(; EJD EY022383 및 EY022683) 및 코어 보조금 (P30EY001765), 이미징 및 현미경 코어 모듈이 작품은 국립 보건원 (National Institutes of Health)의 연구비에 의해 지원되었다.

윤리 정책 : 모든 절차가 존스 홉킨스 대학 기관 동물 관리 및 사용위원회에 의해 명시된 지침에 따라 수행 하였다. 주의 : 다른 설치류 균주 또는 종도 사용될 수 있지만 촬영시 사용되는 마우스는 잭슨 C57BL / 6 마​​우스이다. 다른 균주 또는 종을 사용하는 경우, 마취 용량 및 부상의 타임 라인이 다를 수 있음을 유의하십시오. 이 균주 종 실험의 변화를 수용하기 위해 I / R 조건에 적응하는 것이 중요하다. 1. 마취 칵테일을 준비 <ol><li> 50 ML의 원심 분리 관에 1.25 ml의 케타민, 0.625 ml의 크 실라, 0.375 ml의 아세 프로 마진, 그리고 22.75 ml의 인산염 완충 생리 식염수를 결합합니다. 주 : 원고의 나머지 부분이 용액 칵테일로 지칭 될 것이다. </li><li> 60 ML의 주사기와 0.20 μm의 필터를 사용하여 새 멸균 50 ML의 원심 분리기 튜브에 칵테일을 필터링합니다. 레이블 및 날짜이 새로운 부엉있다. </li><li> 완전 마취 광 유도 열화를 방지하기 위해 알루미늄 포일의 칵테일 튜브를 감싸는. 주 : 칵테일을 실온에서 보관하고 그 초기 만료 성분의 유효 기간까지 재사용 될 수있다. </li></ol> 2. 마취 부스터를 준비 <ol><li> 50 mL의 원심 분리 튜브에 4 mL의 케타민과 16 ㎖의 인산염 완충 식염수를 결합한다. 참고 :이 솔루션은 이제부터 부스터 라한다. </li><li> 60 ML의 주사기와 0.20 μm의 필터를 사용하여 새 멸균 50 ML의 원심 분리기 튜브에 부스터를 필터링합니다. 레이블 및 날짜 새로운 튜브. 주 : 부스터 실온에서 보관하고 그 초기 만료 성분의 유효 기간까지 재사용 될 수있다. </li></ol> 3. 수술 스위트 룸을 준비 <ol><li> 18 ° C와 21 ° C 사이의 실내 온도를 설정합니다. </li><li> 수술 테이블 켜고 highe에 표면의 열을 조절세인트 온도. </li><li> 수술 underpads 모든 작업 표면을 커버. </li><li> 따뜻한 수술 테이블에 빈 케이지 또는 다른 컨테이너를 정렬합니다. </li><li> 규모와 조리대에 귀 술래를 정렬합니다. </li></ol> 4. 헤파린 나트륨과 균형 소금 솔루션을 준비 <ol><li> 균형 염 용액 (HBSS)에 500㎖의 IV 병에 헤파린 나트륨 0.5ml를 추가. </li><li> 0.1 % 헤파린 나트륨의 병에 Y 사이트 튜브 prepierced 기본 세트의 날카로운 끝을 삽입합니다. </li></ol> 5. IV 극 설정 <ol><li> IV를 극 확장에서 0.1 % 헤파린 나트륨의 병을 중단하고, Y 사이트 튜브 prepierced 기본 세트에 에어 필터 캡을 열고 스냅. </li><li> 163cm (120mm 수은)에 0.1 % 헤파린 나트륨 병을 상승. 나트륨 헤파린 물방울의 피크에 테이블 탑의 높이를 측정한다. </li><li> 수동으로 Y 사이트 튜브 prepierced 차 세트를 쓸어 넘겨하여 IV 튜브에 공기 방울을 제거합니다. </l난&gt; </ol> 6. 나트륨 헤파린 드립 설정 <ol><li> 다섯 밸브 매니 폴드에 Y 사이트 튜브 prepierced 차 세트를 연결합니다. </li><li> 30 게이지를 연결 ½ 남성 튜브 피팅을 루어하는 루어 남성을 사용하여 오 포트 매니 폴드 인치 바늘. </li><li> 30 게이지 튜브의 자신의 10 인치 세그먼트로 30 게이지 ½ 인치 바늘을 각각 삽입합니다. </li><li> 지혈제를 사용하여, 새로운 30 게이지 ½ 인치 바늘의 바늘 끝을 중단하고 30 게이지 튜브에 자신의 무딘 끝을 삽입합니다. 바늘 끝의 멸균 또는 소독 단계 8.3에 대한 필요합니다. </li><li> 테이프를 사용하여, 내부 포트에 연결된 튜브 외부 포트에 연결된 관의 상부에 위치되도록 바늘 30 게이지 튜브를 배열. 이 배열은 전방 삽관시 튜브의 엉킴을 방지 할 수 있습니다. </li><li> 다섯 밸브 매니 폴드에 0.1 % 헤파린 나트륨의 흐름과 각 개별 포트에 설정합니다. <ol><li> 확인이 0.1 %헤파린 나트륨은 각 포트에 대해 강력하게 흐르고 있습니다. 포트가 약하게 흐르는 경우, 포트를 교체하거나 멸균 주사기에서 공기를 취소합니다. </li><li> 30 게이지 튜브 및 5- 밸브 매니 폴드로부터 기포를 제거하기 위해 3 분 - 0.1 %의 헤파린 나트륨 2 흐르게. </li></ol></li><li> 5 밸브 매니 폴드의 모든 포트의 전원을 끄십시오. </li></ol> 7. 수술에 대한 마우스를 준비합니다 <ol><li> 수술 제품군에 마우스를 가져옵니다. 수술 중에 동물의 탈수를 방지하기 위해 각 케이지 물 병 공급. </li><li> 각 마우스의 무게를 기록한다. </li><li> 복강 g의 체중 당 0.02 ml의 칵테일 각 마우스를 주입한다. </li><li> 태그 및 각 마우스의 수를 기록한다. </li><li> 수술 테이블에 빈 용기에 모든 마우스를 놓습니다. 발가락 핀치에 페달 철수 응답의 부재에 의해 확인 된 깊은 마취를 달성하기 위해 모든 마우스에 대해 5 ~ 10 분을 허용합니다. </li><li> 각 마우스의 경우, 한 방울 관리동공 팽창 및 단기 윤활에 대한 각각의 눈에 Tropicamide. </li><li> 각 마우스의 경우, 국소 마취 및 단기 윤활에 대한 각각의 눈에 Proparacaine 한 방울을 관리 할 수​​ 있습니다. </li><li> 첫 번째 마우스 될 것 마취 된 최초의 마우스 유관 될 수 있도록 마취의 순서로 마우스를 정렬합니다. </li><li> 허용은 거의 눈 2 분을 적용하려면 삭제합니다. </li><li> 테이프에 단단하게 잡아 당겨 테이프의 연속 4 인치 조각을 준비한다. 옆으로 각각 마우스 테이프의 한 조각을 설정합니다. 주 : 테이프에 단단히 당겨 실패하면 테이프의 컬링 발생합니다. </li></ol> 8. Cannulate 전방 <ol><li> 수술 현미경 아래의 첫 번째 마우스를 정렬하고, 선호하는 각막에 현미경을 집중한다. 주 : 캐 뉼러가 하나의 눈에 대해 수행 될 수있다. 오른쪽 지배적 인 외과 의사 난을 찾을 수 있습니다왼쪽 지배적 인 외과 의사가 오른쪽을 선호 수 있지만 t 가장 쉬운 방법은 왼쪽 눈을 cannulate합니다. </li><li> 다섯 밸브 매니 폴드의 첫 번째 0.1 % 헤파린 나트륨 포트의 전원을 켭니다. </li><li> 수술 현미경 부드럽게 눈 proptose 집게 쌍을 사용한다. 모양 소대 섬유와 각막의 정점 사이의 중간 쯤 전방에 30 게이지 정맥 바늘을 삽입합니다. <ol><li> 긁힘이나 조리개, 렌즈, 또는 내부 각막 표면을 천공 않도록주의하십시오. </li><li> 각막를 두 번 관통하지 마십시오. </li><li> 캐 뉼러와 각막 사이의 마찰을 극복하기 위해 부드러운 비틀림 운동을 사용하여 전방의 깊이 캐 뉼러를 삽입합니다. </li></ol></li><li> 테이블에 30 게이지 튜브를 보호하는 테이프의 스트립을 사용합니다. 테이프에 도달하면서 삽입 된 캐 뉼러의 움직임을 최소화하기 위해, 탁상에 대해 30 게이지 튜브를 누릅니다. </li><li> 수술의 시작 시간을 기록한다. </li><li> verif, 현미경을 사용하여누설이 분명하지 y를. 누설이 존재하는 경우, 유체의 이동이 눈에 가까운 표시됩니다. </li><li> 시각적으로 I / R 눈이 반대편 눈보다 더 큰 것을 관찰함으로써 안구 팽창을 확인합니다. 함께, 누설의 유무와 안구 팽창의 존재 안압 성공적인 상승 보여준다. </li><li> 두 눈에 하이 프로 멜로 오스를 적용합니다. 하이 프로 멜로 오스는 각막과 실 microleaks에 기름칠을하는 역할을한다. 지속적인 윤활 (약 30 분마다)를 필요에 따라 하이 프로 멜로 오스 다시 적용합니다. </li><li> 모든 동물은 유관 때까지 반복 8 단계. </li></ol> 9. 모니터 마취 <ol><li> 발가락 핀치를 사용, 수염, 또는 꼬리의 육안 관찰의 육안 관찰 각 마우스를 마취 남아 있는지 확인합니다. 마우스가 페달 철수 응답, 수염 경련, 또는 꼬리의 움직임을 보여해야, 9.2 단계로 바로 진행합니다. </li><li> 마우스는 수술, 리프트 중 각성되기 시작하면꼬리는 마우스 뒤에서 하복부에 복강 0.05 ml의 부스터를 삽입합니다. 부스터을 적용하려면 2 분 1 - 허용합니다. </li><li> 마우스 추가 진정, 필요에 따라 단계를 반복 구를 필요로한다. </li></ol> 10. 전방에서 정맥을 제거 <ol><li> 각 동물의 경우, 90 분 경과 후, 부드럽게 전방에서 캐 뉼러를 당깁니다. </li><li> 인접한 동물의 정맥 튜브를 방해하지 않도록주의하면서 수술 테이블에서 마우스를 Untape. </li><li> 젤리 윤활유와 함께 두 눈을 윤활합니다. </li><li> 이후 캐 뉼러가 제거되기 때문에, 수술에서 회복 수술 테이블에 빈 컨테이너에 마우스를 정렬합니다. 수술 테이블의 열을 끄지 마십시오. </li><li> 가열 수술 테이블에 복구를 위해 3 시간 - 2, 최소한 허용합니다. 그들이 완전히 마취에서 회복 자주 때까지 쥐를 관찰한다. </li></ol> 11. 청소 식uipment <ol><li> 알코올 잎사귀를 사용하여 캐 뉼러를 소독. 참고 사항 : 오토 클레이브 등의 소독 또는 살균을위한 다른 방법은, 치환 될 수있다. </li><li> 공기로 가득 60 ML의 주사기를 사용하여 5 밸브 매니 폴드에서 0.1 % 헤파린 나트륨, 30 게이지 바늘, 30 게이지 튜브 및 캐 뉼러를 추방. </li><li> 증류수로 가득 60 ML의 주사기를 사용하여 5 밸브 매니 폴드, 30 게이지 바늘, 30 게이지 튜브 및 캐 뉼러를 씻어. </li><li> 공기로 가득 60 ML의 주사기를 사용하여 5 포트 매니 폴드, 30 게이지 바늘, 30 게이지 튜브 및 캐 뉼러에서 증류수를 추방. </li><li> 캐 뉼러를 소독 및 튜브 장치를 세척 후 재사용이 장비를 저장합니다. </li><li> 쇼핑몰, 폐기, 또는 기타 모든 장비의 전원을 끄십시오. 에 수술 테이블의 열을 남겨주세요. </li></ol> (12) 반환 그들의 홈 케이지에 대한 모든 마우스 <ol><li> 마우스 (2 후 - 3 시간) 수술에서 각성 후 홈 케이지에 각 동물을 반환. 각 케이지에 대한 겔 음식을 제공합니다. 자신의 지정된 방에 모든 새장을 돌려줍니다. </li><li> 수술 테이블의 열을 끕니다. 모든 폐기물을 폐기하고, 수술 제품군을 닦아. </li></ol> 13. 망막 평가를 수행 <ol><li> 적절한 전위도 기록에 대한 조직 학적 분석이나 어두운 적응 마우스에 대한 망막를 수집합니다. </li></ol>

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H., Barnes, G., McLaughlin, M., Holt, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+new+method+and+device+to+induce+transient+retinal+ischemia+in+the+rat.">A new method and device to induce transient retinal ischemia in the rat.</a> Curr Eye Res. 24 (6), 458-464 (2002).</li></ol>

The authors have no disclosures.

망막 I / 상승 된 안압에 의해 R 부상은 쥐 망막 신경 혈관 단위 세포 손상 및 기능 장애, 특히 신경 퇴행을 모델링의 유틸리티를 입증했다. 이 절차는 강력한 제어 조직을 제공하고, 기술적 인 정교함 측면에서 쉽게 액세스 할 수 있습니다. 그것은이 압력 및 허혈의 지속 시간을 증가 시키면 부상의 심각도 (24)을 증가시킬 수있다 다른 I / R 손상 모델에 주목하고있다. 이러한 이유로, 일부 실무자 4,6-10,12 여기 제시된 것과 상이한 허혈성 압력과 지속 시간을 사용하기로 결정 하였다. 따라서 망막 나는 / 상승 된 안압에 의해 R 부상은 하나 하나의 특정 실험 목표를 수용하기 위해 수술 매개 변수를 조정 할 수 있다는 점에서 다른 망막 I / R 기술을 통해 이점을 제공합니다. 그럼에도 불구하고, 대안 기술은 설치류에서 망막 I / R 손상을 유도을 위해 사용되어왔다. 시신경 신경 다발 (25), (26)의 결찰 </SUP&gt; 또는 만 27 망막 중심 동맥이 일시적으로 망막 혈류를 체포하는 데 사용되었습니다. 전신 상태 유사한 전략은 완전하게 방해하지 않고 혈류 감소 대뇌 동맥 (28) 또는 두부 (29)의 동맥 결찰이 필요했다. 하나의 희소 방법은 원주 방향으로 모두 30 종료에 가중되는 스레드를 사용하여 망막 세계를 압축 포함한다. 이러한 전략은 성공적 망막 저산소증 - 유도 신경 혈관 변화의 이해에 기여하고 있지만, 본 명세서에 기재된 기술은 이러한 대안에 비해 여러 가지 장점을 제공한다. 단지 각막에 최소한의 비 망막 손상을 필요로, 나는 / 상승 된 안압에 의해 R은 결찰 기술에 의해 제공되고, 그래서 망막 관련 질환에 관심있는 연구자 더 유용 할 수있는 것보다 더 구체적으로 대상으로 망막 손상을 제공합니다. 또한, 상승 된 안압 방법은 결찰 또는 압축 모델보다 더 다루기 쉬운있는 등 그영업 방법은 망막 허혈을 신속하게 달성뿐만 아니라 이후의 재관류를 할 수 있습니다. 마지막으로, 상승 된 안압 프로토콜은 최소한의 수술과 기술적 정교함을 요구하는 등보다 광범위하게 접근 할 그들의 대안보다 수있다. 높은 안압에 의해 망막 I / R 부상은 문제가없는 것은 아니다. 전방의 삽관은 손재주가 필요하며,주의 조리개, 렌즈, 각막의 무결성을 유지하기 위해주의해야합니다. 30 게이지 튜브가 테이프로 고정되어있는 동안 캐 뉼러가 전방으로부터 인출 될 수 있으므로주의 또한, 상기 캐 뉼러의 삽입 후에 의뢰한다. 이 프로토콜의 다른 중요한 프로세스는 마취 동물 따뜻한 체온을 유지 적시 부스터 마취제를 투여하고, 하이 프로 멜로 오스를 사용하여 각막의 윤활을 유지 포함한다. hunching, (예를 들면 미용의 결핍 마우스 스트레스 또는 질병 행동을 유의하는 것이 중요등)이 추가 수술 변수 약물 효능 및 사망률에 영향을 미칠 수 있으므로, 수술 전에. 이러한 문제에 참석하여, 하나는 망막 I / R 손상에 대한 높은 규제하고 재현성 모델을 얻을 수 있습니다. 또한 높은 안압에 의해 망막 I / R 손상은 모델임을 인정해야하며, 특정 질환, 특히 만성 질환에 대한 연구 결과를 외삽 할 때주의가 좋습니다. 시간 프레임과 병인 기원이 질병에서 다른 있지만, 상승 된 안압에 의해 그러나, 망막 I / R 부상 그럼에도 불구하고 망막 변성 및 복구 메커니즘을 평가하는 사운드 플랫폼을 제공 할 수있다. 망막은 여러 가지 모양의 세포 시그널링 프로세스로 구성되며, 망막 이상 조절의 포괄적 인 이야기 설명 될 남아있다. 현재 문학뿐만 아니라 망막 퇴행성 과정 6-8,10,12를 검사에서 상승 된 안압에 의해 망막 I / R 손상의 유틸리티를 보여줍니다뿐만 아니라, 치료 적 개입 7,9,11,12,14 예방의 대상을 식별한다. 또, 망막 염증, 혈관 변성 비 신경 종점 상승 된 IOP에 의해 망막 I / R 손상의 활용을 지원하고, 14,15,17을 누출 성장의 증거가있다. 상승 된 안압하여 해부학 적 특이성, 실험 취급 용이성, 기술 접근​​성, 망막 I / R 부상을 감안할 때 이러한 문의를 추구하는 선도적 인 역할을 유지할 것을 약속드립니다.

망막 허혈 - 재관류 (I / R)은 녹내장, 당뇨 망막 병증, 망막 혈관 폐색 1 등 많은 인간의 망막 병변을 특징. 순환이 계속해서 복원 할 때 망막 I / R에있어서, 망막 혈관의 혈류 감소 (허혈) 망막 산소 및 기타 영양소 과민, 심각한 산화 침전 및 염증성 손상 상태를 생성한다 (재관류) 2. 신경 망막이 망막 신경 퇴행 아마도 I / R에 의한 손상의 가장 두드러진 특징 인,이 변화에 특히 취약 나타납니다. 마우스 망막 I / R 부상을 모델링하기위한 프로토콜은 여기에 제시했다. 이 기술은 망막 신경 혈관 유닛의 인간 질병의 잠재적 기전 및 치료 전략을 조사하는 연구를 가능하게한다. 수술 빈혈 (3)의 신경 퇴행성 결과를 이해하고자하는 외과 의사에 의해 1952 년에 개척, 로덴t의 망막의 I / 상승 된 안압 (IOP)에 의해 R은 허혈성 모욕 사 후 신경 퇴행성 엔드 포인트를 표준화하기위한 목적으로 1991 년에 재건되었다. 수축기 혈압 상기 IOP 인상 식염수 탱크의 물방울을 사용하여, 이러한 연구는 가압 안구 삽관은 망막의 순환을 중단시켜 신경 퇴행을 개시하기에 충분한 것을 보여 주었다. 높은 안압에 의해 망막 I / R을 사용하여 최근의 노력은 I / R에 의한 망막 신경 퇴행 5-12의 기초가되는 메커니즘을 자세히 설명하기 시작했다. 여러 그룹은 염증 13, 14, 혈관 투과성 15, 16, 모세 혈관 변성 14,17 등의 추가 병리학 적 변화를보고했다. 함께 찍은, 이러한 연구는 더 일반적으로 망막 신경 혈관 질환의 모델로 높은 안압에 의해 망막 I / R 부상을 설립했다. I / R 손상의 메커니즘을 특성화하는 것은 버지니아의 연구에 필수적이다scular 질병. 높은 안압에 의해 망막 I / R 손상은 I / R 폐암 (18)의 부상, 심장 (19), 뇌 (20), 간 (21), 신장 (22), 및 소장 (23)을 포함하여 많은 저산소증에 의한 손상 모델 중 하나입니다. 이러한 모델은 혈관 질환에 대한 우리의 이해와 임상 치료의 발전에 가장 중요한왔다. 안구 조직, 망막 I / 상승 된 안압에 의해 R 부상에 I / R 프로세스의 조사를 확장함으로써 이러한 관련 조건보다 포괄적 인 그림을 그릴 수 있습니다. 망막 임상 신경 퇴행성 조건, 망막 I / 상승 된 안압에 의해 R 부상과 긴밀하게 대응하는 허혈성 병인을 탐험에 관심있는 연구자를위한 유용한 도구를 제공합니다. 여기에 설명 된 프로토콜은, 다루기 쉬운, 및 액세스를 대상으로합니다. 그것은 이러한 망막 신경 세포의 정량, 망막 두께의 측정, 전기 생리 연구 등의 신경 변성에 엔드 포인트에 의해 잘 보완망막 신경 기능 ecording. 이 모델은 신경 혈관 문의 발전에 자사의 유틸리티를 입증하고, 시각적 의학 연구의 기초 프로토콜로 상태를 적립의 약속을 보여줍니다.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="544">
	<tbody>
		<tr height="64">
			<td height="64" style="height:64px;width:136px;">Heparin Sodium Injection, USP</td>
			<td style="width:136px;">Abraxis Pharmaceutical Products</td>
			<td style="width:136px;"></td>
			<td style="width:136px;">1000 USP/mL</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:136px;">BSS Sterile Irrigating Solution</td>
			<td style="width:136px;">Alcon Laboratories, Inc.</td>
			<td style="width:136px;">9007754-0212</td>
			<td style="width:136px;">500 mL</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:136px;">SC-2kg Digital Pocket Scale</td>
			<td style="width:136px;">American Weigh Scales, Inc.</td>
			<td style="width:136px;">SC-2kg</td>
			<td style="width:136px;"></td>
		</tr>
		<tr height="64">
			<td height="64" style="height:64px;width:136px;">Tropicamide Ophthalmic Solution USP 1%</td>
			<td style="width:136px;">Bausch + Lomb</td>
			<td style="width:136px;"></td>
			<td style="width:136px;">1% (10 mg/mL)</td>
		</tr>
		<tr height="85">
			<td height="85" style="height:85px;width:136px;">Proparacaine Hydrochloride Ophthalmic Solution USP, 0.5%</td>
			<td style="width:136px;">Bausch + Lomb</td>
			<td style="width:136px;"></td>
			<td style="width:136px;">0.5% (5 mg/mL)</td>
		</tr>
		<tr height="64">
			<td height="64" style="height:64px;width:136px;">INTRAMEDIC Polyethylene Tubing</td>
			<td style="width:136px;">Becton Dickinson and Company</td>
			<td align="right" style="width:136px;">427400</td>
			<td style="width:136px;">Inner diameter: 427400</td>
		</tr>
		<tr height="64">
			<td height="64" style="height:64px;width:136px;">30G1/2 PrecisionGlide Needles</td>
			<td style="width:136px;">Benton Dickinson and Company</td>
			<td align="right" style="width:136px;">305106</td>
			<td style="width:136px;"></td>
		</tr>
		<tr height="85">
			<td height="85" style="height:85px;width:136px;">BC 1mL TB Syringe, Slim Tip with Intradermal Bevel Needle, 26G x 3/8</td>
			<td style="width:136px;">Benton Dickinson and Company</td>
			<td align="right" style="width:136px;">309625</td>
			<td style="width:136px;"></td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:136px;">BD 60mL Syringe Luer-Lok Tip</td>
			<td style="width:136px;">Benton Dickinson and Company</td>
			<td align="right" style="width:136px;">309653</td>
			<td style="width:136px;"></td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:136px;">Zeiss OPMI Visu 200/S8 Microscope</td>
			<td style="width:136px;">Carl Zeiss AG</td>
			<td style="width:136px;">000000-1179-101</td>
			<td style="width:136px;"></td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:136px;">Sterile Syringe Filter</td>
			<td style="width:136px;">Corning Inc.</td>
			<td style="width:136px;">CLS431224</td>
			<td style="width:136px;">0.20 &#181;m</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:136px;">Durasorb Underpads</td>
			<td style="width:136px;">Covidien</td>
			<td align="right" style="width:136px;">1038</td>
			<td style="width:136px;">23 x 24 inches</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:136px;">Alcohol Prep</td>
			<td style="width:136px;">Covidien</td>
			<td align="right" style="width:136px;">6818</td>
			<td style="width:136px;">2 Ply, Medium</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:136px;">Student Dumont #5 Forceps</td>
			<td style="width:136px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:136px;">91150-20</td>
			<td style="width:136px;"></td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:136px;">Hartman Hemostats</td>
			<td style="width:136px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:136px;">13002-10</td>
			<td style="width:136px;"></td>
		</tr>
		<tr height="85">
			<td height="85" style="height:85px;width:136px;">Primary Set, Macrobore, Prepierced Y-Site, 80 Inch</td>
			<td style="width:136px;">Hospira</td>
			<td style="width:136px;">12672-28</td>
			<td style="width:136px;"></td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:136px;">Phosphate Buffered Saline pH 7.4 (1X)</td>
			<td style="width:136px;">Invitrogen</td>
			<td style="width:136px;">10010-049</td>
			<td style="width:136px;">500 mL</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:136px;">Distilled water</td>
			<td style="width:136px;">Invitrogen</td>
			<td style="width:136px;">15230-204</td>
			<td style="width:136px;">500 mL</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:136px;">C57BL/6J Mice</td>
			<td style="width:136px;">The Jackson Laboratory</td>
			<td align="right" style="width:136px;">664</td>
			<td style="width:136px;"></td>
		</tr>
		<tr height="64">
			<td height="64" style="height:64px;width:136px;">AnaSed Injection: Xylazine Sterile Solution</td>
			<td style="width:136px;">LLOYD, Inc.</td>
			<td style="width:136px;"></td>
			<td style="width:136px;">20 mg/mL</td>
		</tr>
		<tr height="64">
			<td height="64" style="height:64px;width:136px;">Lubricating Jelly, Water Soluble Bacteriostatic</td>
			<td style="width:136px;">MediChoice</td>
			<td style="width:136px;"></td>
			<td style="width:136px;">3-Gram Packet</td>
		</tr>
		<tr height="106">
			<td height="106" style="height:106px;width:136px;">NAMIC Angiographic Pressure Monitoring Manifold</td>
			<td style="width:136px;">Navilyst Medical, Inc.</td>
			<td align="right" style="width:136px;">70039355</td>
			<td style="width:136px;">5-Valve Manifold with Seven Female Ports</td>
		</tr>
		<tr height="148">
			<td height="148" style="height:148px;width:136px;">Goniosoft, Hypromellose 2.5% Ophthalmic Demulcent Solution: Hydroxypropyl Methylcellulose</td>
			<td style="width:136px;">OCuSOFT, Inc.</td>
			<td style="width:136px;"></td>
			<td style="width:136px;">2.5% (25 mg/mL)</td>
		</tr>
		<tr height="64">
			<td height="64" style="height:64px;width:136px;">Ketaset CIII: Ketamine Hydrochloride</td>
			<td style="width:136px;">Pfizer, Inc.</td>
			<td style="width:136px;"></td>
			<td style="width:136px;">100 mg/mL</td>
		</tr>
		<tr height="85">
			<td height="85" style="height:85px;width:136px;">Trans-Pal I.V. Stand&#160;</td>
			<td style="width:136px;">Pryor Products</td>
			<td align="right" style="width:136px;">372</td>
			<td style="width:136px;">Furnished with a home-constructed 60-cm stainless steel extension</td>
		</tr>
		<tr height="85">
			<td height="85" style="height:85px;width:136px;">Acepromazine: Acepromazine Maleate Injection, USP</td>
			<td style="width:136px;">Vet One</td>
			<td style="width:136px;"></td>
			<td style="width:136px;">10 mg/mL</td>
		</tr>
		<tr height="64">
			<td height="64" style="height:64px;width:136px;">V-Top Surgery Table/Adjustable Hydraulic</td>
			<td style="width:136px;">VSSI</td>
			<td style="width:136px;">100-4041-21</td>
			<td style="width:136px;"></td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:136px;">Tube Fitting Luer Male to Luer Male</td>
			<td style="width:136px;">Warner Instruments</td>
			<td style="width:136px;">64-1579</td>
			<td style="width:136px;"></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a mouse model of retinal ischemia-reperfusion injury through elevation of intraocular pressure

망막 허혈 - 재관류 (I / R)은 녹내장, 당뇨 망막 병증, 망막 혈관 폐색 등 다양한 안구 조건에서 세포 손상에 기여하는 병태 생리 학적 과정이다. I / R 손상의 쥐 모델은 특히 망막 신경 혈관의 퇴행성 손상 부에 대하여, 인간의 I / R 손상 메커니즘 및 치료 전략에 중요한 식견을 제공한다. 안압의 상승을 통해 생쥐의 망막 I / R 손상을 유도하기위한 프로토콜은 여기에 제시했다. 이 프로토콜에서, 안구 전방은 높은 염분 저수지의 물방울을 흐르는 바늘과 유관된다. 수축기 동맥 혈압보다 안압 상승이 물방울을 사용하여, 개업 일시적으로 내부 망막 혈류 (국소 빈혈을) 중단. 순환이 캐뉼라를 제거함으로써 (재관류)을 복원하는 경우, 심각한 세포 손상은 망막 신경 퇴행 궁극적 결과 계속된다. 최근 스터드이거는이 모델의 추가 요소로 염증, 혈관 투과성 및 모세관 변성을 보여줍니다. 이러한 망막 동맥 결찰, 망막 I /에 의해 R 부상으로 대체 망막 I / R 방법론에 비해 안압에 신경 기전과 치료를 검사하기위한 유용한 도구로 자신을 제시, 그 해부학 적 특이성, 실험 취급 용이성, 기술적 접근에 이점을 제공 상승 망막 신경 혈관 장치.

높은 안압에 의해 망막 I / R의 신경 퇴행성 효과는 일반적으로 두 가지 표준 방법을 사용하여 평가됩니다. 신경 세포의 핵의 NeuN의 immunolabeling는 I / R 모욕 (그림 1) 다음과 같은 중요한 신경 세포 손실을 공개했다. 내가 / R이, 파라 포름 알데히드에 고정 된 신경 세포 마커 NeuN으로 표시하고, 전체 탑재 한 후 간단히, 눈은 7 일 탈핵. 이미지는 공 초점 현미경을 사용하여 촬영하고, NeuN 표지 세포 (11)를 계산하여 정량화 하였다. 신경절 세포 층 신경 세포 수가 감소가 I / R - 유도 세포 사멸을 나타낸다. 망막 신경 세포의 기능 장애는 전위도 (도 2)를 이용하여 설명되었다. 간단히, 칠일 I / R 후, 암순응 전위도 여러 플래시 강도로 기록되었다. A- 및 B- 파의 진폭 이미지 분석 소프트웨어를 사용하여 정량화 <s&gt; 12입니다. 여기에 낮은 A-와 b 파의 진폭은 망막 신경 기능의 I / R에 의한 손상을 의미. 이들과 다른 I / R 엔드 포인트에서 비 I / R의 눈은 I / R에 의한 손상에 대해 강력한 음성 대조군 역할을합니다. <img alt="그림 1" src="/files/ftp_upload/54065/54065fig1.jpg" /> 그림 1. 망막 I / R은 신경절 세포 레이어 (GCL)에서 신경 세포 사멸을 유도한다. 제어 및 I에서 대표 망막 이미지 / R의 눈은 스케일 바는 100 μm의를 나타내는 함께 표시됩니다. 컨트롤 (B)와 비교하여 (A)에 GCL에서 NeuN 양성 세포의 수는 현저히 I / R 눈에서 감소된다. N = 9, 오차 막대 : 표준 오차, *** p &lt;0.0001 <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/54065/54065fig1large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a> <img의 고도 = &quot;그림 2&quot;SRC = &quot;/ 파일 / ftp_upload / 54065 / 54065fig2.jpg&quot;/&gt; 그림 2. 망막 I / R은 망막 신경 기능을 손상. A- 감소와 b 파의 진폭은 I / R 다음 신경 세포의 막 생리를 손상 나타냅니다. N = 6, 오차 막대 : 표준 오차, * P &lt;0.05 <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/54065/54065fig2large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a>

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A Mouse Model of Retinal Ischemia-Reperfusion Injury Through Elevation of Intraocular Pressure

이 문서에서는 마우스에서 안압 상승으로 망막 허혈 - 재관류 손상을 유도하는 절차를 설명합니다. 안압 상승으로 망막 허혈 - 재관류 손상은 망막 신경 혈관 기기의 인간 질병에 대한 잠재적 인 세포 메커니즘과 치료를 조사하는 연구를 가능하게 망막에 손상 산소와 영양 공급에 의해 특징 인간의 병리를 모델링하는 역할을한다.

안압 상승을 통해 망막 허혈 - 재관류 손상의 마우스 모델

Retinal ischemia-reperfusion (I/R) is a pathophysiological process contributing to cellular damage in multiple ocular conditions, including glaucoma, ...

a-mouse-model-retinal-ischemia-reperfusion-injury-through-elevation

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Medicine

14.8K 조회수.  Johns Hopkins University.  이 문서에서는 마우스에서 안압 상승으로 망막 허혈 - 재관류 손상을 유도하는 절차를 설명합니다. 안압 상승으로 망막 허혈 - 재관류 손상은 망막 신경 혈관 기기의 인간 질병에 대한 잠재적 인 세포 메커니즘과 치료를 조사하는 연구를 가능하게 망막에 손상 산소와 영양 공급에 의해 특징 인간의 병리를 모델링하는 역할을한다. 

비디오: A Mouse Model of Retinal Ischemia-Reperfusion Injury Through Elevation of Intraocular Pressure

Normothermic Cardiac Arrest and Cardiopulmonary Resuscitation: A Mouse Model of Ischemia-Reperfusion Injury

Acute Kidney Injury (AKI) is a common, highly lethal, complication of critical illness which has a high mortality1-4 and which is most 
frequently caused by whole-body hypoperfusion.5,6 Successful reproduction of whole-body hypoperfusion in rodent models has been fraught with 
difficulty.7-9,9,10 Models which employ focal ischemia have repeatedly demonstrated results which do not translate to the clinical setting, and larger 
animal models which allow for whole body hypoperfusion lack access to the full toolset of genetic manipulation possible in the mouse.11,12 However, in recent 
years a mouse model of cardiac arrest and cardiopulmonary resuscitation has emerged which can be adapted to model AKI.13 This model reliably reproduces 
physiologic, functional, anatomic, and histologic outcomes seen in clinical AKI, is rapidly repeatable, and offers all of the significant advantages of a murine surgical 
model, including access to genetic manipulative techniques, low cost relative to large animals, and ease of use. Our group has developed extensive experience 
with use of this model to assess a number of organ-specific outcomes in AKI.14,15

A powerful model for perioperative and critical care related acute kidney injury is presented. Using whole body hypoperfusion induced by cardiac arrest it is possible to nearly replicate the histologic and functional changes of clinical AKI.

Normothermic 심장 마비와 심폐 소생술의 : 국소 빈혈 - Reperfusion 상해의 마우스 모델

Acute Kidney Injury (AKI) is a common, highly lethal, complication of critical illness which has a high mortality1-4 and which is most 
frequently caused ...

연구

의학

In situ Transverse Rectus Abdominis Myocutaneous Flap: A Rat Model of Myocutaneous Ischemia Reperfusion Injury

Free tissue transfer is the gold standard of reconstructive surgery to repair complex defects not amenable to local options or those requiring composite tissue. Ischemia reperfusion injury (IRI) is a known cause of partial free flap failure and has no effective treatment. Establishing a laboratory model of this injury can prove costly both financially as larger mammals are conventionally used and in the expertise required by the technical difficulty of these procedures typically requires employing an experienced microsurgeon. This publication and video demonstrate the effective use of a model of IRI in rats which does not require microsurgical expertise. This procedure is an in situ model of a transverse abdominis myocutaneous (TRAM) flap where atraumatic clamps are utilized to reproduce the ischemia-reperfusion injury associated with this surgery. A laser Doppler Imaging (LDI) scanner is employed to assess flap perfusion and the image processing software, Image J to assess percentage area skin survival as a primary outcome measure of injury.

In situ Transverse Rectus Abdominis Myocutaneous Flap: A Rat Model of Myocutaneous Ischemia Reperfusion Injury

Free tissue transfer is widely employed in reconstructive surgery to restore form and function following oncological resection and trauma. Preconditioning this tissue prior to surgery may improve outcome. This article describes an in situ transverse rectus abdominis myocutaneous flap (TRAM) in rats as a means for testing preconditioning strategies.

Myocutaneous 국소 빈혈 reperfusion 상해의 쥐 모델 : 현장 가로 직근 abdominis의 Myocutaneous 플랩의

Free tissue transfer is the gold standard of reconstructive surgery to repair complex defects not amenable to local options or those requiring composite ...

Ischemia-reperfusion Model of Acute Kidney Injury and Post Injury Fibrosis in Mice

Ischemia-reperfusion induced acute kidney injury (IR-AKI) is widely used as a model of AKI in mice, but results are often quite variable with high, often unreported mortality rates that may confound analyses. Bilateral renal pedicle clamping is commonly used to induce IR-AKI, but differences between effective clamp pressures and/or renal responses to ischemia between kidneys often lead to more variable results. In addition, shorter clamp times are known to induce more variable tubular injury, and while mice undergoing bilateral injury with longer clamp times develop more consistent tubular injury, they often die within the first 3 days after injury due to severe renal insufficiency. To improve post-injury survival and obtain more consistent and predictable results, we have developed two models of unilateral ischemia-reperfusion injury followed by contralateral nephrectomy. Both surgeries are performed using a dorsal approach, reducing surgical stress resulting from ventral laparotomy, commonly used for mouse IR-AKI surgeries. For induction of moderate injury BALB/c mice undergo unilateral clamping of the renal pedicle for 26 min and also undergo simultaneous contralateral nephrectomy. Using this approach, 50-60% of mice develop moderate AKI 24 hr after injury but 90-100% of mice survive. To induce more severe AKI, BALB/c mice undergo renal pedicle clamping for 30 min followed by contralateral nephrectomy 8 days after injury. This allows functional assessment of renal recovery after injury with 90-100% survival. Early post-injury tubular damage as well as post injury fibrosis are highly consistent using this model.

We describe models of moderate and severe ischemia-reperfusion-induced kidney injury in which the mice undergo unilateral renal pedicle clamping followed by simultaneous or delayed contralateral nephrectomy, respectively. These models consistently give rise to renal dysfunction and post-injury fibrosis, but injury severity and survival are dependent on mouse background, age and surgical equipment.

마우스의 급성 신장 손상 및 사후 상해 섬유증의 허혈 - 재관류 모델

Ischemia-reperfusion induced acute kidney injury (IR-AKI) is widely used as a model of AKI in mice, but results are often quite variable with high, often ...

A Murine Model of Myocardial Ischemia-reperfusion Injury through Ligation of the Left Anterior Descending Artery

Acute or chronic myocardial infarction (MI) are cardiovascular events resulting in high morbidity and mortality. Establishing the pathological mechanisms at work during MI and developing effective therapeutic approaches requires methodology to reproducibly simulate the clinical incidence and reflect the pathophysiological changes associated with MI. Here, we describe a surgical method to induce MI in mouse models that can be used for short-term ischemia-reperfusion (I/R) injury as well as permanent ligation. The major advantage of this method is to facilitate location of the left anterior descending artery (LAD) to allow for accurate ligation of this artery to induce ischemia in the left ventricle of the mouse heart. Accurate positioning of the ligature on the LAD increases reproducibility of infarct size and thus produces more reliable results. Greater precision in placement of the ligature will improve the standard surgical approaches to simulate MI in mice, thus reducing the number of experimental animals necessary for statistically relevant studies and improving our understanding of the mechanisms producing cardiac dysfunction following MI. This mouse model of MI is also useful for the preclinical testing of treatments targeting myocardial damage following MI.

We introduce a surgical method to induce experimental ischemia/reperfusion (I/R) injury to simulate myocardial infarction (MI) in mouse models that allows for more clarity in positioning of the ligation on the left anterior descending artery (LAD) to increase the reproducibility of MI experiments in mice.

왼쪽 앞쪽에 내림차순 동맥의 결찰을 통해 심근 허혈 - 재관류 손상의 생쥐 모델

Acute or chronic myocardial infarction (MI) are cardiovascular events resulting in high morbidity and mortality. Establishing the pathological mechanisms ...

Murine Model of Intestinal Ischemia-reperfusion Injury

Intestinal ischemia is a life-threatening condition associated with a broad range of clinical conditions including atherosclerosis, thrombosis, hypotension, necrotizing enterocolitis, bowel transplantation, trauma and chronic inflammation. Intestinal ischemia-reperfusion (IR) injury is a consequence of acute mesenteric ischemia, caused by inadequate blood flow through the mesenteric vessels, resulting in intestinal damage. Reperfusion following ischemia can further exacerbate damage of the intestine. The mechanisms of IR injury are complex and poorly understood. Therefore, experimental small animal models are critical for understanding the pathophysiology of IR injury and the development of novel therapies.
Here we describe a mouse model of acute intestinal IR injury that provides reproducible injury of the small intestine without mortality. This is achieved by inducing ischemia in the region of the distal ileum by temporally occluding the peripheral and terminal collateral branches of the superior mesenteric artery for 60 min using microvascular clips. Reperfusion for 1 hr, or 2 hr after injury results in reproducible injury of the intestine examined by histological analysis. Proper position of the microvascular clips is critical for the procedure. Therefore the video clip provides a detailed visual step-by-step description of this technique. This model of intestinal IR injury can be utilized to study the cellular and molecular mechanisms of injury and regeneration.

Here we describe the detailed procedure of intestinal ischemia-reperfusion in mice which results in reproducible injury without mortality to encourage the standardization of this technique across the field. This model of intestinal ischemia-reperfusion injury can be utilized to study the cellular and molecular mechanisms of injury and regeneration.

창자 허혈 - 재관류 손상의 쥐 모델

Intestinal ischemia is a life-threatening condition associated with a broad range of clinical conditions including atherosclerosis, thrombosis, ...

Inducing Ischemia-reperfusion Injury in the Mouse Ear Skin for Intravital Multiphoton Imaging of Immune Responses

Ischemia-reperfusion injury (IRI) occurs when there is transient hypoxia due to the obstruction of blood flow (ischemia) followed by a subsequent re-oxygenation of the tissues (reperfusion). In the skin, ischemia-reperfusion (IR) is the main contributing factor to the pathophysiology of pressure ulcers. While the cascade of events leading up to the inflammatory response has been well studied, the spatial and temporal responses of the different subsets of immune cells to an IR injury are not well understood. Existing models of IR using the clamping technique on the skin flank are highly invasive and unsuitable for studying immune responses to injury, while similar non-invasive magnet clamping studies in the skin flank are less-than-ideal for intravital imaging studies. In this protocol, we describe a robust model of non-invasive IR developed on mouse ear skin, where we aim to visualize in real-time the cellular response of immune cells after reperfusion via multiphoton intravital imaging (MP-IVM).

This protocol describes the induction of an ischemia-reperfusion (IR) model on mouse ear skin using magnet clamping. Using a custom-built intravital imaging model, we study in vivo inflammatory responses post-reperfusion. The rationale behind the development of this technique is to extend the understanding of how leukocytes respond to skin IR injury.

면역 반응의 생체 내에 다중 광자 이미징을위한 마우스 귀 피부에 유도 허혈 - 재관류 손상

Ischemia-reperfusion injury (IRI) occurs when there is transient hypoxia due to the obstruction of blood flow (ischemia) followed by a subsequent ...

Two-vessel Occlusion Mouse Model of Cerebral Ischemia-reperfusion

In this study, a middle cerebral artery (MCA) occlusion mouse model is employed to study cerebral ischemia-reperfusion. A reproducible and reliable mouse model is useful for investigating the pathophysiology of cerebral ischemia-reperfusion and determining potential therapeutic strategies for patients with stroke. Variations in the anatomy of the circle of Willis of C57BL/6 mice affects their infarct volume after cerebral-ischemia-induced injury. Studies have indicated that distal MCA occlusion (MCAO) can overcome this problem and result in a stable infarct size. In this study, we establish a two-vessel occlusion mouse model of cerebral ischemia-reperfusion through the interruption of the blood flow to the right MCA. We distally ligate the right MCA and right common carotid artery (CCA) and restore blood flow after a certain period of ischemia. This ischemia-reperfusion injury induces an infarct of stable size and a behavioral deficit. Peripheral immune cells infiltrate the ischemic brain within the 24 h infiltration period. Additionally, the neuronal loss in the cortical area is less for a longer reperfusion duration. Therefore, this two-vessel occlusion model is suitable for investigating the immune response and neuronal recovery during the reperfusion period after cerebral ischemia.

A mouse model of cerebral ischemia-reperfusion is established to investigate the pathophysiology of stroke. We distally ligate the right middle cerebral artery and right common carotid artery and restore blood flow after 10 or 40 min of ischemia.

대뇌 국 소 빈 혈 reperfusion의 2 배 폐색 마우스 모델

In this study, a middle cerebral artery (MCA) occlusion mouse model is employed to study cerebral ischemia-reperfusion. A reproducible and reliable mouse ...

Evaluation of Coronary Flow Reserve After Myocardial Ischemia Reperfusion in Rats

Coronary artery disease is the leading cause of death worldwide. After an acute myocardial infarction, early and successful myocardial intervention via recanalization of the coronary artery is the most effective strategy for reducing the size of ischemic myocardium. The coronary microvasculature cannot be visualized and imaged&#160;in vivo, but there are several invasive and noninvasive techniques that can be used to assess parameters which depend directly on coronary microvascular function. The endothelial function after ischemia reperfusion can be assessed also at the level of the coronary circulation via the coronary flow reserve (CFR).&#160;In this study, peak velocity of left anterior descending (LAD) coronary arteries was measured in rats in vivo via Transthoracic Doppler Echocardiography during resting and stress challenge (induced by Dobutamine). A normal heart can increase its coronary blood flow up to four times above the resting values during stress induction. Following ischemia reperfusion, we found a significantly diminished CFR, which can be used as a marker of coronary microvascular dysfunction. CFR has opened a window on the importance of microvascular dysfunction and has been shown to predict cardiovascular risk independent of whether the severe obstructive disease is present.

Coronary flow reserve (CFR), is defined as the ratio of maximal coronary blood flow to the resting coronary blood flow. We present a protocol for evaluating CFR in rats via ultrasound, which offers the opportunity to predict cardiovascular risk factors in the absence of obstructive coronary disease.

쥐의 심근 허혈 재관류 후 관상 동맥 흐름 예비의 평가

Coronary artery disease is the leading cause of death worldwide. After an acute myocardial infarction, early and successful myocardial intervention via ...

A Pre-clinical Rat Model for the Study of Ischemia-reperfusion Injury in Reconstructive Microsurgery

Ischemia-reperfusion injury is the main cause of flap failure in reconstructive microsurgery. The rat is the preferred preclinical animal model in many areas of biomedical research due to its cost-effectiveness and its translation to humans. This protocol describes a method to create a preclinical free skin flap model in rats with ischemia-reperfusion injury. The described 3 cm x 6 cm rat free skin flap model is easily obtained after the placement of several vascular ligatures and the section of the vascular pedicle. Then, 8 h after the ischemic insult and completion of the microsurgical anastomosis, the free skin flap develops the tissue damage. These ischemia-reperfusion injury-related damages can be studied in this model, making it a suitable model for evaluating therapeutic agents to address this pathophysiological process. Furthermore, two main monitoring techniques are described in the protocol for the assessment of this animal model: transit-time ultrasound technology and laser speckle contrast analysis.

Here, we describe a pre-clinical animal model for studying the pathophysiology of ischemia-reperfusion injury in reconstructive microsurgery. This free skin flap model based on the superficial caudal epigastric vessels in the rat may also allow for the evaluation of different therapies and compounds to counteract ischemia-reperfusion injury-related damage.

재건 미세 수술에서 허혈 재관류 손상의 연구를위한 전 임상 쥐 모델

Ischemia-reperfusion injury is the main cause of flap failure in reconstructive microsurgery. The rat is the preferred preclinical animal model in many ...

Delayed Intramyocardial Delivery of Stem Cells after Ischemia Reperfusion Injury in a Murine Model

There is significant interest in the use of stem cells (SCs) for the recovery of cardiac function in individuals with myocardial injuries. Most commonly, cardiac stem cell therapy is studied by delivering SCs concurrently with the induction of myocardial injury. However, this approach presents two significant limitations: the early hostile pro-inflammatory ischemic environment may affect the survival of transplanted SCs, and it does not represent the subacute infarction scenario where SCs will likely be used. Here we describe a two-part series of surgical procedures for the induction of ischemia-reperfusion injury and delivery of mesenchymal stem cells (MSCs). This method of stem cell administration may allow for the longer viability and retention around damaged tissue by circumventing the initial immune response. A model of ischemia reperfusion injury was induced in mice accompanied by the delivery of mesenchymal stem cells (3.0 x 105), stably expressing the reporter gene firefly luciferase under the constitutively expressed CMV promoter, intramyocardially 7 days later. The animals were imaged via ultrasound and bioluminescent imaging for confirmation of injury and injection of cells, respectively. Importantly, there was no added complication rate when performing this two-procedure approach for SC delivery. This method of stem cell administration, collectively with the utilization of state-of-the-art reporter genes, may allow for the in vivo study of viability and retention of transplanted SCs in a situation of chronic ischemia commonly seen clinically, while also circumventing the initial pro-inflammatory response. In summary, we established a protocol for the delayed delivery of stem cells into the myocardium, which can be used as a potential new approach in promoting regeneration of the damaged tissue.

Stems cells are continuously investigated as potential treatments for individuals with myocardial damage, however, their decreased viability and retention within injured tissue can impact their long-term efficacy. In this manuscript we describe an alternative method for stem cell delivery in a murine model of ischemia reperfusion injury.

뮤린 모델에서 허혈혈 재관류 부상 후 줄기 세포의 지연 된 자궁 내 납품

There is significant interest in the use of stem cells (SCs) for the recovery of cardiac function in individuals with myocardial injuries. Most commonly, ...