Trasformazione indotta dal mediatore dei fosfolipidi in colture tridimensionali

Il presente protocollo descrive la messa a punto di colture 3D "on top " di una linea cellulare epiteliale mammaria non trasformata, MCF10A, che è stata modificata per studiare la trasformazione indotta dal fattore attivante piastrinico (PAF). L'immunofluorescenza è stata utilizzata per valutare la trasformazione ed è discussa in dettaglio.

Diversi modelli sono stati sviluppati per studiare il cancro, come modelli di roditori e linee cellulari stabilite. Informazioni preziose sulla carcinogenesi sono state fornite da studi che utilizzano questi modelli. Le linee cellulari hanno fornito una comprensione della deregolazione della segnalazione molecolare associata alla tumorigenesi mammaria, mentre i modelli di roditori sono ampiamente utilizzati per studiare le caratteristiche cellulari e molecolari del cancro al seno in vivo. La creazione di colture 3D di cellule epiteliali e cancerose del seno aiuta a colmare il divario tra modelli in vivo e in vitro imitando le condizioni in vivo in vitro. Questo modello può essere utilizzato per comprendere la deregolazione di eventi di segnalazione molecolare complessi e le caratteristiche cellulari durante la carcinogenesi mammaria. Qui, un sistema di coltura 3D viene modificato per studiare una trasformazione indotta dal mediatore fosfolipidico (Fattore di attivazione piastrinica, PAF). Gli immunomodulatori e altre molecole secrete svolgono un ruolo importante nell'inizio e nella progressione del tumore nel seno. Nel presente studio, le colture acinose 3D di cellule epiteliali mammarie sono esposte a caratteristiche di trasformazione PAF come perdita di polarità e caratteristiche cellulari alterate. Questo sistema di coltura 3D aiuterà a far luce sulle perturbazioni genetiche e / o epigenetiche indotte da varie entità di piccole molecole nel microambiente tumorale. Inoltre, questo sistema fornirà anche una piattaforma per l'identificazione di geni nuovi e noti che potrebbero essere coinvolti nel processo di trasformazione.

Una miriade di modelli sono disponibili per studiare la progressione del cancro, ognuno dei quali è unico e rappresenta un sottotipo di questa complessa malattia. Ogni modello fornisce informazioni uniche e preziose sulla biologia del cancro e ha migliorato i mezzi per imitare la condizione reale della malattia. Le linee cellulari consolidate cresciute come monostrato hanno fornito preziose informazioni sui processi vitali in vitro, come proliferazione, invasività, migrazione e apoptosi¹. Sebbene la coltura cellulare bidimensionale (2D) sia stata lo strumento tradizionale per studiare la risposta delle cellule di mammifero a diverse perturbazioni ambientali, l'estrapolazione di questi risultati per prevedere le risposte a livello tissutale non sembra sufficientemente convincente. La principale limitazione delle colture 2D è che il microambiente creato differisce in gran parte da quello del tessuto mammario stesso². La coltura 2D manca dell'interazione delle cellule con la matrice extracellulare, che è vitale per la crescita di qualsiasi tessuto. Inoltre, le forze di trazione sperimentate dalla cellula in colture monostrato ostacolano la polarità di queste cellule, alterando così la segnalazione e il comportamento cellulare ^3,4,5. I sistemi di coltura tridimensionali (3D) hanno aperto una nuova strada nel campo della ricerca sul cancro con la loro capacità di imitare le condizioni in vivo in vitro. Molti segnali microambientali cruciali che vengono persi nella coltura cellulare 2D potrebbero essere ristabiliti utilizzando colture 3D di matrice extracellulare ricca di laminina (lrECM)⁶.

Diversi studi hanno identificato l'importanza del microambiente tumorale nella carcinogenesi ^7,8. I fattori associati all'infiammazione sono una parte importante del microambiente. Il fattore attivante piastrinico (PAF) è un mediatore fosfolipidico secreto da varie cellule immunitarie che media le risposte immunitarie multiple ^9,10. Alti livelli di PAF sono secreti da diverse linee cellulari di cancro al seno e sono associati a una maggiore proliferazione¹¹. Studi del nostro laboratorio hanno dimostrato che la presenza prolungata di PAF nelle colture acinose porta alla trasformazione delle cellule epiteliali mammarie¹². PAF attiva il recettore PAF (PAFR), attivando l'asse di segnalazione PI3K/Akt¹³. PAFR è anche segnalato per essere associato a EMT, invasione e metastasi¹⁴.

Il presente protocollo dimostra un sistema modello per studiare la trasformazione indotta da PAF, utilizzando colture 3D di cellule epiteliali mammarie, come è stato precedentemente descritto da Chakravarty et ^al.12. Le cellule epiteliali mammarie cresciute sulla matrice extracellulare (colture 3D) tendono a formare sferoidi polarizzati arrestati dalla crescita. Questi sono chiamati acini e assomigliano molto agli acini del tessuto mammario, la più piccola unità funzionale della ghiandola mammaria, in vivo¹⁵. Questi sferoidi (Figura 1A,B) sono costituiti da un monostrato di cellule epiteliali polarizzate strettamente imballate che circondano un lume cavo e attaccate alla membrana basale (Figura 1C). Questo processo di morfogenesi è stato ben descritto in letteratura¹⁶. Quando seminano su lrECM, le cellule subiscono divisione e differenziazione per formare un gruppo di cellule, che poi si polarizzano dal giorno 4 in poi. Al giorno 8, gli acini sono costituiti da un gruppo di cellule polarizzate che sono in contatto diretto con la matrice extracellulare e un gruppo di cellule non polarizzate racchiuse all'interno delle cellule polarizzate esterne, senza contatto con la matrice. Queste cellule non polarizzate sono note per andare incontro ad apoptosi entro il giorno 12 della coltura, formando un lume cavo. Entro il giorno 16, le strutture in arresto della crescita si formano¹⁶.

Figura 1: Nuclei di cellule in acini colorati con una colorazione nucleare . (A) Costruzione 3D degli acini. (B) Immagine a contrasto di fase di MCF10A acini coltivati su Matrigel per 20 giorni. (C) La sezione più centrale mostra la presenza di un lume cavo. Barra di scala = 20 μm. Fare clic qui per visualizzare una versione ingrandita di questa figura.

A differenza delle colture 2D, le colture di acinosi aiutano a distinguere le cellule normali e trasformate attraverso apparenti cambiamenti morfologici. Le cellule epiteliali mammarie non trasformate formano acini con un lume cavo, imitando i normali acini del seno umano. Questi sferoidi, dopo la trasformazione, mostrano una morfologia perturbata caratterizzata da una grave perdita di polarità (uno dei segni distintivi del cancro), assenza di un lume o rottura del lume cavo (a causa dell'evasione dell'apoptosi) che può essere indotta a causa della deregolazione di vari geni^17,18,19,20 . Queste trasformazioni possono essere studiate utilizzando tecniche comunemente usate come l'immunofluorescenza. Pertanto, il modello di coltura cellulare 3D può funzionare come un metodo semplice per studiare il processo di morfogenesi acinogenesi del seno e la carcinogenesi del seno. Stabilire un sistema di coltura 3D per comprendere l'effetto di un mediatore dei fosfolipidi, PAF, aiuterà nello screening preclinico dei farmaci ad alto rendimento.

Questo lavoro ha adattato il protocollo di coltura 3D "on top"^16,21 per studiare la trasformazione indotta da PAF ²². I cambiamenti fenotipici indotti dall'esposizione degli acini al mediatore fosfolipidico sono stati studiati utilizzando l'immunofluorescenza. Nello studio sono stati utilizzati vari marcatori di polarità ed epiteliale-transizione mesenchimale (EMT)^12,16. La Tabella 1 menziona la loro normale localizzazione e il loro fenotipo atteso dopo la trasformazione.

Tabella 1: Marcatori utilizzati nello studio. Diversi marcatori utilizzati con la loro localizzazione in presenza e assenza di trattamento PAF.

Questo metodo può essere utilizzato al meglio per studiare / selezionare farmaci plausibili e geni bersaglio per vari sottotipi di cancro al seno. Ciò può fornire dati di risposta ai farmaci più vicini allo scenario in vivo , contribuendo a uno sviluppo più rapido e affidabile del farmaco. Inoltre, questo sistema può essere utilizzato per studiare la segnalazione molecolare associata alla risposta ai farmaci e alla resistenza ai farmaci.

1. Semina di celle MCF10A in lrECM

1. Mantenere le cellule MCF10A (cellule epiteliali mammarie aderenti) nel mezzo di crescita. Passare le celle ogni 4 giorni.
   NOTA: Composizione del terreno di crescita: DMEM ad alto contenuto di glucosio senza piruvato di sodio contenente siero di cavallo (5%), insulina (10 μg/mL), idrocortisone (0,5 μg/ml), fattore di crescita epidermico, EGF (20 ng/ml), tossina del colera (100 ng/mL) e penicillina-streptomicina (100 unità/ml) (vedere Tabella dei materiali).
2. Scongelare lrECM (vedi Tabella dei materiali) sul ghiaccio 20 minuti prima dell'inizio dell'esperimento. Il giorno della semina delle cellule è generalmente considerato il giorno 0.
3. Per tripsinizzare le cellule, aspirare il mezzo e lavare con 2 ml di PBS. Aggiungere 900 μL di tripsina-EDTA allo 0,05% e incubare a 37 °C per ~15 minuti o fino a quando le cellule sono completamente tripsinzzate.
4. Preparare un letto di lrECM in otto pozzetti di un vetrino di copertura camerato (vedi Tabella dei materiali).
   1. Quando le cellule sono tripsinizzatrici, rivestire ogni pozzetto con 60 μL di lrECM e metterlo in un incubatore di CO₂ a 37 °C per un massimo di 15 minuti.
5. Preparare la sospensione cellulare seguendo i passaggi seguenti.
   1. Dopo il completo spostamento delle cellule, aggiungere 5 ml di terreno di risospensione per estinguere l'attività della tripsina e ruotare le cellule a 112 x g per 10 minuti a 25 °C.
      NOTA: Composizione del mezzo di risospensione: DMEM ad alto contenuto di glucosio senza piruvato di sodio, integrato con siero di cavallo (20%) e penicillina-streptomicina (100 unità/ml).
   2. Aspirare il mezzo esaurito e risospendere le cellule in 2 ml di terreno di analisi. Mescolare bene la sospensione per garantire la formazione di una sospensione a cella singola.
      NOTA: Composizione del terreno di analisi: DMEM ad alto contenuto di glucosio senza piruvato di sodio, integrato con siero di cavallo (2%), idrocortisone (0,5 μg/ml), tossina del colera (100 ng/ml), insulina (10 μg/ml) e penicillina-streptomicina (100 unità/ml).
   3. Contare le cellule utilizzando un emocitometro e calcolare il volume di sospensione cellulare necessaria per seminare 6 x 10³ cellule in ciascun pozzetto.
      NOTA: in genere si preferisce includere un pozzetto aggiuntivo nel calcolo per tenere conto di eventuali errori di pipettaggio.
   4. In base al numero di pozzetti richiesti, diluire la sospensione cellulare in mezzo di sovrapposizione.
      NOTA: La composizione del mezzo di sovrapposizione per un singolo pozzetto è la seguente: 400 μL di mezzo di analisi, 8 μL di lrECM (2% finale) e 0,02 μL di 100 μg/mL di EGF (5 ng/mL finale).
6. Eseguire la semina delle cellule.
   1. Aggiungere 400 μL della sospensione cellulare diluita ai letti lrECM preparati (fase 1.4), assicurandosi accuratamente di non disturbare il letto lrECM. Incubare a 37 °C in un incubatore umidificato al 5% di CO₂ .

2. Trattamento PAF

1. Aggiungere PAF 3 h seguendo la semina delle cellule. Preparare una riserva di 100 μM di PAF in PBS e aggiungere il volume richiesto di 0,2 μL in ciascun pozzetto (che corrisponde a 200 nM).
2. Aggiungi la stessa concentrazione di PAF durante ogni cambio di supporto.

3. Rialimentazione con terreni freschi

1. Ricostituire le cellule con terreno fresco ogni 4 giorni (cioè Giorno 4, Giorno 8, Giorno 12 e Giorno 16).

4. Studio di immunofluorescenza per rilevare i cambiamenti fenotipici indotti dall'esposizione prolungata alla PAF

1. Dopo 20 giorni di coltivazione, estrarre accuratamente il terreno da ciascun pozzetto e lavare i pozzetti con 400 μL di PBS preriscaldato.
2. Fissare le strutture acinose aggiungendo 400 μL di paraformaldeide al 4% (preparata al momento diluendo il 16% di paraformaldeide in 1x PBS) e incubando per 20 minuti a temperatura ambiente.
3. Risciacquare i pozzetti una volta con PBS ghiacciato e permeabilizzare con PBS contenente lo 0,5% di Triton X-100 per 10 minuti a 4 °C.
4. Dopo 10 minuti, pipettare immediatamente ma accuratamente la soluzione di Triton-X 100 e risciacquare con 400 μL di PBS-glicina (preparata al momento aggiungendo un pizzico di glicina in 1x PBS). Questo viene ripetuto tre volte per 15 minuti ciascuno.
5. Aggiungere 400 μL della soluzione bloccante primaria contenente il 10% di siero di capra (vedere tabella dei materiali) in tampone di immunofluorescenza (IF) e incubare a temperatura ambiente per 60 minuti.
   NOTA: Composizione del tampone IF: 0,05% azoturo di sodio, 0,1% BSA, 0,2% Triton-X 100 e 0,05% Tween (20 in 1 PBS).
6. Rimuovere la soluzione bloccante primaria, aggiungere 200 μL di anticorpo bloccante secondario al 2% (frammento F(ab')2 di anticorpo generato in capra contro l'antigene del topo, vedere Tabella dei materiali) preparato in soluzione bloccante primaria e lasciare agire per 45-60 minuti a temperatura ambiente.
7. Preparare l'anticorpo primario (vedere Tabella dei materiali) in una soluzione di anticorpi bloccanti secondari al 2% in una diluizione 1:100. Dopo aver rimosso la soluzione bloccante secondaria, aggiungere l'anticorpo appena preparato e incubare per una notte a 4 °C.
8. Il passaggio precedente può provocare la liquefazione della membrana basale. Prima di procedere con l'esperimento, attendere che il vetrino raggiunga la temperatura ambiente. Pipettare accuratamente la soluzione di anticorpi primari e lavarla tre volte con 400 μL di tampone IF.
9. Durante l'ultimo lavaggio con tampone IF, preparare una diluizione 1:200 dell'anticorpo secondario coniugato con fluorofori (vedere Tabella dei materiali) nella soluzione bloccante primaria. Incubare i vetrini nella soluzione anticorpale secondaria per 40-60 minuti a temperatura ambiente.
10. Risciacquare i vetrini con 400 μL di tampone IF per 20 minuti, seguiti da due lavaggi con PBS per 10 minuti ciascuno.
11. Controcolorare i nuclei con PBS contenente 0,5 ng/mL di colorazione nucleare (vedi Tabella dei materiali) per 5-6 minuti a temperatura ambiente. Lavare i vetrini tre volte con 400 μL di PBS per rimuovere le macchie in eccesso.
12. Pipettare accuratamente l'intero PBS e assicurarsi di rimuovere la soluzione residua. Aggiungere una goccia di reagente di montaggio (vedere Tabella dei materiali) in ciascun pozzetto e lasciarlo riposare a temperatura ambiente durante la notte.
13. Conservare le diapositive a temperatura ambiente e visualizzare le diapositive il prima possibile.
14. Immagine con ingrandimento 40x o 63x su un microscopio confocale (vedi Tabella dei materiali), prendendo sezioni ottiche Z di dimensioni di passo di 0,6 mm (NA = 1,4).
15. Aprire le immagini acquisite con un software di elaborazione delle immagini (vedi Tabella dei materiali). Dimostrare le differenze morfologiche utilizzando proiezioni 3D.
    NOTA: la sezione Z ottica più centrale può essere utilizzata al meglio per mostrare le differenze nella localizzazione dei marcatori di polarità. Questi possono essere quantificati manualmente per rappresentare la percentuale di sferoidi che mostrano quel modello di colorazione specifico.
16. Per illustrare le differenze nell'espressione delle proteine, eseguire un'analisi semi-quantitativa che misura il valore medio di grigio o calcola la fluorescenza cellulare totale corretta (CTCF)²³. Rappresentare i dati come violino o diagramma a punti.

Le cellule MCF10A, dopo esposizione al trattamento con PAF, formano strutture acinose con fenotipi molto distinti. L'α6-integrina è risultata essere localizzata in modo errato con una colorazione più apicale. Alcuni acini hanno anche mostrato colorazioni discontinue (Figura 2A). Entrambi questi fenotipi indicano la perdita di polarità basale, come evidenziato dalla letteratura^24,25. Rapporti precedenti indicano il ruolo controverso dell'α6-integrina nelle metastasi del cancro. L'α6-integrina è presente come dimero con β1- o β4-integrina. È stato scoperto che la subunità α6β4 svolge un ruolo significativo nella formazione di emidesmosomi nelle cellule epiteliali²⁶. La downregulation di questa integrina è stata trovata nella prostata e in alcuni casi di tumori al seno, in cui la perdita di α6β4-integrina è stata trovata nel carcinoma duttale della mammella (grado III). Il fenotipo di perdita si osserva nelle cellule che metastatizzano al parenchima e alla cavità pleurica^27,28,29. GM130 è una proteina localizzata cis-Golgi; I corpi di Golgi sono localizzati apicamente nelle colture acinose MCF10A^16,30. Il trattamento PAF ha portato alla localizzazione errata di GM130, suggerendo l'interruzione della polarità apicale (Figura 2B). Vimentin è un filamento intermedio che è coinvolto nella migrazione cellulare; è sovraregolata quando le cellule epiteliali subiscono una transizione epiteliale-mesenchimale (EMT)³¹. Il trattamento PAF delle colture di MCF10A acinose ha portato a livelli elevati di vimentina come osservato dall'intensità della colorazione (Figura 2C), suggerendo EMT.

Figura 2: PAF interrompe la polarità e induce cambiamenti simili a EMT negli acini mammari MCF10A. Le cellule MCF10A sono state coltivate come colture 3D "in cima" in lrECM. Le colture sono state trattate con PAF nei giorni 0, 4, 8, 12 e 16. Le colture sono state mantenute per 20 giorni e poi immunocolorate per α6-integrina (verde) e colorazione nucleare (blu) (A), (B) GM130 (verde), un marcatore per la polarità apicale, e (C) Vimentin (rosso), un marcatore EMT. È stata mostrata la pila più centrale dei rispettivi acini. I dati rappresentativi sono per 40-50 acini provenienti da tre esperimenti biologicamente indipendenti. Barra di scala = 20 μm. Fare clic qui per visualizzare una versione ingrandita di questa figura.

I modelli basati su linee cellulari consolidate sono ampiamente utilizzati per studiare il processo di cancerogenesi. Le colture monostrato di cellule continuano a fornire informazioni sulle varie vie di segnalazione molecolare che mediano i cambiamenti caratteristici nelle cellule tumorali³². Studi sul ruolo di oncogeni ben noti come Ras, Myc e p53 mutati sono stati riportati per la prima volta utilizzando colture monostrato come sistema modello^33,34,35,36. Tuttavia, il modello di coltura 2D manca di molti importanti parametri strutturali e funzionali presenti in vivo. Gli studi di screening farmacologico in colture 2D spesso mostrano una risposta significativa (morte cellulare o inibizione del bersaglio), anche a concentrazioni più basse, mentre non riescono a mostrare alcun effetto significativo quando mistificato nei topi³⁷. Una delle ragioni principali di ciò è la diversa disponibilità e assorbimento del farmaco in una coltura monostrato 2D vs. Cultura^{3D 38}.

Il concetto di culture 3D è emerso come un potente strumento per studiare la progressione del cancro nell'ultimo decennio. Le colture 3D coinvolgono la crescita delle cellule su una matrice extracellulare, con conseguente formazione di strutture che assomigliano a unità funzionali presenti nel tessuto in vivo¹⁶. Le culture 3D imitano in larga misura il microambiente in vivo e superano così i limiti delle culture 2D³⁹. Inoltre, poiché le cellule coltivate in 3D sono di origine umana e il sistema è più suscettibile di studiare gli eventi precoci, è più semplice ed elegante rispetto ai modelli di roditori.

Utilizzando questa piattaforma, viene dimostrato un modello per studiare il processo di trasformazione in seguito all'esposizione a un mediatore fosfolipidico come PAF. Gli studi del nostro laboratorio hanno identificato che il trattamento PAF può trasformare la linea cellulare epiteliale mammaria non tumorigenica, MCF10A¹². Questo metodo è ottimizzato per esporre continuamente le cellule al PAF, simile allo scenario in vivo, in cui il PAF è presente nel microambiente.

Le cellule MCF10A, se coltivate in 2D, devono essere fatte passare ogni 4 giorni. Se non vengono mantenuti secondo il protocollo, si comportano in modo molto diverso, il che è visibile solo se coltivato su ECM¹⁶. Il numero di passaggio delle celle deve essere mantenuto il più basso possibile. Questo metodo ha anche limitazioni dovute alla variazione della concentrazione proteica in diversi lotti di lrECM. Questo può essere superato testando i diversi lotti semplicemente placcando le celle su un letto lrECM e osservando la distribuzione dimensionale degli acini. Se non vi è una grande variabilità nelle dimensioni, il lotto lrECM può essere considerato appropriato per gli esperimenti.

La valutazione della trasformazione viene generalmente effettuata mediante immunofluorescenza, che è dimostrata nel video. Durante l'esecuzione dell'immunofluorescenza, le fasi che coinvolgono l'incubazione a 4 °C sono critiche; pipettare la soluzione quando lo strato lrECM è allo stato liquido rende lo strato irregolare, portando ad una perdita di strutture acinare. Uno dei modi per affrontare il problema delle irregolarità è quello di memorizzare i vetrini a 4 °C su una piattaforma uniforme durante la notte o modificare l'ingrandimento a cui viene eseguita l'imaging. Per evitare di pipettare le strutture acinose, rimuovere con cautela la camera dal deposito a 4 °C e rimuovere tre quarti del volume aggiunto inizialmente, quindi estrarre il resto durante i lavaggi successivi.

Un altro grosso problema affrontato è l'elevato background dovuto a lrECM. Per ovviare a questo problema si può usare un anticorpo bloccante secondario al 2% invece dell'1%. Tuttavia, l'aumento del blocco secondario non serve allo scopo di colorare i marcatori apicali e la E-caderina. In questi casi, è consigliabile sottoporre il vetro di copertura della camera dopo il giorno 20 a PBS-EDTA per 15 minuti a 4 °C, quindi fissare gli acini seguendo lo stesso protocollo mostrato nel video. PBS-EDTA dissolve parzialmente l'lrECM, riducendo così lo sfondo. Tuttavia, se il tempo di incubazione viene superato, questo trattamento può causare una perdita di strutture durante il pipettaggio della soluzione. Quindi, è necessario prestare la massima attenzione durante l'esecuzione di questa procedura. È stato anche osservato che la memorizzazione delle diapositive per periodi più lunghi può portare ad un aumento del segnale di fondo. Pertanto, l'imaging deve essere eseguito il prima possibile. Si consiglia di visualizzare un minimo di 15 acini per esperimento per determinare un cambiamento nel fenotipo.

Le colture acinose 3D hanno alcune limitazioni, come la difficoltà nel tracciare singole cellule durante l'imaging di cellule vive. Alcuni studi, come gli effetti sul ciclo cellulare, devono essere effettuati utilizzando l'imaging di cellule vive per mantenere le informazioni spaziali e temporali. Tuttavia, a causa dei costanti cambiamenti nella struttura, è difficile tracciare tali parametri nelle colture acinose 3D utilizzando normali microscopi confocali. Ciò giustifica l'utilizzo di tecniche microscopiche avanzate come la microscopia a super-risoluzione o la microscopia Airyscan. Richiederebbe anche lo spostamento delle strutture acinose per alcuni saggi di trasformazione come la guarigione delle ferite, la crescita indipendente dall'ancoraggio e i saggi di tumorigenicità in vivo . Questo spostamento comporterebbe la perdita di importanti informazioni spaziali e temporali. I lisati proteici raccolti dalle colture sono spesso diluiti a causa della presenza di IrECM, ponendo problemi con il caricamento di quantità sufficienti di lisati. Tuttavia, questo può essere superato in misura maggiore spostando le strutture acini e raccogliendole prima della lisi.

Qui, è stato dimostrato un sistema modello per studiare la trasformazione indotta dal mediatore fosfolipidico/fattore immuno-associato. Questo modello può chiarire i percorsi genetici e / o epigenetici che possono essere deregolati, portando a drastici cambiamenti nella morfologia. Questo metodo può anche essere utilizzato per lo screening di potenziali terapie. Tali studi di screening dei farmaci forniranno un successo migliore rispetto agli screening effettuati in colture 2D³⁸. Un punto culminante di questo metodo è l'adattabilità secondo il requisito dello studio. Il regime di trattamento e i metodi di analisi possono essere modificati secondo necessità. Inoltre, questo metodo può fornire approfondimenti sulla segnalazione molecolare interessata dal trattamento⁴⁰. La tecnica aiuterà anche a prevedere la possibile insorgenza di resistenza ai farmaci. Inoltre, aiuterà anche a chiarire il meccanismo coinvolto nella resistenza ai farmaci e identificare obiettivi plausibili per superarlo. Gli studi hanno stabilito la possibilità di co-coltivare più tipi di cellule in 3D, che possono essere ulteriormente modificate per adattarsi al regime di trattamento⁴¹. Tali opportunità forniranno maggiori informazioni sulle caratteristiche e sui cambiamenti molecolari che avvengono in vivo durante l'inizio e la progressione del cancro al seno.

Gli autori non dichiarano potenziali conflitti di interesse.

Ringraziamo l'IISER Pune Microscopy Facility per l'accesso alle attrezzature e alle infrastrutture e il supporto per gli esperimenti. Questo studio è stato sostenuto da una sovvenzione del Dipartimento di Biotecnologia (DBT), Govt. of India (BT / PR8699 / MED / 30/1018 / 2013), Science and Engineering Research Board (SERB), Govt. of India (EMR / 2016 / 001974) e in parte da IISER, finanziamento Pune Core. A. K. è stato finanziato dalla borsa di studio CSIR-SRF, L.A. è stato finanziato dalla borsa di studio DST-INSPIRE, V.C. è stato finanziato da DBT (BT / PR8699 / MED / 30/1018/2013).