This work was supported by NIH/NIEHS R03ES021581 (awarded to M.D.R.) and by the University of Rochester Environmental Health Center (NIH/NIEHS P30 ES001247).

1。フライ文化、ソリューション、および胚取り扱い装置の調製<ol><li> ショウジョウバエのケージ文化を準備します。 10cmのぶどう寒天プレートと酵母ペーストのスポットを装備し、人口ケージに所望の歪みの500 +交配ハエを配置します。 25℃の湿度制御インキュベーターでの培養を維持する。注： &#160;ケージの文化は、一貫性の胚敷設パターンを得るためのコンディショニングの一日か二日を必要とする。酵母ペーストでブドウのプレートは、コンディショニングの間、午前中に一度、夜に一度変更されます。 </li><li> EPSを準備します。 37℃での界面活性剤（コカミドDEAおよびエトキシ化アルコール）の温かいソリューションピペット小さな攪拌棒を備えたガラス製シンチレーションバイアルにd-リモネン18mlの。ピペットd-リモネンに1ミリリットル2種の界面活性剤（各々5％の最終濃度）の各。完全に混合し、攪拌棒を取り外します。注：EPSのこのストック溶液を、室温で約2ヶ月に適しています。ソリューション37℃に加温し、完全に使用する前に界面活性剤を可溶化するために旋回されるべきである。彼らは時間をかけていくつかのプラスチックを溶解するようにEPS及びd-リモネンは、ガラス容器に保存されるべきである。 </li><li>胚dechorionation液、インキュベーション媒体、染料と薬剤溶液を調製する。浅い皿に25ミリリットルのH 2 O及び場所で漂白剤25ミリリットルを混ぜる。前のレシピ1,12に従って変更、基本的なインキュベーション培地（MBIM）とMBIM-Tを用意します。シールズを準備し、（材料のリストを参照）、製造業者のプロトコルに従って、M3細胞培養培地およびPBSを歌った。 DMSO中10 mMの濃度で透過性色素のストック溶液を準備します。 </li><li>胚ハンドリング機器および消耗品を組み立てる。 <ol><li> dechorionationとEPS治療バスケットを用意した（ 図1A参照 ）。細かい鋸歯を有する使い捨ての50mlのポリプロピレン遠心分離/培養チューブ3cmの部​​分を切り落とした。付着した紙やすりでの管部分を擦って溶接面フラッシュを作るベンチトップ面に接続します溶接炎の上筒部の縁を溶融し、ガラス板上にメッシュに押圧することによりナイテックスナイロンメッシュに管部。冷ますと余分なメッシュを切り落とす。注：全くの側面と底面は、各工程での残留漂白剤とEPSのオフを迅速かつ完全なすすぎを可能にします。 溶接工程は、ヒュームフードの下で行われるべきである。 </li><li>開発バスケットを準備します。キャップの縁と面一に50ミリリットルの遠心分離/培養管の上部を切断してください。 図1（b）に示すように、リムに沿って中央開口とノッチを切り出してキャップを外し、変更します。メッシュの上やカットオフ管部のねじ山のキャップをねじ込み、余分なメッシュをトリム。注：キャップは60ミリメートル溜めディッシュ（ 図1B &#39;）に配置されたときバルク媒体への拡散を許容リムのノッチが含まれています。 </li><li>スライドチャンバーの部品を準備します。よりも大きい、DO膜の正方形をカットスライドチャンバー開口部。開口部の内側リップに真空グリースの非常に薄い層を適用します。保持リングとグリースに対してそれをシールする開口部に、DO膜を貼り付けます。近い保持リングに戻ってそれを切断することにより、過剰なDO膜をトリミング。注：スライドチャンバーの仕様はKiehart ら 13に記載されていますこのチャンバーは、市販のものではなく、機械工場でカスタム製作を必要とします。 </li></ol></li></ol>胚の2。ステージング、Dechorionation、およびEPSの治療<ol><li>時限コレクションによって胚をステージング。午前中のハエ培養ケージに新鮮なブドウ/酵母プレートを設定します。胚は25℃で1時間置くことができるようにするこのプレートを破棄し、25℃で2時間、その後の胚の敷設のために新鮮なぶどう/酵母プレートと交換さらに発達ステージング18℃のインキュベーター内で、このプレートと場所を収集します。注：25°Cでの開発の1時間は、開発の2時間に等しく、18℃での後期胚においてEPS透過性の維持に25℃対18℃でのエージングの効果は、図2に見ることができる。 </li><li> Dechorionation。そっと25℃の水道水と絵筆を使用してメッシュバスケットにブドウのプレートから離れた胚をすすぐ。水道水の穏やかな流れの下で、バスケット内の胚から過剰酵母を洗い流す。 2分間、50％の漂白剤でバスケットを浸す。徹底的に水道水の流れの下で胚を洗浄します。注：静かに断続的にプラスチック製のピペットを用いて、胚に漂白液を噴出。 2分が完了dechorionationのため、通常は十分であるが、このインキュベーション時間は、直接検査によって確認され、それに応じて調整する必要があります。水道水に浸漬したバスケットに絨毛膜を除去した胚を維持したEPSすぐにステップに進みます。 </li><li> EPSトリートメント<ol><li>それぞれのPBS約10mlで6 60ミリメートルの料理を準備します。 2.925ミリリットルMBIに75μlのEPSを溶解させることにより、EPSの希薄化を準備する旋回した50ミリリットルのガラス製ビーカー中のM（1時40）。注意：この混合物から白色のエマルジョンフォームを。 </li><li>拭いラボでメッシュバスケットの底から余分な水分を吸い取る。ビーカー内の希薄後EPSにバスケットを浸し、すぐバスケットの底に、EPS溶液中で胚を分散させるために旋回。 30秒間の動きを旋回し続ける。 NOTE：EPS希釈し、露光時間は、透過性を制御するために変化させることができる。これは、最適のEPS希釈液と処理時間が使用されてハエの株を用いて実験的に確立されることをお勧めします。 60〜90秒の露光時間を増加させると、ステージ12歳以上の胚に有利である。 </li><li>バスケットを外し、拭いラボ過剰のE​​PSを離れてブロット。 60ミリメートル皿中10mlのPBS中の6連続洗浄を進める。静かに6回の洗浄のそれぞれにPBSで胚を噴出するようにプラスチック製のピペットを使用してください。処理工程を染色し、薬物に進みます。注： EPSは、シンク下に処分することができる。 </li></ol></li></ol>透過処理胚の3。色素と薬物治療<ol><li>染料トリートメント<ol><li> 10 mMのCY5カルボン酸色素* 1.5mlマイクロチューブと混合する渦内MBIM-T（50μM最終濃度）の1ミリリットルの5μlを加える。注：*染料の選択は、下流の分析に依存します。 CY5カルボン酸は、固定および免疫染色を用いて、その後の分析に有効である。ローダミンBは、生きている胚の解析に有用である。ローダミンBの赤色発光、およびその代謝物1の緑色発光、蛍光を使用して、ダウンストリームのアプリケーションでいくつかの合併症を提示することができます。薬物または毒素は、この段階で治療を開始するか、またはこの段階でパルスに薬物/毒素処理を制限するために、色素溶液に添加することができる。ケアは、MSDSと環境安全基準に従って処理し、薬物および毒素を処分するために注意する必要があります。 </li><li>ペイントブラシを使用した染料溶液にメッシュバスケットから胚を転送します。チューブに蓋をして確保するために何度反転胚は、色素溶液中に懸濁自由に浮遊。室温で15分間章動ロッカーにチューブを置きます。 </li><li>旋回装置からチューブを外し、胚が落ち着くしましょう​​。細かいピペットで染料溶液を除去し、洗浄するMBIM-Tの1ミリリットルと交換してください。完全に胚を再懸濁するためにチューブを反転させる。胚が落ち着くしましょう​​と、さらに3つのMBIM-T洗浄を繰り返します。最終すすぎからすべてMBIM-Tを外し、インキュベーションステップに進みます。 </li></ol></li><li>胚発生のインキュベーション<ol><li>開発バスケットやスライド室：2室の一方に胚を移す。 NOTE：現像バスケットは、より長い期間の発生に好適である、及びその後の固定および免疫染色の手順が実行される場合に必要とされる。スライドチャンバーは、高解像度タイムラプスイメージングに最適で、短い発達期間（ 例えば 、初期胚のイベント）のために最も効果的である。薬物または毒素は、種々の濃度および胚dで培地に添加することができるevelopmentライブ胚、または標準的な固定および免疫染色のプロトコルを使用してエンドポイントをリアルタイムでモニターすることができる。 </li><li>バスケットに開発<ol><li> 70％エタノールで潮吹き、開発バスケットを清掃し、脱イオン水で十分に洗い流し、ふき取りラボで乾燥したブロット。薬物または毒素の所望の濃度で培養培地の6ミリリットルを用意します。メッシュベースの下にいないトラップの気泡をように注意しながら60ミリメートル皿に培地で開発バスケットを置きます。注：二つのメディアが一般的に使用されています。50:50混合物中の一人でMBIM、またはMBIM/M3、後者は長い開発期間のためのより効果的である。 </li><li>絵筆でバスケットのベースに表面をメッシュする透過化胚を転送します。静かに周囲のリザーバーからメディアとの胚を噴出。彼らは、メッシュ上の単層になるように絵筆を持つ胚を分散させる。注： 顕微鏡画像に進み、PRの透過性と実行可能性の特性を評価eparation（ステップ4を参照）。 </li></ol></li><li>スライドチャンバー内の開発<ol><li>スライドチャンバーを反転し、開口部の周囲に真空グリースの小さなビーズを適用します。開口部内のDO膜表面に薬物または毒素所望の量の培地を150μLを配置します。注：二つのメディアが一般的に使用されています。50:50混合物中の一人でMBIM、またはMBIM/M3、後者は長い開発期間のためのより効果的である。 </li><li>絵筆とメディアの低下に透過化胚を転送します。彼らはドロップ内膜に落ち着くこと胚を分散させる。 </li><li>それによって、メディアを平らに開口部に25ミリメートルの円形のカバースリップを慎重に適用します。グリースでシールを形成するカバーガラスの周囲に沿ってゆっくりと下に押します。注： （ステップ4を参照）を準備の透過及び生存率の特性を評価するために、イメージングを顕微鏡検査に進みます。 </li></ol></li></ol></li></ol> 4。Identi透過処理生存胚のfication <ol><li>透過化胚を特定します。デジタルカメラを備えた顕微鏡を用いて、エピ蛍光下で胚を観察します。固定顕微鏡とカメラの設定を使用して、いくつかのフィールドの（プロファイル卵黄自家蛍光を決定するために、青色の波長の）画像を取得する。 </li><li>相対蛍光強度に基づいて、胚の透過性を決定する。バスケットを収容し、胚の操作を可能にするために大きな作業距離を有する実体顕微鏡を使用する。顕微鏡は、プログラム可能なXYZステージ、落射蛍光照明とデジタルカメラを搭載する必要があります。画像は後の時点で同じ胚の再評価を可能にするために露出し、各胚の画像のステージの位置パラメータを記録するように注意しながら胚（ 図3に代表的な結果を参照されたい）。注： 色素取り込みのパターンが使用される染料は、露光および胚齢の長さに応じて変化するであろう。幅広い単一の製剤全体の色素取り込みの典型的​​なものであると透過性の度合いの変化を反映している。 </li><li>実行可​​能な胚を特定します。透過化胚の位置をマーキングした後、室温または25℃で、胚発生を続行顕微鏡にバスケットやスライドチャンバーを返します。青のチャンネル蛍光の下で観察し、以前に同定された透過化胚における卵黄自家蛍光の画像を取得する。卵黄分布の正常な進行に応じて生存率を評価（ランドら 1及び図3の代表的結果を参照してください）。注： 明視野顕微鏡で観察し、胚の形態学的特徴は、他の生存率を評価するために使用することができる。これは、実行可能性と互換性のある透過性のレベルを確立する各色素や使用ハエの株に実験的に決定することをお勧めします。 </li><li>透過処理の実行可能な胚における薬物または毒素の効果を評価します。 </li><li>胚proce上記のプロトコルでssed従来の数が薬物または毒素の曝露後の分析のため準備を整えている。分析の様々なタイプのいくつかは、以下の議論で考慮し、ライブ胚における形態形成の直接観察だけでなく、後固定免疫染色分析が含まれています。これらのアプローチの両方は、遺伝子発現パターンと細胞系譜および形態プロフィールを明らかにする生体色素（ 例えば 、GFP）の使用によって強化される。 </li></ol>

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The authors have nothing to disclose.

上記の方法は、広い範囲に渡って発達する小分子治療にアクセス可能な実行可能なショウジョウバエの胚を得るための手段の概要を説明します。この方法は、18℃で胚を高齢化、新規で簡単な調査結果を紹介し、以前は初期胚で見られるのと同じ効力を有する後期胚の透過を可能にします。また、透過性の指標として遠赤色色素CY5カルボン酸の使用は、接尾用途において有効であることが証明されており、発達表現型を明らかにするために使用することができ、従来の赤色および緑色蛍光マーカーを妨害しない。これらの知見は、かなりのEPS法の有効性と実用性を進める。 この方法は、生きている、固定胚の準備の両方の分析に適している。明視野顕微鏡とセットアップのスライドチャンバーを用いて、胚発生の前半に得点典型的な特徴は、このような形態形成運動である胚盤葉、頭部溝形成、胚帯伸びと胚帯後退1の細胞化。 GFPまたはRFP記者とのより具体的なエンドポイントは、 例えば初期のセグメンテーションのパターンと後の開発1の神経構造の形成を識別することができます。 GFPおよびRFP報告もスライドチャンバーや発達バスケット調剤の両方で透過化胚を生きた発生事象の観察を可能にする。印加される薬物または化学物質の総毒性を決定するための簡単な方法が開発1の遅延または停止を決定するために、青チャンネルにおける卵黄タンパク質の自己蛍光のパターンを監視することである。 EPSの方法論は、非モデル昆虫、卵殻の同様のアーキテクチャを共有し、特に蚊に対する調査ツールを広げるための大きな可能性を秘めている。他の昆虫の種の胚への小分子の適用はinvestigatiの道を開くだろう場所によって機能的研究への標準遺伝的アプローチは、現在不足している。バスケットに開発された胚は、従って、ショウジョウバエ研究のために利用可能な免疫染色試薬の広い配列に解析を開放、ホルムアルデヒド固定のために処理することができる。しかし、この工程は、透過処理後の修正決定は、薬物へのアクセス可能にしていた胚での表現型を関連付けるために実行可能である必要があります。 CY5カルボン酸染料の適用は、このアプローチのために非常に効果的であることが証明されている。 CY5カルボン酸を効率的に透過化胚（ 図3A）に取る。現像CY5中に最終的に保存形成段階14において腸および（ 図3B）の内腔に隔離さ卵黄、濃縮する。 （代表RESを参照して固定後、CY5蛍光が著しく減少し、まだ腸内に確実に検出し、効果的に最初に浸透させたもの胚のマーカーとなるULT 図4）。なお、この段階でCY5検出は検出のための長いカメラ曝露（ 例えば 、1〜4秒）を必要とすることに留意すべきである。このように、免疫染色パターンと表現型のスコアリングは、組織特異的マーカー（ 例えば 、 図4に示す神経特異的な抗体）と一緒に、同様に透過化胚を確認するために、Cy5シグナルを使用して進めることができる。 この方法の最大の課題は、透過処理プロセスへの胚の生存率の感度、長いこの方法9,10,16を開発する従来の試みを悩んで持っているものです。透過処理後の生存率は、年齢依存全くであり、劇的に増加古い胚は、透過処理9の上にある。我々は以前に示されているように、まだ、透磁率が1歳にますます困難になる。最近の報告では、現在、再起動HEPによって、後期胚（ステージ14）を透過性にする能力を示すd-リモネン17と連携して、溶媒としてタネ。唯一の薬剤効果が特徴付けられた（ノコダゾール）以前の段階の胚への応用を17に記載されていなかったように、この後者の方法の広範な有用性は明らかではない。さらに、さらなる収量後期透上記で概説し18°Cの現像工程を適用すると、有毒な有機溶媒の使用を回避する。 EPSプロトコルに新しく追加されました研究者は、最初の試みの際に透過性と実行可能性の成果の変動を経験するでしょう。ここで説明する手順は、体系的に透過処理トリートメント、彼らは自分の実験室環境で作業しているショウジョウバエの特定の株のための条件を最適化するために、その後のインキュベーション工程の条件を変化させるために研究者のツールを提供します。 メソッドを使用して、追加の課題は、胚から胚に見られる化学物質の取り込みの変動である。この変動は、不均質に反映されているすぐに染料処理後の胚に見られるCY5色素取り込み（ 図3A）。対照的に、ローダミンB色素は、より迅速かつ均等に胚組織に分散CY5色素（ 図2B」）よりも長い。このように、いくつかの胚に胚の変動は、対象となる化学物質、薬物または毒素の分布特性に保有し、方法に固有であることができる。投与量の定量化が重要である場合、それは、目的の薬物や毒素の取り込みは、代替分析法によって特徴づけられることをお勧めします。それにもかかわらず、上記のプロトコルのしやすさ、および胚の数百人をスクリーニングする能力は、高度に発達したこの中で薬物や毒素を特徴付けるための強力な最初のアプローチのために作り、研究者は用量反応を評価し、資源のほとんどない投資で特徴的な表現型を獲得することができますモデルシステム。

ショウジョウバエの胚は、開発2の基本的なメカニズムの調査のための最高のモデルであり続けている。この強力なモデルは、任意の時点で、任意の開発器官内、基本的に任意の遺伝子の操作を可能にする分子遺伝学的ツールの幅広いサポートされています。 ショウジョウバエの胚の形態形成の小型化、急速な発展、および大規模な特性評価が基本的な発生経路を3,4発見されているその多くは遺伝子スクリーニングのための選択のモデルにする。 ショウジョウバエ胚の多数の表現型が特徴づけられ、容易に解釈され、多くの場合、異常な形質の責任を根本的な分子遺伝的メカニズムを識別するための手段を提供してきました。 歴史的には、フライ胚モデルの欠点は、胚組織に小分子を導入することの難しさとなっている。 1）私たち：この障害は、上の制限を提起している発達メカニズムおよび2を尋問するプローブとして、既知の生物活性小分子をING）特徴付けられていない小分子の催奇形性または薬理学的活性を評価するために、この確立されたモデルを使用して。その結果、ハエの胚のスクリーニング電位は、小分子活性の特徴付けに十分に活用されている。 1）卵殻の透過処理および2）マイクロインジェクション：ハエ胚への小分子の送達は、2の方法で達成することができる。この記事では、従来のショウジョウバエの実験室の設定で実行しやすい透過処理する方法にも進歩を提示します。これは、マイクロフルイディクス技術とマイクロインジェクション法の最近の進歩にも胚5,6に化合物を導入する方法に貢献していることに留意すべきである。胚への分子の導入は卵殻7のワックス状の層によって防止される。 ショウジョウバエ卵殻は5層からなる。からインサイドアウト、彼らは以下のとおりです。卵黄膜、ろう状層、内側の絨毛層、endochorionとexochorion 8。 3個の外絨毛膜層を希漂白剤、dechorionationと呼ぶ工程における胚の簡単な出現によって除去することができる。それは、基礎となる卵黄膜に包まれたままで露出蝋質層は、透過性の絨毛膜を除去し、胚をレンダリングする、例えばヘプタン、オクタン7,9などの有機溶媒への暴露によって損なわれ得る。しかしながら、これらの溶媒の使用は、胚の生存率9,10に厳しい負の効果を有し、どちらもそれらの毒性、それらの強力な浸透化作用を調節する上での困難に起因する合併症を導入する。 溶媒組成物と呼ばれる胚の透過化（EPS）を用いて透過化する方法は、以前に1に記載されている。この溶剤はmisciblする溶媒を有効にd-リモネンおよび植物由来の界面活性剤で構成されています水性緩衝液を使用して電子。 d-リモネンおよび所望の濃度に溶剤を希釈する能力の低毒性は高い生存1と透過性の胚を生成するための効果的な方法が得られている。しかし、2内因性の要因が、アプリケーションに制限を持って続けてきました。まず、胚は注意が近い発達ステージングを維持するために取られた場合でも、EPS処理後の透過性の不均一性を実証する。第二に、約8時間以上経過した胚は、卵が11を敷設した後に発生する卵殻の硬化と一致して、透過性にすることは困難であることが判明している。 ここで説明したEPS法の進歩は、1）固定と免疫染色の手順が実行され、2）&gt;（遅発育の時点で8時間、ステージの胚の透過を可能にされた後でも、ほぼ同じように透過化胚を特定し、分析するのに役立つ12歳以上）。具体的には、遠赤色色素の適用、CY5カルボン酸は、開発中およびホルムアルデヒド固定後胚における持続透過性インジケータとして機能することが記載されている。加えて、18℃で胚を飼育すると、後期段階の胚（ステージ12〜16）の透過を可能にする、EPS敏感な状態で卵殻を維持することが示されている。 これらの進歩は、EPS方法論に前述の制限を克服する。このアプリケーションは、従って、生存率を維持しながら、異なる発達時点で胚にとって関心のある小分子を導入するための手段を研究者に提供する。

<table><tbody><tr><td>Fly Cage</td><td>Flystuff.com</td><td>59-101</td><td>http://flystuff.com/general.php</td></tr><tr><td>Cocamide DEA [Ninol 11-CM]&amp;nbsp;</td><td>Stepan Chemical</td><td>call for special order</td><td>http://www.stepan.com/</td></tr><tr><td>Ethoxylated alcohol [Bio-soft 1-7]&amp;nbsp;</td><td>Stepan Chemical</td><td>call for special order</td><td>http://www.stepan.com/</td></tr><tr><td>d-limonene (Ultra high purity grade)</td><td>Florida Chemical Co.&amp;nbsp;</td><td>call for special order</td><td>http://www.floridachemical.com/</td></tr><tr><td>Sodium hypochlorite&amp;nbsp;</td><td>Fisher</td><td>SS290-4</td><td>http://www.fishersci.com/</td></tr><tr><td>Tween-20&amp;nbsp;</td><td>Fisher</td><td>BP337</td><td>http://www.fishersci.com/</td></tr><tr><td>PBS powder</td><td>Sigma</td><td>56064C</td><td>http://www.sigmaaldrich.com/</td></tr><tr><td>Rhodamine B</td><td>Sigma</td><td>R6626</td><td>http://www.sigmaaldrich.com/</td></tr><tr><td>CY5 carboxylic acid</td><td>Lumiprobe</td><td>#23090</td><td>http://www.lumiprobe.com/p/cy5-carboxylic-acid</td></tr><tr><td>DMSO</td><td>Sigma</td><td>472310-100</td><td>http://www.sigmaaldrich.com/</td></tr><tr><td>Shields and Sang M3 medium</td><td>Sigma</td><td>S8398</td><td>http://www.sigmaaldrich.com/</td></tr><tr><td>Nitex Nylon mesh&amp;nbsp;</td><td>Flystuff.com</td><td>57-102</td><td>http://flystuff.com/misc.php</td></tr><tr><td>Dissolved oxygen (DO) membrane&amp;nbsp;</td><td>YSI</td><td>#5793</td><td>http://www.ysireagents.com/search.php</td></tr><tr><td>25 mm circular no.1 cover slip&amp;nbsp;</td><td>VWR</td><td>48380-080</td><td>https://us.vwr.com/</td></tr><tr><td>Grape-agar plate mix&amp;nbsp;</td><td>Flystuff.com</td><td>47-102</td><td>http://flystuff.com/media.php</td></tr><tr><td>Nutator</td><td>VWR</td><td>82007-202</td><td>https://us.vwr.com/</td></tr></tbody></table>

a method of permeabilization of drosophila embryos for assays of small molecule activity

ショウジョウバエの胚は長い開発を制御する分子および遺伝的メカニズムを解明するための強力な実験室モデルとなっている。このモデルを使って遺伝子操作のしやすさは、他の動物モデルおよび細胞ベースのアッセイでは一般的である薬理学的アプローチを取っています。ここでは、開発ショウジョウバエ胚への小分子の適用を可能にするプロトコルの最近の進歩について説明します。この方法は、胚の生存率を維持しながら、卵殻の不透過性を克服するための手順を詳しく説明します。発達段階の幅広い卵殻の透過性は、溶媒、前述のd-リモネン胚透過化（1 EPS）を適用することによって、（18℃）の前治療に低温で加齢の胚によって達成される。また、透過性指標として遠赤色色素（CY5）の使用は、標準的な赤と緑のインフルエンザを含む下流のアプリケーションとの互換性がある、記載されているライブや固定製剤におけるorescent染料。このプロトコルは、特徴づけられていない小分子の催奇形性や薬理活性を評価することを目的とした研究のための発達のメカニズムを探るだけでなく、生物活性化合物を用いた研究にも適用可能である。

胚の取扱い装置は、上記のプロトコルでの操作のための「自家製」デバイスを視覚化を支援するために、図1に描かれている。 図2に見られる結果は、開発の後期段階でEPSによって透過する能力に18℃で胚を飼育の強い効果を示す。この条件は、プロトコールステップ2.1で適用される。典型的には、EPS処理した胚において見られる浸透性の様々なレベルを明らかにするためCY5カルボン酸色素の有効性は、図3に見られる。卵黄の色素分布の発達の動態も生存率を評価するために使用される基準を明らかにし、 図3に見られる、プロトコルに記載のように、ステップ4.2。毒素処理、ホルムアルデヒド固定し、免疫染色後の胚の透過化を決定する際にCY5色素の有用性は、 図4の結果によって示されている。 EPS方法については、図1。胚取扱い装置を図平底バスケットはdechorinationで使用され、露光段階（A、A &#39;）を EPSれる。現像バスケットは透過化胚の発達のより長い暴露（B、B &#39;）のために使用される。スライドチャンバーは、より短い暴露の発生、ライブ胚の高解像度イメージングのために使用される（C、C &#39;。さらなる説明は本文を参照）。 <img alt="図2" src="/files/ftp_upload/51634/51634fig2highres.jpg" /> 図2。後期胚において、EPSの有効性に関する18℃でのエージングの効果が。胚を20時間（ パネルAA」のために18℃で熟成し2時間のために収集した、 <strong&gt; BB」）、または25℃で10時間（ パネルCC用」）。 18℃での胚は、その後、絨毛膜を除去し、2サンプルに分けた。最初のサンプルは、5分間MBIM-T中の1mMローダミンB色素で直接処理し、洗浄し、明視野および青色および赤色蛍光チャネル（パネルAA」）の下で可視化した。第二のサンプルはEPS（1分間MBIMで1:10）で処理し、洗浄し、次いで5分間1mMのローダミンBで処理し、視覚化（ パネルBB &quot;）の前に洗浄した。 25°Cで昇胚絨毛膜を除去し、EPS（1分間MBIMで1:10）で直接処理し、洗浄した後、可視化（ パネルCC」）の前に5分間、1 mMのローダミンBで処理した。胚は青チャネル（ パネルA &#39;、B&#39;、C &#39;）中に卵黄の自己蛍光によって明らかに腸内で折り目によってステージ14にあると決定された。 18℃で昇胚は前のEPS treatmenに不透過性であるローダミンBの取り込み（ パネルA &quot;）の不在によって見られるようトン。ローダミンBの取り込み（ パネルB」）によって示されるように18°C胚のEPS処理は、透過性の高い程度を与える。ローダミンB（ パネルC」）の排除によって見られるように25°Cで昇胚があってもEPS処置に不浸透性のままである。 <img alt="図3" src="/files/ftp_upload/51634/51634fig3highres.jpg" /> 図3。通気性と実行可能な胚でのCy5の取り込み。胚は（25℃、12段階で7-9時間の胚に相当）18℃で14時間、2時間熟成し、25℃で収集した。 dechorination後、治療はCy5色素（15分間MBIM-T中50μM）で培養した（MBIM中1時40分、1分間）実施したEPS。胚をMBIM-Tで3回洗浄し、リザーバ内MBIMで現像バスケットに移した。開発はPさせた室温で8時間roceed。 CY5（レッド）の取り込みは、直ちに染料処理と洗浄（ パネルA）の後と8時間後の開発（ パネルB）後の遠赤のチャンネルで画像化されている。卵黄の分布は、青チャネルにおける自家蛍光によって見られる。色素取り込み、ひいては透過性は、胚から胚に変化することが分かる。 CY5色素（赤色）はステージ16（紫色、パネルB）における腸の内腔に濃縮なる卵黄（青）に局在することが分かる。 <img alt="図4" src="/files/ftp_upload/51634/51634fig4highres.jpg" /> 図4。固定されており、免疫染色した胚での透過化とメチル水銀の影響の定量 。胚を18°C（25°C、12段階で7-9時間の胚に相当）で2時間および14時間熟成のために25°Cで収集した。 dechorination後、EPS処理を中インキュベートした（1分間MBIMで1:40）に行われました一緒にメチル水銀（50μMメチル水銀、 パネルB）またはDMSO溶媒対照（0.1％最終濃度、 パネルA）とCy5色素（15分間MBIM-T中50μM）。胚はMBIM-Tで洗浄し、MBIMと開発バスケットに入れた：M3リザーバーさで、室温でさらに8時間熟成。胚を、次いで、標準的なプロトコル14により、二相を4％パラホルムアルデヒド-ヘプタン製剤中で固定した。染色はすべてのニューロン細胞体を標識する運動ニューロンおよび抗ELAV抗体（A、B、赤）を標識するために抗ファシクリンII（A、Bにおける緑と白A &#39;、B&#39;で）を用いて実施した。 Cy5色素は、（CY5疑似色のすべてのパネルは青です）が固定のために減少した蛍光強度への長期間の暴露を必要とする直接蛍光によって明らかにされている。メチル水銀の影響は、不規則なパターン形成およびclusteで見られている（赤で標識され、Aに対するBの中の白矢印で示さELAV陽性）横弦音ニューロン細胞体のリング。また、セグメント（SN）（Aの固体緑の矢印&#39;）の特徴的な分岐は胚15上のメチル水銀の以前に報告された効果と一致（B内が緑色の矢印」）メチル水銀曝露と非常に可変であると見られている。節間および根に神経を分節の突起がメチル水銀曝露（Bで開いている緑色の矢印&#39;）で後方に変位するように見られている。注意：メチル水銀は強力な神経毒である。ケアは取り扱いには手袋と目の保護を着用することを注意する必要があります。処分は、制度環境安全施設、サービスを介して行われる必要があります。

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A Method of Permeabilization of Drosophila Embryos for Assays of Small Molecule Activity

ショウジョウバエ胚への小分子の導入は、新規化合物、薬物、および毒素の生物学的活性を特徴づけるだけでなく、根本的な発生経路を探査するための大きな可能性を提供しています。本明細書に記載される方法は、 ショウジョウバエ胚モデルの有用性を拡大し、このアプローチには自然な障壁を克服する手順の概要を説明します。

の透過方法<em&gt;ショウジョウバエ</em小分子の活性のアッセイのための&gt;胚

The Drosophila embryo has long been a powerful laboratory model for elucidating molecular and genetic mechanisms that control development. The ease of ...

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Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Biology

A Method of Permeabilization of Drosophila Embryos for Assays of Small Molecule Activity

12.4K ビュー.  University of Rochester School of Dentistry and Medicine.  ショウジョウバエ胚への小分子の導入は、新規化合物、薬物、および毒素の生物学的活性を特徴づけるだけでなく、根本的な発生経路を探査するための大きな可能性を提供しています。本明細書に記載される方法は、 ショウジョウバエ胚モデルの有用性を拡大し、このアプローチには自然な障壁を克服する手順の概要を説明します。 

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Microinjection Wound Assay and In vivo Localization of Epidermal Wound Response Reporters in Drosophila Embryos.

The Drosophila embryo develops a robust epidermal layer that serves both to protect the internal cells from a harsh external environment as well as to maintain cellular homeostasis. Puncture injury with glass needles provides a direct method to trigger a rapid epidermal wound response that activates wound transcriptional reporters, which can be visualized by a localized reporter signal in living embryos or larvae. Puncture or laser injury also provides signals that promote the recruitment of hemocytes to the wound site. Surprisingly, severe (through and through) puncture injury in late stage embryos only rarely disrupts normal embryonic development, as greater than 90% of such wounded embryos survive to adulthood when embryos are injected in an oil medium that minimizes immediate leakage of hemolymph from puncture sites. The wound procedure does require micromanipulation of the Drosophila embryos, including manual alignment of the embryos on agar plates and transfer of the aligned embryos to microscope slides. The Drosophila epidermal wound response assay provides a quick system to test the genetic requirements of a variety of biological functions that promote wound healing, as well as a way to screen for potential chemical compounds that promote wound healing. The short life cycle and easy culturing routine make Drosophila a powerful model organism. Drosophila clean wound healing appears to coordinate the epidermal regenerative response, with the innate immune response, in ways that are still under investigation, which provides an excellent system to find conserved regulatory mechanisms common to Drosophila and mammalian epidermal wounding.

Microinjection Wound Assay and In vivo Localization of Epidermal Wound Response Reporters in Drosophila Embryos.

The embryonic epidermis of very late stage Drosophila embryos provides an in vivo system for rapid puncture wound response analysis and can be combined with genetic manipulations or chemical microinjection treatments to advance studies in wound healing for translation into mammalian models.

マイクロインジェクションアッセイをキズや<em&gt;インビボ</em&gt;表皮の局在は、応答記者傷<em&gt;ショウジョウバエ</em&gt;胚。

The Drosophila embryo develops a robust epidermal layer that serves both to protect the internal cells from a harsh external environment as well as to ...

生物工学

Medium-scale Preparation of Drosophila Embryo Extracts for Proteomic Experiments

Analysis of protein-protein interactions (PPIs) has become an indispensable approach to study biological processes and mechanisms, such as cell signaling, organism development, and disease. It is often desirable to obtain PPI information using in vivo material, to gain the most natural and unbiased view of the interaction networks. The fruit fly Drosophila melanogaster is an excellent platform to study PPIs in vivo, and lends itself to straightforward approaches to isolating material for biochemical experiments. In particular, fruit fly embryos represent a convenient type of tissue to study PPIs, due to the ease of collecting animals at this developmental stage and the fact that the majority of proteins are expressed in embryogenesis, thus providing a relevant environment to reveal most PPIs. Here we present a protocol for collection of Drosophila embryos at medium scale (0.5-1 g), which is an ideal amount for a wide range of proteomic applications, including analysis of PPIs by affinity purification-mass spectrometry (AP-MS). We describe our designs for 1 L and 5 L cages for embryo collections that can be easily and inexpensively set up in any laboratory. We also provide a general protocol for embryo collection and protein extraction to generate lysates that can be directly used in downstream applications such as AP-MS. Our goal is to provide an accessible means for all researchers to carry out the analyses of PPIs in vivo.

Medium-scale Preparation of Drosophila Embryo Extracts for Proteomic Experiments

The goal of this protocol is to provide a straightforward and inexpensive approach to collecting Drosophila embryos at medium scale (0.5-1 g) and preparing protein extracts that can be used in downstream proteomic applications, such as affinity purification-mass spectrometry (AP-MS).

中規模の<em&gt;ショウジョウバエ</em&gt;プロテオーム実験のための胚抽出物

Analysis of protein-protein interactions (PPIs) has become an indispensable approach to study biological processes and mechanisms, such as cell signaling, ...

発生生物学

Live Dissection of Drosophila Embryos: Streamlined Methods for Screening Mutant Collections by Antibody Staining

Drosophila embryos between stages 14 and 17 of embryonic development can be readily dissected to generate "fillet" preparations. In these preparations, the central nervous system runs down the middle, and is flanked by the body walls. Many different phenotypes have been examined using such preparations. In most cases, the fillets were generated by dissection of antibody-stained fixed whole-mount embryos. These "fixed dissections" have some disadvantages, however. They are time-consuming to execute, and it is difficult to sort mutant (GFP-negative) embryos from stocks in which mutations are maintained over GFP balancer chromosomes. Since 2002, our group has been conducting deficiency and ectopic expression screens to identify ligands for orphan receptors. In order to do this, we developed streamlined protocols for live embryo dissection and antibody staining of collections containing hundreds of balanced lines. We have concluded that it is considerably more efficient to examine phenotypes in large collections of stocks by live dissection than by fixed dissection. Using the protocol described here, a single trained individual can screen up to 10 lines per day for phenotypes, examining 4-7 mutant embryos from each line under a compound microscope. This allows the identification of mutations conferring subtle, low-penetrance phenotypes, since up to 70 hemisegments per line are scored at high magnification with a 40X water-immersion lens.

Live Dissection of Drosophila Embryos: Streamlined Methods for Screening Mutant Collections by Antibody Staining

We describe a streamlined protocol for generating "fillet" preparations of Drosophila embryos of specific genotypes. This protocol allows efficient execution of a variety of genetic screens. It also allows excellent visualization of structures in the late embryo.

のライブ解剖ショウジョウバエ胚：抗体染色によってミュータントコレクションをスクリーニングするための合理化手法

Drosophila embryos between stages 14 and 17 of embryonic development can be readily dissected to generate "fillet" preparations.  In these preparations, ...

生物学

A Direct and Simple Method to Assess Drosophila melanogaster's Viability from Embryo to Adult

In Drosophila melanogaster, viability assays are used to determine the fitness of certain genetic backgrounds. Allelic variations can result in partial or complete loss of viability at different stages of development. Our lab has developed a method to assess viability in Drosophila from embryo to fully mature adult. The method relies on quantifying the number of progeny present at different stages during development, starting with hatched embryos. After embryos have been quantified, additional stages are counted, including L1/L2, pupae, and mature adults. After all stages have been examined, a statistical analysis such as the chi-square test is used to determine if there is a significant difference between the starting number of progeny (hatched embryos) and later stages culminating in the observed number of adults, thus rejecting or accepting the null hypothesis (that the number of hatched embryos will be equal to the number of larvae, pupae, and adults recorded throughout the stages of development). The primary advantage of this assay is its simplicity and accuracy, as it does not require an embryo rinse to transfer them to the food vial, avoiding losses from technical errors. Although the protocol described here does not directly examine L2/L3 larvae, additional steps can be added to account for these. Comparing the number of hatched embryos, L1, pupae, and adults can help determine if viability was compromised during the L2/L3 stages for further studies (the use of colored food helps with visual identification of larvae). Overall, this method can help Drosophila researchers and educators determine when viability is compromised during the fly life cycle. Routine assessment of stocks using this assay can prevent accumulation of secondary mutations that may affect the phenotype of the originally isolated mutant, especially if the original mutations affect fitness. For this reason, our lab maintains multiple copies of each of our Dm ime4 alleles and routinely checks the purity of each stock with this method in addition to other molecular analyses.&#160;

A Direct and Simple Method to Assess Drosophila melanogaster's Viability from Embryo to Adult

This protocol is designed to assess the viability of Drosophila at every developmental stage, from embryo to adult. The method can be used to determine and compare the viability of different genotypes or growth conditions.

ショウジョウバエメラノガスターの胚から成人への生存率を評価する直接的かつ簡単な方法

In Drosophila melanogaster, viability assays are used to determine the fitness of certain genetic backgrounds. Allelic variations can result in partial or ...

Assay for Blood-brain Barrier Integrity in Drosophila melanogaster

Proper nervous system development includes the formation of the blood-brain barrier, the diffusion barrier that tightly regulates access to the nervous system and protects neural tissue from toxins and pathogens. Defects in the formation of this barrier have been correlated with neuropathies, and the breakdown of this barrier has been observed in many neurodegenerative diseases. Therefore, it is critical to identify the genes that regulate the formation and maintenance of the blood-brain barrier to identify potential therapeutic targets. In order to understand the exact roles these genes play in neural development, it is necessary to assay the effects of altered gene expression on the integrity of the blood-brain barrier. Many of the molecules that function in the establishment of the blood-brain barrier have been found to be conserved across eukaryotic species, including the fruit fly, Drosophila melanogaster. Fruit flies have proven to be an excellent model system for examining the molecular mechanisms regulating nervous system development and function. This protocol describes a step-by-step procedure to assay for blood-brain barrier integrity during the embryonic and larval stages of D. melanogaster development.

Assay for Blood-brain Barrier Integrity in Drosophila melanogaster

Blood-brain barrier integrity is critical for nervous system function. In Drosophila melanogaster, the blood-brain barrier is formed by glial cells during late embryogenesis. This protocol describes methods to assay for blood-brain barrier formation and maintenance in D. melanogaster embryos and third instar larvae.

ショウジョウバエメラノガスターにおける血液脳関門完全性に関するアッセイ

Proper nervous system development includes the formation of the blood-brain barrier, the diffusion barrier that tightly regulates access to the nervous ...

Drosophila Embryo Preparation and Microinjection for Live Cell Microscopy Performed using an Automated High Content Analyzer

Modern approaches in quantitative live cell imaging have become an essential tool for exploring cell biology, by enabling the use of statistics and computational modeling to classify and compare biological processes. Although cell culture model systems are great for high content imaging, high throughput studies of cell morphology suggest that ex vivo cultures are limited in recapitulating the morphological complexity found in cells within living organisms. As such, there is a need for a scalable high throughput model system to image living cells within an intact organism. Described here is a protocol for using a high content image analyzer to simultaneously acquire multiple time-lapse videos of embryonic Drosophila melanogaster development during the syncytial blastoderm stage. The syncytial blastoderm has traditionally served as a great in vivo model for imaging biological events; however, obtaining a significant number of experimental replicates for quantitative and high-throughput approaches has been labor intensive and limited by the imaging of a single embryo per experimental repeat. Presented here is a method to adapt imaging and microinjection approaches to suit a high content imaging system, or any inverted microscope capable of automated multipoint acquisition. This approach enables the simultaneous acquisition of 6-12 embryos, depending on desired acquisition factors, within a single imaging session.

Presented here is a protocol to microinject and simultaneously image multiple Drosophila embryos during embryonic development using a plate-based, high content imager.

ショウジョウバエ胚の調製と、自動高コンテンツアナライザを用いた生細胞顕微鏡のための微小注入

Modern approaches in quantitative live cell imaging have become an essential tool for exploring cell biology, by enabling the use of statistics and ...

Visualizing Cytoskeleton-Dependent Trafficking of Lipid-Containing Organelles in Drosophila Embryos

Early Drosophila embryos are large cells containing a vast array of conventional and embryo-specific organelles. During the first three hours of embryogenesis, these organelles undergo dramatic movements powered by actin-based cytoplasmic streaming and motor-driven trafficking along microtubules. The development of a multitude of small, organelle-specific fluorescent probes (FPs) makes it possible to visualize a wide range of different lipid-containing structures in any genotype, allowing live imaging without requiring a genetically encoded fluorophore. This protocol shows how to inject vital dyes and molecular probes into Drosophila embryos to monitor the trafficking of specific organelles by live imaging. This approach is demonstrated by labeling lipid droplets (LDs) and following their bulk movement by particle image velocimetry (PIV). This protocol provides a strategy amenable to the study of other organelles, including lysosomes, mitochondria, yolk vesicles, and the ER, and for tracking the motion of individual LDs along microtubules. Using commercially available dyes brings the benefits of separation into the violet/blue and far-red regions of the spectrum. By multiplex co-labeling of organelles and/or cytoskeletal elements via microinjection, all the genetic resources in Drosophila are available for trafficking studies without the need to introduce fluorescently tagged proteins. Unlike genetically encoded fluorophores, which have low quantum yields and bleach easily, many of the available dyes allow for rapid and simultaneous capture of several channels with high photon yields.

Visualizing Cytoskeleton-Dependent Trafficking of Lipid-Containing Organelles in Drosophila Embryos

In the early Drosophila embryo, many organelles are motile. In principle, they can be imaged live via specific fluorescent probes, but the eggshell prevents direct application to the embryo. This protocol describes how to introduce such probes via microinjection, and then analyze bulk organelle motion via particle image velocimetry.

ショウジョウバエ胚における脂質含有細胞小器官の細胞骨格依存性トラフィッキングの可視化

Early Drosophila embryos are large cells containing a vast array of conventional and embryo-specific organelles. During the first three hours of ...

Using Expansion Microscopy to Physically Enlarge Whole-Mount Drosophila Embryos for Super-Resolution Imaging

The workhorse of developmental biology is the confocal microscope, which allows researchers to determine the three-dimensional localization of tagged molecules within complex biological samples. While traditional confocal microscopes allow one to resolve two adjacent fluorescent point sources located a few hundred nanometers apart, observing the finer details of subcellular biology requires the ability to resolve signals in the order of tens of nanometers. Numerous hardware-based methods for super-resolution microscopy have been developed to allow researchers to sidestep such resolution limits, although these methods require specialized microscopes that are not available to all researchers. An alternative method for increasing resolving power is to isotropically enlarge the sample itself through a process known as expansion microscopy (ExM), which was first described by the Boyden group in 2015. ExM is not a type of microscopy per se but is rather a method for swelling a sample while preserving the relative spatial organization of its constituent molecules. The expanded sample can then be observed at an effectively increased resolution using a traditional confocal microscope. Here, we describe a protocol for implementing ExM in whole-mount Drosophila embryos, which is used to examine the localization of Par-3, myosin II, and mitochondria within the surface epithelial cells. This protocol yields an approximately four-fold increase in sample size, allowing for the detection of subcellular details that are not visible with conventional confocal microscopy. As proof of principle, an anti-GFP antibody is used to distinguish distinct pools of myosin-GFP between adjacent cell cortices, and fluorescently labeled streptavidin is used to detect endogenous biotinylated molecules to reveal the fine details of the mitochondrial network architecture. This protocol utilizes common antibodies and reagents for fluorescence labeling, and it should be compatible with many existing immunofluorescence protocols.

Using Expansion Microscopy to Physically Enlarge Whole-Mount Drosophila Embryos for Super-Resolution Imaging

Here, a protocol for the implementation of expansion microscopy in early Drosophila embryos to achieve super-resolution imaging using a conventional laser-scanning confocal microscope is presented.

拡大顕微鏡を用いたショウ ジョウバエ の胚全体拡大による超解像イメージング

The workhorse of developmental biology is the confocal microscope, which allows researchers to determine the three-dimensional localization of tagged ...

Studying Mitotic Checkpoint by Illustrating Dynamic Kinetochore Protein Behavior and Chromosome Motion in Living Drosophila Syncytial Embryos

The spindle assembly checkpoint (SAC) mechanism is an active signal, which monitors the interaction between chromosome kinetochores and spindle microtubules to prevent anaphase onset until the chromosomes are properly connected. Cells use this mechanism to prevent aneuploidy or genomic instability, and hence cancers and other human diseases like birth defects and Alzheimer's1. A number of the SAC components such as Mad1, Mad2, Bub1, BubR1, Bub3, Mps1, Zw10, Rod and Aurora B kinase have been identified and they are all kinetochore dynamic proteins2. Evidence suggests that the kinetochore is where the SAC signal is initiated. The SAC prime regulatory target is Cdc20. Cdc20 is one of the essential APC/C (Anaphase Promoting Complex or Cyclosome) activators3 and is also a kinetochore dynamic protein4-6. When activated, the SAC inhibits the activity of the APC/C to prevent the destruction of two key substrates, cyclin B and securin, thereby preventing the metaphase to anaphase transition7,8. Exactly how the SAC signal is initiated and assembled on the kinetochores and relayed onto the APC/C to inhibit its function still remains elusive.
Drosophila is an extremely tractable experimental system; a much simpler and better-understood organism compared to the human but one that shares fundamental processes in common. It is, perhaps, one of the best organisms to use for bio-imaging studies in living cells, especially for visualization of the mitotic events in space and time, as the early embryo goes through 13 rapid nuclear division cycles synchronously (8-10 minutes for each cycle at 25 &deg;C) and gradually organizes the nuclei in a single monolayer just underneath the cortex9.
Here, I present a bio-imaging method using transgenic Drosophila expressing GFP (Green Fluorescent Protein) or its variant-targeted proteins of interest and a Leica TCS SP2 confocal laser scanning microscope system to study the SAC function in flies, by showing images of GFP fusion proteins of some of the SAC components, Cdc20 and Mad2, as the example.

Studying Mitotic Checkpoint by Illustrating Dynamic Kinetochore Protein Behavior and Chromosome Motion in Living Drosophila Syncytial Embryos

The kinetochore is where the SAC initiates its signal monitoring the mitotic segregation of the sister chromatids. A method is described to visualize the recruitment and turnover of one of the kinetochore proteins and its coordination with the chromosome motion in Drosophila embryos using a Leica laser scanning confocal system.

リビングでの動的動原体タンパク質の挙動と染色体の動きを図解して有糸分裂チェックポイントを勉強<em&gt;ショウジョウバエ</em&gt;合胞体胚

The spindle assembly checkpoint (SAC) mechanism is an active signal, which monitors the interaction between chromosome kinetochores and spindle ...

Whole Mount RNA Fluorescent in situ Hybridization of Drosophila Embryos

Assessing the expression pattern of a gene, as well as the subcellular localization properties of its transcribed RNA, are key features for understanding its biological function during development. RNA in situ hybridization (RNA-ISH) is a powerful method used for visualizing RNA distribution properties, be it at the organismal, cellular or subcellular levels 1. RNA-ISH is based on the hybridization of a labeled nucleic acid probe (e.g. antisense RNA, oligonucleotides) complementary to the sequence of an mRNA or a non-coding RNA target of interest 2. As the procedure requires primary sequence information alone to generate sequence-specific probes, it can be universally applied to a broad range of organisms and tissue specimens 3. Indeed, a number of large-scale ISH studies have been implemented to document gene expression and RNA localization dynamics in various model organisms, which has led to the establishment of important community resources 4-11. While a variety of probe labeling and detection strategies have been developed over the years, the combined usage of fluorescently-labeled detection reagents and enzymatic signal amplification steps offer significant enhancements in the sensitivity and resolution of the procedure 12. Here, we describe an optimized fluorescent in situ hybridization method (FISH) employing tyramide signal amplification (TSA) to visualize RNA expression and localization dynamics in staged Drosophila embryos. The procedure is carried out in 96-well PCR plate format, which greatly facilitates the simultaneous processing of large numbers of samples.

Whole Mount RNA Fluorescent in situ Hybridization of Drosophila Embryos

Here we describe a whole-mount fluorescent in situ hybridization (FISH) protocol for determining the expression and localization properties of RNAs expressed during embryogenesis in the fruit fly, Drosophila melanogaster.

の透過方法

要約

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マイクロインジェクションアッセイをキズや

中規模の

のライブ解剖ショウジョウバエ胚：抗体染色によってミュータントコレクションをスクリーニングするための合理化手法

ショウジョウバエメラノガスターの胚から成人への生存率を評価する直接的かつ簡単な方法

ショウジョウバエメラノガスターにおける血液脳関門完全性に関するアッセイ

ショウジョウバエ胚の調製と、自動高コンテンツアナライザを用いた生細胞顕微鏡のための微小注入

ショウジョウバエ胚における脂質含有細胞小器官の細胞骨格依存性トラフィッキングの可視化

拡大顕微鏡を用いたショウジョウバエの胚全体拡大による超解像イメージング

リビングでの動的動原体タンパク質の挙動と染色体の動きを図解して有糸分裂チェックポイントを勉強

ホールマウントRNAを蛍光

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