이 작품은 NIH 교부금 1R21NS064412, NSF 교부금 1,052,048 및 제프리스 기념 트러스트 부여 J-908에 의해 지원되었다.

1. 샘플 준비 주 : 많은 경우 관류 실험 초조 문제가 될 수있는 세포의 상당한 부분을 씻어 흘려. 폴리-L-라이신 모든 세포 라인, 코팅 커버 유리 표면에 (표면에 0.01 % 용액의 1.0 ml/25 cm 2를 추가 할 필요는 없습니다 만, 세포 배양 등급 물로 2 회 세척&gt; 5 분을 배양하고, 건조 생물 안전 캐비닛) 세포 접착을 향상시킵니다. 또한, 사용되는 세포주의 바이오 안전성 레벨 (BSL)을 인식하고, 지역의 환경 보건 및 안전 사무실에서 승인 한 표준 운영 절차를 따르십시오. 이 실험에서, COS7 세포 (도 4 참조)로 인해 낮은 내인성 글루타민 수송 활성에 사용 하였다. <ol><li> 둘 베코의 수정 이글 중간 (DMEM) 70-80 % 년 자랄 + 10 % 우주의 혈청과 100 U / ㎖ 페니실린 / 스트렙토 마이신, 하나 6 자 문화에 배치 멸균 25mm 유리 커버 슬립에 ~에 씨 COS7 세포요리 또는 8 잘 유리 바닥 슬라이드. 37 ° C에서 5 % CO 2, 24 시간 동안 100 % 습도에서 품어. </li><li> 제조 업체의 프로토콜에 따라, DMEM +10 % 우주의 혈청 (항생제)에 성장 배지를 교환한다. 100 % 습도에서 37 ° C, 5 % CO 2에서 O / N을 성장. </li><li> (CMV 프로모터 10에서 FLIPQTV3.0 센서를 수행 한 pcDNA3.1) 글루타민 센서와 10 ~ 50 ㎖의 혈청이없는 미디어 (OPTI-MEM) mCherry - 태그 ASCT2를 인코딩 0.4 mg의 플라스미드 DNA를 각각 추가하고 부드럽게 섞는다. </li><li> 50 ㎖의 혈청이없는 미디어로 형질 전환 시약 1 ㎖를 추가합니다. 실온에서 5 분 동안 품어. </li><li> DNA (단계 1.3) 및 형질 전환 시약 (단계 1.4)를 포함하는 두 용액을 혼합하고 20 분 동안 품어. </li><li> 조심스럽게 세포의 상단에 형질 전환 시약을 추가하고 챔버를 흔들어 가볍게 섞는다. 37 ° C에서 5 % CO 2, 100 % 습도에서 24 시간 동안 배양한다. </li><li> 24 시간 후, DMEM + 10 %의 우주 송아지 세럼 매체를 교환페니실린 / 스트렙토 마이신 (CCS) + (100)는 유닛. </li><li> 세포는 48 ~ 72 시간 후 - 형질을 이미지하고 있습니다. </li></ol> 2. 관류 실험 주 :이 실험에서 사용 된 COS7 세포의 경우, 관류 매체와 챔버는 RT로 유지하고 주위 CO 2 농도 하였다. 사용되는 세포가 더 높은 온도와 CO 2 농도 제어 생존 가열 현미경 스테이지 및 / 또는 환경 챔버를 필요로하는 경우에는, 사용되어야한다. <ol><li> 관류 버퍼 AF를 준비 (재료의 목록을 참조하십시오.) , 50 ㎖ 주사기에 콕 마개를 부착 콕 마개를 닫고 다음 관류 솔루션을 입력합니다. 버퍼 크레인의 머리 공간을 채우기 위해 짧은 기간 동안 코크를 엽니 다. </li><li> 관류 연필로 8 채널, 중력 공급 관류 시스템에 전환 한 다음 선택 기능 옵션에서 &quot;수동 모드&quot;를 선택합니다. 재관류 연필에서 폐기물 용기를 놓습니다. </li><li> 수동으로대응하는 숫자를 눌러 포트를 활성화 및 물을 함유하는 10 ㎖ 주사기를 사용하여 호스를 기입하고 포트를 닫는다. 포트가 만수되면 관류 시스템의 포트 1-6에서 버퍼 AF를 함유하는 주사기를 설정하고 스톱 코크를 연다. 버퍼와 튜브에 물을 대체하기 위해 다시 포트를 엽니 다. 유속은 약 0.8 ㎖ / 분이어야한다. </li><li> 눌러 다시 &quot;기능 선택&quot;메뉴로 이동 관류 컨트롤러에 한 번 취소 할 수 있습니다. &quot;편집 프로그램&quot;옵션으로 전환 한 후 관류 프로토콜은 표 1에 입력합니다. 관류 프로그램을 저장합니다. </li><li> 인큐베이터 밖으로 세포를 가져 가라. 관류 버퍼로 두 번 세척 한 후 무대에서 세포를 설정합니다. 챔버에 관류 시스템을 연결합니다. 개방 챔버가 사용되는 경우, 챔버로부터 관류 액을 제거하는 또 다른 펌프를 설치했다. </li><li> Slidebook 소프트웨어를 엽니 다. 새 슬라이드를 시작합니다. 참고 :다음 절차는 Slidebook 소프트웨어에 고유 있지만, 이러한 MetaFluor 및 니스 요소로 다른 소프트웨어는 여기에 설명 된 영상의 종류에 사용할 수 있습니다. 이론적 실험 시간 코스 이미징을 허용하는 소프트웨어를 사용하여 수행 될 수 있으며, 이미지 시퀀스는 ImageJ에 (http://rsbweb.nih.gov/ij/) 또는 피지와 같은 소프트웨어를 사용하여 후 실험적으로 분석 할 수있다 (http:/ / fiji.sc / 피지). 그러나, 억 셉터 / 도너 비율의 실시간 모니터링을 허용 소프트웨어는 매우 유용하다. </li><li> 형광 현미경의 무대에 슬라이드를 장착합니다. 적절한 필터 세트를 사용하여 센서와 ASCT - mCherry 공동 발현하는 세포를 찾아 &quot;FOCUS&quot;기능에서 (재료의 목록을 참조하십시오). &quot;카메라&quot;탭을 클릭하고 &quot;이득&quot;에서 슬라이드 막대를 밀어 이득을 조정합니다. 또한, 감광 필터 드롭 다운 메뉴에서 감광 필터 설정을 조정합니다. 참고 : 필터 큐브 아이 필터를 포함하지 않는 경우, 간결시기 눈 조각을 사용하지 않는T 파장의 여기 광은 눈에 해 롭습니다. 대신 세포를 찾기 위해 컴퓨터 화면을 사용합니다. </li><li> 세포의 이미지를 얻기 with donor ( mTFP1) ex donor(mTFP1) em , donor ( mTFP1) ex acceptor(venus) em and acceptor ( mTFP1) ex acceptor(venus) em m channels (필터 재료의 목록에 명시되어있다). &quot;이미지 캡처&quot;를 클릭 한 다음 인수 창에서 사용하고자하는 필터를 지정합니다. 필터 설정 옆에있는 상자에 원하는 노출 시간을 입력하여 노출 시간을 조정하는 &quot;TEST&quot;버튼을 클릭합니다. 주 : 모든 세 개의 채널이 동일한 길이에 대해 노출 될 필요가있다. 촬상 파라미터를 조정하면, 예상 FRET 효율 변화를 가지고 고려 증가 겹 : FRET 효율 실험 중에 2 배 갈 것으로 예상되는 경우, 예를 들어, 영상 파라미터는 조정되어야해당 채널이 실험 기간 동안 포화 상태가되지 않도록 정지 상태에서 기증자 전 수락 엠의 강도는, &lt;악기에 의해 기록 될 수있는 최대 값의 50 % 들도록. 표지화 된 세포에서의 신호는 배경 영역에서보다 적어도 세 배 더 높아야한다. </li><li> 소프트웨어의 영역 도구를 사용하여 관심 영역을 그립니다. 대안 적으로, 특정 강도 이상 화소를 선택하는 소프트웨어 기능을 이용할 수 있고, 그 다음 영역으로 변환된다. 이렇게하려면 마스크를 클릭 - 세그먼트 다음 원하는 영역을 강조하는 슬라이드 막대를 이동합니다. </li><li> 캡처 형식 상자에서 &quot;시간 경과&quot;를 선택하고 간격 (이 실험에서는 10 초)하고 실험을위한 시간 지점을 지정합니다. </li><li> 모든 형광 세포없이 지역의 영역을 그립니다. 이 영역은 배경 빼기에 사용됩니다. 마우스 오른쪽 단추로 그린 영역을 클릭 한 다음 배경으로 설정합니다. 참고 : 더 있습니다 이상적으로, 세포를센서를 발현 t는 자기 형광 및 카메라에 의해 검출 배경 개화 모두 고려하여 배경 영역으로 사용되어야한다. 그러한 세포가 시야에 사용할 수없는 경우 세포가없는 적어도 영역은 배경 형광을 고려하여 사용되어야한다. </li><li> 옵션 - &quot;실행 프로그램 기능 선택&quot;에서 원하는 프로그램을 선택합니다. 저장된 프로그램 (단계 2.3 참조)로 전환 한 후 관류 컨트롤러에 입력하고 Enter 키를 누르십시오. 이제 프로그램이로드되고, 임의의 키를 타격하는 재관류를 시작합니다. </li><li> 관류를 확인하고 촬상 실험 관류 컨트롤러 키를 누르는 것과 동시에 캡쳐 윈도우에서 &quot;시작&quot;버튼을 클릭함으로써 동시에 시작한다. 참고 :이 솔루션은 (이것은 인수 탭 내에있는 &quot;주의 사항&quot;기능을 사용하여 수행 할 수 있습니다) 교환 된 평가시기를 기록하는 것이 좋습니다. </li><li> 같은 관류 프로토콜 USI를 수행실험 조건 하에서, 포화 또는 언 바운드가 될 것으로 예상된다 센서를 발현하는 세포를 겨. 참고 : 여기에, 실험 조건 하에서 포화 FLIPQTV3.0_1.5μ는, 제어, 그림 6과 같이 사용되는 이러한 제어 실험은 FRET 효율의 변화가없는 기판의 실제 변화에 기인하고 있음을 확인하기 위해 필요합니다. 때문에 이러한 세포의 pH와 같은 다른 매개 변수의 변화에​​. </li></ol> 3. 후 실험 분석 <ol><li> 샘플 드리프트는 실험 기간 동안 발생했는지 검사합니다. 관심 영역 (ROI)을 그립니다 평가시기 0에서 찍은 이미지들, 그 이미지 창의 상단에있는 슬라이드 막대를 이동하고 세포 실험에서 나중에 촬영 한 이미지의 ROI를 열외하는지 확인합니다. </li><li> 그렇다면, 다음 마스크를 선택하여 세포의 주위에 마스크를 만들고, 처음으로 드리프트를 보정하기 위해 추적 기능을 사용하는 경우 - 세그먼트를, 다음 HIG에 컷오프를 지정하는 라인을 밀어영역이 세포를 포함 hlight. 마스크를 클릭하여 영역을 추적 - 입자 추적 - 기본 입자 추적. </li><li> 필요한 경우 ROI를 다시 그릴과 배경 영역. </li><li> 실험의 과정을 통해 로아의 평균 강도를 보냅니다. 통계를 클릭합니다 - 수출 - 비율 / 인터벌 데이터. </li><li> 기질 농도의 FRET 효율과 정량화가 필요없는 경우, 기판의 역학의 프록시 강도 비 (기증자 전 수락 엠 / 기증 전 기증자 EM)의 시간 과정을 줄거리. 세포질 농도를 결정하기 위해, 최대 및 (각각 기판의 포화 및 부재에서, 즉,,) 최소한의 비율 변화, ΔR 최대 계산 - 다음과 같은 식에 Δratio (ΔR)의 비선형 회귀 분석에 의한 ΔR의 분 : ΔR = [S] / (K d 개 + [S]) × (ΔR <suB&gt; 최대 - ΔR 분) + ΔR 분 여기서 [S] 세포질에서 기질 농도이다. ΔR 최대 사용 - 주어진 ΔR에서 센서의 ΔR의 분 얻은 값, 채도 (S)는 다음과 같이 계산됩니다 S는 = (ΔR - ΔR 분) / (ΔR 최대 - ΔR 분) S는 또한 다음 식을 이용하여 기질 농도 [S]로 전환 될 수있다 : S = [S] / (K d 개 + [S]) 주 : 수락 전 수락 엠 채널의 강도도 실험 조건이 직접 수용체의 형광에 영향을 여부를 검사 그릴 수 있어야합니다. </li><li> 때문에 사진 표백에 대한베이스 라인 드리프트가 관찰 될 때,베이스 라인 보정을 수행합니다. 이렇게하려면, 시간이 지남에 따라 기증자와 수용체의 농도 (그림 5A)을 플롯. 그런 번째 사용 timepoints 식별E 기준선, 관류 시스템 지연과 특정 셀 (도 5b)의 전송 활동에 따라. </li><li> 최고의 기준을 설명하는 다항식 피팅을 계산합니다. 그런 다음,베이스 라인 (그림 5C)로 각각 평가시기에서 원시 강도를 정상화. 정규화 된 기증자와 수용체 강도에서 강도 비 (기증자 전 수락 엠 / 기증 전 기증자 EM)을 계산합니다. </li></ol>

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영상 실험의 성공은 몇 가지 중요한 요소에 따라 달라집니다. 이러한 요인 중 하나는 전술 한 바와 같이, 사용 된 센서의 궁합이다. 또한 세포 내 구획에서 기판의 절대 농도는, 그러나, 종종 알려지지 않았다. 그러므로 우리는 원하는 실험 조건에 따라 가장 적합한을 찾을 수 있도록 지그재그 친화 여러 센서를 시도하는 것이 좋습니다. 예를 들어, 우리의 경우에 우리는 1.5μ 함께 글루타민 센서를 COS7 세포에 형질 감염, 100μ, 2m, 8m 및 (도 3 및 데이터는 미도시). 또 다른 중요한 요소는 센서 단백질의 발현 수준이다. 수명이 짧은 경우 (예, 단일 활동 전위)보다 높은 발현 수준이 필요 19가 될 수있는 관찰 할 필요가있을 때 검출을 위해 필요한 발현 수준은, 예를 들어, 실험 사이에서 변화한다. 따라서, 대부분의 경우에, 필요한 레벨 empiricall해야y를 결정했다. 타겟 셀에서 매우 낮은 농도로 존재하는 경우, 공핍을 대상으로 인한 내인성 프로세스의 섭동은 문제가 될 수있다 (20). 이러한 가능성을 평가하는 독립적 인 분석은, 가능한 경우 것이 바람직하다. 이 문서에 나타낸 실험에서, CMV 프로모터에 의해 구동 단백질 발현은 충분한 것으로 밝혀졌다. 훨씬 약한 활동 프로모터가 사용될 필요 상황에서 신호 강도를 증가시키는 조정이 필요하게 될 수 있습니다. 예를 들어, 노광시 신호 세기 및 광 표백 간의 타협에 도달 할 필요가있다. 더 긴 노출 시간 이외에, 이러한 형광체의 휘도, 센서, 비닝의 최대 강도의 변화, 그리고 CCD 카메라의 감도만큼 요인 신호 강도를 향상시키기 위해 변경 될 수있다. 위의 두 가지 기준에 가능성하였으나 비율 변화는 실험 조건에서 관찰되지 않은 경우충족해야 해, 관련 대사 물 또는 이온에 대한 세포 항상성 (결과 참조) 전송 활동을 마스킹 할 정도로 강한 것이 가능하다. 이러한 경우, 다른 생화학 적 활동 세포주는 트랜스 활동 10, 21을 검출하는 배경으로 요구 될 수있다. 이 센서는 하나의 추출 기반의 방법보다 훨씬 높은 시공간 해상도에서 기판의 농도 역학을 모니터링 할 수 있지만, 절대 농도의 결정은 더 실험 단계 및 고려 사항이 필요합니다. 통상적으로, 기질 농도는 세포에서 발현 될 때, 보통 정제 센서 단백질을 적정하여 계산 센서의 궁합, 불변이라고 가정하여 계산된다. 농도는 다음과 같은 단일 결합 등온선을 사용하여 계산되고, [S] = K의 D × (R - R 분) / (R &lt;/ EM&gt; 최대 - R) [S]는 K d를 체외에서 결정된 해리 상수이고, 기질 농도이고, r은 주어진 평가시기 관찰 셉터 / 도너 비이며, 센서 APO 형태에있을 때 최소한 셉터 / 도너 비율 R 및 R 막스 모든 센서가 기판에 ​​결합 될 때 셉터 / 도너 비율. R 최소 및 R 막스 그러한 센서의 농도, 사용 된 촬상 설정 및 셀룰러 milleu의 조성, 따라서 동일 반응계에서 측정해야하는 등의 파라미터에 의해 영향을 받고있다 . 세포 내 기질 농도의 수정이 필요하게 할 수 있습니다 R 최소 및 R의 최대 값, 실험 조건을 확인하십시오. 예를 들어, 선택적 ionophores (22) 또는 디 등의 천공 시약 (예를 들면, 칼슘 2 +에 이오 노마 이신)gitonin (23)는 외부의 농도로 세포 내 기질 농도를 평형을 사용할 수있다. 이 프로토콜에서 설명하는 실험의 분류 한계 중 하나는 낮은 스루풋이고; 분석은 세포의 비교적 작은 (&lt;10) 중 하나의 번호를 대사 분석에 제한된다. 기술적 진보가 이러한 한계를 극복하기 위하여, 그러나, 만들어지고있다. 예를 들어, 자동화, 높은 콘텐츠 심사에서 사전에, 그것은 작은 분자 또는 RNAi의 라이브러리와 조합 유전자 인코딩 된 센서를 사용하는 것이 가능하다; 바이오 센서를 발현하는 세포는 높은 처리량 포맷 (예를 들면, 96 - 웰 또는 384)로 성장 될 수 있고, 그 다음 각각의 웰의 siRNA 또는 화학 물질로 처리하고 어느 묘화 될 수있다. 이러한 실험은 바이오 센서 (24) (25)에 의해 관찰 될 수있는 생물학적 프로세스를 중단 siRNA 구조물 또는 화학 물질을 식별 할 수 있습니다. 또 다른 흥미로운 최근의 사전 inclu를DES 세포 수준에서 26 FRET 효율 변화의 높은 처리량 검출을 허용 사이토 시간 분해 미세 유체 흐름의 개발. 이러한 기술의 발전은 새로운 약물 후보와 생물학적 과정의 새로운 구성 요소의 발견에 도움이됩니다.

때문에 세포 수준에서의 전 사체와 단백체의 검사를 할 수 있습니다 기술의 놀라운 발전으로, 지금은 생화학 및 대사 물질과 이온의 결과 유출이 높은 셀 타입의 특정 분명되고있다. 예를 들어, 포유 동물의 간장에 순차 글루타민 분해 및 합성 후자 1-3에 과량의 암모니아를 소비하면서 전 셀 분류 우레아주기 암모늄 수유 각각 문맥 주위 세포와 perivenous 세포에 의해 동시에 수행된다. 일부의 경우, 상당한 이질성 생화학 심지어 단일 &quot;셀 분류&quot;4, 5에서 검출된다. 이러한 공간적 특이성 이외에, 대사 물질 및 이온의 세포 수준 (예 : 칼슘 2 + 및시 클릭 뉴클레오티드 같은 신호 분자, 예) 매우 동적이다. 대사와 이온의 시공간 패턴은 종종 신호 전달에 중요한 역할을한다. 엠대사와 이온의 세포 역학을 onitoring 그러나, 독특한 도전을 제기. 많은 경우에있어서 농도 변화는 빠른 과도 같은 돌기 쪽이 6 ~ 20 밀리 초 내에 소멸 칼슘 2 +와 같은 신호 전달 분자의 경우에 의해 예시된다. 또한, 세포 내와 사이 생화학 적 경로의 구획화 어려운 추출 및 컬럼 크로마토 그래피 / 질량 분석 기술을 이용하여 대사 물질 및 이온의 역학을 정량화 할 수있다. 생물학적 분자 유전자 인코딩 된 센서가 널리 인해 실험이 단명 및 / 또는 구획 된 분자 역학 연구 할 수있는 높은 시공간 해상도로 사용됩니다 (7에서 검토를, 8). 이들 유전자에 의해 코딩 센서는 크게 2 종류로 나눌 수있다; 강도 기반 센서 및 센서 ratiometic. 강도 기반 센서는 일반적으로 결합 도메인과 독감으로 구성orescent 단백질 (FPS) 및 결합 도메인에 결합하는 용질은 형광 강도를 변경합니다. Ratiometic 센서는 반면에, 종종 FRET 쌍으로서 기능이 FPS 사이 포스터 공명 에너지 전달 (FRET)을 활용. 이러한 센서는 결합 도메인과 두 FPS로 구성하고, 바인딩 용질이 FPS 간의 FRET 효율의 변화를 유도한다. 생물학적으로 중요한 대사 물질 및 이온 용 센서의 다수는 지난 십 (8, 9)에서 개발되었다. 이러한 유 전적으로 인코딩 된 센서들에 의해 제공되는 흥미로운 가능성 중 하나는 이전에 세포 수준에서 검출하기 쉽지 않았다 막 수송 과정의 고해상도 분석에서의 사용이다. 유전자에 의해 코딩 센서는 기질 특이성하여 pH 의존성 (10, 11) 등의 반송기구의 분석을 용이하게한다. 또한, 유전 입술과 함께의 RNAi 라이브러리 모델 생물에 대한 생성 ources 같은, 그것은 유전자에 의해 코딩 센서를 사용하여 새로운 전송 프로세스에 대한 게놈 전체 검색을 수행 할 수있게되었습니다. 실제로, 다수의 경우 12, 13 이전에 uncharacterized 수송의 발견에 유전자 인코딩 센서 리드의 사용. 최근에, 우리의 실험실은 글루타민 FRET 기반 센서의 시리즈를 개발했습니다. 우리는 셀룰러 글루타민 농도는 FRET 글루타민 센서 (10)를 이용하여 가시화 될 수 있다는 것을 증명하고있다. 이 센서는 glnH의 C-말단 (그림 1)에서 세균 글루타민 결합 단백질 glnH에 삽입 된 FRET 기증자 (mTFP1) 및 FRET 수용체 (금성)으로 구성되어 있습니다. 이들 센서의 FRET 효율성 셉터 / 도너 강도 비의 감소의 결과로, 글루타민의 결합시 감소. 글루타민 전송 프로세스의 미세 조정은 neurotransm 같은 생물 학적 과정에 중요ission (14), (15) 및 간 1, 16, 17의 우레아주기의 유지. 여기서 우리는 광 시야 형광 현미경 셋업을 사용하여, 글루타민 FRET 센서로 전송 활동을 분석하는 방법을 보여준다. 여기에 도시 된 실험의 목표는 하나의 셀에 수송 활동을 검출하고 일시적으로 발현 트랜스 포터의 기질 특이성을 검토한다.

<table><tbody><tr><td>Inverted fluorescent microscope</td><td>Olympus</td><td>IX81F-3-5</td><td>An equivalent inverted fluorescent microscope from other suppliers would also be appropriate.</td></tr><tr><td>Excitation filter (mTFP1)</td><td>Omega Optical</td><td>3RD450-460</td><td>Band width 450-460 nm</td></tr><tr><td>Excitation filter (Venus)</td><td>Chroma</td><td>ET500/20</td><td>Band width 490-510 nm</td></tr><tr><td>Emission filter (mTFP1)</td><td>Chroma</td><td>HQ495/30m</td><td>Band width 475-505 nm</td></tr><tr><td>Emission filter (Venus)</td><td>Chroma</td><td>ET535/30m</td><td>Band width 520-550 nm</td></tr><tr><td>Dichroic mirror (FRET channels)</td><td>Chroma</td><td>470dcxr</td><td>Long pass, 470 nm cut off</td></tr><tr><td>Dichroic mirror (YFP channel)</td><td>Chroma</td><td>89002bs</td><td>Passes 445-490 nm, 510-560 nm, 590-680 nm</td></tr><tr><td>mCherry filter set</td><td>Chroma</td><td>49008</td><td>Excitation 540-580 nm, long pass dichroic with 585 nm cut off, emission filter 595-695 nm</td></tr><tr><td>Light source</td><td>Olympus</td><td>U-LH100L-3-5</td><td>LED- or halogen light source that produces stable light intensity, mercury lamps are not recommended</td></tr><tr><td>CCD camera</td><td>Qimaging</td><td>Rolera-MGi EMCCD</td><td></td></tr><tr><td>Apochromatic fluorescence objective</td><td>Olympus</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Perfusion system, ValveBank II</td><td>AutoMate Scientific</td><td>[01-08]</td><td>Other perfusion systems that allow fast solution exchange would also work</td></tr><tr><td>Laminar-flow chambers</td><td>C&amp;amp;L Instruments</td><td>VC-MPC-TW</td><td>Other larminar-flow chambers would also work.</td></tr><tr><td>Chambered slide</td><td>Lab-Tek</td><td>154534</td><td>For open-chamber experiments</td></tr><tr><td>Perfusion pump</td><td>Thermo Scientific</td><td>74-046-12131</td><td>For open-chamber experiments</td></tr><tr><td>Software supporting ratiometric measurements</td><td>Intellegenent Imaging Innovation</td><td>Slidebook 5.5</td><td></td></tr><tr><td>Laminar flow biosafety cabinet</td><td>ESCO</td><td>LA-3A2</td><td></td></tr><tr><td>Isotemp CO&lt;sub&gt;2 &lt;/sub&gt;Incubator</td><td>Thermo Scientific</td><td>13-255-25</td><td></td></tr><tr><td>Dulbecco&#039;s MEM (DMEM)</td><td>Hyclone</td><td>SH30243.01</td><td></td></tr><tr><td>Cosmic calf serum</td><td>Hyclone</td><td>SH3008703</td><td></td></tr><tr><td>Penicillin/streptomycin</td><td>Hyclone</td><td>SV30010</td><td></td></tr><tr><td>Serum-free medium for transfection (OPTI-MEM I)</td><td>Invitrogen</td><td>31985</td><td>Used with Lipofectamine 2000</td></tr><tr><td>Poly-L-Lysine solution</td><td>Sigma</td><td>P4707</td><td></td></tr><tr><td>25 mm circular glass cover slips</td><td>Thermo Scientific</td><td>12-545-102</td><td>In case VC-MPC-TW is used</td></tr><tr><td>Lipofectamine 2000</td><td>Invitrogen</td><td>11668027</td><td>Other transfection reagents can also be used.</td></tr><tr><td>Solution A (Hank&#039;s buffer)</td><td></td><td></td><td>9.7 g HANK salt (Sigma H1387), 0.35 g NaHCO&lt;sub&gt;3&lt;/sub&gt;, 5.96 g HEPES to 1 L, pH adjusted to 7.35 with NaOH</td></tr><tr><td>Solution B</td><td></td><td></td><td>Solution A + 0.04 mM Gln</td></tr><tr><td>Solution C</td><td></td><td></td><td>Solution A + 0.2 mM Gln</td></tr><tr><td>Solution D</td><td></td><td></td><td>Solution A + 1 mM Gln</td></tr><tr><td>Solution E</td><td></td><td></td><td>Solution A + 5 mM Gln</td></tr><tr><td>Solution F</td><td></td><td></td><td>Solution A + 5 mM Ala</td></tr></tbody></table>

glutamine flux imaging using genetically encoded sensors

유전자에 의해 코딩 센서는 세포 이하의 해상도에서 생물학적 분자의 실시간 모니터링을 허용한다. 생물학적 분자와 같은 센서의 엄청난 다양성은 많은 실험실에서 일상적으로 사용되는 필수 도구가 된 일부는, 지난 15 년 동안 사용 가능하게되었다. 유전자에 의해 코딩 센서 흥미로운 애플리케이션 중 하나는 셀룰러 전송 프로세스를 조사하고 이러한 센서의 사용이다. 이러한 반응 속도 및 기판 특이성 등의 수송의 속성 수송 활동의 세포 타입 별 분석에 대한 가능성을 제공하는 세포 수준에서 조사 할 수 있습니다. 이 문서에서는, 우리는 수송 역학 예를 들어 유전자에 의해 코딩 글루타민 센서를 사용하여 관찰 할 수있는 방법을 보여줍니다. 실험 설계, 실험 설정의 기술적 인 세부 사항, 사후 실험 분석에 대한 고려 사항이 논의 될 것이다.

전형적인 시간 코스 실험 그림 2에 표시됩니다.이 실험에서, 8 개 mm (FLIPQTV3.0_8m, 그림 2A와 2B) 및 100 μM (FlipQTV3.0_100 μ C 및 D)의 친화력과 글루타민 센서를 FRET와 공동으로 표현했다 COS7 세포 (10)의 필수 아미노산 교환기 ASCT2 18. 글루타민의 유입은 도너 (mTFP1) 및 억 셉터 (금성) (도 2A 및 2C) 간의 형광 강도 비의 변화로서 검출된다. 다른 기판 (ALA)의 존재에있는 글루타민의 유출을 명확하게이 실험에서 입증된다. 두 센서를 사용, 표준화 된 형광 강도가 관찰 비율의 변화가 참으로 인해 t 것을 제안 기판의 존재에 (수용체의 강도가, 아래 그림 2B와 2D를 간다 즉, 기증자의 강도가 올라갑니다) 상호 변경FRET 효율의 변화 오. 이러한 실험은 이러한 세포에서 글루타민 농도는 실험 조건 하에서 매우 동적으로 변동하는 것을 보여준다; 100 μM 센서의 검출 범위에서 13 mM의 센서 거의 포화 농도이다. 트랜스 포터의 기질 특이성은 또한이 실험에서 세포는 글루타민 사전로드되었습니다.도 3에서 설명한 센서를 이용하여 검사 할 수 있고, 그 각종 아미노산은 그 아미노산이 글루타민 유출을 유도 할 수 있는지 여부를 검사하는 세포 외 관류 액에 첨가 하였다. 예상했던대로, ASCT2 기판 (ALA, 빼앗아, Cys이고,의 Thr, D-세린) 유도 글루타민 유출 (그림 3A), 비 기판 아미노산 (프로, 그의,리스는)하지 않았다 반면 (그림 3B)로 확증 이전의 연구 18. 통상적으로, 기질 특이성은 경쟁 기판과 혼합 라디오 동위 원소 - 표지 된 기판을 이용한 경쟁 분석법으로 측정되기, 이는 매우 힘든하고 균일하게 공부하는 트랜스 포터를 발현하는 세포의 인구가 필요합니다. 여기에 예시 된 광학 이미징은 다른 접근 방식을 제공합니다. 제공된 FRET 효율 변화가 기질의 첨가시 관찰되는 경우, 여러 가지가 고려 될 수있다. 한 가지 가능한 이유는 테스트중인 기판 및 / 또는 세포에서 농도를 유지하는 효소의 높은 활동에 대한 낮은 이해 능력입니다. 이 셀 라인은 명확하게 언론에 성장 수 있지만 예를 들어, 글루타민 농도 변화는 시험 조건에서 ASCT2 수송을 표현하지 COS7 세포에 최소한 한 주 질소원 (그림 4)에있는 글루타민. 센서의 궁합 세포 내 농도에 비해 너무 높거나 너무 낮은 경우도 또한, 센서 단백질의 대부분은 각각 구조적 바운드 또는 언 바운드 남아; 따라서 더 FRET 효율의 변화는 거라고되지 않습니다etected. <img alt="그림 1" fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/51657/51657fig1highres.jpg" width="500" /> 그림 1. FRET 글루타민 센서의 구성. (A) 열기 (시안)과 글루타민은 대장균에서 단백질을 결합, glnH의 (노란색) 형태를 마감했다. mTFP1이 삽입되는 위치는 마젠타 색으로 표시됩니다. FLIPQTV_3.0 센서 (B) 도식 표현. <img alt="그림 2" fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/51657/51657fig2highres.jpg" width="500" /> 그림 2. FLIPQ-TV3.0_8m 및 100μ 센서를 사용하여 생체 내 글루타민 측정. (A) COS7 세포 venus/mTFP1 비율 FLIPQ-TV3.0_8m 센서 ASCT2-mCherry 공동 발현. mCherry 태그는 전송을 발현하는 세포를 식별하는 데 사용되었다어 mTFP1 또는 금성 방출 채널을 방해하지 않고. 세포를 HEPES-버퍼 행크의 완충액 (pH 7.35)으로 관류시켰다. 세포 글루타민 (빨간색)과 알라닌 (파란색)을 관류 미디어에 추가 된 Timepoints는 그래프 위의 상자로 표시됩니다. 단단한 및 점선은 동일한 실험에서 측정이 각각의 세포를 나타낸다. (B) 도너 (mTFP1) 및 (A)에 나타낸 실험에서 셉터 (금성) 채널의 강도. 값 photobleaching에 및 기준으로 정규화에 대해 보정 하였다. (C)와 (D)와 유사한 (A)에서와 같이 실험 및 (B)를, FLIPQ-TV3.0_100μ 센서를 발현하는 COS7 세포로 수행 하였다. (10에서 수정 그림). <img alt="그림 3" fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/51657/51657fig3highres.jpg" width="500" /> 휴대 글루타민 t의 그림 3. 제거외부 아미노산의 존재 ASCT2 운반자의 hrough, FLIPQ TV3.0_8m-센서를 사용하여 시각. (A) 세포질 글루타민은 세포 알라모, 빼앗아, Cys이고,의 Thr, 및 D-SER의 추가로 수출되고 있습니다. 프로,리스, 그의 (블랙 박스)의 세포 글루타민 (빨간색 상자) 또는 다른 아미노산 (블루 박스)을 관류 미디어에 추가 된 Timepoints이 그래프 위의 상자로 표시됩니다. (B)를 첨가 세포질 글루타민 농도를 변경하지 않습니다 , 알라모 (블루 박스)의 추가는 글루타민의 수출을 촉진하는 반면. 단단한 및 파선은 동일한 실험에서 측정이 각각의 세포를 나타낸다. 모든 아미노산은 5 mM의 농도로 외부 첨가 하였다. (그림은 원래 10 년에 출판되었다). <img alt="그림 4" fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/51657/51657fig4highres.jpg" width="500" /> 그림 4. COS7 세포의 venus/mTFP1 비율 전자FLIPQ-TV3.0_8m 센서 (A) 및 100μ 센서 (B)를 xpressing. 세포를 HEPES-버퍼 행크의 버퍼로 관류 하였다. 세포 글루타민 (5 밀리미터)를 관류 미디어에 추가 된 Timepoints는 그래프 위의 빨간색 상자로 표시됩니다. 단단한 및 파선은 동일한 실험에서 측정이 각각의 세포를 나타낸다. <img alt="그림 5" fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/51657/51657fig5highres.jpg" width="500" /> 그림 5. photobleaching에 대한 수정. (A) 그림 (a) 및 (c)에 나타내는 두 개의 세포에서 원시 강도. (B) 기준을 계산하기 위해 선택된 데이터 포인트. 다항식 피팅 곡선은 그림에 표시됩니다.에 나타낸 채널 (C) 강도, 정규화 된이 그림에 사용 된 데이터 집합 IDE입니다 B.에서 계산 된 기준에 대하여도 2A 및 2C에 나타낸 것과 ntical. <img alt="그림 6" fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/51657/51657fig6highres.jpg" width="500" /> 도 6. FLIPQ TV3.0_1.5m-센서를 이용하여 생체 글루타민 측정. (A) COS7 세포 venus/mTFP1 비율 FLIPQ-TV3.0_1.5m 센서 ASCT2-mCherry 공동 발현. mCherry 태그는 mTFP1 금성 방출 채널을 방해하지 않고 트랜스 포터를 발현하는 세포를 식별하는 데 사용 하였다. 세포를 HEPES-버퍼 행크의 완충액 (pH 7.35)으로 관류시켰다. 세포 글루타민 (빨간색)과 알라닌 (파란색)을 관류 미디어에 추가 된 Timepoints는 그래프 위의 상자로 표시됩니다. 견고하고, 점선은 같은 실험에서 측정 된 두 개의 개별 셀을 나타냅니다. (B) 기증자의 강도 (mTFP1)와 수용체 (금성) 채널(A)에 나타낸 실험. 값은 photobleaching에베이스 라인에 대한 표준화에 대해 보정 하였다. <table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="474"><tbody><tr><td> 시간 (분) </td><td> 솔루션 </td><td> 솔루션 B </td><td> 솔루션 C </td><td> 솔루션 D </td><td> 솔루션 E </td><td> 솔루션 F </td></tr><tr><td> 0 </td><td> 에 밸브 </td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> 2 </td><td> 밸브 </td><td> 에 밸브 </td><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> 4 </td><td> 에 밸브 </td><td> 밸브 </td><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> 6 </td><td> 밸브 </td><td></td><td></td><td></td><td></td><td> 에 밸브 </td></tr><tr><td> 8 </td><td> 에 밸브 </td><td></td><td></td><td></td><td></td><td> 밸브 </td></tr&gt; <tr><td> 10 </td><td> 밸브 </td><td></td><td> 에 밸브 </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> 12 </td><td> 에 밸브 </td><td></td><td> 밸브 </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> 14 </td><td> 밸브 </td><td></td><td></td><td></td><td></td><td> 에 밸브 </td></tr><tr><td> 16 </td><td> 에 밸브 </td><td></td><td></td><td></td><td></td><td> 밸브 </td></tr><tr><td> 18 </td><td> 밸브 </td><td></td><td></td><td> 에 밸브 </td><td></td><td></td></tr><tr><td> (20) </td><td> 에 밸브 </td><td></td><td></td><td> 밸브 </td><td></td><td></td></tr><tr><td> 22 </td><td> 밸브 </td><td></td><td></td><td></td><td></td><td> 에 밸브 </td></tr><tr><td> (24) </td><td> 에 밸브 </td><td></td><td></td><td></td><td></td><td> 밸브 </td></tr&gt; <tr><td> 26 </td><td> 밸브 </td><td></td><td></td><td></td><td> 에 밸브 </td><td></td></tr><tr><td> 28 </td><td> 에 밸브 </td><td></td><td></td><td></td><td> 밸브 </td><td></td></tr><tr><td> (30) </td><td> 밸브 </td><td></td><td></td><td></td><td></td><td> 에 밸브 </td></tr><tr><td> 32 </td><td> 에 밸브 </td><td></td><td></td><td></td><td></td><td> 밸브 </td></tr><tr><td> 34 </td><td> 밸브 </td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td></tr></tbody></table> .. 솔루션이 실험에 사용 된 관류 프로토콜의 표 1 예 :. 9.7 g의 HANK 소금 (H1387), 0.35 g의 탄산 수소 나트륨은 1 L 산도에 5.96 g의 HEPES은 수산화 나트륨 용액 B와 7.35로 조정 : 솔루션 + 0.04 mM의 GLN 해결 방법 C :.. 솔루션 + 0.2 mM의 올리고 펩타이드 한 solut이온 D :. 솔루션 + 1 ㎜ 올리고 펩타이드 솔루션 E :. 솔루션 + 5 mM의 올리고 펩타이드 솔루션 F : 솔루션 + 5 mM의 알라바마

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Glutamine Flux Imaging Using Genetically Encoded Sensors

이 문서에서는 FRET을 이용하여 살아있는 세포에서 글루타민의 역학을 모니터링하는 방법을 보여줍니다. 유전자에 의해 코딩 센서는 세포 이하의 해상도에서 생물학적 분자의 실시간 모니터링을 허용한다. 실험 설계, 실험 설정의 기술적 인 세부 사항, 사후 실험 분석을위한 고려 사항은 유전자에 의해 코딩 글루타민 센서에 대해 설명한다.

유전자 인코딩 된 센서를 사용 글루타민 유출 영상

Genetically encoded sensors allow real-time monitoring of biological molecules at a subcellular resolution. A tremendous variety of such sensors for ...

glutamine-flux-imaging-using-genetically-encoded-sensors

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Bioengineering

9.5K 조회수.  Virginia Tech.  이 문서에서는 FRET을 이용하여 살아있는 세포에서 글루타민의 역학을 모니터링하는 방법을 보여줍니다. 유전자에 의해 코딩 센서는 세포 이하의 해상도에서 생물학적 분자의 실시간 모니터링을 허용한다. 실험 설계, 실험 설정의 기술적 인 세부 사항, 사후 실험 분석을위한 고려 사항은 유전자에 의해 코딩 글루타민 센서에 대해 설명한다. 

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Imaging Approaches to Assessments of Toxicological Oxidative Stress Using Genetically-encoded Fluorogenic Sensors

While oxidative stress is a commonly cited toxicological mechanism, conventional methods to study it suffer from a number of shortcomings, including destruction of the sample, introduction of potential artifacts, and a lack of specificity for the reactive species involved. Thus, there is a current need in the field of toxicology for non-destructive, sensitive, and specific methods that can be used to observe and quantify intracellular redox perturbations, more commonly referred to as oxidative stress. Here, we present a method for the use of two genetically-encoded fluorogenic sensors, roGFP2 and HyPer, to be used in live-cell imaging studies to observe xenobiotic-induced oxidative responses. roGFP2 equilibrates with the glutathione redox potential (EGSH), while HyPer directly detects hydrogen peroxide (H2O2). Both sensors can be expressed into various cell types via transfection or transduction, and can be targeted to specific cellular compartments. Most importantly, live-cell microscopy using these sensors offers high spatial and temporal resolution that is not possible using conventional methods. Changes in the fluorescence intensity monitored at 510 nm serves as the readout for both genetically-encoded fluorogenic sensors when sequentially excited by 404 nm and 488 nm light. This property makes both sensors ratiometric, eliminating common microscopy artifacts and correcting for differences in sensor expression between cells. This methodology can be applied across a variety of fluorometric platforms capable of exciting and collecting emissions at the prescribed wavelengths, making it suitable for use with confocal imaging systems, conventional wide-field microscopy, and plate readers. Both genetically-encoded fluorogenic sensors have been used in a variety of cell types and toxicological studies to monitor cellular EGSH and H2O2 generation in real-time. Outlined here is a standardized method that is widely adaptable across cell types and fluorometric platforms for the application of roGFP2 and HyPer in live-cell toxicological assessments of oxidative stress.

This manuscript describes the use of genetically-encoded fluorogenic reporters in an application of live-cell imaging for the examination of xenobiotic-induced oxidative stress. This experimental approach offers unparalleled spatiotemporal resolution, sensitivity, and specificity while avoiding many of the shortcomings of conventional methods used for the detection of toxicological oxidative stress.

유전자로 인코딩된 Fluorogenic 센서를 사용 하 여 독성 산화 스트레스의 평가에 접근을 이미징

While oxidative stress is a commonly cited toxicological mechanism, conventional methods to study it suffer from a number of shortcomings, including ...

연구

암 연구학

FIBS-enabled Noninvasive Metabolic Profiling

In the era of computational biology, new high throughput experimental systems are necessary in order to populate and refine models so that they can be validated for predictive purposes. Ideally such systems would be low volume, which precludes sampling and destructive analyses when time course data are to be obtained. What is needed is an in situ monitoring tool which can report the necessary information in real-time and noninvasively. An interesting option is the use of fluorescent, protein-based in vivo biological sensors as reporters of intracellular concentrations. One particular class of in vivo biosensors that has found applications in metabolite quantification is based on F&#246;rster Resonance Energy Transfer (FRET) between two fluorescent proteins connected by a ligand binding domain. FRET integrated biological sensors (FIBS) are constitutively produced within the cell line, they have fast response times and their spectral characteristics change based on the concentration of metabolite within the cell. In this paper, the method for constructing Chinese hamster ovary (CHO) cell lines that constitutively express a FIBS for glucose and glutamine and calibrating the FIBS in vivo in batch cell culture in order to enable future quantification of intracellular metabolite concentration is described. Data from fed-batch CHO cell cultures demonstrates that the FIBS was able in each case to detect the resulting change in the intracellular concentration. Using the fluorescent signal from the FIBS and the previously constructed calibration curve, the intracellular concentration was accurately determined as confirmed by an independent enzymatic assay.

A description of how to calibrate F&#246;rster Resonance Energy Transfer integrated biological sensors (FIBS) for in situ metabolic profiling is presented.&#160;The FIBS can be used to measure intracellular levels of metabolites noninvasively aiding in the development of metabolic models and high throughput screening of bioprocess conditions.

비 침습 대사 프로파일 링에게 FIBS 지원

In the era of computational biology, new high throughput experimental systems are necessary in order to populate and refine models so that they can be ...

생체공학

Visualizing Cellular Gibberellin Levels Using the nlsGPS1 F&#246;rster Resonance Energy Transfer (FRET) Biosensor

The phytohormone gibberellin (GA) is a small, mobile signaling molecule that plays a key role in seed germination, cellular elongation, and developmental transitions in plants. Gibberellin Perception Sensor 1 (GPS1) is the first F&#246;rster resonance energy transfer (FRET)-based biosensor that allows monitoring of cellular GA levels in vivo. By measuring a fluorescence emission ratio of nuclear localized-GPS1 (nlsGPS1), spatiotemporal mapping of endogenously and exogenously supplied GA gradients in different tissue types is feasible at a cellular scale. This protocol will describe how to image nlsGPS1 emission ratios in three example experiments: steady-state, before-and-after exogenous gibberellin A4 (GA4) treatments, and over a treatment time-course. We also provide methods to analyze nlsGPS1 emission ratios using both Fiji and a commercial three-dimensional (3-D) micrograph visualization and analysis software and explain the limitations and likely pitfalls of using nlsGPS1 to quantify gibberellin levels.

Gibberellin Perception Sensor 1 (GPS1) is the first F&#246;rster resonance energy transfer-based biosensor for measuring the cellular levels of gibberellin phytohormones with a high spatiotemporal resolution. This protocol reports on the method to visualize and quantify cellular gibberellin levels using the genetically encoded nlsGPS1 biosensor in Arabidopsis hypocotyls and root tips.

머릿속 세포 지 베 렐 린 레벨 NlsGPS1 포스터 공명 에너지를 사용 하 여 전송 (무서 워) 바이오 센서

The phytohormone gibberellin (GA) is a small, mobile signaling molecule that plays a key role in seed germination, cellular elongation, and developmental ...

발생학

In Vivo Functional Brain Imaging Approach Based on Bioluminescent Calcium Indicator GFP-aequorin

Functional in vivo imaging has become a powerful approach to study the function and physiology of brain cells and structures of interest. Recently a new method of Ca2+-imaging using the bioluminescent reporter GFP-aequorin (GA) has been developed. This new technique relies on the fusion of the GFP and aequorin genes, producing a molecule capable of binding calcium and&#160;&#8212; with the addition of its cofactor coelenterazine &#8212; emitting bright light that can be monitored through a photon collector. Transgenic lines carrying the GFP-aequorin gene have been generated for both mice and Drosophila. In Drosophila, the GFP-aequorin gene has been placed under the control of the GAL4/UAS binary expression system allowing for targeted expression and imaging within the brain. This method has subsequently been shown to be capable of detecting both inward Ca2+-transients and Ca2+-released from inner stores. Most importantly it allows for a greater duration in continuous recording, imaging at greater depths within the brain, and recording at high temporal resolutions (up to 8.3 msec). Here we present the basic method for using bioluminescent imaging to record and analyze Ca2+-activity within the mushroom bodies, a structure central to learning and memory in the fly brain.

In Vivo Functional Brain Imaging Approach Based on Bioluminescent Calcium Indicator GFP-aequorin

Here we present a novel Ca2+-imaging approach using a bioluminescent reporter. This approach uses a fused construct GFP-aequorin which binds to Ca2+ and emits light, eliminating the need for light excitation. Significantly this method permits long continuous imaging, access to deep brain structures and high temporal resolution.

발광 생물 칼슘 표시 GFP - 쿼린을 기반으로 생체 기능성 뇌 영상의 접근 방식

Functional in vivo imaging has become a powerful approach to study the function and physiology of brain cells and structures of interest. Recently a new ...

신경과학

High-throughput Screening and Biosensing with Fluorescent C. elegans Strains

High-throughput screening (HTS) is a powerful approach for identifying chemical modulators of biological processes. However, many compounds identified in screens using cell culture models are often found to be toxic or pharmacologically inactive in vivo1-2. Screening in whole animal models can help avoid these pitfalls and streamline the path to drug development.
C. elegans is a multicellular model organism well suited for HTS. It is small (&lt;1 mm) and can be economically cultured and dispensed in liquids. C. elegans is also one of the most experimentally tractable animal models permitting rapid and detailed identification of drug mode-of-action3.
We describe a protocol for culturing and dispensing fluorescent strains of C. elegans for high-throughput screening of chemical libraries or detection of environmental contaminants that alter the expression of a specific gene. Large numbers of developmentally synchronized worms are grown in liquid culture, harvested, washed, and suspended at a defined density. Worms are then added to black, flat-bottomed 384-well plates using a peristaltic liquid dispenser. Small molecules from a chemical library or test samples (e.g., water, food, or soil) can be added to wells with worms. In vivo, real-time fluorescence intensity is measured with a fluorescence microplate reader. This method can be adapted to any inducible gene in C. elegans for which a suitable reporter is available. Many inducible stress and developmental transcriptional pathways are well defined in C. elegans and GFP transgenic reporter strains already exist for many of them4. When combined with the appropriate transgenic reporters, our method can be used to screen for pathway modulators or to develop robust biosensor assays for environmental contaminants. 
We demonstrate our C. elegans culture and dispensing protocol with an HTS assay we developed to monitor the C. elegans cap &#x2018;n&#x2019; collar transcription factor SKN-1. SKN-1 and its mammalian homologue Nrf2 activate cytoprotective genes during oxidative and xenobiotic stress5-10. Nrf2 protects mammals from numerous age-related disorders such as cancer, neurodegeneration, and chronic inflammation and has become a major chemotherapeutic target11-13.Our assay is based on a GFP transgenic reporter for the SKN-1 target gene gst-414, which encodes a glutathione-s transferase6. The gst-4 reporter is also a biosensor for xenobiotic and oxidative chemicals that activate SKN-1 and can be used to detect low levels of contaminants such as acrylamide and methyl-mercury15-16.

High-throughput Screening and Biosensing with Fluorescent C. elegans Strains

A procedure for liquid-based culturing and dispensing of C. elegans strains expressing fluorescent reporter proteins is described that does not require expensive sorting equipment. This approach can be applied to numerous inducible C. elegans genes for drug discovery or biosensing of contaminants.

형광등과 높은 처리량 검사 및 Biosensing C. 엘레간스 레인스

High-throughput screening (HTS) is a powerful approach for identifying chemical modulators of biological processes.  However, many compounds identified in ...

생물학

A High-throughput Calcium-flux Assay to Study NMDA-receptors with Sensitivity to Glycine/D-serine and Glutamate

N-methyl-D-aspartate (NMDA) receptors (NMDAR) are classified as ionotropic glutamate receptors and have critical roles in learning and memory. NMDAR malfunction, expressed as either over- or under-activity caused by mutations, altered expression, trafficking, or localization, can contribute to numerous diseases, especially in the central nervous system. Therefore, understanding the receptor&#39;s biology as well as facilitating the discovery of compounds and small molecules is crucial in ongoing efforts to combat neurological diseases. Current approaches to studying the receptor have limitations including low throughput, high cost, and the inability to study its functional abilities due to the necessary presence of channel blockers to prevent NMDAR-mediated excitotoxicity. Additionally, the existing assay systems are sensitive to stimulation by glutamate only and lack sensitivity to stimulation by glycine, the other co-ligand of the NMDAR. Here, we present the first plate-based assay with high-throughput power to study an NMDA receptor with sensitivity to both co-ligands, glutamate and D-serine/glycine. This approach allows the study of different NMDAR subunit compositions and allows functional studies of the receptor in glycine- and/or glutamate-sensitive modes. Additionally, the method does not require the presence of inhibitors during measurements. The effects of positive and negative allosteric modulators can be detected with this assay and the known pharmacology of NMDAR has been replicated in our system. This technique overcomes the limitations of existing methods and is cost-effective. We believe that this novel technique will accelerate the discovery of therapies for NMDAR-mediated pathologies.

The goal of this protocol is to facilitate the study of NMDA-receptors (NMDAR) at a larger scale and allow the examination of modulatory effects of small molecules and their therapeutic applications.

글리신/D-떠들고와 조미료에 감도와 NMDA 수용 체를 공부 하는 높은 처리량 칼슘-플럭스 분석 결과

N-methyl-D-aspartate (NMDA) receptors (NMDAR) are classified as ionotropic glutamate receptors and have critical roles in learning and memory. NMDAR ...

Single Synapse Indicators of Glutamate Release and Uptake in Acute Brain Slices from Normal and Huntington Mice

Synapses are highly compartmentalized functional units that operate independently on each other. In Huntington&#39;s disease (HD) and other neurodegenerative disorders, this independence might be compromised due to insufficient glutamate clearance and the resulting spill-in and spill-out effects. Altered astrocytic coverage of the presynaptic terminals and/or dendritic spines as well as a reduced size of glutamate transporter clusters at glutamate release sites have been implicated in the pathogenesis of diseases resulting in symptoms of dys-/hyperkinesia. However, the mechanisms leading to the dysfunction of glutamatergic synapses in HD are not well understood. Improving and applying synapse imaging we have obtained data shedding new light on the mechanisms impeding the initiation of movements. Here, we describe the principle elements of a relatively inexpensive approach to achieve single synapse resolution by using the new genetically encoded ultrafast glutamate sensor iGluu, wide-field optics, a scientific CMOS (sCMOS) camera, a 473 nm laser and a laser positioning system to evaluate the state of corticostriatal synapses in acute slices from age appropriate healthy or diseased mice. Glutamate transients were constructed from single or multiple pixels to obtain estimates of i) glutamate release based on the maximal elevation of the glutamate concentration [Glu] next to the active zone and ii) glutamate uptake as reflected in the time constant of decay (TauD) of the perisynaptic [Glu]. Differences in the resting bouton size and contrasting patterns of short-term plasticity served as criteria for the identification of corticostriatal terminals as belonging to the intratelencephalic (IT) or the pyramidal tract (PT) pathway. Using these methods, we discovered that in symptomatic HD mice ~40% of PT-type corticostriatal synapses exhibited insufficient glutamate clearance, suggesting that these synapses might be at risk to excitotoxic damage. The results underline the usefulness of TauD as a biomarker of dysfunctional synapses in Huntington mice with a hypokinetic phenotype.

We present a protocol to evaluate the balance between glutamate release and clearance at single corticostriatal glutamatergic synapses in acute slices from adult mice. This protocol uses the fluorescent sensor iGluu for glutamate detection, a sCMOS camera for signal acquisition and a device for focal laser illumination.

정상 및 헌팅턴 마우스의 급성 뇌 슬라이스에서 글루타메이트 방출 및 섭취량의 단일 시냅스 지표

Synapses are highly compartmentalized functional units that operate independently on each other. In Huntington&#39;s disease (HD) and other ...

Measuring Glucose Uptake in Drosophila Models of TDP-43 Proteinopathy

Amyotrophic lateral sclerosis is a neurodegenerative disorder causing progressive muscle weakness and death within 2-5 years following diagnosis. Clinical manifestations include weight loss, dyslipidemia, and hypermetabolism; however, it remains unclear how these relate to motor neuron degeneration. Using a Drosophila model of TDP-43 proteinopathy that recapitulates several features of ALS including cytoplasmic inclusions, locomotor dysfunction, and reduced lifespan, we recently identified broad ranging metabolic deficits. Among these, glycolysis was found to be upregulated and genetic interaction experiments provided evidence for a compensatory neuroprotective mechanism. Indeed, despite upregulation of phosphofructokinase, the rate limiting enzyme in glycolysis, an increase in glycolysis using dietary and genetic manipulations was shown to mitigate locomotor dysfunction and increased lifespan in fly models of TDP-43 proteinopathy. To further investigate the effect on TDP-43 proteinopathy on glycolytic flux in motor neurons, a previously reported genetically encoded, FRET-based sensor, FLII12Pglu-700&#181;&#948;6, was used. This sensor is comprised of a bacterial glucose-sensing domain and cyan and yellow fluorescent proteins as the FRET pair. Upon glucose binding, the sensor undergoes a conformational change allowing FRET to occur. Using FLII12Pglu-700&#181;&#948;6, glucose uptake was found to be significantly increased in motor neurons expressing TDP-43G298S, an ALS causing variant. Here, we show how to measure glucose uptake, ex vivo, in larval ventral nerve cord preparations expressing the glucose sensor FLII12Pglu-700&#181;&#948;6 in the context of TDP-43 proteinopathy. This approach can be used to measure glucose uptake and assess glycolytic flux in different cell types or in the context of various mutations causing ALS and related neurodegenerative disorders.

Measuring Glucose Uptake in Drosophila Models of TDP-43 Proteinopathy

Glucose uptake is increased in Drosophila motor neurons affected by TAR DNA binding protein (TDP-43) proteinopathy, as indicated by a FRET-based, genetically encoded glucose sensor.

TDP-43 단백질 요법의 드로소필라 모델에서 포도당 섭취 측정

Amyotrophic lateral sclerosis is a neurodegenerative disorder causing progressive muscle weakness and death within 2-5 years following diagnosis. Clinical ...

Live Imaging of the Mitochondrial Glutathione Redox State in Primary Neurons using a Ratiometric Indicator

Mitochondrial redox homeostasis is important for neuronal viability and function. Although mitochondria contain several redox systems, the highly abundant thiol-disulfide redox buffer glutathione is considered a central player in antioxidant defenses. Therefore, measuring the mitochondrial glutathione redox potential provides useful information about mitochondrial redox status and oxidative stress. Glutaredoxin1-roGFP2 (Grx1-roGFP2) is a genetically encoded, green fluorescent protein (GFP)-based ratiometric indicator of the glutathione redox potential that has two redox-state-sensitive excitation peaks at 400 nm and 490 nm with a single emission peak at 510 nm. This article describes how to perform confocal live microscopy of mitochondria-targeted Grx1-roGFP2 in primary hippocampal and cortical neurons. It describes how to assess steady-state mitochondrial glutathione redox potential (e.g., to compare disease states or long-term treatments) and how to measure redox changes upon acute treatments (using the excitotoxic drug N-methyl-D-aspartate (NMDA) as an example). In addition, the article presents co-imaging of Grx1-roGFP2 and the mitochondrial membrane potential indicator, tetramethylrhodamine, ethyl ester (TMRE), to demonstrate how Grx1-roGPF2 can be multiplexed with additional indicators for multiparametric analyses. This protocol provides a detailed description of how to (i) optimize confocal laser scanning microscope settings, (ii) apply drugs for stimulation followed by sensor calibration with diamide and dithiothreitol, and (iii) analyze data with ImageJ/FIJI.

This article describes a protocol to determine differences in basal redox state and redox responses to acute perturbations in primary hippocampal and cortical neurons using confocal live microscopy. The protocol can be applied to other cell types and microscopes with minimal modifications.

비율 표시기를 사용하여 1 차 신경에 있는 미토콘드리아 글루타티온 Redox 상태의 살아있는 화상 진찰

Mitochondrial redox homeostasis is important for neuronal viability and function. Although mitochondria contain several redox systems, the highly abundant ...

A Screenable In Vivo Assay for Mitochondrial Modulators Using Transgenic Bioluminescent Caenorhabditis elegans

The multicellular model organism Caenorhabditis elegans is a small nematode of approximately 1 mm in size in adulthood that is genetically and experimentally tractable. It is economical and easy to culture and dispense in liquid medium which makes it well suited for medium-throughput screening. We have previously validated the use of transgenic luciferase expressing C. elegans strains to provide rapid in vivo assessment of the nematode&#8217;s ATP levels.1-3 Here we present the required materials and procedure to carry out bioassays with the bioluminescent C. elegans strains PE254 or PE255 (or any of their derivative strains). The protocol allows for in vivo detection of sublethal effects of drugs that may identify mitochondrial toxicity, as well as for in vivo detection of potential beneficial drug effects. Representative results are provided for the chemicals paraquat, rotenone, oxaloacetate and for four firefly luciferase inhibitory compounds. The methodology can be scaled up to provide a platform for screening drug libraries for compounds capable of modulating mitochondrial function. Pre-clinical evaluation of drug toxicity is often carried out on immortalized cancerous human cell lines which derive ATP mostly from glycolysis and are often tolerant of mitochondrial toxicants.4,5 In contrast, C. elegans depends on oxidative phosphorylation to sustain development into adulthood, drawing a parallel with humans and providing a unique opportunity for compound evaluation in the physiological context of a whole live multicellular organism.