우리는 통계 분석과 도움, 우수한 기술 지원을 C. 망치와 S. Papiol를 N. Schwedhelm-Domeyer 감사합니다. 우리의 작업은 막스 플랑크 협회, 도이치 Forschungsgemeinschaft, 나노 현미경을위한 센터, 뇌의 분자 생리학 (CNMPB), 괴팅겐, 독일 괴팅겐 대학의 GGNB 주니어 그룹 장학금으로 후원된다.

CGNs 어느 생후 (P) 5 마우스 새끼 또는 P6 래트 새끼로부터 제조 할 수있다. 우리는 postmitotic CGNs (13)를 선택하는 유사 분열 억제제를 사용 Bilimoria 및 동료에 의해 ​​기술 된 프로토콜을 따르십시오. 윤리 문 : 살아있는 동물을 포함한 모든 실험은 낮은 작센, 독일의 &quot;Verbraucherschutz 싶게 Lebensmittelsicherheit&quot;의 승인을 동물의 프로토콜에 따라 수행되었다. 시험 관내 분석에서 : 1. 칼슘 인산염 형질 방법에 대한 DNA 플라스미드, 미디어 및 버퍼의 준비 <ol><li> 무균, 내 독소가없는 물에 플라스미드 DNA를 녹이고 DMEM (높은 혈당), 2.5 M 염화칼슘을, 배 HBSS는 (4g의 NaCl, 0.1775 g의 KCl, 0.095 g 2 HPO 4 • 7H 2 O, 0.675 g의 포도당 나 용해합니다 2.5 g을 250 ㎖의 초순수의 HEPES 및 7.05, 7.08, 7.11)로 산도를 조정합니다. 참고 : 준비 할 때배 HBSS 용액, pH가 플라스미드의 특정 조합의 형질 효율 관한 가장 좋은 결과를 얻을 테스트입니다. </li></ol> 2. 배양 된 신경 세포의 형질 <img alt="그림 1" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/51070/51070fig1highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51070/51070fig1.jpg" /> 그림 1. 체외 축삭과 수상 돌기의 성장 분석의 흐름도. 교양 CGNs P6 쥐 새끼에서 격리 (유리 커버 슬립과 24 웰 플레이트), 형광 형질 마커 (예 : GFP)를 포함하는 DNA의 침전물 DIV 0 또는 1로 형질 전환됩니다. 고정 및 면역 세포 후 뉴런은 눈을 멀게 방식으로 몇 군데 있습니다. 이미지는 ImageJ에로 가져 및 프로세스 측정한다. 측정은 다음의 통계 프로그램을 사용하여 처리됩니다. <ol><li> 씨 CGNs (20 × 10 6 24 - 웰 플레이트 당, BME, 10 %의 혈청, 2 mM의 페니실린-Streptomycin-글루타민 (PSG), 25 밀리미터의 KCl) 미디어 500 μL와 24 - 웰 플레이트에 질산 산 세척, 폴리 오르니 틴 코팅 12mm 유리 커버 슬립에 잘 당. </li><li> 체외 날 (DIV) 0 (최소 8 시간 도금 후) 또는 DIV 1, 성장 배지를 수집하고 37 ℃에서 보관 데워진 DMEM 500 μL로 두 번 뉴런을 씻고 DMEM 500 μl를 추가합니다. </li><li> 인큐베이터에있는 장소의 뉴런 (37 ° C, 5 % CO 2) 45 분. </li><li> 을 혼합하여 각 우물 40 μL의 DNA 침전물을 준비 DNA (2 ~ 2.5 μg이 / 잘, 전체 DNA의 10 %가 형질 신경을 시각화하는 형질 마커, 예를 들면 GFP 있어야한다), 물 (최대 18 μL)을, 2 μL의 추가 2.5 M 염화칼슘 잘 혼합 배 HBSS의 20 μl를 추가합니다. <ol><li> RT에서 5 분 동안 DNA 침전물을 품어. </li></ol></li><li> 물론 각 DNA 침전물을 추가하고 인큐베이터에 18 분 동안 뉴런을 배양한다. </li><li> DMEM / DNA 믹스를 제거하고 데워진 DM 500 μL로 두 번 뉴런을 씻어EM. </li><li> 신경 세포에 다시 2.2 단계에서 수집 된 미디어를 추가합니다. 신경 세포는 3 일 이상, 탄소원을 보충하는 DIV 3에서 25 mM의 포도당과 보충 미디어 문화에있을 것이다. </li><li> 1-5일 후, GFP 항체를 면역 세포에 따라 신경 세포를 사용. </li><li> 형광등의 현미경을 이용하여 눈을 멀게 방식으로 조건 당 이미지 적어도 30 개별 뉴런. </li></ol> 3. NeuronJ, NIH ImageJ에 플러그인을 측정 축삭 및 Dendrites에서 중요 : μm의 비율은 확대하고 이미지의 해상도에 따라 : 이미지가 해당 화소를 사용하여 correctluy 조정되어 있는지 확인하십시오. <ol><li> ImageJ에 8 비트 변환 이미지 : 오픈 화상은 &quot;화상&quot;을 선택 -&gt; &#39;유형 &quot;-&gt; &#39;8 비트&quot;-&gt;&#39;저장 &#39;영상입니다. </li><li> NeuronJ 플러그인을 실행하고 8 비트 이미지를 엽니 다. <img alt="스크린 샷" fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/51070/screenshot1.jpg" width="500px" /></li><li> CL : 축삭을 추적하는 &#39;추가 경시&#39;옵션을 사용하여축삭의 시작 부분에 한 번 마우스 왼쪽 버튼을 ICK 프로세스를 따라 마우스를 이동합니다. 축삭의 끝을 두 번 클릭 추적이 축삭 모양과 일치하는 경우가. <img alt="스크린 샷" fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/51070/screenshot2.jpg" width="500px" /> 참고 : 제안 된 추적이 축삭의 형태와 다르면,, 축색 돌기의 끝을 더블 클릭 추적을 고정하는 축삭 프로세스를 한 번 클릭합니다. </li><li> 옵션을 선택하고 키를 눌러 &#39;실행&#39; &#39;측정 추적 표시&#39;를 선택, &#39;측정 경시&#39;를 클릭합니다. 축삭의 측정은 모든 새 창에 표시됩니다. 수상 돌기를 들어, &#39;디스플레이 그룹 측정 옵션&#39;을 눌러 &#39;실행&#39;을 선택합니다. <img alt="스크린 샷" fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/51070/screenshot3.jpg" width="500px" /> 총 덴 드라이트 측정은 모든 새 창에 표시됩니다. 스프레드 시트 프로그램에서 열 수있는 별도의 파일로 저장할 수 있습니다. </li><li> 또는 수동 추적에, 피지 소프트웨어를 사용 : 마우스 오른쪽 번째 클릭E &#39;직선&#39;옵션 &#39;프리 핸드 라인&#39;을 선택, <img alt="스크린 샷" fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/51070/screenshot4.jpg" width="500px" /> 마우스 왼쪽 버튼을 누른 유지하고 프로세스를 수동으로 추적을 눌러 &#39;Ctrl 키 + M&#39;을 측정 할 수 있습니다. </li><li> 조건 당 평균 축삭 / 돌기의 길이를 계산하고 적절한 통계 테스트를 사용합니다. 생체 일렉트로의 : </li></ol> 1. 장비 및 시약의 준비 <ol><li> 당신은 30 G 바늘, 스페이서 (1 ~ 2 ㎜), 주사기, 죽은 볼륨 흡진기 (DVR), electroporator 및 tweezertrodes, 전기 패드 나 적외선 열 램프, 구즈넥 램프와 이소 플루 란을 필요로한다. </li><li> 바늘에 DVR를 넣고, 다음 주사기 바늘을 부착하고, 마지막으로 (그림 2) 바늘에 스페이서를 넣어. <img alt="그림 2" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/51070/51070fig2highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51070/51070fig2.jpg" /> 그림2. 바늘. DVR의 제조 200 μL 피펫 팁을 잘라 죽은 양을 줄이기 위해 바늘에 배치됩니다. 간격은 200 μL 로딩 팁에서 파생 약 2mm로 소뇌로의 침투 깊이를 조절하기 위해 바늘의 단부에 배치된다. 눈금자 단위 : cm </li><li> PBS/0.03 % 빠른 그린에서 DNA를 녹인다. 참고 : 형질 마커로, 그것은 단지 신경 세포를 시각화하는 신경 세포 특이 적 프로모터 (예 Synapsin) 아래에 형광 단백질을 사용하는 것이 유리하다. 총 플라스미드 금액의 25 %는 형질 마커를 코딩하는 플라스미드해야한다. </li><li> 70 % 에탄올을 확인합니다. </li><li> 동일의 OCT 볼륨과 PBS에 용해 30 % 자당을 혼합. </li><li> DNA (PBS/0.03 % 빠른 그린에서 플라스미드 DNA의 4 ㎍ / μL)의 4 μL 주사기를 채우십시오. </li></ol> 2. 쥐 새끼 IVE IVE의 순서도 : 그림 3 참조 <p class="jove_content" fo:keep-together.within페이지 = &quot;항상&quot;&gt; <img alt="그림 3" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/51070/51070fig3highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51070/51070fig3.jpg" /> 그림 3. 생체 일렉트로. P4 쥐 새끼의 흐름도는 소뇌에 주입 5 전기 펄스에 노출 한 후, 아이소 플루 란과 형광 형질 마커 (예 : GFP)를 코딩하는 플라스미드 DNA와 마취. 5 일 후, 고립 된 GFP 양성 소뇌는 단면 및 면역 조직 화학 염색을 실시한다. 이미지는 공 초점 현미경을 사용하여 캡처 및 Imaris 소프트웨어를 사용하여 분석 하였다. 데이터는 통계 프로그램으로 처리됩니다. <ol><li> 흰둥이 변형 (위 스타 또는 긴 에반스)에서 P4 쥐 새끼를 사용합니다. </li><li> 강아지가 움직 더 이상 때까지 1 ~ 2 분 동안 이소 플루 란 (조직에 배어) 200 ㎕ 씩 작은 상자 (예 : P1000 피펫 팁 박스)에 이소 플루 란과 새끼 (잇달아) 마취 없습니다. 새끼 승 접촉하지 않도록주의하십시오i 번째는 이소 플루 란을 Iiquid. 각각의 새끼는 마취에 다르게 반응과 밀접하게 시간을 모니터링합니다. </li><li> 70 % 에탄올로 다시 강아지의 머리의 소독. </li><li> 엄지 손가락과 검지 손가락 사이의 강아지의 머리를 수정하고 흰둥이 강아지의 소뇌를 찾습니다 구즈넥 램프를 사용합니다. 가로 동은 크게 대뇌 피질 반구에서 중뇌 (우수하고 열등 둔덕) (그림 3) demarcates. 소뇌 중뇌 인접 해 있으며 어두운 그늘에서 나타납니다. 점이있는 소뇌를 표시하기 위해 영구 마커를 사용합니다. 중요 : 고정 된 위치에서 강아지를 유지! 주 : 마취가이 절차를 수행하는 동안 깨어나 경우, 이전에 DNA를 주입에 이소 플루에 강아지를 노출합니다. </li><li> 바늘 (그림 3)를 삽입하고 천천히 소 뇌에 DNA의 3 μl를 주입. </li><li> DNA 용액을 30 ~ 60 초 동안 확산 보자. <ol><li> 마이너스 극이 머리 뒤쪽 (소뇌와 접촉 할 수 있도록 tweezertrodes 사이의 강아지의 머리를 배치R 영역)과 플러스 극 연락처 머리의 반대쪽 (그림 3)이. </li><li> 5 전기 펄스에 따라 강아지. 생존 (표 1) 손상없이 좋은 일렉트로 효율성을 보장하기 위해 강아지의 무게에 전압을 조정합니다. <table border="0"><tbody><tr><td> 무게 </td><td> 전압 </td><td> 펄스 </td><td> 간격 </td></tr><tr><td> 8-9그램 </td><td> 160 V </td><td> 50 밀리 초 </td><td> 950 밀리 초 </td></tr><tr><td> 9-10g </td><td> 165 V </td><td> 50 밀리 초 </td><td> 950 밀리 초 </td></tr><tr><td> &gt; 10g </td><td> 170 V </td><td> 50 밀리 초 </td><td> 950 밀리 초 </td></tr></tbody></table> 표 1. P4 쥐 새끼의 일렉트로. </li><li> 새끼 가열 패드 나 적외선 램프 아래에 복구 할 수 있습니다. 댐 새끼를 반환합니다. 중요 : 가열 소스에 화상을 입힐하지 않는다는 것을 확인하십시오. </li></ol></li><li> CO 잘린 2를 다음에 배치함으로써 오일 일렉트로 후 새끼를 제물로 바친다. <ol><li> 형광 현미경을 사용하여 소뇌 GFP - 긍정적 인 사람의 소뇌와 화면을 분리합니다. </li></ol></li><li> 다음 소뇌 싱크까지 튜브의 바닥에 4 ° C에서 30 % 자당에 품어, 4 ° C에서 4 % PFA O / N에서 소뇌를 고정합니다. </li><li> OCT/30 % 자당에서 소뇌를 포함하고 저온 ​​유지 장치를 사용하여 40 μm의 코로나 섹션을 잘라. 주 : 눈을 멀게 방식으로 제 각각의 소뇌. </li><li> 제목 섹션에서는 GFP 항체를 이용하여 면역 조직 화학 염색합니다. 핵 염색 (DAPI 또는 훽스트 33258)와 Counterstain 동물 당 적어도 200 형질 전환 된 뉴런의 지역화를 결정합니다. </li><li> 에 대한 심층적 인 분석을 위해, ML과 흰색 문제에 직면 낮은 IGL에 직면 상위 IGL의 결과, 절반에 IGL를 세분화하고 각 반에 거주하는 GFP - 신경 세포를 계산합니다. 주 : 눈을 멀게 방식으로 각 섹션의 GFP 양성 신경 세포를 계산합니다. </lI&gt; </ol> 3. 모 수석의 길이를 측정, 공 촛점 현미경을 사용하여 X, Y, Z 평면의 섹션의 이미지 획득 참고 : 예를 들어, 1 ㎛의 Z-stwp와 40 μm의 섹션 (40) 이미지를 사용합니다. <ol><li> 수상 돌기의 3D 이미지를 생성하는 소프트웨어 Imaris에 열려있는 이미지 시리즈. </li><li> 3D로 신경 세포를 볼 수 &#39;능가&#39;​​모드를 클릭합니다. <img alt="스크린 샷" fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/51070/screenshot5.jpg" width="500px" /></li><li> &#39;새로운 필라멘트 추가&#39;를 선택하고, 반자동 추적을 시작하는 &#39;자동 생성을 건너 뛰기&#39;를 클릭합니다. <img alt="스크린 샷" fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/51070/screenshot6.jpg" width="500px" /> 주 : 눈을 멀게 방식으로 각 3D 이미지 분석 </li><li> &#39;그리기&#39;탭과 &#39;AutoPath&#39;를 선택합니다. <img alt="스크린 샷" fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/51070/screenshot7.jpg" width="500px" /></li><li> C에 마우스 커서를 이동엘 바디와 Shift + 마우스 오른쪽 세포체를 선택합니다. 참고 : 소프트웨어에 의해 자동 계산이 몇 분을 필요로 할 수있다. <img alt="스크린 샷" fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/51070/screenshot8.jpg" width="500px" /></li><li> Shift + 마우스 왼쪽 클릭을 사용하여 필라멘트 (수상 돌기)에 경로를 추가합니다. 참고 : 경로를 실시간으로 시각화 할 수 있습니다. <img alt="스크린 샷" fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/51070/screenshot9.jpg" width="500px" /></li><li> 필라멘트 통계 창으로 이동하고 &#39;상세&#39;, &#39;특정 값&#39;총 덴 드라이트 (dendrite)의 길이의 합에 대한 &#39;필라멘트 수상 돌기의 길이 (화)&#39;를 클릭합니다. <img alt="스크린 샷" fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/51070/screenshot10.jpg" width="500px" /></li><li> 데이터를 분석하기위한 적절한 통계 테스트를 사용합니다. </li></ol>

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A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=CaMKII-NeuroD+Signaling+Pathway+Specifies+Dendritic+Morphogenesis.">CaMKII-NeuroD Signaling Pathway Specifies Dendritic Morphogenesis.</a> Neuron. 41, 229-241 (2004).</li><li>Yang, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+Cdc20-APC+ubiquitin+signaling+pathway+regulates+presynaptic+differentiation.">A Cdc20-APC ubiquitin signaling pathway regulates presynaptic differentiation.</a> Science. 326, 575-578 (2009).</li><li>Litterman, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+OBSL1-Cul7Fbxw8+ubiquitin+ligase+signaling+mechanism+regulates+Golgi+morphology+and+dendrite+patterning.">An OBSL1-Cul7Fbxw8 ubiquitin ligase signaling mechanism regulates Golgi morphology and dendrite patterning.</a> PLoS Biol. 9, (2011).</li><li>Kim, A. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+centrosomal+Cdc20-APC+pathway+controls+dendrite+morphogenesis+in+postmitotic+neurons.">A centrosomal Cdc20-APC pathway controls dendrite morphogenesis in postmitotic neurons.</a> Cell. 136, 322-336 (2009).</li><li>Shalizi, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+calcium-regulated+MEF2+sumoylation+switch+controls+postsynaptic+differentiation.">A calcium-regulated MEF2 sumoylation switch controls postsynaptic differentiation.</a> Science. 311, 1012-1017 (2006).</li><li>Vadhvani, M., Schwedhelm-Domeyer, N., Mukherjee, C., Stegmuller, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+Centrosomal+E3+Ubiquitin+Ligase+FBXO31-SCF+Regulates+Neuronal+Morphogenesis+and+Migration.">The Centrosomal E3 Ubiquitin Ligase FBXO31-SCF Regulates Neuronal Morphogenesis and Migration.</a> PLoS One. 8, (2013).</li><li>Puram, S. V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+CaMKIIbeta+signaling+pathway+at+the+centrosome+regulates+dendrite+patterning+in+the+brain.">A CaMKIIbeta signaling pathway at the centrosome regulates dendrite patterning in the brain.</a> Nat. Neurosci. , (2011).</li><li>Jia, Y., Zhou, J., Tai, Y., Wang, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=TRPC+channels+promote+cerebellar+granule+neuron+survival.">TRPC channels promote cerebellar granule neuron survival.</a> Nat. Neurosci. 10, 559-567 (2007).</li><li>Huynh, M. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+isoform-specific+SnoN1-FOXO1+repressor+complex+controls+neuronal+morphogenesis+and+positioning+in+the+mammalian+brain.">An isoform-specific SnoN1-FOXO1 repressor complex controls neuronal morphogenesis and positioning in the mammalian brain.</a> Neuron. 69, 930-944 (2011).</li><li>de la Torre-Ubieta, L., Bonni, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Transcriptional+regulation+of+neuronal+polarity+and+morphogenesis+in+the+mammalian+brain.">Transcriptional regulation of neuronal polarity and morphogenesis in the mammalian brain.</a> Neuron. 72, 22-40 (2011).</li><li>Calissano, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Recombinant+human+insulin-like+growth+factor+I+exerts+a+trophic+action+and+confers+glutamate+sensitivity+on+glutamate-resistant+cerebellar+granule+cells.">Recombinant human insulin-like growth factor I exerts a trophic action and confers glutamate sensitivity on glutamate-resistant cerebellar granule cells.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 90, 8752-8756 (1993).</li></ol>

저자는 더 경쟁 재정적 이익을 선언하지 않습니다.

장점 및 시험 관내 및 생체 내 방법에 기술의 한계 : 마우스와 쥐에서 배양 CGNs은 동일하게 형태 학적 분석을 위해 적합합니다. 쥐의 소뇌의 큰 크기 때문에, 쥐 새끼에서 CNGs의 수율은 마우스 새끼 3 배의 초과합니다. 이외에도 CGNs에서, 대뇌 피질 및 해마 뉴런뿐만 아니라 배양 시스템으로 사용될 수있다. 인산 칼슘 방법은 개별 뉴런의 형태를 분석하기 위해 요구되는 최저 (0.01 %) 형질 전환 효율을 초래한다. 다른 친 유성 형질 전환 방법도 사용하지만, 더 이득없이 지나치게 비싼 수 있습니다. 높은 효율이 매우 어려운 개별 프로세스를 구별하는 것 같은 CGNs 같은 고밀도 문화의 바이러스 성 형질 전환 방법은 피해야한다. CGNs, 우리는 일반적으로 체외에서 형질 전환 효율과 일의 상관 관계를 찾을 수 있습니다. 신경 세포가 배양 된 이상덜 영향을받는 그들은 형질 전환에 의한 스트레스로 될 것입니다. 결과적으로 형질 전환 효율이 올라갈 것입니다. 또한, 축삭 성장의 고유 메커니즘에 집중하고 미디어에 존재하는 혈청 유래 성장 인자의 영향을 제외, CGNs 인슐린, 인슐린 유사 성장 인자 1의 저렴한 대리 보충 생존 미디어에서 배양 할 수있다 (IGF-1 ), 어떤 신경 세포의 생존을 촉진 35. 인슐린 함유 미디어에 대한 모든 미디어에서 미디어 변화는 혈청 /의 KCl-철수에 의한 세포 사멸을 방지하기 위해 DIV 0 또는 DIV 1 중 하나를 발생해야합니다. 덴 드라이트의 성장 분석 축삭 성장 분석에 유사한 행할 수있다. 그것은 돌기 개발을 촉진 신경 세포의 활동을 시뮬레이션 할 수 KCl을 보충 미디어 CGNs을 유지하지만 중요합니다. 신경원 마이그레이션 분석 생체 일렉트로 기법을 이용하여 수행되어야한다. 배양 된 신경 세포의 형질 전환은 일반적으로 수반되는플라스미드 형광 단백질 (예 : GFP) 또는 B-갈 락토시다 아제를위한 코드 작성 및 RNAi의 또는 과잉 발현 플라스미드가 될 수있는 형질 마커를 코딩하는 플라스미드, 적어도 두 개의 플라스미드의 공동 형질. 플라스미드의 성공적인 공동 발현을 보장하기 위해, 형질 마커의 권장 금액은 DNA (24 웰 플레이트의 2 ~ 2.5 ㎍ / 웰)의 총 금액의 10 %이어야한다. 우리는 이전에 설립하는 DNA (함께 DsRed를 가진 GFP) 두 개의 플라스미드 (22, 24)를 coexpressing 신경 세포의 85 % 이상 결과 같은 양의 형질 전환. 과발현 또는 작은 분자에 노출은 신경 세포의 세포 사멸을 유도한다 넉다운, BCL-XL을 코딩하는 플라스미드 형태 20에 대한 영향없이 신경 세포의 생존을 보장하기 위해 트랜스 펙트된다. 최대 세 개 또는 네 개의 플라스미드의 공동 형질이 epistasis을 수행하는 데 유용합니다되는, 또한 문제가없는 것은 선형 경로 또는 시너지 효과를 두 단백질의 축삭 또는 수상 돌기 촉진제을 설정하는 분석WTH. 여기서, 두 개의 독립적 인 또는 RNAi의 과발현 플라스미드 또는이 둘의 조합은 형질 마커와 함께 트랜스 펙트된다. 생체 전기 천공 법은 소뇌 피질을 개발 신경원 마이그레이션 분석을위한 이상적인 방법이다. 그것은 어두운 피부를 가진 균주에 비해 흰둥이 변형에서 새끼를 사용하는 이점이있다. 또한, 쥐의 새끼들이 더 큰 크기의 소뇌 때문에 쉽게 작업 할 수 있습니다. 우리 손에, 거의 모든 소뇌는 GFP 양성하지만 다른도에 있습니다. 잘 일렉트로 소뇌 수백 많은 GFP - 긍정적 인 뉴런, 100 미만이 나쁜 형질 소뇌 있습니다. 약간의 연습로, 형질 전환 마우스가이 연구를 위해 필요한 경우에 생쥐를 사용하는 것도 가능하다. 이 방법은 형질 전환 마우스의 생성을보다 현저히 빠르다하고 다른 조건의 해석 가능 (기능 상실, 기능 획득 및 구조 - 기능 분석). 필자는 연구하지 않습니다equire stereotaxis, 구즈넥 램프는 상당히 반투명 흰둥이 강아지의 소뇌를 감지하기에 충분하다. 이것은 또한 강아지 당 시술 시간과 이소 플루 란 충분하다와 간단한 마취 단축됩니다. 그러나 그것은 올바른 지역을 대상으로하기 때문에 기술을 마스터하기 위해 약간의 연습을 필요로 않습니다. 최저 또는 과발현에 의한 개발 문제는 소뇌의 지역적인 유전자 조작으로 인해 무의미하다. 이것은 야생형 환경에 매립 유전자 재조합 뉴런의 모자이크 패턴의 일렉트로 결과로서 극한기구의 분석을 허용한다. 단점은 일렉트로 쥐나 생쥐 인해 형질 뉴런의 적은 양에 행동 시험을 실시 할 수 없다는 점이다. 뉴런 플라스미드의 동시 발현을 보장하기 위해, 우리는 시각화를 피하기 위해 신경 세포 특이 적 프로모터 하에서 플라스미드 인코딩 GFP (또는 다른 형광 단백질)과 함께 공동 형질 추천형질 아교 세포의 기. 축삭 길이 감소시킬 효과는 용이하게 검출하고 (24)를 측정 할 수있다. 반대로, 그들의 전체 길이를 추적 할 수 없기 때문에 축삭의 자극 효과를 정량화하는 것은 기술적으로 불가능하다. 병렬 섬유의 Defasciculation 그러나 20 잴 수있다. 동일은 수상 돌기의 길이와의 연결을 마이 그 레이션의 23,24,30의 평가에 대한 진정한 보유하고 있습니다. 우리는 일반적으로 오일 일렉트로 후 우리의 분석을 수행한다. 이는 곧 이상 분석을 실시하는 것도 가능하다. 나중에 포인트는 CGNs 이끼 섬유 사이의 시냅스 연결을 나타내는 돌기 발톱 (29)의 형성을 확인하는 것이 좋습니다. 분석을 마무리하기 위해, 적절한 통계적 테스트를 선택하는 것이 중요하다. 이를 위해, 하나의 그룹의 값이 정규 분포 (예 축삭 또는 수상 돌기 길이)를 수행하는 경우를 고려하는 경우와 2 또는 m2 개 이상의 광석은 ​​분석에 포함되어 있습니다. 2 그룹의 경우, 우리는 2 개 이상의 그룹 ANOVA를 들어, 학생의 시험을 사용합니다. 값이 비 - 정규 분포 (예를 들면 이주 거리), 맨 휘트니 U 시험하고 크루스 칼 월리스 시험을 따라야 각각 두 개 또는 2 개 이상을 위해 사용되어야한다.

소뇌는 축삭의 성장과 이동의 메커니즘을 연구 할 수있는 훌륭한 시스템입니다. 소뇌는 신경 과학 (1)의 새벽부터 해부학 적 연구의 대상이되고있다. 현대 현미경과 면역 조직 화학 기술은 크게 확대와 산티아고, 라몬,과를 Cajal 2-4으로 초기 발견을 정제했다. 마우스 유전학과 분자 연구는 소뇌 과립 뉴런 (CGNs) 5-7를 포함하여 신경 세포의 다른 유형의 적절한 배선에 필요한 중요 사건의 더 큰 이해를 주도, 소뇌 개발의 제어에 필수적인 성장과 전사 인자를 발견. 소뇌는 개발 후뇌 8 rhombomere 1의 유도체이다. 제 4 뇌실의 지붕 부분 마름모꼴 립은에서 대부분의 수많은 신경 세포 집단을 구성하는 것이다 소뇌 과립 신경 전구 세포로 일으킨다성인 소뇌 9. 주동이의 이동에 따라, 그들은 소뇌 anlage에 정착. 여기에, 과립 신경 세포 전구체의 유사 분열은 설치류에서 출생 후에 일어나는 외부 세분화 층 (EGL)의 극적인 확장으로 이어집니다. EGL에서 뉴런은 조롱박 세포 층이 궁극적으로 내부 과립 층 (IGL 2)에 거주를 데리고 과거, 분자 층 (ML)를 통해 안쪽으로 마이그레이션을 시작. 이 이주 과정에서, 그들은 두 개의 축색 돌기는 ML로 확장과 양극성 모양을 취득. 상기 이동시에, 전지 본체 멀리 축삭에서 마이그레이션 및이 프로세스는 하나의 분기 된, T 자형 축삭 (10)를 형성하도록 융합. 그 후,이 축삭은 총생하고 병렬 섬유라고합니다. IGL에 정착하는 데, CGNs 이끼 섬유와 시냅스를 확립 돌기 발톱을 형성 수상 돌기를, 성장한다. , 현상 소뇌 근본적인 과정을 검토하는 시험 관내 및 생체 내에서 결합 approacH는 신뢰할 수있는 결과와 결론 수 있습니다. CGNs뿐만 아니라 소뇌하지만 뇌 전체에서 가장 많은 뉴런하고 높은 순도 11 ~ 13까지 배양 할 수있다. 문화,이 매우 균일 한 신경 세포의 인구는 빠르게 postmitotic되고, 쉽게 식별 축삭과 수상 돌기 극의 형태를 취득한다. 배양 CGNs은 조상의 증식, 분화, 축삭과 수상 돌기의 개발, 신경 세포 이동, 세포 사멸 및 전기 생리학 속성 (14-19 및 많은 다른 사람) 등의 신경 발달의 다양한 측면을 연구하는 것이 매우 유용하다는 것을 입증했다. 유전자 조작의 사용은 배양 CGNs의 다양성을 확대하고 상기 이벤트에 추가 기계론의 통찰력을 허용하고 있습니다. 저효율 인산 칼슘 또는 극성 마커 또는 소프트웨어 지원 분석 facili과 면역 세포 화학 다음에 친 유성 방법을 사용하여 배양 된 신경 세포의 형질조밀 한 신경 세포의 문화에서 개별 뉴런의 예를 들면 형태의 평가를 테이 츠. 이 방법을 사용 축삭 또는 수상 돌기의 성장에 대한 관심의 단백질의 역할은 20-25,26-28를 공부하실 수 있습니다. 이 배양 시스템은 그러나 마이그레이션이 매우 고밀도 배양에 한정되기 때문에 신경 마이그레이션을 분석하기 위해 덜 유용하고 공 배양을 필요로한다. 축삭 및 덴 드라이트 성장의 시험 관내 분석은 또한 RNA 방해 (I)의 조합을 통해 신호 경로의 상호 연결된 단백질의 검사를 허용, 과발현 또는 작은 분자. 축삭과 수상 돌기의 성장을 조절하거나 연결을 마이 그 레이션에 대한 관심의 단백질의 관련성을 확립하기 위해, 생체 전기 천공 (IVE) 기술은 개발 소뇌 피질에서 분석 할 수 있습니다. 설치류 소뇌 개발이 제 생후 주으로 이어져 있다는 사실로 인해, 소뇌 accessib를 의미축삭과 수상 돌기, 신경 세포의 이동, 시냅스와 세포 사멸 20-24,29,30,26,27,31-34을 개발하고 시험하는 유전자 조작에 대한 르 뇌 구조. 또한,이 모델 시스템은 또한 축삭 길 찾기, 배선과 함께 찍은 뉴런과 신경 세포 - glia의 상호 작용의 연결로 그대로 소뇌 피질을 필요로 신경 발달의 다른 측면에 유용합니다,이 프로토콜은 시험 관내 및 생체 기술을 해결하기에 제공 신경 세포의 형태 형성 및 마이그레이션에 대한 보완 방법.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="541">
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:160px;">DMEM</td>
			<td style="width:125px;">Gibco</td>
			<td style="width:88px;">11960-044</td>
			<td style="width:168px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:160px;">BME</td>
			<td style="width:125px;">Gibco</td>
			<td style="width:88px;">41010-026</td>
			<td style="width:168px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:160px;">Insulin</td>
			<td style="width:125px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:88px;">Si-1-4011</td>
			<td style="width:168px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:160px;">Poly-L-Ornithine</td>
			<td style="width:125px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:88px;">P-2533</td>
			<td style="width:168px;"></td>
		</tr>
		<tr height="25">
			<td height="25" style="height:25px;width:160px;">CaCl2</td>
			<td style="width:125px;">Appli-Chem</td>
			<td style="width:88px;">A3652</td>
			<td style="width:168px;"></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:160px;">Isofluorane</td>
			<td style="width:125px;">Actavis Deutschland</td>
			<td style="width:88px;"></td>
			<td style="width:168px;"></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:160px;">Tissue-Tek OCT</td>
			<td style="width:125px;">Sakura</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="44">
			<td height="44" style="height:44px;width:160px;">Material Name</td>
			<td style="width:125px;">Company</td>
			<td style="width:88px;">Catalogue Number</td>
			<td style="width:168px;">Comments (optional)</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:160px;">ECM 830 and tweezertrodes</td>
			<td style="width:125px;">Harvard Apparatus</td>
			<td style="width:88px;"></td>
			<td style="width:168px;"></td>
		</tr>
		<tr height="64">
			<td height="64" style="height:64px;width:160px;">Epifluorescence microscope and camera</td>
			<td style="width:125px;">Nikon</td>
			<td style="width:88px;"></td>
			<td style="width:168px;"></td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:160px;">SP2 confocal microscope</td>
			<td style="width:125px;">Leica</td>
			<td style="width:88px;"></td>
			<td style="width:168px;"></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:160px;">ImageJ</td>
			<td style="width:125px;">NIH</td>
			<td style="width:88px;"></td>
			<td style="width:168px;"></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:160px;">Imaris 7.4.2</td>
			<td style="width:125px;">Bitplane, Inc.</td>
			<td style="width:88px;"></td>
			<td style="width:168px;"></td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:160px;">GraphPad Prism</td>
			<td style="width:125px;">GraphPad Software, Inc.</td>
			<td style="width:88px;"></td>
			<td style="width:168px;"></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:160px;">MS Excel</td>
			<td style="width:125px;">Microsoft</td>
			<td style="width:88px;"></td>
			<td style="width:168px;"></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:160px;">Loading tip 1-200 &#181;l</td>
			<td style="width:125px;">Costar</td>
			<td style="width:88px;">4853</td>
			<td style="width:168px;"></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:160px;">Pipette tip 200 &#181;l</td>
			<td style="width:125px;">Sarstedt</td>
			<td style="width:88px;">70.760.502</td>
			<td style="width:168px;"></td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:160px;">Microlance 3 needle, 30 gauge</td>
			<td style="width:125px;">BD</td>
			<td style="width:88px;">302200</td>
			<td style="width:168px;"></td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:160px;">50 &#181;l gastight Syringe 1705</td>
			<td style="width:125px;">Hamilton</td>
			<td style="width:88px;"></td>
			<td style="width:168px;"></td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:160px;">Glass coverslips&#160;</td>
			<td style="width:125px;">Thermo Scientific Menzel Glaeser</td>
			<td>CB00120RA1</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

genetic manipulation of cerebellar granule neurons in vitro and in vivo to study neuronal morphology and migration

신경 세포의 형태 형성 및 마이그레이션을 포함하여 뇌의 발달 이벤트는 높은 체외. 프로세스를 조율하고 생체 내에서 이러한 이벤트에 참여 경로를 식별하기 위해 심도있는 특성을 허용 분석된다. 개발 소뇌에서 파생 된 소뇌 과립 뉴런 (CGNs)의 형태 학적 분석을 위해 수있는 이상적인 모델 시스템이다. 다음, 우리는 유전자 CGNs를 조작하는 방법에 대한 방법과 방법을 개별 뉴런의 axono 및 dendritogenesis를 공부하는 방법에 대해 설명한다. 이 방법으로 RNA 간섭, 과발현 또는 작은 분자의 효과는 신경 세포를 제어하는​​ 비교 될 수있다. 또한, 쥐의 소뇌 피질은 지배적 인 출생의 개발로 인해 생체 시스템에 쉽게 액세스 할 수 있습니다. 우리는 또한 유 전적으로 조작을 소뇌 현상 및 후속 소뇌를 설명하는 생체 전기 천공 기법을 제시하는 것은 신경 세포 모폴로지를 평가하는 분석ND 마이그레이션.

상술 한 바와 같이 서로 다른 배양 조건에 따라 CGNs의 형태를 분석하기 위해, 우리는 DIV 0에 신경을 형질 전환. 형질 전환 후, 우리는 전체 매체 (BME, 10 %의 혈청, 2 mM의 PSG, 25 밀리미터의 KCl) 및 최소 배지 포함 인슐린에 또 다른 세트 (BME, 25 mM의 포도당, 2 ㎜ PSG, 10 ㎍ /로 뉴런의 한 세트를 배치 ML 인슐린). 우리는 DIV 1, 2에서 GFP의 항체를 이용한 면역 세포 화학에 신경을 실시, 3 만 세트 2 세트 1 축삭에 축삭과 수상 돌기를 측정 하였다. 성장 인자 및 모방 신경 활성 각각 축삭 및 수상 돌기를 제공하는 혈청의 KCl, 부하 때문에 개발되고 (도 4A) 표시 시간 창에 걸쳐 급속하게 증가 하였다. 2 개 세트 축삭의 성장은 주로 고유 자극의 결과이고, 따라서 훨씬 감소. 모 수석은 그러나 덴 드라이트 (dendrite) 성장 (그림 (b))를 자극의 부족 혈청 및 KCl을, 때문에 제대로 개발하지 못했습니다. <p clasS = &quot;jove_content&quot;FO : 유지 - together.within 페이지를 = &quot;항상&quot;&gt; <img alt="그림 4" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/51070/51070fig4highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51070/51070fig4.jpg" /> 그림 4. 분석 축삭과 CGNs (A는, B) DIV 0에서 플라스미드 인코딩 GFP로 형질 CGNs가, 어느 전체 매체 (A) 또는 BME의 1, 2, 3 일 동안 인슐린 보충 배양에 덴 드라이트 (dendrite) 성장 (B). 고정 후 뉴런 GFP 항체를 이용한 면역 세포 화학을 실시하고, 축삭 및 수상 돌기의 길이를 측정 하였다. 82 (A) 65 (B) 뉴런의 총 (+ SEM을 의미, *** P &lt;0.001, * P &lt;0.05, ANOVA)을 측정 하였다. 흰색 화살표와 노란 화살촉 축삭과 수상 돌기를 표시였다. 스케일 바는 100 μm의 같습니다. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/51070/51070fig4highres.jpg" target="_blank">보려면 여기를 클릭하세요</a>이 그림의 더 큰 버전입니다. 쥐의 소뇌의 형태 학적 분석을 수행하기 위해, 우리는 5 일 이후 소뇌 위에 고립 된 바와 같이 IVE하는 P4 새끼를 실시. 40 μm의 관상 저온부의 면역 조직 화학 염색은 86 % GFP 양성 신경 세포가 IGL (그림 5A)에 EGL의 후손 것으로 나타났다. 그 중에서도, 50 % EGL의 상부에서 관찰되었고 36 %는 IGL의 하부로 멀리 이주. 우리는 또한 수상 돌기의 세 가지 독립적 인 일렉트로 소뇌의 성장과 비교하여 평균의 길이 (그림 5B)를 결정했다. <img alt="그림 5" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/51070/51070fig5highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51070/51070fig5.jpg" /> 그림 5.의 생체 내 electroporation하여 소뇌에서. 소뇌에있는 신경 세포의 이동과 수상 돌기의 길이의 분석P4 쥐 새끼는 pSyn-GFP 플라스미드 electroporation하여 5 일 후 분리 하였다. 40 μM 관상 섹션 GFP 항체를 이용한 면역 조직 화학을 실시 하였다. 소뇌 CGNs의 (A) 버전은 평가했다. (이상 Kruskal 월리스, 맨 휘트니 보정, * P &lt;0.05, *** P &lt;0.001), (B)는 총 덴 드라이트 (dendrite)의 길이가 Imaris 소프트웨어를 사용하여 측정 하였다 (ANOVA, Bonferroni 보정, NS = 의미없는, + SEM을 의미). 화살표는 CGN의 세포 기관을 나타냅니다. 화살촉은 수상 돌기를 나타냅니다. 스케일 바는 50 μm의와 동일합니다. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/51070/51070fig5highres.jpg" target="_blank">본 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a>

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Genetic Manipulation of Cerebellar Granule Neurons In Vitro and In Vivo to Study Neuronal Morphology and Migration

신경 세포의 형태 형성 및 마이그레이션 적절한 두뇌 발달의 기초가 중요 이벤트입니다. 여기서 우리는 유 전적으로 배양 소뇌 과립 뉴런과 형태와 신경 세포의 이동성 특성의 평가를위한 개발 소뇌를 조작하는 방법을 설명합니다.

소뇌 과립 신경 세포의 유전자 조작<em&gt; 체외</em&gt;와<em&gt; 생체</em&gt; 신경 세포의 형태와 마이그레이션을 연구하는

Developmental events in the brain including neuronal morphogenesis and migration are highly orchestrated processes. In vitro and in vivo analyses allow ...

genetic-manipulation-cerebellar-granule-neurons-vitro-vivo-to-study

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Genetic Manipulation of Cerebellar Granule Neurons In Vitro and In Vivo to Study Neuronal Morphology and Migration

13.6K 조회수.  Max Planck Institute of Experimental Medicine.  신경 세포의 형태 형성 및 마이그레이션 적절한 두뇌 발달의 기초가 중요 이벤트입니다. 여기서 우리는 유 전적으로 배양 소뇌 과립 뉴런과 형태와 신경 세포의 이동성 특성의 평가를위한 개발 소뇌를 조작하는 방법을 설명합니다. 

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Automated Sholl Analysis of Digitized Neuronal Morphology at Multiple Scales

Neuronal morphology plays a significant role in determining how neurons function and communicate1-3. Specifically, it affects the ability of neurons to receive inputs from other cells2 and contributes to the propagation of action potentials4,5. The morphology of the neurites also affects how information is processed. The diversity of dendrite morphologies facilitate local and long range signaling and allow individual neurons or groups of neurons to carry out specialized functions within the neuronal network6,7. Alterations in dendrite morphology, including fragmentation of dendrites and changes in branching patterns, have been observed in a number of disease states, including Alzheimer's disease8, schizophrenia9,10, and mental retardation11. The ability to both understand the factors that shape dendrite morphologies and to identify changes in dendrite morphologies is essential in the understanding of nervous system function and dysfunction.
Neurite morphology is often analyzed by Sholl analysis and by counting the number of neurites and the number of branch tips. This analysis is generally applied to dendrites, but it can also be applied to axons. Performing this analysis by hand is both time consuming and inevitably introduces variability due to experimenter bias and inconsistency. The Bonfire program is a semi-automated approach to the analysis of dendrite and axon morphology that builds upon available open-source morphological analysis tools. Our program enables the detection of local changes in dendrite and axon branching behaviors by performing Sholl analysis on subregions of the neuritic arbor. For example, Sholl analysis is performed on both the neuron as a whole as well as on each subset of processes (primary, secondary, terminal, root, etc.) Dendrite and axon patterning is influenced by a number of intracellular and extracellular factors, many acting locally. Thus, the resulting arbor morphology is a result of specific processes acting on specific neurites, making it necessary to perform morphological analysis on a smaller scale in order to observe these local variations12.
The Bonfire program requires the use of two open-source analysis tools, the NeuronJ plugin to ImageJ and NeuronStudio. Neurons are traced in ImageJ, and NeuronStudio is used to define the connectivity between neurites. Bonfire contains a number of custom scripts written in MATLAB (MathWorks) that are used to convert the data into the appropriate format for further analysis, check for user errors, and ultimately perform Sholl analysis. Finally, data are exported into Excel for statistical analysis. A flow chart of the Bonfire program is shown in Figure 1.

We have developed a computer program to analyze neuronal morphology. In combination with two existing open source analysis tools, our program performs Sholl analysis and determines the number of neurites, branch points, and neurite tips. The analyses are performed so that local changes in neurite morphology can be observed.

여러 스케일에서 디지털의 연결 형태론의 자동 숄 분석

Neuronal morphology plays a significant role in determining how neurons function and communicate1-3.  Specifically, it affects the ability of neurons to ...

연구

신경과학

Lentivirus-mediated Genetic Manipulation and Visualization of Olfactory Sensory Neurons in vivo

Development of a precise olfactory circuit relies on accurate projection of olfactory sensory neuron (OSN) axons to their synaptic 
targets in the olfactory bulb (OB). The molecular mechanisms of OSN axon growth and targeting are not well understood. Manipulating gene expression and subsequent 
visualizing of single OSN axons and their terminal arbor morphology have thus far been challenging. To study gene function at the single cell level within a specified 
time frame, we developed a lentiviral based technique to manipulate gene expression in OSNs in vivo. Lentiviral particles are delivered to OSNs by microinjection 
into the olfactory epithelium (OE). Expression cassettes are then permanently integrated into the genome of transduced OSNs. Green fluorescent protein expression 
identifies infected OSNs and outlines their entire morphology, including the axon terminal arbor. Due to the short turnaround time between microinjection and 
reporter detection, gene function studies can be focused within a very narrow period of development. With this method, we have detected GFP expression within as 
few as three days and as long as three months following injection. We have achieved both over-expression and shRNA mediated knock-down by lentiviral microinjection. 
This method provides detailed morphologies of OSN cell bodies and axons at the single cell level in vivo, and thus allows characterization of candidate gene function 
during olfactory development.

Lentivirus-mediated Genetic Manipulation and Visualization of Olfactory Sensory Neurons in vivo

We present a lentiviral technique for genetic manipulation and visualization of single olfactory sensory neuron axon and its terminal arborization in vivo.

강한 감각 뉴런의 Lentivirus - 중재 유전자 조작 및 시각화 생체내에</em

Development of a precise olfactory circuit relies on accurate projection of olfactory sensory neuron (OSN) axons to their synaptic 
targets in the ...

Quantitative Analysis of Synaptic Vesicle Pool Replenishment in Cultured Cerebellar Granule Neurons using FM Dyes

After neurotransmitter release in central nerve terminals, SVs are rapidly retrieved by endocytosis. Retrieved SVs are then refilled with neurotransmitter and rejoin the recycling pool, defined as SVs that are available for exocytosis1,2. The recycling pool can generally be subdivided into two distinct pools - the readily releasable pool (RRP) and the reserve pool (RP). As their names imply, the RRP consists of SVs that are immediately available for fusion while RP SVs are released only during intense stimulation1,2. It is important to have a reliable assay that reports the differential replenishment of these SV pools in order to understand 1) how SVs traffic after different modes of endocytosis (such as clathrin-dependent endocytosis and activity-dependent bulk endocytosis) and 2) the mechanisms controlling the mobilisation of both the RRP and RP in response to different stimuli.
FM dyes are routinely employed to quantitatively report SV turnover in central nerve terminals3-8. They have a hydrophobic hydrocarbon tail that allows reversible partitioning in the lipid bilayer, and a hydrophilic head group that blocks passage across membranes. The dyes have little fluorescence in aqueous solution, but their quantum yield increases dramatically when partitioned in membrane9. Thus FM dyes are ideal fluorescent probes for tracking actively recycling SVs. The standard protocol for use of FM dye is as follows. First they are applied to neurons and are taken up during endocytosis (Figure 1). After non-internalised dye is washed away from the plasma membrane, recycled SVs redistribute within the recycling pool. These SVs are then depleted using unloading stimuli (Figure 1). Since FM dye labelling of SVs is quantal10, the resulting fluorescence drop is proportional to the amount of vesicles released. Thus, the recycling and fusion of SVs generated from the previous round of endocytosis can be reliably quantified.
Here, we present a protocol that has been modified to obtain two additional elements of information. Firstly, sequential unloading stimuli are used to differentially unload the RRP and the RP, to allow quantification of the replenishment of specific SV pools. Secondly, each nerve terminal undergoes the protocol twice. Thus, the response of the same nerve terminal at S1 can be compared against the presence of a test substance at phase S2 (Figure 2), providing an internal control. This is important, since the extent of SV recycling across different nerve terminals is highly variable11.
Any adherent primary neuronal cultures may be used for this protocol, however the plating density, solutions and stimulation conditions are optimised for cerebellar granule neurons (CGNs)12,13.

A live fluorescence imaging technique to quantify the replenishment and mobilisation of specific synaptic vesicle (SV) pools in central nerve terminals is described. Two rounds of SV recycling are monitored in the same nerve terminals providing an internal control.

FM 염료를 사용하여 양식 소뇌 과립 뉴런에서 시냅틱 소포 풀 보충의 정량 분석

After neurotransmitter release in central nerve terminals, SVs are rapidly retrieved by endocytosis.  Retrieved SVs are then refilled with ...

Dual Electrophysiological Recordings of Synaptically-evoked Astroglial and Neuronal Responses in Acute Hippocampal Slices

Astrocytes form together with neurons tripartite synapses, where they integrate and modulate neuronal activity. Indeed, astrocytes sense neuronal inputs through activation of their ion channels and neurotransmitter receptors, and process information in part through activity-dependent release of gliotransmitters. Furthermore, astrocytes constitute the main uptake system for glutamate, contribute to potassium spatial buffering, as well as to GABA clearance. These cells therefore constantly monitor synaptic activity, and are thereby sensitive indicators for alterations in synaptically-released glutamate, GABA and extracellular potassium levels. Additionally, alterations in astroglial uptake activity or buffering capacity can have severe effects on neuronal functions, and might be overlooked when characterizing physiopathological situations or knockout mice. Dual recording of neuronal and astroglial activities is therefore an important method to study alterations in synaptic strength associated to concomitant changes in astroglial uptake and buffering capacities. Here we describe how to prepare hippocampal slices, how to identify stratum radiatum astrocytes, and how to record simultaneously neuronal and astroglial electrophysiological responses. Furthermore, we describe how to isolate pharmacologically the synaptically-evoked astroglial currents.

The preparation of acute brain slices from isolated hippocampi, as well as the simultaneous electrophysiological recordings of astrocytes and neurons in stratum radiatum during stimulation of schaffer collaterals is described. The pharmacological isolation of astroglial potassium and glutamate transporter currents is demonstrated.

급성 Hippocampal 슬라이스에 Synaptically-evoked Astroglial와 Neuronal 응답의 듀얼 Electrophysiological 레코딩

Astrocytes form together with neurons tripartite synapses, where they integrate and modulate neuronal activity. Indeed, astrocytes sense neuronal inputs ...

Fast Micro-iontophoresis of Glutamate and GABA: A Useful Tool to Investigate Synaptic Integration

One of the fundamental interests in neuroscience is to understand the integration of excitatory and inhibitory inputs along the very complex structure of the dendritic tree, which eventually leads to neuronal output of action potentials at the axon. The influence of diverse spatial and temporal parameters of specific synaptic input on neuronal output is currently under investigation, e.g. the distance-dependent attenuation of dendritic inputs, the location-dependent interaction of spatially segregated inputs, the influence of GABAergig inhibition on excitatory integration, linear and non-linear integration modes, and many more.
With fast micro-iontophoresis of glutamate and GABA it is possible to precisely investigate the spatial and temporal integration of glutamatergic excitation and GABAergic inhibition. Critical technical requirements are either a triggered fluorescent lamp, light-emitting diode (LED), or a two-photon scanning microscope to visualize dendritic branches without introducing significant photo-damage of the tissue. Furthermore, it is very important to have a micro-iontophoresis amplifier that allows for fast capacitance compensation of high resistance pipettes. Another crucial point is that no transmitter is involuntarily released by the pipette during the experiment.
Once established, this technique will give reliable and reproducible signals with a high neurotransmitter and location specificity. Compared to glutamate and GABA uncaging, fast iontophoresis allows using both transmitters at the same time but at very distant locations without limitation to the field of view. There are also advantages compared to focal electrical stimulation of axons: with micro-iontophoresis the location of the input site is definitely known and it is sure that only the neurotransmitter of interest is released. However it has to be considered that with micro-iontophoresis only the postsynapse is activated and presynaptic aspects of neurotransmitter release are not resolved. In this article we demonstrate how to set up micro-iontophoresis in brain slice experiments.

In this article we introduce fast micro-iontophoresis of neurotransmitters as a technique to investigate integration of postsynaptic signals with high spatial and temporal precision.

글루타민산 염과 GABA의 빠른 마이크로 이온 도입 : 시냅틱 통합을 조사하는 유용한 도구

One of the fundamental interests in neuroscience is to understand the integration of excitatory and inhibitory inputs along the very complex structure of ...

Nucleofection of Rodent Neuroblasts to Study Neuroblast Migration In vitro

The subventricular zone (SVZ) located in the lateral wall of the lateral ventricles plays a fundamental role in adult neurogenesis. In this restricted area of the brain, neural stem cells proliferate and constantly generate neuroblasts that migrate tangentially in chains along the rostral migratory stream (RMS) to reach the olfactory bulb (OB). Once in the OB, neuroblasts switch to radial migration and then differentiate into mature neurons able to incorporate into the preexisting neuronal network. Proper neuroblast migration is a fundamental step in neurogenesis, ensuring the correct functional maturation of newborn neurons. Given the ability of SVZ-derived neuroblasts to target injured areas in the brain, investigating the intracellular mechanisms underlying their motility will not only enhance the understanding of neurogenesis but may also promote the development of neuroregenerative strategies.
This manuscript describes a detailed protocol for the transfection of primary rodent RMS postnatal neuroblasts and the analysis of their motility using a 3D in vitro migration assay recapitulating their mode of migration observed in vivo. Both rat and mouse neuroblasts can be quickly and efficiently transfected via nucleofection with either plasmid DNA, small hairpin (sh)RNA or short interfering (si)RNA oligos targeting genes of interest. To analyze migration, nucleofected cells are reaggregated in &#39;hanging drops&#39; and subsequently embedded in a three-dimensional matrix. Nucleofection per se does not significantly impair the migration of neuroblasts. Pharmacological treatment of nucleofected and reaggregated neuroblasts can also be performed to study the role of signaling pathways involved in neuroblast migration.

Nucleofection of Rodent Neuroblasts to Study Neuroblast Migration In vitro

Neuroblast migration is a crucial step in postnatal neurogenesis. The protocol described here can be used to investigate the role of candidate regulators of neuroblast migration by employing DNA/small hairpin RNA (shRNA) nucleofection and a 3D migration assay with neuroblasts isolated from the rodent postnatal rostral migratory stream.

설치류 Neuroblasts의 Nucleofection는 Neuroblast 마이그레이션을 연구하는<em&gt; 체외</em

The subventricular zone (SVZ) located in the lateral wall of the lateral ventricles plays a fundamental role in adult neurogenesis. In this restricted ...

Inducing Plasticity of Astrocytic Receptors by Manipulation of Neuronal Firing Rates

Close to two decades of research has established that astrocytes in situ and in vivo express numerous G protein-coupled receptors (GPCRs) that can be stimulated by neuronally-released transmitter. However, the ability of astrocytic receptors to exhibit plasticity in response to changes in neuronal activity has received little attention. Here we describe a model system that can be used to globally scale up or down astrocytic group I metabotropic glutamate receptors (mGluRs) in acute brain slices. Included are methods on how to prepare parasagittal hippocampal slices, construct chambers suitable for long-term slice incubation, bidirectionally manipulate neuronal action potential frequency, load astrocytes and astrocyte processes with fluorescent Ca2+ indicator, and measure changes in astrocytic Gq GPCR activity by recording spontaneous and evoked astrocyte Ca2+ events using confocal microscopy. In essence, a &#8220;calcium roadmap&#8221; is provided for how to measure plasticity of astrocytic Gq GPCRs. Applications of the technique for study of astrocytes are discussed. Having an understanding of how astrocytic receptor signaling is affected by changes in neuronal activity has important implications for both normal synaptic function as well as processes underlying neurological disorders and neurodegenerative disease.

Here we describe an adaptation of protocols used to induce homeostatic plasticity in neurons for the study of plasticity of astrocytic G protein-coupled receptors. Recently used to examine changes in astrocytic group I mGluRs in juvenile mice, the method can be applied to measure scaling of various astrocytic GPCRs, in tissue from adult mice in situ and in vivo, and to gain a better appreciation of the sensitivity of astrocytic receptors to changes in neuronal activity.

신경 발사 환율의 조작에 의해 성상 세포 수용체의 가소성을 유도

Close to two decades of research has established that astrocytes in situ and in vivo express numerous G protein-coupled receptors (GPCRs) that can be ...

The Olfactory System as a Model to Study Axonal Growth Patterns and Morphology In Vivo

The olfactory system has the unusual capacity to generate new neurons throughout the lifetime of an organism. Olfactory stem cells in the basal portion of the olfactory epithelium continuously give rise to new sensory neurons that extend their axons into the olfactory bulb, where they face the challenge to integrate into existing circuitry. Because of this particular feature, the olfactory system represents a unique opportunity to monitor axonal wiring and guidance, and to investigate synapse formation. Here we describe a procedure for in vivo labeling of sensory neurons and subsequent visualization of axons in the olfactory system of larvae of the amphibian Xenopus laevis. To stain sensory neurons in the olfactory organ we adopt the electroporation technique. In vivo electroporation is an established technique for delivering fluorophore-coupled dextrans or other macromolecules into living cells. Stained sensory neurons and their axonal processes can then be monitored in the living animal either using confocal laser-scanning or multiphoton microscopy. By reducing the number of labeled cells to few or single cells per animal, single axons can be tracked into the olfactory bulb and their morphological changes can be monitored over weeks by conducting series of in vivo time lapse imaging experiments. While the described protocol exemplifies the labeling and monitoring of olfactory sensory neurons, it can also be adopted to other cell types within the olfactory and other systems.

The Olfactory System as a Model to Study Axonal Growth Patterns and Morphology In Vivo

We describe a protocol for in vivo labeling of olfactory sensory neurons by electroporation and subsequent confocal laser-scanning or multiphoton microscopy to visualize neuronal morphology and its development over time.

모델로 후각 시스템은 축삭 성장 패턴 및 형태를 연구하는<em&gt; 생체</em

The olfactory system has the unusual capacity to generate new neurons throughout the lifetime of an organism. Olfactory stem cells in the basal portion of ...

Ex Vivo Imaging of Postnatal Cerebellar Granule Cell Migration Using Confocal Macroscopy

During postnatal development, immature granule cells (excitatory interneurons) exhibit tangential migration in the external granular layer, and then radial migration in the molecular layer and the Purkinje cell layer to reach the internal granular layer of the cerebellar cortex. Default in migratory processes induces either cell death or misplacement of the neurons, leading to deficits in diverse cerebellar functions. Centripetal granule cell migration involves several mechanisms, such as chemotaxis and extracellular matrix degradation, to guide the cells towards their final position, but the factors that regulate cell migration in each cortical layer are only partially known. In our method, acute cerebellar slices are prepared from P10 rats, granule cells are labeled with a fluorescent cytoplasmic marker and tissues are cultured on membrane inserts from 4 to 10 hr before starting real-time monitoring of cell migration by confocal macroscopy at 37 &#176;C in the presence of CO2. During their migration in the different cortical layers of the cerebellum, granule cells can be exposed to neuropeptide agonists or antagonists, protease inhibitors, blockers of intracellular effectors or even toxic substances such as alcohol or methylmercury to investigate their possible role in the regulation of neuronal migration.

Ex Vivo Imaging of Postnatal Cerebellar Granule Cell Migration Using Confocal Macroscopy

During postnatal cerebellum development, immature granule cells originating from the germinal zone exhibit distinct modalities of migration to reach their final destination and to establish neuronal networks. This protocol describes the preparation of cerebellar slices and the confocal macroscopic approach used to investigate the factors that regulate neuronal migration.

공 초점 Macroscopy을 사용하여 출생 후의 소뇌 과립 세포 이동의 생체 이미징

During postnatal development, immature granule cells (excitatory interneurons) exhibit tangential migration in the external granular layer, and then ...

Analyzing Dendritic Morphology in Columns and Layers

In many regions of the central nervous systems, such as the fly optic lobes and the vertebrate cortex, synaptic circuits are organized in layers and columns to facilitate brain wiring during development and information processing in developed animals. Postsynaptic neurons elaborate dendrites in type-specific patterns in specific layers to synapse with appropriate presynaptic terminals. The fly medulla neuropil is composed of 10 layers and about 750 columns; each column is innervated by dendrites of over 38 types of medulla neurons, which match with the axonal terminals of some 7 types of afferents in a type-specific fashion. This report details the procedures to image and analyze dendrites of medulla neurons. The workflow includes three sections: (i) the dual-view imaging section combines two confocal image stacks collected at orthogonal orientations into a high-resolution 3D image of dendrites; (ii) the dendrite tracing and registration section traces dendritic arbors in 3D and registers dendritic traces to the reference column array; (iii) the dendritic analysis section analyzes dendritic patterns with respect to columns and layers, including layer-specific termination and planar projection direction of dendritic arbors, and derives estimates of dendritic branching and termination frequencies. The protocols utilize custom plugins built on the open-source MIPAV (Medical Imaging Processing, Analysis, and Visualization) platform and custom toolboxes in the matrix laboratory language. Together, these protocols provide a complete workflow to analyze the dendritic routing of Drosophila medulla neurons in layers and columns, to identify cell types, and to determine defects in mutants.

Here, we show how to analyze dendritic routing of Drosophila medulla neurons in columns and layers. The workflow includes a dual-view imaging technique to improve the image quality and computational tools for tracing, registering dendritic arbors to the reference column array and for analyzing the dendritic structures in 3D space.

열 및 레이어에 수지상 형태학 분석

In many regions of the central nervous systems, such as the fly optic lobes and the vertebrate cortex, synaptic circuits are organized in layers and ...