This research was supported by Basic Science Research Program through the NRF funded by the Ministry of Education, Science and Technology (2010-0022362) and (2012R1A2A2A02046812).

倫理の声明： この実験は、慶北大学校施設内動物管理使用委員会によって承認され、実験動物の管理と使用（国立衛生研究所、1996）のための案内に従って行きました。実験後、動物は、二酸化炭素の安楽死の下で屠殺しました。 ラット用頭部固定バーの1デザイン注：この手順は、固定バー設計のための一般的なガイドラインです。寸法および材料についての変更は、動物やインプラントに応じて可能です。 CADソフトウェアを使用して、ヘッドの固定バーを設計する必要は推奨されないが。 <ol><li>固定バーを設計するためのCADソフトウェアを使用してください。 <ol><li>長方形（123×35×6ミリメートル）（ 図1A）の固定バーを設計します。固定バーの中央に、長方形のノッチ（ポート16×20ミリメートル）を行います。斜面やくぼみを追加whicHは、ポートの境界にガイドレール（ 図1A-A、 図1Bは -arrows）として機能します。 注：ポートの面積は開頭を通じて脳領域のほとんどに定位マニピュレータを使用して垂直方向のアクセスを可能にするために、脳の上にラットの頭蓋骨の推定矩形をカバーしていることを確認してください。 </li><li>固定バーの両側に2つの細長いアンカー穴とプレート（50×20×6 mm）を取り付けます。これらの穴は直径6mm（ 図1A-D）のネジを渡したことを確認してください。ロックフック（ 図1A-B）のためのポートの前に直径3mmの穴を作成します。 </li><li>箱が床（135×305ミリメートル）と側壁（305×76ミリメートル）を有することを確認します。 図1A（挿入図）に示すように、2つの直径6mmの穴をドリル。固定バー（ 図1A-E）に支持壁を追加します。 </li></ol></li><li>設計バーとボックスを製造し、としてシアノアクリレートを使用して、それらのそれぞれを組み立てます図1A（挿入図）に示します。直径6mmのネジを使用してボックスにバーを組み立てます。人間工学的な頭部固定（ 図1A、挿入図 ）は、バーのネジ位置を調整することによって、勾配を適用します。 注：マウスの​​場合、固定バーの寸法は、（厚さ2mmのアクリル板の二層からなる）60×20×4mmです。ポートは8 mmの幅（上部）および図1（c）に示すように 9×10 mmの（下側）の正方形です。アンカープレートは、ラットのと同じサイズです。ボックスプレートとサイドの壁はそれぞれ100×72ミリメートルと100×50ミリメートル、です。 </li></ol>移植手術中に2頭マウンター建設注意：歯科アクリル樹脂を扱うときは注意してください。液体は皮膚の炎症を引き起こす可能性があります。マスクを着用し、手袋を着用してください。換気の良い場所で作業してください。 <ol><li>手術前の準備<ol><li>しっかりと固定バー使用して、APのポートの境界をラップバーに適用されたアクリル樹脂の付着を防止するaraffin膜（ 図1B及び図2Aを参照）。コー​​トアクリル樹脂の薄層でパラフィンフィルムで覆われたポートの境界。 </li><li>滅菌手術器具を使用してください。完全に定位フレームとその周辺用いて70％のエチルアルコールを消毒します。 </li></ol></li><li>定位移植手術を行います<ol><li> 10 mlのケタミン（50 mg / mlで）、キシラジン塩酸1.5ミリリットル（23.32 mg / mlで）、および生理食塩水2.5ミリリットルのカクテル混合物（2ミリリットル/ kg）を腹腔内注射によって動物を麻酔。動物が完全に麻酔し、尾とつま先ピンチに応答しないことを確認してください。必要な場合に手術中に1ミリリットル/ kgでのカクテル混合物を注入します。 </li><li>定位固定装置に動物を修正。手術中の乾燥を防ぐために、目に眼軟膏を適用します。 70％エタノールで頭皮を剃るし、清掃してください。 2％のリドカインの皮下注射を与え、SCAを切開頭蓋骨の正中線に沿ってのlp。完全に骨膜を削り取ります。生理食塩水で数回すすいでください。 </li><li>頭蓋骨のリム付近にバリ穴加工を行います。硬膜の違反を防止するために、頭蓋骨の表面からインプラントのネジ（1ミリメートルの深さまで）4-5ターン。ネジ移植後頭蓋表面上CSFおよび血液のことを確認漏れを行いません。生理食塩水ですすぎ、空気パフを使用して、頭蓋骨の表面を乾燥、特にネジの周り。 </li><li> 「歯科用接着剤（スーパーボンドC＆B）」の薄層でコート頭蓋骨の表面。追加の電極注入が予定されている場合、完全にブレグマ含む頭蓋骨の表面を覆わないでください。開頭術座標をマークするためにブレグマを使用してください。インプラント電極および/またはマイクロドライブとその周りにアクリル樹脂を塗布することにより頭蓋骨​​に固定します。 </li><li>歯科用セメントの上に付加的なアクリル系樹脂を適用します。バーでコーティングされた樹脂のANとの間に十分なフィルアウトスペースを残すためにアクリル樹脂の適切な量を使用しますねじおよび/ ​​または電極（ 図2A）を固定する際の取り付け樹脂を頭文字D。 </li></ol></li><li> 5mm以上頭蓋骨表面上置きヘッド固定バーと、その中心（ 図2A -left）を合わせます。 </li><li>頭蓋骨と初期の実装系樹脂のベースとの間の隙間にアクリル樹脂を適用します。 （ 図2A -center）。樹脂が硬くなるまで待ちます。 </li><li>耳バーを取り外し、固定バーポートから成形マウンタを引き出します。 （ 図2A右回転）。必要に応じて成形マウンタのエッジレールの周りに追加のアクリル樹脂を慎重に適用されます。 </li><li>滅菌生理食塩水で頭皮の傷の表面を洗浄します。手術直後抗生物質（エンロフロキサシン、5ミリグラム/ kgの皮下）と鎮痛剤（酒石酸ブトルファノール、2ミリグラム/ kgの皮下）注入します。ハウス個別に1ケージ内の動物。 </li></ol> 3.頭部固定に動物をHabituating 注：この手順のデ著者の経験的に成功した評価に基づい慣れスケジュールをスクライブ。ヘッド固定用慣れ手順の概要については、シュワルツの10または郭の11作品を参照してください。 <ol><li>動物への十分な回復期間（週またはそれ以上）を与えます。 1日目に、頻繁に分割短いセッションで動物を処理します。 </li><li>次の日（2日目）には、固定環境（ボックス）に動物を公開します。固定バーのポートに自分の頭マウンタを挿入しないでください。環境に慣れるために動物のままにしておきます。しっかり1〜2秒間、手を使ってヘッドマウンタを取得し、すぐにそれを解放。ハンドグラブ数回短期固定を繰り返します。 </li><li> 3日目、頭部固定に動物を慣らします。 <ol><li>ホームケージから動物を持参し、固定バーのポートに向かって頭を向けるボックスでそれらを決済します。ヘッドマウンタをつかみ、固定バーのポートに挿入します。 </li><li> （動物のマウンタをバインドゴムバンドを使用して、固定バーのロッキングフックの頭）。 5分間放置。 注：きしむ音、動物のストレスを増加苦労した動物をリードする、固定後の動物のトランクまたは尾に触れないでください。動物は1分以上に苦労し続けた場合、それを解放し、後で試してください。頭部固定にさらされるたびに、このステップから、動物は尿と糞排泄を示すが、これは徐々に慣れが進むにつれて減少します。 </li><li>ロックゴムバンドを取得し、ポートからマウンタを取り出します。バックホームケージに動物を入れて、報酬としてホームケージに穀物の一部またはヒマワリ種子を提供しています。次の試験は30分に開始されます。日以内3.4.4 5以上に3.4.1を繰り返します。 </li></ol></li><li> 7日目4日、プロトコル3.4で説明したように固定を頭ために動物を公開します。徐々に（10分、20分、30分、および馴化が進むにつれて50分）ヘッド固定の持続時間を増加させます。 注：動物が行うとなしtはそれがストレスの高レベルの徴候である可能性があり、食品の報酬を養います。定着時間を増加させないでください。動物は繰り返し苦労挙動を示す場合は、より長い期間のためにそれらを慣らします。 </li><li>毎日の動物の体重をチェックしてください。体重が減少している失敗慣れを考慮してください。成功慣れた後、頭部固定と行動のタスクに進みます。 注：成功慣れは、その後の行動訓練（ 図3EおよびF）を容易にします。 </li></ol>

<ol><li>Mayrhofer, J. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Novel+two-alternative+forced+choice+paradigm+for+bilateral+vibrotactile+whisker+frequency+discrimination+in+head-fixed+mice+and+rats%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurophysiol%22%5BJournal%5D)">Novel two-alternative forced choice paradigm for bilateral vibrotactile whisker frequency discrimination in head-fixed mice and rats.</a> J Neurophysiol. 109, 273-284 (2013).</li>
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<li>Osborne, J. E., Dudman, J. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((RIVETS%3A+a+mechanical+system+for+in+vivo+and+in+vitro+electrophysiology+and+imaging%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">RIVETS: a mechanical system for in vivo and in vitro electrophysiology and imaging.</a> PLoS One. 9, e89007(2014).</li>
</ol>

The authors have nothing to disclose.

This protocol demonstrates a simple and convenient head fixation method using materials at hand. For physically successful head fixation, the first critical steps during surgery is to rinse and dry the skull surface clearly before applying the dental adhesive resin cement. Second, this method does not uses screws implanting under temporal muscles and only depends on the screws on the skull, their perpendicular implantation against the surface of skull rim is crucial10. This reduces the possibility of accidental resin mounter separation from the skull, especially in rats.
The acrylic resin to build the head mounter is adhesive to the bar. We prevented this by covering the paraffin film over the port. However, this is an inconvenient procedure. One possible solution to improve this is to design the fixation bar with a metallic material. Furthermore, this should serve more stability in clamping than the acrylic bar by removing the gap occupied by the paraffin film. The described method might be inappropriate for brain imaging study because of small gap originated from paraffin film. This could also be resolved by metallic fixation bar or other method proposed elsewhere12.
One of benefits of this method is flexibility (or compatibility). Since the area of the port covers vertical access routes into nearly most of the brain areas. This indicates that experiment-specific head frame design is not required. Once the fixation bar is designed, it can be used without any modification. Also, this method is immediately applicable in general laboratory condition. The head fixation without metal head-posts is achieved by molding the acrylic resin which is available in general laboratory performing implantation surgery. Fixation procedure is convenient to investigators without using screws and plates assembly2,7,8.

頭部固定や頭の拘束は、剛性クランプ用の頭蓋骨上のフレームまたはプレートを取り付けることによって、動物の頭を固定化する技術です。技術は1-3目を覚まし動物および睡眠-覚醒サイクル 4の間juxtacellular標識のための神経記録の有無にかかわらず、正確な感覚刺激のための行動センシングを採用しています。また、 インビボでの脳イメージング5,6のために使用されます。今頭部固定技術は、神経科学と行動研究で一般的に使用されるツールです。 基本的には、従来の頭部固定は頭蓋骨6-8の上にメタルヘッド・ポストの外科用アタッチメントが必要です。添付ファイルは、その後、ヘッドの固定化の結果、静止プラットフォームにクランプされます。このような神経および/または光記録、脳回路の介入として覚醒した動物における神経生理学的研究は、脳イメージングは​​、歯科用アクリルを使用して移植手術を伴っています。そのため、それは、実験が必要であるときに、これらの実験室で頭部固定を実現するための簡単​​な作業です。フレームは軽量かつホームケージ内の動物の自然な行動を邪魔しない程度に小さくなるように設計する必要があります。静止プラットフォームにクランプする際にも機械的剛性を提供します。さらに、実験の目的に応じて、生体適合性を有しています。したがって、一般的な実験装置にかかる頭柱を設計し、製作することは技術的に困難です。 本研究では、新規な頭部固定方法は、金属ヘッドのポストを使用することなく、便利なクランプを介して機械的剛性を提供し、記載されています。この方法を用いることにより、ヘッドの固定は、移植手術は、通常、脳の研究のためにげっ歯類で行われる一般的な実験室の条件下で行うことができます。メタルヘッド・ポストはimplan中に行われたカスタムメイドの頭部固定バーと成形プロセスによって部分的に成形されたアクリル樹脂セメントに置き換えられますテーション手術。固定バーは、ニューラル記録プローブ、刺激電極として他のインプラント、との高い空間の互換性を提供します。また、それはネジ止めを除去することにより、固定プラットフォーム上の動物の頭をクランプする工程を簡素化します。私たちは前の行動の研究では、この方法を使用し、我々は、この方法は、実装が容易で実用的な実験9で便利であると結論しました。

<table><tbody><tr><td>Dental acrylic resin</td><td>Lang Dental Manufacturing</td><td>Ortho-Jet</td><td>to make molded mounter</td></tr><tr><td>Paraffin film</td><td>Bemis</td><td>Parafilm</td><td>to prevent adhesion of acrylic resin to the bar</td></tr><tr><td>Dental adhesive</td><td>Sun Medical</td><td>Super-Bond C&amp;amp;B</td><td>to bond between acrylic resin and skull</td></tr><tr><td>Plexglass or other acrylic plate</td><td></td><td></td><td>to make fixation bar and box platform</td></tr><tr><td>Cyanoacrylate</td><td></td><td></td><td>to bond acrylic plates</td></tr></tbody></table>

acrylic resin molding based head fixation technique in rodents

Head fixation is a technique of immobilizing animal's head by attaching a head-post on the skull for rigid clamping. Traditional head fixation requires surgical attachment of metallic frames on the skull. The attached frames are then clamped to a stationary platform resulting in immobilization of the head. However, metallic frames for head fixation have been technically difficult to design and implement in general laboratory environment. In this study, we provide a novel head fixation method. Using a custom-made head fixation bar, head mounter is constructed during implantation surgery. After the application of acrylic resin for affixing implants such as electrodes and cannula on the skull, additional resins applied on top of that to build a mold matching to the port of the fixation bar. The molded head mounter serves as a guide rails, investigators conveniently fixate the animal&#8217;s head by inserting the head mounter into the port of the fixation bar. This method could be easily applicable if implantation surgery using dental acrylics is necessary and might be useful for laboratories that cannot easily fabricate CNC machined metal head-posts.

このヘッドの固定方法は、ラットとマウスの両方に適用可能です。合計8匹のラットは、内側前脳束に電極を刺激する二国間の注入を受けました。それらのうち4については、カスタマイズされたタングステンワイヤ電極（マイクロドライブ）を追加的にM1前肢領域（ 図2C）に移植しました。マウスについて（N = 2）は、4つのステンレス鋼ワイヤ電極を、前頭/後頭部皮質領域に移植しました。手術からの回復後にプロトコル部2で説明するように手術中、ヘッドマウンタは、ラットとマウスの両方で頭部固定用に成形した、彼らは慣れまたは行動のタスクのいずれかのヘッド固定の日々のセッションに暴露しました。成形ヘッドマウンタは実験終了（40.5±1.73（平均±SD）ラットおよび81±5.66日間（手術後のマウスのためにSD）日平均値±）を介して滞在しました。ラットは、行動タスクの間に40〜60分の頭部固定毎日暴露しました。マウスがあることの40分に毎日20暴露しましたhaviorタスク。 これまで我々は、頭部固定の下でレバーを押すとプルラットを訓練するためにこの技術を使用していました。報酬は内側前脳束の直接電気刺激しました。それは誇張された運動行動を誘発するが、頭部固定はしっかりと偶発マウンタ分離せずに維持しました。 馴化後、固定バーのポートにヘッドマウンタをドッキングは、フックにゴムバンドをロックすることによって、数秒で完了しました。第1ヘッド固定に導入すると、動物はそのような場所で実行されているような行動を苦労して提示し、自分の足（ 図3AおよびB）をまっすぐ。しかし、そのような行動は慣れて減少しました。成功慣れは頭が（ 図3CおよびD）固定しながら、動物がこれ以上苦労挙動を示さないことが確認できます。 <img alt="図1" src="/files/ftp_upload/53064/53064fig1.jpg" /> ヘッド固定バーの図1.デザイン。 （A）頭部固定バーのコンポーネント名。 a）ポート。 b）のフックをロックします。 c）の固定バー本体と、 d）の穴を固定します。 e）の壁をサポートします。 f）のアンカープレート。固定ボックスの設計は、挿入図に示されています。側壁の二つの穴は、人間工学的に固定棒を位置決めするために使用されます。 （B）のラットのために設計され頭部固定バーの斜視図。黒矢印は、パラフィンフィルムをカバーするの境界を示しています。 （C）マウスにおける頭部固定用のポートのデザイン。 （盧ら 9の図1から変更された） <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/53064/53064fig1large.jpg" target="_blank">この図の拡大版をご覧になるにはこちらをクリックしてください。</a> <img alt="図2" src="/files/ftp_upload/53064/53064fig2.jpg" /> 手術中マウンタ成形の2構築図。 （A）評論<html>アルは、ヘッドマウンタを成形する手順。 （左）ネジ（黒のT形状）が頭蓋骨（グレー）面に垂直に注入されるべきです。歯科用接着性レジンセメント（緑）の薄層は、ネジと頭蓋骨の表面を覆っています。実験目的に応じて注入した後、（センター）は、追加のアクリル系樹脂（オレンジ色）が頭蓋骨表面のポートと、ベース樹脂にコーティングされた初期の樹脂との間の隙間に充填し、ヘッドマウンタの一部となるされています。追加されたアクリル系樹脂は、ハード設定されている（右）した後、ヘッドマウンタは、ポートからスライドさせて解除することができます。黒い実線は、パラフィンフィルムを示しています。 （ ら盧図1から変更された。9）（B）を構築ヘッドマウンタラットにおける（A-センターの工程の後に）放出するための準備ができています。 （CD）は、ヘッドマウンタとしてアクリル樹脂を成形しました。手術後、まだ麻酔下で、動物を固定バーから解放されます。黒矢印は、ポートの形状に一致するガイドレ​​ールを示しています。<html> PS：//www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/53064/53064fig2large.jpg「ターゲット= &quot;_空白&quot;&gt;この図の拡大版をご覧になるにはこちらをクリックしてください。 <img alt="図3" src="/files/ftp_upload/53064/53064fig3.jpg" /> 図3.ラットとマウスをヘッドが固定されました。 動物を最初に固定し頭にさらされているとき（AB）は、彼らが行動を苦労して放出します。馴化が進むにつれて（CD）は、動物はあまり苦労挙動を示し、通常は、固定プラットフォームの床に座ります。成功したから行動タスク性能（E）及び（ ら盧図3から変更された。9）頭部固定環境の失敗（F）馴化の（EF）結果。リワード番号は（目的を成形するための）自由および偶発レバープルの両方を包含する。両方のセッションでは、十分に慣れたラットのみ偶発レバーによる非偶発的な動作から引く報わとパフォーマンスの低下を示しています。= &quot;https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/53064/53064fig3large.jpg&quot;ターゲット= &quot;_空白&quot;&gt;この図の拡大版をご覧になるにはこちらをクリックしてください。

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Acrylic Resin Molding Based Head Fixation Technique in Rodents

Traditional head fixation techniques have used metallic frames attached on the skull as an interface for head fixation apparatus. This protocol demonstrates a frameless, acrylic resin molding based head fixation technique for behavioral tasks in rodents.

げっ歯類でのアクリル樹脂成形ベースヘッド固定法

Head fixation is a technique of immobilizing animal's head by attaching a head-post on the skull for rigid clamping. Traditional head fixation requires ...

acrylic-resin-molding-based-head-fixation-technique-in-rodents

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Neuroscience

11.7K ビュー.  Kyungpook National University. Traditional head fixation techniques have used metallic frames attached on the skull as an interface for head fixation apparatus. This protocol demonstrates a frameless, acrylic resin molding based head fixation technique for behavioral tasks in rodents.

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Application of Light-cured Dental Adhesive Resin for Mounting Electrodes or Microdialysis Probes in Chronic Experiments

In chronic recording experiments, self-curing dental acrylic resins have been used as a mounting base of electrodes or microdialysis-probes. Since these acrylics do not bond to the bone, screws have been used as anchors. However, in small experimental animals like finches or mouse, their craniums are very fragile and can not successfully hold the anchors. In this report, we propose a new application of light-curing dental resins for mounting base of electrodes or microdialysis probes in chronic experiments. This material allows direct bonding to the cranium. Therefore, anchor screws are not required and surgical field can be reduced considerably. Past experiences show that the bonding effect maintains more than 2 months. Conventional resin's window of time when the materials are pliable and workable is a few minutes. However, the window of working time for these dental adhesives is significantly wider and adjustable.

In this report, we propose a new application of light-curing dental resins for mounting base of electrodes or microdialysis probes in chronic experiments. This material allows direct bonding to the cranium.

慢性実験における実装電極やマイクロダイアリシスプローブ用光重合型歯科用接着性レジンの応用

In chronic recording experiments, self-curing dental acrylic resins have been used as a mounting base of electrodes or microdialysis-probes. Since these ...

生物学

A Polished and Reinforced Thinned-skull Window for Long-term Imaging of the Mouse Brain

In vivo imaging of cortical function requires optical access to the brain without disruption of the intracranial environment. We present a method to form a polished and reinforced thinned skull (PoRTS) window in the mouse skull that spans several millimeters in diameter and is stable for months. The skull is thinned to 10 to 15 &mu;m in thickness with a hand held drill to achieve optical clarity, and is then overlaid with cyanoacrylate glue and a cover glass to: 1) provide rigidity, 2) inhibit bone regrowth and 3) reduce light scattering from irregularities on the bone surface. Since the skull is not breached, any inflammation that could affect the process being studied is greatly reduced. Imaging depths of up to 250 &mu;m below the cortical surface can be achieved using two-photon laser scanning microscopy. This window is well suited to study cerebral blood flow and cellular function in both anesthetized and awake preparations. It further offers the opportunity to manipulate cell activity using optogenetics or to disrupt blood flow in targeted vessels by irradiation of circulating photosensitizers.

We present a method to form an imaging window in the mouse skull that spans millimeters and is stable for months without inflammation of the brain. This method is well suited for longitudinal studies of blood flow, cellular dynamics, and cell/vascular structure using two-photon microscopy.

マウス脳の長期イメージングのためのポリッシュと強化間引き頭蓋骨ウィンドウ

In vivo imaging of cortical function requires optical access to the brain without disruption of the intracranial environment. We present a method to form ...

神経科学

Behavioral Training Procedures for Head-fixed Virtual Reality in Mice

Virtual reality (VR) combined with head-fixation is increasingly being utilized in behavioral neuroscience studies as it allows complex behavioral assays to be performed in head-fixed mice. This enables precise behavioral recordings while incorporating various neurophysiological techniques that require head-fixation to minimize movement-related signal noise during neural recordings. However, despite the growing use of VR, there is little published data on the detailed methodology of how to implement it. In this study, a training protocol is developed whereby male and female C57B16/J mice are trained to run down a virtual linear corridor, the length of which is increased from 1-3 m over multiple training sessions. Building upon this foundation, this study investigated the feasibility of mice performing complex behaviors within VR using a Y-maze paradigm. The task required navigating to the arm with black walls from the choice point in the Y-maze. After reaching a criterion of two consecutive days equal to or greater than 70% correct, the mice progressed to increasingly difficult sensory discrimination. The findings provide important details on the methodologies useful for the successful training of mice in VR and demonstrate that mice exhibit learning capabilities in navigating the Y-maze. The methodology presented not only offers insights into training duration in VR-based assays but also underscores the potential for probing intricate behaviors in mice, opening avenues for more comprehensive neuroscience investigations.

The article describes the experimental procedures for the commonly used linear track virtual reality (VR) paradigm in mice as well as determining the feasibility of running complex VR tasks by testing a Y-shaped signal discrimination task.

マウスにおける頭部固定型バーチャルリアリティの行動訓練法

Virtual reality (VR) combined with head-fixation is increasingly being utilized in behavioral neuroscience studies as it allows complex behavioral assays ...

行動学

Optogenetics Identification of a Neuronal Type with a Glass Optrode in Awake Mice

It is a major concern in neuroscience how different types of neurons work in neural circuits. Recent advances in optogenetics have enabled the identification of the neuronal type in in vivo electrophysiological experiments in broad brain regions. In optogenetics experiments, it is critical to deliver the light to the recording site. However, it is often hard to deliver the stimulation light to the deep brain regions from the brain&#39;s surface. Especially, it is difficult for the stimulation light to reach the deep brain regions when the optical transparency of the brain surface is low, as is often the case with recordings from awake animals. Here, we describe a method to record spike responses to the light from an awake mouse using a custom-made glass optrode. In this method, the light is delivered through the recording glass electrode so that it is possible to reliably stimulate the recorded neuron with light in the deep brain regions. This custom-made optrode system consists of accessible and inexpensive materials and is easy to assemble.

This work introduces a method to perform an optogenetic single-unit recording reliably from an awake mouse using a custom-made glass optrode.

覚醒マウス ガラス Optrode を持つ神経型のオプトジェネティクス同定

It is a major concern in neuroscience how different types of neurons work in neural circuits. Recent advances in optogenetics have enabled the ...

Long-term Sensory Conflict in Freely Behaving Mice

Long-term sensory conflict protocols are a valuable means of studying motor learning. The presented protocol produces a persistent sensory conflict for experiments aimed at studying long-term learning in mice. By permanently wearing a device fixed on their heads, mice are continuously exposed to a sensory mismatch between visual and vestibular inputs while freely moving in home cages. Therefore, this protocol readily enables the study of the visual system and multisensory interactions over an extended timeframe that would not be accessible otherwise. In addition to lowering the experimental costs of long-term sensory learning in naturally behaving mice, this approach accommodates the combination of in vivo and in vitro experiments. In the reported example, video-oculography is performed to quantify the vestibulo-ocular reflex (VOR) and optokinetic reflex (OKR) before and after learning. Mice exposed to this long-term sensory conflict between visual and vestibular inputs presented a strong VOR gain decrease but exhibited few OKR changes. Detailed steps of device assembly, animal care, and reflex measurements are hereby reported.

The presented protocol produces a persistent sensory conflict for experiments aimed at studying long-term learning. By permanently wearing a fixed device on their heads, mice are continuously exposed to a sensory mismatch between visual and vestibular inputs while freely moving in home cages.

自由に行動するマウスで長期的な感覚の衝突

Long-term sensory conflict protocols are a valuable means of studying motor learning. The presented protocol produces a persistent sensory conflict for ...

Chronic Implantation of Multiple Flexible Polymer Electrode Arrays

Simultaneous recordings from large populations of individual neurons across distributed brain regions over months to years will enable new avenues of scientific and clinical development. The use of flexible polymer electrode arrays can support long-lasting recording, but the same mechanical properties that allow for longevity of recording make multiple insertions and integration into a chronic implant a challenge. Here is a methodology by which multiple polymer electrode arrays can be targeted to a relatively spatially unconstrained set of brain areas.
The method utilizes thin-film polymer devices, selected for their biocompatibility and capability to achieve long-term and stable&#160;electrophysiologic recording interfaces. The resultant implant allows accurate and flexible targeting of anatomically distant regions, physical stability for months, and robustness to electrical noise. The methodology supports up to sixteen serially inserted devices across eight different anatomic targets. As previously demonstrated, the methodology is capable of recording from 1024 channels. Of these, the 512 channels in this demonstration used for single neuron recording yielded 375 single units distributed across six recording sites. Importantly, this method also can record single units for at least 160 days.
This implantation strategy, including temporarily bracing each device with a retractable silicon insertion shuttle, involves tethering of devices at their target depths to a skull-adhered plastic base piece that is custom-designed for each set of recording targets, and stabilization/protection of the devices within a silicone-filled, custom-designed plastic case. Also covered is the preparation of devices for implantation, and design principles that should guide adaptation to different combinations of brain areas or array designs.

Described below is a method for implantation of multiple polymer electrode arrays across anatomically distant brain regions for chronic electrophysiological recording in freely moving rats. Preparation and surgical implantation are described in detail, with emphasis on design principles to guide adaptation of these methods for use in other species.

複数のフレキシブルポリマー電極アレイの慢性移植

Simultaneous recordings from large populations of individual neurons across distributed brain regions over months to years will enable new avenues of ...

Successful In vivo Calcium Imaging with a Head-Mount Miniaturized Microscope in the Amygdala of Freely Behaving Mouse

In vivo real-time monitoring of neuronal activities in freely moving animals is one of key approaches to link neuronal activity to behavior. For this purpose, an in vivo imaging technique that detects calcium transients in neurons using genetically encoded calcium indicators (GECIs), a miniaturized fluorescence microscope, and a gradient refractive index (GRIN) lens has been developed and successfully applied to many brain structures1,2,3,4,5,6. This imaging technique is particularly powerful because it enables chronic simultaneous imaging of genetically defined cell populations for a long-term period up to several weeks. Although useful, this imaging technique has not been easily applied to brain structures that locate deep within the brain such as amygdala, an essential brain structure for emotional processing and associative fear memory7. There are several factors that make it difficult to apply the imaging technique to the amygdala. For instance, motion artifacts usually occur more frequently during the imaging conducted in the deeper brain regions because a head-mount microscope implanted deep in the brain is relatively unstable. Another problem is that the lateral ventricle is positioned close to the implanted GRIN lens and its movement during respiration may cause highly irregular motion artifacts that cannot be easily corrected, which makes it difficult to form a stable imaging view. Furthermore, because cells in the amygdala are usually quiet at a resting or anesthetized state, it is hard to find and focus the target cells expressing GECI in the amygdala during baseplating procedure for later imaging. This protocol provides a helpful guideline for how to efficiently target cells expressing GECI in the amygdala with head-mount miniaturized microscope for successful in vivo calcium imaging in such a deeper brain region. It is noted that this protocol is based on a particular system (e.g., Inscopix) but not restricted to it.

In vivo microendoscopic calcium imaging is an invaluable tool that enables real-time monitoring of neuronal activities in freely behaving animals. However, applying this technique to the amygdala has been difficult. This protocol aims to provide a useful guideline for successfully targeting amygdala cells with a miniaturized microscope in mice.

自由に振る舞うマウスの扁桃体の頭部小型顕微鏡による生体内カルシウムイメージングに成功

In vivo real-time monitoring of neuronal activities in freely moving animals is one of key approaches to link neuronal activity to behavior. For this ...

Head Implants for the Neuroimaging of Awake, Head-Fixed Rats

Anesthetics, commonly used in preclinical and fundamental scientific research, have a depressive influence on the metabolic, neuronal, and vascular functions of the brain and can adversely influence neurophysiological results. The use of awake animals for research studies is advantageous but poses the major challenge of keeping the animals calm and stationary to minimize motion artifacts throughout data acquisition. Awake imaging in smaller-sized rodents (e.g., mice) is very common but remains scant in rats as rats are bigger, stronger, and have a greater tendency to oppose movement restraints and head fixation over the long durations required for imaging. A new model of neuroimaging of awake, head-fixed rats using customized hand-sewn slings, 3D-printed head implants, head caps, and a headframe is described. The results acquired following a single trial of single-whisker stimulation suggest an increase in the intensity of the evoked functional response. The acquisition of the evoked functional response from awake, head-fixed rats is faster than that from anesthetized rats, reliable, reproducible, and can be used for repeated longitudinal studies.

A detailed new procedure for functional imaging of awake, head-fixed rats is described.

覚醒した頭部固定ラットのニューロイメージングのための頭部インプラント

Anesthetics, commonly used in preclinical and fundamental scientific research, have a depressive influence on the metabolic, neuronal, and vascular ...

マウスの電気生理学のための費用対効果が高く、汎用性の高いプローブインプラントシステム

The DREAM Implant: A Lightweight, Modular, and Cost-Effective Implant System for Chronic Electrophysiology in Head-Fixed and Freely Behaving Mice

Chronic electrophysiological recordings in rodents have significantly improved our understanding of neuronal dynamics and their behavioral relevance. However, current methods for chronically implanting probes present steep trade-offs between cost, ease of use, size, adaptability, and long-term stability.
This protocol introduces a novel chronic probe implant system for mice called the DREAM (Dynamic, Recoverable, Economical, Adaptable, and Modular), designed to overcome the trade-offs associated with currently available options. The system provides a lightweight, modular and cost-effective solution with standardized hardware elements that can be combined and implanted in straightforward steps and explanted safely for recovery and multiple reuse of probes, significantly reducing experimental costs.
The DREAM implant system integrates three hardware modules: (1) a microdrive that can carry all standard silicon probes, allowing experimenters to adjust recording depth across a travel distance of up to 7 mm; (2) a three-dimensional (3D)-printable, open-source design for a wearable Faraday cage covered in copper mesh for electrical shielding, impact protection, and connector placement, and (3) a miniaturized head-fixation system for improved animal welfare and ease of use. The corresponding surgery protocol was optimized for speed (total duration: 2 h), probe safety, and animal welfare.
The implants had minimal impact on animals&#39; behavioral repertoire, were easily applicable in freely moving and head-fixed contexts, and delivered clearly identifiable spike waveforms and healthy neuronal responses for weeks of post-implant data collection. Infections and other surgery complications were extremely rare.
As such, the DREAM implant system is a versatile, cost-effective solution for chronic electrophysiology in mice, enhancing animal well-being, and enabling more ethologically sound experiments. Its design simplifies experimental procedures across various research needs, increasing accessibility of chronic electrophysiology in rodents to a wide range of research labs.

著者スポットライト:動物のバーチャルリアリティと電気生理学による自然主義的なニューロン計算の理解

Here, we introduce a lightweight, cost-effective probe implant system for chronic electrophysiology in rodents optimized for ease of use, probe recovery, experimental versatility, and compatibility with behavior.

DREAMインプラント:頭部固定マウスと自由行動マウスの慢性電気生理学のための軽量でモジュール式で費用対効果の高いインプラントシステム

Chronic electrophysiological recordings in rodents have significantly improved our understanding of neuronal dynamics and their behavioral relevance. ...

げっ歯類でのアクリル樹脂成形ベースヘッド固定法

要約

さらに動画を探す

慢性実験における実装電極やマイクロダイアリシスプローブ用光重合型歯科用接着性レジンの応用

マウス脳の長期イメージングのためのポリッシュと強化間引き頭蓋骨ウィンドウ

マウスにおける頭部固定型バーチャルリアリティの行動訓練法

覚醒マウスガラス Optrode を持つ神経型のオプトジェネティクス同定

自由に行動するマウスで長期的な感覚の衝突

複数のフレキシブルポリマー電極アレイの慢性移植

自由に振る舞うマウスの扁桃体の頭部小型顕微鏡による生体内カルシウムイメージングに成功

覚醒した頭部固定ラットのニューロイメージングのための頭部インプラント

DREAMインプラント:頭部固定マウスと自由行動マウスの慢性電気生理学のための軽量でモジュール式で費用対効果の高いインプラントシステム

DREAMインプラント:頭部固定マウスと自由行動マウスの慢性電気生理学のための軽量でモジュール式で費用対効果の高いインプラントシステム

げっ歯類でのアクリル樹脂成形ベースヘッド固定法

要約

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慢性実験における実装電極やマイクロダイアリシスプローブ用光重合型歯科用接着性レジンの応用

マウス脳の長期イメージングのためのポリッシュと強化間引き頭蓋骨ウィンドウ

マウスにおける頭部固定型バーチャルリアリティの行動訓練法

覚醒マウス ガラス Optrode を持つ神経型のオプトジェネティクス同定

自由に行動するマウスで長期的な感覚の衝突

複数のフレキシブルポリマー電極アレイの慢性移植

自由に振る舞うマウスの扁桃体の頭部小型顕微鏡による生体内カルシウムイメージングに成功

覚醒した頭部固定ラットのニューロイメージングのための頭部インプラント

DREAMインプラント:頭部固定マウスと自由行動マウスの慢性電気生理学のための軽量でモジュール式で費用対効果の高いインプラントシステム

DREAMインプラント:頭部固定マウスと自由行動マウスの慢性電気生理学のための軽量でモジュール式で費用対効果の高いインプラントシステム

覚醒マウスガラス Optrode を持つ神経型のオプトジェネティクス同定