Questo lavoro è stato finanziato da sovvenzioni NIH: NS100624, DA013137, HD043680, MH106392 e da T32 Training Grant 5T32GM081740

Tutti i protocolli degli animali sono stati esaminati e approvati dal Comitato per la cura e l'uso degli animali presso l'Università della Carolina del Sud.
1. Preparazione della soluzione stock
<ol><li>Soluzione 1 (1 L): A 900 mL di H2O deionizzato aggiungere 100 mL di 10x soluzione salina tamponata con fosfato (PBS) e 2 mL di Triton X-100.</li>
	<li>Soluzione 2 (1 L): a 900 mL di H2O deionizzato, aggiungere 100 mL di PBS 10x, 2mL di Tween-20 e 1 mL di soluzione stock di eparina da 10 mg/mL.</li>
	<li>Soluzione 3 (500 mL): a 400 mL di Soluzione 1, aggiungere 11,5 g di glicina e 100 mL di dimetilsolfossido (DMSO).</li>
	<li>Soluzione 4 (50 mL): a 42 mL di Soluzione 1, aggiungere 3 mL di siero corrispondente e 5 mL di DMSO.</li>
	<li>Soluzione anticorpale primaria (50 mL): a 46 mL di Soluzione 2, aggiungere 2,5 mL di DMSO e 1,5 mL di siero corrispondente.</li>
	<li>Soluzione anticorpale secondaria (50 mL): a 48,5 mL di Soluzione 2, aggiungere 1,5 mL di siero corrispondente. NOTA: per la soluzione 4, la soluzione primaria e la soluzione secondaria, utilizzare un siero corrispondente all'anticorpo secondario (ad es. capra, cavallo, bovino).</li>
</ol>2. Preparazione del campione
NOTA: eseguire i passaggi da 2.1 a 2.7 in una cappa aspirante per limitare l'esposizione al PFA.
<ol><li>Anestetizzare profondamente il giovane ratto (3-6 settimane) usando il sevoflurano; procedere a 2.2 quando il ratto non risponde e non risponde al pizzico della dita e della coda.</li>
	<li>Posare il ratto in posizione supina e fare un'incisione attraverso la parete addominale usando un paio di forbici dell'iride.</li>
	<li>Tagliare attraverso il fondo della gabbia toracica fino alla clavicola su entrambi i lati della gabbia toracica usando le forbici Mayo.</li>
	<li>Apporre lo sterno e le costole lontano dal cuore e dai polmoni con un mostato.</li>
	<li>Forare il ventricolo sinistro con un ago da 23 G attaccato a una pompa di perfusione e tagliare l'atrio destro con le forbici dell'iride.</li>
	<li>Eseguire la perfusione transcardica con circa 75 mL di 100 mM (1x) PBS.</li>
	<li>Continuare la perfusione transcardica con circa 100 mL di paraformaldeide (PFA) al 4% tamponata in 1x PBS.</li>
	<li>Rimuovere il cervello dal cranio usando una pinica.</li>
	<li>Posizionare il cervello in posizione sagittale e tagliare in 4 sezioni uguali (circa 3 mm di larghezza) usando una lama di rasoio e una matrice cerebrale di ratto.</li>
	<li>Fissare ogni sezione in PFA al 4% in 1x PBS in un tubo di plastica sigillato da 5 ml durante la notte a 4 °C su uno shaker.</li>
	<li>Continuare a fissare in 4% PFA in 1x PBS a temperatura ambiente (RT) su uno shaker per 1 ora.</li>
	<li>Lavare ogni sezione con 1x PBS a RT per 30 min, 3 volte.</li>
</ol>3. Disidratazione e depigmentazione
<ol><li>Incubare il campione in una soluzione acquosa deionizzata al 20% di metanolo/80% per 1 ora a RT.</li>
	<li>Incubare il campione in una soluzione acquosa deionizzata al 40% di metanolo/60% per 1 ora a RT.</li>
	<li>Incubare il campione in una soluzione acquosa deionizzata al 60% di metanolo/40% per 1 ora a RT.</li>
	<li>Incubare il campione in una soluzione acquosa deionizzata all'80% di metanolo/20% per 1 ora a RT.</li>
	<li>Incubare il campione in metanolo al 100% per 1 ora a RT. Ripetere con più metanolo al 100%, incubando per 1 ora a RT.</li>
	<li>Raffreddare il campione in metanolo al 100% a 4° C per circa 10 min.</li>
	<li>Preparare una soluzione al 66% di diclorometano (DCM)/metanolo al 33%.</li>
	<li>Incubare il campione durante la notte nella soluzione DCM/metanolo a RT, con agitazione.</li>
	<li>Lavare con metanolo a RT per 30 minuti, 2 volte.</li>
	<li>Raffreddare il campione in metanolo al 100% a 4° C per circa 10 min.</li>
	<li>Candeggina in perossido di idrogeno al 5% refrigerato e appena preparato in metanolo durante la notte a 4 ° C.</li>
	<li>Incubare il campione in una soluzione acquosa deionizzata all'80% di metanolo/20% per 1 ora a RT.</li>
	<li>Incubare il campione in una soluzione acquosa deionizzata al 60% di metanolo/40% per 1 ora a RT.</li>
	<li>Incubare il campione in una soluzione acquosa deionizzata al 40% di metanolo/60% per 1 ora a RT.</li>
	<li>Incubare il campione in una soluzione acquosa deionizzata al 20% di metanolo/80% per 1 ora a RT.</li>
	<li>Incubare il campione in 1x PBS per 1 ora a RT.</li>
	<li>Lavare in soluzione 1 per 1 ora a RT, 2 volte.</li>
</ol>4. Etichettatura della subunità B della tossina del colera
<ol><li>Inserire la punta dell'ago di 1 mL di siringa nel sito del nucleo accumbens.</li>
	<li>Iniettare lentamente 2,5 μL di 1% di biotina-CTB su 20 s.</li>
	<li>Lasciare la punta dell'ago in posizione per 1 minuto e rimuovere lentamente oltre 10 s per evitare perdite.</li>
</ol>5. Applicazione di anticorpi
<ol><li>Incubare il campione in Soluzione 3 per 2 giorni a 37 °C a bagnomaria.</li>
	<li>Incubare il campione in Soluzione 4 per 2 giorni a 37 °C a bagnomaria.</li>
	<li>Incubare con anticorpo primario per 7 giorni a 37 °C a bagnomaria.</li>
	<li>Lavare in soluzione 2 per 5 volte, incubando 1 ora per lavaggio. Conservare nella soluzione 2 a RT durante la notte.</li>
	<li>Incubare con anticorpi secondari per 7 giorni a 37 °C a bagnomaria.</li>
	<li>Lavare in soluzione 2 per 5 volte, incubando 1 ora per lavaggio; conservare nella soluzione 2 a RT durante la notte. NOTA: tutti i passaggi dalla versione 5.6 in poi, inclusa la conservazione finale, devono avvenire in condizioni di scarsa illuminazione. Le provette campione possono essere schermate con un foglio di alluminio. Le concentrazioni utilizzate per gli anticorpi in questo protocollo erano: TH a 1:100, Iba1 a 1:200 e l'anticorpo secondario a 1:100. Aggiungere la soluzione aggiuntiva 2 ai passaggi 5.1-5.6 per garantire che i tubi siano completamente riempiti.</li>
</ol>6. Pulizia dei tessuti
<ol><li>Incubare il campione in una soluzione acquosa deionizzata al 20% di metanolo/80% per 1 ora a RT.</li>
	<li>Incubare il campione in una soluzione acquosa deionizzata al 40% di metanolo/60% per 1 ora a RT.</li>
	<li>Incubare il campione in una soluzione acquosa deionizzata al 60% di metanolo/40% per 1 ora a RT.</li>
	<li>Incubare il campione in una soluzione acquosa deionizzata all'80% di metanolo/20% per 1 ora a RT.</li>
	<li>Incubare il campione in metanolo al 100% per 1 ora a RT.</li>
	<li>Incubare in metanolo fresco al 100% durante la notte a RT.</li>
	<li>Incubare in 66% DCM/33% metanolo per 3 ore, con agitazione, a temperatura ambiente.</li>
	<li>Incubare in etere dibenzyl (DBE) senza agitare. Lasciare il campione in DBE fino a quando non è chiaro e memorizzare in DBE fino all'imaging.</li>
</ol>7. Montaggio
<ol><li>Ottieni una camera stampata in 3D in resina Visijet M3 Crystal (modelli disponibili sul sito web idisco.info).</li>
	<li>Fissare la camera a un vetrino per microscopio usando una resina epossidica.</li>
	<li>Posizionare il campione nello spazio quadrato al centro della camera.</li>
	<li>Riempire completamente la camera con DBE.</li>
	<li>Posizionare un coverslip di 0,17 mm di spessore sulla camera e applicare pressione fino a quando il coverslip non ha pieno contatto con le pareti della camera.</li>
	<li>Sigillare i bordi del coverslip alla camera usando la resina epossidica.</li>
	<li>Ruotare la camera per consentire alle bolle d'aria di fuoriuscire dall'ingresso di riempimento.</li>
	<li>Riempire la camera con DBE aggiuntivo.</li>
	<li>Sigillare l'ingresso di riempimento con resina epossidica e lasciare polimerizzare. NOTA: l'eccesso di DBE si riverserà durante il montaggio.</li>
</ol>8. Imaging
<ol><li>Utilizzare un sistema di microscopio confocale per eseguire z-scan con ingrandimento 4x (vedere il video 3Dallegato).</li>
	<li>Ottenere l'eccitazione fluorescente del campione utilizzando un set laser per emettere a una lunghezza d'onda simile alla lunghezza d'onda specificata dall'anticorpo secondario. L'eccitazione TH è stata ottenuta utilizzando un set laser HeNe per emettere a 632 nm.</li>
	<li>Impostare il rilevatore su una lunghezza d'onda vicina all'emissione laser. Per il presente protocollo, il rivelatore per TH è stato impostato a 650 nm.</li>
	<li>Aumentare il guadagno del rilevatore fino a quando non c'è un segnale visibile. Il guadagno di 650LP per le immagini è stato impostato su 7,50 B.</li>
	<li>Utilizzando l'opzione Scansione nel software di imaging confocale, spostare lo stadio del microscopio fino a quando il campione non viene messo a fuoco.</li>
	<li>Naviga intorno al tessuto in tutte le pianure e ottieni immagini singole o immagini z-stack utilizzando il software di imaging confocale.</li>
	<li>Una volta completata l'imaging, rimuovere il campione dalla camera. Rimetterlo in un tubo completamente riempito con DBE e conservarlo a RT in un luogo buio, preferibilmente coperto da un foglio di alluminio. NOTA: i campioni possono essere rimontati e ripresi finché il segnale di florescenza è ancora forte.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Chung, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Structural+and+molecular+interrogation+of+intact+biological+systems.">Structural and molecular interrogation of intact biological systems.</a> Nature. 497 (7449), 332-337 (2013).</li><li>Susaki, E. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Whole-brain+imaging+with+single-cell+resolution+using+chemical+cocktails+and+computational+analysis.">Whole-brain imaging with single-cell resolution using chemical cocktails and computational analysis.</a> Cell. 157 (3), 726-739 (2014).</li><li>Ueda, H. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tissue+clearing+and+its+applications+in+neuroscience.">Tissue clearing and its applications in neuroscience.</a> Nature Reviews Neuroscienc. 21, 298 (2020).</li><li>Renier, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=iDISCO:+a+simple,+rapid+method+to+immunolabel+large+tissue+samples+for+volume+imaging.">iDISCO: a simple, rapid method to immunolabel large tissue samples for volume imaging.</a> Cell. 159 (4), 896-910 (2014).</li><li>Renier, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mapping+of+brain+activity+by+automated+volume+analysis+of+immediate+early+genes.">Mapping of brain activity by automated volume analysis of immediate early genes.</a> Cell. 165 (7), 1789-1802 (2016).</li><li>Reid, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+HIV-1+transgenic+rat+that+develops+HIV-related+pathology+and+immunologic+dysfunction.">An HIV-1 transgenic rat that develops HIV-related pathology and immunologic dysfunction.</a> Proceedings of the National Academy of Science U. 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F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=HIV-1+proteins,+Tat+and+gp120,+target+the+developing+dopamine+system.">HIV-1 proteins, Tat and gp120, target the developing dopamine system.</a> Current HIV Research. 13, 135-137 (2015).</li><li>Javadi-Paydar, M., Roscoe, R. F., Denton, A. R., Mactutus, C. F., Booze, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=HIV-1+and+cocaine+disrupt+dopamine+reuptake+and+medium+spiny+neurons+in+female+rat+striatum.">HIV-1 and cocaine disrupt dopamine reuptake and medium spiny neurons in female rat striatum.</a> PLos One. 12 (11), 0188404 (2017).</li><li>Bertrand, S. J., Mactutus, C. F., Harrod, S. B., Moran, L. M., Booze, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=HIV-1+proteins+dysregulate+motivational+processes+and+dopamine+circuitry.">HIV-1 proteins dysregulate motivational processes and dopamine circuitry.</a> Science Report. 8, 6152 (2018).</li><li>Denton, A. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Selective+monoaminergic+and+histaminergic+circuit+dysregulation+following+long-term+HIV-1+protein+exposure.">Selective monoaminergic and histaminergic circuit dysregulation following long-term HIV-1 protein exposure.</a> Journal of neurovirology. 25 (4), 540-550 (2019).</li><li>Berendse, H. W., Groenewegen, H. J., Lohman, A. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Compartmental+distribution+of+ventral+striatal+neurons+projecting+to+the+mesencephalon+in+the+rat.">Compartmental distribution of ventral striatal neurons projecting to the mesencephalon in the rat.</a> Journal of Neuroscienc. 12 (6), 2079-2103 (1992).</li><li>Peyron, C., Petit, J. M., Rampon, C., Jouvet, M., Luppi, P. 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D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tissue+Clearing+and+Light+Sheet+Microscopy:+Imaging+the+Unsectioned+Adult+Zebra+Finch+Brain+at+Cellular+Resolution.">Tissue Clearing and Light Sheet Microscopy: Imaging the Unsectioned Adult Zebra Finch Brain at Cellular Resolution.</a> Frontiers in Neuroanatomy. 13, 13 (2019).</li><li>Richardson, D. S., Lichtman, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Clarifying+tissue+clearing.">Clarifying tissue clearing.</a> Cell. 162 (2), 246-257 (2015).</li></ol>

Nessuno degli autori ha conflitti di interesse da dichiarare.

La pulizia dei tessuti offre una soluzione ai limiti del protocollo IHC tradizionale. Un campione trasparente riduce al minimo la dispersione e l'assorbimento della luce, che fornisce accesso ottico a livello cellulare ai tessuti intatti18,19. Le tecniche di pulizia dei tessuti trasformano un tessuto trasparente attraverso la delipidazione, la decolorazione e la decalcificazione con la somministrazione di solventi. Una volta che l'indice di rifrazione del campione di tessuto corrisponde all'indice di rifrazione del mezzo di imaging scelto, il campione apparirà completamente trasparente e può essere correttamente ripreso3. L'attuale protocollo idrofobo rimuove l'acqua dal tessuto nelle fasi iniziali di disidratazione, riducendo così la dispersione della luce. Il tessuto viene permeabilizzato durante il pretrattamento per consentire la penetrazione profonda degli anticorpi. Il tessuto che ha subito il protocollo è in grado di essere gestito facilmente e può essere ripreso più volte. Se conservati correttamente, i tessuti possono ancora fornire immagini fino a un anno dopo l'elaborazione iniziale.
Nel presente protocollo, applichiamo una tecnica di compensazione dei tessuti idrofobici a campioni di tessuto cerebrale di ratto F344 / N e HIV-1 Tg per colorare TH, Iba1 e CTB. Dopo la pulizia, i campioni di tessuto sono stati ripresi utilizzando un microscopio confocale. Il presente protocollo ha diversi vantaggi rispetto ad altri protocolli idrofobici, come iDISCO4. In primo luogo, il protocollo iDISCO originale è stato convalidato per l'uso nel tessuto dei topi, mentre il presente protocollo è praticabile nel tessuto cerebrale del ratto. In secondo luogo, il tempo di incubazione regolato su ogni fase consente di utilizzare la tecnica per sezioni di tessuto più grandi. In terzo luogo, includere il siero corrispondente durante l'incubazione degli anticorpi (al contrario dell'uso di un siero generale) fornisce immagini più chiare per l'analisi.
Mentre il presente protocollo è facilmente adattabile per soddisfare le esigenze delle singole domande di ricerca, ci sono diverse considerazioni importanti. Il protocollo richiede, come minimo, 26 giorni consecutivi dall'inizio alla fine. Non lasciare il campione in una soluzione più a lungo di quanto sopra indicato. Il campione può, tuttavia, essere conservato in DBE alla fine del protocollo per almeno 6 mesi in modo sicuro fino all'imaging, anche se si consiglia di eseguire l'immagine il prima possibile. Ordina una camera stampata in 3D che si adatti perfettamente al campione tra il vetrino del microscopio e il coverslip. Tutte le soluzioni stock, ad eccezione della soluzione 1, sono state miscelate giorno di giorno in una quantità appropriata per l'uso di quel giorno. Il campione deve essere spostato in un nuovo tubo ogni volta che viene introdotta una nuova soluzione per prevenire la contaminazione incrociata. Se la crescita microbica è preoccupante, l'azide di sodio può essere aggiunto alla soluzione 2, alla soluzione 3, alla soluzione 4, alla soluzione anticorpale primaria e alla soluzione anticorpale secondaria ad una concentrazione dello 0,02% in soluzione totale.
Nel complesso, la tecnica attuale è una procedura estremamente versatile, facile da implementare e a basso costo che è compatibile con molti anticorpi. Con questo protocollo che è convalidato per funzionare sia nel controllo F344 / N che nei ratti HIV-1 Tg, è possibile rispondere a molte nuove domande di ricerca investigativa.

Diverse tecniche di pulizia dei tessuti sono state convalidate per l'uso nel cervello: idrogel, idrofilo e idrofobo. Queste tecniche mirano a trasformare un tessuto trasparente attraverso la delipidazione, la decolorazione e la decalcificazione attraverso la somministrazione di solventi. Una volta che l'indice di rifrazione del campione di tessuto corrisponde all'indice di rifrazione del mezzo di imaging scelto, è possibile ottenere un'immagine chiara del campione. Le tecniche a base di idrogel, come CLARITY, proteggono le biomolecole nel tessuto collegandole agli idrogel a base di acrilico, che prevengono danni strutturali e perdita di proteine1. Tuttavia, le tecniche di idrogel utilizzano sostanze chimiche aggressive che hanno il potenziale di danneggiare i tessuti più fragili e campioni di tessuto più densi potrebbero non essere compatibili con il protocollo idrogel. Alcune tecniche di idrogel possono richiedere attrezzature costose o portare all'espansione dei tessuti. Le tecniche idrofile, come CUBIC, preservano la struttura 3D attraverso la formazione di legami idrogeno all'interno del tessuto2. L'espansione tissutale può verificarsi anche in alcuni protocolli idrofili. La capacità di compensazione delle tecniche idrofile spesso non corrisponde alla capacità che hanno le tecniche idrofobiche, che è importante per i tessuti più densi e più spessi3.
Le tecniche idrofobiche sono solitamente veloci, non richiedono attrezzature speciali e producono un campione facile da maneggiare e conservare. iDISCO è una tecnica idrofoba che elimina il restringimento che può verificarsi in altri protocolli idrofobici. Originariamente, la tecnica di compensazione dei tessuti iDISCO è stata descritta da Renier et al.4 per gli embrioni e gli organi densi e adulti dei topi. Questa tecnica rimuove l'acqua dal tessuto nella fase iniziale di disidratazione, riducendo così la dispersione della luce. Il tessuto viene permeabilizzato durante il pretrattamento per consentire la penetrazione profonda degli anticorpi. I coloranti Alexa Fluor nello spettro rosso lontano sono utilizzati per l'immunolabeling per evitare l'autofluorescenza del tessuto a lunghezze d'onda inferiori5. I tessuti che sono stati sottoposti a protocolli di clearing idrofobico sono in grado di essere maneggiati facilmente e possono essere ripresi più volte grazie alla longevità dei coloranti Alexa Fluor. Se conservati correttamente, i tessuti possono fornire immagini per mesi o un anno dopo l'elaborazione iniziale.
Nel presente protocollo, l'anticorpo tirosina idrossilasi (TH), l'anticorpo Iba1 e la subunità B della tossina del colera (CTB) sono stati utilizzati sia sul cervello di ratto maschile che femminile e transgenico HIV-1 (Tg). Il ratto HIV-1 Tg possiede sette dei nove geni che compongono il genoma virale dell'HIV-1, che porta a un modello non infettivo di esposizione a lungo termine alla proteina HIV-16,7,8. Alterazioni dopaminergiche sono state precedentemente dimostrate nel ratto HIV-1 Tg e l'HIV-1 stesso è una malattia infiammatoria, quindi la scelta degli anticorpi era rilevante per il disegno sperimentale9,10,11,12. CTB è un tracciante che si attacca ai neuroni tramite il legame gangliosidico e può essere utilizzato per tracciare proiezioni afferenti nel cervello. La CTB è stata precedentemente utilizzata per studiare le proiezioni dal nucleo accumbens all'area della substantia nigra, due aree del cervello fortemente coinvolte con le vie dopaminergiche13,14,15.
In questo protocollo, TH servirà come marcatore per la produzione di dopamina e Iba1 segnerà la microglia attivata. L'anticorpo TH utilizzato etichetta selettivamente una singola banda a circa 62 kDa che corrisponde alla tirosina idrossilasi. L'anticorpo Iba1 corrisponde alla sequenza carbossi-terminale Iba1. Entrambi gli anticorpi sono stati allevati nel coniglio ed erano policlonali. La CTB sarà utilizzata per il tracciamento retrogrado dei neuroni dall'area del nucleo accumbens all'area della substantia nigra. L'attuale protocollo offre anche una linea guida per l'adeguamento del protocollo iDISCO originale in due modi distinti: 1) riduzione complessiva della colorazione di fondo modificando i reagenti sierici nelle fasi di blocco e 2) ridimensionamento del tempo di incubazione per essere adatto a campioni di tessuto più grandi. Nel complesso, il presente protocollo fornisce prove continue che le tecniche di clearing idrofobico sono fattibili nei tessuti cerebrali del ratto, non hanno interazioni dannose distinguibili con le proteine virali hiv-1 e sono compatibili con l'anticorpo TH, l'anticorpo Iba1 e il CTB.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>Cholera Toxin Subunit B (Recombinant), Alexa Fluor 488</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>C34775</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DBE</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>108014-1KG</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DCM</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>270997-100mL</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DMSO</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>472301-1L</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glycine</td>
			<td>Fisher Chemical</td>
			<td>G46-500</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Goat anti-rabbit Alexa Fluor Plus 647</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>A32733</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Goat serum</td>
			<td>Sigma Life Science</td>
			<td>G9023-10mL</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heparin</td>
			<td>Acros Organics</td>
			<td>41121-0010</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Iba1 primary antibody</td>
			<td>FUJIFILM Wako</td>
			<td>019-19741</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Kwik-sil epoxy</td>
			<td>VWR</td>
			<td>70730-062</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Methanol</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>34860-1l-R</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PBS</td>
			<td>Fisher Bioreagents</td>
			<td>BP2944-100</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Perfusion machine</td>
			<td>VWR</td>
			<td>70730-062</td>
			<td>mini pump variable flow</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PFA</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>158127-3KG</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>TH primary antibody</td>
			<td>Millipore Sigma</td>
			<td>AB152</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>TritonX-100</td>
			<td>Fisher Bioreagents</td>
			<td>BP151-500</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tween-20</td>
			<td>Fisher Bioreagents</td>
			<td>BP337-500</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a hydrophobic tissue clearing method for rat brain tissue

I metodi di compensazione dei tessuti idrofobici sono procedure facilmente regolabili, veloci e a basso costo che consentono lo studio di una molecola di interesse in campioni di tessuto inalterati. Le tradizionali procedure di immunolabeling richiedono il taglio del campione in sezioni sottili, il che limita la capacità di etichettare ed esaminare le strutture intatte. Tuttavia, se il tessuto cerebrale può rimanere intatto durante l'elaborazione, le strutture e i circuiti possono rimanere intatti per l'analisi. I metodi di compensazione precedentemente stabiliti richiedono molto tempo per eliminare completamente il tessuto e le sostanze chimiche aggressive possono spesso danneggiare gli anticorpi sensibili. Il metodo iDISCO elimina rapidamente e completamente i tessuti, è compatibile con molti anticorpi e non richiede attrezzature di laboratorio speciali. Questa tecnica è stata inizialmente convalidata per l'uso nel tessuto dei topi, ma l'attuale protocollo adatta questo metodo agli emisferi di controllo e ai cervelli transgenici dei ratti. Oltre a questo, il presente protocollo apporta anche diverse modifiche al protocollo preesistente per fornire immagini più chiare con meno macchie di sfondo. Gli anticorpi per Iba-1 e tirosina idrossilasi sono stati convalidati nel ratto transgenico HIV-1 e nei ratti di controllo F344/N utilizzando l'attuale metodo di compensazione dei tessuti idrofobici. Il cervello è una rete intrecciata, in cui le strutture lavorano insieme più spesso che separatamente l'una dall'altra. Analizzare il cervello come un intero sistema rispetto a una combinazione di singoli pezzi è il più grande vantaggio di questo metodo di compensazione dell'intero cervello.

La completa eliminazione di ampie sezioni di tessuto cerebrale di ratto F344 / N e HIV-1 è stata ottenuta utilizzando questo protocollo di compensazione del tessuto idrofobico modificato. La Figura 1 mostra una tipica immagine confocale per TH nella regione substantia nigra. La Figura 1A rappresenta una colorazione densa e positiva. Aree dense come queste possono essere analizzate concentrandosi attraverso il piano "Z" per confermare la colorazione positiva e la corretta morfologia cellulare. La Figura 1B rappresenta una colorazione positiva sparsa, che può essere identificata dalla morfologia distinta dei neuroni TH. La Figura 1C rappresenta il tessuto che non è macchiato positivamente ma è ancora da scuro a azzurro a causa del segnale di fondo. Le aree dell'immagine che appaiono completamente nere indicano un'assenza di tessuto in quell'area. Le aree completamente nere nell'immagine possono essere dovute al fatto di trovarsi sul bordo del campione, a un foro che si trova nel campione o a un tessuto sfocato.
La Figura 2A mostra la morfologia tipica di un neurone TH positivo con ingrandimento 20x. Immagini confocali correttamente macchiate e focalizzate mostreranno idealmente una fluorescenza luminosa e nitida su uno sfondo scuro. Un neurone TH positivo ha un grande soma (corpo cellulare) e diversi processi di ramificazione16. La Figura 2B mostra microglia colorate Iba1, che hanno corpi cellulari piccoli e processi di estensione più brevi17. La conferma della corretta colorazione e della morfologia cellulare prevista è il primo passo nell'imaging.
La Figura 3 confronta un'immagine ideale (Figura 3A) con tre immagini indesiderate (Figura 3B-D). La Figura 3A mostra una colorazione positiva e luminosa su uno sfondo chiaro e scuro. La colorazione positiva è facilmente distinguibile dallo sfondo. La Figura 3B è un esempio di un'immagine focalizzata in modo improprio con troppo guadagno fluorescente. La Figura 3C mostra un segnale falso positivo. I punti luminosi che non sono a fuoco con il resto del tessuto sono artefatti e non dovrebbero essere considerati come un segnale positivo. La Figura 3D è un esempio di utilizzo di un siero bloccante che non corrisponde all'anticorpo secondario, come suggerito nel protocollo iDISCO originale4. In questa immagine, l'uso del siero d'asino per un anticorpo secondario prodotto in capra ha prodotto un'immagine con un'elevata colorazione di fondo, che oscura la capacità di identificare correttamente la colorazione positiva.
La Figura 4A mostra una colorazione CTB positiva nel cervello del ratto. Le fibre lunghe e sottili sono proiezioni afferenti lungo la via dopaminergica. La Figura 4B e la Figura 4C mostrano la colocalizzazione di TH e CTB. Nella Figura 4B, l'iniezione può essere vista nell'area del nucleo accumbens, che appare come un cerchio verde densamente fluorescente. La Figura 4C mostra la colocalizzazione di TH e CTB nell'area substantia nigra.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61821/61821fig01.jpg"> Figura 1: Immagine confocale di un campione di tessuto idrofobamente eliminato con marcatori, ingrandimento 4x. (A) Colorazione TH densa nella zona di substantia nigra. (B) Neuroni TH sparsi adiacenti alla substantia nigra. (C) Tessuto privo di neuroni TH positivi. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/61821/61821fig01large.jpg" target="_blank">Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61821/61821fig02.jpg"> Figura 2: Morfologia tipica dei neuroni TH positivi etichettati fluorescentemente (ingrandimento 20x) e microglia Iba1 positiva (ingrandimento 10x). (A) Due neuroni TH positivi rappresentativi. (B) Microglia Iba1 positiva. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/61821/61821fig02large.jpg" target="_blank">Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61821/61821fig03.jpg"> Figura 3: Immagini confocali ideali e povere di tessuto idrofobo, ingrandimento 4x. (A) Colorazione TH densa nell'area substantia nigra, correttamente a fuoco con un adeguato guadagno di fluorescenza. (B) Un'immagine focalizzata in modo improprio ed eccessivamente esposta. (C) Colorazione falsamente positiva. (D) Elevata colorazione dello sfondo a seguito del seguire il protocollo iDISCO inalterato. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/61821/61821fig03large.jpg" target="_blank">Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61821/61821fig04.jpg"> Figura 4: Etichettatura della tossina B del colera lungo la via dopaminergica, ingrandimento 4x. (A) Immagine confocale di colorazione CTB positiva. (B) Immagine sovrapposta di TH e CTB e del sito di iniezione del nucleo accumbens. (C) Colocalizzazione di TH e CTB nell'area substantia nigra. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/61821/61821fig04large.jpg" target="_blank">Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>
Filmato 1: filmato 3D di z-scan del campione con ingrandimento 4x. <a href="https://cloudflare-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/61821/3_D_video.mp4" target="_blank">Clicca qui per scaricare questo video. </a>

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A Hydrophobic Tissue Clearing Method for Rat Brain Tissue

Qui presentiamo un metodo di compensazione del tessuto idrofobico che consente la visualizzazione di molecole bersaglio come parte di strutture cerebrali intatte. Questa tecnica è stata ora convalidata per il controllo F344 / N e ratti transgenici HIV-1 di entrambi i sessi.

Un metodo di compensazione del tessuto idrofobico per il tessuto cerebrale del ratto

Hydrophobic tissue clearing methods are easily adjustable, fast, and low-cost procedures that allows for the study of a molecule of interest in unaltered ...

a-hydrophobic-tissue-clearing-method-for-rat-brain-tissue

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Neuroscience

3.9K Views.  University of South Carolina. Qui presentiamo un metodo di compensazione del tessuto idrofobico che consente la visualizzazione di molecole bersaglio come parte di strutture cerebrali intatte. Questa tecnica è stata ora convalidata per il controllo F344 / N e ratti transgenici HIV-1 di entrambi i sessi.

Video: A Hydrophobic Tissue Clearing Method for Rat Brain Tissue

Preparation of Mouse Brain Tissue for Immunoelectron Microscopy

Transmission electron microscopy (TEM) is extremely useful for visualizing microglial, oligodendrocytic, astrocytic, and neuronal subcellular compartments (dendrite, dendritic spine, axon, axon terminal, perikaryon), as well as their intracellular organelles and cytoskeleton, in the central nervous system at high spatial resolution. Combined with TEM, pre-embedding immunocytochemistry allows the discrimination of cellular elements with few distinctive features and identification criteria (e.g., microglial perikarya and processes, when using an antibody against the microglia-specific marker Iba1 (ionized calcium binding adaptor molecule 1; as presented here)), identifying the neurotransmitter contents of cellular elements (e.g., serotonergic) and their ultrastructural localization of soluble or membrane-bound proteins (e.g., 5 HT1A and EphA4 receptors). Here, we describe a protocol for transcardiac perfusion of mice with acrolein fixative, removal and sectioning of the brain, as well as immunoperoxidase-diaminobenzidine (DAB) staining, resin embedding, and ultrathin sectioning of the brain sections. Upon completion of these procedures, the immunostained material is ready for examination with TEM. When rigorously performed, this technique provides an excellent compromise between optimal ultrastructural preservation and immunocytochemical detection.

We describe a protocol for transcardiac perfusion of mice, removal and sectioning of the brain, as well as immunoperoxidase staining, resin embedding, and ultrathin sectioning of the brain sections. Upon completion of these procedures, the immunostained material is ready for examination with transmission electron microscopy.

Preparazione del tessuto cerebrale del mouse per la microscopia Immunoelectron

Transmission electron microscopy (TEM) is extremely useful for visualizing microglial, oligodendrocytic, astrocytic, and neuronal subcellular compartments ...

Ricerca

Neuroscienze

Chromatin Immunoprecipitation from Dorsal Root Ganglia Tissue following Axonal Injury

Axons in the central nervous system (CNS) do not regenerate while those in the peripheral nervous system (PNS) do regenerate 
to a limited extent after injury (Teng et al., 2006). It is recognized that transcriptional programs essential for neurite and axonal outgrowth are 
reactivated upon injury in the PNS (Makwana et al., 2005). However the tools available to analyze neuronal gene regulation in vivo are limited and 
often challenging.
The dorsal root ganglia (DRG) offer an excellent injury model system because both the CNS and PNS are innervated by a 
bifurcated axon originating from the same soma. The ganglia represent a discrete collection of cell bodies where all transcriptional events occur, 
and thus provide a clearly defined region of transcriptional activity that can be easily and reproducibly removed from the animal. Injury of nerve 
fibers in the PNS (e.g. sciatic nerve), where axonal regeneration does occur, should reveal a set of transcriptional programs that are distinct from 
those responding to a similar injury in the CNS, where regeneration does not take place (e.g. spinal cord). Sites for transcription factor binding, 
histone and DNA modification resulting from injury to either PNS or CNS can be characterized using chromatin immunoprecipitation (ChIP). 
Here, we describe a ChIP protocol using fixed mouse DRG tissue following axonal injury. This powerful combination provides a means for characterizing the pro-regeneration chromatin environment necessary for promoting axonal regeneration.

We present a method for chromatin immunoprecipitation from dorsal root ganglia tissue following axonal injury. The approach can be used to identify specific transcription factor binding sites and epigenetic modification of histone and DNA important for the regeneration of injured axons in both the peripheral and central nervous system.

Immunoprecipitazione della cromatina dal tessuto dei gangli dorsali seguenti danno assonale

Axons in the central nervous system (CNS) do not regenerate while those in the peripheral nervous system (PNS) do regenerate 
to a limited extent after ...

Intact Histological Characterization of Brain-implanted Microdevices and Surrounding Tissue

Research into the design and utilization of brain-implanted microdevices, such as microelectrode arrays, aims to produce clinically relevant devices that interface chronically with surrounding brain tissue. Tissue surrounding these implants is thought to react to the presence of the devices over time, which includes the formation of an insulating "glial scar" around the devices. However, histological analysis of these tissue changes is typically performed after explanting the device, in a process that can disrupt the morphology of the tissue of interest.
Here we demonstrate a protocol in which cortical-implanted devices are collected intact in surrounding rodent brain tissue. We describe how, once perfused with fixative, brains are removed and sliced in such a way as to avoid explanting devices. We outline fluorescent antibody labeling and optical clearing methods useful for producing an informative, yet thick tissue section. Finally, we demonstrate the mounting and imaging of these tissue sections in order to investigate the biological interface around brain-implanted devices.

Here we present a histological method for capturing, labeling, optically clearing, and imaging the intact brain tissue interface around chronically implanted microdevices in rodent brain tissue. Results from the techniques comprising this method are useful for understanding the impact of various penetrating brain-implants on their surrounding tissue.

Intatta Caratterizzazione istologica di Microdevices Brain-impiantati e il tessuto circostante

Research  into the design and utilization of brain-implanted microdevices, such as  microelectrode arrays, aims to produce clinically relevant devices ...

Immunohistochemical Analysis in the Rat Central Nervous System and Peripheral Lymph Node Tissue Sections

Immunohistochemistry (IHC) provides highly specific, reliable and attractive protein visualization. Correct performance and interpretation of an IHC-based multicolor labeling is challenging, especially when utilized for assessing interrelations between target proteins in the tissue with a high fat content such as the central nervous system (CNS).
Our protocol represents a refinement of the standard immunolabeling technique particularly adjusted for detection of both structural and soluble proteins in the rat CNS and peripheral lymph nodes (LN) affected by neuroinflammation. Nonetheless, with or without further modifications, our protocol could likely be used for detection of other related protein targets, even in other organs and species than here presented.

We here present an optimized, detailed protocol for double immunostaining in formalin-fixed, paraffin-embedded rat central nervous system (CNS) and peripheral lymph node (LN) tissue sections.

Analisi immunoistochimica nel Sistema Nervoso Centrale e Periferico Rat linfa nodo del tessuto Sezioni

Immunohistochemistry (IHC) provides highly specific, reliable and attractive protein visualization. Correct performance and interpretation of an IHC-based ...

Primer for Immunohistochemistry on Cryosectioned Rat Brain Tissue: Example Staining for Microglia and Neurons

Immunohistochemistry is a widely used technique for detecting the presence, location, and relative abundance of antigens in situ. This introductory level protocol describes the reagents, equipment, and techniques required to complete immunohistochemical staining of rodent brain tissue, using markers for microglia and neuronal elements as an example. Specifically, this paper is a step-by-step protocol for fluorescent visualization of microglia and neurons via immunohistochemistry for Iba1 and Pan-neuronal, respectively. Fluorescence double-labeling is particularly useful for the localization of multiple proteins within the same sample, providing the opportunity to accurately observe interactions between cell types, receptors, ligands, and/or the extracellular matrix in relation to one another as well as protein co-localization within a single cell. Unlike other visualization techniques, fluorescence immunohistochemistry staining intensity may decrease in the weeks to months following staining, unless appropriate precautions are taken. Despite this limitation, in many applications fluorescence double-labeling is preferred over alternatives such as 3,3&#39;-diaminobenzidine tetrahydrochloride (DAB) or alkaline phosphatase (AP), as fluorescence is more time efficient and allows for more precise differentiation between two or more markers. The discussion includes troubleshooting tips and advice to promote success.

This introductory level protocol describes the reagents, equipment, and techniques required to complete immunohistochemical staining of rodent brains, using markers for microglia and neuronal elements as an example.

Primer per immunoistochimica su Cryosectioned Rat tessuto cerebrale: Esempio colorazione per Microglia e neuroni

Immunohistochemistry is a widely used technique for detecting the presence, location, and relative abundance of antigens in situ. This introductory level ...

Using Fluorescence Activated Cell Sorting to Examine Cell-Type-Specific Gene Expression in Rat Brain Tissue

The brain is comprised of four primary cell types including neurons, astrocytes, microglia and oligodendrocytes. Though they are not the most abundant cell type in the brain, neurons are the most widely studied of these cell types given their direct role in impacting behaviors. Other cell types in the brain also impact neuronal function and behavior via the signaling molecules they produce. Neuroscientists must understand the interactions between the cell types in the brain to better understand how these interactions impact neural function and disease. To date, the most common method of analyzing protein or gene expression utilizes the homogenization of whole tissue samples, usually with blood, and without regard for cell type. This approach is an informative approach for examining general changes in gene or protein expression that may influence neural function and behavior; however, this method of analysis does not lend itself to a greater understanding of cell-type-specific gene expression and the effect of cell-to-cell communication on neural function. Analysis of behavioral epigenetics has been an area of growing focus which examines how modifications of the deoxyribonucleic acid (DNA) structure impact long-term gene expression and behavior; however, this information may only be relevant if analyzed in a cell-type-specific manner given the differential lineage and thus epigenetic markers that may be present on certain genes of individual neural cell types. The Fluorescence Activated Cell Sorting (FACS) technique described below provides a simple and effective way to isolate individual neural cells for the subsequent analysis of gene expression, protein expression, or epigenetic modifications of DNA. This technique can also be modified to isolate more specific neural cell types in the brain for subsequent cell-type-specific analysis.

The goal of this protocol is to use the fluorescence activated cell sorting (FACS) technique to sort specific types of neural cells for subsequent analysis of cell-type-specific gene expression, epigenetic markers, and or protein expression.

Usando fluorescenza cellulare attivo Ordinamento per esaminare Cell-Type-specifica espressione genica nel cervello di ratto tessuto

The brain is comprised of four primary cell types including neurons, astrocytes, microglia and oligodendrocytes. Though they are not the most abundant ...

A Rat Model of Mild Intrauterine Hypoperfusion with Microcoil Stenosis

Intrauterine hypoperfusion/ischemia is one of the major causes of intrauterine/fetal growth restriction, preterm birth, and low birth weight. Most studies of this phenomenon have been performed in either models with severe intrauterine ischemia or models with gradient degree of intrauterine hypoperfusion. No study has been performed in a model on uniform mild intrauterine hypoperfusion (MIUH). Two models have been used for studies of MIUH: a model based on suture ligation of either side of the arterial arcade formed with the uterine and ovarian arteries, and a transient model based on clipping the bilateral ovarian arteries and aorta having patency. Those two rodent models of MIUH have some limitations, e.g., not all fetuses are subjected to MIUH, depending on their position in the uterine horn. In our MIUH model, all fetuses are subjected to a comparable level of intrauterine hypoperfusion. MIUH was achieved by mild stenosis of all four arteries feeding the uterus, i.e., the bilateral uterine and ovarian arteries.
Arterial stenosis was induced by metal microcoils wrapped around the feeding arteries. Producing arterial stenosis with microcoils allowed us to control, optimize, and reproduce decreased blood flow with very little inter-animal variability and a low mortality rate, thus enabling accurate evaluation. When microcoils with an inner diameter of 0.24 mm were used, the blood flow in both the placenta and fetus was mildly decreased (approximately 30% from the pre-stenosis level in the placenta). The offspring of our MIUH model clearly demonstrates long-lasting alterations in neurological, neuroanatomical and behavioral test results.

Mild intrauterine hypoperfusion was produced by artery stenosis with metal microcoils wrapped around the uterine and ovarian arteries in rats at embryonic day 17. This procedure produced prenatal hypoperfusion and intrauterine growth restriction.

Un modello del ratto dell'ipoperfusione lieve intrauterina con stenosi Microcoil

Intrauterine hypoperfusion/ischemia is one of the major causes of intrauterine/fetal growth restriction, preterm birth, and low birth weight. Most studies ...

Novel Passive Clearing Methods for the Rapid Production of Optical Transparency in Whole CNS Tissue

Since the development of CLARITY, a bioelectrochemical clearing technique that allows for three-dimensional phenotype mapping within transparent tissues, a multitude of novel clearing methodologies including CUBIC (clear, unobstructed brain imaging cocktails and computational analysis), SWITCH (system-wide control of interaction time and kinetics of chemicals), MAP (magnified analysis of the proteome), and PACT (passive clarity technique), have been established to further expand the existing toolkit for the microscopic analysis of biological tissues. The present study aims to improve upon and optimize the original PACT procedure for an array of intact rodent tissues, including the whole central nervous system (CNS), kidneys, spleen, and whole mouse embryos. Termed psPACT (process-separate PACT) and mPACT (modified PACT), these novel techniques provide highly efficacious means of mapping cell circuitry and visualizing subcellular structures in intact normal and pathological tissues. In the following protocol, we provide a detailed, step-by-step outline on how to achieve maximal tissue clearance with minimal invasion of their structural integrity via psPACT and mPACT.

Here, we present two novel methodologies, psPACT and mPACT, for achieving maximal optical transparency and subsequent microscopic analysis of tissue vasculature in the intact rodent whole CNS.

Romanzo passivo metodi di compensazione per la produzione rapida di trasparenza ottica nell'intero tessuto dello SNC

Since the development of CLARITY, a bioelectrochemical clearing technique that allows for three-dimensional phenotype mapping within transparent tissues, ...

Isolation of Cerebral Capillaries from Fresh Human Brain Tissue

Understanding blood-brain barrier function under physiological and pathophysiological conditions is critical for the development of new therapeutic strategies that hold the promise to enhance brain drug delivery, improve brain protection, and treat brain disorders. However, studying the human blood-brain barrier function is challenging. Thus, there is a critical need for appropriate models. In this regard, brain capillaries isolated from human brain tissue represent a unique tool to study barrier function as close to the human in vivo situation as possible. Here, we describe an optimized protocol to isolate capillaries from human brain tissue at a high yield and with consistent quality and purity. Capillaries are isolated from fresh human brain tissue using mechanical homogenization, density-gradient centrifugation, and filtration. After the isolation, the human brain capillaries can be used for various applications including leakage assays, live cell imaging, and immune-based assays to study protein expression and function, enzyme activity, or intracellular signaling. Isolated human brain capillaries are a unique model to elucidate the regulation of the human blood-brain barrier function. This model can provide insights into central nervous system (CNS) pathogenesis, which will help the development of therapeutic strategies for treating CNS disorders.

Isolated brain capillaries from human brain tissue can be used as a preclinical model to study barrier function under physiological and pathophysiological conditions. Here, we present an optimized protocol to isolate brain capillaries from fresh human brain tissue.

Isolamento dei capillari cerebrali da tessuto cerebrale umano fresco

Understanding blood-brain barrier function under physiological and pathophysiological conditions is critical for the development of new therapeutic ...

Immunostaining of Whole-Mount Retinas with the CLARITY Tissue Clearing Method

The tissue hydrogel delipidation method (CLARITY), originally developed by the Deisseroth laboratory, has been modified and widely used for immunostaining and imaging of thick brain samples. However, this advanced technology has not yet been used for whole-mount retinas. Although the retina is partially transparent, its thickness of approximately 200 &#181;m (in mice) still limits the penetration of antibodies into the deep tissue as well as reducing light penetration for high-resolution imaging. Here, we adapted the CLARITY method for whole-mount mouse retinas by polymerizing them with an acrylamide monomer to form a nanoporous hydrogel and then clearing them in sodium dodecyl sulfate to minimize protein loss and avoid tissue damage. CLARITY-processed retinas were immunostained with antibodies for retinal neurons, glial cells, and synaptic proteins, mounted in a refractive index matching solution, and imaged. Our data demonstrate that CLARITY&#160;can improve the quality of standard immunohistochemical staining and imaging for retinal neurons and glial cells in whole-mount preparation. For instance, 3D resolution of fine axon-like and dendritic structures of dopaminergic amacrine cells were much improved by CLARITY. Compared to non-processed whole-mount retinas, CLARITY can reveal immunostaining for synaptic proteins such as postsynaptic density protein 95. Our results show that CLARITY renders the retina more optically transparent after the removal of lipids and preserves fine structures of retinal neurons and their proteins, which can be routinely used for obtaining high-resolution imaging of retinal neurons and their subcellular structures in whole-mount preparation.

Here we present a protocol to adapt the CLARITY method of the brain tissues for whole-mount retinas to improve the quality of standard immunohistochemical staining and high-resolution imaging of retinal neurons and their subcellular structures.

Immunostaining delle retine a montaggio intero con il metodo clarity tissue clearing

The tissue hydrogel delipidation method (CLARITY), originally developed by the Deisseroth laboratory, has been modified and widely used for immunostaining ...