Diese Arbeit wird unterstützt durch ein Stipendium der National Natural Science Foundation of China (No.31472037). Jede Erwähnung von Handelsnamen oder kommerzielle Produkte in diesem Artikel wird ausschließlich zum Zweck der Bereitstellung von spezifischen Informationen und bedeutet nicht, dass eine Empfehlung.

1. Vorbereitung der Instrumente und Insekt
<ol><li>
Erarbeiten von Wolfram-Elektroden und Reize Lösungen
	<ol>
<li>Eine neue wolframdraht (Durchmesser von 0,125 mm, Länge 75 mm) in einem Mikromanipulator zu beheben und bei 10 V zur Verfügung gestellt durch ein Netzteil für ca. 1 min unter einem Stereomikroskop (40 X Vergrößerung) in 10 % (w/V) Natrium Nitrit (NaNO2) Lösung in einer Spritze zu schärfen.</li>
		<li>Tauchen Sie die geschärften wolframdraht wiederholt in die 10 % NaNO2 Lösung, etwa 4 mm bei 5 V in < 1 min (Abb. 1A).</li>
		<li>Prüfen Sie den Durchmesser der geschärften Wolfram Spitze häufig unter dem Stereomikroskop, bis es fein genug, die Nagelhaut eine Heuschrecke spürbare olfaktorische Sensillum (Abbildung 1 b) zu durchdringen ist.</li>
		<li>Bereiten Sie die Impuls-Lösungen. Verdünnen Sie die chemischen Reiz Substanz in Mineralöl. Verdünnen Sie 1-Nonanol und Nonanoic Säure bei 10 % Verdünnungen. E-2-Hexenal und hexanal bei 10-2, 10-3und 10-410-5zu verdünnen.</li>
		<li>Bereiten Sie Pasteur Röhren tragen die Reize: Pasteur Röhren Filterpapier Streifen (2 cm lang, 0,5 cm breit) einfügen, Filterpapier Streifen die verdünnte Reiz-Lösungen (jeweils 10 µl) hinzu, und stecken Sie dann die Pasteur-Rohren mit Pipettenspitzen (1 ml).</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Bereiten Sie das Insekt
	<ol>
<li>Hintere Heuschrecken (Locusta Migratoria) mit frischen Weizen Sämlinge unter beengten Verhältnissen bei einer relativen Luftfeuchtigkeit von 60 % und einer Temperatur von 28-30 ° C eine Photoperiode von 18:6 h (Licht: dunkel). Wählen Sie 1 bis 3 Tage alte 5th instar Heuschrecke Nymphen und die Antennen mit einer feinen Schere um Störungen zu vermeiden, bei der Aufnahme zu entfernen.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Vorbereitung des Heuschrecke maxillaris spürbare Halters
	<ol>
<li>Verwenden Sie einen Objektträger (25 x 75 mm) als Basis für den Oberkiefer spürbare Halter (MPH). Ein Plastikteil (1 mm in der Höhe, Breite, 35 mm in der Länge von 10 mm) in eine Ecke des gläsernen Objektträger mit doppelseitigem Klebeband befestigen, und schließlich ein Deckglas (18 x 18 mm) auf das Plastikteil mit doppelseitigem Klebeband befestigen. Legen Sie ein kleines Stück rote Gummiband auf dem Deckglas als eine Anti-Rutsch-Schicht. Das Plastikteil und dem Deckglas bilden die Plattform für die Heuschrecke spürbare. Die Höhe der Plattform beträgt ca. 1,5 mm.</li>
		<li>Installieren einen wolframdraht (Durchmesser von 0,125 mm, Länge 36 mm) in einem Abstand von 1,5 mm parallel zur inneren Rand der Plattform. Befestigen Sie die beiden Enden des Drahtes auf der Plattform mit doppelseitigem Klebeband.</li>
	</ol>
</li>
</ol>2. Vorbereitung der Locust maxillaris Palpen
<ol><li>Ein Zentrifugenröhrchen (1,5 ml) vertikal in zwei Hälften geschnitten und unten abgeschnitten. Legen Sie die Heuschrecken in das vorbereitete Röhrchen. Lassen Sie die ventrale Region und den Kopf der Heuschrecke ausgesetzt. Befestigen Sie die Versammlung auf dem Objektträger mit doppelseitigem Klebeband (Abbildung 2A).</li>
	<li>Ziehen Sie die richtige maxillaris spürbare auf die Plattform.</li>
	<li>Das vierte Segment der spürbare gefährden Sie der wolframdraht. Platzieren Sie Klebstoff Kitt auf jeder Seite der wolframdraht, ca. 2 mm aus dem Oberkiefer spürbare (Abb. 2A und 2 b).</li>
</ol>3. single Sensillum Aufnahmen
<ol><li>Legen Sie die Heuschrecke maxillaris spürbare Vorbereitung unter dem Mikroskop an einer niedrigen Vergrößerung (100 X). Passen Sie die Position der Vorbereitung, bis die spürbare senkrecht an die Aufnahme-Elektrode (Abb. 3A).</li>
	<li>Die Locust-Auge mit einem Mikromanipulator einfügen Sie Bezugselektrode (Wolfram-Elektrode). Verschieben Sie die Aufnahme-Elektrode (Wolfram-Elektrode) in der Nähe der Oberkiefer spürbare mit Mikromanipulator (Abb. 3 b und 3 C).</li>
	<li>Passen Sie den Geruch abgabegerät um ca. 1 cm aus dem Oberkiefer spürbare (Abb. 3 b).</li>
	<li>Öffnen Sie die Aufnahmesoftware Auto Spike 32. Die Aufnahmeparameter wie folgt festgelegt: die Aufnahme-Skala auf 500 µV; der hohe Cutoff des Filters auf 300 Hz, den niedrigen Grenzwert auf 200 Hz; und der Pretrigger auf 10 s.</li>
	<li>Verbinden Sie die Aufnahme-Elektrode, ein 10 x universal AC/DC Verstärker.</li>
	<li>Schalten Sie das Mikroskop auf eine hohe Vergrößerung (500 X). Legen Sie die Aufnahme-Elektrode in den unteren Teil ein Basiconic Sensillum auf den Oberkiefer spürbare und fein einstellen der Aufnahme-Elektrode um gute spontane Spikes (Abbildung 3D) zu erhalten.</li>
	<li>Öffnen Sie die Impuls-Controller, um einen kontinuierlichen Luftstrom bei 20 ml liefern/s. Stellen Stimulation 1 S. Rekord-Signale für 10 s, ab 10 s vor dem Beginn der Reiz Puls.</li>
	<li>Verwenden Sie einen 10 X universal AC/DC Verstärker, um die Signale zu verstärken. Füttern Sie die Signale in den anderen 4. Analysieren Sie die Signale mit der Auto-Spike-32-Software. AC-Signale sind Bandpass gefiltert zwischen 200 bis 300 Hz. Verwendung Auto Spike 32 um Peak-Trog Amplituden von Geräuschen zu unterscheiden. Berechnen Sie die Antworten der Neuronen als der Anstieg des Aktionspotentials Frequenzen (Spikes pro Sekunde) über die spontane Frequenzen. Führen Sie eine statistische Analyse mit GraphPad Prism 7.</li>
</ol>

<ol>
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Die Autoren haben nichts preisgeben.

Insekten setzen auf Palpen, Lebensmittel Gerüche zu erkennen, und ihre Palpen werden geglaubt, um eine wichtige Rolle in der Artbildung13,27. Die Palpen sind einfache Riechorgan und zunehmende Aufmerksamkeit erhalten, wie ein attraktives Modell für die Erforschung der Neuromolecular zugrunde liegenden Chemosensation28-Netzwerke.
Labellar Insekt und spürbare SSRs wurden am Drosophila Melanogaster, Anopheles Gambiaeund Culex Quinquefasciatus13,14,15,16 erfolgreich durchgeführt , 17 aber nur selten in Form von einer video-Präsentation16,29gemeldet wurden. Im Gegensatz dazu stehen Videodaten auf riechzentrum SSRs für Drosophila, den Nabel Orangeworm Nachtfalter (Amyeloistransitella), Schistocerca Americanaund die Bettwanzen (Cimex Lectularius)16, 30 , 31 , 32 , 33.
Heuschrecke spürbare Sensillen Basiconica haben eine besondere Struktur, die von der Heuschrecke antennalen Sensillen und viele andere Insekten Sensillen abweicht. Mit der beschriebenen Methode hier, Aktionspotentiale generiert von Heuschrecke spürbare Sensillen Basiconica Subtypen pb1 und pb2 aufgenommen werden konnten und diskriminiert (Abbildung 4 und Abbildung 5).
Die entscheidende Schritt ist die Durchdringung der Aufnahme-Elektrode. Die Aufnahme-Elektrode sollte eingefügt in den unteren Teil der Sensillum und erweiterte bis gute Signale erworben werden. Darüber hinaus ist es wichtig, zu verhindern, dass die Kuppel der spürbare zusammenbricht, wenn die Aufnahme-Elektrode in den unteren Teil der Sensillum eingefügt wird. Um dies zu erreichen, wir richten Sie eine Plattform, die unter anderem einen spezielle Heuschrecke maxillaris spürbare Halter (MPH) und verwendet ein wolframdraht, um das vierte Segment der spürbare zu komprimieren. Viele Wiederholungen dieser Prozedur zeigen, dass dies wirksam ist. Basierend auf der Antwort-Muster der Neuronen in den Sensillen, mehrere Geruchsstoffe, wir haben zum ersten Mal zwei Subtypen von Sensillen Basiconica auf die Heuschrecke maxillaris spürbare, nämlich pb1 und pb2 identifiziert.
Die Einschränkung der in dieser Publikation beschriebenen Technik ist, dass es verwendet werden, könnte um große Insekten (z.B.Schmetterlinge, Käfer und Heuschrecken) aufzuzeichnen Weile nicht zu kleine Insekten (z.B., fliegen und Mücken), aufnehmen, die haben ihre eigenen Plattformen und Techniken13,14,15,16,17. Diese Technik stellt eine Ergänzung zu bestehenden Methoden.
Zusammenfassend ist ein hochwirksames Protokoll eines SSR von Insekten spürbare Sensillen Basiconica ausführlich beschrieben. Dieses Protokoll könnten Forscher mit eine nützliche Technik in das Studium der molekularen und zellulären Mechanismen der Insekten Geruchssinn auf die Mouthpart. Diese Methode, die im Zusammenhang mit Gaschromatographie ließe sich natürliche Elektrophysiologisch aktiv Liganden in Auszügen von günstigen Nahrungsquellen zu identifizieren.

Tiere haben eine Reihe von chemosensorische Organe entwickelt, die exogene chemische Signale zu spüren. Bei Insekten sind die wichtigsten chemosensorische Organe der Antennen und der Palpen. Auf diese Organe sind mehrere Arten von chemosensorische Haare, genannt chemosensorische Sensillen durch chemosensorische Neuronen (CSNs) in die Haare innerviert. CSNs in chemosensorische Sensillen erkennen spezifische chemische Signale durch Signaltransduktion durch chemische Reize in elektrische Potentiale, die anschließend bis zum zentralen Nervensystem1,2,3 übertragen werden .
CSNs express verschiedene chemosensorische Rezeptoren [z. B.Geruchsstoff Rezeptoren (ORs)], Ionotropic Rezeptoren (IRs) und geschmackliche Rezeptoren (GRs) auf ihre Membranen, die exogene chemische Signale, die verbunden sind mit verschiedenen Arten von Chemosensation Codieren 4,5,6. Die Charakterisierung der CSNs ist entscheidend für die Aufklärung der zellulären und molekularen Mechanismen der Insekten Hemmstoffe. Jetzt einzelne Sensillum Aufnahme (SSR) eine weit verbreitete Technik ist für die Charakterisierung von Insekt CSNs in die antennalen Sensillen viele Insekten, darunter7fliegen, Käfer Motten8,9, Blattläuse10, Heuschrecken11, und Ameisen-12. Jedoch nur wenige Studien haben angewendet eine SSR Insekt Palpen13,14,15,16,17, weil die besonderen Strukturen ihre Sensillen machen eine Elektrophysiologische Aufnahme schwer18.
Schwärme von Heuschrecken (Orthopteren) verursachen oft schwere Ernteschäden und Vermögensschäden19. Die Palpen sind vermutlich eine wichtige Rolle in der Lebensmittel-Auswahl von Heuschrecken20,21,22,23,24. Zwei Arten von chemosensorische Sensillen werden mit einem Rasterelektronenmikroskop (REM) untersucht. In der Regel werden 350 Sensillen Chaetica und 7-8 Sensillen Basiconica auf jede Kuppel der Heuschrecke Palpen18beobachtet. Sensillen Chaetica sind geschmackliche Sensillen, die nicht-flüchtigen chemischen Signale, Sinn, während Sensillen Basiconica haben eine olfaktorische Funktion, sensing flüchtige chemische Signale.
Heuschrecke Palpen, die Durchmesser der Haare Buchsen der Sensillen Basiconica (ca. 12 µm), sind viel größer als die Sensillen Chaetica (ca. 8 µm)18,25. Die kutikulären Wand Sensillen Basiconica auf der Palpen ist viel dicker als die antennalen Sensillen18. Darüber hinaus hat die Kuppel der spürbare flüssigen Inhalt innerhalb einer hochflexiblen Kutikula. Diese Eigenschaften bedeuten, dass eine Penetration mit einer Mikroelektrode und dem Erwerb einer guten elektrophysiologischen Signalen schwieriger als bei antennalen Sensillen ist. In diesem Papier wird eine detaillierte und hochwirksame SSR-Protokoll für die Heuschrecke spürbare Sensillen Basiconica mit einem Video präsentiert.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" style="width:1145px;" width="1145">
	<tbody>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:303px;">Tungsten wire</td>
			<td style="width:140px;">ADVENT</td>
			<td style="width:217px;">W559504</td>
			<td style="width:485px;">Used for making the electrode and fixing the palp</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">NaNO2</td>
			<td>Sigma-aldrich</td>
			<td>563218-25G</td>
			<td>Used for sharpening the tungsten wire</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">AC Power Supply</td>
			<td>Syntech</td>
			<td>A2-70</td>
			<td>Providing the voltage in sharpening the tungsten wire</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Stereoscope</td>
			<td>Motic</td>
			<td>SMZ-163</td>
			<td>Used for observing the sharpening of tungsten wire</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Microscope</td>
			<td>Olympus</td>
			<td>W-51</td>
			<td>Used for observing the sensilla on locust maxillary palp</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Intelligent Data Acquisition Controller</td>
			<td>Syntech</td>
			<td>IDAC-4</td>
			<td>Real-time on screen display of all signals before and during recording</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Stimulus controller</td>
			<td>Syntech</td>
			<td>CS-55</td>
			<td>Used for controlling the stimulus application</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Electronic micromanipulator</td>
			<td>C.M.D.T</td>
			<td>CFT-8301D</td>
			<td>Used for minor movement of the recording electrode</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Micromanipulator</td>
			<td>Narishige</td>
			<td>MN-151</td>
			<td>Used for minor movement of the reference electrode</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Speaker</td>
			<td>EDIFIER</td>
			<td>R101T06</td>
			<td>Connected with IDAC-4 and providing sound for the signal</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Magnetic base</td>
			<td>PDOK</td>
			<td>PD-101</td>
			<td>Used to hold the electrode, and stimulus delivery tube</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Vibration Isolation Table</td>
			<td>TianHe</td>
			<td>HAP-100-1208</td>
			<td>Used for isolating the vibration from the equipment</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Glass slide</td>
			<td>CITOGLAS</td>
			<td>ZBP-407</td>
			<td>Used for making the base for the MPH</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Blu-tack</td>
			<td>Bostik</td>
			<td>Blu-tack-45g</td>
			<td>Fixing the tungsten wire</td>
		</tr>
		<tr height="32">
			<td height="32" style="height:32px;">Pasteur tube</td>
			<td>YARE</td>
			<td>WITEG</td>
			<td>Placing the filter paper containing stimuli solutions</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

single sensillum recordings for locust palp sensilla basiconica

Die Palpen Heuschrecke Mundwerkzeuge gelten als konventionelle geschmackliche Organe, die eine wichtige in einer Heuschrecke Auswahl an Speisen, vor allem für die Erkennung von nicht-flüchtigen chemischen Signale durch Sensillen Chaetica Rolle (zuvor genannten terminal Sensillen (oder crested Sensillen). Es gibt nun immer mehr Hinweise darauf, dass diese Palpen auch eine olfaktorische Funktion haben. Ein Duftstoff-Rezeptor (LmigOR2) und ein Duftstoff-bindendes Protein (LmigOBP1) haben in den Neuronen und Zubehör Zellen, bzw. in die Sensillen Basiconica von der Palpen lokalisiert wurden. Einzelne Sensillum Aufnahme (SSR) dient zur Erfassung der Antworten der Geruchsstoff Rezeptor Neuronen, ist eine effektive Methode für das screening von aktiven Liganden auf bestimmten Geruchsstoff Rezeptoren. SSR wird in funktionelle Studien der Geruchsstoff Rezeptoren in spürbare Sensillen verwendet. Die Struktur der die Sensillen Basiconica befindet sich auf der Kuppel der Palpen unterscheidet sich etwas von der Struktur von denen auf den Antennen. Daher kann bei der Durchführung eines SSR, hervorgerufen durch Geruchsstoffe einige spezifische Beratung für optimale Ergebnisse hilfreich sein. In diesem Papier wird eine detaillierte und hochwirksame Protokoll für ein SSR von Insekten spürbare Sensillen Basiconica eingeführt.

Zwei Sensillen Subtypen (pb1 und pb2) auf die Heuschrecke maxillaris spürbare werden identifiziert basierend auf andere Antwort Dynamik chemischer Geruchsstoffe (10 % 1-Nonanol und 10 % Nonanoic Säure). Die Nervenzellen im pb1 produzieren deutlich mehr Spitzen, 1-Nonanol als Nonanoic Säure während der Neuronen in pb2 deutlich weniger durch 1-Nonanol verglichen mit Nonanoic Säure (Abbildung 4) aktiviert sind. Hexanal und E-2-Hexenal kann eine Heuschrecke spürbare Reaktion (POR)26öffnen hervorrufen. Hexanal ist ein reichlich Host grüne pflanzenblattes flüchtig, eine weitere Bestätigung bis zum Essen Quelle26beitragen können. Die Spikes löste in den Neuronen pb1 Letzte länger als die der pb2, wenn sie durch E-2-Hexenal (Abbildung 4) stimuliert werden. Die Nervenzellen im pb1 und pb2 weisen ähnlich robuste Antworten auf hexanal (Abbildung 4). Vergleicht man die mittlere Änderungen alle Spitzen zwischen den Perioden 5 s vor und 5 s nach die Stimulation gibt an, dass die Antwort auf 1-Nonanol deutlich höher als in Nonanoic Säure in pb1, aber im Gegensatz dazu in pb2 ist (Abbildung 5). Die Neuronen in diesen zwei Subtypen von Sensillen Dosis-Abhängigkeit auf E-2-Hexenal und hexanal reagieren und ihre Reaktionsmuster auf diese beiden Aldehyde unterscheiden (Abb. 6A und 6 b).
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57863/57863fig1.jpg"> Abbildung 1: Elektrode Vorbereitung. (A) dieses Panel zeigt eine allgemeine Ansicht der Elektrode schärfen Vorrichtung. Die Spritze mit 10 % NaNO2 (links) wird verwendet, um die Elektrode (rechts) zu schärfen. (B) dieses Panel zeigt eine Nahaufnahme der Elektrodenspitze (a: geeignet; b: ungeeignet). <a href="/files/ftp_upload/57863/57863fig1large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57863/57863fig2.jpg"> Abbildung 2: Heuschrecke maxillaris spürbare Halter (MPH). (A) die km/h und eine Heuschrecke auf dem Objektträger vor der Positionierung es unter dem Mikroskop montiert sind. (B) dieses Panel zeigt eine Nahaufnahme von der Heuschrecke maxillaris spürbare, festgesetzten wolframdraht auf der Plattform. <a href="/files/ftp_upload/57863/57863fig2large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57863/57863fig3.jpg"> Abbildung 3. Einzelne Aufnahmen Sensillum. (A) dieses Panel zeigt einen Blick auf die Elektrophysiologie-Setup. (B) dieses Panel zeigt eine Nahaufnahme der Locust-Vorbereitung auf das Mikroskop montiert. (C) dieses Bild zeigt die Heuschrecke maxillaris spürbare bei 100 X Vergrößerung. (D) dieses Bild zeigt die spürbare bei 500 X Vergrößerung. Der Pfeil zeigt einen Sensillum Basiconic. <a href="/files/ftp_upload/57863/57863fig3large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57863/57863fig4.jpg"> Abbildung 4. Antwort Spuren von einzelnen Sensillum Aufnahmen von der Heuschrecke maxillaris spürbare. In diesem Fenster steht pb1 für Subtyp 1 spürbare Sensillen Basiconica; PB2 steht für Subtyp 2 der spürbare Sensillen Basiconica. Die Balken über die Spuren zeigen die Impuls-Dauer (1 s). Für diese Aufnahmen werden alle Gerüche bei 10 % Verdünnungen mit Ausnahme der E-2-Hexenal und hexanal, verwendet, die bis zu 1 % verdünnt werden. Diese Zahl wurde von Zhang Et Al. modifiziert 26. <a href="/files/ftp_upload/57863/57863fig4large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57863/57863fig5v2.jpg"> Abbildung 5. Vergleich der mittleren Anzahl von Spitzen in den Neuronen im pb1 und pb2 angeregt durch Nonanoic Säure und 1-Nonanol. Die mittlere Anzahl der Spikes werden in den Perioden 5 s vor und nach der Stimulation berechnet. In pb1, erhöhen die mittleren Zahlen der Spikes in den Neuronen reagieren auf 1-Nonanol deutlich höher als die der Spikes in Neuronen reagieren auf Nonanoic Säure (n = 11 Palpen; ANOVA mit post Hoc t-Tests; p < 0,0001), im Gegensatz zu pb2 (n = 10 Palpen; ANOVA mit post Hoc t-Tests; p = 0.0110). Die Fehlerbalken stellt SEM Diese Zahl wurde von Zhang Et Al. modifiziert 26. <a href="/files/ftp_upload/57863/57863fig5v2large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.</a>
<img alt="Figure 6" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57863/57863fig6v3.jpg"> Abbildung 6. Die Muster der Neuronen im pb1 und pb2 reagiert Dosis-Abhängigkeit zu E-2-Hexenal und hexanal. (A) dieses Panel zeigt die Muster der Neuronen in pb1 (± SEM; n = 12 Palpen). (B) dieses Panel zeigt die Muster der Neuronen in pb2 (± SEM; n = 10 Palpen). Diese Zahl wurde von Zhang Et Al. modifiziert 26. <a href="/files/ftp_upload/57863/57863fig6large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.</a>

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Single Sensillum Recordings for Locust Palp Sensilla Basiconica

Dieses Whitepaper beschreibt eine detaillierte und hochwirksame Protokoll für einzelne Sensillum Aufnahmen aus den Sensillen Basiconica auf die Palpen Insekt Mundwerkzeuge.

Einzelne Sensillum Aufnahmen für Locust spürbare Sensillen Basiconica

The palps of locust mouthparts are considered to be conventional gustatory organs that play an important role in a locust&#39;s food selection, especially ...

single-sensillum-recordings-for-locust-palp-sensilla-basiconica

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Neuroscience

8.1K Aufrufe.  China Agricultural University. Dieses Whitepaper beschreibt eine detaillierte und hochwirksame Protokoll für einzelne Sensillum Aufnahmen aus den Sensillen Basiconica auf die Palpen Insekt Mundwerkzeuge.

Serie: Single Sensillum Recordings for Locust Palp Sensilla Basiconica

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed in sensory hairs called sensilla, which cover the surface of olfactory organs. The surface of each sensillum is covered with tiny pores, through which odorants pass and dissolve in a fluid called sensillum lymph, which bathes the sensory dendrites of the OSNs housed in a given sensillum. The OSN dendrites express odorant receptor (OR) proteins, which in insects function as odor-gated ion channels4, 5. The interaction of odorants with ORs either increases or decreases the basal firing rate of the OSN. This neuronal activity in the form of action potentials embodies the first representation of the quality, intensity, and temporal characteristics of the odorant6, 7.
Given the easy access to these sensory hairs, it is possible to perform extracellular recordings from single OSNs by introducing a recording electrode into the sensillum lymph, while the reference electrode is placed in the lymph of the eye or body of the insect. In Drosophila, sensilla house between one and four OSNs, but each OSN typically displays a characteristic spike amplitude. Spike sorting techniques make it possible to assign spiking responses to individual OSNs. This single sensillum recording (SSR) technique monitors the difference in potential between the sensillum lymph and the reference electrode as electrical spikes that are generated by the receptor activity on OSNs1, 2, 8. Changes in the number of spikes in response to the odorant represent the cellular basis of odor coding in insects. Here, we describe the preparation method currently used in our lab to perform SSR on Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae, and show representative traces induced by the odorants in a sensillum-specific manner.

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

Electrophysiological responses of olfactory sensory neurons to odorants can be measured in insects using single sensillum recordings. In this video article we will demonstrate how to perform single sensillum recordings in the antennae of the vinegar fly (Drosophila melanogaster) and the maxillary palps of the malaria mosquito (Anopheles gambiae).

Einzel Sensillum Recordings in der Insekten Drosophila melanogaster Und Anopheles gambiae</em

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed ...

Forschung

Neurowissenschaften

Single-unit In vivo Recordings from the Optic Chiasm of Rat

Information about the visual world is transmitted to the brain in sequences of action potentials in retinal ganglion cell axons that make up the optic nerve. In vivo recordings of ganglion cell spike trains in several animal models have revealed much of what is known about how the early visual system processes and encodes visual information. However, such recordings have been rare in one of the most common animal models, the rat, possibly owing to difficulty in detecting spikes fired by small diameter axons. The many retinal disease models involving rats motivate a need for characterizing the functional properties of ganglion cells without disturbing the eye, as with intraocular or in vitro recordings. Here, we demonstrate a method for recording ganglion cell spike trains from the optic chiasm of the anesthetized rat. We first show how to fabricate tungsten-in-glass electrodes that can pick up electrical activity from single ganglion cell axons in rat. The electrodes outperform all commercial ones that we have tried. We then illustrate our custom-designed stereotaxic system for in vivo visual neurophysiology experiments and our procedures for animal preparation and reliable and stable electrode placement in the optic chiasm.

Single-unit In vivo Recordings from the Optic Chiasm of Rat

Retinal ganglion cells transmit visual information from the eye to the brain with sequences of action potentials. Here, we demonstrate how to record the action potentials of single ganglion cells in vivo from anesthetized rats.

Single-Einheit In-vivo- Aufnahmen aus dem Chiasma der Rat

Information about the visual world is transmitted to the brain in sequences of action potentials in retinal ganglion cell axons that make up the optic ...

Electrophysiology of Scorpion Peg Sensilla

We describe a modification of an existing tip-recording technique1,2 for electrophysiologically investigating short, peg-like sensory sensilla3,4. On the mid-ventral surface of all scorpions are two appendages called pectines, which have dense fields of mechano- and chemosensory peg sensilla5,6. One method for assessing chemoresponsiveness of these sensilla uses a tungsten electrode for extracellularly recording neural activity within a sensillum as a volatile odorant is introduced to the sensory field5,7. The limitations of this method include slow data collection and uncontrolled stimulant introduction to, and removal from, the peg field. To overcome these limitations, we developed a new tip-recording technique that uses nonpolar mineral oil as a medium through which to deliver water-based tastants to individual peg sensilla8,9. We have successfully applied this method to obtain sensillar chemoresponses to citric acid, ethanol, and salt. Here we describe the experimental protocol for such a study9. We think this new method may be useful for studying the response properties of other arthropod chemosensory systems, including those of insects10, 11 and crustaceans12.

This article describes an electrophysiological method for isolating chemical stimulation to individual sensilla via extracellular, tip-recordings under mineral oil.

Elektrophysiologie des Scorpion Peg Sensillen

We describe a modification of an existing tip-recording technique1,2 for electrophysiologically investigating short, peg-like sensory sensilla3,4. On the ...

Single Drosophila Ommatidium Dissection and Imaging

The fruit fly Drosophila melanogaster has made invaluable contributions to neuroscience research and has been used widely as a model for neurodegenerative diseases because of its powerful genetics1. The fly eye in particular has been the organ of choice for neurodegeneration research, being the most accessible and life-dispensable part of the Drosophila nervous system. However the major caveat of intact eyes is the difficulty, because of the intense autofluorescence of the pigment, in imaging intracellular events, such as autophagy dynamics2, which are paramount to understanding of neurodegeneration.
We have recently used the dissection and culture of single ommatidia3 that has been essential for our understanding of autophagic dysfunctions in a fly model of Dentatorubro-Pallidoluysian Atrophy (DRPLA)3, 4.
We now report a comprehensive description of this technique (Fig. 1), adapted from electrophysiological studies5, which is likely to expand dramatically the possibility of fly models for neurodegeneration. This method can be adapted to image live subcellular events and to monitor effective drug administration onto photoreceptor cells (Fig. 2). If used in combination with mosaic techniques6-8, the responses of genetically different cells can be assayed in parallel (Fig. 2).

Single Drosophila Ommatidium Dissection and Imaging

The limiting factor in the use of the adult Drosophila eye to study neurodegeneration and cell biology is the difficult imaging of intracellular processes. We describe the dissection of single ommatidia to generate a bona-fide primary neuronal cell culture, which can be subject to drug treatment and advanced imaging.

Single Drosophila Ommatidium Dissection und Imaging

The fruit fly Drosophila melanogaster has made invaluable contributions to neuroscience research and has been used widely as a model for neurodegenerative ...

Multi-unit Recording Methods to Characterize Neural Activity in the Locust (Schistocerca Americana) Olfactory Circuits

Detection and interpretation of olfactory cues are critical for the survival of many organisms. Remarkably, species across phyla have strikingly similar olfactory systems suggesting that the biological approach to chemical sensing has been optimized over evolutionary time1. In the insect olfactory system, odorants are transduced by olfactory receptor neurons (ORN) in the antenna, which convert chemical stimuli into trains of action potentials. Sensory input from the ORNs is then relayed to the antennal lobe (AL; a structure analogous to the vertebrate olfactory bulb). In the AL, neural representations for odors take the form of spatiotemporal firing patterns distributed across ensembles of principal neurons (PNs; also referred to as projection neurons)2,3. The AL output is subsequently processed by Kenyon cells (KCs) in the downstream mushroom body (MB), a structure associated with olfactory memory and learning4,5. Here, we present electrophysiological recording techniques to monitor odor-evoked neural responses in these olfactory circuits.
First, we present a single sensillum recording method to study odor-evoked responses at the level of populations of ORNs6,7. We discuss the use of saline filled sharpened glass pipettes as electrodes to extracellularly monitor ORN responses. Next, we present a method to extracellularly monitor PN responses using a commercial 16-channel electrode3. A similar approach using a custom-made 8-channel twisted wire tetrode is demonstrated for Kenyon cell recordings8. We provide details of our experimental setup and present representative recording traces for each of these techniques.

Multi-unit Recording Methods to Characterize Neural Activity in the Locust Schistocerca Americana Olfactory Circuits

We demonstrate variations of the extracellular multi-unit recording technique to characterize odor-evoked responses in the first three stages of the invertebrate olfactory pathway. These techniques can easily be adapted to examine ensemble activity in other neural systems as well.

Multi-unit Recording Methoden zur neuronalen Aktivität in der Locust Charakterisieren (<em&gt; Schistocerca Americana</em&gt;) Olfaktorische Circuits

Detection and interpretation of olfactory cues are critical for the survival  of many organisms. Remarkably, species across phyla have strikingly similar ...

A Procedure for Implanting Organized Arrays of Microwires for Single-unit Recordings in Awake, Behaving Animals

In vivo electrophysiological recordings in the awake, behaving animal provide a powerful method for understanding neural signaling at the single-cell level. The technique allows experimenters to examine temporally and regionally specific firing patterns in order to correlate recorded action potentials with ongoing behavior. Moreover, single-unit recordings can be combined with a plethora of other techniques in order to produce comprehensive explanations of neural function. In this article, we describe the anesthesia and preparation for microwire implantation. Subsequently, we enumerate the necessary equipment and surgical steps to accurately insert a microwire array into a target structure. Lastly, we briefly describe the equipment used to record from each individual electrode in the array. The fixed microwire arrays described are well-suited for chronic implantation and allow for longitudinal recordings of neural data in almost any behavioral preparation. We discuss tracing electrode tracks to triangulate microwire positions as well as ways to combine microwire implantation with immunohistochemical techniques in order to increase the anatomical specificity of recorded results.

Implanting organized arrays of microwires for use in single-unit electrophysiological recordings presents a number of technical challenges.&#160;Methods for performing this technique and the equipment necessary are described.&#160;Also, the beneficial use of organized microwire arrays to record from distinct neural subregions with high spatial selectivity is discussed.

Ein Verfahren für die Implantation von Mikrodrähte Organisierte Arrays für Einzel-Einheit Recordings in Awake, Behaving Tiere

In vivo electrophysiological recordings in the awake, behaving animal provide a powerful method for understanding neural signaling at the single-cell ...

Electrophysiological Recording From Drosophila Labellar Taste Sensilla

The peripheral taste response of insects can be powerfully investigated with electrophysiological techniques. The method described here allows the researcher to measure gustatory responses directly and quantitatively, reflecting the sensory input that the insect nervous system receives from taste stimuli in its environment. This protocol outlines all key steps in performing this technique. The critical steps in assembling an electrophysiology rig, such as selection of necessary equipment and a suitable environment for recording, are delineated. We also describe how to prepare for recording by making appropriate reference and recording electrodes, and tastant solutions. We describe in detail the method used for preparing the insect by insertion of a glass reference electrode into the fly in order to immobilize the proboscis. We show traces of the electrical impulses fired by taste neurons in response to a sugar and a bitter compound. Aspects of the protocol are technically challenging and we include an extensive description of some common technical challenges that may be encountered, such as lack of signal or excessive noise in the system, and potential solutions. The technique has limitations, such as the inability to deliver temporally complex stimuli, observe background firing immediately prior to stimulus delivery, or use water-insoluble taste compounds conveniently. Despite these limitations, this technique (including minor variations referenced in the protocol) is a standard, broadly accepted procedure for recording Drosophila neuronal responses to taste compounds.

Electrophysiological Recording From Drosophila Labellar Taste Sensilla

This protocol describes extracellular recording of the action potential responses fired by labellar taste neurons in Drosophila.

Elektrophysiologische Aufnehmen von<em&gt; Drosophila</em&gt; Labellar Geschmack Sensillen

The peripheral taste response of insects can be powerfully investigated with electrophysiological techniques. The method described here allows the ...

Paired Whole Cell Recordings in Organotypic Hippocampal Slices

Pair recordings involve simultaneous whole cell patch clamp recordings from two synaptically connected neurons, enabling not only direct electrophysiological characterization of the synaptic connections between individual neurons, but also pharmacological manipulation of either the presynaptic or the postsynaptic neuron. When carried out in organotypic hippocampal slice cultures, the probability that two neurons are synaptically connected is significantly increased. This preparation readily enables identification of cell types, and the neurons maintain their morphology and properties of synaptic function similar to that in native brain tissue. A major advantage of paired whole cell recordings is the highly precise information it can provide on the properties of synaptic transmission and plasticity that are not possible with other more crude techniques utilizing extracellular axonal stimulation. Paired whole cell recordings are often perceived as too challenging to perform. While there are challenging aspects to this technique, paired recordings can be performed by anyone trained in whole cell patch clamping provided specific hardware and methodological criteria are followed. The probability of attaining synaptically connected paired recordings significantly increases with healthy organotypic slices and stable micromanipulation allowing independent attainment of pre- and postsynaptic whole cell recordings. While CA3-CA3 pyramidal cell pairs are most widely used in the organotypic slice hippocampal preparation, this technique has also been successful in CA3-CA1 pairs and can be adapted to any neurons that are synaptically connected in the same slice preparation. In this manuscript we provide the detailed methodology and requirements for establishing this technique in any laboratory equipped for electrophysiology.

Pair recordings are simultaneous whole cell patch clamp recordings from two synaptically connected neurons, enabling precise electrophysiological and pharmacological characterization of the synapses between individual neurons. Here we describe the detailed methodology and requirements for establishing this technique in organotypic hippocampal slice cultures in any laboratory equipped for electrophysiology.

Gepaart ganze Zelle Recordings in Organotypische Hippocampus

Pair recordings involve simultaneous whole cell patch clamp recordings from two synaptically connected neurons, enabling not only direct ...

Using Single Sensillum Recording to Detect Olfactory Neuron Responses of Bed Bugs to Semiochemicals

The insect olfactory system plays an important role in detecting semiochemicals in the environment. In particular, the antennal sensilla which house single or multiple neurons inside, are considered to make the major contribution in responding to the chemical stimuli. By directly recording action potential in the olfactory sensillum after exposure to stimuli, single sensillum recording (SSR) technique provides a powerful approach for investigating the neural responses of insects to chemical stimuli. For the bed bug, which is a notorious human parasite, multiple types of olfactory sensillum have been characterized. In this study, we demonstrated neural responses of bed bug olfactory sensilla to two chemical stimuli and the dose-dependent responses to one of them using the SSR method. This approach enables researchers to conduct early screening for individual chemical stimuli on the bed bug olfactory sensilla, which would provide valuable information for the development of new bed bug attractants or repellents and benefits the bed bug control efforts.

Bed bugs rely on olfactory receptor neurons housed in their antennal olfactory sensilla to detect semiochemicals in the environment. Utilizing single sensillum recording, we demonstrate a method to evaluate bed bug response to semiochemicals and explore the coding process involved.

Verwenden von Einzel Sensillum Aufnahme auf Riech Neuron Antworten von Bed Bugs zu Semiochemicals Detect

The insect olfactory system plays an important role in detecting semiochemicals in the environment. In particular, the antennal sensilla which house ...

Localization of Odorant Receptor Genes in Locust Antennae by RNA In Situ Hybridization

Insects have evolved sophisticated olfactory reception systems to sense exogenous chemical signals. These chemical signals are transduced by Olfactory Receptor Neurons (ORNs) housed in hair-like structures, called chemosensilla, of the antennae. On the ORNs&#39; membranes, Odorant Receptors (ORs) are believed to be involved in odor coding. Thus, being able to identify genes localized to the ORNs is necessary to recognize OR genes, and provides a fundamental basis for further functional in situ studies. The RNA expression levels of specific ORs in insect antennae are very low, and preserving insect tissue for histology is challenging. Thus, it is difficult to localize an OR to a specific type of sensilla using RNA in situ hybridization. In this paper, a detailed and highly effective RNA in situ hybridization protocol particularly for lowly expressed OR genes of insects, is introduced. In addition, a specific OR gene was identified by conducting double-color fluorescent in situ hybridization experiments using a co-expressing receptor gene, Orco, as a marker.

Localization of Odorant Receptor Genes in Locust Antennae by RNA In Situ Hybridization

This paper describes a detailed and highly effective RNA in situ hybridization protocol particularly for low-level expressed Odorant Receptor (OR) genes, as well as other genes, in insect antennae using digoxigenin (DIG)-labeled or biotin-labeled probes.

Lokalisierung von Odorant-Rezeptor-Genen in Locust-Antennen durch RNA<em&gt; In Situ</em&gt; Hybridisierung

Insects have evolved sophisticated olfactory reception systems to sense exogenous chemical signals. These chemical signals are transduced by Olfactory ...