저자는 자금 (MCB-1157876) NSF 감사합니다. 우리는 또한 자신의 의견을 알베르토 Civetta의 존 Roote, 두 개의 익명의 감사합니다.

작은 규모의 실험은 전체 절차에 익숙하게하기 위해 수행해야한다. 1. 버진 여성과 나이브 남성 수집 , B) 오레곤-R 개인 순진 기준 남성을 수집하기 위해, C) w 1118 개인 처녀 암컷을 수집하기 위해 : 설명 실험의 간단한 버전은 성인의 다음과 같은 조합을 포함하는 초기 십자가의 네 가지 유형으로 구성 ) P {SW} 동형 남성과 처녀 여자 순진한 실험 남성 (유형 I)를 수집하기 위해 SDIC의 야생 형 조직을 운반 제어 라인에서, 그리고 D) P {SW} 동형 남성과 SDIC-SW-삭제 운반 SDIC-SW 결핍 (유형 II)를 수행 순진 실험 남성을 수집하기 위해 처녀 암컷. <ol><li> 8-10 여성과 5 명의 남성을 각각 포함하는 여러 개의 튜브를 설정합니다. 여성이 누워 허용계란 매 3-5 일 긴 새 튜브로 여행하는 성인, 어린이, 유아를 전송합니다. 병 아닌 병 필요한 경우 사용하고 항상 신선한 음식을 사용합니다. 필요한 튜브의 수는 연구 결과에 따라 실험 남성 유형의 번호와의 차이 (표 1)를 감지하는 데 필요한 것으로 추정 개인의 수에 따라 달라집니다. 유리 병 당 10 개 이상의 여성은 자손의 불임에 변화를 일으킬 수 있습니다 유생의 성장 동안 과잉 혼잡이 발생할 수 있습니다. 25 저장 작은 유리 병 ° 온도 제어 챔버에서 C. </li><li> 초기 십자가를 설치 한 후에 일에서 11 일, 12 일에 처녀 여성과 순진한 남성 수집을 시작. 대기 기간은 온도에 따라 다르며 낮은 온도 결과가 긴 개발 시간에 개인의 컬렉션을 지연. eclosion에 타이밍에 영향을 미치는 또 다른 요인은 매체의 유형입니다. 같은 옥수수 가루 효모 매체 29와 같은 영양 식품은 성인의 적절한 개발을 보장짝짓기를 용이 생식 시스템. 해제시 수집마다 4-6 시간을 비행. 수집 할 때, 병에 CO 2를 도입하여 파리를 마취, 파리를 아래로 누른 섹스 실체 현미경의 밑에 그들 (그림 2). 섹스와 적절히 표현형 및 라벨 유리 병에 다른 병에 원하는 파리를 놓습니다. </li></ol> 참고 1. 컬렉션 루틴은 폐기 전날 밤 동안 등장 성인에 의해 아침에 시작합니다. 하루 동안 한 번 또는 두 번 처녀 여성과 순진한 남성을 수집합니다. 일반적으로, D. 초파리의 수컷은 25 ° C 30 eclosion 후 성적 성숙 8 시간이됩니다. 파리는 12시 12분 시간 빛 / 어둠주기에 따라 유지되는 경우 eclosion 두 개의 피크가 예상된다 : 첫 번째 1-2 시간 동안 조명이 꺼지기 전에 빛이, 그리고 2 시간 동안 켜진 후. Eclosion는 번데기 어두워 후 24 시간 이내에 발생합니다. 참고 2. 10 개 이상 여성 SH하시는 분은 동 자료와 관련한는 오버 크롤 링을 방지하기 위해 동일한 병에 넣어. 적어도 그들 중 하나가 처녀가 아니기 때문에이 또한 그들이 폐기해야하는 경우 여성의 손실을 제한합니다. 3합니다. 짧은 시간 기간에 처녀 여성과 순진한 남성의 적절한 수를 수집하기 위해 다음과 같은 조치를 채택 할 수 있습니다. 실험적인 남성의 두 가지 유형 (표 1)을 포함하는 실험 1천1백18w 15-20 병을 설정합니다. 가볍게는 미디어의 표면을 뿌려 산란을 촉진하기 위해 몇 건조 활성 효모 알약을 추가합니다. 연속적인 일에 부모에게 적어도 4 번을 전송합니다. 부모가 다른 유리 병 (그림 3)로 전송 한 후 각각의 병에 번데기에 사용할 수있는 표면을 높이기 위해 4 일 또는 5 일 하루 동안 다 접힌 종이 (7 × 5 ㎝) 삽입합니다. 초기 십자가에서 등장하신 성인의 수는 충분하지 않다면, 며칠 만 더 기다려 개별적를 수집유리 병에서 루게릭 병은 다른 날짜로 설정합니다. 작업 부하를 고르게하기 위해 여러 연속 일 동안 실험을 수행 할 계획입니다. 2. 이중 교배 실험 그림 4는 14에서 수행 이중 교배 실험에 관련된 주요 단계를 보여줍니다. <ol><li> 1 일의 아침에, 첫 번째 짝짓기를 설정합니다. 오리건-R 남성은 범죄 분석에 짝을 가장 먼저입니다. <ol><li> 흡입기를 사용하여 10월 4일에서 5일까지 일 - 오래 된 흰색 눈 W 1118 처녀 여성과 10 빨간색 오레곤 R 순진한 남성 각을 포함하는 튜브를 설정합니다. 두 개의 유리 병은 연속 5 일 동안 매일 설정됩니다. 설정해야하는 병의 수는 사용 가능한 개인의 수에 따라 달라질 수 있습니다. 파리 2 시간 동안 짝짓기를 할 수 있습니다. </li><li> 오레곤-R 남성을 버리고 흡인기 (그림 5)를 사용하여 새로운 유리 병으로 각각의 여성을 배치합니다. 섹스 신분증 약간의 육안 검사에 의해 달성 될 수있다형태의 차이 (그림 2). 적절하게 각 유리 병에 라벨을 2 일 (이하 &quot;V1&quot;)를위한 유리 병에 여성을 둡니다. </li></ol></li><li> 3 일에, 두 번째 짝짓기를 설정합니다. 설정 남성과 십자가의 선택은 실험 남성 유형의 방향 잠재적 인 편견을 최소화하기 위해 무작위로 수행해야합니다. <ol><li> 표시등이 꺼져 있습니다 두 시간 전에, 흡인기와 새로운 유리 병에 다시 여성을 전송할 수 있습니다. 적절하게 새로운 병을 라벨 (이하 &quot;V2&quot;). </li><li> V2에 동일한 유전자형의 세 5-6 일 된 실험 남성을 소개합니다. </li><li> 각각의 여성에 대한 2.2.1와 2.2.2를 반복합니다. </li><li> 4 일, 오른쪽 빛 2 시간 전에는 흡입기를 사용하여 (즉, 2.2.1 이후 더 이상의 12 시간), 폐기 남성 켜져 있습니다. </li></ol></li><li> 6 일에, 또 다른 새로운 유리 병에 다시는 여자를 전송할 수 있습니다. 적절 (이하 &quot;V3&quot;) 새 튜브를 레이블을 지정합니다. </li><li> 10 일째에, W 1118을 폐기 </&gt; 암컷을 먹다. </li><li> v2 및 v3의 자손을 검사합니다. 여성은 V2에서는 여성 처음 시작 ovipositing 다음날 17 예 V2 (또는 V3)에 도입 된 후 첫 번째 검사는 13-15일 후에 수행됩니다. 두 번째 검사 총 17 일 후에 정확히 수행됩니다. 이 시간 프레임은 같은 병에는 2 세대 보장하지 않는 안전 위의 시간적 경계를 포즈. 자손 계산을 용이하게하면서 두 가지 검사는 과잉 밀집을 방지합니다. <ol><li> 주 17, V1을 검사하고 현재 빨간색 자손이 있는지 확인, 그에 따라 병을 표시하지 않을 경우. 어떤 자손이 참조 또는 실험 수컷 발생하지 않았와 그 짝짓기를 나타냅니다 동안 하얀 눈 자손의 존재는 여성 최초의 교배시에 처녀 없음을 나타냅니다. </li><li> 날 17 일에, V2의 첫 번째 검사를 수행합니다. 마취는 CO 2와 V2의 자손 등장과 눈 색깔과 성별을 정렬 할 수 있습니다. 첫 번째와 초만큼 아버지가 기록 자손 번호번째 남성. 그림 6은 각각의 짝짓기 방식의 자손의 예상 표현형을 보여줍니다. 이 특정 실험 14에서 유일한 여성 자손은 명확 참조 또는 실험 남성들이 희망하는 따라서 만 딸의 정보는 P 2를 계산하는 데 사용할 수있는 할당 할 수 있습니다. 다른 마커 남성 자손의 친자가 명확하게 할당 할 수있는 경우, 두 남녀의 자손 카운트 다운 스트림 계산에 사용할 수 있습니다. 자손을 무시하지만, 두 번째 검사 v2를 유지합니다. </li><li> 주 20, V2에서는 새로 등장 자손과 2.5.2에서와 같이 진행하고 병을 버린다. </li><li> 주 20에서 처음 v3의 등장 자손을 검사하고 단계 2.5.2를 따르십시오. </li><li> 주 23, V3에 새로 등장 자손과 2.5.3에서와 같이 진행합니다. </li></ol></li></ol> 주 1 : 다수의 짝짓기가있을 수있는 P 점수에 대한 잠재적 팽창 효과 (2.2.2 및 2.2.3) 때문에, 짝짓기특정 시간 프레임에 제한 될 수 있습니다. 시간 프레임은 암컷과 사용하는 남성의 유전자형과 관련된 remating 주파수에 따라 달라집니다. 여러 교배 확률은 특별히 야간 11시 감소된다. 주 2 :이 어른 파리의 수가 낮은 효모의 전면에 자라 난 가능성으로 인해 문제가 발생할 수 있기 때문에 살아있는 효모 알약을 추가하지 마십시오. 3. 데이터 분석 <ol><li> 기록 자손 계수는 적절한 통계 패키지 (SAS 연구소에서 예를 들어, JMP) 또는 무료 웹 기반 도구 (예를 들어 쉽게 육안 검사 및 효율적인 분석을 위해 적절하게 구성해야한다 <a href="http://www.vassarstats.net/" target="_blank">http://vassarstats.net/</a> ). </li><li> 정자 경쟁 능력. V2와 V3에서 카운트를 추가합니다. 없거나 매우 제한된 자손 (예를 들어, &lt;10)에 상승을 준 여성 파리는 절차 중에 사망 또는 만 성공적으로 insemina했다두 남성 중 한 테드가 아닌 정보로 간주되며 다운 스트림 통계 분석 (2.5.1 및 표 2)에서 제외됩니다. 각 정보 여성을위한 P 2 점수를 계산합니다. </li><li> 비교 실험 남성들 P 2 값이 통계적으로 유의 한 차이가 있는지 여부를 테스트합니다. 이 매개 변수 (예를 들어, Tukey의 HSD) 또는 P 2 값의 분포의 왜곡과 변화와 평균 사이의 의존성 등 여러 가지 요인에 따라 비 파라 메트릭 (예를 들면 강철 Dwass) 테스트를 사용하여 수행 할 수 있습니다. 각도 변환은 일반적으로 파라 메트릭 테스트 (31)의 사용하기 전에 같은 P 2와 비율에 적용됩니다. </li><li> 상대 속도 차이 (옵션). 각 실험 남성 유형에 대해 이중 성관계 여성과 첫 번째 남자 (범죄 분석의 기준 남성과 D의 실험적인 남성과 성관계를하는 사람들의 수를 계산efense 분석). 양측 피셔의 정확한 테스트를 (에서 사용할 수를 사용 <a href="http://www.langsrud.com/fisher.htm" target="_blank">http://www.langsrud.com/fisher.htm</a> ), 실험적인 남성의 두 가지 유형 사이에 통계적으로 유의 한 차이가 있는지 여부를 결정합니다. </li><li> 성비 (옵션). 각 실험 남성의 경우, 예상되는 1:1 비율의 각 여성 벗어나로부터 자손의 여부를 성별 비율을 결정하기 위해 카이 제곱 검정을 사용합니다. </li></ol>

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관심 없음 충돌 선언하지 않습니다.

우리는 전적으로 별개의 상대적 기여도의 차이를 평가하는 실험 설계를 설명했습니다 D. 제어 이중 교배 실험 7,8의 자손에 melanogaster의 남성. 이 정자 경쟁 능력에 영향을 미칠와 유사한 절차는 방위 분석 (그림 1)에 적용되지만 그것이 범죄 분석에서 설명 된 가설 유전 적 요인의 맥락에서 수행되었습니다. 이 실험 설계는 이러한 여성의 유전자형 (32)의 영향으로 친자 성공의 다른 측면을 테스트하기 위해 수정할 수 있습니다. 통합 할 수있는 수정의 예는 여성의 두 번째 남성과 교미를 직접 모니터링합니다. 또한, 실험 남성 유형의 상대적인 성능은 남성과 여성에서 사용하는 테스터의 유전자형에 의존하기 때문에 다른 시나리오로 추정 할 수없는 점에 유의하는 것이 중요합니다다른 테스터 남성과 여성 10,32,33를 포함. 필요한 개인 (처녀 여성과 순진한 남성)과 자손의 득점 컬렉션이 노동 집약적이기 때문에, 평가 될 별개의 실험적인 남성 유형의 수는 사용 가능한 잘 훈련 된 직원의 수에 따라 조정되어야한다. 여기에 설명 된 실험은 쉽게 육주 이상 한 사람이 처리 할 수​​ 있습니다. 사실, 최대 5 개의 실험 남성 유형은 병렬로 평가 될 수있다. 채택 될 수있는 유일한 추가 측정 일 초기 질량 교배를 설정하고 필요한 개인 수집의 수를 연장하는 것입니다. 우리의 경험에서 사용되는 여성의 시작 번호 (60 ~ 70)는 실험 남자 유형 (표 2) 간의 차이를 감지하기 위해 통계적 능력을 손상시키지 않고 표본의 크기 감소를 수용 할 수있다. 나는 수의 감소nformative 여성은 다른 요인에서 두 번 짝짓기 또는 조기 사망의 증거 예 부족이 발생할 수 있습니다. 그럼에도 불구하고, 충분한 통계적 전력을 달성하기 위해 각 실험 남성 유형에 필요한 여성의 수는 유전 적 요인 연구중인 효과의 크기에 따라 달라집니다. 시범 실험은 복제의 적절한 수준을 추정하기 위해 매우 좋습니다. 그들은 이러한 차이에 기여하는 기본 메커니즘에 대해 알려하지 않지만 P 1에서 통계적 차이 (또는 P 2) 점수는 남성 시비 효율의 변화를 나타냅니다. 이 정자 경쟁 능력을 (광대 20 34 리뷰) 영향을 미칠 수있는 여러 변수 때문이다. 크기, 수와 운동성 등 정자의 속성은 직접 35 정자의 경쟁에 영향을 미칠 수 있습니다. 또한, 다른 메커니즘을 직접 정자 경쟁 CA에 관련되지N는 P 1, P 2 값의 차이에 기여한다. 예를 들어, 첫 번째 남성의 정자가 우선적으로 제거 재배치 또는 이전 또는 두 번째 남자 19,20과 짝짓기하는 동안 플러시 할 수 있습니다. 이 교미 중에 부정적인 19,36 처음으로 남성의 정자에 영향을 미칠 것입니다 두 번째 남자의 정액에 존재하는 분자를 통해, 예를 들어, 기계적 자극에 의해 발생할 수 있습니다. 따라서 이러한 추가적인 간접 메커니즘의 영향을 평가 보완 분석은 이상적 전에 여기에 설명 된 이중 결합 실험을 수행해야합니다. 이러한 분석의 예 접합체 생존의 차이 (예를 들어 애벌레 생존)과 궁극적으로 자손 수의 차이가 발생할 알 부화율 (성공 계란 수정에 대한 프록시) 28,37에 대한 이러한 테스트하고 있습니다. 정자 이미징 기술은 19,24,28 매우 유익한 정보가 될 수 있습니다. 기본적으로, 하나의 O를F 남성은 정자가 여성의 생식 기관에서 모니터링 정자 역학을 돕는 형광 융합 단백질 (예를 들어, 녹색 형광 단백질 기준 남성의)으로 표시되는 유전자와 같은 수정됩니다. 4를 사용하여 더 염색과 결합 된이 방식 &#39;,6-diamidino-2-phenyllindole (DAPI)는 직접 D.의 해부 정액 콘센트에서 첫 번째와 두 번째 남성의 정자 수를 식별하는 데 사용되었다 초파리 암컷 24,28. 한 연구 24, 정자 수의 차이는 남성의 친자에서 그 차이가 간접 메커니즘의 정자 경쟁 능력과하지에 진정한 차이를 반영했다 관념을 지원하는 P 2 값의 차이와 잘 일치 하였다. 다음 분류는 정자 특정 단백질 19 융합 녹색과 빨간색 형광 태그를 표현 형질 전환 균주를 생성하여 달성되었다. 이 improvem엔트 연구자 해상도의 전례없는 학위를 가진 두 개의 직접 경쟁 남성의 정자 정자를 모니터링 할 수있다. 결론적으로, 이중 결합 실험 것과 같은 추가 분석의 실행의 유전학 기초를 해부 할 수있는 가능성을 열어 실험 남성 유형 중에서 발견 P 1, P 2 점수에 차이의 본질을 좁힐 수 있도록 제안 자연 정자 경쟁 능력의 변화를 발생.

제프 파커 곤충과 진화의 의미 2 정자 경쟁의 유행을 언급하기 때문에, 초파리와 다른 종의 연구 서지는 다양한 수준에서이 현상에 대한 몇 가지 빛을 발산하기 위해 노력했다. 관심 분야의 예는 자연 인구 9,10, 유전 구조와 유전 적 요인에게 11-14 기본의 관련성, 그리고 남녀 15,16 사이의 공진화를 몰고있는 그것의 역할의 변화의 조사되었다. D.에 초파리 여성, 전문 정자 저장 기관의 제한된 용량, spermatheca 및 정액 소켓 6,17의 쌍은 서로 다른 남성의 정자의 경쟁에 기여한다. 약 1,500 정자 언급 기관 18,19에서 수용 할 수있는 여성 만 ~ 500 짝짓기 중에 전송됩니다. 실험실, 제어 이중 교배 실험에서참고 남성과 관심의 하나 또는 그 이상의 남성과 관련된 사항은 광범위 정자 경쟁 능력 7,8을 평가하는 데 사용되었다. 정자 경쟁 능력은 총 자손에 이중 결합 실험에서 실험 남성들이 희망하는 자손의 비율로 추정, 즉 그 실험 기준 남성 모두에서.입니다 정자 경쟁 능력의 두 가지 구성 요소는 별도의 분석에서 평가 각각 구성되어 있습니다. 범죄 분석에서 첫 번째 남성의 정자를 치환하는 실험적인 남성의 정자의 능력은, 기준 남성 즉, 평가됩니다. 반대로, 국방 분석에서 실험 남성의 정자의 능력은 변위에 저항하거나 참조 남성 정자의 수정 성공을 줄이기 위해 평가됩니다. 분석, 방어 또는 공격의 유형에 따라 정액 경쟁 능력 점수 P 1, P 2, 각각을 통해 추정된다. 피1과 P 2 0과 1 사이의 값만을 취할 수 있습니다. 중간 값은 일반적으로 직접 정자 경쟁을 포함하는 생리 시나리오를 제안 정자 혼합의 간접적 인 증거로 해석됩니다. 같은 원리에 따라 극단적 인 값은 강력한 차등 정자 경쟁 능력에 대한 증거로 해석 될 수 있습니다. 초기 연구는 보여 주었다 D.에있는 P 2 초파리 7을 길게 두 교배 사이에 경과 된 시간으로 증가 0.8 이상이다. 이와 같은 실험 설계는 다른 초파리 종에서 사용되었습니다, P 2 정자 경쟁 능력 20을 평가하는 연구에서 일반적으로 사용되는 통계되고있다. 대부분의 종, 시험 균주의 P 2 값은 0.6 21보다 높다. 그럼에도 불구하고, 다른 남성의 정자 사이의 직접적인 경쟁 관계없는 여러 가지 다른 메커니즘은 동일 점수 (토론 참조) 얻을 수 있습니다. 디첫 번째 또는 두 번째 남성들이 희망하는 istinguishing 자손은 쉽게 식별 마커의 사용을 통해 가능하다. 초기 연구에서 남성의 하나의 치사량 복용에 조사 하였다 예를 들어, X-선은 방사선 조사 정자에 의해 수정 된 거의 모든 난자는 7 부화에 실패합니다. 그 후, 눈의 색소 침착이나 날개 모양을 변경 돌연변이는 가장 일반적으로 사용되는 마커했습니다. 전자의 예로는 돌연변이이다 BW (브라운) 9, CN (진사) 22 W (화이트) 23, 표현형의 두 번째 유형의 돌연변이 싸이 (곱슬) 24에 해당하면서, 이러한 돌연변이의 일부에 결합되어 동일한 개인, 예를 들어, CN BW. 낮은 정도, allozymes 25 알려진 상속 패턴 microsatellites 26,27도 사용되었습니다. 의 차이를 테스트하는 실험 설계정자 경쟁 능력은 클라크 등 본질적으로 여기에 다음을 설명했다. 9. 이 실험에서 파생 된 결과는 전적으로 감시 아래 실험 남성 유형의 차이 친자에 대한 정보를 제공합니다. 또한 피트니스 14,28 정자 시각화 기법 24의 사후 수정의 차이에 대한 오차를 분석은 P 1의 차이 (또는 P 2) 점수가 정자 능력의 차이로 해석 될 수 있습니다. 그림 1은 공격과 방어 분석 모두의 이론적 근거를 설명합니다. 프로세스의 물류를 설명하기 위해 범죄 실험 D.에 실시 초파리 14 자세히 설명한다. 이 특정 범죄 분석은 정자 경쟁 능력에 Multigene 사 가족 정자 특정 dynein 중간 체인 (SDIC)의 측정 효과를 테스트하는 데 사용되었다. 모든 회원이 Multigene 사 제품군의 s는 X 염색체에 나란히 존재합니다. 녹아웃 남성은 SDIC 클러스터를 삭제하여 생성 하였다. 삭제 된 세그먼트는 필수 유전자의 짧은 날개 (SW)를 포함하고 연구의 목적은 SDIC의 관련성을 평가하기 때문에, SDIC-SW 삭제를 들고 남성은 (P {SW}로 상징 SW의 유전자 사본에 의해 구출되었다 또한, 염색체 2 미니 화이트 리포터 유전자)를 수행하는. 눈 색깔은 친자 확인을위한 볼 마커로 사용되었다. 모든 파리는 참고 수컷으로 사용 된 균주 오레곤-R에서 이들의 예외 흰색 돌연변이 배경에 있었다.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="always">
		<tbody>
		 <tr>
			<td>Name of Reagent/Material</td>
			<td>Company</td>
			<td>Catalog Number</td>
			<td>Comments</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Amber latex tubing</td>
			<td>VWR</td>
			<td>62996-473</td>
			<td>1/4 inch ID, 1/6 inch Wall</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>1 ml graduated XL filter tips</td>
			<td>USA Scientific</td>
			<td>1126-7810</td>
			<td>Any 1 ml pipette tip can be used but semi-transparent and long tips are better as a fly receiver. If filter tips are used, poke out and discard the filter using a needle after the tip end is trimmed</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Parafilm</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>P-7793</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Mesh Fabric</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Thin and smooth</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Stereomicroscope</td>
			<td>Leica</td>
			<td>S6D</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>CO2 Tank</td>
			<td>Airgas</td>
			<td>CD-50</td>
			<td>Use FlyNap (Carolina Biological Supply Company) as an alternative if CO2 is not available</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>FlyStuff Foot Valve, complete system</td>
			<td>Genesee Scientific</td>
			<td>59-121C</td>
			<td>Not necessary if FlyNap is used</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Plastic vials</td>
			<td>Genesee Scientific</td>
			<td>32-109</td>
			<td>Come with carboard trays that can be reused for holding vials</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Cotton balls</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>AS-212</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Active dry yeast</td>
			<td>Red Star</td>
			<td></td>
			<td>Found in general grocery store</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Sharpie markers</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Different colors may be used for marking different genotypes</td>
		 </tr>
		</tbody>
 </table>

assessing differences in sperm competitive ability in drosophila

난자를 비옥을위한 conspecific 남성 간의 경쟁은 성적 선택의 메커니즘 중 하나, 오히려 극대화 생존과 생존 1보다 성공적인 짝짓기 이벤트의 수를 극대화 작동 즉, 선택이다. 정자 경쟁은 정자가 시간과 공간에서 우연되는 동일한 여성 2와 교미 후 수컷 사이의 경쟁을 나타냅니다. 이러한 현상은 식물과 동물 3 여러 종에서보고되었다. 예를 들어, 자연산 D. 초파리 암컷은 보통 2-3 남성 4에서 정자가 포함되어 있습니다. 정자는 다른 수컷 2.5에서 정자의 직접적인 경쟁으로 이어질 수있는 제한된 저장 용량을 가진 전문 기관에 저장됩니다. 관심의 다른 남성 (실험 남성 타입)의 정자 경쟁 능력을 비교하는 것은 통제 된 이중 결합 experimen을 통해 수행되었습니다실험실 6,7에서 TS. 간단히, 한 여성이 연속적으로 두 개의 서로 다른 수컷 한 실험 남자와 한 간 짝짓기 기준 남성에 노출됩니다. 같은 짝짓기 방식은 다음 따라서 일반적인 참조를 통해 자신의 정자의 경쟁 능력의 간접 비교를 용이하게 다른 실험 남성 유형을 사용하여옵니다. 실험 및 레퍼런스 남성에 의해 아버지가 개인의 비율은 한 간단한 수학적 표현하기 7,8을 사용하여 정자 경쟁 능력을 측정 할 수 있도록 마커를 사용하여 식별됩니다. 또한, 정자 경쟁 능력은 실험 남자가 서로 다른 역량의 특성을 반영 간주됩니다 메이트 (각각 공격과 방어 분석) 9, 두 번째 또는 첫 번째 여부에 따라 두 가지 시나리오에서 추정 할 수있다. 여기, 우리는 상상 속 t의 기초가 서로 다른 유전 적 요인의 역할을 심문하는 데 도움이 방법에 대해 설명합니다D. 정자 경쟁 능력의 그 현상 초파리.

표 2는 두 개의 범죄 실험의 일부 현저한 특징 (분석 실험 1과 2)를 요약하는 D. 와와 (각각 유형 I 및 II) 기능 SDIC 클러스터가없는 초파리 실험 남성은 14 비교됩니다. 계정에 일부 복제로 발생하는 다른 발생률을 복용 후, 여성의 58~83% 정보 및 따라서 그들의 자손의 친자 카운트가 P 2를 계산하는 데 사용 될 수있을 것으로 나타났다. 비 파라 메트릭 테스트의 결과는 그대로 클러스터 남성 (유형 I) 14에 비해 SDIC 클러스터 (유형 II)없이 남성의 낮은 정자 경쟁 능력과 일치했다. 이 패턴은 수행 된 범죄 분석을 통해 재현했다. 비슷하지만 통계적으로 유의하지 추이 (미도시)이 병렬로 수행 방위 분석에서 발견되었다. 중요한 것은, 짝짓기 속도 차이 (단계 3.4)의 부재 가능성을 배제하는남성 유전자형 여성 remating 행동 14에 영향을 미칠 수 있습니다. <table border="1" fo:keep-together.within-page="always"><tbody><tr><td></td><td colspan="3"> 범죄 분석 </td><td colspan="3"> 국방 분석 </td></tr><tr><td> 실험 ♂ 유형 </td><td> W 1118 ♀ </td><td> OR-R ♂ </td><td> ♂을 실험 </td><td> W 1118 ♀ </td><td> ♂을 실험 </td><td> OR-R ♂ </td></tr><tr><td> 나는 </td><td> 60-70 </td><td> 60-70 </td><td> 180-210 </td><td> 60-70 </td><td> 60-70 </td><td> 180-210 </td></tr><tr><td> II </td><td> 60-70 </td><td> 60-70 </td><td> 180-210 </td><td> 60-70 </td><td> 60-70 </td><td> 180-210 </td></tr></tbody></table> 표 1. 두 실험 남성 유형을 비교하기위한 이중 교배 실험에 필요한 개인의 수입니다. OR-R, 오레곤-R. <table border="1" fo:keep-together.within-page="always"><tbody><tr><td></td><td colspan="5"> ♀ </td><td></td></tr><tr><td> 실험 ♂ 유형 </td><td> 초기 조사 </td><td> 참고로 더 성공적으로 수정하지 ♂ </td><td> 실험 ♂ 가진 성공적인 수정하지 </td><td> 문제 1 </td><td> 유익한 (%) </td><td> P 2 </td></tr><tr><td> 분석 1 </td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> B +(유형 I) </td><td> 60 </td><td> 5 </td><td> 6 </td><td> 2 </td><td> 47 (78 %) </td><td> 1.000 (1.000-0.987) </td></tr><tr><td> A-(유형 II) </td><td> 55 </td><td> 1 </td><td> 7 </td><td> 5 </td><td> 42 (76 %) </td><td> 0.986 (1.000-0.936) </td></tr><tr><td> 분석 2 </td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> I + (유형 I) </td><td> 74 </td><td> 9 </td><td> 7 </td><td> 15 </td><td> 43 (58 %) </td><td> 1.000 (1.000-0.979) </td></tr><tr><td> E-(유형 II) </td><td> 75 </td><td> 3 </td><td> 8 </td><td> 2 </td><td> 62 (83 %) </td><td> 0.983 (1.000-0.927) </td></tr></tbody></table> 표 2. 범죄 분석에 사용되는 여성의 수에 다른 이벤트의 영향 요약 실험 남성 유형 간의 차이를 테스트하기 위해 수행. 1, ESCA에게 사망분석 기간 동안 PED, 또는 임계 값 아래에 자손의 수를 야기한. 2 중앙값 (사 분위수 범위). <img alt="그림 1" fo:content-width="6in" fo:src="/files/ftp_upload/50547/50547fig1highres.jpg" src="/files/ftp_upload/50547/50547fig1.jpg" /> 그림 1. 공격과 방어 분석을위한 실험 설계. 각 유전자형에 사용되는 색상 코드는 어른 파리의 눈 색깔을 나타냅니다. 연구중인 유전 인자의 야생 타입 형태 (유형 I)를 운반하는 하나의 유전 인자의 기능이있다하는 하나 오레곤-R 남성은 두 가지 실험적인 남성의 간접적 정자 경쟁 능력을 비교하기위한 기준으로 사용됩니다 (유형 II) 교란. SW 유전자는 2 번 염색체에 위치하는 동안 SDIC 클러스터,이 경우 유전 인자가 X 염색체에 위치하고 있습니다. 묘사 된 실험에서 수행하는 부분이다 <s업&gt; 14. 안양 (SDIC, SW), SDIC Multigene 사 가족과 인접한 유전자 SW 등의 결핍. Y, Y 염색체, P {SW}, 유전자, W 1118 흰색 유전자의 돌연변이 대립 유전자. <img alt="그림 2" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/50547/50547fig2highres.jpg" src="/files/ftp_upload/50547/50547fig2.jpg" /> 그림 2. D.에서 섹스 식별 초파리. (A) 지느러미, (B) 측면, 그리고 1 시간 이전 여성 (왼쪽)과 실체 현미경 하에서 CO 2로 마취 남성 (오른쪽) (C) 복부 볼 수 있습니다. 남성의 성기는 명백한 짙은 반점에 상승을주는 질 판보다 훨씬 더 많은 색소이며,이 sexing에 사용하는 가장 신뢰할 수있는 문자입니다. 또한, 남성 앞다리의 발목 마디는 어두운 프린지에서 (성 빗) 결석 강모 소유흡인기를 사용하여 유리 병에 개인을 전송할 때 여성. (D) 육안으로 오래된 파리의 신뢰성과 신속한 성별 확인하는 것이 좋습니다. 세 이상 성인에서 남성의 복부는 여성보다 dorsally 훨씬 어둡다. 여성은 일반적으로 더 크고 남성보다 옅은 복이있다. 산란관은 여성의 복부 지적합니다. <img alt="그림 3" src="/files/ftp_upload/50547/50547fig3.jpg" /> 그림 3. 애벌레를 방황에 사용할 수 표면을 증가하는 데 사용되는 멀티 접힌 종이. <img alt="그림 4" fo:content-width="6.5in" fo:src="/files/ftp_upload/50547/50547fig4highres.jpg" src="/files/ftp_upload/50547/50547fig4.jpg" /> 그림 4. D.에있는 정자 경쟁 능력의 분석 차이를 실험의 개요 비르을 사용하여 2 시간 동안 초파리. 대량 짝짓기<html> 진 W 1118 여성과 오레곤-R 남성은 5 일 동안 매일 시작됩니다. 각 질량 짝짓기, 일단 종료, 12-14 여성은 개별 병 (V1)에 개별적으로 흡입해야합니다. 이틀 후, 각각의 여성은 같은 유전자형의 세 가지 실험적인 남성과 함께 새로운 유리 병 (V2)로 전송됩니다. 이러한 개인은 하룻밤 사이에 짝짓기를 할 수 있습니다. 여성은 이틀 알을 낳다 허용하는 동안 수컷 ~ 12 시간 후 삭제됩니다. 그 후, 여성이 다시 알을 낳다 할 수 새로운 병 (V3)로 전송하고, 마지막 3 일 후에 폐기. 여성은 v2 및 v3의 실험 기준 남성에 의해 아버지가 자손 모두 알을 낳다하기 시작 열세 17 일 이후에 적절한 마커를 사용하여 식별하고 기록됩니다. v2 및 v3의 자손이 두 번 검사 한 후, 병이 삭제됩니다. 아래쪽 화살표 폐기 개인, 눈 모양, 병 검사. 9에서 적응.d/50547/50547fig4large.jpg &quot;대상 =&quot;_blank &quot;&gt; 큰 그림을 보려면 여기를 클릭하십시오. <img alt="그림 5" src="/files/ftp_upload/50547/50547fig5.jpg" /> 그림 5. 유연한 흡인기. 황색 유액 배관에서 조립, 한 1 ML 일회용 mouthpart로 파리와 다른 기능을 받기위한 팁을 졸업했다. 튜브에 빨려 비행을 방지하기 위해, 좋은 메쉬 원단은 튜브 접합에서 플라이 수신 끝을 보호하는 데 사용됩니다. <img alt="그림 6" fo:content-width="6.5in" fo:src="/files/ftp_upload/50547/50547fig6highres.jpg" src="/files/ftp_upload/50547/50547fig6.jpg" /> 그림 6. 범죄 분석의 자손 예상 표현형은. 왼쪽과 오른쪽으로 각각 정자 경쟁 제어 능력과 노크 아웃 남성을 평가하는 십자가. parentals와 f 모두의 자손에 대한 유전자형과 눈 색깔athers가 표시됩니다. 이 때문에 분석에 사용되는 특정 유전자 마커의 만 여성의 자손은 P 1 (또는 P 2) 점수 (자세한 내용은 텍스트 참조) 계산에 사용할 수 있습니다; 실험 남자가 희망하는 남성 자손의 부분은 흰 눈과 . 기준 남성의 남성 자손의 표현형 따라서 구별 안양, 결핍, P {SW}, 유전자;. 흰색 유전자의 W 1,118 돌연변이 대립 유전자는 <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/50547/50547fig6large.jpg" target="_blank">큰 그림을 보려면 여기를 클릭하십시오</a> .

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Assessing Differences in Sperm Competitive Ability in Drosophila

사이에 차동 정자 경쟁 능력<em&gt; 초파리</em서로 다른 유전자형&gt; 남성은 이중 결합 실험을 통해 확인 될 수 있습니다. 이 실험의 각각은 관심과 기준 남성의 남성 중 하나를 포함합니다. 자손에서 쉽게 식별 마커는 각각의 남성에 의해 아버지가 개인의 분수 추론 할 수 있습니다.

정자 경쟁의 능력에 대한 평가의 차이<em&gt; 초파리</em

Competition among conspecific males for fertilizing the ova is one of the mechanisms of sexual selection, i.e. selection that operates on maximizing the ...

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Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Biology

Assessing Differences in Sperm Competitive Ability in Drosophila

14.6K 조회수.  University of California, Irvine. 사이에 차동 정자 경쟁 능력 초파리 남성은 이중 결합 실험을 통해 확인 될 수 있습니다. 이 실험의 각각은 관심과 기준 남성의 남성 중 하나를 포함합니다. 자손에서 쉽게 식별 마커는 각각의 남성에 의해 아버지가 개인의 분수 추론 할 수 있습니다.

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Fluorescence in situ hybridization (FISH) Protocol in Human Sperm

Aneuploidies are the most frequent chromosomal abnormalities in humans. Most of these abnormalities result from meiotic errors during the gametogenic process in the parents. In human males, these errors can lead to the production of spermatozoa with numerical chromosome abnormalities which represent an increased risk of transmitting these anomalies to the offspring.
For this reason, the technique of fluorescence in situ hybridization (FISH) on sperm nuclei has become a protocol widely incorporated in the context of clinical diagnosis. This practice provides an estimate of the frequencies of numerical chromosome abnormalities in the gametes of the patients that seek for genetic reproductive advice.
To date, the chromosomes most frequently included in sperm FISH analysis are chromosomes X, Y, 13, 18 and 21.
This video-article describes, step by step, how to process and fix a human semen sample, how to decondense and denature the sperm chromatin, how to proceed to obtain sperm FISH preparations, and how to visualize the results at the microscope. Special remarks of the most relevant steps are given to achieve the best results.

Fluorescence in situ hybridization FISH Protocol in Human Sperm

This video-article describes, step by step, how to process a semen sample to achieve good-quality fluorescence in situ hybridization on human spermatozoa. Preparations obtained can be used for aneuploidy screening in the context of clinical diagnosis.

형광 현장에서</em인간의 정자에서> 하이브리드화 (물고기) 프로토콜

Aneuploidies are the most frequent chromosomal abnormalities in humans. Most of these abnormalities result from meiotic errors during the gametogenic ...

연구

생물학

Preparation of embryos for Electron Microscopy of the Drosophila embryonic heart tube

The morphogenesis of the Drosophila embryonic heart tube has emerged as a valuable model system for studying cell migration, cell-cell adhesion and cell shape changes during embryonic development. One of the challenges faced in studying this structure is that the lumen of the heart tube, as well as the membrane features that are crucial to heart tube formation, are difficult to visualize in whole mount embryos, due to the small size of the heart tube and intra-lumenal space relative to the embryo. The use of transmission electron microscopy allows for higher magnification of these structures and gives the advantage of examining the embryos in cross section, which easily reveals the size and shape of the lumen. In this video, we detail the process for reliable fixation, embedding, and sectioning of late stage Drosophila embryos in order to visualize the heart tube lumen as well as important cellular structures including cell-cell junctions and the basement membrane.

Preparation of embryos for Electron Microscopy of the Drosophila embryonic heart tube

We describe a process for fixation, embedding, sectioning, and imaging of late stage Drosophila embryos for Trasmission Electron Microscopy of the embryonic heart tube. This technique allows for the visualization of the heart tube lumen as well as the basement membrane, which lines the lumen of the heart.

의 전자 현미경을위한 배아의 준비 Drosophila 태아의 심장 관

The morphogenesis of the Drosophila  embryonic heart tube has emerged as a valuable model system for studying cell migration, cell-cell adhesion and cell ...

Techniques for Imaging Ca2+ Signaling in Human Sperm

Fluorescence microscopy of cells loaded with fluorescent, Ca2+-sensitive dyes is used for measurement of spatial and temporal aspects of Ca2+ signaling in live cells. Here we describe the method used in our laboratories for loading suspensions of human sperm with Ca2+-reporting dyes and measuring the fluorescence signal during physiological stimulation. Motile cells are isolated by direct swim-up and incubated under capacitating conditions for 0-24 h, depending upon the experiment. The cell-permeant AM (acetoxy methyl ester) ester form of the Ca2+-reporting dye is then added to a cell aliquot and a period of 1 h is allowed for loading of the dye into the cytoplasm. We use visible wavelength dyes to minimize photo-damage to the cells, but this means that ratiometric recording is not possible. Advantages and disadvantages of this approach are discussed. During the loading period cells are introduced into an imaging chamber and allowed to adhere to a poly-D-lysine coated coverslip. At the end of the loading period excess dye and loose cells are removed by connection of the chamber to the perfusion apparatus. The chamber is perfused continuously, stimuli and modified salines are then added to the perfusion header. Experiments are recorded by time-lapse acquisition of fluorescence images and analyzed in detail offline, by manually drawing regions of interest. Data are normalized to pre-stimulus levels such that, for each cell (or part of a cell), a graph showing the Ca2+ response as % change in fluorescence is obtained.

Techniques for Imaging Ca2+ Signaling in Human Sperm

Stimulus-evoked [Ca2+]i signals of individual human sperm are assessed. Motile cells are loaded with Ca2+-sensitive fluorescent dye (AM-ester method) and immobilised in a perfusable chamber. Cells are imaged by time-lapse fluorescence microscopy and stimulated via the perfusing medium. Responses of single cells (or regions) are analysed offline using Excel.

이미징 CA의 기술 2 + 인간 정자의 시그널링

Fluorescence microscopy of cells loaded with fluorescent, Ca2+-sensitive dyes is used for measurement of spatial and temporal aspects of Ca2+ signaling in ...

Patch Clamp and Perfusion Techniques for Studying Ion Channels Expressed in Xenopus oocytes

The protocol presented here is designed to study the activation of the large conductance, voltage- and Ca2+-activated K+ (BK) channels. The protocol may also be used to study the structure-function relationship for other ion channels and neurotransmitter receptors1. BK channels are widely expressed in different tissues and have been implicated in many physiological functions, including regulation of smooth muscle contraction, frequency tuning of inner hair cells and regulation of neurotransmitter release2-6. BK channels are activated by membrane depolarization and by intracellular Ca2+ and Mg2+ 6-9. Therefore, the protocol is designed to control both the membrane voltage and the intracellular solution. In this protocol, messenger RNA of BK channels is injected into Xenopus laevis oocytes (stage V-VI) followed by 2-5 days of incubation at 18&deg;C10-13. Membrane patches that contain single or multiple BK channels are excised with the inside-out configuration using patch clamp techniques10-13. The intracellular side of the patch is perfused with desired solutions during recording so that the channel activation under different conditions can be examined. To summarize, the mRNA of BK channels is injected into Xenopus laevis oocytes to express channel proteins on the oocyte membrane; patch clamp techniques are used to record currents flowing through the channels under controlled voltage and intracellular solutions.

Patch Clamp and Perfusion Techniques for Studying Ion Channels Expressed in Xenopus oocytes

Ionic current of BK channels is recorded using patch clamp techniques. BK channels are expressed in Xenopus oocytes by injecting messenger RNA. The intracellular solution during patch clamp recordings is controlled by a perfusion system.

이온 채널 유학을위한 패치 클램프 및 재관류 기법으로 표현 Xenopus oocytes

The protocol presented here is designed to study the activation of the large conductance, voltage- and Ca2+-activated K+ (BK) channels. The protocol may ...

Isolation and In vitro Activation of Caenorhabditis elegans Sperm

Males and hermaphrodites are the two naturally found sexual forms in the nematode C. elegans. The amoeboid sperm are produced by both males and hermaphrodites. In the earlier phase of gametogenesis, the germ cells of hermaphrodites differentiate into limited number of sperm - around 300 - and are stored in a small 'bag' called the spermatheca. Later on, hermaphrodites continually produce oocytes1. In contrast, males produce exclusively sperm throughout their adulthood. The males produce so much sperm that it accounts for &gt;50% of the total cells in a typical adult worm2. Therefore, isolating sperm from males is easier than from that of hermaphrodites.
Only a small proportion of males are naturally generated due to spontaneous non-disjunction of X chromosome3. Crossing hermaphrodites with males or more conveniently, the introduction of mutations to give rise to Him (High Incidence of Males) phenotype are some of strategies through which one can enrich the male population3.
Males can be easily distinguished from hermaphrodites by observing the tail morphology4. Hermaphrodite's tail is pointed, whereas male tail is rounded with mating structures.
Cutting the tail releases vast number of spermatids stored inside the male reproductive tract. Dissection is performed under a stereo microscope using 27 gauge needles. Since spermatids are not physically connected with any other cells, hydraulic pressure expels internal contents of male body, including spermatids2.
Males are directly dissected on a small drop of 'Sperm Medium'. Spermatids are sensitive to alteration in the pH. Hence, HEPES, a compound with good buffering capacity is used in sperm media. Glucose and other salts present in sperm media help maintain osmotic pressure to maintain the integrity of sperm.
Post-meiotic differentiation of spermatids into spermatozoa is termed spermiogenesis or sperm activation. Shakes5, and Nelson6 previously showed that round spermatids can be induced to differentiate into spermatozoa by adding various activating compounds including Pronase E. Here we demonstrate in vitro spermiogenesis of C. elegans spermatids using Pronase E.
Successful spermiogenesis is pre-requisite for fertility and hence the mutants defective in spermiogenesis are sterile. Hitherto several mutants have been shown to be defective specifically in spermiogenesis process7. Abnormality found during in vitro activation of novel Spe (Spermatogenesis defective) mutants would help us discover additional players participating in this event.

Isolation and In vitro Activation of Caenorhabditis elegans Sperm

A protocol for isolating and activating spermatids from male C. elegans is described here. Cutting the posterior end of male releases spermatids. The spermatids can be activated by addition of protease.

분리 및 체외에서</em의> 활성화 Caenorhabditis 엘레간스 정자

Males and hermaphrodites are the two naturally found sexual forms in the nematode C. elegans. The amoeboid sperm are produced by both males and ...

Imaging Cell Shape Change in Living Drosophila Embryos

The developing Drosophila melanogaster embryo undergoes a number of cell shape changes that are highly amenable to live confocal imaging. Cell shape changes in the fly are analogous to those in higher organisms, and they drive tissue morphogenesis. So, in many cases, their study has direct implications for understanding human disease (Table 1)1-5. On the sub-cellular scale, these cell shape changes are the product of activities ranging from gene expression to signal transduction, cell polarity, cytoskeletal remodeling and membrane trafficking. Thus, the Drosophila embryo provides not only the context to evaluate cell shape changes as they relate to tissue morphogenesis, but also offers a completely physiological environment to study the sub-cellular activities that shape cells.
The protocol described here is designed to image a specific cell shape change called cellularization. Cellularization is a process of dramatic plasma membrane growth, and it ultimately converts the syncytial embryo into the cellular blastoderm. That is, at interphase of mitotic cycle 14, the plasma membrane simultaneously invaginates around each of ~6000 cortically anchored nuclei to generate a sheet of primary epithelial cells. Counter to previous suggestions, cellularization is not driven by Myosin-2 contractility6, but is instead fueled largely by exocytosis of membrane from internal stores7. Thus, cellularization is an excellent system for studying membrane trafficking during cell shape changes that require plasma membrane invagination or expansion, such as cytokinesis or transverse-tubule (T-tubule) morphogenesis in muscle.
Note that this protocol is easily applied to the imaging of other cell shape changes in the fly embryo, and only requires slight adaptations such as changing the stage of embryo collection, or using "embryo glue" to mount the embryo in a specific orientation (Table 1)8-19. In all cases, the workflow is basically the same (Figure 1). Standard methods for cloning and Drosophila transgenesis are used to prepare stable fly stocks that express a protein of interest, fused to Green Fluorescent Protein (GFP) or its variants, and these flies provide a renewable source of embryos. Alternatively, fluorescent proteins/probes are directly introduced into fly embryos via straightforward micro-injection techniques9-10. Then, depending on the developmental event and cell shape change to be imaged, embryos are collected and staged by morphology on a dissecting microscope, and finally positioned and mounted for time-lapse imaging on a confocal microscope.

Imaging Cell Shape Change in Living Drosophila Embryos

Early development of the fruit fly, Drosophila melanogaster, is characterized by a number of cell shape changes that are well suited for imaging approaches. This article will describe basic tools and methods required for live confocal imaging of Drosophila embryos, and will focus on a cell shape change called cellularization.

생활의 이미징 셀 모양 변경 Drosophila 태아

The developing Drosophila melanogaster embryo undergoes a number of cell shape changes that are highly amenable to live confocal imaging.  Cell shape ...

Competitive Genomic Screens of Barcoded Yeast Libraries

By virtue of advances in next generation sequencing technologies, we have access to new genome sequences almost daily. The tempo of these advances is accelerating, promising greater depth and breadth. In light of these extraordinary advances, the need for fast, parallel methods to define gene function becomes ever more important. Collections of genome-wide deletion mutants in yeasts and E. coli have served as workhorses for functional characterization of gene function, but this approach is not scalable, current gene-deletion approaches require each of the thousands of genes that comprise a genome to be deleted and verified. Only after this work is complete can we pursue high-throughput phenotyping. Over the past decade, our laboratory has refined a portfolio of competitive, miniaturized, high-throughput genome-wide assays that can be performed in parallel. This parallelization is possible because of the inclusion of DNA 'tags', or 'barcodes,' into each mutant, with the barcode serving as a proxy for the mutation and one can measure the barcode abundance to assess mutant fitness. In this study, we seek to fill the gap between DNA sequence and barcoded mutant collections. To accomplish this we introduce a combined transposon disruption-barcoding approach that opens up parallel barcode assays to newly sequenced, but poorly characterized microbes. To illustrate this approach we present a new Candida albicans barcoded disruption collection and describe how both microarray-based and next generation sequencing-based platforms can be used to collect 10,000 - 1,000,000 gene-gene and drug-gene interactions in a single experiment.

We have developed comprehensive, unbiased genome-wide screens to understand gene-drug and gene-environment interactions. Methods for screening these mutant collections are presented.

Barcoded 효모 게놈 라이브러리의 경쟁력 화면

By virtue of advances in next generation sequencing technologies, we have access to new genome sequences almost daily.  The tempo of these advances is ...

Live Imaging of Apoptotic Cell Clearance during Drosophila Embryogenesis

The proper elimination of unwanted or aberrant cells through apoptosis and subsequent phagocytosis (apoptotic cell clearance) is crucial for normal development in all metazoan organisms. Apoptotic cell clearance is a highly dynamic process intimately associated with cell death; unengulfed apoptotic cells are barely seen in vivo under normal conditions. In order to understand the different steps of apoptotic cell clearance and to compare 'professional' phagocytes - macrophages and dendritic cells to 'non-professional' - tissue-resident neighboring cells, in vivo live imaging of the process is extremely valuable. Here we describe a protocol for studying apoptotic cell clearance in live Drosophila embryos. To follow the dynamics of different steps in phagocytosis we use specific markers for apoptotic cells and phagocytes. In addition, we can monitor two phagocyte systems in parallel: 'professional' macrophages and 'semi-professional' glia in the developing central nervous system (CNS). The method described here employs the Drosophila embryo as an excellent model for real time studies of apoptotic cell clearance.

Live Imaging of Apoptotic Cell Clearance during Drosophila Embryogenesis

Here we describe an effective method for studying dynamics of apoptotic cell clearance in vivo. This method employs live Drosophila embryos as a powerful model for monitoring phagocytosis of apoptotic cells using specific labeling of apoptotic cells and phagocytes.

사멸 세포 간극의 이미지를하는 동안 라이브<em&gt; 초파리</em&gt; 배아

The  proper elimination of unwanted or aberrant cells through apoptosis and  subsequent phagocytosis (apoptotic cell clearance) is crucial for normal  ...

Visualizing and Tracking Endogenous mRNAs in Live Drosophila melanogaster Egg Chambers

Fluorescence-based imaging techniques, in combination with developments in light microscopy, have revolutionized how cell biologists conduct live cell imaging studies. Methods for detecting RNAs have expanded greatly since seminal studies linked site-specific mRNA localization to gene expression regulation. Dynamic mRNA processes can now be visualized via approaches that detect mRNAs, coupled with microscopy set-ups that are fast enough to capture the dynamic range of molecular behavior. The molecular beacon technology is a hybridization-based approach capable of direct detection of endogenous transcripts in living cells. Molecular beacons are hairpin-shaped, internally quenched, single-nucleotide discriminating nucleic acid probes, which fluoresce only upon hybridization to a unique target sequence. When coupled with advanced fluorescence microscopy and high-resolution imaging, they enable one to perform spatial and temporal tracking of intracellular movement of mRNAs. Although this technology is the only method capable of detecting endogenous transcripts, cell biologists have not yet fully embraced this technology due to difficulties in designing such probes for live cell imaging. A new software application, PinMol, allows for enhanced and rapid design of probes best suited to efficiently hybridize to mRNA target regions within a living cell. In addition, high-resolution, real-time image acquisition and current, open source image analysis software allow for a refined data output, leading to a finer evaluation of the complexity underlying the dynamic processes involved in the mRNA&#39;s life cycle.
Here we present a comprehensive protocol for designing and delivering molecular beacons into Drosophila melanogaster egg chambers. Direct and highly specific detection and visualization of endogenous maternal mRNAs is performed via spinning disc confocal microscopy. Imaging data is processed and analyzed using object detection and tracking in Icy software to obtain details about the dynamic movement of mRNAs, which are transported and localized to specialized regions within the oocyte.

Visualizing and Tracking Endogenous mRNAs in Live Drosophila melanogaster Egg Chambers

Here, we present a protocol for the visualization, detection, analysis and tracking of endogenous mRNA trafficking in live Drosophila melanogaster egg chamber using molecular beacons, spinning disc confocal microscopy, and open-source analysis software.

라이브 드로소필라 멜라노가스터 에그 챔버에서 내인성 mRNA 를 시각화하고 추적

Fluorescence-based imaging techniques, in combination with developments in light microscopy, have revolutionized how cell biologists conduct live cell ...

Medium-throughput Screening Assays for Assessment of Effects on Ca2+-Signaling and Acrosome Reaction in Human Sperm

Ca2+-signaling is essential to normal sperm cell function and male fertility. Similarly, the acrosome reaction is vital for the ability of a human sperm cell to penetrate the zona pellucida and fertilize the egg. It is therefore of great interest to test compounds (e.g., environmental chemicals or drug candidates) for their effect on Ca2+-signaling and acrosome reaction in human sperm either to examine the potential adverse effects on human sperm cell function or to investigate a possible role as a contraceptive. Here, two medium-throughput assays are described: 1) a fluorescence-based assay for assessment of effects on Ca2+-signaling in human sperm, and 2) an image cytometric assay for assessment of acrosome reaction in human sperm. These assays can be used to screen a large number of compounds for effects on Ca2+-signaling and acrosome reaction in human sperm. Furthermore, the assays can be used to generate highly specific dose-response curves of individual compounds, determine potential additivity/synergism for two or more compounds, and to study the pharmacological mode of action through competitive inhibition experiments with CatSper inhibitors.

Medium-throughput Screening Assays for Assessment of Effects on Ca2+-Signaling and Acrosome Reaction in Human Sperm

Here, two medium-throughput assays for assessment of effects on Ca2+-signaling and acrosome reaction in human sperm are described. These assays can be used to quickly and easily screen large amounts of compounds for effects on Ca2+-signaling and acrosome reaction in human sperm.

매체-처리량에 캘리포니아2 +효과의 평가 대 한 분석 실험을 심사-신호 및 인간의 정자에서 Acrosome 반응

Ca2+-signaling is essential to normal sperm cell function and male fertility. Similarly, the acrosome reaction is vital for the ability of a human sperm ...