This research was supported by Basic Science Research Program through the NRF funded by the Ministry of Education, Science and Technology (2010-0022362) and (2012R1A2A2A02046812).

بيان الأخلاق: تمت الموافقة على هذه التجربة من قبل لجنة رعاية الحيوان المؤسسية واستخدم جامعة كيونغ بوك الوطنية، وأجريت وفقا لدليل لرعاية واستخدام الحيوانات المختبرية (المعهد الوطني للصحة، 1996). بعد التجربة، تم ذبح الحيوانات تحت غاز ثاني أكسيد الكربون القتل الرحيم. 1. تصميم شريط الرأس التثبيت للجرذان ملاحظة: هذه الخطوة هي توجيهي عام لتصميم شريط التثبيت. أي تعديل عن البعد والمادية ممكن اعتمادا على الحيوانات أو زراعة. تصميم شريط الرأس التثبيت باستخدام برامج CAD يوصى لكن ليس من الضروري. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استخدام برنامج CAD لتصميم شريط التثبيت. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تصميم شريط التثبيت من شكل مستطيل (123 × 35 × 6 مم) (الشكل 1A). جعل الشق مستطيلة (16 × 20 مم؛ ميناء) في منتصف شريط التثبيت. إضافة المنحدرات أو حزوز حركتيح بمثابة دليل السكك الحديدية على حدود ميناء (الشكل 1A-لذلك، 1B الشكل -arrows). ملاحظة: تأكد من أن منطقة الميناء تغطي المستطيل يقدر الجمجمة الفئران على مدى الدماغ للسماح المداخل الرأسية باستخدام تتلاعب التجسيمي على معظم مناطق الدماغ من خلال حج القحف. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> نعلق لوحات (50 × 20 × 6 مم) مع اثنين من الثقوب رسو ممدود على جانبي شريط التثبيت. تأكد من أن هذه الثقوب تمر مسامير 6 مم (الشكل 1A-د). جعل حفرة قطرها 3 مم أمام الميناء لقفل هوك (الشكل 1A-ب). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> جعل مربع جود الكلمة (135 × 305 ملم) والجدران الجانبية (305 × 76 ملم). حفر اثنين من الثقوب قطرها 6 مم كما هو مبين في الشكل 1A (الشكل). إضافة الجدران الداعمة على شريط التثبيت (الشكل 1A-ه). </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تصنيع شريط تصميم والمربع وتجميع كل منهم باستخدام cyanoacrylate كماهو مبين في الشكل 1A (الشكل). تجميع شريط على مربع باستخدام مسامير 6 مم. تطبيق منحدر من خلال تعديل موقف المسمار شريط لرئيس تثبيت مريح (الشكل 1A-الشكل). ملاحظة: بالنسبة للفئران، والبعد من شريط التثبيت هو 60 × 20 × 4 ملم (تتألف من طبقتين من 2 ملم لوحات الاكريليك سميكة). المنفذ مربع من 8 مم العرض (الأعلى) و 9 × 10 ملم (أقل) كما هو مبين في الشكل 1C. لوحات ترسيخ هي نفس الحجم من الفئران. الجدران لوحة مربع والجانب هي 100 × 72 مم و 100 × 50 مم، على التوالي. </li></ol> 2. رئيس المركب البناء خلال جراحة زرع تنبيه: كن حذرا عند التعامل مع راتنج الاكريليك الأسنان. السائل قد يسبب تهيج الجلد. وضع على قناع وارتداء القفازات. العمل في منطقة جيدة التهوية. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> التحضير قبل الجراحة <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بإحكام التفاف الحدود من ميناء شريط التثبيت باستخدام ا ف بفيلم araffin لمنع التصاق الراتنج التطبيقية الاكريليك لشريط (انظر الشكل 1B والشكل 2A). معطف الحدود من الميناء الفيلم البارافين مغطاة بطبقة رقيقة من راتنج الأكريليك. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استخدام الأدوات الجراحية المعقمة. بدقة تطهير إطار التجسيمي ومحيطها باستخدام 70٪ الكحول الإيثيلي. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إجراء جراحة زرع التجسيمي <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تخدير الحيوان عن طريق الحقن داخل الصفاق من خليط كوكتيل (2 مل / كغ) من الكيتامين 10 مل (50 ملغ / مل)، زيلازين هيدروكلوريد 1.5 مل (23.32 ملغ / مل)، والمالحة 2.5 مل. تأكد من أن الحيوان تخدير كامل ولم يستجب الى الذيل وأخمص القدمين القرصات. حقن خليط كوكتيل من 1 مل / كغ خلال عملية جراحية عند الضرورة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إصلاح الحيوان إلى جهاز التجسيمي. تطبيق مرهم على العينين لمنع جفاف أثناء الجراحة. حلاقة وتنظيف فروة الرأس مع الايثانول 70٪. إعطاء الحقن تحت الجلد من 2٪ ليدوكائين وشق هيئة السلع التموينيةليرة لبنانية على طول خط الوسط من الجمجمة. تتخلص تماما من السمحاق. شطف مع المياه المالحة عدة مرات. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> جعل لدغ حفرة الحفر بالقرب من حافة الجمجمة. مسامير زرع 4-5 المنعطفات (تصل إلى 1 مم العمق) من على سطح الجمجمة لمنع خرق جافية. تأكد من عدم تسرب السائل النخاعي والدم على سطح الجمجمة بعد المسمار الزرع. شطف مع المياه المالحة وتجفيف سطح الجمجمة باستخدام الهواء نفخة، وخصوصا حول مسامير. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> معطف سطح الجمجمة مع طبقة رقيقة من &quot;لاصق الأسنان (سوبر بوند C &amp; B)&quot;. لا تغطي كامل سطح الجمجمة بما في ذلك bregma إذا تم جدولة زرع قطب كهربائي إضافي. استخدام bregma لوسم الإحداثيات حج القحف. أقطاب الزرع و / أو مايكرو محرك وإصلاحه على الجمجمة من خلال تطبيق راتنج الأكريليك حوله. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تطبيق راتنج الأكريليك إضافية على أعلى من الاسمنت الأسنان. استخدام كمية مناسبة من راتنج الأكريليك لترك مساحة كافية بين ملء المغلفة شريط الراتنج لد الراتنج الأولي التركيب عند تثبيت مكان مسامير و / أو أقطاب (الشكل 2A). </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع شريط الرأس التثبيت 5 ملم أو أكثر فوق سطح الجمجمة ومواءمة وسطها (الشكل 2A -Left). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تطبيق راتنج الاكريليك في الفجوة بين قاعدة الجمجمة وراتنجات الأولية المتزايدة. (الشكل 2A -Center). الانتظار حتى يصبح من الصعب الراتنج. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة الأذن بار وسحب المركب مصبوب من ميناء شريط التثبيت. (الشكل 2A من اليمين). تطبيق بعناية راتنج الاكريليك إضافية حول القضبان حافة المركب مصبوب إذا لزم الأمر. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> شطف سطح الجرح من فروة الرأس بمحلول ملحي معقم. حقن مضاد حيوي (enrofloxacin، 5 ملغ / كغ الشوري) و(طرطرات بوتورفانول، 2 ملغ / كغ الشوري) مسكن فورا بعد الجراحة. إيواء الحيوانات بشكل فردي في قفص واحد. </li></ol> 3. التعود الحيوانات إلى الرأس التثبيت ملاحظة: هذه الخطوة ديالكتبة جداول التعود على أساس تقديرات المؤلفين الناجحة تجريبيا. لمحة عامة عن إجراء التعود على الرأس التثبيت، راجع شوارتز 10 أو 11 قوه العمل. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعطاء فترة نقاهة كافية (أسبوع أو أكثر) للحيوانات. في يوم 1، والتعامل مع الحيوانات في كثير من الأحيان على دورات قصيرة المقسمة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> في اليوم التالي (يوم 2)، وتعريض الحيوان للبيئة التثبيت (مربع). لا تدخل رئيس المركب بهم إلى ميناء شريط التثبيت. ترك الحيوانات والتعود على البيئة. آمن والاستيلاء على المركب الرأس باستخدام اليد ل1-2 ثانية، والإفراج عنها فورا. كرر التثبيت على المدى القصير من جهة الاستيلاء على عدة مرات. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> في يوم 3، روض الحيوانات لالرأس التثبيت. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> جلب الحيوانات من أقفاص الداخل وتسويتها في المربع توجيه رؤساء نحو ميناء شريط التثبيت. الاستيلاء على المركب الرأس وأدخله في ميناء شريط التثبيت. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ربط المركب (الحيوانالرأس) لربط قفل شريط التثبيت باستخدام الشريط المطاطي. الوقوف لمدة 5 دقائق. ملاحظة: لا تلمس الجذع أو ذيل الحيوان بعد التثبيت، الأمر الذي يؤدي الحيوان لصرير والنضال زيادة التوتر الحيوان. عندما يستمر الحيوان يكافح أكثر من 1 دقيقة، والإفراج عنها والمحاولة لاحقا. من هذه الخطوة، تظهر الحيوانات البول والبراز إفراز كلما تعرضت لرئاسة التثبيت ولكن هذا يحصل تدريجيا خفض كعائدات التعود. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استرداد تأمين الشريط المطاطي وإخراج المركب خارج الميناء. وضع الحيوانات الى قفص المنزل وتقديم قطعة من الحبوب أو بذور عباد الشمس في قفص المنزل كمكافأة. بدء المحاكمة القادمة في 30 دقيقة. كرر 3.4.1 إلى 3.4.4 خمسة أو أكثر خلال يوم واحد. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> في يوم 4-7، وتعريض الحيوانات لرئاسة التثبيت كما هو موضح في بروتوكول 3.4. تدريجيا زيادة مدة رئيس تثبيت (10 دقيقة، 20 دقيقة، 30 دقيقة، و 50 دقيقة كعائدات التعود). ملاحظة: إذا لم تفعل الحيواناتتي إطعام مكافأة الغذاء، يمكن أن يكون علامة على وجود مستوى عال من التوتر. لا زيادة وقت التثبيت. إذا الحيوانات تظهر المتكررة تكافح السلوك، روض لهم لفترة أطول. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تحقق من وزن الجسم الحيوان يوميا. النظر في التعود ناجحة عندما وزن الجسم يتناقص. الشروع في المهام السلوكية مع تثبيت الرأس بعد التعود ناجحة. ملاحظة: الناجحة التعود يسهل التدريب السلوكي لاحقة (الشكل 3E وF). </li></ol>

<ol>
	<li>Mayrhofer, J. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Novel+two-alternative+forced+choice+paradigm+for+bilateral+vibrotactile+whisker+frequency+discrimination+in+head-fixed+mice+and+rats.">Novel two-alternative forced choice paradigm for bilateral vibrotactile whisker frequency discrimination in head-fixed mice and rats.</a> J Neurophysiol. 109, 273-284 (2013).</li><li>Bryant, J. L., Roy, S., Heck, D. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+technique+for+stereotaxic+recordings+of+neuronal+activity+in+awake,+head-restrained+mice.">A technique for stereotaxic recordings of neuronal activity in awake, head-restrained mice.</a> J Neurosci Methods. 178, 75-79 (2009).</li><li>Ollerenshaw, D. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Detection+of+tactile+inputs+in+the+rat+vibrissa+pathway.">Detection of tactile inputs in the rat vibrissa pathway.</a> J Neurophysiol. 108, 479-490 (2012).</li><li>Lee, M. G., Manns, I. D., Alonso, A., Jones, B. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sleep-wake+related+discharge+properties+of+basal+forebrain+neurons+recorded+with+micropipettes+in+head-fixed+rats.">Sleep-wake related discharge properties of basal forebrain neurons recorded with micropipettes in head-fixed rats.</a> J Neurophysiol. 92, 1182-1198 (2004).</li><li>Lutcke, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optical+recording+of+neuronal+activity+with+a+genetically-encoded+calcium+indicator+in+anesthetized+and+freely+moving+mice.">Optical recording of neuronal activity with a genetically-encoded calcium indicator in anesthetized and freely moving mice.</a> Front Neural Circuits. 4, 9 (2010).</li><li>Dombeck, D. A., Khabbaz, A. N., Collman, F., Adelman, T. L., Tank, D. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Imaging+large-scale+neural+activity+with+cellular+resolution+in+awake,+mobile+mice.">Imaging large-scale neural activity with cellular resolution in awake, mobile mice.</a> Neuron. 56, 43-57 (2007).</li><li>Kimura, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Reinforcing+operandum:+rapid+and+reliable+learning+of+skilled+forelimb+movements+by+head-fixed+rodents.">Reinforcing operandum: rapid and reliable learning of skilled forelimb movements by head-fixed rodents.</a> Journal of neurophysiology. 108, 1781-1792 (2012).</li><li>Hadlock, T., Kowaleski, J., Mackinnon, S., Heaton, J. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+novel+method+of+head+fixation+for+the+study+of+rodent+facial+function.">A novel method of head fixation for the study of rodent facial function.</a> Experimental neurology. 205, 279-282 (2007).</li><li>Roh, M., Jang, I. S., Lee, M. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Push-in+Head+Restraining+Apparatus+for+Intracranial+Self+Stimulation+Tasks+in+Rats.">Push-in Head Restraining Apparatus for Intracranial Self Stimulation Tasks in Rats.</a> Korean J Physiol Pharmacol. 18, 103-108 (2014).</li><li>Schwarz, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+head-fixed+behaving+rat--procedures+and+pitfalls.">The head-fixed behaving rat--procedures and pitfalls.</a> Somatosensory &amp; motor research. 27, 131-148 (2010).</li><li>Guo, Z. V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Procedures+for+Behavioral+Experiments+in+Head-Fixed+Mice.">Procedures for Behavioral Experiments in Head-Fixed Mice.</a> PLoS ONE. 9, (2014).</li><li>Osborne, J. E., Dudman, J. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=RIVETS:+a+mechanical+system+for+in+vivo+and+in+vitro+electrophysiology+and+imaging.">RIVETS: a mechanical system for in vivo and in vitro electrophysiology and imaging.</a> PLoS One. 9, e89007 (2014).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

This protocol demonstrates a simple and convenient head fixation method using materials at hand. For physically successful head fixation, the first critical steps during surgery is to rinse and dry the skull surface clearly before applying the dental adhesive resin cement. Second, this method does not uses screws implanting under temporal muscles and only depends on the screws on the skull, their perpendicular implantation against the surface of skull rim is crucial10. This reduces the possibility of accidental resin mounter separation from the skull, especially in rats.
The acrylic resin to build the head mounter is adhesive to the bar. We prevented this by covering the paraffin film over the port. However, this is an inconvenient procedure. One possible solution to improve this is to design the fixation bar with a metallic material. Furthermore, this should serve more stability in clamping than the acrylic bar by removing the gap occupied by the paraffin film. The described method might be inappropriate for brain imaging study because of small gap originated from paraffin film. This could also be resolved by metallic fixation bar or other method proposed elsewhere12.
One of benefits of this method is flexibility (or compatibility). Since the area of the port covers vertical access routes into nearly most of the brain areas. This indicates that experiment-specific head frame design is not required. Once the fixation bar is designed, it can be used without any modification. Also, this method is immediately applicable in general laboratory condition. The head fixation without metal head-posts is achieved by molding the acrylic resin which is available in general laboratory performing implantation surgery. Fixation procedure is convenient to investigators without using screws and plates assembly2,7,8.

رئيس تثبيت أو رئيس الزجرية هو أسلوب من شل حركة رأس الحيوان عن طريق ربط الإطار أو لوحة على الجمجمة للقط جامدة. وقد تم اعتماد هذه التقنية لالتحفيز الحسي الدقيق، والاستشعار السلوكي مع أو بدون تسجيل العصبي في الحيوانات المستيقظة 1-3 والعلامات juxtacellular خلال دورة النوم واليقظة 4. كما أنها تستخدم في الجسم الحي تصوير الدماغ 5،6. الآن تقنية رأس تثبيت أداة تستخدم عادة في علم الأعصاب والبحوث السلوكية. في الأساس، رئيس التثبيت التقليدية يتطلب مرفق جراحي من المعدن الرأس المشاركات على الجزء العلوي من الجمجمة 6-8. ثم فرضت المرفقات إلى منصة ثابتة، مما أدى إلى شل حركة الرأس. بحث العصبي في الحيوانات المستيقظة مثل العصبية و / أو تسجيل البصرية، تدخل دوائر الدماغ، ويرافق تصوير الدماغ عن طريق الجراحة زرع باستخدام الأكريليك الأسنان. بناءا عليه،يبدو مهمة بسيطة لتنفيذ تثبيت الرأس في تلك المختبرات عندما يكون ذلك ضروريا تجريبيا. وينبغي تصميم الإطارات لتكون خفيفة الوزن وصغيرة بما فيه الكفاية على عدم تعكير صفو السلوك الطبيعي الحيوان في أقفاص وطنهم. كما يوفر الصلابة الميكانيكية عندما فرضت على منصة ثابتة. لديها أيضا توافق مع الحياة اعتمادا على أغراض تجريبية. وبالتالي، فمن الصعب من الناحية الفنية لتصميم وتصنيع هذه الوظائف الرأس في معدات المختبرات العامة. في هذه الدراسة، وصفت طريقة رئيس تثبيت الرواية، وتوفير صلابة ميكانيكية من خلال لقط مريحة دون استخدام المعادن الرأس المشاركات. باستخدام الطريقة، يمكن أن يتم تثبيت الرأس تحت ظروف المختبر العامة، حيث عادة ما يتم إجراء جراحة زرع في القوارض لدراسة الدماغ. يتم استبدال المعادن الرأس المشاركات مع الاكريليك الاسمنت الراتنج مصبوب جزئيا بار رئيس التثبيت حسب الطلب وعملية الصب يتم خلال implanجراحة الكساء. يوفر شريط تثبيت التوافق مكانية عالية مع غرسات أخرى، مثل تحقيقات تسجيل العصبية، أقطاب التحفيز. كما أنه يبسط خطوات تحامل رأس الحيوان على منصة تثبيت عن طريق إزالة المسمار الربط. استخدمنا هذه الطريقة في الدراسة السلوكية السابقة وخلصنا إلى أن هذه الطريقة هي سهلة التنفيذ ومريحة في التجريب العملي 9.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="901">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:231px;">Dental acrylic resin</td>
			<td style="width:199px;">Lang Dental Manufacturing</td>
			<td style="width:129px;">Ortho-Jet</td>
			<td style="width:343px;">to make molded mounter</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:231px;">Paraffin film</td>
			<td style="width:199px;">Bemis</td>
			<td style="width:129px;">Parafilm</td>
			<td>to prevent adhesion of acrylic resin to the bar</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:231px;">Dental adhesive</td>
			<td style="width:199px;">Sun Medical</td>
			<td style="width:129px;">Super-Bond C&#38;B</td>
			<td>to bond between acrylic resin and skull</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:231px;">Plexglass or other acrylic plate</td>
			<td style="width:199px;"></td>
			<td style="width:129px;"></td>
			<td>to make fixation bar and box platform</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:231px;">Cyanoacrylate</td>
			<td style="width:199px;"></td>
			<td style="width:129px;"></td>
			<td>to bond acrylic plates</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

acrylic resin molding based head fixation technique in rodents

Head fixation is a technique of immobilizing animal's head by attaching a head-post on the skull for rigid clamping. Traditional head fixation requires surgical attachment of metallic frames on the skull. The attached frames are then clamped to a stationary platform resulting in immobilization of the head. However, metallic frames for head fixation have been technically difficult to design and implement in general laboratory environment. In this study, we provide a novel head fixation method. Using a custom-made head fixation bar, head mounter is constructed during implantation surgery. After the application of acrylic resin for affixing implants such as electrodes and cannula on the skull, additional resins applied on top of that to build a mold matching to the port of the fixation bar. The molded head mounter serves as a guide rails, investigators conveniently fixate the animal&#8217;s head by inserting the head mounter into the port of the fixation bar. This method could be easily applicable if implantation surgery using dental acrylics is necessary and might be useful for laboratories that cannot easily fabricate CNC machined metal head-posts.

هذا الأسلوب رئيس تثبيت ينطبق على كل من الفئران والجرذان. تلقت مجموع ثمانية فئران زرع الثنائي لتحفيز كهربائي في حزمة الدماغ الأمامي وسطي. لمدة أربعة للخروج منها، وتطويعه أقطاب سلك التنغستن (ميكرودريفيس) تم زرعها بالإضافة إلى منطقة forelimb M1 (الشكل 2C). بالنسبة للفئران (ن = 2)، تم زرع أربعة أقطاب أسلاك الفولاذ المقاوم للصدأ في المناطق القشرية الأمامية / القذالي. أثناء الجراحة، ومصبوب mounters رئيس لتثبيت الرأس في كل من الجرذان والفئران، كما وصف في بروتوكول القسم 2. بعد التعافي من الجراحة، وتعرضوا لجلسات يومية من رئيس تثبيت إما التعود أو المهمة السلوكية. بقي mounters رئيس مصبوب حتى نهاية التجربة (40.5 ± 1.73 (يعني ± SD) يوما بالنسبة للفئران و 81 ± 5.66 (يعني ± SD) يوما بالنسبة للفئران بعد الجراحة). تعرض الفئران يوميا 40-60 دقيقة رأس تثبيت أثناء مهمة السلوك. تعرض الفئران يوميا 20-40 دقيقة من تكونhavior المهمة. في السابق كنا نستخدم هذا الأسلوب لتدريب الفئران الشد والجذب وسيلة للضغط تحت رأسه التثبيت. وكانت مكافأة التحفيز الكهربائي مباشرة من حزمة الدماغ الأمامي وسطي. على الرغم من أنه يتسبب السلوك الحركي المبالغ فيه، واستمر رئيس تثبيت بحزم دون فصل المركب عرضي. بعد التعود، لرسو السفن والمركب الرئيسي في ميناء شريط التثبيت اكتمل في بضع ثوان قبل قفل الشريط المطاطي على هوك. عندما قدم للمرة الأولى إلى تثبيت الرأس، الحيوانات ويعرض تكافح السلوكيات مثل تشغيل في المكان، تصويب أرجلهم (3A الشكل وB). ومع ذلك، فإن مثل هذه السلوكيات تضاءلت مع التعود. ويمكن التأكد من نجاح التعود أن الحيوانات لا تظهر أي سلوك أكثر تناضل مع رئيس ثابتة (الشكل 3C وD). <img alt="الشكل 1" src="/files/ftp_upload/53064/53064fig1.jpg" /> الشكل 1. تصميم شريط الرأس التثبيت. (A) أسماء المكونات من شريط الرأس التثبيت. أ) الميناء؛ ب) قفل هوك؛ ج) هيئة شريط التثبيت. د) ترسيخ الثقوب. ه) دعم الجدار؛ و) لوحة ترسيخ. ويصور تصميم مربع التثبيت في أقحم. وتستخدم اثنين من الثقوب في الجدار الجانبي لتحديد المواقع هندسيا شريط التثبيت. (B) عرض منظور تصميم شريط تثبيت الرأس بالنسبة للفئران. السهام السوداء تشير إلى الحدود تغطية الأفلام البارافين. (C) تصميم الميناء لتثبيت الرأس في الفئران. (معدلة من الشكل 1 من روه وآخرون. 9) <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/53064/53064fig1large.jpg" target="_blank">يرجى النقر هنا لمشاهدة نسخة أكبر من هذا الرقم.</a> <img alt="الرقم 2" src="/files/ftp_upload/53064/53064fig2.jpg" /> الشكل 2. بناء المركب صب أثناء الجراحة. (A) الناقد<html> آل الخطوات صب المركب الرأس. يجب زرع (يسار) مسامير (الأشكال T باللون الأسود) عمودي على الجمجمة (الرمادي) السطح. وهناك طبقة رقيقة من الأسمنت الأسنان الراتنج لاصقة (الأخضر) تغطي مسامير وعلى سطح الجمجمة. (مركز) بعد زرع اعتمادا على أغراض تجريبية، تمتلئ راتنجات الاكريليك إضافية (البرتقالي) في الفجوة بين الراتنج المغلفة الأولي على راتنجات ميناء وقاعدة على سطح الجمجمة ويصبح جزءا من المركب الرأس. (يمين) بعد راتنجات الاكريليك وأضاف هي مجموعة الصلب، ويمكن أن يتم الافراج عن المركب الرأس من الانزلاق خارج الميناء. خطوط سوداء صلبة تشير الأفلام البارافين. (معدلة من الشكل 1 من روه وآخرون. 9) (B) مصنوعة رئيس المركب على الفئران مستعدة للإفراج عن (بعد خطوة من A-مركز). (CD) مصبوب راتنجات الاكريليك بمثابة المركب الرأس. بعد الجراحة، لا يزال تحت التخدير، ويتم الإفراج الحيوانات من شريط التثبيت. السهام السوداء تشير القضبان دليل مطابقة لشكل من الميناء.<html> ملاحظة: //www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/53064/53064fig2large.jpg &quot;الهدف =&quot; _ فارغة &quot;&gt; الرجاء انقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم. <img alt="الشكل (3)" src="/files/ftp_upload/53064/53064fig3.jpg" /> الجرذان والفئران الرقم 3. رئيس الثابتة. (AB) عندما تتعرض الحيوانات في البداية لرئاسة التثبيت، تنبعث تكافح السلوك. (CD) وعائدات التعود، تظهر الحيوانات سلوك أقل تكافح وعادة الجلوس على الأرض من منصة ثابتة. (EF) نتيجة للأداء المهمة السلوكية من نجاح (E) وغير ناجحة (F) التعود البيئة رئيس التثبيت (معدلة من الشكل 3 من روه وآخرون 9). عدد مكافأة يشمل كلا مجانية (لأغراض تشكيل) ويتوقف ذراع سحب. في كلتا الدورتين، ويظهر الفئران الذي تعود بالقدر الكافي إلى ضعف أداء مكافأة إلا عن طريق رافعة عرضي تسحب من السلوك غير يتوقف.= &quot;https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/53064/53064fig3large.jpg&quot; الهدف = &quot;_ فارغة&quot;&gt; الرجاء انقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

Watch this Scientific Journal Video about Acrylic Resin Molding Based Head Fixation Technique in Rodents at JoVE.com

Acrylic Resin Molding Based Head Fixation Technique in Rodents

Traditional head fixation techniques have used metallic frames attached on the skull as an interface for head fixation apparatus. This protocol demonstrates a frameless, acrylic resin molding based head fixation technique for behavioral tasks in rodents.

رئيس القائمة على الاكريليك الراتنج صب التثبيت تقنية في القوارض

Head fixation is a technique of immobilizing animal's head by attaching a head-post on the skull for rigid clamping. Traditional head fixation requires ...

acrylic-resin-molding-based-head-fixation-technique-in-rodents

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Neuroscience

11.7K Views.  Kyungpook National University. Traditional head fixation techniques have used metallic frames attached on the skull as an interface for head fixation apparatus. This protocol demonstrates a frameless, acrylic resin molding based head fixation technique for behavioral tasks in rodents.

Video: Acrylic Resin Molding Based Head Fixation Technique in Rodents

Preparing Undercut Model of Posttraumatic Epileptogenesis in Rodents

Partially isolated cortex ("undercut") is an animal model of posttraumatic epileptogenesis. The surgical procedure involves cutting through the sensorimotor cortex and the underneath white matter (undercut) so that a specific region of the cerebral cortex is largely isolated from the neighboring cortex and subcortical regions1-3. After a latency of two or more weeks following the surgery, epileptiform discharges can be recorded in brain slices from rodents1; and electrical or behavior seizures can be observed in vivo from other species such as cat and monkey4-6. This well established animal model is efficient to generate and mimics several important characteristics of traumatic brain injury. However, it is technically challenging attempting to make precise cortical lesions in the small rodent brain with a free hand. Based on the procedure initially established in Dr. David Prince's lab at the Stanford University1, here we present an improved technique to perform a surgery for the preparation of this model in mice and rats. We demonstrate how to make a simple surgical device and use it to gain a better control of cutting depth and angle to generate more precise and consistent results. The device is easy to make, and the procedure is quick to learn. The generation of this animal model provides an efficient system for study on the mechanisms of posttraumatic epileptogenesis.

Partially isolated cortex (&#x201C;undercut&#x201D;) is an efficient animal model of posttraumatic epileptogenesis. Here we demonstrate how to make a novel surgical device and use it to make more precise and consistent lesions to generate this model.

إعداد نموذج لتقويض Epileptogenesis بعد الاصابة في القوارض

Partially isolated cortex ("undercut") is an animal model of posttraumatic epileptogenesis. The surgical procedure involves cutting through the ...

Whole Animal Perfusion Fixation for Rodents

The goal of fixation is to rapidly and uniformly preserve tissue in a life-like state. While placing tissue directly in fixative works well for small pieces of tissue, larger specimens like the intact brain pose a problem for immersion fixation because the fixative does not reach all regions of the tissue at the same rate 5,7. Often, changes in response to hypoxia begin before the tissue can be preserved 12. The advantage of directly perfusing fixative through the circulatory system is that the chemical can quickly reach every corner of the organism using the natural vascular network. In order to utilize the circulatory system most effectively, care must be taken to match physiological pressures 3. It is important to note that physiological pressures are dependent on the species used. Techniques for perfusion fixation vary depending on the tissue to be fixed and how the tissue will be processed following fixation. In this video, we describe a low-cost, rapid, controlled and uniform fixation procedure using 4% paraformaldehyde perfused via the vascular system: through the heart of the rat to obtain the best possible preservation of the brain for immunohistochemistry. The main advantage of this technique (vs. gravity-fed systems) is that the circulatory system is utilized most effectively.

Here we describe a low-cost, rapid, controlled and uniform fixation procedure using 4% paraformaldehyde perfused via the vascular system: through the heart of the rat to obtain the best possible preservation of the brain.

كامل التثبيت الإرواء الحيوان للقوارض

The goal of fixation is to rapidly and uniformly preserve tissue in a life-like state. While placing tissue directly in fixative works well for small ...

A Low Cost Setup for Behavioral Audiometry in Rodents

In auditory animal research it is crucial to have precise information about basic hearing parameters of the animal subjects that are involved in the experiments. Such parameters may be physiological response characteristics of the auditory pathway, e.g. via brainstem audiometry (BERA). But these methods allow only indirect and uncertain extrapolations about the auditory percept that corresponds to these physiological parameters. To assess the perceptual level of hearing, behavioral methods have to be used. A potential problem with the use of behavioral methods for the description of perception in animal models is the fact that most of these methods involve some kind of learning paradigm before the subjects can be behaviorally tested, e.g. animals may have to learn to press a lever in response to a sound. As these learning paradigms change perception itself 1,2 they consequently will influence any result about perception obtained with these methods and therefore have to be interpreted with caution. Exceptions are paradigms that make use of reflex responses, because here no learning paradigms have to be carried out prior to perceptual testing. One such reflex response is the acoustic startle response (ASR) that can highly reproducibly be elicited with unexpected loud sounds in na&iuml;ve animals. This ASR in turn can be influenced by preceding sounds depending on the perceptibility of this preceding stimulus: Sounds well above hearing threshold will completely inhibit the amplitude of the ASR; sounds close to threshold will only slightly inhibit the ASR. This phenomenon is called pre-pulse inhibition (PPI) 3,4, and the amount of PPI on the ASR gradually depends on the perceptibility of the pre-pulse. PPI of the ASR is therefore well suited to determine behavioral audiograms in na&iuml;ve, non-trained animals, to determine hearing impairments or even to detect possible subjective tinnitus percepts in these animals. In this paper we demonstrate the use of this method in a rodent model (cf. also ref. 5), the Mongolian gerbil (Meriones unguiculatus), which is a well know model species for startle response research within the normal human hearing range (e.g. 6).

A fast and inexpensive method for the behavioral determination of hearing parameters like hearing thresholds, hearing impairments or phantom perceptions (subjective tinnitus) is described. It uses pre-pulse inhibition of the acoustic startle response and can be easily implemented in a personal computer using a programmable AD/DA-converter and a piezo sensor.

A الإعداد منخفضة التكلفة لقياس قوة السمع السلوكية في القوارض

In auditory animal research it is crucial to have precise information about basic hearing parameters of the animal subjects that are involved in the ...

Recording and Analysis of Circadian Rhythms in Running-wheel Activity in Rodents

When rodents have free access to a running wheel in their home cage, voluntary use of this wheel will depend on the time of day1-5. Nocturnal rodents, including rats, hamsters, and mice, are active during the night and relatively inactive during the day. Many other behavioral and physiological measures also exhibit daily rhythms, but in rodents, running-wheel activity serves as a particularly reliable and convenient measure of the output of the master circadian clock, the suprachiasmatic nucleus (SCN) of the hypothalamus. In general, through a process called entrainment, the daily pattern of running-wheel activity will naturally align with the environmental light-dark cycle (LD cycle; e.g. 12 hr-light:12 hr-dark). However circadian rhythms are endogenously generated patterns in behavior that exhibit a ~24 hr period, and persist in constant darkness. Thus, in the absence of an LD cycle, the recording and analysis of running-wheel activity can be used to determine the subjective time-of-day. Because these rhythms are directed by the circadian clock the subjective time-of-day is referred to as the circadian time (CT). In contrast, when an LD cycle is present, the time-of-day that is determined by the environmental LD cycle is called the zeitgeber time (ZT).
Although circadian rhythms in running-wheel activity are typically linked to the SCN clock6-8, circadian oscillators in many other regions of the brain and body9-14 could also be involved in the regulation of daily activity rhythms. For instance, daily rhythms in food-anticipatory activity do not require the SCN15,16 and instead, are correlated with changes in the activity of extra-SCN oscillators17-20. Thus, running-wheel activity recordings can provide important behavioral information not only about the output of the master SCN clock, but also on the activity of extra-SCN oscillators. Below we describe the equipment and methods used to record, analyze and display circadian locomotor activity rhythms in laboratory rodents.

Circadian rhythms in voluntary wheel-running activity in mammals are tightly coupled to the molecular oscillations of a master clock in the brain. As such, these daily rhythms in behavior can be used to study the influence of genetic, pharmacological, and environmental factors on the functioning of this circadian clock.

تسجيل وتحليل إيقاعات الساعة البيولوجية في تشغيل عجلة النشاط في القوارض

When rodents have free access to a running wheel in their home cage, voluntary use of this wheel will depend on the time of day1-5. Nocturnal rodents, ...

Transplantation of Olfactory Ensheathing Cells to Evaluate Functional Recovery after Peripheral Nerve Injury

Olfactory ensheathing cells (OECs) are neural crest cells which allow growth and regrowth of the primary olfactory neurons. Indeed, the primary olfactory system is characterized by its ability to give rise to new neurons even in adult animals. This particular ability is partly due to the presence of OECs which create a favorable microenvironment for neurogenesis. This property of OECs has been used for cellular transplantation such as in spinal cord injury models. Although the peripheral nervous system has a greater capacity to regenerate after nerve injury than the central nervous system, complete sections induce misrouting during axonal regrowth in particular after facial of laryngeal nerve transection. Specifically, full sectioning of the recurrent laryngeal nerve (RLN) induces aberrant axonal regrowth resulting in synkinesis of the vocal cords. In this specific model, we showed that OECs transplantation efficiently increases axonal regrowth.
OECs are constituted of several subpopulations present in both the olfactory mucosa (OM-OECs) and the olfactory bulbs (OB-OECs). We present here a model of cellular transplantation based on the use of these different subpopulations of OECs in a RLN injury model. Using this paradigm, primary cultures of OB-OECs and OM-OECs were transplanted in Matrigel after section and anastomosis of the RLN. Two months after surgery, we evaluated transplanted animals by complementary analyses based on videolaryngoscopy, electromyography (EMG), and histological studies. First, videolaryngoscopy allowed us to evaluate laryngeal functions, in particular muscular cocontractions phenomena. Then, EMG analyses demonstrated richness and synchronization of muscular activities. Finally, histological studies based on toluidine blue staining allowed the quantification of the number and profile of myelinated fibers.
All together, we describe here how to isolate, culture, identify and transplant OECs from OM and OB after RLN section-anastomosis and how to evaluate and analyze the efficiency of these transplanted cells on axonal regrowth and laryngeal functions.

Olfactory ensheathing cells (OECs) are neural crest cells which allow growth of the primary olfactory neurons. This specific property can be used for cellular transplantation. We present here a model of cellular transplantation based on the use of OECs in a laryngeal nerve injury model.

زرع الخلايا الشمية مغمد لتقييم الانتعاش وظيفية بعد إصابة العصب المحيطي

Olfactory ensheathing cells (OECs) are neural crest cells which allow growth and regrowth of the primary olfactory neurons. Indeed, the primary olfactory ...

Deep Brain Stimulation with Simultaneous fMRI in Rodents

In order to visualize the global and downstream neuronal responses to deep brain stimulation (DBS) at various targets, we have developed a protocol for using blood oxygen level dependent (BOLD) functional magnetic resonance imaging (fMRI) to image rodents with simultaneous DBS. DBS fMRI presents a number of technical challenges, including accuracy of electrode implantation, MR artifacts created by the electrode, choice of anesthesia and paralytic to minimize any neuronal effects while simultaneously eliminating animal motion, and maintenance of physiological parameters, deviation from which can confound the BOLD signal.&#160;Our laboratory has developed a set of procedures that are capable of overcoming most of these possible issues. For electrical stimulation, a homemade tungsten bipolar microelectrode is used, inserted stereotactically at the stimulation site in the anesthetized subject. In preparation for imaging, rodents are fixed on a plastic headpiece and transferred to the magnet bore. For sedation and paralysis during scanning, a cocktail of dexmedetomidine and pancuronium is continuously infused, along with a minimal dose of isoflurane; this preparation minimizes the BOLD ceiling effect of volatile anesthetics. In this example experiment, stimulation of the subthalamic nucleus (STN) produces BOLD responses which are observed primarily in ipsilateral cortical regions, centered in motor cortex. Simultaneous DBS and fMRI allows the unambiguous modulation of neural circuits dependent on stimulation location and stimulation parameters, and permits observation of neuronal modulations free of regional bias. This technique may be used to explore the downstream effects of modulating neural circuitry at nearly any brain region, with implications for both experimental and clinical DBS.

This protocol describes a standard method for simultaneous functional magnetic resonance imaging and deep brain stimulation in the rodent. The combined use of these experimental tools allows for the exploration of global downstream activity in response to electrical stimulation at virtually any brain target.

تحفيز الدماغ العميق مع الرنين المغناطيسي الوظيفي في وقت واحد في القوارض

In order to visualize the global and downstream neuronal responses to deep brain stimulation (DBS) at various targets, we have developed a protocol for ...

Transcranial Electrical Brain Stimulation in Alert Rodents

Transcranial electrical brain stimulation can modulate cortical excitability and plasticity in humans and rodents. The most common form of stimulation in humans is transcranial direct current stimulation (tDCS). Less frequently, transcranial alternating current stimulation (tACS) or transcranial random noise stimulation (tRNS), a specific form of tACS using an electrical current applied randomly within a pre-defined frequency range, is used. The increase of noninvasive electrical brain stimulation research in humans, both for experimental and clinical purposes, has yielded an increased need for basic, mechanistic, safety studies in animals. This article describes a model for transcranial electrical brain stimulation (tES) through the intact skull targeting the motor system in alert rodents. The protocol provides step-by-step instructions for the surgical set-up of a permanent epicranial electrode socket combined with an implanted counter electrode on the chest. By placing a stimulation electrode into the epicranial socket, different electrical stimulation types, comparable to tDCS, tACS, and tRNS in humans, can be delivered. Moreover, the practical steps for tES in alert rodents are introduced. The applied current density, stimulation duration, and stimulation type may be chosen depending on the experimental needs. The caveats, advantages, and disadvantages of this set-up are discussed, as well as safety and tolerability aspects.

This protocol describes a surgical set-up for a permanent epicranial electrode socket and an implanted chest electrode in rodents. By placing a second electrode into the socket, different types of transcranial electrical brain stimulation can be delivered to the motor system in alert animals through the intact skull.

تحفيز المخ الكهربائي Transcranial في القوارض التنبيه

Transcranial electrical brain stimulation can modulate cortical excitability and plasticity in humans and rodents. The most common form of stimulation in ...

Intracranial Pharmacotherapy and Pain Assays in Rodents

Pain is a salient sensory experience with affective and cognitive dimensions. However, central mechanisms for pain remain poorly understood, hindering the development of effective therapeutics. Intracranial pharmacology presents an important tool for understanding the molecular and cellular mechanisms of pain in the brain, as well as for novel treatments. Here we present a protocol that integrates intracranial pharmacology with pain behavior testing. Specifically, we show how to infuse analgesic drugs into a select brain region, which may be responsible for pain modulation. Furthermore, to determine the effect of the candidate drug in the central nerve system, pain assays are performed after intracranial treatment. Our results demonstrate that intracranial administration of analgesic drugs in a targeted region can provide relief of pain in rodents. Thus, our protocol successfully demonstrates that intracranial pharmacology, combined with pain behavior testing, can be a powerful tool for the study of pain mechanisms in the brain.

Here we present a protocol to perform intracranial pharmacological experiments followed by pain behavior assays in rodents. This protocol allows researchers to deliver molecular and cellular targets in the brain, for pharmacologic agents in the treatment of pain.

العلاج الصيدلاني داخل الجمجمة وفحوصات الألم في القوارض

Pain is a salient sensory experience with affective and cognitive dimensions. However, central mechanisms for pain remain poorly understood, hindering the ...

The Power of Interstimulus Interval for the Assessment of Temporal Processing in Rodents

Temporal processing deficits have been implicated as a potential elemental dimension of higher-level cognitive processes, commonly observed in neurocognitive disorders. Despite the popularization of prepulse inhibition (PPI) in recent years, many current protocols promote using a percent of control measure, thereby precluding the assessment of temporal processing. The present study used cross-modal PPI and gap prepulse inhibition (gap-PPI) to demonstrate the benefits of employing a range of interstimulus intervals (ISIs) to delineate effects of sensory modality, psychostimulant exposure, and age. Assessment of sensory modality, psychostimulant exposure, and age reveals the utility of an approach varying the interstimulus interval (ISI) to establish the shape of the ISI function, including increases (sharper curve inflections) or decreases (flattening of the response amplitude curve) in startle amplitude. Additionally, shifts in peak response inhibition, suggestive of a differential sensitivity to the manipulation of ISI, are often revealed. Thus, the systematic manipulation of ISI affords a critical opportunity to evaluate temporal processing, which may reveal the underlying neural mechanisms involved in neurocognitive disorders.

Temporal processing, a preattentive process, may underlie deficits in higher-level cognitive processes, including attention, commonly observed in neurocognitive disorders. Using prepulse inhibition as an exemplar paradigm, we present a protocol for manipulating interstimulus interval (ISI) to establish the shape of the ISI function to provide an assessment of temporal processing.

قوة إينتيرستيمولوس الفاصل الزمني للتقييم لتجهيز الزمانية في القوارض

Temporal processing deficits have been implicated as a potential elemental dimension of higher-level cognitive processes, commonly observed in ...

A Revised Surgical Approach to Induce Endolymphatic Hydrops in the Guinea Pig

Endolymphatic hydrops is an enlargement of scala media that is most often associated with Meniere&#39;s disease, though the pathophysiologic mechanism(s) remain unclear. In order to adequately study the attributes of endolymphatic hydrops, such as the origins of low-frequency hearing loss, a reliable model is needed. The guinea pig is a&#160;good model because it hears in the low-frequency regions that are putatively affected by endolymphatic hydrops. Previous research has demonstrated that endolymphatic hydrops can be induced surgically via intradural or extradural approaches that involve drilling on the endolymphatic duct and sac. However, whether it was possible to create an endolymphatic hydrops model using an extradural approach that avoided dangerous drilling on the endolymphatic duct and sac was unknown. The objective of this study was to demonstrate a revised extradural approach to induce experimental endolymphatic hydrops at 30 days post-operatively by obliterating the endolymphatic sac and injuring the endolymphatic duct with a fine pick. The sample size consisted of seven guinea pigs. Functional measurements of hearing were made and temporal bones were subsequently harvested for histologic analysis. The approach had a success rate of 86% in achieving endolymphatic hydrops. The risk of cerebrospinal fluid leak was minimal. No perioperative deaths or injuries to the posterior semicircular canal occurred in the sample. The presented method demonstrates a safe and reliable way to induce endolymphatic hydrops at a relatively quick time point of 30 days. The clinical implications are that the presented method provides a reliable model to further explore the origins of low-frequency hearing loss that can be associated endolymphatic hydrops.

This article demonstrates an extradural approach to obliterate the guinea pig endolymphatic sac and injure the endolymphatic duct with a fine pick in order to induce experimental endolymphatic hydrops.

نهج جراحي منقح للحث على هيدروكال الدم الانففاوتيك في خنزير غينيا

Endolymphatic hydrops is an enlargement of scala media that is most often associated with Meniere&#39;s disease, though the pathophysiologic mechanism(s) ...