עבודה זו נתמכה על ידי קרנות מהמחלקה למדעי בעלי חיים ועופות לBT.

כל הניסויים בבעלי החיים אושרו על ידי הטיפול בבעלי חיים פינת Beltsville והשימוש Comittees (BAACUC 11-015) בהתאם משרד החקלאות טיפול בבעלי חיים ושימוש בהנחיות. 1. הרדמה ושיכוך כאבים (משותף לשני פרוצדורות כירורגיות) <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לשקול את העכבר ולטעון את חומרי ההרדמה ומשככי כאבים הבאים בשני מזרקים 1 מיליליטר עם 27 מחטי G: <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> קטמין (0.1 מ&quot;ג / גר &#39;: 0.01 מיליליטר / גרם של פתרון 10 מ&quot;ג / מיליליטר) ו xylazine (0.01 מ&quot;ג / גר&#39;: 0.005 מיליליטר / גרם של פתרון 2 מ&quot;ג / מיליליטר). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> עצירות (0.1 מיקרוגרם / g: 0.01 מיליליטר של פתרון 0.01 מ&quot;ג / מיליליטר). </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לשתק את העכבר על ידי להרים את העורף שלה קרוב ללסתות ככל האפשר עם האגודל ואצבע מורה ומחזיק את הזנב בין האצבעות הקטנות וטבעת. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הזרק תערובת קטמין-Xylazine intraperitoneally. על מנת להימנע מניקוב איברים פנימיים, להחזיק את העכבר עםראשו מעט מתחת לרמה של ירכיה (איור 1 א) </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להזריק תת עורי עצירות בעורפו של צוואר אחיזה בין האגודל ואצבע המורה (איור 1). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השאר את העכבר בכלוב (הנקי וללא כל בעל חיים אחרים) על במה חמה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ברגע שלא מודע, לבדוק על היעדריו של רפלקס האחורי ברגל (נבדק על ידי קמצוץ הבוהן). החל משחה העין כדי למנוע יובש בעיניים ולבדוק על היעדריו של רפלקס palpebral (תרשים 1C). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> פרוטוקול זה מספק מטוס כירורגית בהרדמה למינימום של 30 דקות, מספיק כדי לבצע את ההליכים המתוארים להלן (פרוטוקולים 2 ו -3). אם פעמים יותר נדרשות, זריקה נוספת של קטמין + xylazine עם מחצית מהמינון שתואר ב1.1.1 יכולה להיות מיושמת לאחר 30 דקות. שינוי בדפוס נשימה לאחד מהיר ולא סדיר מצביע על loss של מטוס ההרדמה המתאים. </li></ol> 2. ניתוח עיקור <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השתמש בגברים עם ביצועי הזדווגות מוכחות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לעקר מכשירי ניתוח, לנקות את המשטחים שבו ניתוח יבוצע ולנגב אותם עם 70% אתנול. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לבצע הרדמה כמפורט לעיל (פרוטוקול 1), בדיקה לאובדן הרפלקסים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים את העכבר על במה חמה, להסיר את פרווה עם קוצץ חשמלי מאזור הגחון בין שני קווים רוחביים דמיוניים להציב 0.5 סנטימטר ו2.5 ס&quot;מ מעל הפין (איור 2 א). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לטהר את האזור המגולח ידי ניגוב רציף עם 10% יוד povidone ו70% אתנול. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים את העכבר במצב שכיבה עם הזנב לכיוון המנתח ומכסה במגבת סטרילית עם חור חושף את האזור המגולח. להאיר את אזור הניתוח. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בצע incisio עור אורך 10-15 מ&quot;מn בקו המדיאלי של הבטן, כ 1 סנטימטר מעל לפין. את העור עם רוטב מלקחיים משוננים ולאחר מכן לגזור במספריים (2A דמויות ו2B). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בצע חתך אורכי 5-10 מ&quot;מ בalba Linea. החזק את השרירים עם microdissecting מלקחיים משוננים ולגזור במספריים (איור 2 ג). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> תפוס את רפידת שומן האשכים של צד אחד עם מיקרו לנתח מלקחיים משוננים ולמשוך אותו לחשוף את האשך, צינור זרע ויותרת אשך. זרע זרע ממוקם המדיאלי לאשך וזה צינור בחינם להבחין בבירור (לא צמוד לקיר כמו האשך יותרת האשך) עם כלי דם רצו לאורך צד אחד (איור 2 ד). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מחזיק את צינור זרע עם מלקחיים לנתח מיקרו משונן, מלקחיים הלבשה להבה עד שהם הופכים לאדומים (איור 2E </strong&gt;), ולאחר מכן להשתמש בם כדי לגזור ולצרוב את צינור הזרע בשתי נקודות בו זמנית (איור 2F). החתך צריך להסיר את החלק של כ -5 מ&quot;מ ולהשאיר שני יופרדו בצורה ברורה קצוות צרובים (איור 2G). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הזז את האשך, יותרת האשך וצינור זרע חזרה לחלל הבטן. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להמשיך משלב 9 באשך השני. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> תפרת את השריר עם תפרים מזרן אופקיים אחד או שניים עשו עם 5/0 תפר נספג (איור 2H). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לתפור את העור עם קוצץ אחד או שניים פצע (איור 2 ט). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> זהה את זכר vasectomised (טבעת אוזן, קעקוע אצבע ...), להעביר אותו לכלוב שהונח על במה חמה ולהתבונן עד שהוא מתאושש מהרדמה (מודעת ולשמור על עינת חזה). הזרקה תת עורית מיליליטר 0.5-1 של תמיסת מלח חמימה משפרת מחדשcovery. רשום את מקרים האפשריים המתרחשים בעת העברת כריתת צינור זרע, להוסיף אנטיביוטיקה למי השתייה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ניתן להסיר קליפים פצע 10 ימים לאחר כריתת צינור זרע עם מסיר גוזז פצע או זוג המלקחיים שיניים. הזכר שעוקר יהיה מוכן להזדווג 2 שבועות לאחר ניתוח. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בדוק את פוריותו של הזכר שעוקר על ידי הזדווגות עם נקבות פורה לפני השימוש בו כדי להשיג נמענים. </li></ol> 3. חזרת עוברים ברחם, חצוצרות <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> עכבר morulae או בלסטוציטים ניתן להעביר על ידי טכניקה זו לנקבת נמען pseudopregnant ב2.5 DPC. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכן את פיפטה זכוכית המניפולציה עובר: <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ללטש את קצות נימי זכוכית על מנת למנוע נזק לבעל פיפטה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לרכך את החלק אמצעי של נימי זכוכית על ידי חימום עם להבה עדינה תוך סיבוב מעטהנימים בשתי הידיים באופן סינכרוני. ברגע שסעיף הנימים הופך להיות רך וגמיש (צבע אדום בהיר), לסגת ממנו במהירות מהאש ולמשוך את שני הקצוות כדי לצמצם בקוטר החיצוני שלה ל130-150 מיקרומטר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חכה לזכוכית להתקרר ולאחר מכן לחתוך אותו בקלילות הבקיע החלק הצר בעיפרון יהלומי נקודה, אבן מחוספסת או פצירה ומושך משני הצדדים. צריכה להיות ההפסקה נקייה ובניצב </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ללטש את הקצה על ידי בוער מהר מאוד, והשאיר הפתח 100-130 מיקרומטר. טפטפות יכולה להיות מאוחסנת לשימוש מאוחר יותר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> תקשורת מניפולציה עובר החמה (CZBH או M2, ראה דיון). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לעקר מכשירי ניתוח, לנקות את המשטחים שבו ניתוח יבוצע ולנגב אותם עם 70% אתנול. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לבצע הרדמה כמפורט לעיל (פרוטוקול 1), בדיקה לאובדן הרפלקסים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שמירה על tהוא העכבר על במה חמה, להסיר את הפרווה עם קוצץ חשמלי מאזור הגב בין הברכיים וצלעות דיסטלי (3A דמויות ו3B). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לטהר את האזור המגולח ידי ניגוב רציף עם 10% יוד povidone ו70% אתנול. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הזז את העוברים מן החממה לתקשורת המניפולציה עובר prewarmed. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הזז את הנמען לבמה חמה מתחת לסטראו ולמקם אותו בעמדה נוטה רוחבי למנתח (בראשה מביט לימין או לצד שמאל של המנתח). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מכסה את האזור במגבת סטרילית עם חור חושף את האזור המגולח ולהאיר את אזור הניתוח. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בצע רוחבי 1 סנטימטר חתך (אנכי) בעור במיקום ממוקם על ⅓ הגולגולת של הקו בין הצלע האחרונה והירכיים ו⅓ הגב של הקו בין הגב והבטן (3A דמויותnd 3B). את העור עם רוטב מלקחיים משוננים ולגזור במספריים (איור 3 ג). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ברגע שהעור נחתך, השחלה (אדום / כתום) או כרית השומן המקיפה את השחלה (לבנה) יכול להיות דמיינו דרך קיר הגוף. בצע שוכל סנטימטר 0.3-0.5 חתך (אנכי) בקיר הגוף על השחלה או כרית שומן במקום שבו החתך לא לחתוך את כל כלי דם גדולים. החזק את השרירים עם מלקחיים משוננים לנתח מיקרו ולגזור במספריים (איור 3D). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להזיז את העכבר כדי לקבל את ראשו פונה כלפי המנתח. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> טען את פיפטה עובר המניפולציה (3E איור): <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאפשר תקשורת CZBH לעלות בנימיות דרך החלק הצר של פיפטה המניפולציה עד כ -5 מ&quot;מ של חלק הרחב יותר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> קח את בועת אוויר קטנה (0.2-0.5 מ&quot;מ). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להציג את העוברים (5-10) בכמות מינימאלית של תקשורת (2-4 מ&quot;מ). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> קח את עוד בועת אוויר קטנה (0.2-0.5 מ&quot;מ) וכמות קטנה של מדיה (0.5-1 מ&quot;מ). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השאר את פיפטה הזכוכית מחוברת לבעל aspirator פה או למכשיר מופעל ביד, מוכן לצעד 3.17. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> תפוס את רפידת השומן המקיפה את השחלה עם מלקחיים משוננים לנתח מיקרו ולמשוך אותו לכיוון ראש העכבר כדי לחשוף את השחלה, oviduct, וחלק קטן של הרחם העליון מחוץ לחלל הבטן (3F דמויות ודור 3). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מחזיק חתיכת הפה aspirator בפה, מוכן לשימוש, תופס את כרית השומן עם מלקחיים משוננים לנתח מיקרו כדי להזיז את oviduct ולחשוף את צומת הרחם-תובל (כלומר היכן oviduct עומד ברחם). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שמירה על צומת הרחם-תובל נגיש, לקחת מלקחיים מעוקלים קלים מיקרו לנתיחה ביד שמאל (אם ימניים) ולמקם אותם ממש מתחתצומת הרחם-תובל תופסת oviduct כ 2 מ&quot;מ מעל חלק זה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מחזיק את צומת הרחם-חצוצרות עם המלקחיים נתיחה קלים המעוגלים מיקרו, לנקב את סעיף oviduct הקרוב למלקחיים עם מחט G 27 (איור 3H). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכנס את פיפטה המניפולציה העובר לתוך פתח הופיע עם המחט ומראש לרחם דרך צומת הרחם-תובל (איורים 3I ו3J). ברגע שפיפטה עברה את הצומת ברחם, חצוצרות (איור 3K) הוא מחליק בקלות. לא יתקדם רחוק מאוד אל תוך הרחם כדי למנוע נזק של רירית הרחם (לא יותר מ 3 מ&quot;מ) וחסימת פיפטה על ידי הפסולת. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שחרר את העוברים לתוך הרחם על ידי בעדינות נושבת (איור 3L). שני בועות האוויר חייבים לעבור דרך הרחם. חלק מכלי התקשורת מעל הבועה הראשונהיכול גם להשתחרר אל תוך הרחם, אבל למנוע החדרת אוויר יותר, מכיוון שהוא עלול לעכב השתלה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר את פיפטה רק לאחר העוברים שוחררו אל תוך הרחם. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הזז את oviduct ושחלה חזרה לחלל הבטן על ידי גרירת כרית השומן. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> תפרת את השריר עם תפר מזרן אופקי עם 5/0 תפר נספג (איור 3M). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לתפור את העור עם גוזז פצע (איור 3N). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להמשיך משלב 10 בצד השני, אם נדרש. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> זהה את הנמען (טבעת אוזן, קעקוע אצבע ...), להעביר אותה לכלוב שלה (שהונח על במה חמה) ולבחון עד שהוא מתאושש מהרדמה (מודעת ולשמור על עינת חזה). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> סמן במקרים האפשריים המתרחשים במהלך חזרת עוברים ולהוסיף אנטיביוטיקה למי השתייה. הזרקה תת עורית מיליליטר 0.5-1 של סאלי החמהפתרון ne משפר את ההתאוששות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ניתן להסיר קליפים פצע 10 ימים לאחר חזרת עוברים עם מסיר גוזז פצע או שני זוגות מלקחיים (איור 3O). הנמען יכול להישקל באותו יום כדי להעריך את ההריון ולהעריך את מספר הגורים. לספק חומר גוזל לנמען 15 ימים לאחר חזרת עוברים. </li></ol>

<ol>
	<li>Fernandez-Gonzalez, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Long-term+effect+of+in+vitro+culture+of+mouse+embryos+with+serum+on+mRNA+expression+of+imprinting+genes,+development,+and+behavior.">Long-term effect of in vitro culture of mouse embryos with serum on mRNA expression of imprinting genes, development, and behavior.</a> Proc. Natl. Acad. Sci USA. 101, 5880-5885 (2004).</li><li>Bermejo-Alvarez, P., Roberts, R. M., Rosenfeld, C. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effect+of+glucose+concentration+during+in+vitro+culture+of+mouse+embryos+on+development+to+blastocyst,+success+of+embryo+transfer,+and+litter+sex+ratio.">Effect of glucose concentration during in vitro culture of mouse embryos on development to blastocyst, success of embryo transfer, and litter sex ratio.</a> 79, 329-336 (2012).</li><li>Tarkowski, A. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Experiments+on+the+development+of+isolated+blastomers+of+mouse+eggs.">Experiments on the development of isolated blastomers of mouse eggs.</a> Nature. 184, 1286-1287 (1959).</li><li>Whittingham, D. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fertilization+of+mouse+eggs+in+vitro.">Fertilization of mouse eggs in vitro.</a> Nature. 220, 592-593 (1968).</li><li>McLaren, A., Biggers, J. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Successful+development+and+birth+of+mice+cultivated+in+vitro+as+early+as+early+embryos.">Successful development and birth of mice cultivated in vitro as early as early embryos.</a> Nature. 182, 877-878 (1958).</li><li>McLaren, A., Michie, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Studies+on+the+transfer+of+fertilized+mouse+eggs+to+uterine+foster-mothers.+I.+Factors+affecting+the+implantation+and+survival+of+native+and+transferred+eggs.">Studies on the transfer of fertilized mouse eggs to uterine foster-mothers. I. Factors affecting the implantation and survival of native and transferred eggs.</a> J. Exp. Biol. 33, 394-416 (1956).</li><li>Goto, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+fate+of+embryos+transferred+into+the+uterus.">The fate of embryos transferred into the uterus.</a> J. Assist. Reprod. Gen. 10, 197-201 (1993).</li><li>Nagy, A., Gertsenstein, M., Vintersten, K., Behringer, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Manipulating the Mouse Embryo: A Laboratory Manual. , (2003).</li><li>Chin, H. J., Wang, C. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Utero-tubal+transfer+of+mouse+embryos.">Utero-tubal transfer of mouse embryos.</a> Genesis. 30, 77-81 (2001).</li><li>Ramirez, M. A., Fernandez-Gonzalez, R., Perez-Crespo, M., Pericuesta, E., Gutierrez-Adan, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effect+of+stem+cell+activation,+culture+media+of+manipulated+embryos,+and+site+of+embryo+transfer+in+the+production+of+F0+embryonic+stem+cell+mice.">Effect of stem cell activation, culture media of manipulated embryos, and site of embryo transfer in the production of F0 embryonic stem cell mice.</a> Biol. Reprod. 80, 1216-1222 (2009).</li><li>Miller, A. M., Wright-Williams, S. L., Flecknell, P. A., Roughan, J. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+comparison+of+abdominal+and+scrotal+approach+methods+of+vasectomy+and+the+influence+of+analgesic+treatment+in+laboratory+mice.">A comparison of abdominal and scrotal approach methods of vasectomy and the influence of analgesic treatment in laboratory mice.</a> Lab. Anim. 46, 304-310 (2012).</li><li>Flecknell, P. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Laboratory Animal Anaesthesia. , (2009).</li><li>Erhardt, W., Hebestedt, A., Aschenbrenner, G., Pichotka, B., Blumel, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+comparative+study+with+various+anesthetics+in+mice+(pentobarbitone+ketamine-xylazine,carfentanyl-etomidate).">A comparative study with various anesthetics in mice (pentobarbitone ketamine-xylazine,carfentanyl-etomidate).</a> Res. Exp. Med. 184, 159-169 (1984).</li><li>Tarin, D., Sturdee, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Surgical+anaesthesia+of+mice:+evaluation+of+tribromo-ethanol,+ether,+halothane+and+methoxyflurane+and+development+of+a+reliable+technique.">Surgical anaesthesia of mice: evaluation of tribromo-ethanol, ether, halothane and methoxyflurane and development of a reliable technique.</a> Lab. Anim. 6, 79-84 (1972).</li><li>Zeller, W., Meier, G., Burki, K., Panoussis, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Adverse+effects+of+tribromoethanol+as+used+in+the+production+of+transgenic+mice.">Adverse effects of tribromoethanol as used in the production of transgenic mice.</a> Lab. Anim. 32, 407-413 (1998).</li><li>Lieggi, C. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Efficacy+and+safety+of+stored+and+newly+prepared+tribromoethanol+in+ICR+mice.">Efficacy and safety of stored and newly prepared tribromoethanol in ICR mice.</a> Contemp. Top. Lab. Anim. Sci. 44, 17-22 (2005).</li><li>Lieggi, C. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+evaluation+of+preparation+methods+and+storage+conditions+of+tribromoethanol.">An evaluation of preparation methods and storage conditions of tribromoethanol.</a> Contemp. Top. Lab. Anim. Sci. 44, 11-16 (2005).</li><li>Meyer, R. E., Fish, R. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+review+of+tribromoethanol+anesthesia+for+production+of+genetically+engineered+mice+and+rats.">A review of tribromoethanol anesthesia for production of genetically engineered mice and rats.</a> Lab. Anim. 34, 47-52 (2005).</li><li>Chatot, C. L., Lewis, J. L., Torres, I., Ziomek, C. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+of+1-cell+embryos+from+different+strains+of+mice+in+CZB+medium.">Development of 1-cell embryos from different strains of mice in CZB medium.</a> Biol. Reprod. 42, 432-440 (1990).</li><li>Quinn, P., Barros, C., Whittingham, D. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Preservation+of+hamster+oocytes+to+assay+the+fertilizing+capacity+of+human+spermatozoa.">Preservation of hamster oocytes to assay the fertilizing capacity of human spermatozoa.</a> J. Reprod. Fertil. 66, 161-168 (1982).</li><li>Dios Hourcade, d. e., Perez-Crespo, J., Serrano, M., Gutierrez-Adan, A., A, B., Pintado, <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vitro+and+in+vivo+development+of+mice+morulae+after+storage+in+non-frozen+conditions.">In vitro and in vivo development of mice morulae after storage in non-frozen conditions.</a> Reprod. Biol. Endocrinol. 10, 62 (2012).</li></ol>

המחברים מצהירים שום אינטרסים כלכליים מתחרים.

ניתוח העיקור הוא טכניקה כירורגית קדימה יחסית ישרה שאינו כרוכה בקשיים גדולים. כאשר חיטוי עם יוד povidone ואתנול לוודא כי השטיפה האחרונה (עם אתנול) מסירה יוד povidone, מכיוון שהוא עלול לגרום לגירוי הצפק. הגישה לצינור זרע גם יכולה להיות מושגת על ידי שק האשכים או ביצוע חתך רוחבי בבטן 8. חתך האשכים כבר המליץ ​​לי רוחבי חתך בבטן עקב החתך הקטן יחסית לצורך ולאחר ניתוח התנהגות 11 מעט טובה יותר. עם זאת, אנו מעדיפים את החתך בבטן מעל צק האשכים מכיוון שהוא מספק גישה קלה יותר וברורה יותר לdeferentia Vasa משני האשכים, המונע מנתחי טירון מצריבת פעמיים את אותו צינור הזרע ומשאיר את צינור זרע פונקציונלי. בין שני טכניקות הבטן, אנו דוגלים חתך אורכי בalba Linea מעל transverסאל כי זה לא לחתוך את כל סיבי שרירי בטן, הימנעות מהפיתוח של בקע בבטן. עם זאת, שניהם עיקור ופרוטוקולי העברת עובר ברחם, חצוצרות יכולים להיות מותאמים לציוד זמין או לאוהבו האישי של החוקר. לדוגמא, מעקר את חרוז זכוכית ניתן להשתמש כדי לחמם את המלקחיים השתמשו כדי לצרוב צינור הזרע. בכל מקרה, זה חיוני כדי לעקוב אחר טכניקת aseptic, כדי לספק הרדמה ושיכוך כאבים נכונה על מנת למקסם את רווחת בעלי חיים, וכדי לעמוד בתקנות מקומיות. היבט נוסף רגיש לשינויים הוא פרוטוקול ההרדמה. אם הרדמה שאיפה (isoflurane) זמינה, אנו מעודדים את השימוש בו, במקום parenteral הרדמה (להזרקה), כפי שהיא מספקת מטוס הרדמה יציב מאוד והתאוששות מהירה. עם זאת, חשוב לציין כי הרדמה שאיפה עדיין דורשת שימוש במשככי כאבים לכאבי פנים ולאחר ניתוח, שאמור להיות administered לפני הניתוח כpremedication. עצירות היא אופיואידים המספקים שיכוך כאבים לטווח ארוך בעכבר 12. הרדמה parenteral מספקת גם מטוס הרדמה טוב להליכים קצרים כגון כריתת צינור זרע וחזרת עוברים. קטמין-Xylazine הוא שילוב מאוד אמין לניתוח עכבר 13 ואנחנו מעולם לא נצפו כל סיבוכי הרדמה באמצעות השילוב הזה בשיתוף עם premedication עם עצירות. ניתן להשתמש בשילובים parenteral אחרים 12, אבל אנחנו לעודד את השימוש בתערובת נרקוטיים Avertin (tribromoethanol), כפי שרק מנה אחת ניתן לנהל ומאמרים רבים דיווחו על סיבוכים שונים הקשורים לשימוש שלה, כגון גירוי מקומי, שיכוך כאבים עניים, ileus , הידבקויות סיבי בחלל הבטן, הנמק של סיבי שריר subperitoneal ואברי בטן על פני השטח, ואפילו התמותה 14-18. העברת עובר דורשת ניהול טוב של שני העובריםנמען ד. ככלל לעוברי יונקים, שלב ההתפתחות של העוברים יכול להיות מתקדם יותר משלב pseudopregnancy של הנמען, אך לא להיפך. במילים אחרות, את העוברים יכולים לחכות לאמא, אבל האמא לא יכולה לחכות לעוברים, ולכן טכניקה זו יכולה לשמש כדי להעביר morulae או בלסטוציטים, אבל שלבים לא קודם לכן. העברת עובר ברחם, חצוצרות יכולה להתבצע יומיים לאחר זיהוי של תוסף הנרתיק מהצהריים (2.5 DPC) לערב הלילה (3 DPC), כאשר לצומת הרחם-חצוצרות פתוחה כדי לאפשר את המעבר הטבעי של עוברים מצינור השחלה לקרני רחם. בהתחשב בכך שהעוברים הועברו ייתכן שכבר סבלו מסוג כלשהו של מניפולציה, טיפול בעובר צריך למזער כל נזק נוסף. ניתן למצוא מדריך מצוין למניפולציה עובר עכבר בנאגי ואח&#39;. 8 שתי תקשורת הנפוצה ביותר עכבר המניפולציה עובר, המחזיקה בpH פיסיולוגי באופן קבוע באטמוספרה, הן CZBH 19 וM2 20. אמנם בעוברי עכבר vivo המיוצרים יכול להתגבר על החשיפה לטמפרטורה קרה או pH נורמלי לתקופות ארוכות 21, יש prewarmed תקשורת מניפולציה. אם התקשורת היא prewarmed בצלחת תרבות, להימנע מההתחממות לתקופות ארוכות (יותר מ 40 דקות), כפי שosmolarity של התקשורת יגדל בשל אידוי מים ושיכול להזיק יותר מאשר תקשורת מניפולציה קרה. באופן דומה, הזמן עובר בילה בתוך פיפטה המניפולציה צריך להיות ממוזער בשל הנפח הקטן המצויה בפיפטה. השימוש בפיפטה מניפולציה עובר נכונה הוא קריטית להצלחתו של הפרוטוקול. טפטפות המניפולציה יכולה להיות עשויה מנימי זכוכית עם קיר זכוכית דק. טפטפות פסטר, המשמשת לעתים קרובות לטיפול בעוברים של בעלי חיים גדולים, גם יכולה להיות מועסק, אך בשל מרחק קצר יותר שלו מהידית ועד לקצה, טפטפות מניפולציה עשויה מזכוכית נימים הן comf יותרortable לתמרן. החשיפה ללהבה והמהירות של משיכת לקבוע את עובי הקיר וקוטר פנימי של פיפטה. למרות שניתן לעשות זאת בקלות על ידי טפטפות המניפולציה יד אחרי אימון, מושך קצת ומיקרו לזייף יכולים לשמש גם. חשוב להשקיע זמן בהפקת כמה טפטפות מניפולציה אופטימלית. צמצם פיפטה המניפולציה צריך להיות רחב יותר מעובר כדי לאפשר זרימה חלקה, אך קטן מספיק כדי לחדור בקלות ולהתקדם דרך צומת הרחם-חצוצרות. אם המעטפת השקופה הוסרה לפני ההעברה, בלסטוציטים בדרך כלל להתרחב לקוטר גדול יותר. במקרה זה, רצוי לעשות טפטפות רחבה יותר עם צמצם רחב יותר (130-180 מיקרומטר) כדי למנוע נזק לתאי trophectoderm. פולני עצה חשובה כדי למנוע נזק לצינור השחלה, דופן רחם ואת העובר - במיוחד אם Zona הוסר, וכדי למנוע את קצה פיפטה מלהיות חסום על ידי פסולת. עם זאת, לאחר הליטוש, הצמצם n צריךot להיות קטן מדי בהשוואה לקוטר הפנימי של פיפטה, כמו ירידה חדה בקוטר תגרום שינויים פתאומיים במהירות זרימה. שופר aspirator מספק זרימת שליטה מדויקת יותר, כמו גם יד תנוחה נוחה יותר בהשוואה למכשירי כף מבוקרת. עם זאת, מכשיר כף מבוקרת ניתן להשתמש במידת הצורך (למשל כאשר מניפולציה עוברים שטופלו lentivirus). לזרימה אופטימלית וכדי למנוע את ההעברה של שמן מינרלים, זה גם מומלץ להשתמש בפיפטה חדשה לעוברים במקום שנהג להעביר את העוברים מהתקשורת והתרבות בתקשורת המניפולציה. לבסוף, תוך הצגת פיפטה דרך צינור השחלה, הנימים צריכים להיות מטופלים באופן ישיר, כלומר. תופס את הזכוכית ולא את ידית הפלסטיק של aspirator, כדי להשיג אחיזה איתנה. הגדלה המשמשת להעברת עובר היא עניין אישי שתלוי בחדות הראייה של המנתח. אנחנו מעדיפים להשתמש בהגדלה נמוכה כדי לקבל שדה ראייה רחב,כך אנו משתמשים בהגדלה סופית 10X (עיני 10X ואובייקטיבי 1X). המקבלים צריכים להיות לפחות 8 שבועות ושוקלים בין 27-40 גרם. Outbreed עכברים כגון CD1 או השוויצרי וובסטר להציג התנהגות אימהית טובה והם המקבלים מצוינים. מומלץ להגדיר רבייה להשיג נמענים נוספים, כמו אלה שאינם משמשים יתאוששו פעילות רכיבה על אופניים הרגילה שלו בשבועות. למרות שהזדווגו, כמה נקבות לא יכולות להיות lutea corpora (איור 3G) ולכן לא תהיה פתוח לעוברים שהועברו. מסיבה זו, השחלות צריכה להיבדק לנוכחות של corpora lutea, אשר ב2.5 DPC ניתן לזהות בבירור כמבני אדום בהירים בשחלה (איור 3F). במהלך הניתוח זה הוא חשוב כדי למזער את המגע עם מערכת הרבייה על ידי גרירת כרית שומן השחלות במקום; מניפולציה יתר של השחלה והרחם עלולה לגרום לluteolysis. המבוא של manipulatioפיפטה n לoviduct היא הצעד המסובך ביותר של הפרוטוקול. אצל חלק ממקבלים, oviduct הוא מאוד מעוותת ואין למתוח ישר 2 מ&quot;מ מהצומת עם הרחם. במקרה זה לסדר את oviduct ולבצע הניקור בעיקול הראשון. כמפורט לעיל, פיפטה מניפולציה נחמדה באמת עושה את הבדל. ברגע שפיפטה עברה דרך צומת הרחם-תובל, הוא מחליק בקלות. אם לא, פיפטה אולי חרגה מצינור השחלה ולא הגיעה ללומן הרחם. פעם אחת בתוך הרחם, אם התקשורת לא זורמת, הזז את פיפטה מעט החוצה או פנימה ולנסות שוב. אם זה עדיין לא זורם, פיפטה סתומה, מוציא אותו מהרחם, שחרר את התוכן בצלחת עם תקשורת מניפולציה ולטעון מחדש את אותו הדבר או אחרת פיפטה. משלוח בדרך כלל מתקיים 17 ימים לאחר חזרת עוברים. כדי למנוע קניבליזם, לספק גוזל חומר 2 ימים מראש ולא ניתן לשנות את הכלוב בימים הראשונים לאחר לידה.

חזרת עוברים הוא כנראה ההליך הכירורגי השכיח ביותר שבוצע במודל העכבר. טכניקה זו היא חיונית כדי להשיג צאצאים מעוברים נתון במבחנה טכניקות מניפולציה, ולכן מהווה צעד הכרחי לפיתוח של מודלים מהונדסים גנטי על ידי הזרקת pronuclear, התמרה lentiviral, או היווצרות הכימרה. חוץ מזה, הטכניקה מאפשרת הלימוד של ההשפעות התפתחותיות של עלבונות מגוונים המתרחשים במהלך התפתחות preimplantation. השימוש בטכניקות מלאכותיות רבייה 1 או החשיפה לריכוזים חריגים של חומרים או מטבוליטים 2 שונים עשוי להשפיע על התפתחות עובר וכתוצאה מכישלונות השתלה או placentation והשפעות ארוך טווח בצאצאים. טכניקת חזרת עוברים אמינה לשחזור היא חיונית כדי לבדוק את ההשפעות שליליות האפשרית של טיפול ניסיוני בהשתלה והתפתחות העובר באדם עקבינר. ניתן להעביר עוברי preimplantation Murine לנקבת נמען או לתוך oviduct באמצעות ampullae פוסט 0.5 ימים coitum הנמענים (DPC) pseudopregnant (העברת oviduct) 3,4 או לתוך הרחם של 2.5 נמען pseudopregnant DPC (העברת רחם) 5,6 בהתאם לשלב ההתפתחותי שלהם. עוברים בשלב הבלסטוציסט, כגון אלו המשמשים ליצירת עכברי chimeric על ידי הזרקה של תאי גזע pluripotent עובריים או מושרה, הם מועברים בדרך כלל על ידי העברת רחם. יכול גם להיות מועבר בלסטוציטים לoviduct של נמען DPC 0.5, אבל היא מהווה מבחן פחות פיסיולוגי למשבשים התפתחותי, כי העובר עובר diapause ויש לו 2 ימים להתאושש מהעלבון לפני ההשתלה מתרחשת. העברה ברחם כרוכה ניקוב דופן הרחם בעזרת מחט צרה על מנת ליצור הפתח המאפשר הגישה של פיפטה מניפולציה עובר לתוך לומן הרחם.lthough טכניקה זו יכולה להניב תוצאות טובות, ההישרדות לטווח (כלומר אחוז העוברים הועברו המתפתחים לגור) היא לעתים קרובות נמוכה ובלתי צפוי 7,8. ניקוב דופן הרחם כרוך כמה תופעות לוואי מזיקות. ראשית, myometrium היא רקמת vascularized מאוד ולנקבה לעתים קרובות תוצאות דימום קטן. דם עלול לחסום את טפטפת העברת עובר או לפלוש ללומן רחם גרימת מוות עוברי ו / או כישלון השתלה. זה רלוונטי במיוחד כאשר עובר ללא Zona מועברים, כמו תאי הדם והפסולת יכולים לצרף לסטומרים. שנית, הפתיחה שבוצעה אינה חותמת אחרי העוברים הועברו, ולכן הם יכולים לזרום בחזרה דרך פתח ולהיות מגורשים לחלל הבטן, כאשר נפח גדול מדי כבר להכניס לתוך הרחם. העברת העובר ברחם, חצוצרות שתוארו במסמך זה לנצל את צומת הרחם-חצוצרות כדי לספק embryos לתוך הרחם ללא הצורך בניקוב דופן רחם ובכך להימנע מההשלכות השליליות שלה 9. נקבות נמען pseudopregnant משמשות להעברת עובר מתקבלות על ידי הזדווגות טבעית עם זכרים עוקרו 8. הפרשות המכוננת המיוצרים על ידי זכר סטרילי נדרשות לרחם להפוך פתוח לעוברים שהועברו. כדי להשיג נמען, למקסימום של 2 נקבות של 8 שבועות עד 6 חודשים של גיל מונחים עם זכר שעוקר בשעתי אחר הצהריים. למחרת בבוקר, נשים נבדקות לנוכחות של תקע הזדווגות בנרתיק, סבך של חלבונים קרוש מנוזל הזרע הגברי. כהזדווגות מתרחשת בדרך כלל בחצות, היום של גילוי תוסף נרתיק נחשב 0.5 DPC. למרות שניתן לרכוש זכרים עוקרו מכמה ספקים, ההליך הכירורגי שתואר במסמך זה הוא קל יחסית ואינו דורש כל מכשירים נוספים מהנדרש להעברת עובר.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="1234">
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="29">
			<td height="29" style="height:29px;width:232px;">Ketamine</td>
			<td style="width:111px;">VEDCO</td>
			<td style="width:203px;">Ketaved ANADA 200-257</td>
			<td style="width:691px;">To be ordered by a licensed veterinarian.</td>
		</tr>
		<tr height="23">
			<td height="23" style="height:23px;width:232px;">Xylazine</td>
			<td style="width:111px;">Lloyd laboratories</td>
			<td style="width:203px;">Anased NADA #139-236</td>
			<td style="width:691px;">To be ordered by a licensed veterinarian.</td>
		</tr>
		<tr height="24">
			<td height="24" style="height:24px;width:232px;">Buprenorphine</td>
			<td style="width:111px;">Generic</td>
			<td style="width:203px;">NDC 400-42-010-01</td>
			<td style="width:691px;">To be ordered by a licensed veterinarian.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:232px;">Eye ointment</td>
			<td style="width:111px;">Novartis</td>
			<td style="width:203px;">Genteal</td>
			<td style="width:691px;"></td>
		</tr>
		<tr height="36">
			<td height="36" style="height:36px;width:232px;">Antibiotic</td>
			<td style="width:111px;">Pfizer</td>
			<td style="width:203px;">Clavamox NADA #55-101.</td>
			<td style="width:691px;">Added to drinking water (0.3 mg/ml of amoxicillin trihydrate and 0.075 mg/ml of clavulanate potassium). Add 1.5 ml of the reconstituted 15 ml bottle to 250 ml of water.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:232px;">Dressing serrated forceps</td>
			<td style="width:111px;">ROBOZ</td>
			<td style="width:203px;">RS-8120</td>
			<td style="width:691px;">Any medium size surgical-grade steel straight forceps will work.</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:232px;">Micro dissecting serrated forceps</td>
			<td style="width:111px;">ROBOZ</td>
			<td style="width:203px;">RS-5137</td>
			<td style="width:691px;">These ones are curved at a 90&#186; angle. Straight forceps can be used if preferred.</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:232px;">Slight curved micro dissection forceps</td>
			<td style="width:111px;">ROBOZ</td>
			<td style="width:203px;">RS-5136</td>
			<td style="width:691px;">This model is particularly useful to hold the oviduct.</td>
		</tr>
		<tr height="19">
			<td height="19" style="height:19px;width:232px;">Scissors</td>
			<td style="width:111px;">ROBOZ</td>
			<td style="width:203px;">RS-5880</td>
			<td style="width:691px;">Any regular surgical grade steel small straight scissors will work.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:232px;">27G needles</td>
			<td style="width:111px;">Beckton-Dickinson</td>
			<td style="width:203px;">305136</td>
			<td style="width:691px;">Smaller needles (30G) can be also used. 25G may be a bit too big.</td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;width:232px;">Clip applier</td>
			<td style="width:111px;">MiKRon</td>
			<td style="width:203px;">42763</td>
			<td style="width:691px;"></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;width:232px;">9 mm Clips</td>
			<td style="width:111px;">MiKRon</td>
			<td style="width:203px;">427631</td>
			<td style="width:691px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:232px;">Clip remover</td>
			<td style="width:111px;">MiKRon</td>
			<td style="width:203px;">7637</td>
			<td style="width:691px;">Two pairs of teeth forceps (ROBOZ RS-8160) can be used instead.</td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;width:232px;">Suture needle holder</td>
			<td style="width:111px;">ROBOZ</td>
			<td style="width:203px;">RS-7820</td>
			<td style="width:691px;"></td>
		</tr>
		<tr height="19">
			<td height="19" style="height:19px;width:232px;">Suture</td>
			<td style="width:111px;">Dowist Gell</td>
			<td style="width:203px;">5-0 Dexon S 7204-21</td>
			<td style="width:691px;">Can be substituted for any 4-0 to 6-0 absorbable suture with a narrow curved needle.</td>
		</tr>
		<tr height="34">
			<td height="34" style="height:34px;width:232px;">Glass capillaries</td>
			<td style="width:111px;">VWR</td>
			<td style="width:203px;">100 ul calibrated pipettes 53432-921</td>
			<td style="width:691px;">It includes a mouth aspirator system that only requires to attach a 0.22 um filter in the tubing to be ready to use. More information can be obtained in ref. 8.</td>
		</tr>
		<tr height="37">
			<td height="37" style="height:37px;width:232px;">Burner</td>
			<td style="width:111px;">KISAG AG</td>
			<td style="width:203px;">Typ 2002</td>
			<td style="width:691px;">Gas operated burner, can be charged with Kigas (CH-4512, from the same vendor). Alcohol burners may be also used, but gas provides a higher temperature and this burner provides a small and precise flame.</td>
		</tr>
		<tr height="105">
			<td height="105" style="height:105px;width:232px;">Stereomicroscope</td>
			<td style="width:111px;">Leica</td>
			<td style="width:203px;">MZFLIII</td>
			<td style="width:691px;">This is an expensive estereomicroscope with fluorescence, that can be also used for other purposes. There are cheaper options such as Leica MZ8 or Nikon SMZ-10 or SMZ-2B, to name a few. It is better to use two stereomicroscopes, one for handling the embryos (which does not need to be a very nice one) and another one for the recipient. The one used for the recipient should display a long distance from the stage plate to the objective lense, in order to be able to focus 3-4 cm above the stage plate (where the oviduct will be placed) and still leave some room for the surgeon; most of the stereomicroscopes can do this, but some cannot.&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="19">
			<td height="19" style="height:19px;width:232px;">Fiber optics ilumination</td>
			<td style="width:111px;">Dolan Jenner</td>
			<td style="width:203px;">Fiber lite</td>
			<td style="width:691px;">To iluminate the surgical area. There are different systems available.</td>
		</tr>
		<tr height="52">
			<td height="52" style="height:52px;width:232px;">Warm stages</td>
			<td style="width:111px;">American scope</td>
			<td style="width:203px;"><a href="https://exch.mail.umd.edu/owa/redir.aspx?C=1qTJKejamUSfudeYG_MlZHvTY3dsJM9Iaqr2SnwGD4ECWGzB8e8Rpg--_L7u0vJmyatXQJzGQ0k.&amp;URL=http%3a%2f%2fstore.amscope.com%2ftcs-100.html" target="_blank">http://store.amscope.com/tcs-100.html</a></td>
			<td style="width:691px;">These can be placed over the stage plate of the stereomicroscope. Some modifications (inserting a stick to level the stage) may be needed if it is too short for the stereomicroscope. A big warm stage can be used for warming the cage if it is available. If not, a regular heating pad can be used, but temperature must be checked.</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:232px;">Culture dishes for embryo manipulation</td>
			<td style="width:111px;">Falcon</td>
			<td style="width:203px;">353001</td>
			<td style="width:691px;">351008 may be also used, they made narrower drops.</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

utero-tubal embryo transfer and vasectomy in the mouse model

העברת עוברי preimplantation לנקבה פונדקאית היא צעד הנדרש לייצורם של עכברים מהונדסים גנטי או כדי לחקור את ההשפעות של שינויים אפיגנטיים מקורו במהלך פיתוח preimplantation על בריאות פיתוח ומבוגר עוברית שלאחר מכן. השימוש בטכניקת העברת עובר יעילה ועקבית הוא חיונית כדי לשפר את הדור של בעלי חיים מהונדסים גנטי ועל מנת לקבוע את ההשפעה של טיפולים שונים על שיעורי השרשה והישרדות לטווח. עוברים בשלב הבלסטוציסט בדרך כלל מועברים על ידי העברת רחם, ביצוע לנקב בדופן הרחם להציג פיפטה המניפולציה עובר. פתח שבוצע ברחם אינו נסגר לאחר פיפטה בוטלה, והעוברים יכולים יצוא לחלל הבטן עקב הלחץ החיובי של הרחם. לנקב יכול גם לייצר דימום הפוגע בהשתלה, בלוקים טפטפת ההעברה ועלולה להשפיע על עובר דevelopment, במיוחד כאשר עובר ללא Zona מועברים. כתוצאה מכך, טכניקה זו לעתים קרובות תוצאות בשיעורי הישרדות עובר נמוך מאוד משתנים וכוללים. הימנעות השפעות השליליות אלה, העברת עובר ברחם, חצוצרות לנצל את צומת רחם-חצוצרות כמחסום טבעי המונע יצוא עובר ולהימנע מניקוב דופן הרחם. זכרים שעוקרו נדרשים לקבלת מקבלי pseudopregnant. טכניקה לביצוע ניתוח עיקור מתוארת כהשלמה לעוברים ברחם, חצוצרות.

<html> העברת עובר ברחם, חצוצרות מספקת מתכוון להעביר עוברים אל רחם הימנעות חלק מהסיבוכים הקשורים לעוברים ברחם 2,9,10. בטבלה 1 אנו מראים כמה תוצאת נציג השגנו העברת בלסטוציטים CD1 נתון למיני מניפולציות לנמעני CD1 שונים בעקבות הפרוטוקול המתואר. ההישרדות לטווח (% מעוברים וכתוצאה מגור) או הישרדות לE15 (במקרה של lentivirus נחשף) דומה בין עוברים פשוט בתרבית במבחנה משלב הזיגוטה (IVC), עובר נתון להזרקת iPSC לייצר גורי chimeric ועוברים שהוסרו Zona ונחשפו לlentivirus עבור 7 שעות לפני חזרת עוברים. לכן, חזרת עוברים ברחם, חצוצרות היא טכניקה אמינה להעברת עוברים מסובכים במיוחד כגון אלה חסרי pellucida Zona וטופחו עם lentivirus. together.within-page = &quot;תמיד&quot;&gt; <img alt="איור 1" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/51214/51214fig1highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51214/51214fig1.jpg" /> איור 1. הזרקה של חומרי הרדמה ומשככי כאבים.) זריקה intraperitoneal של קטמין-Xylazine. הזרקה תת עורית של יישום עצירות. C) של משחת עיניים ב &#39;). <img alt="איור 2" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/51214/51214fig2highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51214/51214fig2.jpg" /> איור 2. . פרוטוקול ניתוח עיקור) נקודת החתך (מתוארת עם &quot;X&quot; אדום) ממוקמת כ 1 סנטימטר מעל לפין; להסיר פרווה מ0.5-2.5 סנטימטר מעל איבר מין (קווים שחורים) חתך שריר B) חתך בעור C)... זרע ד) Vas (חץ שחור) ומבחןתפר (*). E) Flaming של המלקחיים לצריבה. F) הצריבה של צינור הזרע בשתי נקודות בו זמנית. זרע G) Vas מופרד באופן ברור לשני קצוות צרובים. H) תפר שריר.) עור. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/51214/51214fig2highres.jpg" target="_blank">לחץ כאן לצפייה בתמונה גדולה יותר.</a> <img alt="איור 3" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/51214/51214fig3highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51214/51214fig3.jpg" /> איור 3. פרוטוקול רחם-תובל העברת עובר A, B) הגבי ותצוגה לרוחב של נקודת החתך (מתוארת עם &quot;X&quot; אדום);. קווים שחורים בין הצלעות והאגן האחרונים (A, B) ובין הגב והבטן (B) תשמש כמדריך. חתך בעור) C. <strong&gt; D)) פיפטה זכוכית מניפולציה עובר חתך שריר. E עמוסה 5 בלסטוציטים מוכן להעברה. F, G) השחלות נציג עם (F) או בלי (lutea corpora) G, מסומן בחצים שחורים. HK) לענין ייצוג , סימולציה של עוברים ברחם, חצוצרות בוצעה טעינת פיפטה מניפולציה זכוכית עם פתרון trypan כחול 0.4%. H) ניקוב oviduct (חץ שחור) קרוב לרחם (*). אני) מבוא של פיפטה המניפולציה עובר לתוך פתח שבוצע בעבר. J) פיפטה המניפולציה העובר מקדמת דרך צומת הרחם-חצוצרות. K) נפח שווה ערך trypan הכחול פתרון שלשוחרר בהעברת עובר כבר גורש בלומן הרחם (חץ שחור). L) כדי לבדוק את הסגר יעיל המיוצר על ידי צומת הרחם-חצוצרות, כלתוכן של פיפטה המניפולציה שוחרר אל תוך הרחם; צומת רחם-חצוצרות (חץ) מעכבת את הזרימה האחורית של פתרון trypan הכחול שוחרר לרחם (*) הסרת קליפ M) תפר שריר N) תפר עור O).... P) 15 ימים לאחר חזרת עוברים לספק חומר גוזל לנמען המלטת Chimeric. Q) הושגה בעקבות טכניקה זו. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/51214/51214fig3highres.jpg" target="_blank">לחץ כאן לצפייה בתמונה גדולה יותר.</a> <table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="583" style=";text-align:right;direction:rtl"><colgroup><col /><col /><col /><col /><col /></colgroup><tbody><tr height="20"><td height="20" style="height:20px;width:91px;"> טיפול </td><td style="width:135px;"> מספר ההעברות </td><td style="width:131px;"> עוברים הועברו </td><td style="width:99px;"> גורים נמסרו </td><td style="width:131px;"> הישרדות לtERM (%) </td></tr><tr height="20"><td height="20" style="height:20px;"> IVC </td><td align="center"> 11 </td><td align="center"> 110 </td><td align="center"> 82 </td><td align="center"> 74.5 </td></tr><tr height="20"><td height="20" style="height:20px;"> הזרקת iPSC </td><td align="center"> 3 </td><td align="center"> 50 </td><td align="center"> 35 </td><td align="center"> 70.0 </td></tr><tr height="20"><td height="20" style="height:20px;"> Lentivirus </td><td align="center"> 6 </td><td align="center"> 60 </td><td align="center"> 44 </td><td align="center"> 73.3 </td></tr></tbody></table> טבלת 1. השיגו תוצאות נציג לאחר העברת שלוש קבוצות שונות של עוברי מניפולציות בעקבות העברת עובר ברחם, חצוצרות. 1) עוברים בתרבית במבחנה (IVC) מהשלב הזיגוטה לשלב הבלסטוציסט, 2) בבלסטוציטים vivo מיוצר הוזרק 10 mousדואר iPSC לייצר עכברי chimeric, 3) בvivo מיוצר בלסטוציטים שהוסר Zona והודגרו במשך שעה 7 עם lentivirus להביע GFP. הנתונים מייצגים את מספר הגורים שנולדו מתוך מספר העוברים הועברו מלבד קבוצת lentivirus חשופה, שבו הם מייצגים את מספר עוברי קיימא 10 ימים לאחר חזרת עוברים, כמו הריון לא יאפשר להתקדמות נוספת.

Watch this Scientific Journal Video about Utero-tubal Embryo Transfer and Vasectomy in the Mouse Model at JoVE.com

Utero-tubal Embryo Transfer and Vasectomy in the Mouse Model

העברת עובר ברחם, חצוצרות משתמשת בצומת הרחם-חצוצרות כמחסום כדי למנוע את יצוא העובר שעלול להתרחש בעת ביצוע העברה ברחם. זכרים שעוקרו נדרשים להשיג מקבלי pseudopregnant לעוברים. שני הטכניקות הם דנו.

העברת רחם-תובל עובר ועיקור במודל העכבר

The transfer of preimplantation embryos to a surrogate female is a required step for the production of genetically modified mice or to study the effects ...

utero-tubal-embryo-transfer-and-vasectomy-in-the-mouse-model

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Biology

47.5K Views.  United States Department of Agriculture.  העברת עובר ברחם, חצוצרות משתמשת בצומת הרחם-חצוצרות כמחסום כדי למנוע את יצוא העובר שעלול להתרחש בעת ביצוע העברה ברחם. זכרים שעוקרו נדרשים להשיג מקבלי pseudopregnant לעוברים. שני הטכניקות הם דנו. 

Video: Utero-tubal Embryo Transfer and Vasectomy in the Mouse Model

Nuclear Transfer into Mouse Oocytes

Nuclear transfer into an unfertilized oocyte can restore developmental potential to a differentiated cell. This demonstrates that the processes underlying development, differentiation and aging are epigenetic rather than genetic processes. The reversibility of these processes opens exciting perspectives in basic research, and in the more distant future, in regenerative medicine. In the mouse, embryonic stem cells can be derived from cloned preimplantation stage embryos. Such embryonic stem cells have the ability to give rise to all cell types of the adult organism. Importantly, these cells are genetically identical to the donor. If applicable to human, this would allow the derivation of stem cells from a patient. These cells could then be differentiated into the affected cell type of the patient and studied in vitro, or used to replace the damaged or missing cells. The study of nuclear transfer in the mouse remains important as it can inform us about the principles of nuclear reprogramming. This movie and the accompanying protocol are intended to help learning nuclear transfer in the mouse, a method initially developed in the group of Prof. Yanagimachi (WAKAYAMA et al. 1998).

This movie and the protocol are intended to help learning nuclear transfer.

העברת גרעין לתוך ביציות עכבר

Nuclear transfer into an unfertilized oocyte can restore developmental potential to a differentiated cell. This demonstrates that the processes underlying ...

Assay for Neural Induction in the Chick Embryo

The chick embryo is a valuable tool in the study of early embryonic development. Its transparency, accessibility and ease of manipulation, make it an ideal tool for studying the formation and initial patterning of the nervous system. This video demonstrates how to graft organizer tissue into a host, a method by which Hensen s node (the organizer in the chick embryo) is grafted to a host competent ectoderm. The organizer graft instructs overlying na ve tissue to adopt a neural fate via neural inducing signals. This mechanism is referred to as neural induction, and constitutes the initial step in the formation of brain and spinal cord in amniotes. This method is essentially used for the characterization of putative neural inducing molecules in chick. This video demonstrates the different steps in the assay for neural induction; First, the donnor embryo is explanted and pinned on a dish. Then, the host embryo is prepared for New culture. The graft is excised and transplanted to the host area pellucida margin. The host is cultured for 18-22 hrs. The assembly is fixed and processed for further applications (e.g. in situ hybridization). This method was originally devised by Waddington 1,2 and Gallera 3,4.

Neural induction is the first step in the formation of the brain. It is a mechanism by which Hensen's node (organizer), instructs adjacent tissue to adopt a neural fate, i.e. to give rise to the nervous system. This video demonstrates an assay for neural induction in chick embryo.

Assay עבור אינדוקציה עצבית בעובר צ&#39;יק

The chick embryo is a valuable tool in the study of early embryonic development. Its transparency, accessibility and ease of manipulation, make it an ...

Electrophysiological Recording in the Drosophila Embryo

Drosophila is a premier genetic model for the study of both embryonic development and functional neuroscience. Traditionally, these fields are quite isolated from each other, with largely independent histories and scientific communities. However, the interface between these usually disparate fields is the developmental programs underlying acquisition of functional electrical signaling properties and differentiation of functional chemical synapses during the final phases of neural circuit formation. This interface is a critically important area for investigation. In Drosophila, these phases of functional development occur during a period of &lt;8 hours (at 25&deg;C) during the last third of embryogenesis. This late developmental period was long considered intractable to investigation owing to the deposition of a tough, impermeable epidermal cuticle. A breakthrough advance was the application of water-polymerizing surgical glue that can be locally applied to the cuticle to enable controlled dissection of late-stage embryos. With a dorsal longitudinal incision, the embryo can be laid flat, exposing the ventral nerve cord and body wall musculature to experimental investigation. Whole-cell patch-clamp techniques can then be employed to record from individually-identifiable neurons and somatic muscles. These recording configurations have been used to track the appearance and maturation of ionic currents and action potential propagation in both neurons and muscles. Genetic mutants affecting these electrical properties have been characterized to reveal the molecular composition of ion channels and associated signaling complexes, and to begin exploration of the molecular mechanisms of functional differentiation. A particular focus has been the assembly of synaptic connections, both in the central nervous system and periphery. The glutamatergic neuromuscular junction (NMJ) is most accessible to a combination of optical imaging and electrophysiological recording. A glass suction electrode is used to stimulate the peripheral nerve, with excitatory junction current (EJC) recordings made in the voltage-clamped muscle. This recording configuration has been used to chart the functional differentiation of the synapse, and track the appearance and maturation of presynaptic glutamate release properties. In addition, postsynaptic properties can be assayed independently via iontophoretic or pressure application of glutamate directly to the muscle surface, to measure the appearance and maturation of the glutamate receptor fields. Thus, both pre- and postsynaptic elements can be monitored separately or in combination during embryonic synaptogenesis. This system has been heavily used to isolate and characterize genetic mutants that impair embryonic synapse formation, and thus reveal the molecular mechanisms governing the specification and differentiation of synapse connections and functional synaptic signaling properties.

Electrophysiological Recording in the Drosophila Embryo

Electrophysiological recordings from Drosophila embryos allow analyses of developing muscle and neuron electrical properties, as well as characterization of functional synaptogenesis at the glutamatergic neuromuscular junction and central cholinergic and GABAergic synapses.

הקלטה של ​​אלקטרו תסיסנית עובריים

Drosophila is a premier genetic model for the study of both embryonic development and functional neuroscience. Traditionally, these fields are quite ...

Microinjection Techniques for Studying Mitosis in the Drosophila melanogaster Syncytial Embryo

This protocol describes the use of the Drosophila melanogaster syncytial embryo for studying mitosis1. Drosophila has useful genetics with a sequenced genome, and it can be easily maintained and manipulated. Many mitotic mutants exist, and transgenic flies expressing functional fluorescently (e.g. GFP) - tagged mitotic proteins have been and are being generated. Targeted gene expression is possible using the GAL4/UAS system2. 

The Drosophila early embryo carries out multiple mitoses very rapidly (cell cycle duration, &asymp;10 min). It is well suited for imaging mitosis, because during cycles 10-13, nuclei divide rapidly and synchronously without intervening cytokinesis at the surface of the embryo in a single monolayer just underneath the cortex. These rapidly dividing nuclei probably use the same mitotic machinery as other cells, but they are optimized for speed; the checkpoint is generally believed to not be stringent, allowing the study of mitotic proteins whose absence would cause cell cycle arrest in cells with a strong checkpoint. Embryos expressing GFP labeled proteins or microinjected with fluorescently labeled proteins can be easily imaged to follow live dynamics (Fig. 1). In addition, embryos can be microinjected with function-blocking antibodies or inhibitors of specific proteins to study the effect of the loss or perturbation of their function3. These reagents can diffuse throughout the embryo, reaching many spindles to produce a gradient of concentration of inhibitor, which in turn results in a gradient of defects comparable to an allelic series of mutants. Ideally, if the target protein is fluorescently labeled, the gradient of inhibition can be directly visualized4. It is assumed that the strongest phenotype is comparable to the null phenotype, although it is hard to formally exclude the possibility that the antibodies may have dominant effects in rare instances, so rigorous controls and cautious interpretation must be applied. Further away from the injection site, protein function is only partially lost allowing other functions of the target protein to become evident.

Microinjection Techniques for Studying Mitosis in the Drosophila melanogaster Syncytial Embryo

This protocol describes the use of microinjection and high resolution imaging in the Drosophila melanogaster syncytial embryo to study mitosis.

Microinjection טכניקות לימוד מיטוזה ב תסיסנית melanogaster סינסיציאלי עובריים

This protocol describes the use of the Drosophila melanogaster syncytial embryo  for studying mitosis1.  Drosophila has useful genetics with a sequenced ...

In vivo Imaging and Therapeutic Treatments in an Orthotopic Mouse Model of Ovarian Cancer

Human cancer and response to therapy is better represented in orthotopic animal models. This paper describes the development of an orthotopic mouse model of ovarian cancer, treatment of cancer via oral delivery of drugs, and monitoring of tumor cell behavior in response to drug treatment in real time using in vivo imaging system. In this orthotopic model, ovarian tumor cells expressing luciferase are applied topically by injecting them directly into the mouse bursa where each ovary is enclosed. Upon injection of D-luciferin, a substrate of firefly luciferase, luciferase-expressing cells generate bioluminescence signals. This signal is detected by the in vivo imaging system and allows for a non-invasive means of monitoring tumor growth, distribution, and regression in individual animals. Drug administration via oral gavage allows for a maximum dosing volume of 10 mL/kg body weight to be delivered directly to the stomach and closely resembles delivery of drugs in clinical treatments. Therefore, techniques described here, development of an orthotopic mouse model of ovarian cancer, oral delivery of drugs, and in vivo imaging, are useful for better understanding of human ovarian cancer and treatment and will improve targeting this disease.

In vivo Imaging and Therapeutic Treatments in an Orthotopic Mouse Model of Ovarian Cancer

Orthotopic animal models of ovarian cancer replicate better human disease and therefore enhance our understanding of cancer progression and tumor response to therapy. A mouse model receives an intrabursal injection of luciferase-expressing ovarian tumor cells. Treatment is administered via oral gavage. Tumor growth is monitored by in vivo imaging system.

בשנת vivo ההדמיה לטיפולים במודל עכבר orthotopic של סרטן השחלות

Human cancer and response to therapy is better represented in orthotopic animal models.  This paper describes the development of an orthotopic mouse model ...

Tracking Morphogenetic Tissue Deformations in the Early Chick Embryo

Embryonic epithelia undergo complex deformations (e.g. bending, twisting, folding, and stretching) to form the primitive organs of the early embryo. Tracking fiducial markers on the surfaces of these cellular sheets is a well-established method for estimating morphogenetic quantities such as growth, contraction, and shear. However, not all surface labeling techniques are readily adaptable to conventional imaging modalities and possess different advantages and limitations. Here, we describe two labeling methods and illustrate the utility of each technique. In the first method, hundreds of fluorescent labels are applied simultaneously to the embryo using magnetic iron particles. These labels are then used to quantity 2-D tissue deformations during morphogenesis. In the second method, polystyrene microspheres are used as contrast agents in non-invasive optical coherence tomography (OCT) imaging to track 3-D tissue deformations. These techniques have been successfully implemented in our lab to studythe physical mechanisms of early head fold, heart, and brain development, and should be adaptable to a wide range morphogenetic processes.

This article describes surface labeling and ex ovo tissue culture in the early chick embryo. Techniques amenable to time-lapse bright field, fluorescence, and optical coherence tomography imaging are presented. Tracking surface labels with high spatiotemporal resolution enables kinematic quantities such as morphogenetic strains (deformations) to be calculated in both two and three dimensions.

מעקב אחר דפורמציות המוךפו&quot;גנטי שהולך רקמות בעובר צ&#39;יק מוקדם

Embryonic epithelia undergo complex deformations (e.g. bending, twisting, folding, and stretching) to form the primitive organs of the early embryo. ...

Generation of Mice Derived from Induced Pluripotent Stem Cells

The production of induced pluripotent stem cells (iPSCs) from somatic cells provides a means to create valuable tools for basic research and may also produce a source of patient-matched cells for regenerative therapies. iPSCs may be generated using multiple protocols and derived from multiple cell sources. Once generated, iPSCs are tested using a variety of assays including immunostaining for pluripotency markers, generation of three germ layers in embryoid bodies and teratomas, comparisons of gene expression with embryonic stem cells (ESCs) and production of chimeric mice with or without germline contribution2. Importantly, iPSC lines that pass these tests still vary in their capacity to produce different differentiated cell types2. This has made it difficult to establish which iPSC derivation protocols, donor cell sources or selection methods are most useful for different applications.
The most stringent test of whether a stem cell line has sufficient developmental potential to generate all tissues required for survival of an organism (termed full pluripotency) is tetraploid embryo complementation (TEC)3-5. Technically, TEC involves electrofusion of two-cell embryos to generate tetraploid (4n) one-cell embryos that can be cultured in vitro to the blastocyst stage6. Diploid (2n) pluripotent stem cells (e.g. ESCs or iPSCs) are then injected into the blastocoel cavity of the tetraploid blastocyst and transferred to a recipient female for gestation (see Figure 1). The tetraploid component of the complemented embryo contributes almost exclusively to the extraembryonic tissues (placenta, yolk sac), whereas the diploid cells constitute the embryo proper, resulting in a fetus derived entirely from the injected stem cell line.
Recently, we reported the derivation of iPSC lines that reproducibly generate adult mice via TEC1. These iPSC lines give rise to viable pups with efficiencies of 5-13%, which is comparable to ESCs3,4,7 and higher than that reported for most other iPSC lines8-12. These reports show that direct reprogramming can produce fully pluripotent iPSCs that match ESCs in their developmental potential and efficiency of generating pups in TEC tests. At present, it is not clear what distinguishes between fully pluripotent iPSCs and less potent lines13-15. Nor is it clear which reprogramming methods will produce these lines with the highest efficiency. Here we describe one method that produces fully pluripotent iPSCs and "all- iPSC" mice, which may be helpful for investigators wishing to compare the pluripotency of iPSC lines or establish the equivalence of different reprogramming methods.

Generating induced pluripotent stem cell (iPSC) lines produces lines of differing developmental potential even when they pass standard tests for pluripotency. Here we describe a protocol to produce mice derived entirely from iPSCs, which defines the iPSC lines as possessing full pluripotency1.

דור של עכברים שמקורם בתאי גזע pluripotent מושרים

The production of induced pluripotent stem cells (iPSCs) from somatic cells provides a means to create valuable tools for basic research and may also ...

Mouse Embryonic Development in a Serum-free Whole Embryo Culture System

Mid-gestation stage mouse embryos were cultured utilizing a serum-free culture medium prepared from commercially available stem cell media supplements in an oxygenated rolling bottle culture system. Mouse embryos at E10.5 were carefully isolated from the uterus with intact yolk sac and in a process involving precise surgical maneuver the embryos were gently exteriorized from the yolk sac while maintaining the vascular continuity of the embryo with the yolk sac. Compared to embryos prepared with intact yolk sac or with the yolk sac removed, these embryos exhibited superior survival rate and developmental progression when cultured under similar conditions. We show that these mouse embryos, when cultured in a defined medium in an atmosphere of 95% O2 / 5% CO2 in a rolling bottle culture apparatus at 37 &#176;&#8203;C for 16-40 hr, exhibit morphological growth and development comparable to the embryos developing in utero. We believe this method will be useful for investigators needing to utilize whole embryo culture to study signaling interactions important in embryonic organogenesis.

Serum utilized in embryo cultures contains unknown components that can affect the outcome of experiments especially in studies involving signaling interactions. Here we utilized a serum-free oxygenated culture system and show that mid-gestation mouse embryos cultured for 16-40 hr&#160;exhibit morphological development comparable to embryos developing in utero.

עכבר עוברי פיתוח במערכת סרום ללא תרבות שלמה עובר

Mid-gestation stage mouse embryos were cultured utilizing a serum-free culture medium prepared from commercially available stem cell media supplements in ...

Generation of Transgenic Hydra by Embryo Microinjection

As a member of the phylum Cnidaria, the sister group to all bilaterians, Hydra can shed light on fundamental biological processes shared among multicellular animals. Hydra is used as a model for the study of regeneration, pattern formation, and stem cells. However, research efforts have been hampered by lack of a reliable method for gene perturbations to study molecular function. The development of transgenic methods has revitalized the study of Hydra biology1. Transgenic Hydra allow for the tracking of live cells, sorting to yield pure cell populations for biochemical analysis, manipulation of gene function by knockdown and over-expression, and analysis of promoter function. Plasmid DNA injected into early stage embryos randomly integrates into the genome early in development. This results in hatchlings that express transgenes in patches of tissue in one or more of the three lineages (ectodermal epithelial, endodermal epithelial, or interstitial). The success rate of obtaining a hatchling with transgenic tissue is between 10% and 20%. Asexual propagation of the transgenic hatchling is used to establish a uniformly transgenic line in a particular lineage. Generating transgenic Hydra is surprisingly simple and robust, and here we describe a protocol that can be easily implemented at low cost.

Generation of Transgenic Hydra by Embryo Microinjection

Stably transgenic Hydra are made by microinjection of plasmid DNA into embryos followed by random genomic integration and asexual propagation to establish a uniform line. Transgenic Hydra are used to track cell movements, overexpress genes, study promoter function, or knock down gene expression using RNAi.

דור של הטרנסגניים<em&gt; הידרה</em&gt; על ידי Microinjection העובר

As a member of the phylum Cnidaria, the sister group to all bilaterians, Hydra can shed light on fundamental biological processes shared among ...

Validation of a Mouse Model to Disrupt LINC Complexes in a Cell-specific Manner

Nuclear migration and anchorage within developing and adult tissues relies heavily upon large macromolecular protein assemblies called LInkers of the Nucleoskeleton and Cytoskeleton (LINC complexes). These protein scaffolds span the nuclear envelope and connect the interior of the nucleus to components of the surrounding cytoplasmic cytoskeleton. LINC complexes consist of two evolutionary-conserved protein families, Sun proteins and Nesprins that harbor C-terminal molecular signature motifs called the SUN and KASH domains, respectively. Sun proteins are transmembrane proteins of the inner nuclear membrane whose N-terminal nucleoplasmic domain interacts with the nuclear lamina while their C-terminal SUN domains protrudes into the perinuclear space and interacts with the KASH domain of Nesprins. Canonical Nesprin isoforms have a variable sized N-terminus that projects into the cytoplasm and interacts with components of the cytoskeleton. This protocol describes the validation of a dominant-negative transgenic mouse strategy that disrupts endogenous SUN/KASH interactions in a cell-type specific manner. Our approach is based on the Cre/Lox system that bypasses many drawbacks such as perinatal lethality and cell nonautonomous phenotypes that are associated with germline models of LINC complex inactivation. For this reason, this model provides a useful tool to understand the role of LINC complexes during development and homeostasis in a wide array of tissues.

Nuclear envelope proteins play a central role in many basic biological processes and have been implicated in a variety of human diseases. This protocol describes a new Cre/Lox-based mouse model that allows for the spatiotemporal control of LINC complexes disruption.

אימות של מודל עכבר לשבש מכלולי LINC באופן ספציפי בתא

Nuclear migration and anchorage within developing and adult tissues relies heavily upon large macromolecular protein assemblies called LInkers of the ...

העברת רחם-תובל עובר ועיקור במודל העכבר

Summary

Explore More Videos

Chapters in this video

העברת גרעין לתוך ביציות עכבר

Assay עבור אינדוקציה עצבית בעובר צ'יק

הקלטה של אלקטרו תסיסנית עובריים

Microinjection טכניקות לימוד מיטוזה ב תסיסנית melanogaster סינסיציאלי עובריים

בשנת vivo ההדמיה לטיפולים במודל עכבר orthotopic של סרטן השחלות

מעקב אחר דפורמציות המוךפו"גנטי שהולך רקמות בעובר צ'יק מוקדם

דור של עכברים שמקורם בתאי גזע pluripotent מושרים

עכבר עוברי פיתוח במערכת סרום ללא תרבות שלמה עובר

דור של הטרנסגניים

אימות של מודל עכבר לשבש מכלולי LINC באופן ספציפי בתא

העברת רחם-תובל עובר ועיקור במודל העכבר

Summary

Explore More Videos

Chapters in this video

העברת גרעין לתוך ביציות עכבר

Assay עבור אינדוקציה עצבית בעובר צ'יק

הקלטה של ​​אלקטרו תסיסנית עובריים

Microinjection טכניקות לימוד מיטוזה ב תסיסנית melanogaster סינסיציאלי עובריים

בשנת vivo ההדמיה לטיפולים במודל עכבר orthotopic של סרטן השחלות

מעקב אחר דפורמציות המוךפו"גנטי שהולך רקמות בעובר צ'יק מוקדם

דור של עכברים שמקורם בתאי גזע pluripotent מושרים

עכבר עוברי פיתוח במערכת סרום ללא תרבות שלמה עובר

דור של הטרנסגניים

אימות של מודל עכבר לשבש מכלולי LINC באופן ספציפי בתא

הקלטה של אלקטרו תסיסנית עובריים