This research was supported by Basic Science Research Program through the NRF funded by the Ministry of Education, Science and Technology (2010-0022362) and (2012R1A2A2A02046812).

Ethics Statement: Dieser Versuch wurde von der National University Kyungpook Institutional Animal Care und Verwenden Committee genehmigt und wurde nach den für die Pflege und Verwendung von Labortieren (National Institute of Health, 1996) Führer durchgeführt. Nach dem Experiment wurden die Tiere unter Kohlendioxid Euthanasie getötet. 1. Design der Kopffixierung Bar für Ratten Hinweis: Dieser Schritt ist eine allgemeine Richtlinie für eine Fixierung Bar-Design. Jede Änderung über die Dimension und Material ist möglich, je nach Tieren oder Implantate. Entwerfen einer Kopf-Fixierungs bar mit CAD-Software ist empfehlenswert, aber nicht notwendig. <ol><li> CAD-Software verwenden, um eine Fixierung bar zu gestalten. <ol><li> Entwerfen Sie eine Fixation bar eine rechteckige Form (123 x 35 x 6 mm) (Abbildung 1A). Einen rechteckigen Ausschnitt (16 × 20 mm; port) in der Mitte der Befestigungsleiste. In Pisten oder Vertiefungen which als Führungsschiene auf den Rändern der Öffnung (1A-a, -Pfeile 1B) dienen. HINWEIS: Stellen Sie sicher, dass der Bereich des Hafens erstreckt sich der geschätzte Rechteck des Schädels rat über das Gehirn, um vertikale Zugriffe ermöglichen mit einem stereotaktischen Manipulators zu den meisten Bereichen des Gehirns durch eine Kraniotomie. </li><li> Befestigen Platten (50 x 20 x 6 mm) mit zwei langgestreckten Verankerungslöcher auf beiden Seiten der Befestigungsleiste. Stellen Sie sicher, dass diese Löcher passieren Schrauben mit 6 mm Durchmesser (1A-d). Machen Sie ein Loch mit einem Durchmesser von 3 mm vor dem Anschluss für einen Verriegelungshaken (1A-b). </li><li> Stellen Sie eine Box mit einem Boden (135 × 305 mm) und die Seitenwände (305 × 76 mm). Bohren Sie zwei Löcher mit einem Durchmesser von 6 mm, wie in 1A (kleines Bild) angezeigt. In Stützmauern auf der Fixationsstange (1A-e). </li></ol></li><li> Herstellung des gestaltete Bar und Kasten und montieren jede von ihnen mit Cyanacrylat alsin 1A (kleines Bild) angezeigt. Montieren Sie die Bar an der Box mit Schrauben mit 6 mm Durchmesser. Bewerben Steigung durch Anpassung der Schneckenposition des Stabes für ergonomisches Kopffixierung (1A-Einschub). HINWEIS: Bei Mäusen ist die Abmessung des Befestigungsleiste 60 x 20 x 4 mm (aus zwei Schichten besteht aus 2 mm starkem Acrylplatten). Der Port Quadrat der Breite von 8 mm (oben) und 9 x 10 mm (niedriger), wie in 1C gezeigt. Ankerplatten die gleiche Größe von Ratten. Die Box Platte und Seitenwände sind 100 x 72 mm und 100 x 50 mm. </li></ol> 2. Leiter Mounter Bau während der Implantation Chirurgie ACHTUNG: Seien Sie vorsichtig beim Umgang mit Zahnacrylharz. Flüssigkeit kann Hautreizungen verursachen. Setzen Sie auf eine Maske und Handschuhe tragen. Arbeiten Sie in einem gut belüfteten Bereich. <ol><li> Vorbereitung vor der Operation <ol><li> Dich wickeln Sie den Rand des Hafens von der Fixierung bar mit aparaffin Folie, um die Haftung der aufgebrachten Acrylharz zum Stab zu verhindern (siehe 1B und 2A). Bestreichen Sie die Grenze des Hafens durch die Paraffinfilm mit einer dünnen Schicht aus Acrylharz bedeckt. </li><li> Gebrauch sterilisiert chirurgische Instrumente. Gründlich zu desinfizieren stereotaktischen Rahmen und seine Umgebung mit 70% Ethylalkohol. </li></ol></li><li> Führen stereotaktischen Implantationschirurgie <ol><li> Betäuben ein Tier durch intraperitoneale Injektion einer Cocktail-Mischung (2 ml / kg) von Ketamin 10 ml (50 mg / ml), 1,5 ml Xylazinhydrochlorid (23,32 mg / ml) und Kochsalzlösung 2,5 ml. Bestätigen Sie, dass das Tier vollständig betäubt und nicht zum Schwanz und Zehen Prisen zu reagieren. Injizieren Cocktail Mischung von 1 ml / kg während Operationen, wenn nötig. </li><li> Befestigen Sie das Tier auf den stereotaktischen Apparat. Bewerben Augensalbe auf die Augen bis zur Trockenheit während der Operation zu verhindern. Rasur und reinigen Sie die Kopfhaut mit 70% Ethanol. Geben subkutane Injektion von 2% Lidocain und einzuschneiden SCAlp entlang der Mittellinie des Schädels. Komplett abkratzen Knochenhaut. Spülen mit Kochsalzlösung mehrmals. </li><li> Machen Grat Lochbohren in der Nähe des Randes des Schädels. Implantatschrauben 4-5 Umdrehungen (bis zu 1 mm Tiefe) von der Schädeloberfläche, um einen Verstoß gegen die Dura mater zu verhindern. Achten Sie darauf, keine Leckage des CSF und Blut auf der Schädeloberfläche nach dem Schraubenimplantation. Spülen mit Kochsalzlösung und trocknen Sie die Schädeloberfläche mit Lufthauch, vor allem rund um die Schrauben. </li><li> Coat Schädeloberfläche mit einer dünnen Schicht von &quot;Dentalkleber (Super-Bond C &amp; B)&quot;. Nicht vollständig bedecken die Oberfläche des Schädels einschließlich Bregma wenn zusätzliche Elektrodenimplantation soll. Verwenden Sie das Bregma zum Markieren Kraniotomie Koordinaten. Implant-Elektroden und / oder Microdrive und befestigen Sie es auf dem Schädel, indem Acrylharz um ihn herum. </li><li> Gelten zusätzliche Acrylharz auf der Oberseite der Zahnzement. Verwenden Sie geeignete Menge an Acrylharz, um eine ausreichende Füllung-out Raum zwischen stabbeschichtet Harz ein zu verlassend Erstmontage Harz, wenn Fixieren Sie die Schrauben und / oder Elektroden (Abbildung 2A). </li></ol></li><li> Legen Sie den Kopf-Fixierung bar 5 mm oder mehr über der Schädeloberfläche und richten ihr Zentrum (2A -Links). </li><li> Bewerben Acrylharz in den Spalt zwischen der Basis des Schädels und erste Befestigungs Harze. (2A -Center). Warten Sie, bis das Harz hart werden. </li><li> Entfernen Ohrleiste und ziehen Sie die Formmontagegerät aus der Fixierung bar Anschluss. (2A -Rechts). Zusätzliche Acrylharz sorgfältig gelten rund um die Kantenschienen des Formmontagegerät, wenn nötig. </li><li> Spülen der Wunde Oberfläche der Kopfhaut mit einer sterilen Kochsalzlösung. Injizieren eines Antibiotikums (Enrofloxacin, 5 mg / kg sc) und ein Schmerzmittel (Butorphanoltartrat, 2 mg / kg sc) unmittelbar nach der Operation. Haus des Tier einzeln in einem Käfig. </li></ol> 3. gewöhnen Tiere an Kopf-Fixierung Hinweis: Dieser Schritt deritzt Gewöhnungszeitpläne auf der Grundlage empirisch erfolgreiche Einschätzungen Autoren. Für einen Überblick über die Gewöhnung Verfahren zur Kopffixierung, siehe Schwartz 10 oder Guo 11 Arbeit. <ol><li> Geben ausreichende Erholungsphase (eine Woche oder mehr) zu den Tieren. Am Tag 1, Griff Tieren häufig unterteilt kurzen Sitzungen. </li><li> Am nächsten Tag (Tag 2), setzen das Tier zur Fixierung Umwelt (Kasten). Nicht den Kopf mounter in den Hafen der Fixationsstange einführen. Tiere verlassen, sich an die Umgebung zu bekommen. Sicher greifen die Kopfmontagegerät mit Hand für 1 bis 2 Sekunden und lassen Sie sie sofort. Wiederholen kurzfristige Fixierung von Hand-grab mehrmals. </li><li> Am Tag 3, zu gewöhnen Tiere Kopf-Fixierung. <ol><li> Bringen Sie Tiere aus den Käfigen und setzen Sie sie in der Box Regie Köpfe in Richtung des Hafens von der Fixierung bar. Besorgen Sie sich die Kopfmontagegerät und stecken Sie sie in den Hafen der Fixierung bar. </li><li> Binden Sie die Montagevorrichtung (TiersKopf) mit dem Verriegelungshaken des Befestigungsleiste mit einem Gummiband. Stehen Sie für 5 min. HINWEIS: Berühren Sie nicht den Kofferraum oder Schwanz des Tieres nach der Fixierung, die das Tier führt zu quietschen und Kampf steigenden Tieres Stress. Wenn das Tier weiterhin kämpfen mehr als 1 min, loslassen und versuchen Sie es später. Von diesem Schritt Tieren zeigen, Urin und Kot ausgeschieden, wenn die Fixierung Kopf ausgesetzt, aber diese nach und nach wird so die Gewöhnung Erlös reduziert. </li><li> Rufen Sie die Verriegelung Gummiband und Auswerfen der Montagevorrichtung aus dem Hafen. Setzen Sie die Tiere zurück zum Käfig und ein Stück von Getreide oder einen Sonnenblumensamen in den Heimkäfig als Belohnung. Die nächste Verhandlung beginnt in 30 min. Wiederholen 3.4.1 bis 3.4.4 fünf oder mehr innerhalb eines Tages. </li></ol></li><li> An Tag 4 bis 7, freizulegen, das Tier, um die Fixierung Kopf in Protokoll 3.4 beschrieben. Schrittweise Erhöhung der Dauer der Kopffixierung (10 min, 20 min, 30 min und 50 min nach Gewöhnung Erlös). HINWEIS: Wenn Tiere tun nichtt füttern die Futterbelohnung, kann es ein Zeichen für ein hohes Maß an Stress. Die Fixierung der Zeit erhöhen Sie nicht. Wenn Tiere zeigen wiederholt kämpfen Verhalten, zu gewöhnen sie für einen längeren Zeitraum. </li><li> Überprüfen Sie das Körpergewicht Tieres täglich. Betrachten erfolglosen Gewöhnung, wenn das Körpergewicht abnimmt. Fahren Sie mit Verhaltensaufgaben mit Kopffixierung nach erfolgreicher Gewöhnung. ANMERKUNG: Erfolgreiche Gewöhnung erleichtert spätere Verhaltenstraining (3E und F). </li></ol>

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	<li>Mayrhofer, J. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Novel+two-alternative+forced+choice+paradigm+for+bilateral+vibrotactile+whisker+frequency+discrimination+in+head-fixed+mice+and+rats.">Novel two-alternative forced choice paradigm for bilateral vibrotactile whisker frequency discrimination in head-fixed mice and rats.</a> J Neurophysiol. 109, 273-284 (2013).</li><li>Bryant, J. L., Roy, S., Heck, D. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+technique+for+stereotaxic+recordings+of+neuronal+activity+in+awake,+head-restrained+mice.">A technique for stereotaxic recordings of neuronal activity in awake, head-restrained mice.</a> J Neurosci Methods. 178, 75-79 (2009).</li><li>Ollerenshaw, D. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Detection+of+tactile+inputs+in+the+rat+vibrissa+pathway.">Detection of tactile inputs in the rat vibrissa pathway.</a> J Neurophysiol. 108, 479-490 (2012).</li><li>Lee, M. G., Manns, I. D., Alonso, A., Jones, B. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sleep-wake+related+discharge+properties+of+basal+forebrain+neurons+recorded+with+micropipettes+in+head-fixed+rats.">Sleep-wake related discharge properties of basal forebrain neurons recorded with micropipettes in head-fixed rats.</a> J Neurophysiol. 92, 1182-1198 (2004).</li><li>Lutcke, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optical+recording+of+neuronal+activity+with+a+genetically-encoded+calcium+indicator+in+anesthetized+and+freely+moving+mice.">Optical recording of neuronal activity with a genetically-encoded calcium indicator in anesthetized and freely moving mice.</a> Front Neural Circuits. 4, 9 (2010).</li><li>Dombeck, D. A., Khabbaz, A. N., Collman, F., Adelman, T. L., Tank, D. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Imaging+large-scale+neural+activity+with+cellular+resolution+in+awake,+mobile+mice.">Imaging large-scale neural activity with cellular resolution in awake, mobile mice.</a> Neuron. 56, 43-57 (2007).</li><li>Kimura, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Reinforcing+operandum:+rapid+and+reliable+learning+of+skilled+forelimb+movements+by+head-fixed+rodents.">Reinforcing operandum: rapid and reliable learning of skilled forelimb movements by head-fixed rodents.</a> Journal of neurophysiology. 108, 1781-1792 (2012).</li><li>Hadlock, T., Kowaleski, J., Mackinnon, S., Heaton, J. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+novel+method+of+head+fixation+for+the+study+of+rodent+facial+function.">A novel method of head fixation for the study of rodent facial function.</a> Experimental neurology. 205, 279-282 (2007).</li><li>Roh, M., Jang, I. S., Lee, M. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Push-in+Head+Restraining+Apparatus+for+Intracranial+Self+Stimulation+Tasks+in+Rats.">Push-in Head Restraining Apparatus for Intracranial Self Stimulation Tasks in Rats.</a> Korean J Physiol Pharmacol. 18, 103-108 (2014).</li><li>Schwarz, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+head-fixed+behaving+rat--procedures+and+pitfalls.">The head-fixed behaving rat--procedures and pitfalls.</a> Somatosensory &amp; motor research. 27, 131-148 (2010).</li><li>Guo, Z. V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Procedures+for+Behavioral+Experiments+in+Head-Fixed+Mice.">Procedures for Behavioral Experiments in Head-Fixed Mice.</a> PLoS ONE. 9, (2014).</li><li>Osborne, J. E., Dudman, J. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=RIVETS:+a+mechanical+system+for+in+vivo+and+in+vitro+electrophysiology+and+imaging.">RIVETS: a mechanical system for in vivo and in vitro electrophysiology and imaging.</a> PLoS One. 9, e89007 (2014).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

This protocol demonstrates a simple and convenient head fixation method using materials at hand. For physically successful head fixation, the first critical steps during surgery is to rinse and dry the skull surface clearly before applying the dental adhesive resin cement. Second, this method does not uses screws implanting under temporal muscles and only depends on the screws on the skull, their perpendicular implantation against the surface of skull rim is crucial10. This reduces the possibility of accidental resin mounter separation from the skull, especially in rats.
The acrylic resin to build the head mounter is adhesive to the bar. We prevented this by covering the paraffin film over the port. However, this is an inconvenient procedure. One possible solution to improve this is to design the fixation bar with a metallic material. Furthermore, this should serve more stability in clamping than the acrylic bar by removing the gap occupied by the paraffin film. The described method might be inappropriate for brain imaging study because of small gap originated from paraffin film. This could also be resolved by metallic fixation bar or other method proposed elsewhere12.
One of benefits of this method is flexibility (or compatibility). Since the area of the port covers vertical access routes into nearly most of the brain areas. This indicates that experiment-specific head frame design is not required. Once the fixation bar is designed, it can be used without any modification. Also, this method is immediately applicable in general laboratory condition. The head fixation without metal head-posts is achieved by molding the acrylic resin which is available in general laboratory performing implantation surgery. Fixation procedure is convenient to investigators without using screws and plates assembly2,7,8.

Kopffixierung oder Kopfrückhalte ist eine Technik zur Immobilisierung Kopf des Tieres durch das Anbringen eines Rahmens oder einer Platte auf dem Schädel für starre Klemm. Die Technik wurde für die präzise sensorische Stimulation, Verhaltenserkundung mit oder ohne neuronale Aufnahme in wachen Tieren 1-3 und für juxtacellular Kennzeichnung während der Schlaf-Wach-Zyklus 4 übernommen. Es ist auch für in vivo bildgebenden 5,6 eingesetzt. Jetzt Kopf Fixationstechnik ist ein häufig verwendetes Werkzeug in den Neurowissenschaften und Verhaltensforschung. Grundsätzlich traditionellen Kopffixierung erfordert chirurgische Befestigung der Metall-Kopf-Beiträge auf der Oberseite des Schädels 6-8. Die Anlagen werden dann auf einer stationären Plattform eingeklemmt, was zu einer Immobilisierung des Kopfes. Neurophysiologische Forschung im wachen Tieren wie neuronale und / oder optischen Aufzeichnungs, Gehirn-Schaltung Intervention wird Bildgebung des Gehirns durch die Implantationschirurgie Dentalacryl begleitet. Deshalb,es scheint eine einfache Aufgabe, um den Kopf Fixierung in diesen Laboratorien durchzuführen, wenn es notwendig ist, experimentell. Die Rahmen sollten so gestaltet sein, um leicht und klein genug sein, nicht auf natürliche Verhalten Tieres in ihre Käfige zu stören. Es bietet auch mechanische Festigkeit, wenn sie der stationären Plattform eingeklemmt ist. Es hat weitere Biokompatibilität je nach Versuchszwecken. Daher ist es technisch schwierig zu entwerfen und fabrizieren wie Kopf-Beiträge in allgemeinen Laborgeräten. In dieser Studie wird ein neuartiges Kopffixierungsmethode beschrieben, die mechanische Festigkeit durch praktische Klemm ohne Verwendung von Metall-Kopf-Beiträge. Durch Verwendung des Verfahrens, konnte Kopffixierung unter allgemeinen Laborbedingungen, wo Implantationschirurgie ist in der Regel bei Nagetieren für Gehirn-Studie durchgeführt, durchgeführt werden. Die Metall-Kopf-Beiträge sind mit Acrylharz-Zement teilweise durch eine maßgeschneiderte Kopffixierung Bar und dem Formverfahren geformt ersetzt wird während Senioren getantation der Operation. Die Fixierung Bar bietet hohe räumliche Kompatibilität mit anderen Implantaten, wie neuronale Aufnahme Sonden, Stimulationselektroden. Auch es erleichtert die Schritte der Spannkopf des Tieres auf der Fixierung Plattform, indem Verschrauben. Wir verwendeten diese Methode in der vorherigen Verhaltensstudie und wir festgestellt, dass dieses Verfahren einfach zu implementieren ist und bequem in praktischen Versuchen 9.

<table><tbody><tr><td>Dental acrylic resin</td><td>Lang Dental Manufacturing</td><td>Ortho-Jet</td><td>to make molded mounter</td></tr><tr><td>Paraffin film</td><td>Bemis</td><td>Parafilm</td><td>to prevent adhesion of acrylic resin to the bar</td></tr><tr><td>Dental adhesive</td><td>Sun Medical</td><td>Super-Bond C&amp;amp;B</td><td>to bond between acrylic resin and skull</td></tr><tr><td>Plexglass or other acrylic plate</td><td></td><td></td><td>to make fixation bar and box platform</td></tr><tr><td>Cyanoacrylate</td><td></td><td></td><td>to bond acrylic plates</td></tr></tbody></table>

acrylic resin molding based head fixation technique in rodents

Head fixation is a technique of immobilizing animal's head by attaching a head-post on the skull for rigid clamping. Traditional head fixation requires surgical attachment of metallic frames on the skull. The attached frames are then clamped to a stationary platform resulting in immobilization of the head. However, metallic frames for head fixation have been technically difficult to design and implement in general laboratory environment. In this study, we provide a novel head fixation method. Using a custom-made head fixation bar, head mounter is constructed during implantation surgery. After the application of acrylic resin for affixing implants such as electrodes and cannula on the skull, additional resins applied on top of that to build a mold matching to the port of the fixation bar. The molded head mounter serves as a guide rails, investigators conveniently fixate the animal&#8217;s head by inserting the head mounter into the port of the fixation bar. This method could be easily applicable if implantation surgery using dental acrylics is necessary and might be useful for laboratories that cannot easily fabricate CNC machined metal head-posts.

Diese Kopffixierung Verfahren ist auf beiden Ratten und Mäusen. Insgesamt acht Ratten erhielten eine bilaterale Implantation von stimulierenden Elektroden in das mediale Vorderhirnbündel. Für vier von ihnen wurden maßgeschneiderte Wolframdraht-Elektroden (Microdrives) zusätzlich in die M1 forelimb Bereich (2C) implantiert. Für Mäuse (n = 2), vier Edelstahl-Drahtelektroden wurden in frontal / okzipitalen kortikalen Arealen implantiert. Während der Operation wurden Kopf Montagevorrichtungen für Kopf-Fixierung in beiden Ratten und Mäusen geformt, wie beschreiben in Protokoll Abschnitt 2. Nach der Erholung von der Operation, sie im täglichen Sitzungen der Kopffixierung entweder Gewöhnung oder Verhaltensaufgabe ausgesetzt waren. Die Formkopf Montagevorrichtungen blieb bis zum Ende des Experiments (40,5 ± 1,73 (Mittelwert ± Standardabweichung) Tagen für Ratten und 81 ± 5,66 (Mittelwert ± Standardabweichung) Tagen für Mäuse nach der Operation). Die Ratten wurden täglich 40 bis 60 min Kopf-Fixierung während des Verhaltens Aufgabe ausgesetzt ist; Die Mäuse wurden täglich von 20 bis 40 min ausgesetzt werdenverhalten Aufgabe. Früher verwendete man diese Technik, um Ratten stoß trainieren, und ziehen Sie einen Hebel unter Kopf-Fixierung. Der Lohn war direkte elektrische Stimulation des medialen Vorderhirnbündel. Obwohl es entlockt triebenen Bewegungsverhalten wurde Kopf-Fixierung fest, ohne zufällige mounter Trennung aufrechterhalten wird. Nach Gewöhnung Andocken des Kopfmontagevorrichtung in die Öffnung des Befestigungsleiste wurde in ein paar Sekunden durch Sperren Gummiband am Haken abgeschlossen. Beim ersten bis zur Kopffixierung eingeführt, präsentiert Tieren kämpfen Verhaltensweisen wie auf der Stelle treten, strecken ihre Beine (3A und B). Solche Verhaltensweisen mit Gewöhnung verringert. Erfolgreiche Gewöhnung bestätigt, dass die Tiere zeigen Nicht mehr kämpfen Verhalten während der Kopf fixiert (3C und D) werden. <img alt="Abbildung 1" src="/files/ftp_upload/53064/53064fig1.jpg" /> Abbildung 1. Design des Kopfbefestigungsleiste. (A) Komponentennamen der Kopffixierung bar. a) Anschluss; b) Verriegelungshaken; c) Fixierung bar Körpers; d) Verankerungslöcher; e) Stützwand; f) Verankerungsplatte. Konstruktion des Fixierungsfeld in dem Einsatz dargestellt. Zwei Löcher der Seitenwand verwendet werden, um ergonomisch Positionieren des Fixierungs bar. (B) Perspektivische Ansicht ausgelegt Kopffixierung bar für Ratten. Schwarze Pfeile zeigen die Begrenzung abdeckt Paraffinfilmen. (C) Das Design der Anschluss für Kopffixierung bei Mäusen. (Modifiziert aus der Abbildung 1 Roh et al. 9) <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/53064/53064fig1large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a> <img alt="Figur 2" src="/files/ftp_upload/53064/53064fig2.jpg" /> Abbildung 2. Konstruktion mounter Form während der Operation. (A) Critic<html> al Schritte Formen des Kopfmontagegerät. (Links) Schrauben (T Formen in schwarz) sollte senkrecht zum Schädel (grau) Oberfläche implantiert werden. Eine dünne Schicht von Zahnbefestigungszement (grün) umfasst Schrauben und die Schädeloberfläche. (Center) Nach der Implantation, je nach Versuchszwecke werden zusätzliche Acrylharze (orange) in der Lücke zwischen Ausgangsharz auf den Hafen und Basisharze der Schädeloberfläche beschichtet gefüllt und wird zu einem Teil des Kopfmontagegerät. (Rechts) nach hinzugefügt Acrylharze sind schwer set kann der Kopf-Montagevorrichtung, indem Sie aus dem Hafen freigegeben werden. Solid black Linien zeigen Paraffin Filme. (Modifiziert aus der Abbildung 1 Roh et al. 9) (B) Konstruiert Kopf-Montagevorrichtung bei Ratten ist bereit für die Freigabe (nach dem Schritt der A-Center). (CD) Molded Acrylharze als Kopfmontagegerät dient. Nach der Operation immer noch unter Narkose, Tiere aus der Fixierung bar freigegeben. Schwarze Pfeile zeigen Führungsschienen passend zu der Form der Öffnung.<html> ps: //www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/53064/53064fig2large.jpg &quot;target =&quot; _ blank &quot;&gt; Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Figur zu sehen. <img alt="Figur 3" src="/files/ftp_upload/53064/53064fig3.jpg" /> Abbildung 3. Leiter-Fest Ratte und Maus. (AB) Werden die Tiere zunächst Befestigungs Kopf ausgesetzt ist, emittieren sie kämpfen Verhalten. (CD) Als Gewöhnung Erlöse, Tiere zeigen geringer kämpfVerhalten und in der Regel setzen sich auf dem Boden des stationären Plattform. (EF) Ergebnis der Verhaltensaufgabe Aufführungen von erfolgreichen (E) und erfolglose (F) Gewöhnung Kopffixierung Umwelt (modifiziert aus 3 von Roh et al. 9). Reward Zahl umfasst sowohl frei (zur Formgebung) und Eventualverbindlichkeiten Hebel ziehen. In beiden Sitzungen, zeigt unzureichend gewöhnt Ratte schlechte Leistung nur durch zufällige Hebel belohnt zieht aus Nicht-bedingte Verhalten.= &quot;https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/53064/53064fig3large.jpg&quot; target = &quot;_ blank&quot;&gt; Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Figur zu sehen.

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Acrylic Resin Molding Based Head Fixation Technique in Rodents

Traditional head fixation techniques have used metallic frames attached on the skull as an interface for head fixation apparatus. This protocol demonstrates a frameless, acrylic resin molding based head fixation technique for behavioral tasks in rodents.

Acrylharz-Form Based Leiter Fixationstechnik in Nagetiere

Head fixation is a technique of immobilizing animal's head by attaching a head-post on the skull for rigid clamping. Traditional head fixation requires ...

acrylic-resin-molding-based-head-fixation-technique-in-rodents

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Neuroscience

11.7K Aufrufe.  Kyungpook National University. Traditional head fixation techniques have used metallic frames attached on the skull as an interface for head fixation apparatus. This protocol demonstrates a frameless, acrylic resin molding based head fixation technique for behavioral tasks in rodents.

Serie: Acrylic Resin Molding Based Head Fixation Technique in Rodents

A Polished and Reinforced Thinned-skull Window for Long-term Imaging of the Mouse Brain

In vivo imaging of cortical function requires optical access to the brain without disruption of the intracranial environment. We present a method to form a polished and reinforced thinned skull (PoRTS) window in the mouse skull that spans several millimeters in diameter and is stable for months. The skull is thinned to 10 to 15 &mu;m in thickness with a hand held drill to achieve optical clarity, and is then overlaid with cyanoacrylate glue and a cover glass to: 1) provide rigidity, 2) inhibit bone regrowth and 3) reduce light scattering from irregularities on the bone surface. Since the skull is not breached, any inflammation that could affect the process being studied is greatly reduced. Imaging depths of up to 250 &mu;m below the cortical surface can be achieved using two-photon laser scanning microscopy. This window is well suited to study cerebral blood flow and cellular function in both anesthetized and awake preparations. It further offers the opportunity to manipulate cell activity using optogenetics or to disrupt blood flow in targeted vessels by irradiation of circulating photosensitizers.

We present a method to form an imaging window in the mouse skull that spans millimeters and is stable for months without inflammation of the brain. This method is well suited for longitudinal studies of blood flow, cellular dynamics, and cell/vascular structure using two-photon microscopy.

Eine polierte und verstärkte ausgedünnten Schädel Fenster für Langzeit-Imaging im Gehirn der Maus

In vivo imaging of cortical function requires optical access to the brain without disruption of the intracranial environment. We present a method to form ...

Forschung

Neurowissenschaften

Behavioral Training Procedures for Head-fixed Virtual Reality in Mice

Virtual reality (VR) combined with head-fixation is increasingly being utilized in behavioral neuroscience studies as it allows complex behavioral assays to be performed in head-fixed mice. This enables precise behavioral recordings while incorporating various neurophysiological techniques that require head-fixation to minimize movement-related signal noise during neural recordings. However, despite the growing use of VR, there is little published data on the detailed methodology of how to implement it. In this study, a training protocol is developed whereby male and female C57B16/J mice are trained to run down a virtual linear corridor, the length of which is increased from 1-3 m over multiple training sessions. Building upon this foundation, this study investigated the feasibility of mice performing complex behaviors within VR using a Y-maze paradigm. The task required navigating to the arm with black walls from the choice point in the Y-maze. After reaching a criterion of two consecutive days equal to or greater than 70% correct, the mice progressed to increasingly difficult sensory discrimination. The findings provide important details on the methodologies useful for the successful training of mice in VR and demonstrate that mice exhibit learning capabilities in navigating the Y-maze. The methodology presented not only offers insights into training duration in VR-based assays but also underscores the potential for probing intricate behaviors in mice, opening avenues for more comprehensive neuroscience investigations.

The article describes the experimental procedures for the commonly used linear track virtual reality (VR) paradigm in mice as well as determining the feasibility of running complex VR tasks by testing a Y-shaped signal discrimination task.

Virtual reality (VR) combined with head-fixation is increasingly being utilized in behavioral neuroscience studies as it allows complex behavioral assays ...

Verhalten

Implantation of Chronic Silicon Probes and Recording of Hippocampal Place Cells in an Enriched Treadmill Apparatus

An important requisite for understanding brain function is the identification of behavior and cell activity correlates. Silicon probes are advanced electrodes for large-scale electrophysiological recording of neuronal activity, but the procedures for their chronic implantation are still underdeveloped. The activity of hippocampal place cells is known to correlate with an animal&#39;s position in the environment, but the underlying mechanisms are still unclear. To investigate place cells, here we describe a set of techniques which range from the fabrication of devices for chronic silicon probe implants to the monitoring of place field activity in a cue-enriched treadmill apparatus. A micro-drive and a hat are built by fitting and fastening together 3D-printed plastic parts. A silicon probe is mounted on the micro-drive, cleaned, and coated with dye. A first surgery is performed to fix the hat on the skull of a mouse. Small landmarks are fabricated and attached to the belt of a treadmill. The mouse is trained to run head-fixed on the treadmill. A second surgery is performed to implant the silicon probe in the hippocampus, following which broadband electrophysiological signals are recorded. Finally, the silicon probe is recovered and cleaned for reuse. The analysis of place cell activity in the treadmill reveals a diversity of place field mechanisms, outlining the benefit of the approach.

We describe the diverse steps to implant chronic silicon probes and to record place cells in mice that are running head-fixed on a cue-enriched treadmill apparatus.

Implantation von chronischen Silicon Sonden und Aufzeichnung der Hippocampal Platzzellen in eine angereicherte Laufband-Vorrichtung

An important requisite for understanding brain function is the identification of behavior and cell activity correlates. Silicon probes are advanced ...

Optogenetics Identification of a Neuronal Type with a Glass Optrode in Awake Mice

It is a major concern in neuroscience how different types of neurons work in neural circuits. Recent advances in optogenetics have enabled the identification of the neuronal type in in vivo electrophysiological experiments in broad brain regions. In optogenetics experiments, it is critical to deliver the light to the recording site. However, it is often hard to deliver the stimulation light to the deep brain regions from the brain&#39;s surface. Especially, it is difficult for the stimulation light to reach the deep brain regions when the optical transparency of the brain surface is low, as is often the case with recordings from awake animals. Here, we describe a method to record spike responses to the light from an awake mouse using a custom-made glass optrode. In this method, the light is delivered through the recording glass electrode so that it is possible to reliably stimulate the recorded neuron with light in the deep brain regions. This custom-made optrode system consists of accessible and inexpensive materials and is easy to assemble.

This work introduces a method to perform an optogenetic single-unit recording reliably from an awake mouse using a custom-made glass optrode.

Optogenetik Identifikation eines neuronalen Typs mit einer Glas-Optrode wach Mäuse

It is a major concern in neuroscience how different types of neurons work in neural circuits. Recent advances in optogenetics have enabled the ...

Long-term Sensory Conflict in Freely Behaving Mice

Long-term sensory conflict protocols are a valuable means of studying motor learning. The presented protocol produces a persistent sensory conflict for experiments aimed at studying long-term learning in mice. By permanently wearing a device fixed on their heads, mice are continuously exposed to a sensory mismatch between visual and vestibular inputs while freely moving in home cages. Therefore, this protocol readily enables the study of the visual system and multisensory interactions over an extended timeframe that would not be accessible otherwise. In addition to lowering the experimental costs of long-term sensory learning in naturally behaving mice, this approach accommodates the combination of in vivo and in vitro experiments. In the reported example, video-oculography is performed to quantify the vestibulo-ocular reflex (VOR) and optokinetic reflex (OKR) before and after learning. Mice exposed to this long-term sensory conflict between visual and vestibular inputs presented a strong VOR gain decrease but exhibited few OKR changes. Detailed steps of device assembly, animal care, and reflex measurements are hereby reported.

The presented protocol produces a persistent sensory conflict for experiments aimed at studying long-term learning. By permanently wearing a fixed device on their heads, mice are continuously exposed to a sensory mismatch between visual and vestibular inputs while freely moving in home cages.

Langfristige sensorischen Konflikt in Mäusen frei Verhalten

Long-term sensory conflict protocols are a valuable means of studying motor learning. The presented protocol produces a persistent sensory conflict for ...

Chronic Implantation of Multiple Flexible Polymer Electrode Arrays

Simultaneous recordings from large populations of individual neurons across distributed brain regions over months to years will enable new avenues of scientific and clinical development. The use of flexible polymer electrode arrays can support long-lasting recording, but the same mechanical properties that allow for longevity of recording make multiple insertions and integration into a chronic implant a challenge. Here is a methodology by which multiple polymer electrode arrays can be targeted to a relatively spatially unconstrained set of brain areas.
The method utilizes thin-film polymer devices, selected for their biocompatibility and capability to achieve long-term and stable&#160;electrophysiologic recording interfaces. The resultant implant allows accurate and flexible targeting of anatomically distant regions, physical stability for months, and robustness to electrical noise. The methodology supports up to sixteen serially inserted devices across eight different anatomic targets. As previously demonstrated, the methodology is capable of recording from 1024 channels. Of these, the 512 channels in this demonstration used for single neuron recording yielded 375 single units distributed across six recording sites. Importantly, this method also can record single units for at least 160 days.
This implantation strategy, including temporarily bracing each device with a retractable silicon insertion shuttle, involves tethering of devices at their target depths to a skull-adhered plastic base piece that is custom-designed for each set of recording targets, and stabilization/protection of the devices within a silicone-filled, custom-designed plastic case. Also covered is the preparation of devices for implantation, and design principles that should guide adaptation to different combinations of brain areas or array designs.

Described below is a method for implantation of multiple polymer electrode arrays across anatomically distant brain regions for chronic electrophysiological recording in freely moving rats. Preparation and surgical implantation are described in detail, with emphasis on design principles to guide adaptation of these methods for use in other species.

Chronische Implantation mehrerer flexibler Polymerelektroden-Arrays

Simultaneous recordings from large populations of individual neurons across distributed brain regions over months to years will enable new avenues of ...

Successful In vivo Calcium Imaging with a Head-Mount Miniaturized Microscope in the Amygdala of Freely Behaving Mouse

In vivo real-time monitoring of neuronal activities in freely moving animals is one of key approaches to link neuronal activity to behavior. For this purpose, an in vivo imaging technique that detects calcium transients in neurons using genetically encoded calcium indicators (GECIs), a miniaturized fluorescence microscope, and a gradient refractive index (GRIN) lens has been developed and successfully applied to many brain structures1,2,3,4,5,6. This imaging technique is particularly powerful because it enables chronic simultaneous imaging of genetically defined cell populations for a long-term period up to several weeks. Although useful, this imaging technique has not been easily applied to brain structures that locate deep within the brain such as amygdala, an essential brain structure for emotional processing and associative fear memory7. There are several factors that make it difficult to apply the imaging technique to the amygdala. For instance, motion artifacts usually occur more frequently during the imaging conducted in the deeper brain regions because a head-mount microscope implanted deep in the brain is relatively unstable. Another problem is that the lateral ventricle is positioned close to the implanted GRIN lens and its movement during respiration may cause highly irregular motion artifacts that cannot be easily corrected, which makes it difficult to form a stable imaging view. Furthermore, because cells in the amygdala are usually quiet at a resting or anesthetized state, it is hard to find and focus the target cells expressing GECI in the amygdala during baseplating procedure for later imaging. This protocol provides a helpful guideline for how to efficiently target cells expressing GECI in the amygdala with head-mount miniaturized microscope for successful in vivo calcium imaging in such a deeper brain region. It is noted that this protocol is based on a particular system (e.g., Inscopix) but not restricted to it.

In vivo microendoscopic calcium imaging is an invaluable tool that enables real-time monitoring of neuronal activities in freely behaving animals. However, applying this technique to the amygdala has been difficult. This protocol aims to provide a useful guideline for successfully targeting amygdala cells with a miniaturized microscope in mice.

Erfolgreiche In-vivo-Calcium-Bildgebung mit einem kopfmontierten Miniaturmikroskop in der Amygdala der frei verhaltenden Maus

In vivo real-time monitoring of neuronal activities in freely moving animals is one of key approaches to link neuronal activity to behavior. For this ...

Head Implants for the Neuroimaging of Awake, Head-Fixed Rats

Anesthetics, commonly used in preclinical and fundamental scientific research, have a depressive influence on the metabolic, neuronal, and vascular functions of the brain and can adversely influence neurophysiological results. The use of awake animals for research studies is advantageous but poses the major challenge of keeping the animals calm and stationary to minimize motion artifacts throughout data acquisition. Awake imaging in smaller-sized rodents (e.g., mice) is very common but remains scant in rats as rats are bigger, stronger, and have a greater tendency to oppose movement restraints and head fixation over the long durations required for imaging. A new model of neuroimaging of awake, head-fixed rats using customized hand-sewn slings, 3D-printed head implants, head caps, and a headframe is described. The results acquired following a single trial of single-whisker stimulation suggest an increase in the intensity of the evoked functional response. The acquisition of the evoked functional response from awake, head-fixed rats is faster than that from anesthetized rats, reliable, reproducible, and can be used for repeated longitudinal studies.

A detailed new procedure for functional imaging of awake, head-fixed rats is described.

Kopfimplantate für die Neurobildgebung von wachen, kopffixierten Ratten

Anesthetics, commonly used in preclinical and fundamental scientific research, have a depressive influence on the metabolic, neuronal, and vascular ...

Ein kostengünstiges, vielseitiges Sondenimplantatsystem für die Elektrophysiologie bei Mäusen

The DREAM Implant: A Lightweight, Modular, and Cost-Effective Implant System for Chronic Electrophysiology in Head-Fixed and Freely Behaving Mice

Chronic electrophysiological recordings in rodents have significantly improved our understanding of neuronal dynamics and their behavioral relevance. However, current methods for chronically implanting probes present steep trade-offs between cost, ease of use, size, adaptability, and long-term stability.
This protocol introduces a novel chronic probe implant system for mice called the DREAM (Dynamic, Recoverable, Economical, Adaptable, and Modular), designed to overcome the trade-offs associated with currently available options. The system provides a lightweight, modular and cost-effective solution with standardized hardware elements that can be combined and implanted in straightforward steps and explanted safely for recovery and multiple reuse of probes, significantly reducing experimental costs.
The DREAM implant system integrates three hardware modules: (1) a microdrive that can carry all standard silicon probes, allowing experimenters to adjust recording depth across a travel distance of up to 7 mm; (2) a three-dimensional (3D)-printable, open-source design for a wearable Faraday cage covered in copper mesh for electrical shielding, impact protection, and connector placement, and (3) a miniaturized head-fixation system for improved animal welfare and ease of use. The corresponding surgery protocol was optimized for speed (total duration: 2 h), probe safety, and animal welfare.
The implants had minimal impact on animals&#39; behavioral repertoire, were easily applicable in freely moving and head-fixed contexts, and delivered clearly identifiable spike waveforms and healthy neuronal responses for weeks of post-implant data collection. Infections and other surgery complications were extremely rare.
As such, the DREAM implant system is a versatile, cost-effective solution for chronic electrophysiology in mice, enhancing animal well-being, and enabling more ethologically sound experiments. Its design simplifies experimental procedures across various research needs, increasing accessibility of chronic electrophysiology in rodents to a wide range of research labs.

Autor im Rampenlicht: Verständnis naturalistischer neuronaler Berechnungen durch virtuelle Realität und Elektrophysiologie bei Tieren

Here, we introduce a lightweight, cost-effective probe implant system for chronic electrophysiology in rodents optimized for ease of use, probe recovery, experimental versatility, and compatibility with behavior.

Das DREAM-Implantat: ein leichtes, modulares und kostengünstiges Implantatsystem für die chronische Elektrophysiologie bei kopffesten und sich frei verhaltenden Mäusen

Chronic electrophysiological recordings in rodents have significantly improved our understanding of neuronal dynamics and their behavioral relevance. ...

Acrylharz-Form Based Leiter Fixationstechnik in Nagetiere

Zusammenfassung

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Kapitel in diesem Video

Eine polierte und verstärkte ausgedünnten Schädel Fenster für Langzeit-Imaging im Gehirn der Maus

Behavioral Training Procedures for Head-fixed Virtual Reality in Mice

Implantation von chronischen Silicon Sonden und Aufzeichnung der Hippocampal Platzzellen in eine angereicherte Laufband-Vorrichtung

Optogenetik Identifikation eines neuronalen Typs mit einer Glas-Optrode wach Mäuse

Langfristige sensorischen Konflikt in Mäusen frei Verhalten

Chronische Implantation mehrerer flexibler Polymerelektroden-Arrays

Erfolgreiche In-vivo-Calcium-Bildgebung mit einem kopfmontierten Miniaturmikroskop in der Amygdala der frei verhaltenden Maus

Kopfimplantate für die Neurobildgebung von wachen, kopffixierten Ratten

Das DREAM-Implantat: ein leichtes, modulares und kostengünstiges Implantatsystem für die chronische Elektrophysiologie bei kopffesten und sich frei verhaltenden Mäusen

Das DREAM-Implantat: ein leichtes, modulares und kostengünstiges Implantatsystem für die chronische Elektrophysiologie bei kopffesten und sich frei verhaltenden Mäusen