עבודה זו נתמך על ידי מענק של נבחרת מדעי הטבע קרן של סין (No.31472037). כל אזכור של שמות מסחריים או מוצרים מסחריים במאמר זה היא אך ורק לצורך אספקת מידע ספציפי, לא משתמע המלצה.

1. הכנת כלי נגינה, חרק
<ol><li>
הכנת טונגסטן אלקטרודות ופתרונות גירויים
	<ol>
<li>תקן חדש תיל טונגסטן (קוטר של 0.125 מ מ, אורך 75 מ מ) לתוך micromanipulator, לחדד את זה ב- 10% (w/v) נתרן חנקיתי (ננו2) הפתרון של מזרק 10 V המסופקים על ידי ספק כוח של 1 דקות תחת stereomicroscope (40 X הגדלה).</li>
		<li>טובלים את החוט טונגסטן מחודדים שוב ושוב לתוך הפתרון2 ננו 10%, כ- 4 מ מ- 5 V ב- < 1דקות (איור 1 א').</li>
		<li>לבחון את הקוטר של קצה טונגסטן מחודדים לעתים קרובות תחת stereomicroscope עד שזה מספיק בסדר כדי לחדור את הקוטיקולה של sensillum חוש הריח משוש (איור 1B) ארבה.</li>
		<li>הכינו את הפתרונות הגירוי. לדלל את כל החומר גירוי כימי בתוך שמן מינרלי. למהול 1-nonanol וחומצה nonanoic-דילולים 10%. לדלל E-2-hexenal ו- hexanal ב- 10-2, 10-3, 10-4ו- 10-5.</li>
		<li>להכין פסטר טורפדו נושאת הגירויים: להוסיף רצועות נייר סינון (באורך של 2 ס מ, ברוחב של 0.5 ס מ) לתוך הצינורות פסטר, להוסיף רצועות נייר סינון הפתרונות גירוי מדולל (כל 10 µl) ולאחר מכן לחבר את הצינורות פסטר עם טיפים פיפטה (1 מ"ל).</li>
	</ol>
</li>
	<li>
להכין את החרק
	<ol>
<li>אחורי ארבה (Locusta migratoria) עם חיטה טרי שתילים בתנאים צפופים של הלחות היחסית של 60%, לטמפרטורה של 28-30 מעלות צלזיוס, וכן את photoperiod של 18:6 h (בהירה: כהה). לבחור 1 עד 3-בת 5th וחמישית locust ולהסיר מחושיהם במספריים בסדר כדי למנוע כל הפרעה בעת הקלטה.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
הכנת המחזיק משוש בלסת העליונה ארבה
	<ol>
<li>להשתמש שקופית מזכוכית (25 מ"מ x 75 מ"מ) כבסיס של המחזיק משוש בלסת העליונה (קמ"ש). להצמיד פיסת פלסטיק (1 מ מ גובה, 10 מ מ רוחב, 35 מ מ אורך) לפינה של השקופית זכוכית עם דבק דו צדדי, ואין סוף סוף לתקן את כיסוי זכוכית (18 מ מ x 18 מ"מ) על גבי פיסת פלסטיק עם דבק דו צדדי. מניחים חתיכה קטנה של נייר דבק גומי אדום לתוך הזכוכית המכסה כשכבה החלקה. את פיסת פלסטיק וזכוכית כיסוי מהווים פלטפורמה משוש המדומה. הגובה של פלטפורמת הוא כ- 1.5 מ מ.</li>
		<li>התקנת חוט טונגסטן (קוטר של 0.125 מ מ, אורך 36 מ מ) במרחק של 1.5 מ מ מקביל הבתוך קצה של הפלטפורמה. לתקן את שני הקצוות של הכבל אל הרציף עם דבק דו צדדי.</li>
	</ol>
</li>
</ol>2. הכנת קאלאמרי בלסת העליונה ארבה
<ol><li>לחצי שפופרת צנטרפוגה (1.5 מ"ל) אנכית, לחתוך את החלק התחתון. מקם את השיטה המדומה לתוך הצינור מוכן. להשאיר את האזור הגחון ואת ראש העץ חשוף. לתקן את מכלול לשקופית זכוכית עם סרט דביק דו-צדדי (איור 2 א).</li>
	<li>משוך את משוש נכון בלסת העליונה על הפלטפורמה.</li>
	<li>סיכנה את החוט טונגסטן קטע רביעי של משוש. במקום מרק דבק על כל צד של הכבל טונגסטן, בערך 2 מ מ משוש בלסת העליונה (איור 2A ו- 2B).</li>
</ol>3. יחידה Sensillum הקלטות
<ol><li>מקום הכנת משוש בלסת העליונה locust תחת מיקרוסקופ בהגדלה גדולה נמוך (100 X). התאם את המיקום של ההכנה עד הוא בניצב האלקטרודה הקלטה (איור 3 א).</li>
	<li>הכנס האלקטרודה הפניה (אלקטרודה טונגסטן) לתוך העין המדומה באמצעות של micromanipulator. להעביר האלקטרודה הקלטה (אלקטרודה טונגסטן) קרוב משוש בלסת העליונה עם micromanipulator (איור 3B ו- 3 C).</li>
	<li>להתאים את המכשיר מסירה ריח כ-1 ס מ מ משוש בלסת העליונה (איור 3B).</li>
	<li>פתח את תוכנת הקלטה אוטומטית ספייק 32. הגדר את פרמטרי הקלטה כדלקמן: קנה המידה של הקלטה על 500 µV; החיתוך גבוה של המסנן על 300 הרץ, החיתוך נמוך ב- 200 הרץ; את pretrigger על 10 s.</li>
	<li>להתחבר האלקטרודה הקלטה 10 x מגבר ac/DC אוניברסליים.</li>
	<li>לעבור המיקרוסקופ בהגדלה גדולה (500 X). הוספת האלקטרודה הקלטה לתוך הבסיס של sensillum basiconic על משוש בלסת העליונה, בעדינות לכוון האלקטרודה הקלטה להשיג טוב ספונטני קוצים (דמות תלת-ממד).</li>
	<li>פתוח הבקר גירוי לספק זרם אוויר רציפה ב- 20 מ ל/ש לקבוע את הזמן גירוי לאותות 1 ס' רשומה עבור 10 s, מתחיל 10 s לפני התחלתה של הדופק הגירוי.</li>
	<li>השתמש מגבר ac/DC אוניברסליים 10 x כדי להגביר את האותות. להאכיל את האותות לתוך IDAC 4. לנתח את האותות בתוכנת ה-32 ספייק אוטומטית. AC אותות הם הלהקה לעבור סינון בין 200 ל 300 הרץ. שימוש אוטומטי ספייק 32 לבידול שיא-אל-שוקת amplitudes קולות. לחשב את התגובות של הנוירונים כמו העליות בתדרים פוטנציאל הפעולה (קוצים לשניה) על התדרים ספונטנית. לבצע ניתוח סטטיסטי באמצעות מנסרה GraphPad 7.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Carey, A. F., Carlson, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Insect+olfaction+from+model+systems+to+disease+control.">Insect olfaction from model systems to disease control.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 108 (32), 12987-12995 (2011).</li><li>Leal, W. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Odorant+reception+in+insects:+roles+of+receptors,+binding+proteins,+and+degrading+enzymes.">Odorant reception in insects: roles of receptors, binding proteins, and degrading enzymes.</a> Annual Review of Entomology. 58, 373-391 (2013).</li><li>Zhang, J., Walker, W. B., Wang, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pheromone+reception+in+moths:+from+molecules+to+behaviors.">Pheromone reception in moths: from molecules to behaviors.</a> Progress in Molecular Biology and Translational Science. 130, 109-128 (2015).</li><li>Vosshall, L. B., Amrein, H., Morozov, P. S., Rzhetsky, A., Axel, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+spatial+map+of+olfactory+receptor+expression+in+the+Drosophila+antenna.">A spatial map of olfactory receptor expression in the Drosophila antenna.</a> Cell. 96 (5), 725-736 (1999).</li><li>Benton, R., Vannice, K. S., Gomez-Diaz, C., Vosshall, L. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Variant+ionotropic+glutamate+receptors+as+chemosensory+receptors+in+Drosophila.">Variant ionotropic glutamate receptors as chemosensory receptors in Drosophila.</a> Cell. 136 (1), 149-162 (2009).</li><li>Vosshall, L. B., Stocker, R. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Molecular+architecture+of+smell+and+taste+in+Drosophila.">Molecular architecture of smell and taste in Drosophila.</a> Annual Review of Neuroscience. 30, 505-533 (2007).</li><li>de Bruyne, M., Foster, K., Carlson, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Odor+coding+in+the+Drosophila+antenna.">Odor coding in the Drosophila antenna.</a> Neuron. 30, 537-552 (2001).</li><li>Roelofs, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sex+pheromone+production+and+perception+in+European+corn+borer+moths+is+determined+by+both+autosomal+and+sex-linked+genes.">Sex pheromone production and perception in European corn borer moths is determined by both autosomal and sex-linked genes.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 84 (21), 7585-7589 (1987).</li><li>Larsson, M. C., Leal, W. S., Hansson, B. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Olfactory+receptor+neurons+detecting+plant+odours+and+male+volatiles+in+Anomala+cuprea+beetles+(Coleoptera:+Scarabaeidae).">Olfactory receptor neurons detecting plant odours and male volatiles in Anomala cuprea beetles (Coleoptera: Scarabaeidae).</a> Journal of Insect Physiology. 47 (9), 1065-1076 (2001).</li><li>Zhang, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Molecular+basis+of+alarm+pheromone+detection+in+aphids.">Molecular basis of alarm pheromone detection in aphids.</a> Current Biology. 27 (1), 55-61 (2017).</li><li>Cui, X., Wu, C., Zhang, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electrophysiological+response+patterns+of+16+olfactory+neurons+from+the+trichoid+sensilla+to+odorant+from+fecal+volatiles+in+the+locust,+Locusta+migratoria+manilensis.">Electrophysiological response patterns of 16 olfactory neurons from the trichoid sensilla to odorant from fecal volatiles in the locust, Locusta migratoria manilensis.</a> Archives of Insect Biochemistry and Physiology. 77 (2), 45-57 (2011).</li><li>Sharma, K. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cuticular+hydrocarbon+pheromones+for+social+behavior+and+their+coding+in+the+ant+antenna.">Cuticular hydrocarbon pheromones for social behavior and their coding in the ant antenna.</a> Cell Reports. 12 (8), 1261-1271 (2015).</li><li>de Bruyne, M., Clyne, P. J., Carlson, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Odor+coding+in+a+model+olfactory+organ:+the+Drosophila+maxillary+palp.">Odor coding in a model olfactory organ: the Drosophila maxillary palp.</a> Journal of Neuroscience. 19 (11), 4520-4532 (1999).</li><li>Syed, Z., Leal, W. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Maxillary+palps+are+broad+spectrum+odorant+detectors+in+Culex+quinquefasciatus.">Maxillary palps are broad spectrum odorant detectors in Culex quinquefasciatus.</a> Chemical Senses. 32 (8), 727-738 (2007).</li><li>Lu, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Odor+coding+in+the+maxillary+palp+of+the+malaria+vector+mosquito+Anopheles+gambiae.">Odor coding in the maxillary palp of the malaria vector mosquito Anopheles gambiae.</a> Current Biology. 17 (18), 1533-1544 (2007).</li><li>Pellegrino, M., Nakagawa, T., Vosshall, L. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Single+sensillum+recordings+in+the+insects+Drosophila+melanogaster+and+Anopheles+gambiae.">Single sensillum recordings in the insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae.</a> Journal of Visualized Experiments. 36, e1725 (2010).</li><li>Grant, A. J., Wigton, B. E., Aghajanian, J. G., O'Connell, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electrophysiological+responses+of+receptor+neurons+in+mosquito+maxillary+palp+sensilla+to+carbon+dioxide.">Electrophysiological responses of receptor neurons in mosquito maxillary palp sensilla to carbon dioxide.</a> Journal of Comparative Physiology A. 177 (4), 389-396 (1995).</li><li>Blaney, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+ultrastructure+of+an+olfactory+sensillum+on+the+maxillary+palps+of+Locusta+migratoria+(L.).">The ultrastructure of an olfactory sensillum on the maxillary palps of Locusta migratoria (L.).</a> Cell and Tissue Research. 184 (3), 397-409 (1977).</li><li>Hassanali, A., Njagi, P. G. N., Bashir, M. O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chemical+ecology+of+locusts+and+related+acridids.">Chemical ecology of locusts and related acridids.</a> Annual Review of Entomology. 50, 223-245 (2005).</li><li>Chapman, R. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Contact+chemoreception+in+feeding+by+phytophagous+insects.">Contact chemoreception in feeding by phytophagous insects.</a> Annual Review of Entomology. 48, 455-484 (2003).</li><li>Chapman, R. F., Sword, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+importance+of+palpation+in+food+selection+by+a+polyphagous+grasshopper+(Orthoptera:+Acrididae).">The importance of palpation in food selection by a polyphagous grasshopper (Orthoptera: Acrididae).</a> Journal of Insect Behavior. 6, 79-91 (1993).</li><li>Winstanley, C., Blaney, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chemosensory+mechanisms+of+locusts+in+relation+to+feeding.">Chemosensory mechanisms of locusts in relation to feeding.</a> Entomologia Experimentalis et Applicata. 24, 750-758 (1978).</li><li>Blaney, W., Duckett, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+significance+of+palpation+by+the+maxillary+palps+of+Locusta+migratoria+(L.):+an+electrophysiological+and+behavioural+study.">The significance of palpation by the maxillary palps of Locusta migratoria (L.): an electrophysiological and behavioural study.</a> Journal of Experimental Biology. 63, 701-712 (1975).</li><li>Blaney, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electrophysiological+responses+of+the+terminal+sensilla+on+the+maxillary+palps+of+Locusta+migratoria+(L.)+to+some+electrolytes+and+non-electrolytes.">Electrophysiological responses of the terminal sensilla on the maxillary palps of Locusta migratoria (L.) to some electrolytes and non-electrolytes.</a> Journal of Experimental Biology. 60, 275-293 (1974).</li><li>Jin, X., Zhang, S., Zhang, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Expression+of+odorant-binding+and+chemosensory+proteins+and+spatial+map+of+chemosensilla+on+labial+palps+of+Locusta+migratoria+(Orthoptera:+Acrididae).">Expression of odorant-binding and chemosensory proteins and spatial map of chemosensilla on labial palps of Locusta migratoria (Orthoptera: Acrididae).</a> Anthropod Structure &amp; Development. 35 (1), 47-56 (2006).</li><li>Zhang, L., Li, H., Zhang, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Two+olfactory+pathways+to+detect+aldehydes+on+locust+mouthpart.">Two olfactory pathways to detect aldehydes on locust mouthpart.</a> International Journal of Biological Sciences. 13 (6), 759-771 (2017).</li><li>Dweck, H. K. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Olfactory+channels+associated+with+the+Drosophila+maxillary+palp+mediate+short-+and+long-range+attraction.">Olfactory channels associated with the Drosophila maxillary palp mediate short- and long-range attraction.</a> eLife. 5, e14925 (2016).</li><li>Bohbot, J. D., Sparks, J. T., Dickens, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+maxillary+palp+of+Aedes+aegypti,+a+model+of+multisensory+Integration.">The maxillary palp of Aedes aegypti, a model of multisensory Integration.</a> Insect Biochemistry and Molecular Biology. 48, 29-39 (2014).</li><li>Delventhal, R., Kiely, A., Carlson, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electrophysiological+recording+from+Drosophila+labellar+taste+sensilla.">Electrophysiological recording from Drosophila labellar taste sensilla.</a> Journal of Visualized Experiments. 84, e51355 (2014).</li><li>Ng, R., Lin, H. H., Wang, J. W., Su, C. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electrophysiological+recording+from+Drosophila+trichoid+sensilla+in+response+to+odorants+of+low+volatility.">Electrophysiological recording from Drosophila trichoid sensilla in response to odorants of low volatility.</a> Journal of Visualized Experiments. 125, e56147 (2017).</li><li>Syed, Z., Leal, W. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electrophysiological+measurements+from+a+moth+olfactory+system.">Electrophysiological measurements from a moth olfactory system.</a> Journal of Visualized Experiments. 49, e2489 (2011).</li><li>Saha, D., Leong, K., Katta, N., Raman, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Multi-unit+recording+methods+to+characterize+neural+activity+in+the+locust+(Schistocerca+Americana)+olfactory+circuits.">Multi-unit recording methods to characterize neural activity in the locust (Schistocerca Americana) olfactory circuits.</a> Journal of Visualized Experiments. 71, e50139 (2013).</li><li>Liu, F., Liu, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Using+single+sensillum+recording+to+detect+olfactory+neuron+responses+of+bed+bugs+to+semiochemicals.">Using single sensillum recording to detect olfactory neuron responses of bed bugs to semiochemicals.</a> Journal of Visualized Experiments. 107, e53337 (2016).</li></ol>

המחברים אין לחשוף.

חרקים מסתמכים על קאלאמרי לזהות ריחות האוכל, והאמינו קאלאמרי שלהם הם לשחק תפקיד חשוב היווצרות המינים13,27. קאלאמרי איברי חוש הריח פשוט, מקבלים תשומת לב גדלה והולכת ככל מודל אטרקטיבי עבור חקר neuromolecular רשתות chemosensation כבסיס28.
חרק labellar, ברית המועצות משוש בהצלחה בוצעו על דרוזופילה melanogaster, אנופלס gambiae כולכית quinquefasciatus13,14,15,16 , 17 . אבל רק לעתים נדירות דווח בצורה של16,מצגת וידאו29. לעומת זאת, נתוני וידאו על ברית המועצות antennal זמינים עבור דרוזופילה, העש orangeworm הטבור (Amyeloistransitella), Schistocerca Americanaפשפשיים (Cimex lectularius)16, 30 , 31 , 32 , 33.
ארבה משוש sensilla basiconica יש מבנה מיוחד השונה מזו של sensilla antennal המדומה, רבים sensilla חרקים אחרים. באמצעות השיטה המתוארת כאן, פוטנציאל פעולה שנוצרו על-ידי locust משוש sensilla basiconica תת pb1 ו- pb2 שהוקלטה היפלו (איור 4 , איור 5).
השלב הקריטי הוא החדירה של האלקטרודה הקלטה. האלקטרודה הקלטה צריך להיות מוכנס לתוך הבסיס של sensillum והוא מתקדם עד אותות טוב נרכשים. בנוסף, חשוב למנוע קריסה כאשר האלקטרודה הקלטה מוכנס לתוך הבסיס של sensillum הכיפה של משוש. כדי להשיג זאת, אנו להקים פלטפורמה כולל בעל משוש בלסת העליונה locust מיוחד (קמ"ש), נהגו לדחוס את הקטע הרביעי של משוש חוט טונגסטן. חזרות רבות של הליך זה מדגימים כי זה יעיל. בהתבסס על דפוסי תגובה של הנוירונים ב- sensilla כדי odorants מספר, בפעם הראשונה, זיהינו שני תתי סוגים של sensilla basiconica על משוש בלסת העליונה ארבה, כלומר pb1 ו- pb2.
המגבלה של הטכניקה המתוארים בפרסום זה היא כי זה יכול לשמש כדי להקליט חרקים גדולים (למשל, עש, חיפושיות, ארבה) זמן שלא לרשום חרקים קטנים (למשל, זבובים ויתושים), אשר יש פלטפורמות משלהם, טכניקות13,14,15,16,17. טכניקה זו היא משלימה לשיטות הקיימות.
לסיכום, פרוטוקול יעילים של הסובייטית מן basiconica sensilla משוש חרקים מתואר בפירוט. פרוטוקול זה יכול לספק חוקרים עם טכניקה שימושית במחקר של מנגנונים תאית המולקולריים של חרקים חוש הריח mouthpart. ניתן להשתמש בשיטה זו מקושרת עם גז כרומטוגרפיה לזיהוי טבעי ליגנדים electrophysiologically-פעיל בתמציות של מקורות מזון חיובית.

בעלי החיים התפתחו מגוון של איברים chemosensory חש סימנים כימיים אקסוגני. בחרקים, chemosensory האברים החשובים ביותר הם מחושיהם את קאלאמרי. על האיברים האלה, מספר סוגים של שערות chemosensory, שנקרא chemosensory sensilla, הם innervated על ידי נוירונים chemosensory (CSNs) בתוך השערות. CSNs ב chemosensory sensilla מזהה סימנים כימיים ספציפיים באמצעות אותות מן גירויים כימיים כדי פוטנציאל חשמלי לאחר מכן מועברים עד מערכות העצבים המרכזית1,2,3 .
CSNs אקספרס שונים chemosensory רצפטורים [למשל, odorant רצפטורים (ORs)], ionotropic רצפטורים (מס הכנסה), ואת הטעם רצפטורים (GRs) על הקרומים שלהם, אשר לקודד סימנים כימיים אקסוגני הקשורים עם סוגים שונים של chemosensation 45,,6. אפיון CSNs היא המפתח הבהרה של מנגנונים תאית ומולקולרית של חרקים chemoreception. עכשיו sensillum יחיד הקלטה (הסובייטית) היא טכניקה נפוץ עבור אפיון חרקים CSNs, sensilla antennal של חרקים רבים, כולל זבובים7, חיפושיות עש8,9, כנימות10, ארבה11, ו נמלים12. עם זאת, מחקרים מעטים החילו הסובייטית של חרקים קאלאמרי13,14,15,16,17, כי המבנים מסוים של sensilla שלהם הקלטה אלקטרופיזיולוגיות קשה18.
נחילי ארבה (חגבאים) לעיתים קרובות לגרום נזק רציני חיתוך והפסד כלכלי19. קאלאמרי הסברה יש תפקיד חשוב בבחירת מזון ארבה20,21,22,23,24. שני סוגי chemosensory sensilla נחקרות על ידי מיקרוסקופ אלקטרונים סריקה (SEM). בדרך כלל, chaetica 350 sensilla ו- 7-8 sensilla basiconica הם נצפו על כל כיפת קאלאמרי locust18. Sensilla chaetica הם sensilla הטעם המרגישות לא נדיף רמזים כימי, ואילו sensilla basiconica יש תפקיד חוש הריח, חש סימנים כימיים נדיפים.
על קאלאמרי המדומה, הקוטר של אדני שיער basiconica sensilla (ca. 12 מיקרומטר), גדולים הרבה יותר מאשר אלו של sensilla chaetica (ca. 8 מיקרומטר)18,25. קיר cuticular basiconica sensilla על קאלאמרי הוא הרבה יותר עבה מזה של antennal sensilla18. בנוסף, הכיפה של משוש יש בתכולת בתוך הקוטיקולה גמיש במיוחד. מאפיינים אלו אומר חדירה ועם microelectrode של הרכישה של אותות אלקטרופיזיולוגיות טוב הוא קשה יותר מאשר עבור antennal sensilla. בנייר זה, פרוטוקול הסובייטית מפורט ויעיל עבור locust משוש sensilla basiconica מוצג עם וידאו.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" style="width:1145px;" width="1145">
	<tbody>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:303px;">Tungsten wire</td>
			<td style="width:140px;">ADVENT</td>
			<td style="width:217px;">W559504</td>
			<td style="width:485px;">Used for making the electrode and fixing the palp</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">NaNO2</td>
			<td>Sigma-aldrich</td>
			<td>563218-25G</td>
			<td>Used for sharpening the tungsten wire</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">AC Power Supply</td>
			<td>Syntech</td>
			<td>A2-70</td>
			<td>Providing the voltage in sharpening the tungsten wire</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Stereoscope</td>
			<td>Motic</td>
			<td>SMZ-163</td>
			<td>Used for observing the sharpening of tungsten wire</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Microscope</td>
			<td>Olympus</td>
			<td>W-51</td>
			<td>Used for observing the sensilla on locust maxillary palp</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Intelligent Data Acquisition Controller</td>
			<td>Syntech</td>
			<td>IDAC-4</td>
			<td>Real-time on screen display of all signals before and during recording</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Stimulus controller</td>
			<td>Syntech</td>
			<td>CS-55</td>
			<td>Used for controlling the stimulus application</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Electronic micromanipulator</td>
			<td>C.M.D.T</td>
			<td>CFT-8301D</td>
			<td>Used for minor movement of the recording electrode</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Micromanipulator</td>
			<td>Narishige</td>
			<td>MN-151</td>
			<td>Used for minor movement of the reference electrode</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Speaker</td>
			<td>EDIFIER</td>
			<td>R101T06</td>
			<td>Connected with IDAC-4 and providing sound for the signal</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Magnetic base</td>
			<td>PDOK</td>
			<td>PD-101</td>
			<td>Used to hold the electrode, and stimulus delivery tube</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Vibration Isolation Table</td>
			<td>TianHe</td>
			<td>HAP-100-1208</td>
			<td>Used for isolating the vibration from the equipment</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Glass slide</td>
			<td>CITOGLAS</td>
			<td>ZBP-407</td>
			<td>Used for making the base for the MPH</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Blu-tack</td>
			<td>Bostik</td>
			<td>Blu-tack-45g</td>
			<td>Fixing the tungsten wire</td>
		</tr>
		<tr height="32">
			<td height="32" style="height:32px;">Pasteur tube</td>
			<td>YARE</td>
			<td>WITEG</td>
			<td>Placing the filter paper containing stimuli solutions</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

single sensillum recordings for locust palp sensilla basiconica

קאלאמרי של ארבה mouthparts נחשבים קונבנציונאלי איברים הטעם יש תפקיד חשוב בבחירת מזון של חגבים, במיוחד עבור זיהוי סימנים כימיים לא נדיף דרך chaetica sensilla (בעבר בשם sensilla מסוף או sensilla מצויץ). יש עכשיו הגדלת ראיות כי קאלאמרי אלה יש גם תפקיד חוש הריח. קולטן של odorant (LmigOR2) וחלבון מחייב odorant (LmigOBP1) הותאמו נוירונים, תאים אביזר, בהתאמה, ל- basiconica sensilla של קאלאמרי. Sensillum יחיד הקלטה (הסובייטית) משמש עבור הקלטת את התגובות של הנוירונים קולטן odorant, אשר היא שיטה יעילה לסינון ליגנדים פעיל על קולטנים ספציפיים odorant. הסובייטית משמשת במחקרים פונקציונלי של רצפטורים odorant sensilla משוש. מבנה basiconica sensilla ממוקם על הכיפה של קאלאמרי שונה במקצת מן המבנה של אלה על מחושיהם. לכן, בעת ביצוע של הסובייטית שהפיק odorants, עצה מסוים עשוי להיות שימושי להשגת תוצאות אופטימליות. בנייר זה, הוא הציג נוהל מפורט ויעיל עבור הסובייטית מן basiconica sensilla משוש חרקים.

שני sensilla יחוברו (pb1 ו- pb2) על משוש בלסת העליונה ארבה מזוהים על סמך התגובה שונה dynamics כדי odorants כימי (10% 1-nonanol ו- 10% חומצה nonanoic). הנוירונים ב- pb1 מייצרים קוצים יותר באופן משמעותי כדי 1-nonanol ליצירת חומצה nonanoic תוך הנוירונים ב- pb2, משמעותית שפחות מופעל על ידי 1-nonanol לעומת nonanoic חומצה (איור 4). Hexanal ו- E-2-Hexenal יכול לעורר משוש locust פתיחת התגובה (POR)26. Hexanal הוא המארח שופע צמח ירוק עלה נדיפים אשר עשוי לתרום אישור נוסף על מקור מזון26. קוצים elicited של הנוירונים pb1 אחרונה ארוכות מאלו של pb2 כאשר הם הם גירוי על ידי E-2-hexenal (איור 4). הנוירונים ב pb1 ו pb2 התערוכה באופן דומה חזקים התגובות hexanal (איור 4). השוואת השינויים אכזרי של קוצים כל בין ה-s תקופות 5 לפני 5 s לאחר הגירוי מציין בתגובה 1-nonanol הוא גבוה באופן משמעותי ליצירת חומצה nonanoic pb1, אך לעומת זאת pb2 (איור 5). הנוירונים באלה שני תתי סוגים של sensilla להגיב מינון-dependently E-2-hexenal, hexanal, דפוסי התגובה שלהם כדי aldehydes שני אלה שונים (איור 6A , 6B).
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57863/57863fig1.jpg"> איור 1. אלקטרודה הכנה- (א) לוח זה מראה גנרל תצוגה של מנגנון החידוד אלקטרודה. המזרק המכיל 10% NaNO2 (משמאל) משמש כדי לחדד את האלקטרודה (מימין). (B) לוח זה מציג מבט מקרוב של קצה אלקטרודה (ת מתאימים; ב': אינו מתאים). <a href="/files/ftp_upload/57863/57863fig1large.jpg" target="_blank">אנא לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של הדמות הזאת.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57863/57863fig2.jpg"> באיור 2. מחזיק משוש בלסת העליונה ארבה (קמ"ש). צפ ה (א) ועטלף הם רכובים על השקופית זכוכית לפני מיקום זה תחת המיקרוסקופ. (B) לוח זה מציג תקריב של משוש בלסת העליונה ארבה, לתקן על ידי טונגסטן תילים על הרציף. <a href="/files/ftp_upload/57863/57863fig2large.jpg" target="_blank">אנא לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של הדמות הזאת.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57863/57863fig3.jpg"> איור 3. יחיד הקלטות sensillum. (א) בלוח זה הופעות תצוגה של ההתקנה אלקטרופיזיולוגיה. (B) לוח זה מציג מבט מקרוב של הכנת locust רכוב על המיקרוסקופ. (ג) תמונה זו מציגה את משוש בלסת העליונה locust בהגדלה X 100. (יח) הדימוי הזה מראה את משוש בהגדלה X 500. החץ מצביע על sensillum basiconic. <a href="/files/ftp_upload/57863/57863fig3large.jpg" target="_blank">אנא לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של הדמות הזאת.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57863/57863fig4.jpg"> באיור 4. התגובה עקבות של הקלטות sensillum יחיד של משוש בלסת העליונה ארבה. בחלונית זו, pb1 מייצג סוג 1 של basiconica sensilla משוש; pb2 מייצג סוג 2 של basiconica sensilla משוש. פסי מעל העקבות מציינים את המשך הגירוי (1 s). עבור אלה הקלטות, ריחות כל משמשים ב- 10% דילולים חוץ E-2-hexenal, hexanal, אשר נמצאים מדולל 1%. איור זה שונה מג'אנג. et al. 26. <a href="/files/ftp_upload/57863/57863fig4large.jpg" target="_blank">אנא לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של הדמות הזאת.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57863/57863fig5v2.jpg"> איור 5. השוואה של מספרים רשע דוקרנים בנוירונים pb1 ו pb2 מגורה על ידי חומצה nonanoic ו- 1-nonanol- המספרים הממוצע של הקוצים מחושבים ב ה s תקופות 5 לפני ואחרי גירוי. ב- pb1, המספרים אכזרי של הקוצים בתוך הנוירונים מגיב 1-nonanol להגדיל באופן משמעותי גבוה יותר מאשר אלו של הקוצים בנוירונים להגיב nonanoic חומצה (n = 11 קאלאמרי; אנובה עם t פוסט הוק -בדיקות; p < 0.0001), בניגוד pb2 (n = 10 קאלאמרי; אנובה עם t פוסט הוק -בדיקות; p = 0.0110). הבר שגיאה מייצג ב- SEM. איור זה שונה מג'אנג. et al. 26. <a href="/files/ftp_upload/57863/57863fig5v2large.jpg" target="_blank">אנא לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של הדמות הזאת.</a>
<img alt="Figure 6" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57863/57863fig6v3.jpg"> איור 6. הדפוסים של נוירונים ב pb1 ו pb2 להגיב מינון-dependently E-2-hexenal, hexanal. (א) לוח זה מראה את הדפוסים של הנוירונים ב- pb1 (± SEM; n = קאלאמרי 12). (B) לוח זה מראה את הדפוסים של הנוירונים ב- pb2 (± SEM; n = 10 קאלאמרי). איור זה שונה מג'אנג. et al. 26. <a href="/files/ftp_upload/57863/57863fig6large.jpg" target="_blank">אנא לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של הדמות הזאת.</a>

Watch this Scientific Journal Video about Single Sensillum Recordings for Locust Palp Sensilla Basiconica at JoVE.com

Single Sensillum Recordings for Locust Palp Sensilla Basiconica

מאמר זה מתאר פרוטוקול מפורט ויעיל עבור הקלטות יחיד sensillum basiconica sensilla קאלאמרי של חרקים mouthparts.

Sensillum אחת ההקלטות של ארבה משוש Sensilla Basiconica

The palps of locust mouthparts are considered to be conventional gustatory organs that play an important role in a locust&#39;s food selection, especially ...

single-sensillum-recordings-for-locust-palp-sensilla-basiconica

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Neuroscience

8.1K Views.  China Agricultural University. מאמר זה מתאר פרוטוקול מפורט ויעיל עבור הקלטות יחיד sensillum basiconica sensilla קאלאמרי של חרקים mouthparts.

Video: Single Sensillum Recordings for Locust Palp Sensilla Basiconica

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed in sensory hairs called sensilla, which cover the surface of olfactory organs. The surface of each sensillum is covered with tiny pores, through which odorants pass and dissolve in a fluid called sensillum lymph, which bathes the sensory dendrites of the OSNs housed in a given sensillum. The OSN dendrites express odorant receptor (OR) proteins, which in insects function as odor-gated ion channels4, 5. The interaction of odorants with ORs either increases or decreases the basal firing rate of the OSN. This neuronal activity in the form of action potentials embodies the first representation of the quality, intensity, and temporal characteristics of the odorant6, 7.
Given the easy access to these sensory hairs, it is possible to perform extracellular recordings from single OSNs by introducing a recording electrode into the sensillum lymph, while the reference electrode is placed in the lymph of the eye or body of the insect. In Drosophila, sensilla house between one and four OSNs, but each OSN typically displays a characteristic spike amplitude. Spike sorting techniques make it possible to assign spiking responses to individual OSNs. This single sensillum recording (SSR) technique monitors the difference in potential between the sensillum lymph and the reference electrode as electrical spikes that are generated by the receptor activity on OSNs1, 2, 8. Changes in the number of spikes in response to the odorant represent the cellular basis of odor coding in insects. Here, we describe the preparation method currently used in our lab to perform SSR on Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae, and show representative traces induced by the odorants in a sensillum-specific manner.

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

Electrophysiological responses of olfactory sensory neurons to odorants can be measured in insects using single sensillum recordings. In this video article we will demonstrate how to perform single sensillum recordings in the antennae of the vinegar fly (Drosophila melanogaster) and the maxillary palps of the malaria mosquito (Anopheles gambiae).

Sensillum הקלטות סינגל חרקים תסיסנית melanogaster ו אנופלס gambiae</em

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed ...

Single-unit In vivo Recordings from the Optic Chiasm of Rat

Information about the visual world is transmitted to the brain in sequences of action potentials in retinal ganglion cell axons that make up the optic nerve. In vivo recordings of ganglion cell spike trains in several animal models have revealed much of what is known about how the early visual system processes and encodes visual information. However, such recordings have been rare in one of the most common animal models, the rat, possibly owing to difficulty in detecting spikes fired by small diameter axons. The many retinal disease models involving rats motivate a need for characterizing the functional properties of ganglion cells without disturbing the eye, as with intraocular or in vitro recordings. Here, we demonstrate a method for recording ganglion cell spike trains from the optic chiasm of the anesthetized rat. We first show how to fabricate tungsten-in-glass electrodes that can pick up electrical activity from single ganglion cell axons in rat. The electrodes outperform all commercial ones that we have tried. We then illustrate our custom-designed stereotaxic system for in vivo visual neurophysiology experiments and our procedures for animal preparation and reliable and stable electrode placement in the optic chiasm.

Single-unit In vivo Recordings from the Optic Chiasm of Rat

Retinal ganglion cells transmit visual information from the eye to the brain with sequences of action potentials. Here, we demonstrate how to record the action potentials of single ganglion cells in vivo from anesthetized rats.

יחידה יחידה ב-vivo הקלטות של התצלובת הראייה של עכברוש

Information about the visual world is transmitted to the brain in sequences of action potentials in retinal ganglion cell axons that make up the optic ...

Electrophysiology of Scorpion Peg Sensilla

We describe a modification of an existing tip-recording technique1,2 for electrophysiologically investigating short, peg-like sensory sensilla3,4. On the mid-ventral surface of all scorpions are two appendages called pectines, which have dense fields of mechano- and chemosensory peg sensilla5,6. One method for assessing chemoresponsiveness of these sensilla uses a tungsten electrode for extracellularly recording neural activity within a sensillum as a volatile odorant is introduced to the sensory field5,7. The limitations of this method include slow data collection and uncontrolled stimulant introduction to, and removal from, the peg field. To overcome these limitations, we developed a new tip-recording technique that uses nonpolar mineral oil as a medium through which to deliver water-based tastants to individual peg sensilla8,9. We have successfully applied this method to obtain sensillar chemoresponses to citric acid, ethanol, and salt. Here we describe the experimental protocol for such a study9. We think this new method may be useful for studying the response properties of other arthropod chemosensory systems, including those of insects10, 11 and crustaceans12.

This article describes an electrophysiological method for isolating chemical stimulation to individual sensilla via extracellular, tip-recordings under mineral oil.

Electrophysiology של העקרב פג Sensilla

We describe a modification of an existing tip-recording technique1,2 for electrophysiologically investigating short, peg-like sensory sensilla3,4. On the ...

Single Drosophila Ommatidium Dissection and Imaging

The fruit fly Drosophila melanogaster has made invaluable contributions to neuroscience research and has been used widely as a model for neurodegenerative diseases because of its powerful genetics1. The fly eye in particular has been the organ of choice for neurodegeneration research, being the most accessible and life-dispensable part of the Drosophila nervous system. However the major caveat of intact eyes is the difficulty, because of the intense autofluorescence of the pigment, in imaging intracellular events, such as autophagy dynamics2, which are paramount to understanding of neurodegeneration.
We have recently used the dissection and culture of single ommatidia3 that has been essential for our understanding of autophagic dysfunctions in a fly model of Dentatorubro-Pallidoluysian Atrophy (DRPLA)3, 4.
We now report a comprehensive description of this technique (Fig. 1), adapted from electrophysiological studies5, which is likely to expand dramatically the possibility of fly models for neurodegeneration. This method can be adapted to image live subcellular events and to monitor effective drug administration onto photoreceptor cells (Fig. 2). If used in combination with mosaic techniques6-8, the responses of genetically different cells can be assayed in parallel (Fig. 2).

Single Drosophila Ommatidium Dissection and Imaging

The limiting factor in the use of the adult Drosophila eye to study neurodegeneration and cell biology is the difficult imaging of intracellular processes. We describe the dissection of single ommatidia to generate a bona-fide primary neuronal cell culture, which can be subject to drug treatment and advanced imaging.

אחד תסיסנית אומטידיום Dissection והדמיה

The fruit fly Drosophila melanogaster has made invaluable contributions to neuroscience research and has been used widely as a model for neurodegenerative ...

Multi-unit Recording Methods to Characterize Neural Activity in the Locust (Schistocerca Americana) Olfactory Circuits

Detection and interpretation of olfactory cues are critical for the survival of many organisms. Remarkably, species across phyla have strikingly similar olfactory systems suggesting that the biological approach to chemical sensing has been optimized over evolutionary time1. In the insect olfactory system, odorants are transduced by olfactory receptor neurons (ORN) in the antenna, which convert chemical stimuli into trains of action potentials. Sensory input from the ORNs is then relayed to the antennal lobe (AL; a structure analogous to the vertebrate olfactory bulb). In the AL, neural representations for odors take the form of spatiotemporal firing patterns distributed across ensembles of principal neurons (PNs; also referred to as projection neurons)2,3. The AL output is subsequently processed by Kenyon cells (KCs) in the downstream mushroom body (MB), a structure associated with olfactory memory and learning4,5. Here, we present electrophysiological recording techniques to monitor odor-evoked neural responses in these olfactory circuits.
First, we present a single sensillum recording method to study odor-evoked responses at the level of populations of ORNs6,7. We discuss the use of saline filled sharpened glass pipettes as electrodes to extracellularly monitor ORN responses. Next, we present a method to extracellularly monitor PN responses using a commercial 16-channel electrode3. A similar approach using a custom-made 8-channel twisted wire tetrode is demonstrated for Kenyon cell recordings8. We provide details of our experimental setup and present representative recording traces for each of these techniques.

Multi-unit Recording Methods to Characterize Neural Activity in the Locust Schistocerca Americana Olfactory Circuits

We demonstrate variations of the extracellular multi-unit recording technique to characterize odor-evoked responses in the first three stages of the invertebrate olfactory pathway. These techniques can easily be adapted to examine ensemble activity in other neural systems as well.

שיטות הקלטה בעל מספר יחידות לאפיין את הפעילות עצבית בארבה (<em&gt; Schistocerca אמריקנה</em&gt;) מעגלי ריח

Detection and interpretation of olfactory cues are critical for the survival  of many organisms. Remarkably, species across phyla have strikingly similar ...

A Procedure for Implanting Organized Arrays of Microwires for Single-unit Recordings in Awake, Behaving Animals

In vivo electrophysiological recordings in the awake, behaving animal provide a powerful method for understanding neural signaling at the single-cell level. The technique allows experimenters to examine temporally and regionally specific firing patterns in order to correlate recorded action potentials with ongoing behavior. Moreover, single-unit recordings can be combined with a plethora of other techniques in order to produce comprehensive explanations of neural function. In this article, we describe the anesthesia and preparation for microwire implantation. Subsequently, we enumerate the necessary equipment and surgical steps to accurately insert a microwire array into a target structure. Lastly, we briefly describe the equipment used to record from each individual electrode in the array. The fixed microwire arrays described are well-suited for chronic implantation and allow for longitudinal recordings of neural data in almost any behavioral preparation. We discuss tracing electrode tracks to triangulate microwire positions as well as ways to combine microwire implantation with immunohistochemical techniques in order to increase the anatomical specificity of recorded results.

Implanting organized arrays of microwires for use in single-unit electrophysiological recordings presents a number of technical challenges.&#160;Methods for performing this technique and the equipment necessary are described.&#160;Also, the beneficial use of organized microwire arrays to record from distinct neural subregions with high spatial selectivity is discussed.

הליך השתלת מערכים מאורגנים של Microwires להקלטות יחידה אחת בAwake, מתנהגת בעלי חיים

In vivo electrophysiological recordings in the awake, behaving animal provide a powerful method for understanding neural signaling at the single-cell ...

Electrophysiological Recording From Drosophila Labellar Taste Sensilla

The peripheral taste response of insects can be powerfully investigated with electrophysiological techniques. The method described here allows the researcher to measure gustatory responses directly and quantitatively, reflecting the sensory input that the insect nervous system receives from taste stimuli in its environment. This protocol outlines all key steps in performing this technique. The critical steps in assembling an electrophysiology rig, such as selection of necessary equipment and a suitable environment for recording, are delineated. We also describe how to prepare for recording by making appropriate reference and recording electrodes, and tastant solutions. We describe in detail the method used for preparing the insect by insertion of a glass reference electrode into the fly in order to immobilize the proboscis. We show traces of the electrical impulses fired by taste neurons in response to a sugar and a bitter compound. Aspects of the protocol are technically challenging and we include an extensive description of some common technical challenges that may be encountered, such as lack of signal or excessive noise in the system, and potential solutions. The technique has limitations, such as the inability to deliver temporally complex stimuli, observe background firing immediately prior to stimulus delivery, or use water-insoluble taste compounds conveniently. Despite these limitations, this technique (including minor variations referenced in the protocol) is a standard, broadly accepted procedure for recording Drosophila neuronal responses to taste compounds.

Electrophysiological Recording From Drosophila Labellar Taste Sensilla

This protocol describes extracellular recording of the action potential responses fired by labellar taste neurons in Drosophila.

הקלטת אלקטרו מ<em&gt; דרוזופילה</em&gt; Labellar טעם Sensilla

The peripheral taste response of insects can be powerfully investigated with electrophysiological techniques. The method described here allows the ...

Paired Whole Cell Recordings in Organotypic Hippocampal Slices

Pair recordings involve simultaneous whole cell patch clamp recordings from two synaptically connected neurons, enabling not only direct electrophysiological characterization of the synaptic connections between individual neurons, but also pharmacological manipulation of either the presynaptic or the postsynaptic neuron. When carried out in organotypic hippocampal slice cultures, the probability that two neurons are synaptically connected is significantly increased. This preparation readily enables identification of cell types, and the neurons maintain their morphology and properties of synaptic function similar to that in native brain tissue. A major advantage of paired whole cell recordings is the highly precise information it can provide on the properties of synaptic transmission and plasticity that are not possible with other more crude techniques utilizing extracellular axonal stimulation. Paired whole cell recordings are often perceived as too challenging to perform. While there are challenging aspects to this technique, paired recordings can be performed by anyone trained in whole cell patch clamping provided specific hardware and methodological criteria are followed. The probability of attaining synaptically connected paired recordings significantly increases with healthy organotypic slices and stable micromanipulation allowing independent attainment of pre- and postsynaptic whole cell recordings. While CA3-CA3 pyramidal cell pairs are most widely used in the organotypic slice hippocampal preparation, this technique has also been successful in CA3-CA1 pairs and can be adapted to any neurons that are synaptically connected in the same slice preparation. In this manuscript we provide the detailed methodology and requirements for establishing this technique in any laboratory equipped for electrophysiology.

Pair recordings are simultaneous whole cell patch clamp recordings from two synaptically connected neurons, enabling precise electrophysiological and pharmacological characterization of the synapses between individual neurons. Here we describe the detailed methodology and requirements for establishing this technique in organotypic hippocampal slice cultures in any laboratory equipped for electrophysiology.

הקלטות תא כל לזווג בפרוסות בהיפוקמפוס Organotypic

Pair recordings involve simultaneous whole cell patch clamp recordings from two synaptically connected neurons, enabling not only direct ...

Using Single Sensillum Recording to Detect Olfactory Neuron Responses of Bed Bugs to Semiochemicals

The insect olfactory system plays an important role in detecting semiochemicals in the environment. In particular, the antennal sensilla which house single or multiple neurons inside, are considered to make the major contribution in responding to the chemical stimuli. By directly recording action potential in the olfactory sensillum after exposure to stimuli, single sensillum recording (SSR) technique provides a powerful approach for investigating the neural responses of insects to chemical stimuli. For the bed bug, which is a notorious human parasite, multiple types of olfactory sensillum have been characterized. In this study, we demonstrated neural responses of bed bug olfactory sensilla to two chemical stimuli and the dose-dependent responses to one of them using the SSR method. This approach enables researchers to conduct early screening for individual chemical stimuli on the bed bug olfactory sensilla, which would provide valuable information for the development of new bed bug attractants or repellents and benefits the bed bug control efforts.

Bed bugs rely on olfactory receptor neurons housed in their antennal olfactory sensilla to detect semiochemicals in the environment. Utilizing single sensillum recording, we demonstrate a method to evaluate bed bug response to semiochemicals and explore the coding process involved.

שימוש יחיד Sensillum הקלטה לזיהוי תגובות חוש הריח Neuron של באגס במיטה לSemiochemicals

The insect olfactory system plays an important role in detecting semiochemicals in the environment. In particular, the antennal sensilla which house ...

Localization of Odorant Receptor Genes in Locust Antennae by RNA In Situ Hybridization

Insects have evolved sophisticated olfactory reception systems to sense exogenous chemical signals. These chemical signals are transduced by Olfactory Receptor Neurons (ORNs) housed in hair-like structures, called chemosensilla, of the antennae. On the ORNs&#39; membranes, Odorant Receptors (ORs) are believed to be involved in odor coding. Thus, being able to identify genes localized to the ORNs is necessary to recognize OR genes, and provides a fundamental basis for further functional in situ studies. The RNA expression levels of specific ORs in insect antennae are very low, and preserving insect tissue for histology is challenging. Thus, it is difficult to localize an OR to a specific type of sensilla using RNA in situ hybridization. In this paper, a detailed and highly effective RNA in situ hybridization protocol particularly for lowly expressed OR genes of insects, is introduced. In addition, a specific OR gene was identified by conducting double-color fluorescent in situ hybridization experiments using a co-expressing receptor gene, Orco, as a marker.

Localization of Odorant Receptor Genes in Locust Antennae by RNA In Situ Hybridization

This paper describes a detailed and highly effective RNA in situ hybridization protocol particularly for low-level expressed Odorant Receptor (OR) genes, as well as other genes, in insect antennae using digoxigenin (DIG)-labeled or biotin-labeled probes.

לוקליזציה של גנים קולטן Odorant ב אנטנות ארבה על ידי RNA<em&gt; באתרו</em&gt; הכלאה

Insects have evolved sophisticated olfactory reception systems to sense exogenous chemical signals. These chemical signals are transduced by Olfactory ...