We acknowledge support of this work by the National Multiple Sclerosis Society and Simons Center for the Social Brain. BQ acknowledges support from the U.S. National Defense Science &amp; Engineering Graduate Fellowship program.

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The authors have nothing to disclose.

본 논문에서는 각 기술은 뇌 조직의 기계적 성질의 다른 측면을 측정합니다. 크리프 준수 및 응력 완화 계수는 시간에 따른 기계적 특성의 측정이다. 저장 및 손실 모듈러스는 속도 의존 기계적 특성을 나타낸다. 충격 압입은 속도 - 종속 기계적 특성을 측정하지만, 에너지 소비의 맥락이다. 조직의 기계적 특성을 특성화 할 때, 모두 AFM 사용 들여 쓰기 및 유변학은 일반적으로 방법을 사용한다. 전술 한 바와 같이 시간에 따라 재료의 특성을 제공 할뿐만 아니라, 여러 실험 파라미터, 세포 및 조직 탄성률 (4)에도 주파수 의존 특성 (24)를 측정하는데 사용될 수 있기 때문에 가능 AFM 압입 특히 유용하다. 그러나, 실험 데이터와 디자인의 정확한 해석은 준수, 수화 조직을 위해 도전 할 수있다. 레오 메타 조치는 적절한 일괄 동안조직의 관계는, AFM 사용 들여 쓰기는 세포의 미세 환경에 관련된 마이크로 볼륨을 조사합니다. 충격 압입은 재료가 초점 충격에 의한 외상성 뇌 손상 연구와 같은 애플리케이션에서 유용 농축 동적 충격 하중의 맥락에서 변형 방법을 구체적으로 정량화 할 수있는 수단을 제공한다. 각각의 기술의 결과를 직접 비교할 수 없지만 후술하는 바와 같이, 충격 압입을 통해 측정 된 에너지 소비 특성이 레올로 측정 한 전단 손실 탄성률과 동일한 경향을 따른다. 여기에 예시 된 뇌 조직의 AFM 사용 들여 쓰기, 우리는 크리프 준수 및 스포츠 시설을 강제를 사용하여 점탄성 특성을 측정 하였다. 때문에 AFM 프로브의 작은 크기 때문에,이 기술은 각각 뇌량 피질 (도 2의 백색과 회색 물질 영역으로서 뇌의 해부학 적으로 별개의 영역의 기계적 특성을 측정 할 수있다. (4) </strong&gt;). 자기 비틀림 계측법 광 핀셋 및 microrheology 등 - - 생물학적 시료의 마이크로 기계적 특성을 측정하기위한 다른 기술이 있지만 이들 기술들은 성공적 반투명 내에 광의 비교적 강한 산란 부에 의한 조직 샘플에 사용되지 않은 조직. 우리는이 방법으로 측정 뇌 조직의 점탄성 행동 이전에 엘킨 &amp; 모리슨 (26)에 의한 결과를보고에 질적으로 유사하다는 것을 발견했다. 이완 계수에 대한 측정 된 값의 크기는 일치하지 않지만, 이는 실험 조건의 차이를 보인다. 엘킨 &amp; 모리슨은 우리의 20 μm의 직경 구형에 비해 250 μm의 직경 평면 펀치를 사용합니다. 우리는 생쥐에서 얻은 뇌 조직에 대한 측정을 수행하는 동안 또한, 엘킨 &amp; 모리슨, 쥐에서 뇌 조직에 대한 측정을 수행한다. 이러한 차이, 기술의 두 MEAS에도 불구하고뇌량의 흰색 물질이 관상면에서 피질의 회색 물질보다 낮은 이완 계수를 나타내는 것으로,보다 구체적으로는 뇌 조직 내에서 이기종 기계적 특성을 ured, 또는. 우리가 크리프 준수를 계산 요청 단계 부하 또는 단계 들여 쓰기에 대한 응답으로 이완 계수를 강제하면서, 각각 실험적으로 적용 하중과 압입 이상적인 (순간) 단계 기능 아니라는 것을 주목하는 것이 중요하다. 로드 및 들여 쓰기 짧은 시간 척도 (&lt;1 초)에 걸쳐 적용되고,이로드 역사는 측정 크리프 및 휴식 응답 7,25 영향을 미칠 수 있습니다. 크리프 컴플라이언스 계수의 약간의 오버 추정의 적용 단계 부하 결과를 가정하면서 구체적으로, 아래의 추정 이완 계수의 약간에 적용 단계 들여 쓰기 결과를 가정. 실제 계산 탄성 계수 사이의 불일치는 램프 속도로 감소인가 된 하중과 압입 증가. 부하 완화를 수행의 핵심 단계는 유지 힘의 적절한 크기를 선택한다 (즉,인가 된 힘에 직접 관한 포토 다이오드에 대응하는 전압 설정 값). 크리프 준수에 대한 설정 값의 힘을 선택해야합니다 있도록 : (1) 응답이 압입 깊이에서 쉽게 측정 가능한 변화를 생성하기에 충분히 큰; 및 (2) 설정치 력을 유지하는데 필요한 압입 깊이는 AFM 캔틸레버베이스의 수직 위치를 조절 강자성 압전 액츄에이터의 범위 밖에서 드리프트 정도로 커지지 않도록 충분히 작다. 제시된 프로토콜에서, 우리는 우리의 실험 설정에 잘 작동 5 윈의 설정 값의 힘을 제안했다. 강자성 압전 인해 제한된 운동 범위 (도. 4A, 인셋 참조)에 그 힘을 유지할 수없는 경우, 그 값이 저하 될 수있다. 이 실험 문제는 encount되지 않습니다피드백 루프를 통해 일정한 계산 압입 깊이를 유지하는 힘이 완화 실험을 겹. nanoNewton (윈)의 준 정적 AFM 사용 들여 쓰기는 달리 힘과 μm의 규모의 깊이를 확장에 영향을 들여 쓰기 백만 규모의 힘의 집중 동적 하중을 적용하고 밀리미터 규모의 접근 깊이에 시편의 변형 응답을 측정한다. 우리는 이전에 심장과 간 9,11,12의 동작을 정량화하는 충격 들여 쓰기를 사용하고, 그 기관에서 조직에 대한 로딩 속도에 에너지 소비 응답의 유사한 의존도를 관찰했다. 충격 들여 쓰기 μm의에서 mm에 이르는 프로브 반경을 수용 할 수 있습니다. 또한 충격 압입 실험 수화 조직 (21)의 기계적인 특성을 허용 완전히 침지 환경에서 수행 될 수있다. 이러한 뇌 조직으로 매우 준수 샘플을 테스트 할 때, 꼬마 도깨비ortant 고려 사항이 고려되어야한다. 첫째로, 재료로 최대 깊이 측정은 약 1mm, 기기 자체의 길이 스케일에 의해 설정된 제약이고; 더 진자 변위 물리적 진자의 상단과 상기 고정 자석 판에있는 전자기 코일과 충돌하여 정지한다. 뇌 조직,이 성공적으로 약 5mm / 초에 적용될 수있는 가장 높은 충돌 속도를 제한한다. 타격 속도의 차 mm / s에있는 동안, 대응하는 변형 에너지 밀도로 인해 프로브 반경 (11)의 작은 크기로 탄도 조건 접근 킬로 / m 3의 순서에 참고. 장비가 프로브와 조직 표면 사이의 접촉을 검출하기 위해 두 번째는 잠재적으로 곤란하게 할 수있다. 샘플 스테이지는 프로브를 향해 이동함에 따라 진자가 이동하여 시료 위로 가압되는 경우, 접촉이 검출된다. 그러나 고도로 complian프로브가 샘플에 침투하면서 t 샘플, 진자가 검출 가능 편향되지 않을 수 있습니다. 이 문제를 해결하기 위해, 샘플 스테이지 다시 진자 구동 접촉하는 동안 큰 힘이있을 것 같은 이동 속도를 증가시킬 수있다. 샘플은 또한 적절한 접점 검출의 오류를 최소화하기 위해 가능한 한 평탄하게한다. 마지막으로, 충격 하중이 진자 상단 전자 전류는 제 충격 이벤트로부터 침투하는 구동력을 계속 공급한다는 점에서 진정한 충격 하중 않음을 유의. 그 결과, 특히 크리프 에너지 소산 특성의 해석을 복잡하게 높은 하중 조건에서 발생할 수있다. 이 기술에 대한 추가 연구는 현미경을 통해 조직 샘플 표면의 시각화를 체온의 연구를 가능하게 온도 제어를 도입 등을 포함하는 충격 응답의 크리프 응답을 포함 할 수 디커플링액체 셀과 호환 전자. 레오 메타는 거시적 수준에서 점탄성 고체의 주파수 종속 기계적 특성을 측정한다. 전단 모듈러스 성분 스토리지 G &#39;및 손실 G &quot;는 일반적으로 기기 프로브 기하학 및 샘플 (13)에 따라 10-100 라드 / 초 0.001 내지 0.1 라드 / 초에 걸친 범위의 주파수에서 측정 될 수있다. 정확한 측정은 , 진폭 스위프는 재료의 선형 탄성 범위를 결정하기 위해 주파수 스위프하기 전에 수행되어야한다 이것이 14,27 변하지 &#39;하는 G&#39;및 G &#39;의 변형률 범위 인 주파수 선택되는 전단 변형한다. 스윕 충분한 토크를 측정하는 동안 달성되는 것을 (일반적으로 1 ~ 2 %의 전단 변형)과 같은 선형 점탄성 한도 내에서 가능한 한 높아야한다. 측정시의 토크가 항상으로 보장하기 위해 제조자의 허용 범위 내에 있어야잡음비 ufficient 신호. 또한, 유변학 프로브 토크를 최대화하기 위해 가능한 한 커야 사용하지만, 샘플 13 완전히 중첩한다. 샘플의 제조에서, 티슈 접촉 판 사이했을 때에 응력 구배를 최소화하기 위해 가능한 한 평탄 분리한다. 접촉이 샘플로 만든 경우, 조직은 해당 인터페이스에서 슬립을 최소화하는 데에 어떤 물방울이 없어야합니다. 이 조직 구조 (13)이 저하됩니다 그러나, 또한 조직은 사전에 또는 측정 중에 건조하지 않아야합니다. 조직은 완전히 두 판 사이의 접촉 후 매체와 수화해야한다. 접착제, 방수 사포는 또한 슬립 (28)을 최소화하기 위해 판에 부착 될 수있다. 또한, 축 방향 압축은 뇌 조직 (29)의 G &#39;의 크기를 변경하는 것으로 나타났다. 레올 샘플 높이의 작은 변화 (~ 500 (~ 5mm)는 전형적으로 얇은 때문에μm의)은 큰 압축 균주 (예를 들어, ~ 10 %) 및 전단 계수에 따라서 크게 변화를 생성 할 수있다. 샘플 점탄성 같이 또한 재료 의한 측정에 영향을 미칠 수있는 압축 축 (28)에 응력 완화를 받게 될 것이다. 따라서, 반복 측정 유사한 작동 축 균주에서 수행되어야하고, 샘플 측정 전에 (예를 들어, 5-10 분) 긴장을 허용한다. 이러한 현상과 관련된 오류는 기술의 한계입니다. 유변학의 다른 제한은 종종 조직 샘플 (13)에 해당하지 않은 재료가 균질 등방성이라는 가정을 포함한다. 또한, 온도가 G 영향 바와 같이 생리 학적 조건에서 유지되어야하는 전원 법 beha 변경없이 알맞은 및 G &#39;&#39; &#39;와 G&#39;(22). 뇌 조직 특히, 온도 상승은 모두 G 감소하는 것으로 나타났다 &#39;주파수 vior, 따라서 시간 - 온도 중첩 주체 22,30 다음. 우리의 데이터는 G &#39;와 G&#39; &#39;의 비슷한 크기뿐만 아니라 모두 G&#39;및 G &quot;의 약한 전력 법 주파수 의존성을 관찰 돼지 뇌의 이전 연구 22,27와 잘 일치한다. 계산 된 비율 tanδ = G &quot;/ G &#39;(그림. 6) 레오 메타 및 영향 들여 쓰기의 비교 한 기초를 제공한다. 충격 들여 쓰기, 우리는 뇌 조직의 에너지 소산 능력이 증가 로딩 속도로 증가하였습니다. 유변학를 사용하여, 우리는 발견 주파수가 증가할수록, tanδ는 바꾸어 말하면, 재료는 높은 주파수에서 더 많은 산성이었다. 증가 하였다. 또한, 충격 압입 측정 직접 탄성률 수치화하지는 않지만, 직접 침투 깊이의 X 최대 감소 increasin와g 탄성 계수. 함께,이 문서에서 설명하는 방법은 마이크로, 메조, 그리고 거시 길이 스케일에서 뇌 조직의 기계적 특성을 활성화하고 다른 로딩 속도로. 본 명세서에서 제시된 방법은 생물학적 조직 및 설계 하이드로 겔 모두 포함 호환 재료의 수를 이용할 수있다. 뇌 조직의 다중 스케일 점탄성 특성에 대한 심층적 인 이해를 바탕으로, 우리는 뇌의 기계적 응답을 모방하도록 설계 디자인 자료를 더 나은 수 있습니다. 이 조직의 모의 물질은 기계적 손상 및 보호 전략 공학의 예측을 용이하게 할 수있다. 또한 뇌의 물성이 더 특히 자폐증 및 다발성 경화증과 같은 신경성 질환의 맥락에서, 중추 신경계 세포의 성장 및 연결을 이해 관내 및 생체 내 연구에서 bioinspired 재료를 설계하는데 사용될 수있다.

생물학적 장기를 포함하는 대부분의 부드러운 조직 광물 뼈 재료 또는 설계에 비하여 기계적 및 구조적으로 복잡하고, 저 강성이고, 비선형 및 시간에 따른 변형을 나타낸다. 신체의 다른 조직에 비해 뇌 조직은 아빠 1의 100 단위 정도의 탄성 계수를 E로, 현저하게 준수합니다. 뇌 조직은 독특하고 깍지 회색과도 기능적으로 차이가 백질 영역과 구조적 이질성을 나타낸다. 이해 뇌 조직 역학 부상시 뇌의 반응을 모방하는 기계적 손상의 예측을 용이하게하고, 보호 전략 공학 있도록 재료 및 계산 모델의 설계에 도움이된다. 또한, 이러한 정보는 조직의 재생을위한 설계 목표를 고려​​하는 것이 사용될 수 있고, 더 다중 경화증 및 자폐증과 같은 질병과 관련된 뇌 조직의 구조적 변화를 이해. H의 전에, 우리는 설명하고 중간 -, 마이크로에서 뇌 조직을 포함하여 기계적으로 준수하는 조직의 점탄성 특성을 특성화 할 수있는 여러 가지 실험 방법을 설명하고, 매크로 규모. 마이크로 스케일에서, 우리는 크리프 컴플라이언스를 실시 및 원자 현미경 (AFM)을 이용하여 사용이 가능한 압입 완화 실험 강제. 일반적으로, AFM 기반 압입는 시료 2-4의 탄성률 (강성 또는 순시)를 추정하는데 사용된다. 그러나, 같은 기기는 또한 마이크로 점탄성 (또는 시간 - 속도 - 의존적) 특성 5-10를 측정하는데 사용될 수있다. 도 1에 도시 한 실험의 원리는 시간이 지남에 따라, 뇌 조직에 프로브 외팔보 AFM에 들여 힘 또는 압입 깊이의 특정 크기를 유지하고, 각각 압입 깊이와 힘의 대응 변화를 측정하는 것이다. 이러한 데이터를 사용하여, 우리는 크리프 샘플 콘텐츠를 계산할 수각각 liance J C 및 휴식 계수 G R,. 중규모, 우리는 진자 기반 인스트루먼트 나노 인 덴터를 이용하여 조직 구조 및 수분 레벨을 유지하는 유체 침지 조건에 영향을 들여 실험을 수행 하였다. 실험 장치는도 2에 도시되어있다. 진자가 조직과 접촉하여 요동으로 진동 진자 조직 내 쉴 때까지의 변위가 시간의 함수로서 기록된다 프로브. 프로브 얻어진 감쇠 고조파 진동 운동에서, 우리는 조직 (11, 12)의 (에너지 손실의 속도에 관한)의 최대 침투 깊이 X 최대 에너지 소산 용량 K 및 소산 품질 인자 Q를 계산할 수있다. 매크로 스케일에서, 우리는, 주파수 의존 전단 탄성률을 정량화하는 평행 판 레오 미터를 사용하여. 조직의 저장 탄성률 G &#39;와 손실 탄성률 G &quot;를 지칭 유변학이 유형에서는, 고조파 각 균주를 적용 (전단 변형을 대응하는) 공지의 진폭과 주파수 및 reactional 토크 측정 (및 전단 응력에 대응) 도 3에 도시 된 바와 같이. 상기 측정 된 토크의 결과 진폭 및 위상 지연과 시스템의 기하학적 변수부터는 관심 13,14의인가 주파수 &#39;G&#39;와 G를 계산할 수있다.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="1078">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:381px;">Xylaxine</td>
			<td style="width:161px;">Lloyd Laboratoried</td>
			<td style="width:135px;"></td>
			<td style="width:401px;">perscription drug</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Ketamine</td>
			<td>AnaSed Injections</td>
			<td></td>
			<td>perscription drug</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Vibratome (Vibrating blade microtome)</td>
			<td>Leica</td>
			<td>VT1200</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Hibernate-A Medium</td>
			<td>Gibco</td>
			<td>A1247501</td>
			<td>CO2-independent neural medium for adult tissue</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Atomic Force Microscope, MFP-3D-BIO</td>
			<td>Asylum Research</td>
			<td>-</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Petri Dish Heater</td>
			<td>Asylum Research</td>
			<td>-</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">AFM Probe, 0.03 N/m, 10 um radius borosilicate sphere</td>
			<td>Novascan</td>
			<td>PT.GS</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Cell-Tak</td>
			<td>Corning</td>
			<td>354240</td>
			<td>mussel-derived bioadhesive</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Sodium Bicarbonate</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>S5761</td>
			<td>alternate suppliers can be used</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Sodium Hydroxide, 1N</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>59223C</td>
			<td>alternate suppliers can be used</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Instrumented Indenter, NanoTest Vantage</td>
			<td>Micro Materials Ltd.</td>
			<td>-</td>
			<td>probe tip needs to be machined (steel flat punch, 1mm diameter, 4-5 mm length)</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">NanoTest Liquid Cell</td>
			<td>Micro Materials Ltd.</td>
			<td>-</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Parallel Plate Rheometer MCR501</td>
			<td>Anton-Parr</td>
			<td>-</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">PP25&#160;</td>
			<td>Anton-Parr</td>
			<td>-</td>
			<td>25 mm diameter flat measurement plate</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Adhesive Sandpaper</td>
			<td>McMaster-Carr</td>
			<td>4184A48</td>
			<td>alternate suppliers can be used</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Loctite 4013 Instant Adhesive</td>
			<td>Henkel</td>
			<td>20268</td>
			<td>alternate suppliers can be used</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

characterizing multiscale mechanical properties of brain tissue using atomic force microscopy, impact indentation, and rheometry

기계 모조품 또는 조직 재생 연구에 대한 여부, 뇌의 특성에 의해 영감 재료를 설계 및 엔지니어, 뇌 조직 자체는 물론 다양한 길이와 시간 규모에서 특징해야합니다. 많은 생물학적 조직과 마찬가지로 뇌 조직은 복잡한 계층 구조를 나타낸다. 그러나 대부분의 다른 조직과는 대조적으로, 뇌는 아빠의 100 단위 정도의 영의 탄성 계수를 E로, 매우 낮은 기계적 강성이다.이 낮은 강성 키 기계적 특성의 실험적 특성에 문제를 표시 할 수 있습니다. 여기, 우리는 서로 다른 길이 스케일과 로딩 속도에서 뇌 조직으로 수화, 준수 생물학적 재료의 탄성 및 점탄성 특성을 측정하도록되어 여러 가지 기계적 특성 분석 기법을 보여줍니다. 마이크로 스케일에서, 우리는 원자 힘 현미경을 사용 들여 쓰기를 사용하여 크리프 준수 및 강제 휴식 실험을 실시하고 있습니다. 메소에서케일, 우리는 진자 기반 계측 압자를 사용하여 충격 압입 실험을 수행합니다. 거시적, 우리는 주파수에 의존 전단 탄성 계수를 정량화하는 평행 판 레오 메타를 실시하고 있습니다. 우리는 또한 각 방법과 관련된 문제 및 제한 사항에 대해 설명합니다. 이 두 기술은 더 뇌의 구조를 이해하는 바이오 고무 물질을 설계하는 데 사용될 수 뇌 조직의 충분히 기계적 특성을 가능하게한다.

그림 4는 각각 가해진 힘 또는 압입 깊이 (그림 4A, D), 부여, 크리프 준수에 대한 시간 응답 (그림 4B, E) 대 대표 들여 쓰기와 힘을 보여줍니다 및 휴식 실험을 강제로. 이러한 데이터는 시스템의 구조를 사용하여 크리프 컴플라이언스 J의 C (t)와 이완 계수 G R (t)에 힘이 뇌 (도 4C, F)의 상이한 영역에 대해 계산 될 수있다. 이전의 연구는 뇌 (23)의 다른 영역의 탄성 계수의 차이를 도시하고 있지만, 점탄성 특성은 주어진 조직 절편 내의 지역간 편차를 보이지 않는다 마우스 뇌 조직 조각이 방법으로 측정 하였다. 충격 들여 쓰기는 공간적으로 시간적으로 집중하고 높은 속도로 조직의 기계적 특성을 측정테드로드. 이러한 실험의 결과는 조직 외상 또는 수술과 관련된 의도적 인 변형에 응답하여 에너지를 방산하는 방법에 대한 정보를 제공한다. 충격 압입 프로브의 감쇠 진동 운동은 (도 2b)의 최대 침투 깊이 X 최대 (도 5a), 에너지 소산 능력 K (도 5b) 및 조직의 에너지 소산 율 Q (도 5C)을 계산하기위한 정보를 제공한다. 침투 깊이 강하게 조직의 탄성 계수와 상관 변형 저항을 측정한다 : 단단한 조직은 주어진 충격 속도와 충돌 에너지를위한 작은 투과 두께를 나타낸다. 에너지 소실 능력은 조직이 처음 충격 사이클 동안에 충격 에너지를 소산있는 정도의 단위없는 측정이다. 소산 품질 계수 측정 얼마나 많은 사이클 I에서 진동이 발생하기 전에MPACT 크게 감쇠된다 - 이것은 에너지 손실의 속도에 직접적으로 관련된, 이는 시간 단위로 표현 아니지만. 이러한 세 충격 응답 파라미터는 상기 조직의 비율 - 의존 특성을 연구 할 수있는 수단을 제공하는 다른 충격 속도에서 정량화 할 수있다. 도 6은 0.1 라드 / 초 내지 50 라드 / 초 범위의 주파수에 대해 거시적 G &#39;와 G &quot;를 나타낸다. 저장 탄성률이 거의 저주파수에서 손실 탄성률보다 큰 크기 순서이다. 그러나, 저장 및 손실 탄성율의 비율을 주파수가 증가함에 따라 감소한다.이 저장 탄성률이 탄성 특성을 설명하고, 손실 탄성률은 물질의 점성 손실을 설명 이후 탄성 특성은 뇌 조직의 동작을 지배하는 것을 나타낸다. 충분히 높은 로딩 주파수에서 저장 및 손실 계수가 동등 것 지점을 표시하는재료 (즉, 점성 특성 샘플의 거동을 지배) 흐르기 시작한다. 본원에 도시 된 바와 같이 측정 된 뇌 조직의 경우에 대해, 계측의 물리적 제한은 우리가 높은 주파수에서 물성을 측정 할 수 없다. <img alt="그림 1" src="/files/ftp_upload/54201/54201fig1.jpg" /> 그림 AFM 사용 크리프 준수 1. 그림과 강제 휴식 실험. (A) AFM 사용 들여 쓰기는 자유 단부에 부착 마이크로 반경 나노의 구형 비드와 유연한 캔틸레버를 사용하여 수행됩니다. 압흔 중 (B)는, 캔틸레버 휨은 레이저 캔틸레버의 포토 다이오드 상 단부에서 반사하여 측정된다. (C) 포스 완화 실험은, 일정한 깊이까지인가 캔틸레버를 압입에 의해 수행되는 동안 입술과 힘 붕괴시간 pect 측정한다. (D) 크리프 컴플라이언스 대책 일정한 가해진 힘과 캔틸레버의 변화 압입 깊이. (C) 및 (D)가 5 개 지역 (녹색 텍스트)으로 분할되었다 : 샘플 표면에 대한 AFM 프로브 (1)의 어프로치 (2) 샘플에 연락하여 지령치 압흔 / 힘까지 상승, (3) 설정 값 들여 쓰기 / 힘의 유지 보수 (4) 램프 다운 및 시료 표면의 AFM 프로브 (5) 후퇴. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/54201/54201fig1large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a> <img alt="그림 2" src="/files/ftp_upload/54201/54201fig2.jpg" /> 충격 압입 실험 그림 2. 그림. 충격 들여 쓰기 (A) 도식, 완전히 수화 된 상태에서 실험을 수행 할 수있는 능력을 설명. (B) Repres<html> 마우스 뇌 슬라이스와 해당 속도 프로파일 수집 시간의 함수로서 entative 프로브 변위 프로파일. 키 측정 된 변위 및 표시되어 에너지 소비를 정량화하는 데 사용되는 계산 속도 매개 변수를 설정합니다. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/54201/54201fig2large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a> <img alt="그림 3" src="/files/ftp_upload/54201/54201fig3.jpg" /> 평행 판 레오 미터 실험 그림 3. 그림. 평행 판 레오 미터 실험 및 적용 진동 전단 변형에 관한 정의의 (A) 도식. (B) 주제는 시간의 함수로서 응력 변형률과 결과를 적용 하였다. 전단 저장 탄성률 G &#39;및 전단 손실 탄성률 G &quot;는 변형 진폭 통해 계산54201은 / 54201eq12.jpg &quot;/&gt; 토크 진폭 T &#39;0, 위상 지연 <img alt="식 (1)" src="/files/ftp_upload/54201/54201eq13.jpg" /> 프로브 및 샘플 반경 R, 및 샘플 높이 (H). <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/54201/54201fig3large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a> <img alt="그림 4" src="/files/ftp_upload/54201/54201fig4.jpg" /> 도 4 주제 크리프 컴플라이언스 데이터와 강제 완화 실험. (A는 B)도 1에서 원시 데이터에서의 관심 영역이 힘을인가하는 시간 크리프 컴플라이언스에 대해 정의 된 상수 (A) 유지 압입 깊이 동안에 (B)을 측정한다. (A)의 삽입은 AFM 압전가 없습니다 실패한 실험 데이터를 보여줍니다가해진 힘 (B)의 삽입을 유지하기 (B)에 도시 된 성공의 실험 데이터에 질적으로 유사한 대응 압입 응답을 나타낸다. 인가 된 힘의 데이터 측정 들여 쓰기, 프로브의 구조에 대한 지식과 함께 (C)는, 크리프 컴플라이언스 J의 C (t)을 계산한다. 시간 대 힘 (E)를 측정하는 동안 힘 완화에 (D, E)는 압입 깊이는 상수 (D)를 유지한다. 이러한 데이터를 사용하여 (F)의 힘 완화 탄성률 G R (t)이 계산 될 수있다. 크리프 준수 및 강제 휴식 실험은 이러한 뇌량 (적색)과 피질 (파란색)으로 뇌의 해부학 적으로 특정 영역에 수행 될 수있다. (C, F)의 데이터를 n = 5 마우스의 측정 값의 평균이다. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/54201/54201fig4large.jpg" target="_blank">CLIC하세요</a>이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 케이. <img alt="그림 5" src="/files/ftp_upload/54201/54201fig5.jpg" /> 마우스 뇌 조직의 그림 충격 압입 실험 5. 대표 데이터. 최대 침투 깊이 X 맥스, 에너지 소산 능력 K, 및 손실의 품질 계수 Q는 서로 다른 충격 속도에서 얻어진 원료 변위 프로필에서 계산됩니다. 데이터 (N = 포인트 당 18 복제 측정)으로 평균 ±에게 표준 편차를 표시됩니다. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/54201/54201fig5large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a> <img alt="그림 6" src="/files/ftp_upload/54201/54201fig6.jpg" /> 유변학 실험에서 그림 6. 대표 데이터. 저장 G &#39;와손실 G &#39;&#39;돼지 뇌의 관상 조각에서의 계수. 수량 tanδ는 저장 탄성률의 손실의 비율로서 계산된다. 데이터는 (N = 포인트 당 4 복제 측정)으로 평균 ±에게 표준 편차를 표시됩니다. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/54201/54201fig6large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a>

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Characterizing Multiscale Mechanical Properties of Brain Tissue Using Atomic Force Microscopy, Impact Indentation, and Rheometry

We present a set of techniques to characterize the viscoelastic mechanical properties of brain at the micro-, meso-, and macro-scales.

원자 힘 현미경, 충격 들여 쓰기 및 유변학를 사용하여 뇌 조직의 멀티 스케일 기계 속성을 특성화

To design and engineer materials inspired by the properties of the brain, whether for mechanical simulants or for tissue regeneration studies, the brain ...

characterizing-multiscale-mechanical-properties-brain-tissue-using

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Neuroscience

12.2K 조회수.  Massachusetts Institute of Technology. We present a set of techniques to characterize the viscoelastic mechanical properties of brain at the micro-, meso-, and macro-scales.

비디오: Characterizing Multiscale Mechanical Properties of Brain Tissue Using Atomic Force Microscopy, Impact Indentation, and Rheometry

Preparation of Mouse Brain Tissue for Immunoelectron Microscopy

Transmission electron microscopy (TEM) is extremely useful for visualizing microglial, oligodendrocytic, astrocytic, and neuronal subcellular compartments (dendrite, dendritic spine, axon, axon terminal, perikaryon), as well as their intracellular organelles and cytoskeleton, in the central nervous system at high spatial resolution. Combined with TEM, pre-embedding immunocytochemistry allows the discrimination of cellular elements with few distinctive features and identification criteria (e.g., microglial perikarya and processes, when using an antibody against the microglia-specific marker Iba1 (ionized calcium binding adaptor molecule 1; as presented here)), identifying the neurotransmitter contents of cellular elements (e.g., serotonergic) and their ultrastructural localization of soluble or membrane-bound proteins (e.g., 5 HT1A and EphA4 receptors). Here, we describe a protocol for transcardiac perfusion of mice with acrolein fixative, removal and sectioning of the brain, as well as immunoperoxidase-diaminobenzidine (DAB) staining, resin embedding, and ultrathin sectioning of the brain sections. Upon completion of these procedures, the immunostained material is ready for examination with TEM. When rigorously performed, this technique provides an excellent compromise between optimal ultrastructural preservation and immunocytochemical detection.

We describe a protocol for transcardiac perfusion of mice, removal and sectioning of the brain, as well as immunoperoxidase staining, resin embedding, and ultrathin sectioning of the brain sections. Upon completion of these procedures, the immunostained material is ready for examination with transmission electron microscopy.

Immunoelectron 현미경을위한 마우스 뇌 조직의 준비

Transmission electron microscopy (TEM) is extremely useful for visualizing microglial, oligodendrocytic, astrocytic, and neuronal subcellular compartments ...

연구

신경과학

Focussed Ion Beam Milling and Scanning Electron Microscopy of Brain Tissue

This protocol describes how biological samples, like brain tissue, can be imaged in three dimensions using the focussed ion beam/scanning electron microscope (FIB/SEM). The samples are fixed with aldehydes, heavy metal stained using osmium tetroxide and uranyl acetate. They are then dehydrated with alcohol and infiltrated with resin, which is then hardened. Using a light microscope and ultramicrotome with glass knives, a small block containing the region interest close to the surface is made. The block is then placed inside the FIB/SEM, and the ion beam used to roughly mill a vertical face along one side of the block, close to this region. Using backscattered electrons to image the underlying structures, a smaller face is then milled with a finer ion beam and the surface scrutinised more closely to determine the exact area of the face to be imaged and milled. The parameters of the microscope are then set so that the face is repeatedly milled and imaged so that serial images are collected through a volume of the block. The image stack will typically contain isotropic voxels with dimenions as small a 4 nm in each direction. This image quality in any imaging plane enables the user to analyse cell ultrastructure at any viewing angle within the image stack.

This protocol describes how resin embedded brain tissue can be prepared and imaged in the three dimensions in the focussed ion beam, scanning electron microscope.

초점을 맞춘 이온 빔은 밀링 및 뇌 조직의 전자 현미경을 스캐닝

This protocol describes how biological samples, like brain tissue, can be imaged in three dimensions using the focussed ion beam/scanning electron ...

Functional Neuroimaging Using Ultrasonic Blood-brain Barrier Disruption and Manganese-enhanced MRI

Although mice are the dominant model system for studying the genetic and molecular underpinnings of neuroscience, functional neuroimaging in mice remains technically challenging. One approach, Activation-Induced Manganese-enhanced MRI (AIM MRI), has been used successfully to map neuronal activity in rodents 1-5. In AIM MRI, Mn2+ acts a calcium analog and accumulates in depolarized neurons 6,7. Because Mn2+ shortens the T1 tissue property, regions of elevated neuronal activity will enhance in MRI. Furthermore, Mn2+ clears slowly from the activated regions; therefore, stimulation can be performed outside the magnet prior to imaging, enabling greater experimental flexibility. However, because Mn2+ does not readily cross the blood-brain barrier (BBB), the need to open the BBB has limited the use of AIM MRI, especially in mice.
One tool for opening the BBB is ultrasound. Though potentially damaging, if ultrasound is administered in combination with gas-filled microbubbles (i.e., ultrasound contrast agents), the acoustic pressure required for BBB opening is considerably lower. This combination of ultrasound and microbubbles can be used to reliably open the BBB without causing tissue damage 8-11.
Here, a method is presented for performing AIM MRI by using microbubbles and ultrasound to open the BBB. After an intravenous injection of perflutren microbubbles, an unfocused pulsed ultrasound beam is applied to the shaved mouse head for 3 minutes. For simplicity, we refer to this technique of BBB Opening with Microbubbles and UltraSound as BOMUS 12. Using BOMUS to open the BBB throughout both cerebral hemispheres, manganese is administered to the whole mouse brain. After experimental stimulation of the lightly sedated mice, AIM MRI is used to map the neuronal response.
To demonstrate this approach, herein BOMUS and AIM MRI are used to map unilateral mechanical stimulation of the vibrissae in lightly sedated mice 13. Because BOMUS can open the BBB throughout both hemispheres, the unstimulated side of the brain is used to control for nonspecific background stimulation. The resultant 3D activation map agrees well with published representations of the vibrissae regions of the barrel field cortex 14. The ultrasonic opening of the BBB is fast, noninvasive, and reversible; and thus this approach is suitable for high-throughput and/or longitudinal studies in awake mice.

A technique is described for broadly opening the blood-brain barrier in the mouse using microbubbles and ultrasound. Using this technique, manganese can be administered to the mouse brain. Because manganese is an MRI contrast agent that accumulates in depolarized neurons, this approach enables imaging of neuronal activity.

초음파 혈액 - 뇌 장벽 파괴 및 망간 향상된 MRI를 사용하여 기능성 Neuroimaging

Although mice are the dominant model system for studying the genetic and molecular underpinnings of neuroscience, functional neuroimaging in mice remains ...

Genetic Manipulation of Cerebellar Granule Neurons In Vitro and In Vivo to Study Neuronal Morphology and Migration

Developmental events in the brain including neuronal morphogenesis and migration are highly orchestrated processes. In vitro and in vivo analyses allow for an in-depth characterization to identify pathways involved in these events. Cerebellar granule neurons (CGNs) that are derived from the developing cerebellum are an ideal model system that allows for morphological analyses. Here, we describe a method of how to genetically manipulate CGNs and how to study axono- and dendritogenesis of individual neurons. With this method the effects of RNA interference, overexpression or small molecules can be compared to control neurons. In addition, the rodent cerebellar cortex is an easily accessible in vivo system owing to its predominant postnatal development. We also present an in vivo electroporation technique to genetically manipulate the developing cerebella and describe subsequent cerebellar analyses to assess neuronal morphology and migration.

Genetic Manipulation of Cerebellar Granule Neurons In Vitro and In Vivo to Study Neuronal Morphology and Migration

Neuronal morphogenesis and migration are crucial events underlying proper brain development. Here, we describe methods to genetically manipulate cultured cerebellar granule neurons and the developing cerebellum for the assessment of morphology and migratory characteristics of neurons.

소뇌 과립 신경 세포의 유전자 조작<em&gt; 체외</em&gt;와<em&gt; 생체</em&gt; 신경 세포의 형태와 마이그레이션을 연구하는

Developmental events in the brain including neuronal morphogenesis and migration are highly orchestrated processes. In vitro and in vivo analyses allow ...

The Olfactory System as a Model to Study Axonal Growth Patterns and Morphology In Vivo

The olfactory system has the unusual capacity to generate new neurons throughout the lifetime of an organism. Olfactory stem cells in the basal portion of the olfactory epithelium continuously give rise to new sensory neurons that extend their axons into the olfactory bulb, where they face the challenge to integrate into existing circuitry. Because of this particular feature, the olfactory system represents a unique opportunity to monitor axonal wiring and guidance, and to investigate synapse formation. Here we describe a procedure for in vivo labeling of sensory neurons and subsequent visualization of axons in the olfactory system of larvae of the amphibian Xenopus laevis. To stain sensory neurons in the olfactory organ we adopt the electroporation technique. In vivo electroporation is an established technique for delivering fluorophore-coupled dextrans or other macromolecules into living cells. Stained sensory neurons and their axonal processes can then be monitored in the living animal either using confocal laser-scanning or multiphoton microscopy. By reducing the number of labeled cells to few or single cells per animal, single axons can be tracked into the olfactory bulb and their morphological changes can be monitored over weeks by conducting series of in vivo time lapse imaging experiments. While the described protocol exemplifies the labeling and monitoring of olfactory sensory neurons, it can also be adopted to other cell types within the olfactory and other systems.

The Olfactory System as a Model to Study Axonal Growth Patterns and Morphology In Vivo

We describe a protocol for in vivo labeling of olfactory sensory neurons by electroporation and subsequent confocal laser-scanning or multiphoton microscopy to visualize neuronal morphology and its development over time.

모델로 후각 시스템은 축삭 성장 패턴 및 형태를 연구하는<em&gt; 생체</em

The olfactory system has the unusual capacity to generate new neurons throughout the lifetime of an organism. Olfactory stem cells in the basal portion of ...

Closed-loop Neuro-robotic Experiments to Test Computational Properties of Neuronal Networks

Information coding in the Central Nervous System (CNS) remains unexplored. There is mounting evidence that, even at a very low level, the representation of a given stimulus might be dependent on context and history. If this is actually the case, bi-directional interactions between the brain (or if need be a reduced model of it) and sensory-motor system can shed a light on how encoding and decoding of information is performed. Here an experimental system is introduced and described in which the activity of a neuronal element (i.e., a network of neurons extracted from embryonic mammalian hippocampi) is given context and used to control the movement of an artificial agent, while environmental information is fed back to the culture as a sequence of electrical stimuli. This architecture allows a quick selection of diverse encoding, decoding, and learning algorithms to test different hypotheses on the computational properties of neuronal networks.

In this paper, an experimental framework to perform closed-loop experiments is presented, in which information processing (i.e., coding and decoding) and learning of neuronal assemblies are studied during the continuous interaction with a robotic body.

폐쇄 루프 신경 로봇 실험은 신경 네트워크의 전산 등록을 테스트하는

Information coding in the Central Nervous System (CNS) remains unexplored. There is mounting evidence that, even at a very low level, the representation ...

Using Fluorescence Activated Cell Sorting to Examine Cell-Type-Specific Gene Expression in Rat Brain Tissue

The brain is comprised of four primary cell types including neurons, astrocytes, microglia and oligodendrocytes. Though they are not the most abundant cell type in the brain, neurons are the most widely studied of these cell types given their direct role in impacting behaviors. Other cell types in the brain also impact neuronal function and behavior via the signaling molecules they produce. Neuroscientists must understand the interactions between the cell types in the brain to better understand how these interactions impact neural function and disease. To date, the most common method of analyzing protein or gene expression utilizes the homogenization of whole tissue samples, usually with blood, and without regard for cell type. This approach is an informative approach for examining general changes in gene or protein expression that may influence neural function and behavior; however, this method of analysis does not lend itself to a greater understanding of cell-type-specific gene expression and the effect of cell-to-cell communication on neural function. Analysis of behavioral epigenetics has been an area of growing focus which examines how modifications of the deoxyribonucleic acid (DNA) structure impact long-term gene expression and behavior; however, this information may only be relevant if analyzed in a cell-type-specific manner given the differential lineage and thus epigenetic markers that may be present on certain genes of individual neural cell types. The Fluorescence Activated Cell Sorting (FACS) technique described below provides a simple and effective way to isolate individual neural cells for the subsequent analysis of gene expression, protein expression, or epigenetic modifications of DNA. This technique can also be modified to isolate more specific neural cell types in the brain for subsequent cell-type-specific analysis.

The goal of this protocol is to use the fluorescence activated cell sorting (FACS) technique to sort specific types of neural cells for subsequent analysis of cell-type-specific gene expression, epigenetic markers, and or protein expression.

쥐 뇌 조직 검사 정렬 형광 활성 셀을 사용하여 셀 타입 별 유전자 발현

The brain is comprised of four primary cell types including neurons, astrocytes, microglia and oligodendrocytes. Though they are not the most abundant ...

Peering at Brain Polysomes with Atomic Force Microscopy

The translational machinery, i.e., the polysome or polyribosome, is one of the biggest and most complex cytoplasmic machineries in cells. Polysomes, formed by ribosomes, mRNAs, several proteins and non-coding RNAs, represent integrated platforms where translational controls take place. However, while the ribosome has been widely studied, the organization of polysomes is still lacking comprehensive understanding. Thus much effort is required in order to elucidate polysome organization and any novel mechanism of translational control that may be embedded. Atomic force microscopy (AFM) is a type of scanning probe microscopy that allows the acquisition of 3D images at nanoscale resolution. Compared to electron microscopy (EM) techniques, one of the main advantages of AFM is that it can acquire thousands of images both in air and in solution, enabling the sample to be maintained under near physiological conditions without any need for staining and fixing procedures. Here, a detailed protocol for the accurate purification of polysomes from mouse brain and their deposition on mica substrates is described. This protocol enables polysome imaging in air and liquid with AFM and their reconstruction as three-dimensional objects. Complementary to cryo-electron microscopy (cryo-EM), the proposed method can be conveniently used for systematically analyzing polysomes and studying their organization.

While ribosome structure has been extensively characterized, the organization of polysomes is still understudied. To overcome this lack of knowledge, we present here a detailed preparation protocol for accurate imaging of mammalian polysomes by atomic force microscopy (AFM) in air and liquid.

원자 힘 현미경과 뇌 Polysom​​es에서 피어링

The translational machinery, i.e., the polysome or polyribosome, is one of the biggest and most complex cytoplasmic machineries in cells. Polysomes, ...

Analysis of Brain Mitochondria Using Serial Block-Face Scanning Electron Microscopy

Human brain is a high energy consuming organ that mainly relies on glucose as a fuel source. Glucose is catabolized by brain mitochondria via glycolysis, tri-carboxylic acid (TCA) cycle and oxidative phosphorylation (OXPHOS) pathways to produce cellular energy in the form of adenosine triphosphate (ATP). Impairment of mitochondrial ATP production causes mitochondrial disorders, which present clinically with prominent neurological and myopathic symptoms. Mitochondrial defects are also present in neurodevelopmental disorders (e.g. autism spectrum disorder) and neurodegenerative disorders (e.g. amyotrophic lateral sclerosis, Alzheimer&#39;s and Parkinson&#39;s diseases). Thus, there is an increased interest in the field for performing 3D analysis of mitochondrial morphology, structure and distribution under both healthy and disease states. The brain mitochondrial morphology is extremely diverse, with some mitochondria especially those in the synaptic region being in the range of &#60;200 nm diameter, which is below the resolution limit of traditional light microscopy. Expressing a mitochondrially-targeted green fluorescent protein (GFP) in the brain significantly enhances the organellar detection by confocal microscopy. However, it does not overcome the constraints on the sensitivity of detection of relatively small sized mitochondria without oversaturating the images of large sized mitochondria. While serial transmission electron microscopy has been successfully used to characterize mitochondria at the neuronal synapse, this technique is extremely time-consuming especially when comparing multiple samples. The serial block-face scanning electron microscopy (SBFSEM) technique involves an automated process of sectioning, imaging blocks of tissue and data acquisition. Here, we provide a protocol to perform SBFSEM of a defined region from rodent brain to rapidly reconstruct and visualize mitochondrial morphology. This technique could also be used to provide accurate information on mitochondrial number, volume, size and distribution in a defined brain region. Since the obtained image resolution is high (typically under 10 nm) any gross mitochondrial morphological defects may also be detected.

Mitochondrial visualization and analysis from mammalian brain tissue is a challenging task. Here, we describe how three dimensional (3D) reconstruction analysis from the serial block-face scanning electron microscopy (SBFSEM) can be used to gain insights on the morphological and volumetric analysis of this critical energy generating organelle.

직렬 블록 얼​​굴 스캐닝 전자 현미경을 사용하여 뇌 미토콘드리아 분석

Human brain is a high energy consuming organ that mainly relies on glucose as a fuel source. Glucose is catabolized by brain mitochondria via glycolysis, ...

Preparation of Non-human Primate Brain Tissue for Pre-embedding Immunohistochemistry and Electron Microscopy

Despite all the technological advances at the light microscopy&#160;level, electron microscopy remains the only tool in neuroscience to examine and characterize ultrastructural and morphological details of neurons, such as synaptic contacts. Good preservation of brain tissue for electron microscopy can be obtained by rigorous cryo-fixation methods, but these techniques are rather costly and limit the use of immunolabeling, which is crucial to understand the connectivity of identified neuronal systems. Freeze-substitution methods have been developed to allow the combination of cryo-fixation with immunolabeling. However, the reproducibility of these methodological approaches usually relies on costly freezing devices. Moreover, achieving reliable results with this technique is very time-consuming and skill-challenging. Hence, the traditional chemically fixed brain, particularly with acrolein fixative, remains a time-efficient and low-cost method to combine electron microscopy with immunohistochemistry. Here, we provide a reliable experimental protocol using chemical acrolein fixation that leads to the preservation of primate brain tissue and is compatible with pre-embedding immunohistochemistry and transmission electron microscopic examination.

Here, we provide an easy, low-cost, and time-efficient protocol to chemically fix primate brain tissue with acrolein fixative, allowing for long-term preservation that is compatible with pre-embedding immunohistochemistry for transmission electron microscopy.

면역 조직 화학 및 전자 현미경을 사전은 임베딩에 대한 비 인간 영장류 뇌 조직의 준비

Despite all the technological advances at the light microscopy&#160;level, electron microscopy remains the only tool in neuroscience to examine and ...