ブリーネ Ulmschneider に原稿に関する提案プロトコルおよびダイアン床屋への貢献ありがちましょう。この仕事健康付与 GM116384 T.G. Nystul と d. l. 床屋の国立研究所によって資金を供給されました。

注: FSC 系統のピピを測定する Fsc、pFCs、生理的条件下で卵胞細胞の mCherry に 1p-169 の蛍光強度の比を計算し、標準でピピ値比に変換各セルの較正曲線は、 7 を入力します。PHluorin と mCherry germaria NaHCO 3、生理的条件 1 , を模倣するを含むバッファーに解剖での蛍光強度を測定するためまず、ライブ イメージング実験を行った 7. ナ + で pHluorin と mCherry の蛍光強度を測定することによって次に、標準的なカーブが生成されます-無料、イオノフォア nigericin を含む K + のバッファーは、2 つの異なる pH 値の調整 6.5、7.5。Nigericin の存在下でピピは細胞外 pH を一致するファイを引き起こす膜の間でバッファーの pH をあります。標準曲線を使用して pHluorin を mCherry 比の推定ピピ値に変換する最後に。
 1。 予審: In Vivo 測定前準備ピピ 注: ピピ 体内 測定、mCherry::pHluorin 遺伝子が興味のセル型で表されます。FSC 系統で飛ぶ遺伝子 pHluorin を生成するいくつかの一般的な方法のとおりです。MCherry::pHluorin のクローンを生成する FSC クローンの前方の端に配置されている Fsc を識別する場合に特に便利です。ティッシュ特定の mCherry::pHluorin 式は全体の組織の間でピピの計測に有用、またより便利な RNAi や遺伝子の表現を組み合わせるとき。
<ol>遺伝子組換え 1p-169 世代ハエ <ol><li>mCherry::pHluorin ラベル FSC <li>クローン <ol><li>mCherry::pHluorin FSC のクローンを作成するは、株式やその他法律 Gal4 flipout に UA mCherry::pHluorin 1 をクロスFlp/FRT 誘導 Gal4 と貯蔵</li>。
			<li>誘引可能なクローンは、heatshock を作成する heatshock 2 日間大人 F1s 投稿 37 ° C の水浴、4 回 12 h. に約 1 時間の空の小瓶で羽化</li>
			<li>にこの期間中には、正常な成長と卵形成の最大レートを確保するため、新鮮なウェット酵母を提供することによってハエを維持 (約等しい部品乾燥パン屋 &#39; s 酵母と水) クローン誘導後少なくとも 6 日の毎日</li>。
		</ol></li> <li>組織特定 mCherry::pHluorin 式</li> <li>卵胞細胞特定のドライバーを y 1 w *; UA mCherry::pHluorin 1 をクロスP {GawB} 10930/CyO (ブルーミントン ID: 7023).</li>
		<li>ハエを eclosing、開始後 3 日を収集し、ウェット酵母、解剖前に少なくとも 24 時間を含むバイアル内に配置します</li>。
	</ol></li> <li>ソリューション 注: バッファーの pH, 溶質濃度は時間の経過と共に変更できるので、実験の日に次のバッファーを準備することが重要です。
	<ol><li>重炭酸塩、nigericin、および郭清のバッファーを準備します。(表 1 表 2、および 表 3 参照) の沈殿物の形成を避けるために記載されている順序でコンポーネントを追加します</li>。
	</ol></li></ol> 2。試み: 測定 FSC 血統でピピ 注: 郭清、マウント、およびライブ イメージング炭酸バッファーと 2 つの nigericin バッファー条件について 2 回実行する必要があります: 顕微鏡を判断します。設定、2 回目の実験データを収集します。詳細については、セクション 2.2 以下を参照してください。
<ol><li>郭清と取付 注: この手順を実行する必要な材料 材料の表 と 図 1 を参照してください。3 D 印刷取り付け部屋 3 D プリンター ファイル 補足のファイル 1 と ファイル 2 の補足 として提供しています。
	<ol><li>郭清: <ol><li>準備取付チャンバー真空用グリースの薄膜コーティングを 3 D の平坦な面に適用することによってプリント取付商工会議所。22 × 40 mM coverslip 取付室 coverslip を密封するためにその辺を配置します</li>。
		</ol></li> <li>500 μ L 解剖バッファー (重炭酸塩または nigericin、表 3) で雌成虫の卵巣の解剖 <ol><li>CO 2 ガスを使用して 3-4 ハエを麻酔し、転送飛ぶ飛ぶパッド CO と灌流に 2 ガス</li>。
			<li>鉗子と郭清のメディアに場所で麻酔のフライをピックアップします</li>。
			<li>の卵巣が公開されるまで、腹部の先端にえい航しながら 1 つの鉗子を使ってオンザフライの胸郭をピンチします</li>。
			<li>卵巣が他の臓器をデタッチ後離れて 22 の 1/2 の注射針を使用して卵巣小管をいじめます。慎重に独立した筋肉の卵巣と卵巣小管のクラスターから別の個別卵巣小管から外装します。筋肉の鞘を分離するための効果的な手法の前方の端の場所で卵巣小管のクラスターを保持し、単一の卵巣小管の長さに沿って下向きストローク 1 つの注射針を使用することです</li>。
			<li>Nigericin 郭清メディアの pH で完全に平衡にセルのファイの十分な時間があるので取り付けの手順に進む前に丁度 10 分間解離メディアで切り裂かれた卵巣をインキュベートします 。
			注: は、卵巣小管から筋鞘を削除することを確認します。筋肉の鞘が困難を使用して個々 のセルを識別するために蛍光信号を減衰させる、Concanavilin のライブ イメージング中に自発的に移動する卵巣小管を引き起こす可能性があります</li>。
		</ol></li> <li>マウント <ol><li>取り付け室内ガラス基盤上に郭清メディアの小滴を配置します</li>。
			<li>転送分離鉗子を用いた卵巣小管</li>。
			<li>以前の段階の卵室に関連付けられている germaria から後ステージ卵室を分離し、切り裂かれた germaria が郭清メディア ドロップの中心に置かれることを確認してください</li>。
			<li>ラウンド 12 mm カバーガラスの両端に爪のポーランド語の 2 つの小滴を追加し、それが空気乾燥約 10 s.</li>
			<li>場所ラウンド coverslip を含む解剖メディアのドロップは、マニキュアと側下の顔解剖メディアの連絡先、germaria を分離しました。平らにし、位置に germaria を確保するマニキュアとエッジの部分を押してください。スメアほど、カバーガラスの表面上の場所でそれを確保するために古いマニキュアを使用して勧めします</li>。
			<li>では、追加解剖メディアでの取付をチャンバーします。チャンバーにコンカナバリン A 染料を含まない条件特定のバッファーを使用できます 。
			注: 時間の合計を過ごした解剖. 取付は 15 分を超えないようにしてください。これは組織の損傷の影響を最小限に抑えることが重要です。細胞死と</li>。
		</ol></li></ol></li> <li>ライブ イメージング: 注: この手順ではまず炭酸状態と顕微鏡の適切な設定を決定する 2 つの nigericin 条件から画像を収集; 必要に応じて顕微鏡設定を調整その後、実験データの画像を収集しています。3 チャネルでイメージングできる共焦点顕微鏡を使用: GFP (475 励起/509 排出), mCherry (575 励起/610 排出) と遠 (633 励起/647 排出). 
	注: 顕微鏡設定: 各画像セットの信号強度の値が低すぎても飽和ことが重要ですので、ピピの見積もりを決定するを収集した画像のピクセル強度を定量化するでしょう。画像でキャプチャできる強度の範囲は、画像のビット深度によって定義されます。多くの場合、既定では、8 ビットの画像で生成がより広いダイナミック レンジを持つ 16 ビット イメージとしてデータを取得することをお勧めします。蛍光チャネル間のクロストークを最小化発光スペクトルから収集された設定を調整する必要がありますので、各 fluorophore は重複しないことを確認することが重要です。これらの設定をテストするには、励起スペクトルを用いた GFP サンプル画像を取る、mCherry と その逆 の発光スペクトルの収集します。設定は、正しく調整されている場合、必要がありますない信号どちらの場合。すべての 3 つのイメージ セットの信号の輝度がイメージ ファイルの動的範囲内でされるように顕微鏡設定 (すなわち、電圧設定を共焦点レーザー スキャン、レーザー パワーとピンホールのサイズ) を設定します。すべての実験において、必要に応じて、我々 はすべての実験のための電圧利得を最適化しながら、1,024 × 1,024 形式で 16 ビット画像を取得するのに白い光レーザー共焦点顕微鏡 40 倍対物を使用しました。たとえば、1 つの実験で mCherry、GFP の電圧利得が設定と 37.8%、72.9%、260%、赤外それぞれ。
	<ol><li>Nigericin 郭清 pH 6.5、buffer 内卵巣小管のイメージし、pHluorin と mCherry の画像の輝度が低く、しかし、カメラの検出限界以下の設定を調整します</li>。
		<li>Nigericin 郭清 pH 7.5 buffer 内卵巣小管の別のセットをイメージし、pHluorin と mCherry の画像のピクセル強度が高いが、飽和していないように設定を調整します</li>。
		<li>重炭酸の解離イメージ卵巣はバッファーに格納し、pHluorin と mCherry の画像の輝度が選択した設定と飽和していないことを確認します。ピクセルを飽和している場合は、必要に応じて設定を調整します 。
		注: 顕微鏡のパラメーターの設定が異なる場合があります使用されている正確な顕微鏡の設定に基づいて、各実験のために最適化する必要があります。顕微鏡設定が設定された後、実験の残りのそれらを変更しないでください。設定すべきコントロールと実験条件間で一貫しました。初期ピピ実験で 2 と 3 点 nigericin の較正曲線を生成し、いずれかの方法を使用して計算されるピピ差が見つかりません。ただし、一般に、較正曲線のより多くのポイントの追加に期待される精度を向上させます。したがって、実験条件の特定のセットの必要な数を決定するポイントの数が異なる曲線を生成するをお勧めします</li>。
	</ol></li> <li>データ収集: <ol><li>郭清、マウント、および重炭酸塩と nigericin のバッファー条件で試料のイメージングを実行します。1 組のサンプルの画像をライブ、健康な組織の蛍光強度の測定をように 45 分超えない郭清と取り付け、最大の時間を過ごした後</li>。
		<li>条件ごとに、少なくとも 5 の germaria の画像を取得します</li>。
	</ol></li></ol> 3。後の試み: 画像解析 <ol><li>Fsc、pFCs、卵胞細胞の蛍光強度を測定 <ol><li>バック グラウンド減算: <ol><li>オープン未処理の別のウィンドウ (各チャネルにフィジーの画像 図 4).</li>
			<li>PHluorin チャネル ウィンドウの信号なしのイメージの一部で利益 (率 ROI) の領域を描画する四角形ツールを使用します</li>。
			<li>オプションの手順: しきい値の下限を設定し、背景下強度値を持つピクセルは除外し、最大しきい値の上限を設定します。この方法でしきい値を設定すると、信号のないイメージの領域は、主に青と信号が明確に表示されます ( 図 4 a).</li>
			<li>は、投資収益率の平均蛍光強度を測定します。しきい値は、手順 3 で設定された場合は、ご確認ください、&#34; のしきい値制限 &#34; 測定の設定] ダイアログ ボックスの</li>。
			<li>各チャネルおよびプロセスは、減算関数を使用してイメージのスライスから測定したバック グラウンド強度を引く &#8594; 数学メニュー</li>。
			<li>繰り返しの手順 3.1.1.2-6 3.1.1.2 の手順でを除いて、mCherry チャネル ウィンドウの矩形ツールを使って新しい四角形を描画する代わりに復元の選択機能を使用して、編集の &#8594; と同じ四角形を追加する選択メニューサイズと画像を位置します</li>。
		</ol></li> <li>を識別する場合、Fsc、pFCs、卵胞細胞: <ol><li>Fsc、pFCs、卵胞細胞形態およびコンカナバリン A の染色を使用してセルの境界 ( 図 2) を検索する場所を特定します</li>。
			<li>Fsc、薄い三角形セル領域 2 a ・ 2 b の枠線上で germarium の端に位置します。FSC には mCherry::pHluorin は、FSC クローンで表されます場合、クローンの前のほとんどの細胞として識別できます</li>。
			<li>pFCs は地域 2 b、すぐに隣接して、Fsc の下流で不規則な形をした細胞</li>。
			<li>卵胞細胞が地域 3 胚細胞嚢胞を囲む正方形または円柱状細胞</li>。
		</ol></li> <li>取得の蛍光強度比 <ol><li>興味のセルが mCherry チャネルで最高の蛍光強度を 1 つまたは複数のスライスを選択し、foc が遠チャネルで見られるコンカナバリン A 染色確認選択したスライス内私たち</li>。
			<li>各 FSC と pHluorin とすべての mCherry の平均蛍光強度の測定のために選択したスライス メジャーの周りを描く ROI</li>。
			<li>MCherry 蛍光 1p-169 比を計算する mCherry チャネルの平均蛍光強度で pHluorin チャネルの平均蛍光強度を分割します</li>。
		</ol></li></ol></li> <li>取得値し、pseudocolored の画像を生成する <ol><li>取得ファイ値 <ol><li>同じ遺伝子型のハエから卵巣の場合、線形回帰曲線を生成します。両方の実験条件を制御し、。2 つの nigericin バッファー条件 ( 図 3) からのデータを使用して各セルの型に回帰曲線を生成します。Excel では、グラフにデータをプロットし、線形近似曲線を追加することで実行できます。代わりに、参照してください:</li> <li>使用 nigericin 条件と直線の式から算出する斜面と線形回帰曲線の y 切片 (y = mx+b と)、pHluorin を mCherry 比の値に変換する重炭酸塩のサンプルから計算pH 値の条件。この式の b の代わりに斜面形 (y 切片)、x のための比の値を入れて、裕の解決</li>
		</ol></li> <li>フィジーの比率値を反映して pseudocolored 画像を生成します。
		<ol><li>バック グラウンド減算 (ステップ 3 上記の手順に従ってくださいします。1.1 および 図 4).</li>
			<li>は、pHluorin のチャネル mCherry プロセスのメニュー画像電卓関数を使用して分割します。必ず、&#34; を作成する新しいウィンドウ &#34; と &#34; 32 ビット (浮動小数点) の結果 &#34; のチェック ボックスの両方がオンします。変更するルックアップ テーブル (LUT)、熱または選択の LUT イメージ メニューの下にあります。その他の適切なオプションの 図 4 を参照してください</li>。
			<li>調整明るさとコントラスト ダイアログ ボックス (画像 &#8594; 調整 &#8594; 明るさ/コントラスト) をクリックして、&#34; 設定 &#34; ボタン。セット最小表示値を 0、最大表示値比は、その最高のキャプチャ データは、通常 1.0-2.0 ( 図 5).</li>
		</ol>
		</li>
	</ol>
	</li>
</ol>

<ol>
	<li>Grillo-Hill, B. K., Choi, C., Jimenez-Vidal, M., Barber, D. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Increased+H++efflux+is+sufficient+to+induce+dysplasia+and+necessary+for+viability+with+oncogene+expression.">Increased H+ efflux is sufficient to induce dysplasia and necessary for viability with oncogene expression.</a> eLife. 03270, (2015).</li><li>Ulmschneider, B., Grillo-Hill, B. K., Benitez, M., Azimova, D. R., Barber, D. L., Nystul, T. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Increased+intracellular+pH+is+necessary+for+adult+epithelial+and+embryonic+stem+cell+differentiation.">Increased intracellular pH is necessary for adult epithelial and embryonic stem cell differentiation.</a> J. 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著者が明らかに何もありません。

ここでは、野生型組織内 FSC 系統の細胞のピピの測定法について述べる.このプロトコルを開発し、ショウジョウバエ卵巣組織のピピを勉強する最初を開始して以来、過去 5 年間で洗練されました。その間、プロトコルは、複数の捜査官当研究室と、少なくとも 4 つの異なる回転する円盤とレーザ走査型顕微鏡で正常に使用されています。当社独自の観測、ピピ増加卵胞細胞状態に pFC に幹細胞から FSC 系統の細胞が分化すると複数のこれらの複数の試験を示している両方の再現性、この生物学的現象が堅牢な方法論は、信頼性の高いです。しかし、我々 の経験でこれはマスターに挑戦的なプロシージャであります。すべてのステップで詳細と郭清、マウント、および手順を画像の急速な熟練度の高い実行に細心の注意が必要です。プロトコルに記載され、郭清と取り付け手順 10 分インキュベーションしますが、計 15 分を超えないようにする必要があり、イメージング手順は 45 分で完了する必要があります。理想的な条件の下で最大 14 h17の文化でショウジョウバエ卵巣小管を維持できるが、組織が標準曲線を生成するために使用 nigericin バッファーではるかに多く急速に死に始めることがわかった。私たちのガイドラインは、組織がまだよく健全かつ形態正常表示されたときのウィンドウ内にあるすべてのデータを収集できるを確認します。これは残していません、各ステップの多くの時間にもかかわらず、すべてが 1 つのステップから次に進む準備ができていることを確認する事前に計画することが重要です。2 人仕事一緒に、清には、マウントすると、次のステップの準備を一人他の人ながらステップを実行すると画像検査手順場合、実際には、はるかに効率的です。
ピピは、組織体外の温度やバッファー構成などイメージに必要な実験操作に敏感かもしれないので、このメソッドはピピの相対的な変化を識別するが最善です。プローブは、2 つの異なる蛍光タンパク質で構成されることを考えると、その蛍光特性のように量子収率、異なる種類の細胞で生活時間と折り畳み式のプロパティの影響が異なることがあります。したがって、nigericin バッファーの状態で治療のサンプルを含めるを使用してすべての試験でセル タイプごとに新しい較正曲線を生成するに不可欠です。追加ソースの可変性を最小限に抑えるため画像の中にすべての条件の整合性を保つを強調しました。Nigericin バッファーの状態のサンプルを準備し、炭酸バッファーの状態、すべてのサンプルの準備およびイメージの取得はできるだけ一貫性を持つべき時に、同じ日にする必要があります。ピピ測定は、mCherry の検出に影響するので実験の違い画像の比較に基づいており、イメージ セットの 1 つ以上の pHluorin がピピ見積もりの精度を低下するため、これは重要です。光電子増倍管 (共焦点走査型レーザーの場合) または露光時間 (回転のディスク共焦点の場合) や汚れたレンズのカメラに到達する光の量を減らすの電圧設定の変更などの要因が結果に影響を明確に.日常から異なる場合があります、また、結果に影響を与える可能性があります他のより微妙な要因の無数がある場合など、ハエが肥えて、ハエとどのくらいレーザーにされているイメージ作成前の時代。同じ日にすべての 3 つの条件をイメージングの準備しこれらの違いを最小限に抑え、従って最も一貫性のある結果が得られます。特に、毎回我々 は新しい顕微鏡に切り替えてまたは顕微鏡のコンポーネントをアップグレードした新しい機器の設定を再び最適化する必要があります。これはしばしば、個々 の測定値の平均値の変化の結果、機器の変更がピピ見積もりに最小限の影響を持っていた新しい較正曲線は、各試行で生成された、限り。さらに、関連の比較は、しばしば同じ組織 (例えばFsc、pFCs と卵胞細胞) 内であり、内部的には種類の異なる細胞の間に制御実験的変奏曲。
このプロトコルは、野生型組織のピピを測定に集中している、方法論は RNAi や UAS/Gal4 とモザイク解析を用いた遺伝子発現などの遺伝子発現を操作するための標準的なショウジョウバエ方法と互換性があります。以来、mCherry::pHluorin は、UA のプロモーターによって駆動される、RNAi や遺伝子、発現は必ず、MARCM18を使用してクローンのマーカーとしての mCherry::pHluorin とホモ接合体変異クローンを生成できます。上記の理由から、突然変異の遺伝子型を持つすべての試験と一緒にコントロールとして野生型組織を分析必要があります。最後に、ここで説明した原則は、他の組織と同様のピピを測定する mCherry::pHluorin の使用に適用できます。確かに、このプロトコルはショウジョウバエの目7のピピを測定する mCherry::pHluorin を使用するためのプロトコルから適応され、幼虫の脳における mCherry::pHluorin の画像に類似した方法論を使用しています。全体的にみて、ツールとここで説明する方法は、ピピ生体内で生きている、そのままの組織内の多くの多様な機能を調査する新たな機会を提供します。

最近の研究は、細胞分化と異生体内で1,2ピピの変化のための役割を明らかにしました。これらの研究は、細胞 1 つの段階から別への移行が変更されるが、そのファイは著しく分化、同じステージで同じ型のセルで一貫性のあるを発見します。いくつかのケースでピピで変更を部分的にブロック分化、ピピの変化は細胞の運命の変化の結果だけではないが、代わりにおそらく pH に敏感な調節に及ぼす影響を細胞の運命の変化を促進するのに役立ちます示唆を妨害します。タンパク質や分化に必要な化学反応。今後の研究には、ピピ動態の生体内でさまざまな役割にもっと洞察力を明らかにする可能性があります。しかし、生体内での分化時にピピを研究の課題の 1 つがピピの正確な測定を取得します。分化細胞の形態と遺伝子発現の変化などの他の機能とは異なりピピはセルが固定され、標準的な方法でグリセリンのセルに保存されていないの不安定な化学プロパティです。さらに、強調している細胞の安定や実験操作の結果として死んで、ピピはできません。したがって、ピピを測定するとき生きていると可能な限り健康細胞を保つために重要です。いくつかの重要な染料が生体内研究深くまたは均等に、彼らは組織を浸透しないので、場合は細胞文化3ではなく、多くのピピを測定、それらのためによく働くが適していないいる利用可能な正確な測定を提供するために十分な.
貧しい染料の浸透の問題を回避するために私たちと他の人は、遺伝的コード化プローブ、mCherry::pHluorin4,5,6、7セルで具体的に表すことができるを使用しています。興味とイメージで生体の種類。pHluorin は高い pKa と GFP のバリアント (~ 対 7.0 〜 4.0) を折るより容易により高い ph;だから pHluorin 分子の人口から放出される総蛍光強度は φ8の増加とともに増加します。重要なは、蛍光、ピピ値の正常細胞質範囲内で線形です。対照的に、mCherry の蛍光 (pKa 〜 4.5) ゾル性細胞質範囲内の pH の変化に敏感ではないです。これらの 2 つの記者が均等に存在している常にので、1 つのオープンリーディング フレームによって符号化される単一のキメラ蛋白質として一緒にリンク共有されます。したがって、mCherry の蛍光強度を 1p-169 比は、各セルにプローブ濃度に正規化されたファイの測定を提供します。比率は、知られている pH 値を平衡して組織から mCherry 比、pHluorin を取得することによって生成された標準的なカーブを使用して φ 値の推定値に変換できます。
ここでは、mCherry::pHluorin を使用してショウジョウバエ卵巣上皮の FSC 系統のピピを測定する方法をについて説明します。このよ特徴付けられた組織は、上皮の生物学、幹細胞の自己複製と分化9,10,11, 集団細胞遊走12 などのさまざまな側面をモデルに使用されています、および開発、細胞極性13,14の保守。卵胞上皮は、germarium15,16と呼ばれる構造に組織の前方の端にある 2 つの Fsc によって生成されます。これらの細胞が自己更新し、ニッチを再入力と FSC になるまたは 3 つの異なる卵胞細胞の種類のいずれかに分化する実行できる prefollicle 細胞 (pFCs) と呼ばれる子孫を生成する成人期に定期的に分割: 極細胞、茎細胞、または本体卵胞細胞。我々, 以前では野生型組織、ファイは、Pfc の 7.0 に Fsc の約 6.8 のピピから、卵胞細胞27.3 への分化の初期段階の間に着実に増加します。深刻な pFC 分化を損なう、 DNhe2の過剰発現によるピピの増加に対し原因軽度の過剰な分化の普遍的発現ナトリウム/プロトン交換、 DNhe2、RNAi ノックダウンでこの増加をブロック表現型。これらの調査結果は、ピピは初期の FSC 系統の維持安定、生体内で増減実験できることを示しています。ここで説明する方法は、野生型組織や RNAi ノックダウンまたは利子および有糸分裂のクローンの Gal4 を使用して過剰発現を含む突然変異体の組織の様々 な形のピピを測定する使用できます。

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>Fly Stocks</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>UAS-mCherry::pHluorin[1]</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>y1 w*;P{GawB}10930/CyO</td>
			<td>Bloomington Stock Center</td>
			<td>7023</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Act-Gal4 flipout stock</td>
			<td>Bloomington Stock Center</td>
			<td>4409</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Name</td>
			<td>Company</td>
			<td>Catalog Number</td>
			<td>Comments</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Chemicals for Buffer preparation</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NaCl</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>S5886</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>KCl</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>P-3911</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>glucose</td>
			<td>Mallinckrodt</td>
			<td>4912</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>HEPES</td>
			<td>Thermo Fisher Scientific</td>
			<td>BP310</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MgSO4</td>
			<td>Thermo Fisher Scientific</td>
			<td>M63</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CaCl2</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>C-5080</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>HCO3</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>S-5761</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MgCl2</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>M-9272</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NMDG+</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>M-2004</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>K2HPO4</td>
			<td>Mallinckrodt</td>
			<td>7088</td>
			<td>Use to Make KHPO4 pH 7.4</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>KH2PO4</td>
			<td>Thermo Fisher Scientific</td>
			<td>BP362</td>
			<td>Use to Make KHPO4 pH 7.4</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Concanavalin A, Alexa Fluor 647 Conjugate</td>
			<td>Thermo Fisher Scientific</td>
			<td>C21421</td>
			<td>0.25 mg/ml dilution</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nigericin</td>
			<td>Thermo Fisher Scientific</td>
			<td>N1495</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Name</td>
			<td>Company</td>
			<td>Catalog Number</td>
			<td>Comments</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dissection and mounting tools</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2 Dumont Inox forceps (Size 5)</td>
			<td>Thermo Fisher Scientific</td>
			<td>NC9473431</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2 23-gauge syringe needles</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>Z192457</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>9-well glass dissecting dish</td>
			<td>Thermo Fisher Scientific</td>
			<td>13-748B</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vacuum Grease</td>
			<td>Dow Corning</td>
			<td>1018817</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>22 X 40 mM glass coverslips</td>
			<td>Thermo Fisher Scientific</td>
			<td>12545C</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Round Glass Coverslips, 12mm diameter, 0.13-0.16mm thickness</td>
			<td>Ted Pella, Inc.</td>
			<td>26023</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>3-D mounting chamber</td>
			<td>custom manufactured</td>
			<td></td>
			<td>.stl and .ipt files for 3-D printer included as supplemental files</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Name</td>
			<td>Company</td>
			<td>Catalog Number</td>
			<td>Comments</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Other equipment</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>pH meter</td>
			<td>Thermo Fisher Scientific</td>
			<td>13-620-183A</td>
			<td>Model: Accumet AB15</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dissection microscope</td>
			<td>Olympus Corporation</td>
			<td>0H11436</td>
			<td>Model: SZ2-ST</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Confocal Microscope</td>
			<td>Leica Biosystems</td>
			<td></td>
			<td>SP5 or SP8 laser-scanning confocal microscope with a 40&#215; objective with a numerical aperture of 1.3</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

methods for imaging intracellular ph of the follicle stem cell lineage in live drosophila ovarian tissue

細胞内 pH (pHi) の変化は、代謝、増殖、分化など多くの細胞機能の調節に重要な役割を果たします。通常、ピピのダイナミクスは、測定やピピの実験操作に適している培養細胞で決定されます。ただし、新しいツールと方法論の最近の発展が可能そのままに、ライブの組織内のピピのダイナミクスを研究します。ショウジョウバエ研究の 1 つの重要な開発だったピピ バイオ センサーを運ぶ遺伝子組換えラインの世代 mCherry::pHluorin。ここでは、我々 は mCherry::pHluorin 遺伝子の野生型の行数で卵胞上皮幹細胞 (FSC) 系統のピピを測定するイメージング ライブショウジョウバエ卵巣小管に頻繁に使用されるプロトコルについて述べるただし、ここで説明する方法は翅原基と眼の上皮を含む他の組織のために容易に適応することができます。ライブ イメージング、および集録および解析ピピ値を取得する画像中の卵巣組織の維持 FSC 系統 mCherry::pHluorin を表現するための手法について述べる。

ここでいくつかの手順を含む卵胞上皮のピピを計測するプロセスを説明しました。まず、卵巣は解剖や実装のためのツールを使用して適切な遺伝子 (図 1) のハエから解剖しました。卵巣小管が定量的蛍光顕微鏡を使ってイメージ化して、ピピの測定画像を分析します。各イメージ セクション 3.1 (図 2) で説明されているように興味の細胞の種類が特定されます。GFP と mCherry チャンネルの蛍光強度の比は、セクション 3.2 で説明したように標準曲線 (図 3 a) を使用してファイ値に変換されます。このメソッドを使用して、初期 FSC の系統、Fsc、6.8 から 7.0 prefollicle セル、卵胞細胞 (図 3 b) の 7.3 の分化とそのピピの増加がわかった。図 3 bのように、各セル型の φ 値を表すことができますまたは pseudocolored の顕微鏡写真と pHluorin の mCherry 比の違いを示しています (図 4および図 5)。これらの画像で mCherry 比、pHluorin の違いは、LUT によって定義されている色の違いとして表示されます。データのほとんどを代表するイメージを生成する、LUT と色の範囲の最大値と最小値を選択することが重要です。一般的には、LUT および範囲設定の選択はイメージには存在しない違いの外観を与えない、Lut のあまり適して選択はピピ差顕微鏡写真 (図 5) に存在をぼやける場合があります。
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56316/56316fig1.jpg"> 
図 1: 郭清と取付のショウジョウバエ卵巣小管用材。(A) 画像表示: (1) マニキュア;(グリース; を適用するために使用 2) 真空グリースとビーカーとピペット チップ(3) 23 ゲージ注射針がある;(4) ・ デュモン Inox 鉗子、サイズ 5;(5) 3 D 印刷取付商工会議所;(6) 40 × 22 mM ガラス coverslips;(7) ラウンド ガラス Coverslips、12 mm 径 0.13 0.16 mm 厚さ;(8) 9 よくガラスを解剖皿。(B) A 3 D 印刷取付チャンバーのクローズ アップ画像。(C) 図は野生型卵巣の解剖のペアを示しています。(D) 画像表示良く分離卵巣小管。切り裂かれた卵巣の 3 D の部屋の A (E) 画像は丸いガラス coverslip の下にマウント。黒のドットは、場所のラウンド coverslip を保持する爪のポーランド語の滴です。取り付け後ラウンドの下に切り裂かれた卵巣小管のイメージ (F) ガラス基板。ブラック ボックスは、単一の切り裂かれた小管と画像の領域を示します。スケール バーを表す約 500 μ m.<a href="//ecsource-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/56316/56316fig1large.jpg" target="_blank">この図の拡大版を表示するのにはここをクリックしてください</a>。
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56316/56316fig2.jpg"> 
図 2: Fsc、pFCs、卵胞細胞が識別します。UA mCherry::pHluorin 10930 Gal4 と germaria の 2 つの例は Concanavilin A とステンド グラス卵胞細胞、pFC、FSC のアウトライン投資収益率は、各画像に表示されます。PHluorin と mCherry のチャンネルの平均蛍光強度は、mCherry 比に pHluorin を計算するため使用されます。スケール バーを表す約 10 μ m<a href="//ecsource-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/56316/56316fig2large.jpg" target="_blank">この図の拡大版を表示するにはここをクリックしてください。</a> 。
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56316/56316fig3.jpg"> 
図 3: ピピが FSC の系統分化中増加します。Ulmschneiderらの代表的な結果2表示: pH 値 pHluorin から mCherry 比率を計算するために使用 (A) 典型的な線形回帰曲線Fsc、pFCs、卵胞細胞の 95% 信頼区間を計算されるファイ (B) 値。この図は、Ulmschneiderらからの許可後適応されています。2.<a href="//ecsource-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/56316/56316fig3large.jpg" target="_blank">この図の拡大版を表示するのにはここをクリックしてください</a>。
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56316/56316fig4.jpg"> 
図 4: pseudocolored レシオ メトリック イメージを生成するフィジーを使用します。(A) 画像の背景減算処理の各ステップの結果を示します。背景下強度値を持つピクセルは除外されますので、限界値を設定するのには、まず未処理の画像 (左のパネル) を皮切りに。しきい値の上限値は最大に設定されています。フィジーが除外されたピクセルに青の色、青色の背景と明確に表示されている germarium (中間パネル) イメージが表示されます。メモこの手順は省略可能です。2 番目のステップは、ROI の信号 (中央のパネルの赤い四角) 測定平均蛍光強度なし画像の部分で投資収益率を描画して、背景の全体画像から減算減算 (右側パネル) の画像です。3 番目のステップは、pHluorin チャンネル mCherry チャンネルのイメージで画像を分割するイメージ計算関数を使用することです。グレーのルックアップ テーブルで表示されるイメージとなり、イメージ表示値設定イメージのビット深度によって提供される全体の動的な範囲を対象とします。最後のステップより適切な範囲に画像表示設定を調整し、ルックアップ テーブルを選択することです。(B) 最小値と画像計算の結果を示すサンプル画像表示値 0 および 4 つの別の参照テーブルを使用して 2.5 に設定最大表示値に設定します。各画像の横にある四角形は、動的範囲にわたって各ルックアップ テーブルに使用する色を示しています。ヒロ、16 色、および熱の明瞭な色を 0 または最大値 (例えばヒロには、それぞれ、赤と青) の輝度値を持つピクセルに使用する注意してください。これは信号がダイナミック レンジ内にあるを参照してくださいので、ダイナミック レンジの限界の簡単な視覚参照を提供します。(C) スクリーン ショット ImageJ にファイルをインポートするときに選択したオプションを示すバイオ形式インポート プラグインを使用しますスケール バーを表す 10 μ m.<a href="//ecsource-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/56316/56316fig4large.jpg" target="_blank">この図の拡大版を表示するにはここをクリックしてください。</a> 。
小娘 ="jove_content"fo:keep-together.within-ページ =「1」><img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56316/56316fig5.jpg"> 
図 5: イメージの pseudocolored レシオ メトリック画像の表示値を設定します。最小値と最大のイメージ表示値、重炭酸塩の条件および nigericin の両方の条件からの画像の信号が動的範囲内で設定してください。このポイントを示すためには、4 つの別の画像表示設定 (0 0.5、0-1、0-2.5、および 0-5) 3 つの条件のそれぞれから 2 つの画像のとおり熱ルックアップ テーブルを使用して。すべての 3 つの実験条件において、0.5 を表示する最大値に設定して、画像を表示した場合、信号の多くは比色スケールの最大値に近い、5.0 に設定すると、信号の多くは、色の最小値に近いお知らせimetric スケール。これらのケースの両方で、組織全体で mCherry 比、pHluorin の違いことはできません簡単に高く評価されるこれらの設定は、理想的ではありませんので。対照的に、1.0 または 2.5 の最大表示値は、はるかに適しています。これらの設定は、組織全体での比率の違いは簡単に理解できると比色スケールのダイナミック レンジ内にある色ですべての 3 つの実験条件から画像信号が表示されます。スケール バーを表す約 10 μ m<a href="//ecsource-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/56316/56316fig5large.jpg" target="_blank">この図の拡大版を表示するにはここをクリックしてください。</a> 。

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Methods for Imaging Intracellular pH of the Follicle Stem Cell Lineage in Live Drosophila Ovarian Tissue

ライブショウジョウバエ卵巣組織の卵胞幹細胞系列のイメージング細胞内 pH の方法

ライブショウジョウバエ卵巣組織の上皮幹細胞系列の細胞内 pH のイメージングのためのプロトコルを提供します。定量的蛍光イメージングを用いたバイオ センサー pH センサー、mCherry::pHluorin、イメージを表現する遺伝子組換えハエを生成し、標準曲線を生成 pH 値に変換する蛍光強度の方法について述べる。

Changes in intracellular pH (pHi) play important roles in the regulation of many cellular functions, including metabolism, proliferation, and ...

methods-for-imaging-intracellular-ph-follicle-stem-cell-lineage-live

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Developmental Biology

Methods for Imaging Intracellular pH of the Follicle Stem Cell Lineage in Live Drosophila Ovarian Tissue

6.8K ビュー.  University of California, San Francisco. ライブショウジョウバエ卵巣組織の上皮幹細胞系列の細胞内 pH のイメージングのためのプロトコルを提供します。定量的蛍光イメージングを用いたバイオ センサー pH センサー、mCherry::pHluorin、イメージを表現する遺伝子組換えハエを生成し、標準曲線を生成 pH 値に変換する蛍光強度の方法について述べる。

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Live-imaging of the Drosophila Pupal Eye

Inherent processes of Drosophila pupal development can shift and distort the eye epithelium in ways that make individual cell behavior difficult to track during live cell imaging. These processes include: retinal rotation, cell growth and organismal movement. Additionally, irregularities in the topology of the epithelium, including subtle bumps and folds often introduced as the pupa is prepared for imaging, make it challenging to acquire in-focus images of more than a few ommatidia in a single focal plane. The workflow outlined here remedies these issues, allowing easy analysis of cellular processes during Drosophila pupal eye development. Appropriately-staged pupae are arranged in an imaging rig that can be easily assembled in most laboratories. Ubiquitin-DE-Cadherin:GFP and GMR-GAL4&#8211;driven UAS-&#945;-catenin:GFP are used to visualize cell boundaries in the eye epithelium 1-3. After deconvolution is applied to fluorescent images captured at multiple focal planes, maximum projection images are generated for each time point and enhanced using image editing software. Alignment algorithms are used to quickly stabilize superfluous motion, making individual cell behavior easier to track.

Live-imaging of the Drosophila Pupal Eye

This protocol presents an efficient method for imaging the live Drosophila pupal eye neuroepithelium. This method compensates for tissue movement and uneven topology, enhances visualization of cell boundaries through the use of multiple GFP-tagged junction proteins, and uses an easily-assembled imaging rig.

のライブイメージング<em&gt;ショウジョウバエ</em&gt;蛹アイ

Inherent processes of Drosophila pupal development can shift and distort the eye epithelium in ways that make individual cell behavior difficult to track ...

発生生物学

Assaying Blood Cell Populations of the Drosophila melanogaster Larva

In vertebrates, hematopoiesis is regulated by inductive microenvironments (niches). Likewise, in the invertebrate model organism&#160;Drosophila melanogaster, inductive microenvironments known as larval Hematopoietic Pockets (HPs) have been identified as anatomical sites for the development and regulation of blood cells (hemocytes), in particular of the self-renewing macrophage lineage.&#160;HPs are segmentally repeated pockets between the epidermis and muscle layers of the larva, which also comprise sensory neurons of the peripheral nervous system. In the larva, resident (sessile) hemocytes are exposed to anti-apoptotic, adhesive and proliferative cues from these sensory neurons and potentially other components of the HPs, such as the lining muscle and epithelial layers. During normal development, gradual release of resident hemocytes from the HPs fuels the population of circulating hemocytes, which culminates in the release of most of the resident hemocytes at the beginning of metamorphosis. Immune assaults, physical injury or mechanical disturbance trigger the premature release of resident hemocytes into circulation. The switch of larval hemocytes between resident locations and circulation raises the need for a common standard/procedure to selectively isolate and quantify these two populations of blood cells from single Drosophila larvae. Accordingly, this protocol describes an automated method to release and quantify the resident and circulating hemocytes from single larvae. The method facilitates ex vivo approaches, and may be adapted to serve a variety of developmental stages of Drosophila and other invertebrate organisms.

Assaying Blood Cell Populations of the Drosophila melanogaster Larva

Drosophila blood cells, or hemocytes, cycle between resident sites and circulation. In the larva, resident (sessile) hemocytes localize to inductive microenvironments, the Hematopoietic Pockets, while circulating hemocytes move freely in the hemolymph. The goal of this protocol is the standardized isolation and quantification of these two, behaviorally distinct but interchanging, hemocyte populations.

の血液細胞集団のアッセイ<em&gt;キイロショウジョウバエ</em&gt;幼虫

In vertebrates, hematopoiesis is regulated by inductive microenvironments (niches). Likewise, in the invertebrate model organism&#160;Drosophila ...

Bioengineering of Humanized Bone Marrow Microenvironments in Mouse and Their Visualization by Live Imaging

Human hematopoietic stem cells (HSCs) reside in the bone marrow (BM) niche, an intricate, multifactorial network of components producing cytokines, growth factors, and extracellular matrix. The ability of HSCs to remain quiescent, self-renew or differentiate, and acquire mutations and become malignant depends upon the complex interactions they establish with different stromal components. To observe the crosstalk between human HSCs and the human BM niche in physiological and pathological conditions, we designed a protocol to ectopically model and image a humanized BM niche in immunodeficient mice. We show that the use of different cellular components allows for the formation of humanized structures and the opportunity to sustain long-term human hematopoietic engraftment. Using two-photon microscopy, we can live-image these structures in situ at the single-cell resolution, providing a powerful new tool for the functional characterization of the human BM microenvironment and its role in regulating normal and malignant hematopoiesis.

A method to create and live-image different humanized bone-marrow niches in mice is presented. Based on the supportive niche created by human mesenchymal cells, the addition of human endothelial cells induces the formation of human vessels, while the addition of rhBMP-2 induces the formation of human-mouse chimeric mature bone tissue.

マウスにおけるヒト化骨髄微小環境のバイオエンジニアリングとライブイメージングによるそれらの可視化

Human hematopoietic stem cells (HSCs) reside in the bone marrow (BM) niche, an intricate, multifactorial network of components producing cytokines, growth ...

In Vitro Ovule Cultivation for Live-cell Imaging of Zygote Polarization and Embryo Patterning in Arabidopsis thaliana

In most flowering plants, the zygote and embryo are hidden deep in the mother tissue, and thus it has long been a mystery of how they develop dynamically; for example, how the zygote polarizes to establish the body axis and how the embryo specifies various cell fates during organ formation. This manuscript describes an in vitro ovule culture method to perform live-cell imaging of developing zygotes and embryos of Arabidopsis thaliana. The optimized cultivation medium allows zygotes or early embryos to grow into fertile plants. By combining it with a poly(dimethylsiloxane) (PDMS) micropillar array device, the ovule is held in the liquid medium in the same position. This fixation is crucial to observe the same ovule under a microscope for several days from the zygotic division to the late embryo stage. The resulting live-cell imaging can be used to monitor the real-time dynamics of zygote polarization, such as nuclear migration and cytoskeleton rearrangement, and also the cell division timing and cell fate specification during embryo patterning. Furthermore, this ovule cultivation system can be combined with inhibitor treatments to analyze the effects of various factors on embryo development, and with optical manipulations such as laser disruption to examine the role of cell-cell communication.

In Vitro Ovule Cultivation for Live-cell Imaging of Zygote Polarization and Embryo Patterning in Arabidopsis thaliana

This manuscript describes an in vitro ovule cultivation method that enables live-cell imaging of Arabidopsis zygotes and embryos. This method is utilized to visualize the intracellular dynamics during zygote polarization and the cell fate specification in developing embryos.

体外受精卵の Live 細胞イメージング偏光とシロイヌナズナの胚パターン形成の胚珠培養

In most flowering plants, the zygote and embryo are hidden deep in the mother tissue, and thus it has long been a mystery of how they develop dynamically; ...

Live Imaging of Mouse Secondary Palate Fusion

The fusion of the secondary palatal shelves to form the intact secondary palate is a key process in mammalian development and its disruption can lead to cleft secondary palate, a common congenital anomaly in humans. Secondary palate fusion has been extensively studied leading to several proposed cellular mechanisms that may mediate this process. However, these studies have been mostly performed on fixed embryonic tissues at progressive timepoints during development or in fixed explant cultures analyzed at static timepoints. Static analysis is limited for the analysis of dynamic morphogenetic processes such a palate fusion and what types of dynamic cellular behaviors mediate palatal fusion is incompletely understood. Here we describe a protocol for live imaging of ex vivo secondary palate fusion in mouse embryos. To examine cellular behaviors of palate fusion, epithelial-specific Keratin14-cre was used to label palate epithelial cells in ROSA26-mTmGflox reporter embryos. To visualize filamentous actin, Lifeact-mRFPruby reporter mice were used. Live imaging of secondary palate fusion was performed by dissecting recently-adhered secondary palatal shelves of embryonic day (E) 14.5 stage embryos and culturing in agarose-containing media on a glass bottom dish to enable imaging with an inverted confocal microscope. Using this method, we have detected a variety of novel cellular behaviors during secondary palate fusion. An appreciation of how distinct cell behaviors are coordinated in space and time greatly contributes to our understanding of this dynamic morphogenetic process. This protocol can be applied to mutant mouse lines, or cultures treated with pharmacological inhibitors to further advance understanding of how secondary palate fusion is controlled.

Here, we present a protocol for live imaging of mouse secondary palate fusion using confocal microscopy. This protocol can be used in combination with a variety of fluorescent reporter mouse lines, and with pathway inhibitors for mechanistic insight. This protocol can be adapted for live imaging in other developmental systems.

マウス二次口蓋融合のライブイメージング

The fusion of the secondary palatal shelves to form the intact secondary palate is a key process in mammalian development and its disruption can lead to ...

Preparation of Drosophila Larval and Pupal Testes for Analysis of Cell Division in Live, Intact Tissue

Experimental analysis of cells dividing in living, intact tissues and organs is essential to our understanding of how cell division integrates with development, tissue homeostasis, and disease processes. Drosophila spermatocytes undergoing meiosis are ideal for this analysis because (1) whole Drosophila testes containing spermatocytes are relatively easy to prepare for microscopy, (2) the spermatocytes&#8217; large size makes them well suited for high resolution imaging, and (3) powerful Drosophila genetic tools can be integrated with in vivo analysis. Here, we present a readily accessible protocol for the preparation of whole testes from Drosophila third instar larvae and early pupae. We describe how to identify meiotic spermatocytes in prepared whole testes and how to image them live by time-lapse microscopy. Protocols for fixation and immunostaining whole testes are also provided. The use of larval testes has several advantages over available protocols that use adult testes for spermatocyte analysis. Most importantly, larval testes are smaller and less crowded with cells than adult testes, and this greatly facilitates high resolution imaging of spermatocytes. To demonstrate these advantages and the applications of the protocols, we present results showing the redistribution of the endoplasmic reticulum with respect to spindle microtubules during cell division in a single spermatocyte imaged by time-lapse confocal microscopy. The protocols can be combined with expression of any number of fluorescently tagged proteins or organelle markers, as well as gene mutations and other genetic tools, making this approach especially powerful for analysis of cell division mechanisms in the physiological context of whole tissues and organs.

Preparation of Drosophila Larval and Pupal Testes for Analysis of Cell Division in Live, Intact Tissue

The goal of this protocol is to analyze cell division in intact tissue by live and fixed cell microscopy using Drosophila meiotic spermatocytes. The protocol demonstrates how to isolate whole, intact testes from Drosophila larvae and early pupae, and how to process and mount them for microscopy.

生きた無傷組織における細胞分裂解析のためのショウジョウバエ・ラーバルとプパル精巣の調製

Experimental analysis of cells dividing in living, intact tissues and organs is essential to our understanding of how cell division integrates with ...

Imaging Intranuclear Actin Rods in Live Heat Stressed Drosophila Embryos

The purpose of this protocol is to visualize intranuclear actin rods that assemble in live Drosophila melanogaster embryos following heat stress. Actin rods are a hallmark of a conserved, inducible Actin Stress Response (ASR) that accompanies human pathologies, including neurodegenerative disease. Previously, we showed that the ASR contributes to morphogenesis failures and reduced viability of developing embryos. This protocol allows the continued study of mechanisms underlying actin rod assembly and the ASR in a model system that is highly amenable to imaging, genetics and biochemistry. Embryos are collected and mounted on a coverslip to prepare them for injection. Rhodamine-conjugated globular actin (G-actinRed) is diluted and loaded into a microneedle. A single injection is made into the center of each embryo. After injection, embryos are incubated at elevated temperature and intranuclear actin rods are then visualized by confocal microscopy. Fluorescence recovery after photobleaching (FRAP) experiments may be performed on the actin rods; and other actin-rich structures in the cytoplasm can also be imaged. We find that G-actinRed polymerizes like endogenous G-actin and does not, on its own, interfere with normal embryo development. One limitation of this protocol is that care must be taken during injection to avoid serious injury to the embryo. However, with practice, injecting G-actinRed into Drosophila embryos is a fast and reliable way to visualize actin rods and can easily be used with flies of any genotype or with the introduction of other cellular stresses, including hypoxia and oxidative stress.

Imaging Intranuclear Actin Rods in Live Heat Stressed Drosophila Embryos

The goal of this protocol is to inject Rhodamine-conjugated globular actin into Drosophila embryos and image intranuclear actin rod assembly following heat stress.

ライブ熱ストレスショ ウジョウバエ 胚における核内アクチンロッドのイメージング

The purpose of this protocol is to visualize intranuclear actin rods that assemble in live Drosophila melanogaster embryos following heat stress. Actin ...

Dissection and Live-Imaging of the Late Embryonic Drosophila Gonad

The Drosophila melanogaster male embryonic gonad is an advantageous model to study various aspects of developmental biology including, but not limited to, germ cell development, piRNA biology, and niche formation. Here, we present a dissection technique to live-image the gonad ex vivo during a period when in vivo live-imaging is highly ineffective. This protocol outlines how to transfer embryos to an imaging dish, choose appropriately-staged male embryos, and dissect the gonad from its surrounding tissue while still maintaining its structural integrity. Following dissection, gonads can be imaged using a confocal microscope to visualize dynamic cellular processes. The dissection procedure requires precise timing and dexterity, but we provide insight on how to prevent common mistakes and how to overcome these challenges. To our knowledge this is the first dissection protocol for the Drosophila embryonic gonad, and will permit live-imaging during an otherwise inaccessible window of time. This technique can be combined with pharmacological or cell-type specific transgenic manipulations to study any dynamic processes occurring within or between the&#160;cells in their natural gonadal environment.

Dissection and Live-Imaging of the Late Embryonic Drosophila Gonad

Here, we provide a dissection protocol required to live-image the late embryonic Drosophila male gonad. This protocol will permit observation of dynamic cellular processes under normal conditions or after transgenic or pharmacological manipulation.

後期胚 性ショウジョウバエ生殖腺 の解剖とライブイメージング

The Drosophila melanogaster male embryonic gonad is an advantageous model to study various aspects of developmental biology including, but not limited to, ...

Applications of Immobilization of Drosophila Tissues with Fibrin Clots for Live Imaging

Drosophila is an important model system to study a vast range of biological questions. Various organs and tissues from different developmental stages of the fly such as imaginal discs, the larval brain or egg chambers of adult females or the adult intestine can be extracted and kept in culture for imaging with time-lapse microscopy, providing valuable insights into cell and developmental biology. Here, we describe in detail our current protocol for the dissection of Drosophila larval brains, and then present our current approach for immobilizing and orienting larval brains and other tissues on a glass coverslip using Fibrin clots. This immobilization method only requires the addition of Fibrinogen and Thrombin to the culture medium. It is suitable for high-resolution time lapse imaging on inverted microscopes of multiple samples in the same culture dish, minimizes the lateral drifting frequently caused by movements of the microscope stage in multi-point visiting microscopy and allows for the addition and removal of reagents during the course of imaging. We also present custom-made macros that we routinely use to correct for drifting and to extract and process specific quantitative information from time-lapse analysis.

Applications of Immobilization of Drosophila Tissues with Fibrin Clots for Live Imaging

This protocol describes applications of sample immobilization using Fibrin clots, limiting drifting, and allowing the addition and washout of reagents during live imaging. Samples are transferred to a drop of Fibrinogen containing culture medium on the surface of a coverslip, after which polymerization is induced by adding thrombin.

ライブイメージングのためのフィブリン・クロッツによる ショウジョウバエ 組織固定化の応用

Drosophila is an important model system to study a vast range of biological questions. Various organs and tissues from different developmental stages of ...

Isolation of Rat Adipose Tissue Mesenchymal Stem Cells for Differentiation into Insulin-producing Cells

Mesenchymal stem cells (MSCs)-especially those isolated from adipose tissue (Ad-MSCs)-have gained special attention as a renewable, abundant source of stem cells that does not pose any ethical concerns. However, current methods to isolate Ad-MSCs are not standardized and employ complicated protocols that require special equipment. We isolated Ad-MSCs from the epididymal fat of Sprague-Dawley rats using a simple, reproducible method. The isolated Ad-MSCs usually appear within 3 days post isolation, as adherent cells display fibroblastic morphology. Those cells reach 80% confluency within 1 week of isolation. Afterward, at passage 3-5 (P3-5), a full characterization was carried out for the isolated Ad-MSCs by immunophenotyping for characteristic MSC cluster of differentiation (CD) surface markers such as CD90, CD73, and CD105, as well as inducing differentiation of these cells down the osteogenic, adipogenic, and chondrogenic lineages. This, in turn, implies the multipotency of the isolated cells. Furthermore, we induced the differentiation of the isolated Ad-MSCs toward the insulin-producing cells (IPCs) lineage via a simple, relatively short protocol by incorporating high glucose Dulbecco&#39;s modified Eagle medium (HG-DMEM), &#946;-mercaptoethanol, nicotinamide, and exendin-4. IPCs differentiation was genetically assessed, firstly, via measuring the expression levels of specific &#946;-cell markers such as MafA, NKX6.1, Pdx-1, and Ins1, as well as dithizone staining for the generated IPCs. Secondly, the assessment was also carried out functionally by a glucose-stimulated insulin secretion (GSIS) assay. In conclusion, Ad-MSCs can be easily isolated, exhibiting all MSC characterization criteria, and they can indeed provide an abundant, renewable source of IPCs in the lab for diabetes research.

Adipose tissue-derived mesenchymal stem cells (Ad-MSCs) can be a potential source of MSCs that differentiate into insulin-producing cells (IPCs). In this protocol, we provide detailed steps for the isolation and characterization of rat epididymal Ad-MSCs, followed by a simple, short protocol for the generation of IPCs from the same rat Ad-MSCs.

インスリン産生細胞への分化のためのラット脂肪組織間葉系幹細胞の単離

Mesenchymal stem cells (MSCs)-especially those isolated from adipose tissue (Ad-MSCs)-have gained special attention as a renewable, abundant source of ...