Questo lavoro è stato supportato dal progetto cervello Corea 21 PLUS per la scienza medica, Università di Yonsei. Inoltre, questo lavoro è stato supportato da una sovvenzione della Fondazione ricerca nazionale di Corea (NRF-2017R1D1A1B03030315).

Tutte le procedure sono state approvate dal comitato etico di ricerca appropriato presso Yonsei University College of Medicine. Tutti gli animali sperimentali sono sacrificati in conformità con le linee guida del Comitato di cura degli animali di laboratorio presso Yonsei University College of Medicine.
1. preparazione dei reagenti
Attenzione: Paraformaldeide (PFA), acrilammide e sodio dodecil solfato (SDS) sono irritanti tossici e quindi deve essere maneggiato in una cappa con appropriati dispositivi di protezione individuale (PPE; camice da laboratorio, guanti, occhiali protettivi).
<ol><li>soluzione di acrilammide (Agosta) 4% (A4P0): aggiungere 20 mL della soluzione di 40% di acrilammide a 180 mL di 0.1 M tampone fosfato salino (PBS).</li>
	<li>0,25% VA-044 soluzione: aggiungere 0,5 g di 2,2´-Azobis[2-(2-imidazolin-2-yl)propane] dicloridrato (VA-044) polvere a 200 mL di 0.1 M tampone fosfato salino (PBS). Mentre la polvere VA-044 può essere conservata a temperatura ambiente, esso deve essere conservato a 4 ° C su solubilizzazione in PBS. Per risultati ottimali, è necessario preparare solo la quantità di soluzione necessaria per l'esperimento.</li>
	<li>Soluzione cocktail patto: aggiungere 10 g di acrilammide a 225 mL di soluzione al 4% paraformaldeide (PFA) e regolare il volume a 200 mL con 4% PFA. Prima dell'uso, aggiungere 100 mg di polvere di VA-044 a 40 mL della miscela in una provetta conica da 50 mL.</li>
	<li>PATTO di cancellazione soluzione buffer: aggiungere 40 g di sodio dodecil solfato (SDS) a 350 mL di PBS 0.1 M e regolare il volume a 500 mL con 0.1 M PBS. Per mPACT deselezionando la soluzione, aggiungere 0,5% α-thioglycerol il patto cancellazione soluzione buffer.</li>
	<li>I topi utilizzati in questo studio erano topi maschii di BALB 2-settimana-vecchio; i ratti utilizzati in questo studio erano SD-ratti maschii di 2 settimane di età.</li>
</ol>2. anestesia e chirurgia di perfusione
Attenzione: PFA e acrilammide sono irritanti tossici e così deve essere gestite in una cappa aspirante con PPE appropriato.
<ol><li>Anestetizzare l'animale in una stanza senza agente patogeno con 30 mg/kg di zoletil utilizzando una siringa da 1 mL con ago 26-gauge. Monitorare l'animale per 5-10 min.</li>
	<li>Una volta che l'animale ha raggiunto un aereo chirurgico di anestesia, è possibile utilizzare il metodo di risposta di punta-pizzico per determinare la profondità dell'anestesia. Confermare l'apatia. Nota: La seguente procedura che coinvolge la chirurgia di topo e di ratto seguire un simile protocollo usato in un precedente studio11.</li>
	<li>Fare un'incisione di 5-6 cm sotto la gabbia toracica, attraverso il tegumento e la parete addominale.</li>
	<li>Usare le forbici curve, smussate per fare un'incisione nel diaframma, palpare la zona toracica per individuare il sito di incisione in anticipo.</li>
	<li>Estendere l'incisione su tutta la lunghezza della gabbia toracica per esporre la cavità pleurica.</li>
	<li>Spostare con cautela i polmoni. Fare un taglio attraverso la gabbia toracica fino alla clavicola. Utilizzando le forbici iris, praticare una piccola incisione all'estremità posteriore del ventricolo sinistro. Inserire un ago calibro 18 con punta blunt o d'oliva aspersione nell'aorta ascendente, passando attraverso il ventricolo di taglio.</li>
	<li>Fissare l'ago ed evitare dispersioni di bloccaggio il cuore con una pinza emostatica. In alternativa, utilizzare una pinza emostatica modificata per bloccare l'aorta intorno alla punta dell'ago.</li>
	<li>Fare una grande incisione nell'atrio di destra, avendo cura di assicurare il minimo danno all'aorta discendente. Il ratto è ora pronto per aspersione.</li>
</ol>3. intera aspersione e dissezione del ratto
Attenzione: PFA e acrilammide sono irritanti tossici e così deve essere gestite in una cappa aspirante con PPE appropriato.
Nota: I seguenti passaggi di aspersione intero sono un simile a un protocollo utilizzato in uno studio precedente di Woo et al. (2016) 10 , 11.
<ol><li>Collegare l'atrio destro del cuore a un ago calibro 18, avendo cura di non introdurre eventuali bolle d'aria.</li>
	<li>Usando una siringa da 50 mL, rapidamente e in modo uniforme pompa 50 mL di soluzione di PBS 0.1 M fredda contenente eparina (10 unità/mL).</li>
	<li>Collegare l'ago calibro 18 al tubo della pompa peristaltica.</li>
	<li>Lavare con 200 mL di soluzione di PBS 0.1 M fredda contenente eparina (10 unità/mL) ad una velocità di circolazione di 10 mL/min.</li>
	<li>Difficoltà con 250 mL di soluzione fredda di PFA 4% ad una velocità di circolazione di 10 mL/min. In questa fase, il topo deve essere rigido.</li>
	<li>Raccogliamo e memorizziamo la soluzione rimanente PFA per lo smaltimento.</li>
	<li>Per patto, irrorare i tessuti con una soluzione di cocktail patto refrigerato di 4% PFA, 4% di acrilammide e 0,25% VA-044 polvere con un ago calibro 18 e quindi rimuovere la testa e la spina dorsale. Esporre il cranio con un'incisione del midline dal collo al naso. Questo passaggio aggiuntivo aspersione è inutile per i metodi psPACT e mPACT; Dopo la fissazione, immediatamente isolare la testa e la colonna vertebrale e il cranio di esporre.</li>
	<li>Esporre la base del cranio, eliminando qualsiasi residuo collo e muscoli della colonna vertebrale.</li>
	<li>Utilizzare Pinze ossivore e forbici per staccarsi il cranio. Rimuovere il cervello e il midollo spinale.</li>
	<li>Conservare il tessuto in 4% PFA a 4 ° C; tessuti possono essere memorizzati fino a 1 settimana.</li>
</ol>4. idrogel monomero infusione e polimerizzazione del Mouse e del ratto SNC
Attenzione: Acrilamide, SDS, α-thioglycerol e PFA sono irritanti e così deve essere gestito in una cappa aspirante e con la pipì appropriato.
<ol><li>
PATTO (passivo tecniche di taglio)
	<ol>
<li>Isolare e cultura SNC intero (cervello e midollo spinale) da fissi topi e ratti a un tubo da 50 mL contenente una soluzione di cocktail patto refrigerata di 4% PFA, 4% di acrilammide e 0,25% VA-044 polvere e conservare a 4 ° C per 24 h. Assicurarsi che il tessuto è completamente immerso nella s oluzione.</li>
		<li>Incorporare il campione in gas di azoto per 10 min utilizzando un tessuto gel sistema di ibridazione collegato ad un serbatoio di azoto: impostare il sistema a 37 ° C. Transfer tessuti a un tubo da 50 mL contenente freddo fresco (4 ° C) patto soluzione cocktail e connetterti con cappuccio del tubo, quindi applicare il vuoto.</li>
		<li>Per polimerizzare l'idrogel, posto nella provetta contenente il campione in un incubatore d'agitazione (150 giri/min, 37 ° C) per 3 ore, o fino a quando la polimerizzazione è completa.</li>
		<li>Utilizzando la carta assorbente (Vedi Tabella materiali), Rimuovi il restante idrogelo polimerizzato i tessuti circostanti.</li>
		<li>Trasferire il tessuto a un tubo da 50 mL contenente soluzione di schiarimento (8% SDS in 0.1 M PBS, pH 8.0).</li>
		<li>Il campione viene posto in un'incubatrice agitazione impostata a 37 ° C e 150 giri/min fino a quando il tessuto è stato cancellato. In media, ci vogliono circa 20 giorni per il mouse CNS per raggiungere piena chiarezza.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
psPACT (tecnica di compensazione passiva separata di processo)
	<ol>
<li>Isolare l'intero CNS (cervello e midollo spinale) con osso cutter e forbici da PFA-fisso di topi e ratti su un banco pulito.</li>
		<li>Tessuti di trasferimento di un tubo da 50 mL contenente 4% PFA e conservare a 4 ° C per 24 h. garantire che il tessuto è completamente immerso nel fissativo.</li>
		<li>Lavare il tessuto fisso per 1 h in 0.1 M PBS e poi il trasferimento a A4P0 soluzione (4% di acrilammide in 0.1 M PBS). Negozio a 37 ° C per 24 h.</li>
		<li>Lavare il tessuto per 5 min in 0.1 M PBS.</li>
		<li>Immergere il tessuto in 0,25% VA-044 in 0.1 M PBS. Conservare a 37 ° C per 6-24 ore e poi il trasferimento al soluzione fresca di VA-044/PBS 0,25%.</li>
		<li>Incorporare il campione in gas di azoto per 10 min utilizzando un tessuto di ibridazione del gel sistema (Vedi Tabella materiali) collegato ad un serbatoio di azoto: Transfer tessuti a un tubo da 50 mL contenente freddo fresco (4 ° C) 0,25% soluzione VA-044/PBS e connetterti con tappo della provetta. Applicare il vuoto.</li>
		<li>Trasferire il tessuto a compensazione soluzione (8% SDS in 0.1 M PBS, pH 8.0).</li>
		<li>Incubare il campione in un incubatore agitazione impostato a 37 ° C e 150 giri/min fino a quando il tessuto è stato cancellato. In media, ci vogliono circa 17 giorni per mouse SNC a raggiungere piena chiarezza.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
MPATTO (tecnica di compensazione passiva modificata)
	<ol>
<li>Isolare l'intero CNS (cervello e midollo spinale) con osso cutter e forbici da PFA-fisso di topi e ratti su un banco pulito.</li>
		<li>Seguire i passaggi 4.2.2 - 4.2.8 del protocollo psPACT.</li>
		<li>Trasferire la soluzione di compensazione il tessuto. Si noti che, diversamente dai protocolli di patto e psPACT, mPACT richiede una soluzione di schiarimento composto da 0,5% α-thioglycerol oltre 8% SDS in 0.1 M PBS, pH 8.0. Α-thioglycerol è un agente delle Nazioni Unite-doratura più rapido ed efficace nell'eliminazione del tessuto. Assicurarsi che il tessuto è completamente immerso nella soluzione.</li>
		<li>Il campione viene posto in un'incubatrice agitazione impostata a 37 ° C e 150 giri/min fino a quando il tessuto è stato cancellato. In media, ci vogliono circa 2 settimane per mouse SNC a raggiungere piena chiarezza.</li>
	</ol>
</li>
</ol>5. indice di rifrazione di corrispondenza e Immunostaining del CNS deselezionata
Nota: cerchi n(soluzione basata su Nycodenz indice di rifrazione di corrispondenza) è composto di 0,8 g/mL Nycodenz polvere sciolta in 30 mL di tampone di base (0,01% sodio azide e Tween-20 in PBS di 0,1 M, pH 8.0). È consigliabile che la soluzione sia collocata in un 37 ° C in agitazione incubatore per consentire adeguata solvatazione della polvere.
<ol><li>Incubare tessuti nello 0,1% Triton X-100 in 0.1 M PBS per 2 h, quindi bloccare con 2% di albumina di siero bovino (BSA) in 0.1 M PBS per 6 h.</li>
	<li>Lavare sezioni tre volte in PBST (0.1% Tween-20 in 0.1 M PBS) per 2 h. macchia sezioni con gli anticorpi primari (in questo caso, un anticorpo anti-coniglio PECAM-CD31, che le macchie di vasi sanguigni) per 2 giorni.</li>
	<li>Macchia di sezioni con anticorpi secondari (in questo caso, un capra anti-coniglio Cy3 IgG coniugato fluorescente) nel 2% BSA per 2 giorni.</li>
	<li>Lavare con etichetta tessuti tre volte in PBST per 2 h e negozio in 15 mL ncerchi per 2-10 giorni.</li>
	<li>Prima di formazione immagine, spostare con etichettate tessuti una piccola quantità di ncerchi su piastre di coltura del tessuto di 35 o 60 mm. Difficoltà con il silicone intorno al bordo inferiore del piatto.</li>
	<li>Aggiungere 1,5-2 mL di fresco ncerchi.</li>
</ol>6. image processing
<ol><li>Acquisire immagini dei tessuti sgomberati con mattonelle scansione utilizzando un ingrandimento di 10x microscopewith scansione laser confocale (Vedi Tabella materiali). Del tessuto Cy3-etichetta, utilizzare lunghezze d'onda di 550-600 nm.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Zhu, X., Xia, Y., Wang, X., Si, K., Gong, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optical+brain+imaging:+A+powerful+tool+for+neuroscience.">Optical brain imaging: A powerful tool for neuroscience.</a> Neurosci Bull. 33 (1), 95-102 (2017).</li><li>Chung, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Structural+and+molecular+interrogation+of+intact+biological+systems.">Structural and molecular interrogation of intact biological systems.</a> Nature. 497 (7449), 332-337 (2013).</li><li>Tomer, R., Ye, L., Hsueh, B., Deisseroth, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Advanced+CLARITY+for+rapid+and+high-resolution+imaging+of+intact+tissues.">Advanced CLARITY for rapid and high-resolution imaging of intact tissues.</a> Nat Protoc. 9 (7), 1682-1697 (2014).</li><li>Feng, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=CLARITY+reveals+dynamics+of+ovarian+follicular+architecture+and+vasculature+in+three-dimensions.">CLARITY reveals dynamics of ovarian follicular architecture and vasculature in three-dimensions.</a> Sci Rep. 7, 44810 (2017).</li><li>Lee, H., Park, J. H., Seo, I., Park, S. H., Kim, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Improved+application+of+the+electrophoretic+tissue+clearing+technology,+CLARITY,+to+intact+solid+organs+including+brain,+pancreas,+liver,+kidney,+lung,+and+intestine.">Improved application of the electrophoretic tissue clearing technology, CLARITY, to intact solid organs including brain, pancreas, liver, kidney, lung, and intestine.</a> BMC Dev Biol. 14, 48 (2014).</li><li>Jensen, K. H. R., Berg, R. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Advances+and+perspectives+in+tissue+clearing+using+CLARITY.">Advances and perspectives in tissue clearing using CLARITY.</a> J Chem Neuroanat. 86, 19-34 (2017).</li><li>Treweek, J. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Whole-body+tissue+stabilization+and+selective+extractions+via+tissue-hydrogel+hybrids+for+high-resolution+intact+circuit+mapping+and+phenotyping.">Whole-body tissue stabilization and selective extractions via tissue-hydrogel hybrids for high-resolution intact circuit mapping and phenotyping.</a> Nat Protoc. 10 (11), 1860-1896 (2015).</li><li>Yang, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Single-cell+phenotyping+within+transparent+intact+tissue+through+whole-body+clearing.">Single-cell phenotyping within transparent intact tissue through whole-body clearing.</a> Cell. 158 (4), 945-958 (2014).</li><li>Neckel, P. H., Mattheus, U., Hirt, B., Just, L., Mack, A. 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R., Shain, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Whole+animal+perfusion+fixation+for+rodents.">Whole animal perfusion fixation for rodents.</a> J Vis Exp. (65), (2012).</li><li>Roberts, D. G., Johnsonbaugh, H. B., Spence, R. D., MacKenzie-Graham, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optical+clearing+of+the+mouse+central+nervous+system+using+passive+CLARITY.">Optical clearing of the mouse central nervous system using passive CLARITY.</a> J Vis Exp. (112), (2016).</li><li>Ke, M. 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J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Contralaterally+transplanted+human+embryonic+stem+cell-derived+neural+precursor+cells+(ENStem-A)+migrate+and+improve+brain+functions+in+stroke-damaged+rats.">Contralaterally transplanted human embryonic stem cell-derived neural precursor cells (ENStem-A) migrate and improve brain functions in stroke-damaged rats.</a> Exp Mol Med. 45, 53 (2013).</li><li>Kim, T. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Analysis+of+differential+plaque+depositions+in+the+brains+of+Tg2576+and+Tg-APPswe/PS1dE9+transgenic+mouse+models+of+Alzheimer+disease.">Analysis of differential plaque depositions in the brains of Tg2576 and Tg-APPswe/PS1dE9 transgenic mouse models of Alzheimer disease.</a> Exp Mol Med. 44 (8), 492-502 (2012).</li><li>Kinameri, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Prdm+proto-oncogene+transcription+factor+family+expression+and+interaction+with+the+Notch-Hes+pathway+in+mouse+neurogenesis.">Prdm proto-oncogene transcription factor family expression and interaction with the Notch-Hes pathway in mouse neurogenesis.</a> PLoS One. 3 (12), e3859 (2008).</li></ol>

Gli autori non hanno nulla a rivelare.

Mentre i metodi di estrazione passivo, elettroforesi-impiegato nel patto ha migliorato significativamente la consistenza realizzata con tessuto precedente schiarimento metodi ad esempio chiarezza2,3,4,7 , 8, la tecnica porta ancora varie carenze, la più urgente delle quali è la lunghezza del tempo necessario per raggiungere il tessuto massima chiarezza12. Nello studio corrente, presentiamo modificate protocolli di patto che riducono sensibilmente il tempo necessario per il tessuto di compensazione pur mantenendo tessuto integrità e struttura6,10. Inoltre, per la prima volta, dimostriamo l'applicazione del tessuto protocolli nei tessuti dello SNC interi e in un modello del roditore di ordine superiore, il ratto10di compensazione.
In particolare, psPACT l'elaborazione è campione in 4% di acrilammide e 0,25% VA-044 in due passaggi separati durante la formazione di idrogel, mentre mPACT ulteriormente si basa su psPACT e supplementi 8% SDS compensazione soluzione con 0,5% α-thioglycerol10. Che separa l'acrilammide e successive VA-044 passaggio evita la necessità per la rimozione di restanti monomeri non polimerizzate idrogel che circondano il tessuto, che può compromettere l'integrità del tessuto finale dopo il raggiungimento della trasparenza con patto; Inoltre, questo riduce notevolmente il tempo necessario per produrre la massima distanza ottica. L'aggiunta di α-thioglycerol nel metodo mPACT ulteriormente accelera lo schiarimento elaborare13, come α-thioglycerol è un agente delle Nazioni Unite-doratura che aiuta a cancellare le regioni del tessuto che sono meno accessibili utilizzando solo i reagenti nel metodo patto originale 7 , 8 , 9.
Un confronto del patto, psPACT e mPACT sul tessuto roditore hanno dimostrato che mentre psPACT migliora la trasparenza ottica rispetto il protocollo originale del patto, mPACT permette in modo più efficiente per la compensazione e la formazione immagine ad alta risoluzione successiva di entrambi insieme organi dei mammiferi e fette sezionate, come dimostrato nella Figura 2, Figura 3, Figura 4. L'interruzione di α-thioglycerol-base lipidica degli organi trasformati nella chiave del metodo si è rivelato mPACT alle differenze di trasparenza, efficienza e tessuto stabilità rispetto ad altri metodi di due schiarimento. Questo ha permesso per la rapida analisi 3D degli organi trattati, in particolare rispetto alla morfologia del sistema vascolare sangue, tramite immunofluorescenza e microscopia confocale (Figura 5E).
Mentre l'aggiunta di α-thioglycerol per la soluzione basata su SDS schiarimento è fondamentale per accelerare la trasparenza ottica, anche leggermente aumenta la fragilità del tessuto e lo rende più suscettibile ai danni post-elaborazione. La netta superiorità di mPACT per quanto riguarda la sua efficienza supera questa limitazione; Tuttavia, lavoro attualmente è stato fatto per garantire che la compensazione massima ottenibile con minima o nessuna spesa di integrità del tessuto.
Così, i nostri risultati stabiliscono mPACT come un potente strumento di indagine per fornire un'analisi 3D delle caratteristiche anatomiche e funzionali degli organi dei mammiferi, compreso ma non limitato a reti neuronali, sistema vascolare sanguigno e architettura di matrice del tessuto. Andando avanti, crediamo mPACT potrebbe essere particolarmente utile nell'indagine dei meccanismi biologici di ordine superiore che contribuiscono alla patofisiologia della malattia, quali la lesione del tessuto, malformazioni inerenti allo sviluppo, tumorali e neurodegenerative malattia14,15,16,17. Combinato con uno studio dei più sottili meccanismi cellulari coinvolti nella malattia, mPACT ha il potenziale per fornire una più completa, multi-scala comprensione della malattia più disparata come i vari meccanismi di interagiscono per dare luogo al fenotipo osservato.

Un obiettivo fondamentale di indagine scientifica e clinica coinvolge il raggiungimento di una completa comprensione della struttura dell'organo e funzione; Tuttavia, la natura estremamente complessa di organi mammiferi spesso funge da barriera per realizzare pienamente questo obiettivo1. CHIAREZZA (chiaro del lipido-scambiati acrilamide-ibridato rigida Imaging-compatibile tessutale-idrogel)2,3,4, che prevede la costruzione di un ibrido di idrogel a base di acrilammide dai tessuti intatti, raggiunge gioco ottico di una varietà di organi, compreso il cervello, il fegato e la milza, preservando la loro integrità strutturale5. CHIAREZZA così ha permesso non solo la visualizzazione, ma anche la possibilità di sezionare finemente complesse reti cellulari e morfologie di tessuto senza l'esigenza di sezionamento.
Al fine di ottenere la liquidazione del tessuto, chiarezza impiega i metodi elettroforetici per rimuovere il contenuto lipidico del campione a portata di mano. Mentre la chiarezza è stato notato per la produzione di ibridi fisicamente stabile del tessuto-idrogel, studi hanno dimostrato che l'uso di metodi di schiarimento (ecc) di tessuto elettroforetica produce risultati variabili in termini di qualità dei tessuti, tra cui browning, epitopo danni, e proteina perdita5,6. Per risolvere questi problemi, protocolli modificati come patto (passivo chiarezza tecnica), che sostituisce il trattamento ecc con una tecnica passiva, ionico-detergente delipidizzazione base, sono stati sviluppati7,8,9. Malgrado il raggiungimento di una maggiore coerenza nei risultati, tuttavia, il patto richiede più tempo per ottenere la massima altezza. Inoltre, nessuna di queste tecniche sono ancora stata applicata per l'intero modulo di CNS, o nei modelli più grandi roditori quali ratti e cavie.
Il presente studio cerca di affrontare queste limitazioni, proponendo nuove metodologie, psPACT (Patto di processo-separi) e mPACT (Patto modificata), per facilitare il gioco veloce del SNC intero e organi interni nel topo e ratto modelli10. In particolare, psPACT processi tessuti in 4% di acrilammide e 0,25% VA-044 in due passaggi separati durante la formazione di idrogel; MPATTO essenzialmente coinvolge la stessa procedura, ma integra la soluzione basata su SDS schiarimento con 0,5% α-thioglycerol come reagente chiave. Entrambe le tecniche sfruttano sistemi circolatorio sistemici e cerebrospinali endogeni per ridurre significativamente il tempo necessario per produrre gioco ottico. Come prova di principio, dimostriamo l'uso della microscopia confocale per analizzare modelli di vaso sanguigno nei tessuti sgomberati10.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>Sodium Dodecyl Sulfate (SDS)</td>
			<td>Affymetrix, Inc.</td>
			<td>75819</td>
			<td>Clearing solution</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nycodenz</td>
			<td>Axia-Shield</td>
			<td>1002424</td>
			<td>nRIMS solution</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>40% Acrylamide Solution</td>
			<td>Bio Rad Laboratories, Inc.</td>
			<td>161-0140</td>
			<td>Polymerization (A4P0)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2,2&#180;-Azobis[2-(2-imidazolin-2-yl)propane] Dihydrochloride</td>
			<td>Wako Pure Chemical Industries, Ltd.</td>
			<td>017-19362</td>
			<td>Polymerization (VA-044)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1-Thioglycerol</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>M1753-100ML</td>
			<td>Clearing solution (mPACT)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tween-20</td>
			<td>Georgiachem</td>
			<td>9005-64-5</td>
			<td>nRIMS solution</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Triton X-100</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>T8787-50ML</td>
			<td>Immuno Staining</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bovine serum albumin (BSA)</td>
			<td>Bovogen</td>
			<td>BSA100</td>
			<td>Immuno Staining</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heparin</td>
			<td>Merck Millipore</td>
			<td>375095</td>
			<td>Perfusion (PBS)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sodium azide</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>S2002-25G</td>
			<td>nRIMS solution</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PECAM-CD31 antibody</td>
			<td>Santa Cruz Biotechnology Inc.</td>
			<td>sc-28188</td>
			<td>Immuno Staining</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Goat anti-rabbit-IgG Cy3 fluorescent conjugate</td>
			<td>Jackson ImmunoResearch Inc.</td>
			<td>111-165-003</td>
			<td>Immuno Staining</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4% Paraformaldehyde</td>
			<td>Tech &#38; Innovation</td>
			<td>BPP-9004</td>
			<td>Perfusion, Polymerization</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>20X Phosphate Buffered Saline (pH 7.4)</td>
			<td>Tech &#38; Innovation</td>
			<td>BPB-9121</td>
			<td>Perfusion, Buffer</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>10 mL stripette</td>
			<td>Coatar</td>
			<td>4488</td>
			<td>Solution transfer</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>50 mL tube</td>
			<td>Falcon</td>
			<td>352070</td>
			<td>Clearing tube</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>35 mm Cell culture dish</td>
			<td>SPL</td>
			<td>20035</td>
			<td>Imaging</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Confocal dish</td>
			<td>SPL</td>
			<td>211350</td>
			<td>Imaging</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1 mL syringe</td>
			<td>Korea vaccine Co., Ltd</td>
			<td>26G 1/2</td>
			<td>Anesthetize&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>50 mL syringe</td>
			<td>Korea vaccine Co., Ltd</td>
			<td>21G1 1/4</td>
			<td>Perfusion</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Acrylamide</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>A3553</td>
			<td>Polymerization (A4P0)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Whatman 3MM paper</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>Z270849</td>
			<td>Blotting paper for gel removal</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Confocal microscope</td>
			<td>Zeiss</td>
			<td>LSM780</td>
			<td>Imaging</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ZEN lite Software</td>
			<td>Zeiss</td>
			<td>ZEN 2012</td>
			<td>Imaging</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Peristaltic pump</td>
			<td>Longerpump</td>
			<td>BT100-1F</td>
			<td>Perfusion</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>EasyGel</td>
			<td>Lifecanvas Technologies</td>
			<td>EasyGel</td>
			<td>Tissue gel hybridization system</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

novel passive clearing methods for the rapid production of optical transparency in whole cns tissue

Poiché lo sviluppo di chiarezza, un bioelectrochemical tecniche di taglio che consente per la mappatura tridimensionale fenotipo all'interno dei tessuti trasparenti, una moltitudine di schiarimento romanzo metodologie tra cui CUBIC (imaging cerebrale chiaro, senza ostacoli cocktail e analisi computazionale), SWITCH (tutto il sistema di controllo del tempo di interazione) e cinetica di sostanze chimiche, mappa (ingrandita analisi del proteoma) e patto (tecnica passiva chiarezza), sono stati istituiti per espandere ulteriormente il toolkit esistente per l'analisi microscopica dei tessuti biologici. Il presente studio mira a migliorare e ottimizzare la procedura di patto originale per una matrice di tessuti roditore intatti, compreso l'intero sistema nervoso centrale (CNS), reni, milza ed embrioni del mouse intero. Denominato psPACT (Patto di processo-separi) e mPACT (Patto modificata), queste nuove tecniche forniscono altamente efficace mezzo di mappatura circuito di cella e la visualizzazione di strutture subcellulari nei tessuti normali e patologici intatti. Nel seguente protocollo, forniamo un contorno dettagliate su come raggiungere la distanza massima del tessuto con l'invasione minima della loro integrità strutturale tramite psPACT e mPACT.

Generazione di un modello trasparente dello SNC intero utilizzando tecniche di compensazione passiva ottimizzata
Ottica clearance di topo e ratto tessuti dello SNC interi rapidamente è stata ottenuta utilizzando varie tecniche di compensazione passiva (Figura 1). Un disegno schematico del tessuto di compensazione nel corso del tempo è mostrato nella Figura 2A. A differenza del metodo originale di patto, psPACT (Patto di processo-separato) coinvolge il trattamento di campioni con 4% di acrilammide (A4P0) e 0,25% VA-044 iniziatore soluzione in due passaggi separati per formare l'ibrido di idrogel. MPATTO (Patto modificata) migliora ulteriormente su psPACT completando l'8% SDS soluzione con 0,5% α-thioglycerol di compensazione. I campioni trattati tramite patto, psPACT e mPACT al giorno 14 sono rispetto e presentati in Figura 2B.
In uno studio precedente, abbiamo riferito che mentre il protocollo originale del patto realizzato ottico distanza in 23 giorni, psPACT e mPACT ha eliminato tutto il mouse CNS in appena 20 e 14 giorni, rispettivamente10. Nello studio presente, quando abbiamo trattato i campioni di cervello del mouse tramite il protocollo MPATTO, abbiamo trovato che hanno raggiunto la trasparenza ottica dopo 14 giorni (Figura 2B). Ratto intero CNS campioni elaborati tramite psPACT e mPACT inoltre ha mostrato che quel mPACT realizzato massima distanza con la massima efficienza, come tessuti sono stati liquidati in 30 e 20 giorni, rispettivamente (Figura 3A, B). Cervelli di ratto adulto da solo, al contrario di intero sistema nervoso centrale, sono stati liquidati con mPACT in appena 5 giorni (Figura 4A). Modelli di vaso sanguigno del cervello di ratto sgomberati sono stati analizzati tramite immunofluorescenza dopo psPACT e l'elaborazione di mPACT per dimostrare l'utilità di queste procedure di compensazione per l'analisi anatomica e funzionale del cervello (Figura 4B, mPACT dati mostrato in Woo et al 2016)10.
Usando questi ottimizzato passiva del tessuto protocolli di compensazione, siamo stati in grado di visualizzare modelli intatti, trasparenti dello SNC intero, anche se i tempi di schiarimento differivano tra tre protocolli. Ottimizzato passivo metodi di compensazione raggiunto chiarezza dell'organo in un più breve periodo di tempo. Presi insieme, questi risultati suggeriscono che il metodo di compensazione mPACT può generare chiara CNS più stabile e più rapidamente rispetto al precedente passivo metodi di compensazione. Così, mPACT tiene il grande potenziale per l'uso in futuro strutturali e anatomiche analisi degli organi dei mammiferi e fornisce un vantaggio significativo rispetto ai metodi esistenti in termini di efficacia e la sicurezza.
Generazione degli organi interni otticamente deselezionati ed embrioni usando mPACT
Oltre tutto tessuti dello SNC, ratto adulto milza e rene sono stati liquidati con mPACT nei giorni 19 e 23, rispettivamente (Figura 5AB). Embrioni di topo e 10.5 e E13.5 inoltre sono stati liquidati dopo 3 giorni di elaborazione tramite il protocollo mPACT. Figura 5 -E Mostra la visualizzazione di modelli di vasi sanguigni in embrione intero, come pure del microcircolo della regione coda di embrione di topo, ratto cauda equina e la milza di ratto. Questi risultati indicano che mPACT può essere utilizzato per generare modelli trasparenti di una vasta gamma di tessuti e organi per analisi anatomica 3D.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57123/57123fig1.jpg"> Figura 1: rappresentazione schematica delle tecniche di compensazione passiva ottimizzata (patto). Un contorno dei singoli passaggi necessari in ciascuno dei tre protocolli Patto viene fornito insieme ai reagenti necessari per ogni passaggio. Il protocollo originale del patto è polimerizzazione di tessuto dalla formazione di idrogel con una miscela fredda di 4% PFA, soluzione di acrilammide (Agosta) 4% e 0,25% VA-044 iniziatore soluzione. Dopo tessuto viene polimerizzato con azoto gas, passivamente viene cancellato con 8% SDS soluzione di compensazione. Il psPACT (Patto di processo-separi) utilizza processi di trattamento separato di Agosta soluzione al 4% e 0,25% VA-044 iniziatore soluzione per la formazione di idrogel del tessuto; queste condizioni diverse da quelle del protocollo patto originale. MPATTO (Patto modificata) ulteriore aggiunge 0,5% α-thioglycerol 8% SDS compensazione soluzione del protocollo psPACT. Per tutti e tre i protocolli, i tessuti intatti vengono incubati a > = 37 ° C in un incubatore d'agitazione fino alla massima distanza iss raggiunto. <a href="/files/ftp_upload/57123/57123fig1large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57123/57123fig2.jpg"> Figura 2: trasparenza ottica del mouse centrale intero (CNS) sistema nervoso di compensazione passiva del tessuto. (A) schematizzazione dell'intero tessuto dello SNC di compensazione tramite metodi basati su patto nel corso del tempo. (B) confronto dei tre protocolli compensazione passiva (patto originale, psPACT, mPACT) nel topo SNC intero a 14 giorni dopo l'elaborazione. (C) ottica clearance del cervello del topo sottoposto a elaborazione mPACT oltre i 14 giorni. Questa figura è stata modificata da Woo et al 201610. Le lettere in 2C sono 3 mm di altezza. <a href="/files/ftp_upload/57123/57123fig2large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57123/57123fig3.jpg"> Figura 3: trasparenza ottica di ratto intero CNS tessuti post-psPACT e mPACT. (A) tessuto di ratto adulto intero dello SNC raggiunto massima distanza ottica con psPACT dopo 30 giorni. (B) tessuto di ratto adulto intero dello SNC raggiunto massima distanza ottica con mPACT dopo 20 giorni. La prima e dopo diagrammi indicano le dimensioni dell'intero sistema nervoso centrale prima e dopo il trattamento, come misurato dall'occhio. <a href="/files/ftp_upload/57123/57123fig3large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57123/57123fig4.jpg"> Figura 4: visualizzazione di elaborazione e microcircolo mPACT del cervello del ratto adulto sezionato. (A) confronto del cervello del ratto adulto spessa 4 mm sezioni dopo mPACT elaborazione a 3 e 5 giorni. (B) proiezione 3D di modelli di vasi sanguigni nel cervello del ratto adulto visualizzato con anticorpo anti-CD31 dopo l'elaborazione psPACT. Barre della scala, 1.500 µm e 100 µm. Questa figura è stata modificata da Woo et al 201610. <a href="/files/ftp_upload/57123/57123fig4large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57123/57123fig5.jpg"> Figura 5: mPACT elaborazione degli organi del roditore ed embrioni del mouse tutto. MPATTO raggiunto trasparenza ottica nel ratto adulto (A) milza e rene (B) nei giorni 19 e 23, rispettivamente. (C) mPACT prodotto embrioni del mouse trasparenti e 10.5 ed E13.5 dopo 3 giorni. (D) visualizzazione del microcircolo con anti-CD31 nella regione della coda dell'embrione del mouse dopo schiarimento con mPACT. (E) proiezione 3D del sistema vascolare nel ratto cauda equina e milza di ratto (F) con anti-CD31, dopo l'elaborazione tramite mPACT. Questa figura è stata modificata da Woo et al 201610. <a href="/files/ftp_upload/57123/57123fig5large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>

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Novel Passive Clearing Methods for the Rapid Production of Optical Transparency in Whole CNS Tissue

Romanzo passivo metodi di compensazione per la produzione rapida di trasparenza ottica nell'intero tessuto dello SNC

Qui, presentiamo due nuove metodologie, psPACT e MPATTO, per raggiungere la massima trasparenza ottica e la successiva analisi microscopica del sistema vascolare del tessuto nel roditore intatto tutta CNS.

Since the development of CLARITY, a bioelectrochemical clearing technique that allows for three-dimensional phenotype mapping within transparent tissues, ...

novel-passive-clearing-methods-for-rapid-production-optical

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Neuroscience

8.7K Views.  Yonsei University College of Medicine. Qui, presentiamo due nuove metodologie, psPACT e MPATTO, per raggiungere la massima trasparenza ottica e la successiva analisi microscopica del sistema vascolare del tessuto nel roditore intatto tutta CNS.

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Methods for Experimental Manipulations after Optic Nerve Transection in the Mammalian CNS

Retinal ganglion cells (RGCs) are CNS neurons that output visual information from the retina to the brain, via the optic nerve. The optic nerve can be accessed within the orbit of the eye and completely transected (axotomized), cutting the axons of the entire RGC population. Optic nerve transection is a reproducible model of apoptotic neuronal cell death in the adult CNS 1-4. This model is particularly attractive because the vitreous chamber of the eye acts as a capsule for drug delivery to the retina, permitting experimental manipulations via intraocular injections. The diffusion of chemicals through the vitreous fluid ensures that they act upon the entire RGC population. Viral vectors, plasmids or short interfering RNAs (siRNAs) can also be delivered to the vitreous chamber in order to infect or transfect retinal cells 5-12. The high tropism of Adeno-Associated Virus (AAV) vectors is beneficial to target RGCs, with an infection rate approaching 90% of cells near the injection site 6, 7, 13-15. Moreover, RGCs can be selectively transfected by applying siRNAs, plasmids, or viral vectors to the cut end of the optic nerve 16-19 or injecting vectors into their target the superior colliculus 10. This allows researchers to study apoptotic mechanisms in the injured neuronal population without confounding effects on other bystander neurons or surrounding glia. RGC apoptosis has a characteristic time-course whereby cell death is delayed 3-4 days postaxotomy, after which the cells rapidly degenerate. This provides a window for experimental manipulations directed against pathways involved in apoptosis. Manipulations that directly target RGCs from the transected optic nerve stump are performed at the time of axotomy, immediately after cutting the nerve. In contrast, when substances are delivered via an intraocular route, they can be injected prior to surgery or within the first 3 days after surgery, preceding the initiation of apoptosis in axotomized RGCs. In the present article, we demonstrate several methods for experimental manipulations after optic nerve transection.

Optic Nerve transection is a widely used model of adult CNS injury. This model is ideal for performing a number of experimental manipulations that target the retina globally or directly target the injured neuronal population of retinal ganglion cells.

Metodi per manipolazioni sperimentali dopo resezione del nervo ottico nel sistema nervoso centrale dei mammiferi

Retinal ganglion cells (RGCs) are CNS neurons that output visual information from the retina to the brain, via the optic nerve. The optic nerve can be ...

Ricerca

Neuroscienze

Fast Micro-iontophoresis of Glutamate and GABA: A Useful Tool to Investigate Synaptic Integration

One of the fundamental interests in neuroscience is to understand the integration of excitatory and inhibitory inputs along the very complex structure of the dendritic tree, which eventually leads to neuronal output of action potentials at the axon. The influence of diverse spatial and temporal parameters of specific synaptic input on neuronal output is currently under investigation, e.g. the distance-dependent attenuation of dendritic inputs, the location-dependent interaction of spatially segregated inputs, the influence of GABAergig inhibition on excitatory integration, linear and non-linear integration modes, and many more.
With fast micro-iontophoresis of glutamate and GABA it is possible to precisely investigate the spatial and temporal integration of glutamatergic excitation and GABAergic inhibition. Critical technical requirements are either a triggered fluorescent lamp, light-emitting diode (LED), or a two-photon scanning microscope to visualize dendritic branches without introducing significant photo-damage of the tissue. Furthermore, it is very important to have a micro-iontophoresis amplifier that allows for fast capacitance compensation of high resistance pipettes. Another crucial point is that no transmitter is involuntarily released by the pipette during the experiment.
Once established, this technique will give reliable and reproducible signals with a high neurotransmitter and location specificity. Compared to glutamate and GABA uncaging, fast iontophoresis allows using both transmitters at the same time but at very distant locations without limitation to the field of view. There are also advantages compared to focal electrical stimulation of axons: with micro-iontophoresis the location of the input site is definitely known and it is sure that only the neurotransmitter of interest is released. However it has to be considered that with micro-iontophoresis only the postsynapse is activated and presynaptic aspects of neurotransmitter release are not resolved. In this article we demonstrate how to set up micro-iontophoresis in brain slice experiments.

In this article we introduce fast micro-iontophoresis of neurotransmitters as a technique to investigate integration of postsynaptic signals with high spatial and temporal precision.

Veloce micro-ionoforesi di glutammato e GABA: un utile strumento per indagare l&#39;integrazione Synaptic

One of the fundamental interests in neuroscience is to understand the integration of excitatory and inhibitory inputs along the very complex structure of ...

Whole Mount Immunolabeling of Olfactory Receptor Neurons in the Drosophila Antenna

Odorant molecules bind to their target receptors in a precise and coordinated manner. Each receptor recognizes a specific signal and relays this information to the brain. As such, determining how olfactory information is transferred to the brain, modifying both perception and behavior, merits investigation. Interestingly, there is emerging evidence that cellular transduction and transcriptional factors are involved in the diversification of olfactory receptor neuron. Here we provide a robust whole mount immunological labeling method to assay in vivo olfactory receptor neuron organization. Using this method, we identified all olfactory receptor neurons with anti-ELAV antibody, a known pan-neural marker and Or49a-mCD8::GFP, an olfactory receptor neuron specifically expressed in Nba neuron using anti-GFP antibody.

Whole Mount Immunolabeling of Olfactory Receptor Neurons in the Drosophila Antenna

Herein we describe the process of whole mount immunostaining of Drosophila antennae, which enables us to better understand the molecular mechanisms involved in the diversification of olfactory receptor neurons (ORN)s.

Tutta Monte immunomarcatura di recettore olfattivo neuroni nel<em&gt; Drosophila</em&gt; Antenna

Odorant molecules bind to their target receptors in a precise and coordinated manner. Each receptor recognizes a specific signal and relays this ...

Assessment of Vascular Regeneration in the CNS Using the Mouse Retina

The rodent retina is perhaps the most accessible mammalian system in which to investigate neurovascular interplay within the central nervous system (CNS). It is increasingly being recognized that several neurodegenerative diseases such as Alzheimer&#8217;s, multiple sclerosis, and amyotrophic lateral sclerosis present elements of vascular compromise. In addition, the most prominent causes of blindness in pediatric and working age populations (retinopathy of prematurity and diabetic retinopathy, respectively) are characterized by vascular degeneration and failure of physiological vascular regrowth. The aim of this technical paper is to provide a detailed protocol to study CNS vascular regeneration in the retina. The method can be employed to elucidate molecular mechanisms that lead to failure of vascular growth after ischemic injury. In addition, potential therapeutic modalities to accelerate and restore healthy vascular plexuses can be explored. Findings obtained using the described approach may provide therapeutic avenues for ischemic retinopathies such as that of diabetes or prematurity and possibly benefit other vascular disorders of the CNS.

The rodent retina has long been recognized as an accessible window to the brain. In this technical paper we provide a protocol that employs the mouse model of oxygen-induced retinopathy to study the mechanisms that lead to failure of vascular regeneration within the central nervous system after ischemic injury. The described system can also be harnessed to explore strategies to promote regrowth of functional blood vessels within the retina and CNS.

Assessment of Vascular rigenerazione nel SNC Utilizzo del Retina mouse

The rodent retina is perhaps the most accessible mammalian system in which to investigate neurovascular interplay within the central nervous system (CNS). ...

Optical Clearing of the Mouse Central Nervous System Using Passive CLARITY

Traditionally, tissue visualization has required that the tissue of interest be serially sectioned and imaged, subjecting each tissue section to unique non-linear deformations, dramatically hampering one's ability to evaluate cellular morphology, distribution and connectivity in the central nervous system (CNS). However, optical clearing techniques are changing the way tissues are visualized. These approaches permit one to probe deeply into intact organ preparations, providing tremendous insight into the structural organization of tissues in health and disease. Techniques such as Clear Lipid-exchanged Acrylamide-hybridized Rigid Imaging-compatible Tissue-hYdrogel (CLARITY) achieve this goal by providing a matrix that binds important biomolecules while permitting light-scattering lipids to freely diffuse out. Lipid removal, followed by refractive index matching, renders the tissue transparent and readily imaged in 3 dimensions (3D). Nevertheless, the electrophoretic tissue clearing (ETC) used in the original CLARITY protocol can be challenging to implement successfully and the use of a proprietary refraction index matching solution makes it expensive to use the technique routinely. This report demonstrates the implementation of a simple and inexpensive optical clearing protocol that combines passive CLARITY for improved tissue integrity and 2,2&#8242;-thiodiethanol (TDE), a previously described refractive index matching solution.

Optical clearing techniques are revolutionizing the way tissues are visualized. In this report we describe modifications of the original Clear Lipid-exchanged Acrylamide-hybridized Rigid Imaging-compatible Tissue-hYdrogel (CLARITY) protocol that yields more consistent and less expensive results.

Clearing ottica del sistema nervoso centrale del mouse Utilizzando CHIAREZZA passivo

Traditionally, tissue visualization has required that the tissue of interest be serially sectioned and imaged, subjecting each tissue section to unique ...

A Simple One-step Dissection Protocol for Whole-mount Preparation of Adult Drosophila Brains

There is an increasing interest in using Drosophila to model human brain degenerative diseases, map neuronal circuitries in adult brains, and study the molecular and cellular basis of higher brain functions. A whole-mount preparation of adult brains with well-preserved morphology is critical for such whole brain-based studies, but can be technically challenging and time-consuming. This protocol describes an easy-to-learn, one-step dissection approach of an adult fly head in less than 10 s, while keeping the intact brain attached to the rest of the body to facilitate subsequent processing steps. The procedure helps remove most of the eye and tracheal tissues normally associated with the brain that can interfere with the later imaging step, and also places less demand on the quality of the dissecting forceps. Additionally, we describe a simple method that allows convenient flipping of the mounted brain samples on a coverslip, which is important for imaging both sides of the brains with similar signal intensity and quality. As an example of the protocol, we present an analysis of dopaminergic (DA) neurons in adult brains of WT (w1118) flies. The high efficacy of the dissection method makes it particularly useful for large-scale adult brain-based studies in Drosophila.

A Simple One-step Dissection Protocol for Whole-mount Preparation of Adult Drosophila Brains

The adult Drosophila brain is a valuable system for studying neuronal circuitry, higher brain functions, and complex disorders. An efficient method to dissect whole brain tissue from the small fly head will facilitate brain-based studies. Here we describe a simple, one-step dissection protocol of adult brains with well-preserved morphology.

Un semplice passo-dissezione Protocollo per tutto il montaggio Preparazione per adulti<em&gt; Drosophila</em&gt; Brains

There is an increasing interest in using Drosophila to model human brain degenerative diseases, map neuronal circuitries in adult brains, and study the ...

Methods for the Discovery of Novel Compounds Modulating a Gamma-Aminobutyric Acid Receptor Type A Neurotransmission

This manuscript presents a step-by-step protocol for screening compounds at gamma-aminobutyric acid type A (GABAA) receptors and its use towards the identification of novel molecules active in preclinical assays from an in vitro recombinant receptor to their pharmacological effects at native receptors in rodent brain slices. For compounds binding at the benzodiazepine site of the receptor, the first step is to set up a primary screen that consists of developing radioligand binding assays on cell membranes expressing the major GABAA subtypes. Then, taking advantage of the heterologous expression of rodent and human GABAA receptors in Xenopus oocytes or HEK 293 cells, it is possible to explore, in electrophysiological assays, the physiological properties of the different receptor subtypes and the pharmacological properties of the identified compounds. The Xenopus oocyte system will be presented here, starting with the isolation of the oocytes and their microinjection with different mRNAs, up to the pharmacological characterization using two-electrode voltage clamps. Finally, recordings conducted in rodent brain slices will be described that are used as a secondary physiological test to assess the activity of molecules at their native receptors in a well-defined neuronal circuit. Extracellular recordings using population responses of multiple neurons are demonstrated together with the drug application.

Here, we present protocols to discover compounds active at GABAA receptors, from the binding to the physiology and pharmacology.

Metodi per la scoperta di nuovi composti modulando un recettore dell'acido Gamma - aminobutirrico tipo una neurotrasmissione

This manuscript presents a step-by-step protocol for screening compounds at gamma-aminobutyric acid type A (GABAA) receptors and its use towards the ...

Chronic Implantation of Whole-cortical Electrocorticographic Array in the Common Marmoset

Electrocorticography (ECoG) allows the monitoring of electrical field potentials from the cerebral cortex with high spatiotemporal resolution. Recent development of thin, flexible ECoG electrodes has enabled conduction of stable recordings of large-scale cortical activity. We have developed a whole-cortical ECoG array for the common marmoset. The array continuously covers almost the entire lateral surface of cortical hemisphere, from the occipital pole to the temporal and frontal poles, and it captures whole-cortical neural activity in one shot. This protocol describes a chronic implantation procedure of the array in the epidural space of the marmoset brain. Marmosets have two advantages regarding ECoG recordings, one being the homologous organization of anatomical structures in humans and macaques, including frontal, parietal, and temporal complexes. The other advantage is that the marmoset brain is lissencephalic and contains a large number of complexes, which are more difficult to access in macaques with ECoG, that are exposed to the brain surface.These features allow direct access to most cortical areas beneath the surface of the brain. This system provides an opportunity to investigate global cortical information processing with high resolutions at a sub-millisecond order in time and millimeter order in space.

We have developed a whole-cortical electrocorticographic array for the common marmoset that continuously covers almost the entire lateral surface of cortex, from the occipital pole to the temporal and frontal poles. This protocol describes a chronic implantation procedure of the array in the epidural space of the marmoset brain.

Impianto cronico di tutto-corticale Electrocorticographic Array nel Marmoset comune

Electrocorticography (ECoG) allows the monitoring of electrical field potentials from the cerebral cortex with high spatiotemporal resolution. Recent ...

A Hydrophobic Tissue Clearing Method for Rat Brain Tissue

Hydrophobic tissue clearing methods are easily adjustable, fast, and low-cost procedures that allows for the study of a molecule of interest in unaltered tissue samples. Traditional immunolabeling procedures require cutting the sample into thin sections, which restricts the ability to label and examine intact structures. However, if brain tissue can remain intact during processing, structures and circuits can remain intact for the analysis. Previously established clearing methods take significant time to completely clear the tissue, and the harsh chemicals can often damage sensitive antibodies. The iDISCO method quickly and completely clears tissue, is compatible with many antibodies, and requires no special lab equipment. This technique was initially validated for the use in mice tissue, but the current protocol adapts this method to image hemispheres of control and transgenic rat brains. In addition to this, the present protocol also makes several adjustments to preexisting protocol to provide clearer images with less background staining. Antibodies for Iba-1 and tyrosine hydroxylase were validated in the HIV-1 transgenic rat and in F344/N control rats using the present hydrophobic tissue clearing method. The brain is an interwoven network, where structures work together more often than separately of one another. Analyzing the brain as a whole system as opposed to a combination of individual pieces is the greatest benefit of this whole brain clearing method.

Here we present a hydrophobic tissue clearing method that allows for the viewing of target molecules as part of intact brain structures. This technique has now been validated for F344/N control and HIV-1 transgenic rats of both sexes.

Un metodo di compensazione del tessuto idrofobico per il tessuto cerebrale del ratto

Hydrophobic tissue clearing methods are easily adjustable, fast, and low-cost procedures that allows for the study of a molecule of interest in unaltered ...

Immunostaining of Whole-Mount Retinas with the CLARITY Tissue Clearing Method

The tissue hydrogel delipidation method (CLARITY), originally developed by the Deisseroth laboratory, has been modified and widely used for immunostaining and imaging of thick brain samples. However, this advanced technology has not yet been used for whole-mount retinas. Although the retina is partially transparent, its thickness of approximately 200 &#181;m (in mice) still limits the penetration of antibodies into the deep tissue as well as reducing light penetration for high-resolution imaging. Here, we adapted the CLARITY method for whole-mount mouse retinas by polymerizing them with an acrylamide monomer to form a nanoporous hydrogel and then clearing them in sodium dodecyl sulfate to minimize protein loss and avoid tissue damage. CLARITY-processed retinas were immunostained with antibodies for retinal neurons, glial cells, and synaptic proteins, mounted in a refractive index matching solution, and imaged. Our data demonstrate that CLARITY&#160;can improve the quality of standard immunohistochemical staining and imaging for retinal neurons and glial cells in whole-mount preparation. For instance, 3D resolution of fine axon-like and dendritic structures of dopaminergic amacrine cells were much improved by CLARITY. Compared to non-processed whole-mount retinas, CLARITY can reveal immunostaining for synaptic proteins such as postsynaptic density protein 95. Our results show that CLARITY renders the retina more optically transparent after the removal of lipids and preserves fine structures of retinal neurons and their proteins, which can be routinely used for obtaining high-resolution imaging of retinal neurons and their subcellular structures in whole-mount preparation.

Here we present a protocol to adapt the CLARITY method of the brain tissues for whole-mount retinas to improve the quality of standard immunohistochemical staining and high-resolution imaging of retinal neurons and their subcellular structures.

Immunostaining delle retine a montaggio intero con il metodo clarity tissue clearing

The tissue hydrogel delipidation method (CLARITY), originally developed by the Deisseroth laboratory, has been modified and widely used for immunostaining ...