This work was supported by an Alfred P. Sloan Research Fellowship (to C.-F.C.) and an NIH R01 grant (5R01GM098026-05 to C.-F.C.). We thank David Crowe for access to the advanced infrared imaging system.

주 : 형광 표지 된 DNA 프로브 또는 표지 된 DNA의 다른 형태를 사용 EMSAs 단백질 또는 세포 추출물 제제, 단백질 DNA 결합 반응, 및 PAGE 겔 제제 및 실행 (도 1a)에 대해 동일한 프로토콜을 공유한다. 키 차이는 DNA 라벨 절차 후 실행 겔 처리 단계, 및 검출 방법이다. 1. 젤 준비 <ol><li> 미니 단백질 겔 시스템 (8.3 cm 폭 X 7.3 cm 길이 X 0.75 mm 두께)를 사용하여, 0.5 배의 TBE (45 mM 트리스 - 보레이트, 1 mM의 EDTA) 2.5 % 글리세롤을 함유하는 5 %의 천연 폴리 아크릴 아미드 겔을 제조. <ol><li> 아크릴 아미드 / 비스 4 겔에 대한 겔 용액 30 ㎖를 제조 30 % 5 mL를 혼합하는 (37.5 : 1), 3 배 TBE (0.45 M 트리스 - 보레이트, 10 mM의 EDTA), 50 %, 1.5 mL의 글리세롤 ㎖, 10 % 황산 암모늄 300 μL, TEMED 15 μL, 철저하게 DDH 2 O의 20.2 mL를. 참고 : 아크릴 아미드는 유해 및 독성, 적절한 개인 보호 장비를 처리합니다. </l난&gt; </ol></li><li> 즉시 겔 용액 캐스트. 중합 후, 투명한 플라스틱 랩 0.5 배의 TBE에 미리 적셔에 젤을 포장하고 4 ℃에서 저장합니다. </li></ol> 적외선 형광 염료 표지 된 프로브 2. 준비 참고 : 준비, 저장 및 실험하는 동안 멀리 가능한 한 많은 빛의 적외선 형광 염료 표지 올리고 뉴클레오티드를 유지합니다. <ol><li> 디자인 및 주문 올리고 뉴클레오티드. <ol><li> ~ 51 머 위해 긴 올리고 뉴클레오티드를 디자인합니다. 참고 : LIM-4 / SOX-2 프로브의 긴 올리고 뉴클레오티드 시퀀스는 TATCATATCTATTCTA TGATTA AATACC TATTCA TTTCAAAATCTTCTCCC입니다. 긴 올리고 뉴클레오티드는 페이지 또는 HPLC 정화가 필요하지 않습니다. </li><li> 5 &#39;말단 (5&#39;Dye) 37 ℃ 이상의 용융 온도에서 적외선 형광 염료 변형 ~ 14 머에 대해 상보적인 짧은 올리고 뉴클레오티드를 설계한다. 참고 :의 짧은 올리고 뉴클레오티드 서열 LIM-4 / SOX-이 프로브는 5&#39;Dye-GGGAGAAGATTTTG이다. 5&#39;Dye 표지 짧은 올리고 뉴클레오티드의 최소 합성 규모는 100 ㎚이다. 따라서, 올리고 뉴클레오티드는 HPLC 정화를 필요로한다. </li></ol></li><li> 100 μM의 최종 농도; (1 mM의 EDTA 10 mM 트리스 - 염산, pH가 8.0 TE) 1X 트리스 - EDTA 버퍼에 재현 탁 올리고 뉴클레오티드. </li><li> 어닐링 짧은 (5&#39;Dye) 및 긴 올리고 뉴클레오티드. <ol><li> 0.6 5&#39;Dye - 짧은 올리고 (100 μM)의 μL, 긴 올리고 (100 μM)의 1.2 μL, 나트륨의 28.2 μL 염화 트리스 - EDTA 버퍼를 (혼합 STE : 100 mM의 NaCl을 10 mM 트리스 - 염산, pH를 8.0, 1 mM의 EDTA) 1.5 mL의 관이다. </li><li> 5 분 동안 끓는 물에 튜브를 놓습니다. 열원을 끄고 어닐링 올리고 어둠 속에서 O / N를 냉각과 물을 수 있습니다. </li></ol></li><li> 이중 가닥 DNA 프로브를 만들기 위해 클레 나우 DNA 중합 효소와 어닐링 5&#39;Dye - 짧은 / 긴 올리고의 5 &#39;오버행를 입력합니다. <ol><li> 혼합하여 반응 준비5&#39;Dye 태그 어닐링 짧은 / 긴 올리고 30 μL, 8.5 μL의 10 배 클레 나우 버퍼, 10 밀리미터의 dNTPs 1.7 μL, 1.7 클레 나우의 μL (3 &#39;-&gt; 5&#39;엑소) (5 U / μL), 및 0.2 ㎖의 PCR 용 튜브의 DDH 2 O 43.1 μL. </li><li> PCR의 기계에서 37 ° C에서 60 분을 품어. </li><li> PCR의 기계에서 20 분 동안 75 ° C에서 반응과 열을 비활성화를 중지 3.4 μL 0.5 M EDTA를 추가합니다. </li></ol></li><li> 0.1 μM의 최종 농도 인트 기입 된 프로브 (0.7 μM)를 희석. </li><li> 준비가 될 때까지 어둠 속에서 -20 ° C에서 보관 올리고는 사용할 수 있습니다. 올리고이 조건에서 최대 1 년 동안 저장 될 수있다. 참고 : 돌연변이 결합 부위와 DNA 프로브를 생성하기는 긴 올리고 뉴클레오티드의 돌연변이 버전은 클레 나우 5 &#39;오버행의 필인 다음 5&#39;Dye 표지 짧은 올리고 뉴클레오티드로 어닐링된다. 하나의 가닥 프로브 적외선 형광 표지 것으로 밝혀졌다염료는 염료로 표지 된 두 가닥 프로브의 30 %의 강도를 갖는다. 신호 강도가 강화 될 필요가 있다면, 두 가닥의 긴 올리고 5 &#39;말단에서 적외 형광 염료로 표지 및 적외 형광 염료 - 표지 된 탐침을 만들기 위해 어닐링된다. </li></ol> 레이블이없는 / 콜드 프로브 3. 준비 (경쟁자) 주 : 상보 시퀀스 (길고 LongR)의 긴 올리고 뉴클레오티드 적외 형광 염료가 표지 된 프로브와의 경쟁 분석을위한 표지 된 프로브를 만들기 위해 어닐링 하였다. <ol><li> 1.5 mL의 튜브에 100 μM 긴 20 μL, 100 μM LongR 올리고 뉴클레오티드의 20 μL 및 STE의 60 μL를 섞는다. </li><li> 5 분 동안 끓는 물에 튜브를 배치 열원을 끄고 어닐링 된 올리고 밤새 냉각하여 물을 보자. </li></ol> 4. 바인딩 반응 및 전기 영동 <ol><li> 50 μL를 혼합하여 5 배 결합 완충액 1 mL의 준비60, 1 M 트리스 염산, pH가 7.5; 5 M NaCl을 10 μL; 1 M KCl을, 1 M의 MgCl 2의 5 μL, 200 μL, 0.5 M EDTA 10 μL, 8.0의 pH; 1 M DTT의 5 μL; DDH 2 O. 25 10 ㎎ / ㎖의 BSA의 μL 및 695 μL 주 : 배 결합 완충액을 분취하고 -20 ℃에서 저장 될 수있다. 고려해야 할 또 다른 점은 다른 전사 인자가 결합 버퍼에 다른 수정을 것입니다. </li><li> 오른쪽 결합 반응을 설정하기 전에, 30, 80 V에서 황산 암모늄의 흔적을 제거하기 위해 + 2.5 % 글리세롤 0.5 배의 TBE에서 5 % 네이티브 폴리 아크릴 아미드 겔을 미리 실행되지 - 60 분 또는 전류는 더 이상 시간에 따라 변화 할 때까지. </li><li> 20 μL의 최종 부피의 결합 반응을 설정합니다. <ol><li> 4 배의 결합 완충액 μL 80 믹스 - 정제 된 단백질 A를 ng를 200 (즉, 50 % 글리세롤 SOX-2), 0.1 μM 염료 공액 프로브 1 μL (최종 농entration : 5 ㎚), 및 DDH 2 O. </li><li> 선택 사항 : 차가운 프로브 경쟁이 필요한 경우, 다양한 농도 감기 프로브 (배, 10 배, 25 배, 50 배, 100 배, 등)를 추가합니다. </li><li> 선택적 : 단백질 A와 B 사이의 상호 작용 (즉, SOX-2 및 LIM-4)를 시험 할 때 80 추가 - 정제 된 단백질 B 겨 (200) (즉, 50 % 글리세롤, LIM-4). </li><li> 옵션 : 핵 추출물 준비를 사용하고 유효성을 검사 할 수있다 단백질 A의 특이 적 결합하면 단백질 A (즉, 안티 6xHis, 안티 - FLAG 등)에 대한 특이 항체를 추가합니다. </li><li> 15 분 동안 어둠 속에서 R / T에 품어. </li></ol></li><li> 겔에 결합 반응 모두를로드하고 원하는 거리 10 V / cm에서 젤을 실행합니다. </li></ol> 5. 이미지 주 : 겔 진보 적외선 이미징 시스템을 유리판에 직접 주사 하였다. 따라서, 상기 겔이 해결 될 수 있고 반복적으로 스캔 (도 1C 및 <st룽&gt; 2). 주로 웨스턴 블랏을위한 근 적외 형광 영상 시스템은 또한 겔을 검사하기 위해 테스트 하였다 있지만 고급 적외선 이미징 시스템은 양호한 해상도를 갖는 겔을 검사 할 수 있었다. 다른 소프트웨어 패키지가 이용 될 수 있지만, 기술 된 방법은 특정 적외선 이미지 소프트웨어에 고유하다. <ol><li> DDH 2 O와 스캐너의 침대를 청소하고 스캔하기 전에 잘 건조. 겔의 유리판을 건조 닦아 스캐너 침대에 젤을 포함하는 판을 배치합니다. </li><li> 적외선 이미징 소프트웨어를 열고 &#39;획득&#39;탭으로 이동합니다. 얇은 판 (1 mm)가 스캐너 침대에 배치되면, 채널의 설정을 사용 : 700, 밝기 : 자동, 해상도 : 169 μm의 품질 : 중간, 그리고 초점 오프셋 (offset) : 1.5 mm입니다. 두꺼운 판 (3 mm)가 스캐너 침대에 배치되면, 채널의 설정을 사용 : 700, 밝기 : 자동, 해상도 : 84 μm의 품질 : 중간, 그리고 초점 오프셋 (offset) : 3.5 mm. 오프셋 초점은에 따라 달라집니다유리판의 두께. </li><li> 젤 스캐너에 차지하는 영역을 선택합니다. 스캔을 시작하려면 &#39;시작&#39;을 클릭합니다. </li><li> 전기 영동을 반복하고 추가로 필요한 검사합니다. </li></ol>

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The authors have nothing to disclose.

fEMSAs 단백질-DNA의 상호 작용을 조사 할 수있는 효율적인 수단이고, DNA의 방사성 표지에 대한 대안이다. 적외선 염료, 형광 염료는 시판되고 있으며, 방사성 표지 DNA와 비교하여 친환경 안전하고 방법을 제공한다. 적외 형광 염료 - 표지 된 올리고 뉴클레오티드를 사용 EMSAs는 postrun 겔 공정 단계를 필요로하므로 다른 DNA 라벨링 기술에 비해 시간과 비용을 저장하지 않는다. 시간은 방사성 EMSAs을 사용 대역 1 테스트 DNA 프로브 방사능 농도에 따라, 30 분 내지 수일의 범위 검출한다. 반대로 fEMSA 겔 스캐닝함으로써 상당히 프로토콜 시간을 단축 평균 25 분에 걸린다. 겔 분석 유리판으로부터 제거 할 필요가 없기 때문에 fEMSAs 또한 방사성 표지 비해 상당한 이점을 제공한다. 초기 실행 시간이 충분하지 않은 경우에 겔이 다시 검사 될 수 있도록단백질-DNA 복합체를 해결합니다. 전기 영동을 연장 할 수있는 옵션은 방사성 동위 원소 또는 바이오틴 / 스트렙 타비 딘을 사용하여 사용할 수 없습니다. 가장 중요한 것은, 방사성 물질 취급 DNA 프로브를 형광 표지 유해하지 않고, 용이하게 처리 할 수있는 반면, 실험 담당자에게 안전 위험이. 스트렙 타비 딘의 사용은 검출 될 때까지 긴 시간 (대략 3 시간) (12)를 필요로한다. 프로토콜과 여기에 제시된 결과는 fEMSA는 생물 의학 연구에 대한 효과적이고 편리한 도구임을 보여줍니다. 우리는 성공적으로 후각 신경 세포의 정체성 변환 5, 10에 이르게 특정 DNA 결합 활성에 SOX-2 G73E 돌연변이의 효과에 기계적인 통찰력을 제공하기 위해 fEMSA을 사용했다. 겔 분석시 없거나 약한 신호가 감지 될 경우, DNA 프로브의 농도는 증가 될 수있다. 우리의 실험에 사용 된 DNA 프로브는 적외선에 형광 염료로 표지 된단일 가닥. 이 메소드는 테스트 한 프로브를 성공적으로 근무하고 있지만, 단일 가닥의 형광 표식 양쪽 가닥에 표지 된 프로브의 30 % 강도를 갖는 것으로 알려져있다. 강도가 너무 낮이 입증되면, 적외선 형광 염료와 DNA 프로브의 두 가닥 레이블을하는 것이 좋습니다. 시프트 대역이 관찰되지 않는 경우, 단백질 DNA 복합체가 불안정 할 수있다. 글리세롤은 단백질 DNA 상호 작용을 안정이 프로토콜에 매우 중요하다. 글리세롤 캐스트 겔, 결합 반응, 및 실행 버퍼에 포함된다. 실행 중에 젤을 통해 샘플의 진행을 추적 할 때 고려의 또 다른 포인트는 염료의 선택입니다. 오렌지 G는 겔의 스캔을 방해 할 브로 모 페놀 블루로 로딩 염료의 다른 형태 등이 목적에 적합하다. 겔 Prerunning 것은 암모늄 로딩 샘플 전의 겔로부터 제거되도록하는 것이 중요하다. 또한, 폴리 디-DC의 사용을 방해 할 수 bindinfEMSAs의 DNA 프로브와 관심의 단백질의 g. 관심과 표적 DNA의 무결성 단백질의 순도는 상호 작용에 중요하다. 이는 이미징 소프트웨어를 사용하는 경우 정확한 검사 설정을 보장하는 것도 중요하다. 적절한 초점 오프셋 및 세기 파라미터 겔 플레이트 및 DNA 프로브의 강도의 두께에 따라 선택된다. 이전 프로토콜 형광 EMSAs 13,14을 수행하도록 설명되었다. 그러나, 이들 프로토콜은 DI-DC 이용 요구 한 및 / 또는 펌프가 특정 온도를 유지하는 물을 순환 시키도록 사용된다. 여기에 설명 된 프로토콜은 더욱 상세한 방법을 제공하며, 임의의 펌프를 사용할 필요가 없다. 이 프로토콜에 대한 미래의 응용 프로그램을 실시간으로 모니터링 경쟁 분석을 포함한다. 젤은 다른 전기 영동 시간 poin에 여러 번 스캔 할 수있는 형광 표지 된 프로브는,이 추가적인 통찰력을 우리에게 제공TS. 또한, 관심과 경쟁 프로브 DNA 프로브는 두 컬러 촬상을 가능 다른 적외 형광 염료로 표지 할 수있다. 모든 기술과 마찬가지로, 형광 EMSAs 사용에 제한이 있습니다. 비교적 낮은 감도로 인해 기존 EMSAs에 비하여 단백질의 고농도가 필요하다. 또 다른 제한은 적외 형광 염료를 검출하는 고해상도 특정 촬상 시스템의 요구 사항이다. 초기 비용 스캐너를 구입할 높지만, 적외 형광 염료 표지의 장기 사용은 비용 효과적이다. 이러한 한계에도 불구하고, 형광 EMSAs는 중요한 생물학적 문제를 해결하는 중요한 방법을 제공한다.

EMSAs은 목적 단백질과 단백질의 하나의 잠재적 표적 부위를 함유하는 표지 된 DNA 프로브의 혼합물을 해결하기 위해 폴리 아크릴 아미드 젤 전기 영동 네이티브 (PAGE)을 이용하여 DNA와 단백질 사이의 상호 작용을 분석하는데 사용된다. 단백질과 결합 된 DNA 프로브는 느린 무료 DNA 프로브와 비교하고, 폴리 아크릴 아미드 매트릭스를 통해 자사의 이동에 따라서 지각 마이그레이션합니다. (32) P에 의해 DNA의 방사성 표지는 EMSAs의 검출을위한 주된 방법이었다. 생화학 적 연구에서의 방사선의 적용이 유용 하였지만, 유사한 감도 대안 DNA 라벨링 방법 인해 방사선 처리와 연관된 건강 및 안전 위험에 채용되고있다. 이러한 대안적인 방법은 바이오틴이 나 디그 옥시 제닌 (DIG) 3 (둘 다음 화학 발광 시스템에 의해 검출된다)와 DNA의 결합은 PAGE 겔 (4)의 SYBR 그린 염색법 포함또는 겔 5,6-를 스캔하여 DNA 형광 염료 접합체 직접 검출. 방사성 표지 된 DNA 프로브를 사용 EMSAs의 해결 겔 postrun자가 방사선 필름을 통해 처리 또는 방사성 1,7- 신호를 검출하는은 phosphorimager 시스템을 필요로한다. 바이오틴 2 DIG-복합 3 DNA 프로브를 사용하여 EMSAs의 젤도 처리하고 적절한 막에 전사 한 후 화학 발광 (6)에 의해 감지해야합니다. 겔의 SYBR 녹색 염색 postrun 젤 염색 및 형광 스캐너 (4)이 필요합니다. postrun 겔 처리 단계가 이러한 DNA 라벨링 기술을 사용 EMSAs 필요하기 때문에, 겔을 해결 한 번만 분석 될 수있다. 대조적으로, 형광 표지 DNA 프로브에 직접 스캐너에 의해 유리판 내부 겔에서 검출 될 수있다. 따라서, DNA - 단백질 상호 작용을 모니터링 할 수 있고, 실행시에 다른 시점에서 여러 번 분석하는크게 시간과 비용을 줄일 수 있습니다. EMSAs에 사용 된 DNA 형광 염료 접합체를 Cy3 6,8-, 6,8- Cy5에, 형광 9 및 적외 형광 염료 4-6을 포함한다. 전사 조절은 전사 인자와 그 표적 유전자의 단백질 DNA 상호 작용을 필요로한다. 이러한 상호 작용의 조정 동물 개발하는 동안 공통 조상에서 다양한 세포 유형을 생성합니다. 순방향 바이어스되지 유전 화면 Caenorhabditis 엘레 간스 전사 인자 SOX-2의 고도로 보존 된 HMG-DNA 결합 도메인, 과오 돌연변이 G73E 식별. 분자 형태 및 기능 수준 5, 10에 AWC 후각 신경 세포에 AWB 후각 신경 세포의 정체성 변화의 돌연변이 결과. SOX-2 차동 문맥 의존적 파트너 전사 인자와 함께 각각 상호 작용하여 AWB 및 AWC 뉴런의 말단 분화를 조절DNA의 표적 부위 5,10. SOX-2 터미널 AWB 신경 세포 분화에 LIM-4 (LHX) 파트너, SOX-2 터미널 AWC 신경 세포 분화에 CEH-36 (OTX / OTD)와 파트너. 루시 페라 제 기자의 분석은 표시하면서 그 SOX-2 및 돌연변이 SOX-2 G73E 단백질은 AWB 및 AWC 신경 세포에서 발현 프로모터를 활성화하는 전사 보조 인자 LIM-4 및 CEH-36와 협력의 상호 작용을 가지고있다. 그러나, SOX-2 및 돌연변이 SOX-2 G73E는 프로모터의 차동 활성화 속성을 표시. SOX-2 및 SOX-2 G73E의 차동 DNA 바인딩 활동의 분자 기초를 조사하기 위해, fEMSAs이 단백질과 잠재적 인 대상 사이트와 수행 하였다. 먼저, 생물 정보학 방법은 루시퍼 라제 분석에 사용 1킬로바이트 프로모터 영역 내의 서열 결합 생물학적 관련 DNA를 식별 하였다. 여러 잠재적 인 SOX-2 결합 부위가 프로모터에 걸쳐 존재하기 때문에, 우리는 집중추정 CEH-36 또는 LIM-4 결합 부위에 인접 진화 다양한 선충 종 사이 보존 예측 SOX-2 결합 부위에. 이 시퀀스는 삭제 또는 돌연변이, 이후 AWB 또는 AWC 뉴런에 GFP 리포터 유전자를 표현하는 그들의 활동에 대한 생체 내에서 시험 하였다. 이 방법을 통해, 우리는 구체적으로 AWB 및 AWC 뉴런, 각각 5 GFP의 발현에 필요한 LIM-4 / SOX-2 전위와 CEH-36 / SOX-2 인접한 타겟 사이트를 확인했다. 우리는 SOX-2 및 SOX-2 LIM-4 / SOX-2 식별 CEH-36 / SOX-2 인접한 타겟 사이트와 fEMSA를 사용 G73E의 결합 DNA의 잠재적 인 차이를 조사 하였다. 우리 EMSA 분석 SOX -2- G73E가 효율적 WT SOX-2처럼 (AWB의 유전자 발현에 필요한)를 LIM-4 / SOX -2- 인접한 표적 부위를 포함하는 DNA 프로브에 결합하지 않았 음을 보여 주었다. 그러나, SOX-2, SOX-2 G73E가 포함 된 DNA 프로브를 바인딩에 차이가 있었다없는 CEH-36 / SOX-25, 10 (AWC의 유전자 발현에 필요) djacent 대상 사이트. 우리 fEMSA는 AWB - 투 - AWC 세포의 정체성 변환 표현형에 대한 특정 DNA 결합 활성에 영향을 미치는의 SOX-2 G73E 돌연변이의 성격에 기계적인 통찰력을 제공 분석한다. 여기, 우리는 정제 6xHis-SOX-2 또는 6xHis-SOX-2 해결하기 위해 사례 연구로 LIM-4 / SOX-2 인접 대상 사이트를 포함하는 적외선 형광 염료 표지 DNA 프로브와 함께 G73E를 사용 fEMSA의 최적화 된 프로토콜을 설명 중요한 생물학적 질문입니다.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="1019">
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:332px;">30% Acrylamide/Bis Solution, 37.5:1&#160;</td>
			<td style="width:199px;">Bio-Rad</td>
			<td style="width:207px;">1610158</td>
			<td style="width:281px;">Acrylamide is harmful and toxic.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:332px;">6x-His Epitope Tag Antibody (HIS.H8)</td>
			<td style="width:199px;">ThermoFisher</td>
			<td style="width:207px;">MA1-21315</td>
			<td style="width:281px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:332px;">Anti Flag M2 antibody&#160;</td>
			<td style="width:199px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:207px;">F3165-.2MG</td>
			<td style="width:281px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:332px;">Bovine Serum Albumin molecular-biology-grade</td>
			<td style="width:199px;">New England Biolabs</td>
			<td style="width:207px;">B9000S</td>
			<td style="width:281px;"></td>
		</tr>
		<tr height="126">
			<td height="126" style="height:126px;width:332px;">5&#39;IRDye700-labeled DNA Oligos</td>
			<td style="width:199px;">Integrated DNA Technologies</td>
			<td style="width:207px;">Custom DNA oligo</td>
			<td style="width:281px;">These are referred as 5&#39;Dye-labeled or infrared fluorescent dye-labeled DNA oligos in the manuscript. The company will custom synthesize 5&#39; IRDye labeled DNA oligonucleotides.&#160; Requires minimum 100&#956;M scale synthesis and HPLC purification.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:332px;">Klenow Fragment (3&#39;--&#62;5&#39; exo-)</td>
			<td style="width:199px;">New England Biolabs</td>
			<td style="width:207px;">M0212S</td>
			<td style="width:281px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:332px;">LightShif Poly (dI-dC)</td>
			<td style="width:199px;">ThermoFisher</td>
			<td style="width:207px;">20148E</td>
			<td style="width:281px;"></td>
		</tr>
		<tr height="84">
			<td height="84" style="height:84px;width:332px;">Mini-PROTEAN&#160;Vertical Electrophoresis Cell&#160;</td>
			<td style="width:199px;">Bio-Rad</td>
			<td style="width:207px;">1658000FC&#160;</td>
			<td style="width:281px;">This is referred as a mini protein gel system in the manuscript. Any electrophoretic system can be used as long as they are clear glass plates of less than 25cm x 25cm in size.</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:332px;">Odyssey CLx Infrared Imaging System</td>
			<td style="width:199px;">LI-COR Biotechnology</td>
			<td style="width:207px;">Odyssey CLx Infrared Imagng System</td>
			<td style="width:281px;">This is referred as an advanced infrared imaging system in the mansucript.</td>
		</tr>
		<tr height="63">
			<td height="63" style="height:63px;">Odyssey Fc Imaging System&#160;</td>
			<td style="width:199px;">LI-COR Biotechnology</td>
			<td style="width:207px;">Odyssey Fc Dual-Mode Imaging System</td>
			<td style="width:281px;">This is referred as a near-infrared fluorescent imaging system primarily for Western blots in the mansucript.</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:332px;">Image Studio software (version 4.0)</td>
			<td style="width:199px;">LI-COR Biotechnology</td>
			<td style="width:207px;">Image Studio software&#160;</td>
			<td style="width:281px;">This is referred as a particular imaging software in the mansucript.&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:332px;">Orange G</td>
			<td style="width:199px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:207px;">O3756-25G</td>
			<td style="width:281px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:332px;">6x Orange loading dye</td>
			<td style="width:199px;"></td>
			<td style="width:207px;"></td>
			<td>0.25% Orange G; 30% Glycerol</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">0.5x TBE</td>
			<td style="width:199px;"></td>
			<td style="width:207px;"></td>
			<td>45 mM Tris-Borate; 1 mM EDTA</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:332px;">1x TE</td>
			<td style="width:199px;"></td>
			<td style="width:207px;"></td>
			<td>10 mM Tris-HCl; 1 mM EDTA, pH8.0</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:332px;">1x STE</td>
			<td style="width:199px;"></td>
			<td style="width:207px;"></td>
			<td style="width:281px;">100 mM NaCl; 10 mM Tris-HCl, pH8.0; 1 mM EDTA</td>
		</tr>
		<tr height="63">
			<td height="63" style="height:63px;">5x Binding Buffer</td>
			<td style="width:199px;"></td>
			<td style="width:207px;"></td>
			<td style="width:281px;">50 mM Tris-HCl, pH7.5; 50 mM NaCl; 200 mM KCl; 5 mM MgCl2; 5 mM EDTA, pH8.0; 5 mM DTT; 250 ug/ml BSA</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

an optimized protocol for electrophoretic mobility shift assay using infrared fluorescent dye-labeled oligonucleotides

전기 영동 이동성 이동 분석 (EMSA)는 단백질과 타겟 DNA 서열 사이의 상호 작용을 특성화하기위한 수단 도구입니다. 방사능은 EMSAs의 DNA 라벨의 주된 방법이었다. 그러나, 형광 염료 및 검사 방법의 최근 발전은, 시간을 절약 비용을 절감하고, 안전성을 향상 취급 용이성의 이점에 대한 방사능의 대안으로 DNA의 형광 태그의 사용을 자극했다. 우리는 최근 성공적으로 중요한 생물학적 문제를 해결하기 위해 형광 EMSA (fEMSA)을 사용했다. 우리 fEMSA 분석은 매우 보존 HMG 전사 인자의 SOX-2 후각 신경 세포 유형의 다양 화에에서는, 과오 돌연변이, G73E의 효과에 기계적인 통찰력을 제공합니다. 우리는 돌연변이 SOX-2 G73E 단백질함으로써 후각 신경 세포 정체성 변환을 일으키는 특정 DNA 결합 활성을 변경 한 것으로 나타났습니다. 여기서는 현재 최적화 단계별 프로토콜 경제적fEMSA 생물학적 예와 LIM-4 / SOX -2- 인접한 타겟 사이트 정제 SOX-2 단백질 (WT 및 돌연변이 SOX G73E-2 단백질)을 함유하는 적외 형광 염료 - 표지 된 올리고 뉴클레오티드를 사용.

오렌지 G 로딩 염료 (6 배 : 100 mL의 30 % 글리세롤에서 0.12 g 오렌지 G)는 전기의 진행 상황을 시각화로드되기 전에 결합 반응에 추가 할 수 있습니다. 브로 모 페놀 블루 등 기타 적재 염료 스캔 중에 감지하기 때문에 이미지 분석 (그림 1B)에 방해가됩니다. EMSAs 일부 예들에서, 핵 추출물 제제가 사용되는 경우 특히 폴리 deoxyinosinic-deoxycytidylic (DI-DC)가 DNA 11 단백질의 비특이적 결합을 감소시키기 위해 결합 반응에 포함된다. 그러나, 디 - 직류를 50㎍ / ㎖의 정제 6xHis-SOX -2- 5&#39;Dye DNA 프로브 (도 1b)과의 결합을 폐지. 적외선 형광 염료 표지 DNA 프로브의 결합 특이성을 표시하려면, 우리는 WT 또는 경쟁 업체와 같은 돌연변이 차가운 프로브를 (사용 <strong&gt;도 1C). 이 경우, LIM -4- (M)를 LIM-4 결합 부위 돌연변이 / SOX -2- 콜드 프로브와 경쟁에서 WT LIM-4 / SOX -2- 콜드 프로브로서 효율적이다 적외 형광 염료 - 표지 LIM -4- 6xHis-SOX-2 G73E에 바인딩 / SOX-2 프로브 (그림 1C는 3-6 대. 7 ~ 10 레인). 그러나, SOX-2 결합 부위에 변이 LIM-4 / SOX-2 (M) 차가운 프로브의 경쟁 효율은 6xHis-SOX-2 G73E에 바인딩 WT LIM-4 / SOX-2 감기 프로브보다 훨씬 낮은 (도 1C는 13-16 대. 레인 17-20). 단백질의 결합 특이성은 핵 추출물 제조를 분석 일에 사용되는, 특히 단백질이나 태그에 특이적인 항체를 이용하여 단백질 DNA 상호 작용의 supershift 분석을 수행함으로써 결정될 수있다. SOX-2 6xHis과 FLAG 에피토프 태그로했다. 1 μg의 안티 6xHis 2.5 μg의 항 - FLAG M2의 첨가 antibo<html> supershifted SOX-2-DNA 밴드 (그림 2)의 결과 다이. <img alt="그림 1" src="/files/ftp_upload/54863/54863fig1.jpg" /> 그림 1. fEMSA의 fEMSA 적외선 형광 염료로 표지 올리고 뉴클레오티드를 사용. (A) 플로우 차트. (B) 브로 모 페놀 블루 염료의 효과 오렌지 G 및 fEMSA에 디 DC (1 μg의). 5&#39;Dye-LIM-4 / SOX -2- 프로브 5 nM의 사용 하였다. (C) fEMSA은 LIM-4 / SOX-2 요소의 SOX-2 대상 사이트에 6xHis-SOX-2 G73E의 결합 특이성을 표시합니다. 5&#39;Dye-LIM-4 / SOX -2- 프로브 5 nM의 사용 하였다. LIM-4 / SOX -2- (M), 돌연변이 표적 부위. 젤 전기 영동 후 20, 40 분에 스캔했다. 전기가 어떤 차가운 프로브없이 차선의 강도에 의해 정규화 된 형광 밴드의 강도를 정량화하는 데 사용 된 후 스캔 한 이미지는 40 분에서 획득. AU, 임의의 단위.ource.jove.com/files/ftp_upload/54863/54863fig1large.jpg &quot;대상 =&quot;_ 빈 &quot;&gt;이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오. <img alt="그림 2" src="/files/ftp_upload/54863/54863fig2.jpg" /> fEMSA 및 항체를 사용하여 SOX-2-DNA 복합체의 그림 2. Supershift의 분석. SOX-2 6xHis과 FLAG 에피토프 모두 태그되었습니다. 안티 6xHis 또는 항 FLAG 항체의 추가는 SOX-2-DNA 복합체의 supershift가 발생했습니다. 5&#39;Dye-LIM-4 / SOX -2- 프로브를 사용 하였다. 젤 이미지는 무관 한 차선을 제외 레인 2와 3 사이에 접합 하였다. 겔 40, 60 스캔, 90 분간 전기 영동 후. 한 <a href="https://ecsource-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/54863/54863fig2large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a>

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An Optimized Protocol for Electrophoretic Mobility Shift Assay Using Infrared Fluorescent Dye-labeled Oligonucleotides

우리는 여기서 중요한 생물학적 문제를 해결하기 위해 사례 연구와 같은 적외선 형광 염료 표지 DNA 프로브와 함께 정제 된 SOX-2 단백질을 사용하여 형광 전기 영동 이동성 이동 분석 (fEMSA)의 최적화 된 프로토콜을 설명합니다.

적외선 형광 염료로 표지 올리고 뉴클레오티드를 사용하여 전기 영동 이동성 시프트 분석을위한 최적화 된 프로토콜

Electrophoretic Mobility Shift Assays (EMSA) are an instrumental tool to characterize the interactions between proteins and their target DNA sequences. ...

an-optimized-protocol-for-electrophoretic-mobility-shift-assay-using

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Biochemistry

15.5K 조회수.  University of Illinois at Chicago.  우리는 여기서 중요한 생물학적 문제를 해결하기 위해 사례 연구와 같은 적외선 형광 염료 표지 DNA 프로브와 함께 정제 된 SOX-2 단백질을 사용하여 형광 전기 영동 이동성 이동 분석 (fEMSA)의 최적화 된 프로토콜을 설명합니다. 

비디오: An Optimized Protocol for Electrophoretic Mobility Shift Assay Using Infrared Fluorescent Dye-labeled Oligonucleotides

Optimized Protocol for the Extraction of Proteins from the Human Mitral Valve

Analysis of the cellular proteome can help to elucidate the molecular mechanisms underlying diseases due to the development of technologies that permit the large-scale identification and quantification of the proteins present in complex biological systems.The knowledge gained from a proteomic approach can potentially lead to a better understanding of the pathogenic mechanisms underlying diseases, allowing for the identification of novel diagnostic and prognostic disease markers, and, hopefully, of therapeutic targets. However, the cardiac mitral valve represents a very challenging sample for proteomic analysis because of the low cellularity in proteoglycan and collagen-enriched extracellular matrix. This makes it challenging to extract proteins for a global proteomic analysis. This work describes a protocol that is compatible with subsequent protein analysis, such as quantitative proteomics and immunoblotting. This can allow for the correlation of data concerning protein expression with data on quantitative mRNA expression and non-quantitative immunohistochemical analysis. Indeed, these approaches, when performed together, will lead to a more comprehensive understanding of the molecular mechanisms underlying diseases, from mRNA to post-translational protein modification. Thus, this method can be relevant to researchers interested in the study of cardiac valve physiopathology.

The protein composition of the human mitral valve is still partially unknown, because its analysis is complicated by low cellularity and therefore by low protein biosynthesis. This work provides a protocol to efficiently extract protein for the analysis of the mitral valve proteome.

인간 승모판에서 단백질 추출을위한 최적화 된 프로토콜

Analysis of the cellular proteome can help to elucidate the molecular mechanisms underlying diseases due to the development of technologies that permit ...

연구

생화학

DNA Polymerase Activity Assay Using Near-infrared Fluorescent Labeled DNA Visualized by Acrylamide Gel Electrophoresis

For any enzyme, robust, quantitative methods are required for characterization of both native and engineered enzymes. For DNA polymerases, DNA synthesis can be characterized using an in vitro DNA synthesis assay followed by polyacrylamide gel electrophoresis. The goal of this assay is to quantify synthesis of both natural DNA and modified DNA (M-DNA). These approaches are particularly useful for resolving oligonucleotides with single nucleotide resolution, enabling observation of individual steps during enzymatic oligonucleotide synthesis. These methods have been applied to the evaluation of an array of biochemical and biophysical properties such as the measurement of steady-state rate constants of individual steps of DNA synthesis, the error rate of DNA synthesis, and DNA binding affinity. By using modified components including, but not limited to, modified nucleoside triphosphates (NTP), M-DNA, and/or mutant DNA polymerases, the relative utility of substrate-DNA polymerase pairs can be effectively evaluated. Here, we detail the assay itself, including the changes that must be made to accommodate nontraditional primer DNA labeling strategies such as near-infrared fluorescently labeled DNA. Additionally, we have detailed crucial technical steps for acrylamide gel pouring and running, which can often be technically challenging.

This protocol describes the characterization of DNA polymerase synthesis of modified DNA through observation of changes to near-infrared fluorescently labeled DNA using gel electrophoresis and gel imaging. Acrylamide gels are used for high resolution imaging of the separation of short nucleic acids, which migrate at different rates depending on size.

근 적외선 형광 레이블이 DNA 아크릴 아 미드 젤 전기 이동 법으로 시각을 사용 하 여 DNA 중 합 효소 활동 분석 결과

For any enzyme, robust, quantitative methods are required for characterization of both native and engineered enzymes. For DNA polymerases, DNA synthesis ...

Localization of SUMO-modified Proteins Using Fluorescent Sumo-trapping Proteins

Here we are presenting a novel method to study the sumoylation of proteins and their sub-cellular localization in mammalian cells and nematode oocytes. This method utilizes a recombinant modified SUMO-trapping protein fragment, kmUTAG, derived from the Ulp1 SUMO protease of the stress-tolerant budding yeast Kluyveromyces marxianus. We have adapted the properties of the kmUTAG for the purpose of studying sumoylation in a variety of model systems without the use of antibodies. For the study of SUMO, KmUTAG has several advantages when compared to antibody-based approaches. This stress-tolerant SUMO-trapping reagent is produced recombinantly, it recognizes native SUMO isoforms from many species, and unlike commercially available antibodies it shows reduced affinity for free, unconjugated SUMO. Representative results shown here include the localization of SUMO conjugates in mammalian tissue culture cells and nematode oocytes.

SUMO is an essential and highly conserved, small ubiquitin-like modifier protein. In this protocol we are describing the use of a stress-tolerant recombinant SUMO-trapping protein (kmUTAG) to visualize native, untagged SUMO conjugates and their localization in a variety of cell types.

스모를 이용한 스모 변성 단백질의 국 소화-단백질 포착

Here we are presenting a novel method to study the sumoylation of proteins and their sub-cellular localization in mammalian cells and nematode oocytes. ...

Characterizing Individual Protein Aggregates by Infrared Nanospectroscopy and Atomic Force Microscopy

The phenomenon of protein misfolding and aggregation results in the formation of highly heterogeneous protein aggregates, which are associated with neurodegenerative conditions such as Alzheimer&#8217;s and Parkinson&#8217;s diseases. In particular low molecular weight aggregates, amyloid oligomers, have been shown to possess generic cytotoxic properties and are implicated as neurotoxins in many forms of dementia. We illustrate the use of methods based on atomic force microscopy (AFM) to address the challenging task of characterizing the morphological, structural and chemical properties of these aggregates, which are difficult to study using conventional structural methods or bulk biophysical methods because of their heterogeneity and transient nature. Scanning probe microscopy approaches are now capable of investigating the morphology of amyloid aggregates with sub-nanometer resolution. We show here that infrared (IR) nanospectroscopy (AFM-IR), which simultaneously exploits the high resolution of AFM and the chemical recognition power of IR spectroscopy, can go further and enable the characterization of the structural properties of individual protein aggregates, and thus offer insights into the aggregation mechanisms. Since the approach that we describe can be applied also to the investigations of the interactions of protein assemblies with small molecules and antibodies, it can deliver fundamental information to develop new therapeutic compounds to diagnose or treat neurodegenerative disorders.

We describe the application of infrared nanospectroscopy and high-resolution atomic force microscopy to visualize the process of protein self-assembly into oligomeric aggregates and amyloid fibrils, which is closely associated with the onset and development of a wide range of human neurodegenerative disorders.

적외선 나노 스펙트로펙트 및 원자력 현미경으로 개별 단백질 응집체 특성화

The phenomenon of protein misfolding and aggregation results in the formation of highly heterogeneous protein aggregates, which are associated with ...

Acyl-PEGyl Exchange Gel Shift Assay for Quantitative Determination of Palmitoylation of Brain Membrane Proteins

Activity-dependent alterations in the levels of synaptic AMPA receptors (AMPARs) within the postsynaptic density (PSD) is thought to represent a cellular mechanism for learning and memory. Palmitoylation regulates localization and function of many synaptic proteins including AMPA-Rs, auxiliary factors and synaptic scaffolds in an activity-dependent manner. We identified the synapse differentiation induced gene (SynDIG) family of four genes (SynDIG1-4) encoding brain-specific transmembrane proteins that associate with AMPARs and regulate synapse strength. SynDIG1 is palmitoylated at two cysteine residues located at positions 191 and 192 in the juxta-transmembrane region important for activity-dependent excitatory synapse development. Here, we describe an innovative biochemical approach, the acyl-PEGyl exchange gel shift (APEGS) assay, to investigate the palmitoylation state of any protein of interest and demonstrate its utility with the SynDIG family of proteins in mouse brain lysates.

Palmitoylation entails the incorporation of a 16-carbon palmitate moiety to cysteine residues of target proteins in a reversible manner. Here, we describe a biochemical approach, the acyl-PEGyl exchange gel shift (APEGS) assay, to investigate the palmitoylation state of any protein of interest in mouse brain lysates.

아실-PEGyl 교환 젤 시프트 분석은 뇌막 단백질의 팔미토일화의 정량적 측정을 위한 것입니다.

Activity-dependent alterations in the levels of synaptic AMPA receptors (AMPARs) within the postsynaptic density (PSD) is thought to represent a cellular ...

An Electrochemiluminescence-Based Assay for MeCP2 Protein Variants

The ECLIA is a versatile method which is able to quantify endogenous and recombinant protein amounts in a 96-well format. To demonstrate ECLIA efficiency, this assay was used to analyze intrinsic levels of MeCP2 in mouse brain tissue and the uptake of TAT-MeCP2 in human dermal fibroblasts. The MeCP2-ECLIA produces highly accurate and reproducible measurements with low intra- and inter-assay error. In summary, we developed a quantitative method for the evaluation of MeCP2 protein variants that can be utilized in high-throughput screens.

The electrochemiluminescence immunoassay (ECLIA) is a novel approach for quantitative detection of endogenous and exogenously applied MeCP2 protein variants, which produces highly quantitative, accurate and reproducible measurements with low intra- and inter-assay error over a wide working range. Here, the protocol for the MeCP2-ECLIA in a 96-well format is described.

MeCP2 단백질 변이체에 대한 전기 화학 발광 기반 분석

The ECLIA is a versatile method which is able to quantify endogenous and recombinant protein amounts in a 96-well format. To demonstrate ECLIA efficiency, ...

Assessment of Cellular Oxidation using a Subcellular Compartment-Specific Redox-Sensitive Green Fluorescent Protein

Measuring the intracellular oxidation/reduction balance provides an overview of the physiological and/or pathophysiological redox status of an organism. Thiols are especially important for illuminating the redox status of cells via their reduced dithiol and oxidized disulfide ratios. Engineered cysteine-containing fluorescent proteins open a new era for redox-sensitive biosensors. One of them, redox-sensitive green fluorescent protein (roGFP), can easily be introduced into cells with adenoviral transduction, allowing the redox status of subcellular compartments to be evaluated without disrupting cellular processes. Reduced cysteines and oxidized cystines of roGFP have excitation maxima at 488 nm and 405 nm, respectively, with emission at 525 nm. Assessing the ratios of these reduced and oxidized forms allows the convenient calculation of redox balance within the cell. In this method article, immortalized human triple-negative breast cancer cells (MDA-MB-231) were used to assess redox status within the living cell. The protocol steps include MDA-MB-231 cell line transduction with adenovirus to express cytosolic roGFP, treatment with H2O2, and assessment of cysteine and cystine ratio with both flow cytometry and fluorescence microscopy.

This protocol describes the assessment of subcellular compartment-specific redox status within the cell. A redox-sensitive fluorescent probe allows convenient ratiometric analysis in intact cells.

세포간 구획-특이적 레독스-에민감한 녹색 형광 단백질을 이용한 세포 산화 평가

Measuring the intracellular oxidation/reduction balance provides an overview of the physiological and/or pathophysiological redox status of an organism. ...

Fluorescent Leakage Assay to Investigate Membrane Destabilization by Cell-Penetrating Peptide

Cell-penetrating peptides (CPPs) are defined as carriers that are able to cross the plasma membrane and to transfer a cargo into cells. One of the main common features required for this activity resulted from the interactions of CPPs with the plasma membrane (lipids) and more particularly with components of the extracellular matrix of the membrane itself (heparan sulphate). Indeed, independent of the direct translocation or the endocytosis-dependent internalization, lipid bilayers are involved in the internalization process both at the level of the plasma membrane and at the level of intracellular traffic (endosomal vesicles). In this article, we present a detailed protocol describing the different steps of a large unilamellar vesicles (LUVs) formulation, purification, characterization, and application in fluorescence leakage assay in order to detect possible CPP-membrane destabilization/interaction and to address their role in the internalization mechanism. LUVs with a lipid composition reflecting the plasma membrane content are generated in order to encapsulate both a fluorescent dye and a quencher. The addition of peptides in the extravesicular medium and the induction of peptide-membrane interactions on the LUVs might thus induce in a dose-dependent manner a significant increase in fluorescence revealing a leakage. Examples are provided here with the recently developed tryptophan (W)- and arginine (R)-rich Amphipathic Peptides (WRAPs), which showed a rapid and efficient siRNA delivery in various cell lines. Finally, the nature of these interactions and the affinity for lipids are discussed to understand and to improve the membrane translocation and/or the endosomal escape.

The fluorescence leakage assay is a simple method that enables the investigation of peptide/membrane interactions in order to understand their involvement in several biological processes and especially the ability of cell-penetrating peptides to disturb phospholipids bilayers during a direct cellular translocation process.

세포 관통 펩타이드에 의한 막 불안정화를 조사하기 위한 형광 누설 분석

Cell-penetrating peptides (CPPs) are defined as carriers that are able to cross the plasma membrane and to transfer a cargo into cells. One of the main ...

Optimized Incorporation of Alkynyl Fatty Acid Analogs for the Detection of Fatty Acylated Proteins using Click Chemistry

Fatty acylation, the covalent addition of saturated fatty acids to protein substrates, is important in regulating a myriad of cellular functions in addition to its implications in cancer and neurodegenerative diseases. Recent developments in fatty acylation detection methods have enabled efficient and non-hazardous detection of fatty acylated proteins, particularly through the use of click chemistry with bio-orthogonal labeling. However, click chemistry detection can be limited by the poor solubility and potential toxic effects of adding long chain fatty acids to cell culture. Described here is a labeling approach with optimized delivery using saponified fatty acids in combination with fatty-acid free BSA, as well as delipidated media, which can improve detection of hard to detect fatty acylated proteins. This effect was most pronounced with the alkynyl-stearate analog, 17-ODYA, which has been the most commonly used fatty acid analog in click chemistry detection of acylated proteins. This modification will improve cellular incorporation and increase sensitivity to acylated protein detection. In addition, this approach can be applied in a variety of cell types and combined with other assays such as pulse-chase analysis, stable isotope labeling with amino acids in cell culture, and mass spectrometry for quantitative profiling of fatty acylated proteins.

The study of fatty acylation has important implications in cellular protein interactions and diseases. Presented here is a modified protocol to improve click chemistry detection of fatty acylated proteins, which can be applied in various cell types and combined with other assays, including pulse-chase and mass spectrometry.

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Fatty acylation, the covalent addition of saturated fatty acids to protein substrates, is important in regulating a myriad of cellular functions in ...

Pure Shift Nuclear Magnetic Resonance: a New Tool for Plant Metabolomics

Nuclear Magnetic Resonance (NMR) is one of the most powerful tools used in metabolomics. It stands as a highly accurate and reproducible method that not only provides quantitative data but also permits structural identification of the metabolites present in complex mixtures.
Metabolic profiling by 1H NMR has proven useful in the study of various types of plant scenarios, which include the evaluation of crop&#160;conditions, harvest and post- harvest treatments, metabolic phenotyping, metabolic pathways, gene regulation, identification of biomarkers, chemotaxonomy, quality control, denomination of origin, among others. However, signal overlapping of the large number of resonances with expanded J-coupling multiplicities complicates the spectra analysis and its interpretation, and represents a limitation for classical 1H NMR profiling.
In the last decade, novel NMR broadband homonuclear decoupling techniques through which multiplet signals collapse into single resonance lines - commonly called Pure Shift methods - have been developed to overcome the spectra resolution problem inherent to 1H NMR classical spectra.
Here a step-by-step protocol of the plant extract preparation and the procedure to record optimal Pure Shift PSYCHE and SAPPHIRE-PSYCHE spectra in three different plant matrices - Vanilla plant&#160;leaves, potato tubers (S. tuberosum), and Cape gooseberries (P. peruviana) - is presented. The effect of the gain in resolution in metabolic identification, correlation analysis and multivariate analyses, as compared against classical spectra, is discussed.

<meta charset="utf8"></head><body>Pure Shift 핵 자기 공명: 식물 대사체학을 위한 새로운 도구

This paper presents the use of PSYCHE and SAPPHIRE-PSYCHE in the metabolic profiling of plants and includes detailed procedures for sample preparation and optimal Pure Shift NMR spectra recording. Examples through which the gain in resolution achieved by homonuclear decoupling allows a more comprehensive understanding of the system are discussed.

Pure Shift 핵 자기 공명: 식물 대사체학을 위한 새로운 도구

Nuclear Magnetic Resonance (NMR) is one of the most powerful tools used in metabolomics. It stands as a highly accurate and reproducible method that not ...