Questo lavoro è sostenuto da una sovvenzione dalla Fondazione Nazionale Scienze naturali della Cina (No.31472037). Qualsiasi menzione di marchi o prodotti commerciali in questo articolo è solo scopo di fornire informazioni specifiche e non implica una raccomandazione.

1. preparazione degli strumenti e dell'insetto
<ol><li>
Preparazione delle soluzioni di elettrodi e stimoli tungsteno
	<ol>
<li>Difficoltà un nuovo filo di tungsteno (diametro di 0,125 mm, lunghezza 75 mm) in un micromanipolatore e affilarlo in una soluzione di nitrito (NaNO2) di sodio 10% (p/v) in una siringa a 10 V fornita da un alimentatore per circa 1 min sotto uno stereomicroscopio (ingrandimento 40x).</li>
		<li>Immergere il filo di tungsteno affilata ripetutamente nel NaNO2 soluzione al 10%, circa 4 mm a 5 V in < 1 min (Figura 1A).</li>
		<li>Esaminare il diametro della punta affilata tungsteno frequentemente sotto lo stereomicroscopio fino a quando è bene abbastanza penetrare la cuticola di un sensillum olfattivo del palpo locusta (Figura 1B).</li>
		<li>Preparare le soluzioni di stimolo. Diluire ciascuna della sostanza stimolo chimico in olio minerale. Diluire 1 isoottanolo e acido nonanoico alle diluizioni di 10%. Diluire E-2-esenale ed esanale alle 10-2, 10-3, 10-4e 10-5.</li>
		<li>Preparare Pasteur tubi che trasportano gli stimoli: strisce di carta da filtro (lunghezza di 2 cm, larghezza di 0,5 cm) inserire i tubi di Pasteur, aggiungere le soluzioni di stimolo diluito (ogni 10 µ l) per le strisce di carta da filtro e quindi collegare i tubi di Pasteur con puntali per pipette (1 ml).</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Preparare l'insetto
	<ol>
<li>Posteriore cavallette (Locusta migratoria) con piantine di grano fresco sotto condizioni di sovraffollamento presso un fotoperiodo di 18:6 h (luce: scuro), una temperatura di 28-30 ° C e un'umidità relativa del 60%. Scegli 1 di 3-giorno-vecchio 5th instar ninfe Locusta e rimuovere le antenne con forbice per evitare interferenze durante la registrazione.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Preparando il titolare palpo mascellare locusta
	<ol>
<li>Utilizzare una lastra di vetro (25 x 75 mm) come la base di fissaggio del palpo mascellare (MPH). Attaccare un pezzo di plastica (1 mm di altezza, 10 mm di larghezza, 35 mm di lunghezza) in un angolo del vetrino con nastro bi adesivo e infine fissare un vetro di copertura (18 x 18 mm) sopra il pezzo di plastica con nastro bi adesivo. Posto un piccolo pezzo di nastro di gomma rossa sul vetro di copertura come strato antiscivolo. Il pezzo di plastica e il vetro di copertura costituiscono la piattaforma per il palpo locusta. L'altezza della piattaforma è di circa 1,5 mm.</li>
		<li>Installare un filo di tungsteno (diametro di 0,125 mm, lunghezza di 36 mm) ad una distanza di 1,5 mm parallelo all'interno bordo della piattaforma. Fissare le due estremità del filo sulla piattaforma con nastro bi adesivo.</li>
	</ol>
</li>
</ol>2. preparazione dei palpi mascellari Locust
<ol><li>Tagliare una provetta da centrifuga (1,5 ml) verticalmente a metà e tagliare il fondo. Inserire la locusta nella provetta di preparati. Lasciare la regione ventrale e la testa della locusta esposta. Difficoltà l'Assemblea sul vetrino con nastro adesivo biadesivo (Figura 2A).</li>
	<li>Tirare il palpo mascellare sulla piattaforma.</li>
	<li>Mettere il filo di tungsteno al quarto segmento il palpo. Mettere massa adesiva su ciascun lato del filo di tungsteno, a circa 2 mm dal palpo mascellare (Figura 2A e 2B).</li>
</ol>3. single Sensillum registrazioni
<ol><li>Luogo la preparazione di palpo mascellare locusta sotto un microscopio a basso ingrandimento (100x). Regolare la posizione della preparazione fino a quando il palpo è perpendicolare all'elettrodo di registrazione (Figura 3A).</li>
	<li>Inserire l'elettrodo di riferimento (elettrodo di tungsteno) nell'occhiello locusta utilizzando un micromanipolatore. Spostare l'elettrodo di registrazione (elettrodo di tungsteno) vicino il palpo mascellare con il micromanipolatore (Figura 3B e 3C).</li>
	<li>Regolare il dispositivo di rilascio di odore a circa 1 cm dal palpo mascellare (Figura 3B).</li>
	<li>Aprire il software di registrazione Auto Spike 32. Impostare i parametri di registrazione come segue: la scala di registrazione su 500 µV; l'alto cutoff del filtro su 300 Hz, la frequenza di taglio basso su 200 Hz; e il pretrigger su 10 s.</li>
	<li>Collegare l'elettrodo di registrazione per un 10 x universale AC/DC amplificatore.</li>
	<li>Passare il microscopio ad un ingrandimento elevato (500 X). Inserire l'elettrodo di registrazione nella base di un sensillum basiconic sul palpo mascellare e regolare delicatamente l'elettrodo di registrazione per ottenere buone spontanee picchi (Figura 3D).</li>
	<li>Aprire il controller di stimolo per fornire un flusso continuo di aria a 20 ml/s. impostare il tempo di stimolazione di 1 s. segnali di Record per 10 s, a partire di 10 s prima dell'inizio dell'impulso dello stimolo.</li>
	<li>Utilizzare un amplificatore di AC/DC universale di 10x per amplificare i segnali. Portare i segnali nei 4 IDAC. Analizzare i segnali con il software Auto Spike 32. Segnali AC sono filtrati passa-banda tra 200 a 300 Hz. uso Auto Spike 32 per distinguere le ampiezze picco-valle dai rumori. Calcolare le risposte dei neuroni come l'aumento della frequenza di potenziale di azione (punte al secondo) sopra le frequenze spontanee. Eseguire un'analisi statistica usando GraphPad Prism 7.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Carey, A. F., Carlson, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Insect+olfaction+from+model+systems+to+disease+control.">Insect olfaction from model systems to disease control.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 108 (32), 12987-12995 (2011).</li><li>Leal, W. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Odorant+reception+in+insects:+roles+of+receptors,+binding+proteins,+and+degrading+enzymes.">Odorant reception in insects: roles of receptors, binding proteins, and degrading enzymes.</a> Annual Review of Entomology. 58, 373-391 (2013).</li><li>Zhang, J., Walker, W. B., Wang, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pheromone+reception+in+moths:+from+molecules+to+behaviors.">Pheromone reception in moths: from molecules to behaviors.</a> Progress in Molecular Biology and Translational Science. 130, 109-128 (2015).</li><li>Vosshall, L. B., Amrein, H., Morozov, P. S., Rzhetsky, A., Axel, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+spatial+map+of+olfactory+receptor+expression+in+the+Drosophila+antenna.">A spatial map of olfactory receptor expression in the Drosophila antenna.</a> Cell. 96 (5), 725-736 (1999).</li><li>Benton, R., Vannice, K. S., Gomez-Diaz, C., Vosshall, L. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Variant+ionotropic+glutamate+receptors+as+chemosensory+receptors+in+Drosophila.">Variant ionotropic glutamate receptors as chemosensory receptors in Drosophila.</a> Cell. 136 (1), 149-162 (2009).</li><li>Vosshall, L. B., Stocker, R. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Molecular+architecture+of+smell+and+taste+in+Drosophila.">Molecular architecture of smell and taste in Drosophila.</a> Annual Review of Neuroscience. 30, 505-533 (2007).</li><li>de Bruyne, M., Foster, K., Carlson, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Odor+coding+in+the+Drosophila+antenna.">Odor coding in the Drosophila antenna.</a> Neuron. 30, 537-552 (2001).</li><li>Roelofs, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sex+pheromone+production+and+perception+in+European+corn+borer+moths+is+determined+by+both+autosomal+and+sex-linked+genes.">Sex pheromone production and perception in European corn borer moths is determined by both autosomal and sex-linked genes.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 84 (21), 7585-7589 (1987).</li><li>Larsson, M. C., Leal, W. S., Hansson, B. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Olfactory+receptor+neurons+detecting+plant+odours+and+male+volatiles+in+Anomala+cuprea+beetles+(Coleoptera:+Scarabaeidae).">Olfactory receptor neurons detecting plant odours and male volatiles in Anomala cuprea beetles (Coleoptera: Scarabaeidae).</a> Journal of Insect Physiology. 47 (9), 1065-1076 (2001).</li><li>Zhang, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Molecular+basis+of+alarm+pheromone+detection+in+aphids.">Molecular basis of alarm pheromone detection in aphids.</a> Current Biology. 27 (1), 55-61 (2017).</li><li>Cui, X., Wu, C., Zhang, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electrophysiological+response+patterns+of+16+olfactory+neurons+from+the+trichoid+sensilla+to+odorant+from+fecal+volatiles+in+the+locust,+Locusta+migratoria+manilensis.">Electrophysiological response patterns of 16 olfactory neurons from the trichoid sensilla to odorant from fecal volatiles in the locust, Locusta migratoria manilensis.</a> Archives of Insect Biochemistry and Physiology. 77 (2), 45-57 (2011).</li><li>Sharma, K. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cuticular+hydrocarbon+pheromones+for+social+behavior+and+their+coding+in+the+ant+antenna.">Cuticular hydrocarbon pheromones for social behavior and their coding in the ant antenna.</a> Cell Reports. 12 (8), 1261-1271 (2015).</li><li>de Bruyne, M., Clyne, P. J., Carlson, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Odor+coding+in+a+model+olfactory+organ:+the+Drosophila+maxillary+palp.">Odor coding in a model olfactory organ: the Drosophila maxillary palp.</a> Journal of Neuroscience. 19 (11), 4520-4532 (1999).</li><li>Syed, Z., Leal, W. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Maxillary+palps+are+broad+spectrum+odorant+detectors+in+Culex+quinquefasciatus.">Maxillary palps are broad spectrum odorant detectors in Culex quinquefasciatus.</a> Chemical Senses. 32 (8), 727-738 (2007).</li><li>Lu, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Odor+coding+in+the+maxillary+palp+of+the+malaria+vector+mosquito+Anopheles+gambiae.">Odor coding in the maxillary palp of the malaria vector mosquito Anopheles gambiae.</a> Current Biology. 17 (18), 1533-1544 (2007).</li><li>Pellegrino, M., Nakagawa, T., Vosshall, L. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Single+sensillum+recordings+in+the+insects+Drosophila+melanogaster+and+Anopheles+gambiae.">Single sensillum recordings in the insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae.</a> Journal of Visualized Experiments. 36, e1725 (2010).</li><li>Grant, A. J., Wigton, B. E., Aghajanian, J. G., O'Connell, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electrophysiological+responses+of+receptor+neurons+in+mosquito+maxillary+palp+sensilla+to+carbon+dioxide.">Electrophysiological responses of receptor neurons in mosquito maxillary palp sensilla to carbon dioxide.</a> Journal of Comparative Physiology A. 177 (4), 389-396 (1995).</li><li>Blaney, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+ultrastructure+of+an+olfactory+sensillum+on+the+maxillary+palps+of+Locusta+migratoria+(L.).">The ultrastructure of an olfactory sensillum on the maxillary palps of Locusta migratoria (L.).</a> Cell and Tissue Research. 184 (3), 397-409 (1977).</li><li>Hassanali, A., Njagi, P. G. N., Bashir, M. O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chemical+ecology+of+locusts+and+related+acridids.">Chemical ecology of locusts and related acridids.</a> Annual Review of Entomology. 50, 223-245 (2005).</li><li>Chapman, R. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Contact+chemoreception+in+feeding+by+phytophagous+insects.">Contact chemoreception in feeding by phytophagous insects.</a> Annual Review of Entomology. 48, 455-484 (2003).</li><li>Chapman, R. F., Sword, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+importance+of+palpation+in+food+selection+by+a+polyphagous+grasshopper+(Orthoptera:+Acrididae).">The importance of palpation in food selection by a polyphagous grasshopper (Orthoptera: Acrididae).</a> Journal of Insect Behavior. 6, 79-91 (1993).</li><li>Winstanley, C., Blaney, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chemosensory+mechanisms+of+locusts+in+relation+to+feeding.">Chemosensory mechanisms of locusts in relation to feeding.</a> Entomologia Experimentalis et Applicata. 24, 750-758 (1978).</li><li>Blaney, W., Duckett, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+significance+of+palpation+by+the+maxillary+palps+of+Locusta+migratoria+(L.):+an+electrophysiological+and+behavioural+study.">The significance of palpation by the maxillary palps of Locusta migratoria (L.): an electrophysiological and behavioural study.</a> Journal of Experimental Biology. 63, 701-712 (1975).</li><li>Blaney, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electrophysiological+responses+of+the+terminal+sensilla+on+the+maxillary+palps+of+Locusta+migratoria+(L.)+to+some+electrolytes+and+non-electrolytes.">Electrophysiological responses of the terminal sensilla on the maxillary palps of Locusta migratoria (L.) to some electrolytes and non-electrolytes.</a> Journal of Experimental Biology. 60, 275-293 (1974).</li><li>Jin, X., Zhang, S., Zhang, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Expression+of+odorant-binding+and+chemosensory+proteins+and+spatial+map+of+chemosensilla+on+labial+palps+of+Locusta+migratoria+(Orthoptera:+Acrididae).">Expression of odorant-binding and chemosensory proteins and spatial map of chemosensilla on labial palps of Locusta migratoria (Orthoptera: Acrididae).</a> Anthropod Structure &amp; Development. 35 (1), 47-56 (2006).</li><li>Zhang, L., Li, H., Zhang, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Two+olfactory+pathways+to+detect+aldehydes+on+locust+mouthpart.">Two olfactory pathways to detect aldehydes on locust mouthpart.</a> International Journal of Biological Sciences. 13 (6), 759-771 (2017).</li><li>Dweck, H. K. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Olfactory+channels+associated+with+the+Drosophila+maxillary+palp+mediate+short-+and+long-range+attraction.">Olfactory channels associated with the Drosophila maxillary palp mediate short- and long-range attraction.</a> eLife. 5, e14925 (2016).</li><li>Bohbot, J. D., Sparks, J. T., Dickens, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+maxillary+palp+of+Aedes+aegypti,+a+model+of+multisensory+Integration.">The maxillary palp of Aedes aegypti, a model of multisensory Integration.</a> Insect Biochemistry and Molecular Biology. 48, 29-39 (2014).</li><li>Delventhal, R., Kiely, A., Carlson, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electrophysiological+recording+from+Drosophila+labellar+taste+sensilla.">Electrophysiological recording from Drosophila labellar taste sensilla.</a> Journal of Visualized Experiments. 84, e51355 (2014).</li><li>Ng, R., Lin, H. H., Wang, J. W., Su, C. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electrophysiological+recording+from+Drosophila+trichoid+sensilla+in+response+to+odorants+of+low+volatility.">Electrophysiological recording from Drosophila trichoid sensilla in response to odorants of low volatility.</a> Journal of Visualized Experiments. 125, e56147 (2017).</li><li>Syed, Z., Leal, W. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electrophysiological+measurements+from+a+moth+olfactory+system.">Electrophysiological measurements from a moth olfactory system.</a> Journal of Visualized Experiments. 49, e2489 (2011).</li><li>Saha, D., Leong, K., Katta, N., Raman, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Multi-unit+recording+methods+to+characterize+neural+activity+in+the+locust+(Schistocerca+Americana)+olfactory+circuits.">Multi-unit recording methods to characterize neural activity in the locust (Schistocerca Americana) olfactory circuits.</a> Journal of Visualized Experiments. 71, e50139 (2013).</li><li>Liu, F., Liu, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Using+single+sensillum+recording+to+detect+olfactory+neuron+responses+of+bed+bugs+to+semiochemicals.">Using single sensillum recording to detect olfactory neuron responses of bed bugs to semiochemicals.</a> Journal of Visualized Experiments. 107, e53337 (2016).</li></ol>

Gli autori non hanno nulla a rivelare.

Gli insetti si basano su palpi per rilevare gli odori degli alimenti, e loro palpi sono creduti per svolgere un ruolo importante nella speciazione13,27. I palpi sono semplici organi olfattivi e stanno ricevendo crescente attenzione come un modello interessante per l'esplorazione della neuromolecular reti sottostanti chemosensation28.
Insetto labellar e palpo SSRs sono stati effettuati con successo su Drosophila melanogaster, Anopheles gambiaee Culex quinquefasciatus13,14,15,16 , 17 ma sono stati segnalati raramente sotto forma di un video di presentazione16,29. Al contrario, i dati video su SSRs antennali sono disponibili per Drosophila, l'ombelico orangeworm moth (Amyeloistransitella), Schistocerca Americanae le cimici dei letti (Cimex lectularius)16, 30 , 31 , 32 , 33.
Locusta palpo sensilli basiconica hanno una struttura particolare che differisce da quella dei sensilli antennali locusta e molti altri insetti sensilli. Utilizzando il metodo descritto qui, potenziali d'azione generati da locusta palpo sensilli basiconica sottotipi pb1 e pb2 potrebbe essere registrata e discriminati (Figura 4 e Figura 5).
Il passaggio fondamentale è la penetrazione dell'elettrodo di registrazione. L'elettrodo di registrazione dovrebbe essere inserito alla base del sensillum e avanzata fino a buoni segnali sono acquisiti. Inoltre, è importante evitare la cupola del palpo collasso quando l'elettrodo di registrazione è inserito alla base del sensillum. Per raggiungere questo obiettivo, abbiamo istituito una piattaforma tra cui un titolare di palpo mascellare speciale locusta (MPH) e utilizzato un filo di tungsteno per comprimere il quarto segmento del palpo. Molte ripetizioni di questa procedura dimostrano che questo è efficace. In base ai modelli di risposta dei neuroni in sensilli a parecchi odoranti, abbiamo, per la prima volta, identificato due sottotipi di sensilli basiconica il palpo mascellare la locusta, vale a dire pb1 e pb2.
La limitazione della tecnica descritta nella presente pubblicazione è che potrebbe essere utilizzato per registrare grossi insetti (ad es., falene, coleotteri e cavallette) po ' non registrare piccoli insetti (ad es., mosche e zanzare), che hanno le proprie piattaforme e tecniche13,14,15,16,17. Questa tecnica è complementare ai metodi esistenti.
In conclusione, un protocollo altamente efficace di un relè SSR da insetto palpo sensilli basiconica è descritto in dettaglio. Questo protocollo potrebbe fornire ai ricercatori con una tecnica utile nello studio dei meccanismi molecolari e cellulari dell'olfatto degli insetti sulla parte della bocca. Questo metodo collegato con gascromatografia possa essere utilizzato per identificare ligandi naturali electrophysiologically-attivo in estratti delle risorse alimentari favorevoli.

Gli animali si sono evoluti una gamma di chemosensory organi che percepiscono segnali chimici esogeni. In insetti, organi chemosensory più importanti sono le antenne e i palpi. Su questi organi, diversi tipi di peli chemosensory, chiamati sensilli chemosensory, sono innervati dai neuroni chemosensory (CSNs) entro i peli. CSNs in sensilli chemosensory riconoscere specifici segnali chimici attraverso la trasduzione del segnale da stimoli chimici a potenziali elettrici che vengono successivamente trasferiti fino al sistema nervoso centrale1,2,3 .
CSNs esprimere vari ricevitori chemosensory [ad es., odorant recettori (ORs)], recettori ionotropici recettori (IRs) e recettori gustativi (GRs) sulle loro membrane, che codificano spunti chimici esogeni associati alle varie forme di chemosensation 4,5,6. La caratterizzazione di CSNs è la chiave per la delucidazione dei meccanismi cellulari e molecolari dell'insetto chemorecezione. Ora sensillum singola registrazione (SSR) è una tecnica ampiamente utilizzata per la caratterizzazione di insetto CSNs in sensilli antennali di molti insetti, tra cui mosche7, falene8, coleotteri9, afidi10, locuste11, e le formiche12. Tuttavia, pochi studi hanno applicato un SSR a insetto palpi13,14,15,16,17, perché le particolari strutture di loro sensilli fanno un registrazione elettrofisiologica difficile18.
Sciami di locuste (Orthoptera) è spesso causano di danni alle colture gravi e perdita economica19. I palpi sono creduti per svolgere un ruolo importante nella selezione cibo delle locuste20,21,22,23,24. Due tipi di sensilli chemosensory sono studiati da un microscopio elettronico a scansione (SEM). Di solito, 350 sensilli chaetica e 7-8 sensilli basiconica sono osservati su ogni cupola della locusta palpi18. Chaetica di sensilli sono sensilli gustativi che percepiscono segnali chimici non volatile, mentre sensilli basiconica avere una funzione olfattiva, rilevamento segnali chimici volatili.
Il palpi locusta, i diametri dei socket capelli i sensilli basiconica (ca. 12 µm), sono molto maggiori di quelli di sensilli chaetica (ca. 8 µm)18,25. La parete cuticolare del basiconica di sensilli sui palpi è molto più spessa di quella di sensilli antennali18. Inoltre, la cupola del palpo ha contenuto fluido all'interno di una cuticola altamente flessibile. Queste caratteristiche fanno sì che una penetrazione con un microelettrodo e un'acquisizione di segnali elettrofisiologici buoni è più difficile per sensilli antennali. In questa carta, un protocollo SSR dettagliato ed altamente efficace per locusta palpo sensilli basiconica è presentato con un video.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" style="width:1145px;" width="1145">
	<tbody>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:303px;">Tungsten wire</td>
			<td style="width:140px;">ADVENT</td>
			<td style="width:217px;">W559504</td>
			<td style="width:485px;">Used for making the electrode and fixing the palp</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">NaNO2</td>
			<td>Sigma-aldrich</td>
			<td>563218-25G</td>
			<td>Used for sharpening the tungsten wire</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">AC Power Supply</td>
			<td>Syntech</td>
			<td>A2-70</td>
			<td>Providing the voltage in sharpening the tungsten wire</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Stereoscope</td>
			<td>Motic</td>
			<td>SMZ-163</td>
			<td>Used for observing the sharpening of tungsten wire</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Microscope</td>
			<td>Olympus</td>
			<td>W-51</td>
			<td>Used for observing the sensilla on locust maxillary palp</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Intelligent Data Acquisition Controller</td>
			<td>Syntech</td>
			<td>IDAC-4</td>
			<td>Real-time on screen display of all signals before and during recording</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Stimulus controller</td>
			<td>Syntech</td>
			<td>CS-55</td>
			<td>Used for controlling the stimulus application</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Electronic micromanipulator</td>
			<td>C.M.D.T</td>
			<td>CFT-8301D</td>
			<td>Used for minor movement of the recording electrode</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Micromanipulator</td>
			<td>Narishige</td>
			<td>MN-151</td>
			<td>Used for minor movement of the reference electrode</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Speaker</td>
			<td>EDIFIER</td>
			<td>R101T06</td>
			<td>Connected with IDAC-4 and providing sound for the signal</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Magnetic base</td>
			<td>PDOK</td>
			<td>PD-101</td>
			<td>Used to hold the electrode, and stimulus delivery tube</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Vibration Isolation Table</td>
			<td>TianHe</td>
			<td>HAP-100-1208</td>
			<td>Used for isolating the vibration from the equipment</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Glass slide</td>
			<td>CITOGLAS</td>
			<td>ZBP-407</td>
			<td>Used for making the base for the MPH</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Blu-tack</td>
			<td>Bostik</td>
			<td>Blu-tack-45g</td>
			<td>Fixing the tungsten wire</td>
		</tr>
		<tr height="32">
			<td height="32" style="height:32px;">Pasteur tube</td>
			<td>YARE</td>
			<td>WITEG</td>
			<td>Placing the filter paper containing stimuli solutions</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

single sensillum recordings for locust palp sensilla basiconica

I palpi dell'apparato boccale locusta sono considerati organi gustativi convenzionali che svolgono un ruolo importante nella selezione di cibo di una locusta, soprattutto per il rilevamento dei segnali chimici non volatile attraverso sensilli chaetica (precedentemente denominato terminal sensilli o crestati sensilli). C'è ora aumentando la prova che questi palpi hanno anche una funzione olfattiva. Un recettore odorizzante (LmigOR2) e un odorant-binding protein (LmigOBP1) sono state localizzate nei neuroni e nelle cellule accessorio, rispettivamente, la basiconica di sensilli dei palpi. Single sensillum (SSR) di registrazione utilizzato per registrare le risposte dei neuroni odorant, che è un metodo efficace per lo screening di ligandi attivi sui recettori specifici odoranti. SSR è utilizzata negli studi funzionali dei recettori odorant in sensilli palpo. La struttura del basiconica di sensilli situato sulla cupola dei palpi differisce da piuttosto dalla struttura di quelli sulla antenne. Di conseguenza, quando si esegue un SSR suscitato da odoranti, qualche consiglio specifico può essere utile per ottenere risultati ottimali. In questa carta, è stato introdotto un protocollo dettagliato e altamente efficace per un relè SSR da insetto palpo sensilli basiconica.

Due sottotipi di sensilli (pb1 e pb2) sul palpo mascellare locuste vengono identificati in base a dinamiche di risposta diversa per chimica odoranti (isoottanolo 1 10% e 10% acido nonanoico). I neuroni in pb1 producono picchi significativamente più di 1-isoottanolo rispetto ad acido nonanoico mentre i neuroni in pb2 sono significativamente che meno attivata da 1 isoottanolo rispetto ad acido nonanoico (Figura 4). Esanale ed E-2-esenale può evocare un palpo locusta apertura risposta (POR)26. Esanale è una foglia di pianta verde abbondante host volatile che può contribuire ad un'ulteriore conferma per la fonte di cibo26. Le punte hanno suscitate nei neuroni pb1 Ultima più lunghi di quelli di pb2 quando essi sono stimolati da E-2-esenale (Figura 4). I neuroni in pb1 e pb2 esibiscono similmente robuste risposte a esanale (Figura 4). Confrontando le variazioni medie di tutti i picchi tra la s di periodi 5 prima e 5 s dopo la stimolazione indica che la risposta a 1 isoottanolo è significativamente superiore all'acido nonanoico in pb1, ma contrariamente a pb2 (Figura 5). I neuroni in questi due sottotipi di sensilli rispondono dose-dipendente E-2-esenale ed esanale e loro modelli di risposta a queste due aldeidi differiscono (Figura 6A e 6B).
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57863/57863fig1.jpg"> Figura 1. Preparazione dell'elettrodo. Spettacoli (A), questo pannello mostra un generale dell'apparato d'affilamento di elettrodo. La siringa contenente 10% NaNO2 (a sinistra) viene utilizzata per affinare l'elettrodo (a destra). (B), questo pannello mostra una visuale ravvicinata della punta dell'elettrodo (r: adatto; b: inadatto). <a href="/files/ftp_upload/57863/57863fig1large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57863/57863fig2.jpg"> Figura 2. Titolare di locusta palpo mascellare (MPH). (A) The MPH e una locusta sono montati su vetrino prima di posizionarla sotto il microscopio. (B) questo pannello mostra un primo piano del palpo mascellare di locusta, riparata dal legare di tungsteno sulla piattaforma. <a href="/files/ftp_upload/57863/57863fig2large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57863/57863fig3.jpg"> Figura 3. Singole registrazioni sensillum. (A), questo pannello mostra una vista l'installazione di elettrofisiologia. (B) questo pannello mostra una vista ravvicinata della preparazione locusta montata sul microscopio. (C) questa immagine mostra il palpo mascellare locusta a 100 ingrandimenti. (D) questa immagine mostra il palpo a 500 ingrandimenti. La freccia indica un sensillum basiconic. <a href="/files/ftp_upload/57863/57863fig3large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57863/57863fig4.jpg"> Figura 4. Tracce di risposta delle registrazioni di single sensillum del palpo mascellare locusta. In questo pannello, pb1 acronimo di sottotipo 1 del basiconica di sensilli palpo; PB2 acronimo di sottotipo 2 del basiconica di sensilli palpo. Le barre sopra le tracce indicano la durata dello stimolo (1 s). Per queste registrazioni, tutti gli odori sono usati a diluizioni di 10% ad eccezione di E-2-esenale ed esanale, che sono diluiti all'1%. Questa figura è stata modificata da Zhang et al. 26. <a href="/files/ftp_upload/57863/57863fig4large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57863/57863fig5v2.jpg"> Figura 5. Confronto di numeri medi di picchi in neuroni in pb1 e pb2 stimolati da acido nonanoico e isoottanolo 1. I numeri medi delle punte vengono calcolati in periodi 5 s prima e dopo stimolazione. In pb1, i numeri medi delle punte nei neuroni rispondendo a 1 isoottanolo aumentano significativamente superiori a quelli delle punte in neuroni rispondendo a acido nonanoico (n = 11 palpi; ANOVA con post hoc, t-test; p < 0.0001), in contrasto con pb2 (n = 10 palpi; ANOVA con post hoc, t-test; p = 0.0110). La barra di errore rappresenta SEM Questa figura è stata modificata da Zhang et al. 26. <a href="/files/ftp_upload/57863/57863fig5v2large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>
<img alt="Figure 6" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57863/57863fig6v3.jpg"> Nella figura 6. I modelli di neuroni in pb1 e pb2 rispondere dose-dipendente per E-2-esenale ed esanale. (A), questo pannello mostra i modelli dei neuroni in pb1 (± SEM; n = 12 palpi). (B), questo pannello mostra i modelli dei neuroni in pb2 (± SEM; n = 10 palpi). Questa figura è stata modificata da Zhang et al. 26. <a href="/files/ftp_upload/57863/57863fig6large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>

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Single Sensillum Recordings for Locust Palp Sensilla Basiconica

Questo articolo descrive un protocollo dettagliato ed altamente efficace per le registrazioni di single sensillum dalla basiconica di sensilli sul palpi dell'apparato boccale degli insetti.

Sensillum singole registrazioni per Locust Palp sensilli Basiconica

The palps of locust mouthparts are considered to be conventional gustatory organs that play an important role in a locust&#39;s food selection, especially ...

single-sensillum-recordings-for-locust-palp-sensilla-basiconica

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Neuroscience

8.1K Views.  China Agricultural University. Questo articolo descrive un protocollo dettagliato ed altamente efficace per le registrazioni di single sensillum dalla basiconica di sensilli sul palpi dell'apparato boccale degli insetti.

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Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed in sensory hairs called sensilla, which cover the surface of olfactory organs. The surface of each sensillum is covered with tiny pores, through which odorants pass and dissolve in a fluid called sensillum lymph, which bathes the sensory dendrites of the OSNs housed in a given sensillum. The OSN dendrites express odorant receptor (OR) proteins, which in insects function as odor-gated ion channels4, 5. The interaction of odorants with ORs either increases or decreases the basal firing rate of the OSN. This neuronal activity in the form of action potentials embodies the first representation of the quality, intensity, and temporal characteristics of the odorant6, 7.
Given the easy access to these sensory hairs, it is possible to perform extracellular recordings from single OSNs by introducing a recording electrode into the sensillum lymph, while the reference electrode is placed in the lymph of the eye or body of the insect. In Drosophila, sensilla house between one and four OSNs, but each OSN typically displays a characteristic spike amplitude. Spike sorting techniques make it possible to assign spiking responses to individual OSNs. This single sensillum recording (SSR) technique monitors the difference in potential between the sensillum lymph and the reference electrode as electrical spikes that are generated by the receptor activity on OSNs1, 2, 8. Changes in the number of spikes in response to the odorant represent the cellular basis of odor coding in insects. Here, we describe the preparation method currently used in our lab to perform SSR on Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae, and show representative traces induced by the odorants in a sensillum-specific manner.

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

Electrophysiological responses of olfactory sensory neurons to odorants can be measured in insects using single sensillum recordings. In this video article we will demonstrate how to perform single sensillum recordings in the antennae of the vinegar fly (Drosophila melanogaster) and the maxillary palps of the malaria mosquito (Anopheles gambiae).

Registrazioni Sensillum singolo in Insetti Drosophila melanogaster E Anopheles gambiae</em

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed ...

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Neuroscienze

Single-unit In vivo Recordings from the Optic Chiasm of Rat

Information about the visual world is transmitted to the brain in sequences of action potentials in retinal ganglion cell axons that make up the optic nerve. In vivo recordings of ganglion cell spike trains in several animal models have revealed much of what is known about how the early visual system processes and encodes visual information. However, such recordings have been rare in one of the most common animal models, the rat, possibly owing to difficulty in detecting spikes fired by small diameter axons. The many retinal disease models involving rats motivate a need for characterizing the functional properties of ganglion cells without disturbing the eye, as with intraocular or in vitro recordings. Here, we demonstrate a method for recording ganglion cell spike trains from the optic chiasm of the anesthetized rat. We first show how to fabricate tungsten-in-glass electrodes that can pick up electrical activity from single ganglion cell axons in rat. The electrodes outperform all commercial ones that we have tried. We then illustrate our custom-designed stereotaxic system for in vivo visual neurophysiology experiments and our procedures for animal preparation and reliable and stable electrode placement in the optic chiasm.

Single-unit In vivo Recordings from the Optic Chiasm of Rat

Retinal ganglion cells transmit visual information from the eye to the brain with sequences of action potentials. Here, we demonstrate how to record the action potentials of single ganglion cells in vivo from anesthetized rats.

Singola unità In vivo Registrazioni dal chiasma ottico di Rat

Information about the visual world is transmitted to the brain in sequences of action potentials in retinal ganglion cell axons that make up the optic ...

Electrophysiology of Scorpion Peg Sensilla

We describe a modification of an existing tip-recording technique1,2 for electrophysiologically investigating short, peg-like sensory sensilla3,4. On the mid-ventral surface of all scorpions are two appendages called pectines, which have dense fields of mechano- and chemosensory peg sensilla5,6. One method for assessing chemoresponsiveness of these sensilla uses a tungsten electrode for extracellularly recording neural activity within a sensillum as a volatile odorant is introduced to the sensory field5,7. The limitations of this method include slow data collection and uncontrolled stimulant introduction to, and removal from, the peg field. To overcome these limitations, we developed a new tip-recording technique that uses nonpolar mineral oil as a medium through which to deliver water-based tastants to individual peg sensilla8,9. We have successfully applied this method to obtain sensillar chemoresponses to citric acid, ethanol, and salt. Here we describe the experimental protocol for such a study9. We think this new method may be useful for studying the response properties of other arthropod chemosensory systems, including those of insects10, 11 and crustaceans12.

This article describes an electrophysiological method for isolating chemical stimulation to individual sensilla via extracellular, tip-recordings under mineral oil.

Elettrofisiologia di Scorpion Peg sensilli

We describe a modification of an existing tip-recording technique1,2 for electrophysiologically investigating short, peg-like sensory sensilla3,4. On the ...

Single Drosophila Ommatidium Dissection and Imaging

The fruit fly Drosophila melanogaster has made invaluable contributions to neuroscience research and has been used widely as a model for neurodegenerative diseases because of its powerful genetics1. The fly eye in particular has been the organ of choice for neurodegeneration research, being the most accessible and life-dispensable part of the Drosophila nervous system. However the major caveat of intact eyes is the difficulty, because of the intense autofluorescence of the pigment, in imaging intracellular events, such as autophagy dynamics2, which are paramount to understanding of neurodegeneration.
We have recently used the dissection and culture of single ommatidia3 that has been essential for our understanding of autophagic dysfunctions in a fly model of Dentatorubro-Pallidoluysian Atrophy (DRPLA)3, 4.
We now report a comprehensive description of this technique (Fig. 1), adapted from electrophysiological studies5, which is likely to expand dramatically the possibility of fly models for neurodegeneration. This method can be adapted to image live subcellular events and to monitor effective drug administration onto photoreceptor cells (Fig. 2). If used in combination with mosaic techniques6-8, the responses of genetically different cells can be assayed in parallel (Fig. 2).

Single Drosophila Ommatidium Dissection and Imaging

The limiting factor in the use of the adult Drosophila eye to study neurodegeneration and cell biology is the difficult imaging of intracellular processes. We describe the dissection of single ommatidia to generate a bona-fide primary neuronal cell culture, which can be subject to drug treatment and advanced imaging.

Singolo Drosophila Ommatidium Dissection e Imaging

The fruit fly Drosophila melanogaster has made invaluable contributions to neuroscience research and has been used widely as a model for neurodegenerative ...

Multi-unit Recording Methods to Characterize Neural Activity in the Locust (Schistocerca Americana) Olfactory Circuits

Detection and interpretation of olfactory cues are critical for the survival of many organisms. Remarkably, species across phyla have strikingly similar olfactory systems suggesting that the biological approach to chemical sensing has been optimized over evolutionary time1. In the insect olfactory system, odorants are transduced by olfactory receptor neurons (ORN) in the antenna, which convert chemical stimuli into trains of action potentials. Sensory input from the ORNs is then relayed to the antennal lobe (AL; a structure analogous to the vertebrate olfactory bulb). In the AL, neural representations for odors take the form of spatiotemporal firing patterns distributed across ensembles of principal neurons (PNs; also referred to as projection neurons)2,3. The AL output is subsequently processed by Kenyon cells (KCs) in the downstream mushroom body (MB), a structure associated with olfactory memory and learning4,5. Here, we present electrophysiological recording techniques to monitor odor-evoked neural responses in these olfactory circuits.
First, we present a single sensillum recording method to study odor-evoked responses at the level of populations of ORNs6,7. We discuss the use of saline filled sharpened glass pipettes as electrodes to extracellularly monitor ORN responses. Next, we present a method to extracellularly monitor PN responses using a commercial 16-channel electrode3. A similar approach using a custom-made 8-channel twisted wire tetrode is demonstrated for Kenyon cell recordings8. We provide details of our experimental setup and present representative recording traces for each of these techniques.

Multi-unit Recording Methods to Characterize Neural Activity in the Locust Schistocerca Americana Olfactory Circuits

We demonstrate variations of the extracellular multi-unit recording technique to characterize odor-evoked responses in the first three stages of the invertebrate olfactory pathway. These techniques can easily be adapted to examine ensemble activity in other neural systems as well.

Multi-unit Metodi di registrazione per caratterizzare l&#39;attività neurale nel Locust (<em&gt; Schistocerca Americana</em&gt;) Circuiti olfattive

Detection and interpretation of olfactory cues are critical for the survival  of many organisms. Remarkably, species across phyla have strikingly similar ...

A Procedure for Implanting Organized Arrays of Microwires for Single-unit Recordings in Awake, Behaving Animals

In vivo electrophysiological recordings in the awake, behaving animal provide a powerful method for understanding neural signaling at the single-cell level. The technique allows experimenters to examine temporally and regionally specific firing patterns in order to correlate recorded action potentials with ongoing behavior. Moreover, single-unit recordings can be combined with a plethora of other techniques in order to produce comprehensive explanations of neural function. In this article, we describe the anesthesia and preparation for microwire implantation. Subsequently, we enumerate the necessary equipment and surgical steps to accurately insert a microwire array into a target structure. Lastly, we briefly describe the equipment used to record from each individual electrode in the array. The fixed microwire arrays described are well-suited for chronic implantation and allow for longitudinal recordings of neural data in almost any behavioral preparation. We discuss tracing electrode tracks to triangulate microwire positions as well as ways to combine microwire implantation with immunohistochemical techniques in order to increase the anatomical specificity of recorded results.

Implanting organized arrays of microwires for use in single-unit electrophysiological recordings presents a number of technical challenges.&#160;Methods for performing this technique and the equipment necessary are described.&#160;Also, the beneficial use of organized microwire arrays to record from distinct neural subregions with high spatial selectivity is discussed.

Una procedura per l&#39;impianto Array organizzata di microfili per Recordings singola unità di Awake, Comportarsi Animali

In vivo electrophysiological recordings in the awake, behaving animal provide a powerful method for understanding neural signaling at the single-cell ...

Electrophysiological Recording From Drosophila Labellar Taste Sensilla

The peripheral taste response of insects can be powerfully investigated with electrophysiological techniques. The method described here allows the researcher to measure gustatory responses directly and quantitatively, reflecting the sensory input that the insect nervous system receives from taste stimuli in its environment. This protocol outlines all key steps in performing this technique. The critical steps in assembling an electrophysiology rig, such as selection of necessary equipment and a suitable environment for recording, are delineated. We also describe how to prepare for recording by making appropriate reference and recording electrodes, and tastant solutions. We describe in detail the method used for preparing the insect by insertion of a glass reference electrode into the fly in order to immobilize the proboscis. We show traces of the electrical impulses fired by taste neurons in response to a sugar and a bitter compound. Aspects of the protocol are technically challenging and we include an extensive description of some common technical challenges that may be encountered, such as lack of signal or excessive noise in the system, and potential solutions. The technique has limitations, such as the inability to deliver temporally complex stimuli, observe background firing immediately prior to stimulus delivery, or use water-insoluble taste compounds conveniently. Despite these limitations, this technique (including minor variations referenced in the protocol) is a standard, broadly accepted procedure for recording Drosophila neuronal responses to taste compounds.

Electrophysiological Recording From Drosophila Labellar Taste Sensilla

This protocol describes extracellular recording of the action potential responses fired by labellar taste neurons in Drosophila.

Elettrofisiologici Registrazione da<em&gt; Drosophila</em&gt; Labellar Taste Sensilla

The peripheral taste response of insects can be powerfully investigated with electrophysiological techniques. The method described here allows the ...

Paired Whole Cell Recordings in Organotypic Hippocampal Slices

Pair recordings involve simultaneous whole cell patch clamp recordings from two synaptically connected neurons, enabling not only direct electrophysiological characterization of the synaptic connections between individual neurons, but also pharmacological manipulation of either the presynaptic or the postsynaptic neuron. When carried out in organotypic hippocampal slice cultures, the probability that two neurons are synaptically connected is significantly increased. This preparation readily enables identification of cell types, and the neurons maintain their morphology and properties of synaptic function similar to that in native brain tissue. A major advantage of paired whole cell recordings is the highly precise information it can provide on the properties of synaptic transmission and plasticity that are not possible with other more crude techniques utilizing extracellular axonal stimulation. Paired whole cell recordings are often perceived as too challenging to perform. While there are challenging aspects to this technique, paired recordings can be performed by anyone trained in whole cell patch clamping provided specific hardware and methodological criteria are followed. The probability of attaining synaptically connected paired recordings significantly increases with healthy organotypic slices and stable micromanipulation allowing independent attainment of pre- and postsynaptic whole cell recordings. While CA3-CA3 pyramidal cell pairs are most widely used in the organotypic slice hippocampal preparation, this technique has also been successful in CA3-CA1 pairs and can be adapted to any neurons that are synaptically connected in the same slice preparation. In this manuscript we provide the detailed methodology and requirements for establishing this technique in any laboratory equipped for electrophysiology.

Pair recordings are simultaneous whole cell patch clamp recordings from two synaptically connected neurons, enabling precise electrophysiological and pharmacological characterization of the synapses between individual neurons. Here we describe the detailed methodology and requirements for establishing this technique in organotypic hippocampal slice cultures in any laboratory equipped for electrophysiology.

Associati a cellule intere registrazioni in organotipiche fettine di ippocampo

Pair recordings involve simultaneous whole cell patch clamp recordings from two synaptically connected neurons, enabling not only direct ...

Using Single Sensillum Recording to Detect Olfactory Neuron Responses of Bed Bugs to Semiochemicals

The insect olfactory system plays an important role in detecting semiochemicals in the environment. In particular, the antennal sensilla which house single or multiple neurons inside, are considered to make the major contribution in responding to the chemical stimuli. By directly recording action potential in the olfactory sensillum after exposure to stimuli, single sensillum recording (SSR) technique provides a powerful approach for investigating the neural responses of insects to chemical stimuli. For the bed bug, which is a notorious human parasite, multiple types of olfactory sensillum have been characterized. In this study, we demonstrated neural responses of bed bug olfactory sensilla to two chemical stimuli and the dose-dependent responses to one of them using the SSR method. This approach enables researchers to conduct early screening for individual chemical stimuli on the bed bug olfactory sensilla, which would provide valuable information for the development of new bed bug attractants or repellents and benefits the bed bug control efforts.

Bed bugs rely on olfactory receptor neurons housed in their antennal olfactory sensilla to detect semiochemicals in the environment. Utilizing single sensillum recording, we demonstrate a method to evaluate bed bug response to semiochemicals and explore the coding process involved.

Utilizzando Sensillum singolo controllo per rilevare olfattiva Neuron Risposte di cimici a semiochimici

The insect olfactory system plays an important role in detecting semiochemicals in the environment. In particular, the antennal sensilla which house ...

Localization of Odorant Receptor Genes in Locust Antennae by RNA In Situ Hybridization

Insects have evolved sophisticated olfactory reception systems to sense exogenous chemical signals. These chemical signals are transduced by Olfactory Receptor Neurons (ORNs) housed in hair-like structures, called chemosensilla, of the antennae. On the ORNs&#39; membranes, Odorant Receptors (ORs) are believed to be involved in odor coding. Thus, being able to identify genes localized to the ORNs is necessary to recognize OR genes, and provides a fundamental basis for further functional in situ studies. The RNA expression levels of specific ORs in insect antennae are very low, and preserving insect tissue for histology is challenging. Thus, it is difficult to localize an OR to a specific type of sensilla using RNA in situ hybridization. In this paper, a detailed and highly effective RNA in situ hybridization protocol particularly for lowly expressed OR genes of insects, is introduced. In addition, a specific OR gene was identified by conducting double-color fluorescent in situ hybridization experiments using a co-expressing receptor gene, Orco, as a marker.

Localization of Odorant Receptor Genes in Locust Antennae by RNA In Situ Hybridization

This paper describes a detailed and highly effective RNA in situ hybridization protocol particularly for low-level expressed Odorant Receptor (OR) genes, as well as other genes, in insect antennae using digoxigenin (DIG)-labeled or biotin-labeled probes.

Localizzazione dei geni del recettore degli odoranti nell&#39;antenna di Locust da RNA<em&gt; In Situ</em&gt; Ibridazione

Insects have evolved sophisticated olfactory reception systems to sense exogenous chemical signals. These chemical signals are transduced by Olfactory ...