다 PBS로 두 번 세척 하였다. </li><li> (선택 사항) 실험을 중지 1-2 개월 동안 4 ° C에서 PBS에서 커버 슬립으로 24 웰 플레이트를 저장합니다. </li><li> 7 (50)에 대한 면역 염색 프로토콜을 수행한다. </li><li> 장착 솔루션을 사용하여 커버 슬립을 마운트합니다. 어둠 속에서 실온에서 슬라이드 글라스 O / N을 건조. </li><li> 필요한 배율에서 복합 현미경 이미지 획득. 첨부 된 소프트웨어를 사용하여 제어 현미경, 카메라, 및 목표 (40X / 1.3 오일 및 63X / 1.4 오일)를 사용합니다. 0.5-0.8 ㎛의 간격 (도 5)에서 충분한 Z 섹션을 가지고. </li><li> 섬모 현지화의 정량 분석에 대한부착 세포는 DAPI 채널로보고 합류 세포와 3-8 연속 필드에서 이미지의 스택을 획득. ImageJ에 / 피지를 사용하여 차 섬모의 수를 정량화. 일반적으로&gt;는 ImageJ에 플러그인에서 &quot;셀 카운터&quot;도구를 사용 GPCR 양성 섬모를 가진 세포를 계산하는 대화 상자를 분석; 이미지 스택에서 최대 돌기 계산 수출 상업적 동일한 실험에서 모든 이미지 ImageJ에 / Fiji.Use 유사한 이미지 세기 및 콘트라스트 파라미터로부터도 내보낼 수있다. </li></ol> 6. neurosphere를 형질 <ol><li> 부착합니다 24 시간 동안 커버 슬립에 세포를 분해. 24- 웰 플레이트 중 하나의 웰에 500 μL NSC 매체 전형적 75,000 내지 150,000 세포 세포 밀도를 사용한다. </li><li> 5 초 동안 볼 텍싱하여 0.5 ㎖의 마이크로 튜브에 혈청 감소 배지 25 μL와 형질 감염 시약 150 μL를 섞는다. </li><li> 별도의 0.5 mL의 microtub에 독소가없는 플라스미드 DNA 2.5 μg의 추가감소 혈청 미디어의 25 μL를 포함, 5 초 동안 볼 텍싱에 의해 혼합 전자. </li><li> 제 모세관 함유 DNA로 형질 전환 시약 1 μL를 첨가하고 5 초 동안 볼 텍싱하여 혼합한다. </li><li> 제 마이크로 튜브에 DNA 함유 튜브에서 혼합물을 첨가하고 피펫 팅하여 혼합한다. </li><li> RT에서 10 내지 15 분 동안 혼합물을 인큐베이션. 배양 후, 부드럽게 NSC 매체의 상부 (500 μL / 웰)의 웰에 형질 믹스 적가. </li><li> 매체 (NSC 매체) 기아 배지 (500 μL / 웰)을 제어하기 위해 매체 (24) 시간 후 형질 변경. </li><li> 24 시간 후 4 % PFA로 매체를 변경하여 세포를 고정 및 면역 염색을 수행; 통상적으로, 10 %의 형질 도입 효율을이 프로토콜을 이용하여 얻어진다. </li></ol>

The authors declare no competing financial interests.

여기, 우리는 생성하고 성인 마우스 SVZ에서 neurosphere 문화를 유지하는 방법을 설명합니다. 다음과 같이 문화에 관한 몇 가지 관련 사항입니다. 200 μm의 - 먼저, 구의 크기는 일반적으로 50 사이이다. neurosphere 직경보다 큰 300 μm의를 가져 우리의 경험에서, 계대을위한 최적의 시간이 누락되었습니다. 이 큰 분야는 핵심에있는 죽은 세포가 포함되어 있습니다. neurosphere를 일반적으로 신경 줄기 / 전구 세포를 연구하는 데 사용됩니다 둘째, 이들 세포의 stemness를 유지하기 위해 EGF와 FGF-기본 (bFGF를)를 사용하는 것이 중요합니다. 따라서, FBS로 분화를 유도 요인, neurosphere를 유지하는 동안 피해야한다. 10 % FBS가 아스트로 사이트 (47)에 neurosphere를 구별 할 수 있음을 보여왔다. 셋째, 신경 세포의 분화 정도는 마우스의 나이에 따라 다릅니다 수 있습니다. 하나 neurosphere를 더 많은 신경 세포의 분화, 젊은 쥐를 원한다면 (출생 다Y 0)이 사용될 수있다. 새로운 문화를 시작하는 경우 넷째, neurosphere를의 분화 능력을 검사하는 것이 좋다. 다섯째, 우리의 방법은 미래의 실험적인 사용을 위해 설립 neurosphere 문화에서 동결과 해동을 할 수 있습니다. 해동 후, 세포는 전형적으로 폴리 -L- 라이신 또는 라미닌과 같은 접착없이 방추형 세포 성장. 이것은 세포에 동결 - 해동 손상이 발생할 수 있습니다. 통과하기 전에 80 % 합류 - 그들이 60이 될 때까지 성장 세포를 유지하는 것이 중요합니다. 통과 한 후, 세포는 일반적으로 neurosphere를로 성장하고 일반적으로 최대 5 계대 수 - 10 배. Neurosphere 기반 문화 방법은 우리가 섬모의 인신 매매와 신경 줄기 / 전구 세포 및 분화 된 신경 세포의 신호 전달 경로를 연구 할 수 있습니다. 우리는 부동 / 접착 및 차별화 된 neurosphere를에 차 섬모를 조사했다. neurosphere를 전체 범위에 걸쳐 섬모 시각화 여러 Z 섹션을 획득하는 것이 중요하다. 또한, 후방이들의 ER neurosphere를 접착 배양을 생성하고, 24 시간 동안 그 배고파, 대부분의 셀은 (도 5) 섬모하고 고아 GPCR, Gpr161 풍부한. 그러나 세포 내 액포 구조물에 부착 배양 결과 기아 연장. 따라서,주의 깊게 특정 실험 목적 기아 기간을 최적화하는 것이 중요하다. 현재 ciliogenesis에 대한 연구는 주로 몇 섬모에서 수행되며, 57 세포주를 불멸화. 이 세포주는 항상 충실이 필수적 생물학적 과정에있는 섬모의 역할을 연구하는 새로운 방법을 개발하고, 같은 GPCR에 또는 쉬 경로 기계 등의 신호 구성 요소를 표현에 신경 세포와 신경 줄기 / 전구 세포 요점을 되풀이하지 않습니다. 여기에 기재된 neurosphere 기반 방식은 우리가 신경 줄기 / 선조 세포와 DIFF의 맥락에서 GPCR 쉬 시그널링 포함 섬모 조절 세포 경로를 연구 할 수 있도록erentiated 뉴런.

일차 섬모는 미세 소관 기반의 동적 세포 내 구획하다는 태아 신경원 발달 (1, 2) 동안 소닉 헤지 호그 (쉬) 경로를 비롯한 세포 신호 전달 경로를 조정 감각 안테나, 성인 신경 기능 3 실형 세포 내 시그널링 4로서 기능 . 예 5 패치 (patch) 쉬 수용체 이들 경로의 구성 요소를 시그널링; 통로 활성제 평활화 (SMO) 6; 및 Gpr161 7 부정적인 쉬 경로를 조절 고아 G 단백질 연결 수용체 (GPCR)가 동적 방식으로 속눈썹에 지역화. 다수의 GPCR은 10 뇌 7, 8, 9에서 신경 세포의 섬모에 지역화보고되었다 </SUP&gt; 11, 12, 13, 14, 15, 16. 섬모 및 섬모 생성 신호 전달 경로의 여러 결함이 조직에 영향을 총칭 ciliopathies 17, 18, 19로 알려져있다. ciliopathy 질환 스펙트럼 흔히 안면 이상 20, 21, 22 등의 신경 발달 결함을 포함한다. 또한, 시상 하부 뉴런의 일차 섬모 중앙 포만 경로를 조정하고 결함 등 Bardet Biedel 증후군 24 syndromic ciliopathies 비만 미러링 복부 비만 23 초래한다. 또한, 시그널링 섬모 신경 펩타이드 수용체를 조절 CENTR알 물림 14, 11 경로. 예컨대 해마 뉴런 소마토스타틴 수용체 3과 아데 닐 레이트 사이 클라 III (ACIII)의 GPCR과의 섬모 제이션은 새로운 물체 인식 결함 25, 26 기억력 결핍의 결과와 모양체 (27)의 완전성이 부족 평행. 섬모 생성 시그널링 발달 측면 밀접 조직 항상성에 연결된다; 특히, 섬모는 소뇌 (28), (29)에서 과립 전구 세포에서 발생하는 쉬 - 서브 타입 medulloblastomas의 진행에 중요하다. 따라서, 차 섬모는 배아, 출생, 성인 신경 개발 및 기능 중에 중요한 역할을한다. 신경줄 기세포 (NSCs의)의 뇌실 영역 측뇌실의 (SVZ), 해마의 치아 이랑 (dentate gyrus)의 subgranular 영역 및 상주포유류 30, 31, 32 시상 하부에서의 제 3 뇌실 심실 영역. 관한 지표는 다 능성 있습니다 자기 갱신 능력을 소유하고, 두뇌 발달 및 재생 의학 (30)에 대한 중요하다. SVZ에서 대부분 관한 지표가 대기하고, 많은 경우에, 측면 뇌실 (33)에게 확장하는 고독한 차 섬모를 가지고있다. 특히 쉬, TGFβ 및 수용체 티로신 키나제 경로 2, 34, 35, 36에 대하여 하류 세포 반응을 유도하는 다양한 수용체의 위치 파악을 통해 일차 섬모 신호. 일차 섬모가 측뇌실 내로 연장하기 때문에,이 일차 섬모는 뇌척수액 (CSF) 37 NSCs을 활성화하는 사이토 카인이 검출되는 것으로 가정 </s&gt;까지. 최근의 연구는 쉬 신호 전달 경로 및 기본 섬모는 후각 상피 세포, 폐, 신장 38, 39, 40, 41 등의 여러 조직의 수리에 줄기 세포의 활성화 및 재생을위한 중요한 것이 좋습니다. 그러나, CSF 의해 NSCs의 메커니즘과 통신 일차 섬모 여부를 알 수없는 관여한다. 문화 자기편 관한 지표는 섬모된다 이러한 섬모의 SMO 및 Gpr161로 쉬 경로 구성 요소를 로컬 화; 42 반응 쉬입니다. 따라서 관한 지표는 쉬 경로를 연구하는 중요한 모델 시스템, 섬모 인신 매매 및 신경 세포 분화 경로 역할을 할 수 있습니다. 또한, NSCs의 차별화 된 신경 세포는 섬모 인신 매매 분석에 사용할 수 있습니다. neurosphere를이 neura의 확산에서 발생하는 자유 부동 세포의 클러스터로 구성되어있다특정 성장 인자와 비 접착면 (43), (44)의 존재하에 성장 L 줄기 / 선조 세포. neurosphere를 정상적인 개발 및 질병 31, 45, 46, 47에서 신경 줄기 / 전구 세포를 연구하기 위해 체외 배양 모델에서 중요한 역할을한다. 여기서, 우리는 신경 줄기 / 선조 세포를 배양 및 신경 / 신경교로의 분화를위한 neurosphere 기반 분석법을 설명한다. 우리는 특히 신경 줄기 / 전구 세포 및 분화 된 신경 세포 (그림 1)의 섬모 구성 요소를 신호의 인신 매매를 강조한다. 차 신경 세포를 배양 반대로, 차 neurosphere를은 문화에 상대적으로 쉽게 여러 구절 의무가 있고 사이클 해동의 동결 및 신경 / 교세포로 분화를받을 수 있습니다. 중요한 것은, 우리는 neurosphere 파생 신경을 결정줄기 / 선조 세포 및 분화 된 신경 세포 배양에서 섬모하고 이들 구획 섬모 기능에 중요한 신호 분자 지역화. Neurosphere 기반의 배양 방법은 NSCs의 차별화 된 신경 세포에서 ciliogenesis 및 섬모 인신 매매를 연구하기위한 이상적인 모델 시스템 역할을 할 수 있습니다.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>12 mm round cover glass</td>
			<td>Fisherbrand</td>
			<td>12-545-80&#160;</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>24 well plate</td>
			<td>Falcon</td>
			<td>353047</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4 % paraformaldehyde</td>
			<td>Affymetrix</td>
			<td>19943</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>50 ml tube</td>
			<td>Falcon</td>
			<td>352098</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>95 mm X 15 mm petri dish, slippable lid</td>
			<td>Fisherbrand</td>
			<td>FB0875714G</td>
			<td>10 cm dish</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>70 &#181;m cell strainer</td>
			<td>Falcon</td>
			<td>352350</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Alexa Fluor 488 Affinipure Donkey Anti-Rabbit IgG (H+L)</td>
			<td>Jackson Immunoresearch</td>
			<td>711-545-152</td>
			<td>Donkey anti Rabbit, Alexa 488 secondary antibody</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Arl13B, Clone N295B/66</td>
			<td>Neuromab</td>
			<td>AB_11000053</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>B-27 Supplement (50X), serum free</td>
			<td>ThermoFisher Scientific</td>
			<td>17504001</td>
			<td>B27</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Centrifuge</td>
			<td>Thermo scientific</td>
			<td>ST 40R</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cryogenic vial</td>
			<td>Corning</td>
			<td>430488</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DAPI</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>D9542-10MG</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Deoxyribonuclease I from bovine pancrease</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>D5025-15KU</td>
			<td>Dnase I</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dimethyl sulfoxide</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>D8418-100ML</td>
			<td>DMSO</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Disposable Vinyl Specimen Molds</td>
			<td>Sakura Tissue-Tek Cryomold</td>
			<td>4565</td>
			<td>10 mm X 10 mm X 5 mm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dulbecco&#39;s Phosphate Buffered Saline 10&#215;, Modified, without calcium chloride and magnesium chloride, liquid, sterile-filtered, suitable for cell culture</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>D1408-500ML</td>
			<td>PBS</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dumont #5 Forceps</td>
			<td>Fine science tools</td>
			<td>11254-20</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>FBS&#160;</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>F9026-500ML</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fluoromount-G solution</td>
			<td>Southern Biotech</td>
			<td>0100-01</td>
			<td>mounting solution</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>GFAP</td>
			<td>DAKO</td>
			<td>Z0334</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Goat anti Mouse IgG1 Secondary Antibody, Alexa Fluor 555 conjugate</td>
			<td>ThermoFisher Scientific</td>
			<td>A-21127</td>
			<td>Goat anti Mouse IgG1, Alexa 555 secondary antibody</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Goat anti Mouse IgG2a Secondary Antibody, Alexa Fluor 555 conjugate</td>
			<td>ThermoFisher Scientific</td>
			<td>A-21137</td>
			<td>Goat anti Mouse IgG2a, Alexa 555 secondary antibody</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gpr161</td>
			<td>home made</td>
			<td>N/A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>human bFGF</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>F0291</td>
			<td>FGF</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>hemocytometer</td>
			<td>Hausser Scientific</td>
			<td>0.100 mm deep</td>
			<td>improved neubauer</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isothesia</td>
			<td>Henry Schein</td>
			<td>NDC 11695-0500-2</td>
			<td>Isofluorane</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Laminin from Engelbreth-Holm-Swarm Sarcoma basement membrane</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>L2020</td>
			<td>Laminin</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>L-Glutamine (200mM)</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>G7513</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Lipofectamine 3000 Transfection Reagent</td>
			<td>ThermoFisher Scientific</td>
			<td>L3000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mr. Frosty</td>
			<td>Nalgene&#160;</td>
			<td>5100-0036</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>N-2 supplement (100X)</td>
			<td>ThermoFisher Scientific</td>
			<td>17502001</td>
			<td>N2</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Neurobasal medium</td>
			<td>Gibco</td>
			<td>21103-049</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Normal Donkey Serum</td>
			<td>Jackson ImmunoResearch</td>
			<td>017-000-121</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>OCT compound</td>
			<td>Sakura Tissue-Tek</td>
			<td>4583</td>
			<td>OCT</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Penicillin-Streptomycin</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>P4333-100ML</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Poly-L-lysine</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>P4707</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Recombinant human EGF protein, CF</td>
			<td>R and D systems</td>
			<td>236-EG-200</td>
			<td>EGF</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scissor</td>
			<td>Fine science tools</td>
			<td>14060-10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Superfrost plus microscope slide</td>
			<td>Fisher scientific</td>
			<td>12-550-15</td>
			<td>slides</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Triton X</td>
			<td>Bio-Rad</td>
			<td>161-0407</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Trypsin-EDTA solution (10X)</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>T4174-100</td>
			<td>Trypsin</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>COSTAR 6 Well Plate, With Lid Flat Bottom Ultra-Low Attachment Surface Polystyrene, Sterile</td>
			<td>Corning</td>
			<td>3471</td>
			<td>ultra-low binding 6 well plate</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>&#946;-tubulin III</td>
			<td>Covance</td>
			<td>MMS-435P</td>
			<td>TUJ1</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

using primary neurosphere cultures to study primary cilia

The primary cilium is fundamentally important for the proliferation of neural stem/progenitor cells and for neuronal differentiation during embryonic, postnatal, and adult life. In addition, most differentiated neurons possess primary cilia that house signaling receptors, such as G-protein-coupled receptors, and signaling molecules, such as adenylyl cyclases. The primary cilium determines the activity of multiple developmental pathways, including the sonic hedgehog pathway during embryonic neuronal development, and also functions in promoting compartmentalized subcellular signaling during adult neuronal function. Unsurprisingly, defects in primary cilium biogenesis and function have been linked to developmental anomalies of the brain, central obesity, and learning and memory deficits. Thus, it is imperative to study primary cilium biogenesis and ciliary trafficking in the context of neural stem/progenitor cells and differentiated neurons. However, culturing methods for primary neurons require considerable expertise and are not amenable to freeze-thaw cycles. In this protocol, we discuss culturing methods for mixed populations of neural stem/progenitor cells using primary neurospheres. The neurosphere-based culturing methods provide the combined benefits of studying primary neural stem/progenitor cells: amenability to multiple passages and freeze-thaw cycles, differentiation potential into neurons/glia, and transfectability. Importantly, we determined that neurosphere-derived neural stem/progenitor cells and differentiated neurons are ciliated in culture and localize signaling molecules relevant to ciliary function in these compartments. Utilizing these cultures, we further describe methods to study ciliogenesis and ciliary trafficking in neural stem/progenitor cells and differentiated neurons. These neurosphere-based methods allow us to study cilia-regulated cellular pathways, including G-protein-coupled receptor and sonic hedgehog signaling, in the context of neural stem/progenitor cells and differentiated neurons.

일주일 NSC 매체에 SVZ에서 세포 도금 후 부동 neurosphere를는 (도 2A)를 관찰 하였다. 구체의 크기는 50 ~ 200㎛ 사이에서 변화. 구체는 신경 줄기 / 전구 세포에서 파생 된 경우 검사하려면 neurosphere를가 PLL-과에 도금 된 2 일 동안 NSC 매체의 커버 슬립을 라미닌 코팅. 그들은 다음 신경 줄기 / 전구 세포 마커, 네 스틴에 대한 면역 염색되었다. 이틀은 구체가 커버 슬립에 부착하고 세포의 단층으로 성장 할 수 있도록 필요했다. 세포의 단층은 네 스틴 (도 2B)에 양성이었다. neurosphere를의 분화 능력을 검사하기 위해, 우리는 PLL-과에 2 장에 설명 된 단계에 따라 그들을 도금 7~10일에 대한 분리하지 않고 차별화 매체에서 커버 슬립을 라미닌을 코팅. 그것은 차별화를 위해 적어도 일주일에 걸립니다. neurosphere를은 커버 슬립에 부착 확장에드는 세포의 단층으로 성장합니다. 우리는 세포를 고정하고 신경 세포, 성상 세포 및 희소 돌기 아교 세포 마커에 대한 면역 염색. 우리는 β-tubulin의 III-긍정적 인 뉴런, GFAP 양성 성상 세포로 분화 부착 neurosphere를 관찰하고, O4 양성 희소 돌기 아교 세포 (그림 2C-E). 따라서, 다 능성 neurosphere를가 성인 마우스 SVZ에서 파생 될 수있다. 자기편의 neurosphere를 차별화 된 뉴런 차 섬모이 있는지 확인하기 위해, 우리는 Arl13b (주 섬모 마커) 51 Gpr161 (섬모 지역화 GPCR) (7)에 대한 면역 염색. 모든 신경 세포가 52, 53, 54 양성을 ACIII하지 않는 동안 우리 ARL13B-mCherry을 표현 가능한 마우스 모델에서의 경험, 개발 마우스 피질과 연구에서, (모든 경우) 대부분의 뇌에서 신경 세포의 섬모는 Arl13b을 표현한다. 목들, 우리는 주로 신경 세포의 섬모를 감지하는 Arl13b에 의존하고 있습니다. 우리는 일차 섬모 neurosphere를 부착하고 (도 3a)의 전구 세포의 섬모 및 분화 신경 세포 (도 3b)에 Gpr161 지역화 검출. 따라서, 부착 neurosphere를 차별화 계보 배양 섬모 시그널링 분자 지역화된다. 우리는 단면 neurosphere를에서 신경 줄기 / 전구 세포 (그림 4A-B)에 차 섬모를 관찰 섹션 3에 설명 된대로 부동 neurosphere를 차 섬모를 가지고 있는지 확인하려면, 우리는 고정 후 부동 neurosphere를를 저온 절단. 하나의 Z 평면의 기본 속눈썹을 검토 어렵 기 때문에 완전히 차 섬모를 시각화 neurosphere를 통해 Z-섹션을 확보하는 것이 중요합니다. 요약하면, 미분화 neurosphere를 섬모와 비 섬모 세포의 이종 인구를 가지고있다. <p class="jove_content" fo: 유지-together.within 페이지 = &quot;1&quot;&gt; 신경 줄기 / 전구 세포의 ciliogenesis을 분석하기 위해, 우리는 neurosphere를 해리와 PLL- 및 라미닌 - 코팅 된 커버 슬립에 세포를 도금. 기아 배지에서이를 배양 한 후, 우리는 NSC 매체 (%의 ciliation) (도 5A-B)에서 배양 것에 비해 Arl13b 의해 검출 된, 섬모의 증가 비율을 관찰 하였다. 또, (% Gpr161 양성 섬모 / Arl13b 양성 섬모) (도 5A-B)에 기아 Gpr161 양성 섬모의 증가 수를 주목 하였다. 흥미롭게도, 미분화 된 인간 배아 줄기 세포주를 사용하여 이전의 연구 문화에서 인간 배아 줄기 세포가 일차 섬모 (55)을 가지고 있음을 보여 주었다. 수와 이들 세포주에서 혈청 기아에 따라 섬모 증가의 길이,이 섬모도 쉬 기계의 구성 요소를 가지고있다. 우리는 또한 접착 성 신경 줄기 / progenito 형질6 절에 설명 된 바와 같이 R 셀, 우리는 일반적으로 실험실 (도 6) 일차 배양 신경 세포와 유사한 최대 10 %의 형질 도입 효율성을 검출. <table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody><tr><td> 해결책 </td><td> 구성 요소 </td></tr><tr><td> 1X PBS </td><td> 10 배 PBS 멸균 된 물을 희석 </td></tr><tr><td> NSC 매체 </td><td> 2ml의 50X B27 </td></tr><tr><td></td><td> 1 mL의 100X N2 </td></tr><tr><td></td><td> 1 mL의 200 mM의 L- 글루타민 </td></tr><tr><td></td><td> 1 mL의 100X 펜 / 스트렙토 </td></tr><tr><td></td><td> 염기성 FGF-(인간의 bFGF) (원액 25 NG /로 Neurobasal 배지 mL)을 100 mL의 배지 20 NG / ㎖ 또는 2 mg의 총 </td></tr><tr><td></td><td> EGF (원액 25 NG /로 Neurobasal 배지 mL)을 100 mL의 배지 20 NG / ㎖ 또는 2 mg의 총 </td></tr><tr><td></td><td> 95 mL의 기초 배지 </td></tr><tr><td> 인간 FGF-기본 (인간의 bFGF) </td><td> 상업용 인간 bFGF를 25 μg의 병에 1 mL의 기초 배지 </td></tr><tr><td></td><td> -20 ° C 이하에서 멸균 마이크로 튜브에 보관합니다. 하나의 80 μL 나누어지는 2 ㎍ / 100 mL의 NSC 미디어를 사용합니다. </td></tr><tr><td> EGF </td><td> 상업 EGF 20 μg의 병에 8 mL의 기저 매체를 추가 </td></tr><tr><td></td><td> -20 ° C 이하에서 멸균 마이크로 튜브를 저장합니다. 하나의 80 μg의 나누어지는 / 100 mL의 미디어를 사용합니다. </td></tr><tr><td> 중지 매체 </td><td> 1 mL의 FBS </td></tr><tr><td></td><td> 75 U의 DNase I (PBS에서 75 U / UL) </td></tr><tr><td></td><td> 9 mL의 PBS </td></tr><tr><td> 혈청 배지 </td><td> 1 mL의 FBS </td></tr><tr><td></td><td> 9 mL의 기저 매체 </td></tr><tr><td> 냉동 매체 </td><td> 4 mL의 DMSO </td></tr><tr><td></td><td> 24 mL의 기초 배지 </td></tr><tr><html><td></td><td> 12 mL의 30 % FBS </td></tr><tr><td> 차별화 매체 </td><td> 90 mL의 기초 배지 </td></tr><tr><td></td><td> 5 mL의 5 % FBS </td></tr><tr><td></td><td> 1 mL의 100X 펜 / 스트렙토 </td></tr><tr><td></td><td> 1 mL의 200 mM의 L- 글루타민 </td></tr><tr><td></td><td> 1 mL의 100X N2 </td></tr><tr><td></td><td> 2ml의 50X B27 </td></tr><tr><td></td><td> 염기성 FGF-(인간의 bFGF) (25 NG의 원액 /로 Neurobasal 배지 mL)을 100 mL의 10 NG / ㎖, 1 mg의 총 </td></tr><tr><td> 기아 매체 </td><td> 95 mL의 기초 배지 </td></tr><tr><td></td><td> 1 mL의 100X 펜 / 스트렙토 </td></tr><tr><td></td><td> 1 mL의 200 mM의 L- 글루타민 </td></tr><tr><td></td><td> 1 mL의 100X N2 </td></tr><tr><td></td><td> 2ml의 50X B27 </td></tr></tbody></table> 표 1 : 솔루션의 레시피. 1 &quot;&gt; :&quot;유지 - together.within 페이지 = FO &quot;ve_content <img alt="그림 1" src="/files/ftp_upload/55315/55315fig1.jpg" /> 그림 1 : Neurosphere 문화와 차별화 프로토콜의 개요 도표. <a href="https://ecsource-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/55315/55315fig1large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a> <img alt="그림 2" src="/files/ftp_upload/55315/55315fig2.jpg" /> 그림 2 : neurosphere를 전시 차별화 용량. (A)는 주제 neurosphere를 나타낸다. (B) neurosphere를 2 일 동안 NSC 매체와 PLL- 라미닌 코팅 커버 슬립 상에 도금하고, 네 스틴에 대해 (신경 줄기 / 선조 세포 마커)에 면역 염색 하였다. (CE)가 neurosphere를 PLL- 상과 (2)에서 설명한 단계에 따라 배양 하였다 7일 witho 위해 분화 배지에서 커버 슬립을 라미닌 코팅UT 해리; 결정된; 및 β-III 튜 불린 (신경 세포 마커), GFAP (성상 세포 마커) 및 O4 (희소 돌기 아교 세포 마커)에 대한 면역 염색. 핵은 DAPI로 염색 하였다. 스케일 바 = 100 μm의. <a href="https://ecsource-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/55315/55315fig2large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a> <img alt="그림 3" src="/files/ftp_upload/55315/55315fig3.jpg" /> 그림 3 : 자기편 차별화 된 neurosphere를에 neurosphere를 뉴런이 섬모 있습니다. (A) 해리되지 않은 neurosphere를 2 대 D NSC 매체 코팅 커버 슬립 상에 플레이 팅 하였다; 결정된; 및 Gpr161 (녹색), Arl13b (적색), 및 DNA (파란색)에 대한 면역 염색. (B) 분화 된 신경 세포는 Gpr161 (녹색), Arl13b (빨강, A) 또는 β-튜 불린 III (적색, B), 및 DNA (블루)에 대한 면역 염색 하였다. 흰색 화살표는 섬모의 Gpr161 현지화를 나타냅니다.(A)의 우측 패널은 흰색 화살표로 나타내는 일차 섬모의 확대도. 흰색 박스 - 신경 세포에서 양성 Gpr161 섬모는 (B)의 우측에 도시된다. 배율 = 10 ㎛의 (A); 50㎛의 (B). <a href="https://ecsource-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/55315/55315fig3large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a> <img alt="그림 4" src="/files/ftp_upload/55315/55315fig4.jpg" /> 그림 4 : 부동는 미분화 neurosphere를이 섬 모세포를 가지고있다. 플로팅 neurosphere를는 OCT에서 삽입 고정 저온 절단 및 Arl13b (적색)과 DNA에 대해 면역을 위해 처리 하였다. neurosphere에서 Arl13b 양성 일차 섬모 나타낸다. (A)에서 패널은 neurosphere 0.8 ㎛의 간격 (Z) (14) 섹션의 최대 강도의 투영이다. 패널의 (B)는 (C)의 확대도를 보여주는(A)의 흰색 박스 영역 iliated 세포. 숫자 1 내지 14 개인, Z 부분을 나타낼 때 모든 Z 섹션에서 최대 투영 이미지는 스택으로 나타낸다. 백색 화살표는 일차 섬모를 나타낸다. 스케일 바는 50 μm의 =. <a href="https://ecsource-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/55315/55315fig4large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a> <img alt="그림 5" src="/files/ftp_upload/55315/55315fig5.jpg" /> 그림 5 : 해리 자기편 신경 줄기 / 전구 세포에서 기아 유도 Ciliogenesis. (A) 해리 된 세포 NSC 매체 또는 24 시간 동안 기아 배지에서 코팅 커버 슬립 상에 플레이 팅 하였다; 결정된; 및 Gpr161 (녹색), Arl13b (적색), 및 DNA (파란색)에 대한 면역 염색. Gpr161 양성 섬모 제어 (왼쪽) 및 공복 (오른쪽) 세포에서 관찰된다. 하부 패널은 각각의 표시된 흰색 상자의 확대도상단 패널. 흰색 화살표와 화살촉은 각각 양성 및 Gpr161 -negative 섬모를 나타낸다. 스케일 바 = 100 μm의. Arl13b 양성 섬 모세포 (왼쪽 그래프)과 Gpr161 제어 및 결핍 세포 Arl13b 양성 섬모 (오른쪽 그래프)의 현지화 (B) 부량. Arl13b 섬모 양성 세포가 Gpr161 Arl13b 양성 섬모에 지역화 양자의 비율은 기아시 증가 하였다. 정량화 한 번의 실험의 두 복제 기술에서 볼 때 두 필드 각각에서 수행 하였다. 데이터는 표준 편차 ±보기의 4 개 필드의 평균으로 표현된다. * P &lt;0.05; ** P &lt;0.01. <a href="https://ecsource-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/55315/55315fig5large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a> <img alt="그림 6" src="/files/ftp_upload/55315/55315fig6.jpg" /> 도 6에서 형질해리 자기편 신경 줄기 / 전구 세포. 코팅 된 커버 슬립에 도금 분해 셀 코어 IFT-A 복합체 (56)에 결합하지 않는 LAP-TULP3 N 말단 (AA 1-183) mut12 구조물로 형질 감염시켰다. 배지를 기아 배지 24 시간 후 형질 변경 하였다. 세포는 24 시간 후에 고정 및 GFP (녹색)에 대한 면역 염색 하였다 Gpr161 (적색), Arl13b (마젠타), 및 DNA (파란색). 섬모없이 형질 세포는 흰색 화살표로 도시 된 상태와 Gpr161- Arl13b 양성 섬모와 형질 세포는 흰색 화살표로 표시된다. 노란 화살표와 화살촉 또는 각각 Gpr161 / Arl13b없이 형질 감염되지 않은 세포를 가리. 스케일 바는 10 μm의 =. <a href="https://ecsource-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/55315/55315fig6large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a>

Watch this Scientific Journal Video about Using Primary Neurosphere Cultures to Study Primary Cilia at JoVE.com

Using Primary Neurosphere Cultures to Study Primary Cilia

일차 섬모 신경 전구 세포의 증식, 신경 세포 분화, 성인 신경 기능에 근본적으로 중요하다. 여기서 우리는 ciliogenesis 및 기본 neurosphere 문화를 사용하여 신경 줄기 / 전구 세포 및 분화 된 신경 세포의 섬모에 신호 단백질의 인신 매매를 연구하는 방법을 설명합니다.

차 섬모를 연구에 차 Neurosphere 문화를 사용하여

The primary cilium is fundamentally important for the proliferation of neural stem/progenitor cells and for neuronal differentiation during embryonic, ...

using-primary-neurosphere-cultures-to-study-primary-cilia

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Developmental Biology

9.3K 조회수.  University of Texas Southwestern Medical Center.  일차 섬모 신경 전구 세포의 증식, 신경 세포 분화, 성인 신경 기능에 근본적으로 중요하다. 여기서 우리는 ciliogenesis 및 기본 neurosphere 문화를 사용하여 신경 줄기 / 전구 세포 및 분화 된 신경 세포의 섬모에 신호 단백질의 인신 매매를 연구하는 방법을 설명합니다. 

비디오: Using Primary Neurosphere Cultures to Study Primary Cilia

Production and Use of Lentivirus to Selectively Transduce Primary Oligodendrocyte Precursor Cells for In Vitro Myelination Assays

Myelination is a complex process that involves both neurons and the myelin forming glial cells, oligodendrocytes in the central nervous system (CNS) and Schwann cells in the peripheral nervous system (PNS). We use an in vitro myelination assay, an established model for studying CNS myelination in vitro. To do this, oligodendrocyte precursor cells (OPCs) are added to the purified primary rodent dorsal root ganglion (DRG) neurons to form myelinating co-cultures. In order to specifically interrogate the roles that particular proteins expressed by oligodendrocytes exert upon myelination we have developed protocols that selectively transduce OPCs using the lentivirus overexpressing wild type, constitutively active or dominant negative proteins before being seeded onto the DRG neurons. This allows us to specifically interrogate the roles of these oligodendroglial proteins in regulating myelination. The protocols can also be applied in the study of other cell types, thus providing an approach that allows selective manipulation of proteins expressed by a desired cell type, such as oligodendrocytes for the targeted study of signaling and compensation mechanisms. In conclusion, combining the in vitro myelination assay with lentiviral infected OPCs provides a strategic tool for the analysis of molecular mechanisms involved in myelination.

Production and Use of Lentivirus to Selectively Transduce Primary Oligodendrocyte Precursor Cells for In Vitro Myelination Assays

Here we present protocols that offer a flexible and strategic foundation for virally manipulating oligodendrocyte precursor cells to overexpress proteins of interest in order to specifically interrogate their role in oligodendrocytes via the in vitro model of central nervous system myelination.

생산 및 선택적으로 형질 도입 기본 희소 돌기 아교 세포 전구체 세포에 렌티 바이러스의 사용을위한<em&gt; 체외</em&gt; 수초 분석

Myelination is a complex process that involves both neurons and the myelin forming glial cells, oligodendrocytes in the central nervous system (CNS) and ...

연구

발생학

Using Ex Vivo Upright Droplet Cultures of Whole Fetal Organs to Study Developmental Processes during Mouse Organogenesis

Investigating organogenesis in utero is a technically challenging process in placental mammals due to inaccessibility of reagents to embryos that develop within the uterus. A newly developed ex vivo upright droplet culture method provides an attractive alternative to studies performed in utero. The ex vivo droplet culture provides the ability to examine and manipulate cellular interactions and diverse signaling pathways through use of various blocking and activating compounds; additionally, the effects of various pharmacological reagents on the development of specific organs can be studied without unwanted side effects of systemic drug delivery in utero. As compared to other in vitro systems, the droplet culture not only allows for the ability to study three-dimensional morphogenesis and cell-cell interactions, which cannot be reproduced in mammalian cell lines, but also requires significantly less reagents than other ex vivo and in vitro protocols. This paper demonstrates proper mouse fetal organ dissection and upright droplet culture techniques, followed by whole organ immunofluorescence to demonstrate the effectiveness of the method. The ex vivo droplet culture method allows the formation of organ architecture comparable to what is observed in vivo and can be utilized to study otherwise difficult-to-study processes due to embryonic lethality in in vivo models. As a model application system, a small-molecule inhibitor will be utilized to probe the role of vascularization in testicular morphogenesis. This ex vivo droplet culture method is expandable to other fetal organ systems, such as lung and potentially others, although each organ must be extensively studied to determine any organ-specific modifications to the protocol. This organ culture system provides flexibility in experimentation with fetal organs, and results obtained using this technique will help researchers gain insights into fetal development.

Using Ex Vivo Upright Droplet Cultures of Whole Fetal Organs to Study Developmental Processes during Mouse Organogenesis

The&#160;ex vivo&#160;upright droplet culture is an alternative to current&#160;in vitro&#160;and&#160;in vivo&#160;experimental techniques. This protocol is easy to perform and requires smaller amounts of reagent, while permitting the ability to manipulate and study fetal vascularization, morphogenesis, and organogenesis.

사용<em&gt; 전의 VIVO</em&gt; 전체 태아 기관의 강직 한 방울 문화 마우스 기관 형성 기간 동안 발달 프로세스를 연구

Investigating organogenesis in utero is a technically challenging process in placental mammals due to inaccessibility of reagents to embryos that develop ...

Generating Primary Fibroblast Cultures from Mouse Ear and Tail Tissues

Primary cells are derived directly from tissue and are thought to be more representative of the physiological state of cells in vivo than established cell lines. However, primary cell cultures usually have a finite life span and need to be frequently re-established. Fibroblasts are an easily accessible source of primary cells. Here, we discuss a simple and quick experimental procedure to establish primary fibroblast cultures from ears and tails of mice. The protocol can be used to establish primary fibroblast cultures from ears stored at RT for up to 10 days. When the protocol is carefully followed, contaminations are unlikely to occur despite the use of non-sterile tissue stored for extended time in some cases. Fibroblasts proliferate rapidly in culture and can be expanded to substantial numbers before undergoing replicative senescence.

We describe a simple and quick experimental procedure for generating primary fibroblasts from the ears and tails of mice. The procedure does not require special animal training and can be used for the generation of fibroblast cultures from ears stored at RT for up to 10 days.

마우스 귀와 꼬리 조직에서 생성 차 섬유 아세포 배양

Primary cells are derived directly from tissue and are thought to be more representative of the physiological state of cells in vivo than established cell ...

Human Primary Trophoblast Cell Culture Model to Study the Protective Effects of Melatonin Against Hypoxia/reoxygenation-induced Disruption

This protocol describes how villous cytotrophoblast cells are isolated from placentas at term by successive enzymatic digestions, followed by density centrifugation, media gradient isolation and immunomagnetic purification. As observed in vivo, mononucleated villous cytotrophoblast cells in primary culture differentiate into multinucleated syncytiotrophoblast cells after 72 hr. Compared to normoxia (8% O2), villous cytotrophoblast cells that undergo hypoxia/reoxygenation (0.5% / 8% O2) undergo increased oxidative stress and intrinsic apoptosis, similar to that observed in vivo in pregnancy complications such as preeclampsia, preterm birth, and intrauterine growth restriction. In this context, primary villous trophoblasts cultured under hypoxia/reoxygenation conditions represent a unique experimental system to better understand the mechanisms and signalling pathways that are altered in human placenta and facilitate the search for effective drugs that protect against certain pregnancy disorders. Human villous trophoblasts produce melatonin and express its synthesizing enzymes and receptors. Melatonin has been suggested as a treatment for preeclampsia and intrauterine growth restriction because of its protective antioxidant effects. In the primary villous cytotrophoblast cell model described in this paper, melatonin has no effect on trophoblast cells in normoxic state but restores the redox balance of syncytiotrophoblast cells disrupted by hypoxia/reoxygenation. Thus, human villous trophoblast cells in primary culture are an excellent approach to study the mechanisms behind the protective effects of melatonin on placental function during hypoxia/reoxygenation.

This manuscript presents a unique in vitro model of immunopurified human villous cytotrophoblast cells cultured under hypoxia/reoxygenation. This model is suitable to study the protective effects of promising treatments, such as melatonin, on pregnancy complications associated with increased oxidative stress and altered placental function.

인간의 기본 영양막 세포 멜라토닌에 대해 저산소증의 보호 효과를 연구하기 위해 세포 배양 모델 / 재산 소화에 의한 혼란

This protocol describes how villous cytotrophoblast cells are isolated from placentas at term by successive enzymatic digestions, followed by density ...

Reprogramming Primary Amniotic Fluid and Membrane Cells to Pluripotency in Xeno-free Conditions

Autologous cell-based therapies got a step closer to reality with the introduction of induced pluripotent stem cells. Fetal stem cells, such as amniotic fluid and membrane mesenchymal stem cells, represent a unique type of undifferentiated cells with promise in tissue engineering and for reprogramming into iPSC for future pediatric interventions and stem cell banking. The protocol presented here describes an optimized procedure for extracting and culturing primary amniotic fluid and membrane mesenchymal stem cells and generating episomal induced pluripotent stem cells from these cells in fully chemically defined culture conditions utilizing human recombinant vitronectin and the E8 medium. Characterization of the new lines by applying stringent methods &#8211; flow cytometry, confocal imaging, teratoma formation and transcriptional profiling &#8211; is also described. The newly generated lines express markers of embryonic stem cells &#8211; Oct3/4A, Nanog, Sox2, TRA-1-60, TRA-1-81, SSEA-4 &#8211; while being negative for the SSEA-1 marker. The stem cell lines form teratomas in scid-beige mice in 6-8 weeks and the teratomas contain tissues representative of all three germ layers. Transcriptional profiling of the lines by submitting global expression microarray data to a bioinformatic pluripotency assessment algorithm deemed all lines pluripotent and therefore, this approach is an attractive alternative to animal testing. The new iPSC lines can readily be used in downstream experiments involving the optimization of differentiation and tissue engineering.

This protocol describes the reprogramming of primary amniotic fluid and membrane mesenchymal stem cells into induced pluripotent stem cells using a non-integrating episomal approach in fully chemically defined conditions. Procedures of extraction, culture, reprogramming, and characterization of the resulting induced pluripotent stem cells by stringent methods are detailed.

기본 양수 및 Pluripotency 이종 무료 조건에서 막 셀 프로그래밍

Autologous cell-based therapies got a step closer to reality with the introduction of induced pluripotent stem cells. Fetal stem cells, such as amniotic ...

Isolation and Characterization of Primary Rat Valve Interstitial Cells: A New Model to Study Aortic Valve Calcification

Calcific aortic valve disease (CAVD) is characterized by the progressive thickening of the aortic valve leaflets. It is a condition frequently found in the elderly and end-stage renal disease (ESRD) patients, who commonly suffer from hyperphosphatemia and hypercalcemia. At present, there are no medication therapies that can stop its progression. The mechanisms that underlie this pathological process remain unclear. The aortic valve leaflet is composed of a thin layer of valve endothelial cells (VECs) on the outer surfaces of the aortic cusps, with valve interstitial cells (VICs) sandwiched between the VECs. The use of a rat model enables the in vitro study of ectopic calcification based on the in vivo physiopathological serum phosphate (Pi) and calcium (Ca) levels of patients who suffer from hyperphosphatemia and hypercalcemia. The described protocol details the isolation of a pure rat VIC population as shown by the expression of VIC markers: alpha-smooth muscle actin (&#945;-SMA) vimentin and tissue growth factor beta (TGF&#946;) 1 and 2, and the absence of cluster of differentiation (CD) 31, a VEC marker. By expanding these VICs, biochemical, genetic, and imaging studies can be performed to study and unravel the key mediators underpinning CAVD.

This protocol describes the isolation, culture, and calcification of rat-derived valve interstitial cells, a highly physiological in vitro model of calcific aortic valve disease (CAVD). Exploitation of this rat model facilitates CAVD research in exploring the cell and molecular mechanisms that underlie this complex pathological process.

절연 및 기본 쥐의 밸브 중간 세포: 관상동맥 밸브 석 회화를 공부 하는 새로운 모델

Calcific aortic valve disease (CAVD) is characterized by the progressive thickening of the aortic valve leaflets. It is a condition frequently found in ...

Generation and Culturing of Primary Human Keratinocytes from Adult Skin

The main function of keratinocytes is to provide the structural integrity of the epidermis, thereby maintaining a mechanical barrier to the outside world. In addition, keratinocytes play an essential role in the initiation, maintenance, and regulation of epidermal immune responses by being part of the innate immune system responding to antigenic stimuli in a fast, nonspecific manner. Here, we describe a protocol for isolation of primary human keratinocytes from adult skin, and demonstrate that these cells respond to calcium-induced terminal differentiation, as measured by an increased expression of the differentiation marker involucrin. In addition, we show that the isolated keratinocytes are responsive to IL-1&#946;-induced activation of intracellular signaling pathways as measured by the activation of the p38 MAPK pathway. Taken together, we describe a method for isolation and culturing of primary human keratinocytes from adult skin. Because the keratinocytes are the predominant cell type in the epidermis, this method is useful to study molecular mechanisms in cutaneous biology in vitro.

The human skin acts as a first line of defense against the external environment. We present a method for isolating primary human keratinocytes from adult skin. These isolated keratinocytes are useful in numerous experimental setups, and are a highly suitable model for studying molecular mechanisms in cutaneous biology in vitro.

생성 및 기본 인간 Keratinocytes 성인 피부에서의 경작

The main function of keratinocytes is to provide the structural integrity of the epidermis, thereby maintaining a mechanical barrier to the outside world. ...

Genetic Engineering of Primary Mouse Intestinal Organoids Using Magnetic Nanoparticle Transduction Viral Vectors for Frozen Sectioning

Intestinal organoid cultures provide a unique opportunity to investigate intestinal stem cell and crypt biology in vitro, although efficient approaches to manipulate gene expression in organoids have made limited progress in this arena. While CRISPR/Cas9 technology allows for precise genome editing of cells for organoid generation, this strategy requires extensive selection and screening by sequence analysis, which is both time-consuming and costly. Here, we provide a detailed protocol for efficient viral transduction of intestinal organoids. This approach is rapid and highly efficient, thus decreasing the time and expense inherent in CRISPR/Cas9 technology. We also present a protocol to generate frozen sections from intact organoid cultures for further analysis with immunohistochemical or immunofluorescent staining, which can be used to confirm gene expression or silencing. After successful transduction of viral vectors for gene expression or silencing is achieved, intestinal stem cell and crypt function can be rapidly assessed. Although most organoid studies employ in vitro assays, organoids can also be delivered to mice for in vivo functional analyses. Moreover, our approaches are advantageous for predicting therapeutic responses to drugs because currently available therapies generally function by modulating gene expression or protein function rather than altering the genome.

We describe step-by-step instructions to: 1) efficiently engineer intestinal organoids using magnetic nanoparticles for lenti- or retroviral transduction, and, 2) generate frozen sections from engineered organoids. This approach provides a powerful tool to efficiently alter gene expression in organoids for investigation of downstream effects.

냉동 절편을 위한 자기 나노입자 전착 바이러스성 벡터를 사용하여 1 차적인 마우스 장 오르가노이드의 유전 공학

Intestinal organoid cultures provide a unique opportunity to investigate intestinal stem cell and crypt biology in vitro, although efficient approaches to ...

Induction and Validation of Cellular Senescence in Primary Human Cells

Cellular senescence is a state of permanent cell cycle arrest activated in response to different damaging stimuli. Activation of cellular senescence is a hallmark of various pathophysiological conditions including tumor suppression, tissue remodeling and aging. The inducers of cellular senescence in vivo are still poorly characterized. However, a number of stimuli can be used to promote cellular senescence ex vivo. Among them, most common senescence-inducers are replicative exhaustion, ionizing and non-ionizing radiation, genotoxic drugs, oxidative stress, and demethylating and acetylating agents. Here, we will provide detailed instructions on how to use these stimuli to induce fibroblasts into senescence. This protocol can easily be adapted for different types of primary cells and cell lines, including cancer cells. We also describe different methods for the validation of senescence induction. In particular, we focus on measuring the activity of the lysosomal enzyme Senescence-Associated &#946;-galactosidase (SA-&#946;-gal), the rate of DNA synthesis using 5-ethynyl-2&#39;-deoxyuridine (EdU) incorporation assay, the levels of expression of the cell cycle inhibitors p16 and p21, and the expression and secretion of members of the Senescence-Associated Secretory Phenotype (SASP). Finally, we provide example results and discuss further applications of these protocols.

Here, we discuss a series of protocols for induction and validation of cellular senescence in cultured cells. We focus on different senescence-inducing stimuli and describe the quantification of common senescence-associated markers. We provide technical details using fibroblasts as a model, but the protocols can be adapted to various cellular models.

유도 및 기본 인간 세포에서 세포 노화의 유효성 검사

Cellular senescence is a state of permanent cell cycle arrest activated in response to different damaging stimuli. Activation of cellular senescence is a ...

A Simplified and Efficient Method to Isolate Primary Human Keratinocytes from Adult Skin Tissue

Primary human keratinocytes isolated from fresh skin tissues and their expansion in vitro have been widely used for laboratory research and for clinical applications. The conventional isolation method of human keratinocytes involves a two-step sequential enzymatic digestion procedure, which has been proven to be inefficient in generating primary cells from adult tissues due to the low cell recovery rate and reduced cell viability. We recently reported an advanced method to isolate human primary epidermal progenitor cells from skin tissues that utilizes the Rho kinase inhibitor Y-27632 in the medium. Compared with the traditional protocol, this new method is simpler, easier, and less time-consuming, and increases epithelial stem cell yield and enhances their stem cell characteristics. Moreover, the new methodology does not require the separation of the epidermis from the dermis, and, therefore, is suitable for isolating cells from different types of adult tissues. This new isolation method overcomes the major shortcomings of conventional methods and is more suitable for producing large numbers of epidermal cells with high potency both for laboratory and for clinical applications. Here, we describe the new method in detail.

Here we present a protocol to efficiently isolate primary human keratinocytes from adult skin tissues. This method simplifies the conventional procedure by using the ROCK Inhibitor Y-27632 in the inoculation medium to spontaneously separate epidermal cells from dermal cells.

성인 피부 조직에서 기본 인간의 Keratinocytes를 분리 하는 단순 하 고 효율적인 방법

Primary human keratinocytes isolated from fresh skin tissues and their expansion in vitro have been widely used for laboratory research and for clinical ...