وأيد هذا العمل من جانب صناديق من قسم علوم الحيوان والطيور لBT.

تمت الموافقة على جميع التجارب على الحيوانات من قبل بلتسفيل المساحة رعاية الحيوان واستخدام Comittees (BAACUC 11-015) وفقا لوزارة الزراعة الأميركية رعاية الحيوان واستخدام المبادئ التوجيهية. 1. التخدير وتسكين (المشتركة لكلا العمليات الجراحية) <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تزن الماوس وتحميل التخدير والمسكنات التالية في اثنين 1 مل المحاقن مع الإبر 27 G: <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الكيتامين (0.1 ملغ / غ: 0.01 مل / غرام من حل 10 ملغ / مل) وزيلازين (0.01 ملغ / غ: 0.005 مل / غرام من حل 2 ملغ / مل). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> البوبرينورفين (0.1 ميكروغرام / غرام: 0.01 مل من محلول 0.01 ملغ / مل). </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لشل حركة الماوس عن طريق التقاط القفا من عنقه أقرب إلى فكي ممكن مع الإبهام والسبابة وعقد الذيل بين القليل وخاتم الأصابع. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> حقن الكيتامين زيلازين-خليط الغشاء البريتونى. من أجل تجنب ثقب الأعضاء الداخلية، مع الاستمرار على الماوس معرئيسها أقل قليلا من مستوى الوركين لها (الشكل 1A) </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> حقن تحت الجلد البوبرينورفين في القفا من الرقبة عقد بين الإبهام والسبابة (الشكل 1B). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ترك الماوس في القفص (نظيفة ودون أي حيوان آخر) على مسرح الحارة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مرة واحدة وعيه، والتحقق من عدم وجود منعكس القدم الخلفية (فحصها من قبل قرصة أخمص قدميه). تطبيق مرهم العين لتجنب جفاف العين وللتحقق من عدم وجود منعكس الجفن (الشكل 1C). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> يوفر هذا البروتوكول طائرة التخدير الجراحي مدة لا تقل عن 30 دقيقة، ما يكفي لتنفيذ الإجراءات الموضحة أدناه (البروتوكولات 2 و 3). إذا كانت هناك حاجة أوقات أطول، حقنة إضافية من الكيتامين زيلازين + مع نصف الجرعة الموصوفة في 1.1.1 يمكن تطبيقها بعد 30 دقيقة. إن التغيير في نمط التنفس لواحدة بشكل أسرع وعدم انتظام يدل على الصغرىق ق الطائرة التخدير المناسبة. </li></ol> 2. قطع القناة الدافقة <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استخدام الذكور مع أداء التزاوج التي أثبتت جدواها. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تعقيم الأدوات الجراحية، وتنظيف الأسطح حيث سيتم إجراء الجراحة وتصفيتهم مع الايثانول 70٪. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> أداء التخدير كما هو مفصل سابقا (بروتوكول 1)، والتحقق من فقدان ردود الفعل. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ضع الماوس على مسرح الحارة، وإزالة الفراء مع كليبرز الكهربائية من منطقة بطني بين خطين مستعرضة وهمية وضعت 0.5 سم و 2.5 سم فوق القضيب (الشكل 2A). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تطهير منطقة حلق بواسطة المسح متتابعة مع 10٪ البوفيدون اليود والايثانول 70٪. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ضع الماوس في موقف ضعيف مع ذيله نحو الجراح والغطاء بمنشفة العقيمة مع وجود ثقب تعريض منطقة حلق. إلقاء الضوء على منطقة العمليات الجراحية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إجراء 10-15 ملم طولية incisio الجلدن في خط وسطي من البطن، وحوالي 1 سم فوق القضيب. عقد الجلد مع ملقط مسنن خلع الملابس ثم قطع مع مقص (أرقام 2A و 2B). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إجراء 5-10 ملم شق طولي في ألبا الخط. عقد العضلات مع ملقط مسنن microdissecting وقطع مع مقص (الشكل 2C). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> انتزاع لوحة الدهنية الخصية من جانب واحد مع الدقيقة تشريح ملقط مسنن وتسحبه لفضح الخصية، البربخ والأسهر. يقع الأسهر الإنسي إلى الخصية وذلك عبارة عن أنبوب الحرة تمييزها بوضوح (لا تعلق على جدار الخصية مثل البربخ) مع الأوعية الدموية ممتدة على طول جانب واحد (الشكل 2D). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> عقد الأسهر مع ملقط مسنن تشريح الصغرى، ملقط خلع الملابس اللهب حتى إلى اللون الأحمر (الشكل 2E </stرونغ&gt;)، ومن ثم استخدامها لخفض ويكوي الأسهر في نقطتين في آن واحد (الشكل 2F). خفض يجب إزالة جزء من حوالي 5 ملم وترك اثنين يفصل بوضوح الغايات أكتوي (الشكل 2G). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> نقل الخصية، البربخ والأسهر يعود إلى تجويف البطن. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ننطلق من الخطوة رقم 9 في الخصية الأخرى. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> خياطة العضلات مع واحد أو اثنين من غرز فراش الأفقية المصنوعة من 5/0 خياطة للامتصاص (الشكل 2H). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> خياطة الجلد مع واحد أو اثنين كليبرز الجرح (الشكل 2I). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تحديد الذكور vasectomised (حلقة الأذن، الوشم إصبع ...)، نقله القفص وضعها على المسرح دافئة ومراقبة حتى يتعافى من التخدير (واعية والحفاظ على الاستلقاء القصية). A 0.5-1 الحقن تحت الجلد مل من محلول ملحي دافئ يحسن إعادةcovery. تسجيل حوادث ممكن تحدث أثناء نقل قطع القناة الدافقة، إضافة المضادات الحيوية إلى مياه الشرب. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مقاطع الجرح يمكن إزالتها بعد 10 يوما قطع القناة الدافقة مع مزيل الجرح مجز أو زوج من ملقط الأسنان. فإن الذكور أجريت لهم هذه العمليات تكون جاهزة للتزاوج 2 أسابيع بعد الجراحة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> اختبار العقم من الذكور أجريت لهم هذه العمليات عن طريق التزاوج مع الإناث الخصبة قبل استخدامه للحصول على المتلقين. </li></ol> 3. الرحم-البوقي نقل الأجنة <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الماوس morulae أو مثانات بلاستولية يمكن نقلها بواسطة هذه التقنية إلى المتلقي pseudopregnant الإناث عند 2.5 DPC. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعداد الجنين الزجاج التلاعب ماصة: <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تلميع نصائح من الشعيرات الدموية الزجاج من أجل تجنب إتلاف حامل ماصة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تخفيف جزء منتصف الزجاج الشعرية عن طريق تسخين بلهب غرامة في حين تناوب قليلاالشعرية بكلتا يديه بشكل متزامن. مرة واحدة يصبح المقطع الشعري لينة وطيعة (لون الضوء الأحمر)، سحبها بسرعة من اللهب وسحب طرفي لتضييق قطرها الخارجي إلى 130-150 ميكرون. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> انتظر الزجاج ليبرد ثم قطع عليه بتسجيله طفيفة الجزء الضيق مع قلم رصاص الماس نقطة، حجر جلخ أو ملف الأظافر وسحب من كلا الجانبين. يجب أن تكون نظيفة وكسر عمودي </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تلميع غيض من قبل المشتعلة بسرعة كبيرة، وترك فتحة 100-130 ميكرون. ويمكن تخزين الماصات لاستخدامها لاحقا. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> دافئ وسائل الاعلام التلاعب الجنين (CZBH أو M2، انظر المناقشة). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تعقيم الأدوات الجراحية، وتنظيف الأسطح حيث سيتم إجراء الجراحة وتصفيتهم مع الايثانول 70٪. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> أداء التخدير كما هو مفصل سابقا (بروتوكول 1)، والتحقق من فقدان ردود الفعل. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> حفظ رانه الماوس على مسرح الحارة، وإزالة الفراء مع كليبرز الكهربائية من المنطقة الظهرية بين الركبتين والأضلاع البعيدة (أرقام 3A 3B و). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تطهير منطقة حلق بواسطة المسح متتابعة مع 10٪ البوفيدون اليود والايثانول 70٪. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> نقل الأجنة من الحاضنة إلى prewarmed وسائل الاعلام التلاعب الجنين. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> نقل المتلقي إلى مرحلة دافئة تحت stereomicroscope ووضعه في موقف المعرضة أفقيا للجراح (مع رئيسها تتطلع إلى الجانب الأيمن أو الأيسر من جراح). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تغطية المنطقة بمنشفة العقيمة مع وجود ثقب تعريض منطقة حلق وإلقاء الضوء على منطقة العمليات الجراحية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إجراء 1 سم مستعرضة (العمودي) شق في الجلد في بقعة تقع على الجمجمة ⅓ من الخط الفاصل بين الضلع الماضي والوركين و⅓ الظهرية من الخط الفاصل بين الظهر والبطن (أرقام 3A لالثانية 3B). عقد الجلد مع ملقط مسنن خلع الملابس وقطع مع مقص (الشكل 3C). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مرة واحدة وقد تم قطع الجلد، والمبيض (أحمر / برتقالي) أو لوحة الدهنية المحيطة المبيض (أبيض) يمكن تصور من خلال جدار الجسم. إجراء 0.3-0.5 سم مستعرضة (العمودي) شق في جدار الجسم على المبيض أو وسادة الدهنية في مكان حيث لا يقطع شق أي الأوعية الدموية الكبيرة. عقد العضلات مع ملقط تشريح الصغرى مسننة وقطع مع مقص (الشكل 3D). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تحريك الماوس ليكون رئيسها يواجه نحو الجراح. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تحميل التلاعب ماصة الجنين (الشكل 3E): <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> السماح لوسائل الإعلام CZBH ليصعد بواسطة الشعرية من خلال الجزء الضيق من ماصة التلاعب حتى حوالي 5 ملم من الجزء الأوسع. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> يستغرق فقاعة الهواء الصغيرة (0.2-0.5 ملم). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> يعرض الأجنة (5-10) فيالحد الأدنى من وسائل الإعلام (2-4 ملم). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تناول فقاعة أخرى صغيرة الهواء (0.2-0.5 ملم) وكمية صغيرة من وسائل الاعلام (0.5-1 مم). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ترك ماصة الزجاج التي تعلق على حامل الشافطة أو الفم إلى الجهاز اليد التي تديرها، وعلى استعداد لخطوة 3.17. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> انتزاع لوحة الدهنية المحيطة المبيض مع ملقط تشريح الصغرى مسننة وتسحبه نحو الرأس الماوس لفضح المبيض، قناة البيض، وجزء صغير من الرحم العلوي من تجويف البطن (أرقام 3F و3G). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> عقد قطعة الشافطة الفم في الفم، وعلى استعداد لاستخدامها، والاستيلاء على وسادة الدهنية مع ملقط تشريح الصغرى مسننة لنقل قناة البيض وفضح مفترق-الرحم البوقي (أي حيث يلتقي قناة البيض الرحم). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الحفاظ على مفترق-الرحم البوقي يمكن الوصول إليها، واتخاذ طفيف منحني ملقط تشريح الصغرى مع يدك اليسرى (إذا كان الحق وسلم) ووضعها تحت فقطملتقى-الرحم البوقي الاستيلاء على قناة البيض حوالي 2 مم فوق ذلك الجزء. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> عقد ملتقى-الرحم الأنبوبي مع ملقط تشريح طفيف المنحنية الدقيقة، ثقب الباب قناة البيض على مقربة من ملقط مع 27 G إبرة (الشكل 3H). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إدراج الجنين التلاعب ماصة في فوهة يؤديها مع الإبرة والتقدم إلى الرحم من خلال تقاطع-الرحم الأنبوبي (أرقام 3I و3J). مرة واحدة وقد مرت ماصة للالبوقي تقاطع الرحم (الشكل 3K) أنه ينزلق بسهولة. لا تقدم بعيدا جدا في الرحم لمنع الضرر بطانة الرحم (لا يزيد عن 3 ملم) وماصة حجب من قبل الحطام. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الافراج عن الأجنة إلى الرحم عن طريق النفخ بلطف (الشكل 3L). يجب على كل من فقاعات الهواء تمر عبر الرحم. بعض وسائل الإعلام أعلاه فقاعة الأولىويمكن أيضا أن تطلق في الرحم، ولكن تجنب إدخال المزيد من الهواء، لأنها قد تعيق التوطين. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة ماصة فقط بعد أن تم الإفراج الأجنة في الرحم. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> نقل قناة البيض والمبيض إلى تجويف البطن عن طريق الاستيلاء على لوحة الدهنية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> خياطة العضلات مع مرتبة غرزة أفقية مع 5/0 خياطة للامتصاص (الشكل 3M). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> خياطة الجلد مع المقص الجرح (الشكل 3N). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ننطلق من الخطوة 10 على الجانب الآخر إذا لزم الأمر. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تحديد المستلم (حلقة الأذن، الوشم إصبع ...)، نقله إلى قفصه (وضعت على المرحلة الدافئة) ومراقبة حتى يتعافى من التخدير (واعية والحفاظ على الاستلقاء القصية). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> علق حوادث ممكن تحدث أثناء نقل الأجنة وإضافة المضادات الحيوية إلى مياه الشرب. A 0.5-1 مل من الحقن تحت الجلد سالي الحارةالحل شمال شرق يحسن الانتعاش. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مقاطع الجرح يمكن إزالتها بعد 10 يوما نقل الأجنة مع مزيل الجرح مجز أو اثنين من أزواج من ملقط (الشكل 3O). يمكن أن يكون وزنه المتلقي في ذلك اليوم لتقييم الحمل وتقدير عدد الجراء. توفير المواد عشش إلى المتلقي بعد 15 يوما نقل الأجنة. </li></ol>

<ol>
	<li>Fernandez-Gonzalez, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Long-term+effect+of+in+vitro+culture+of+mouse+embryos+with+serum+on+mRNA+expression+of+imprinting+genes,+development,+and+behavior.">Long-term effect of in vitro culture of mouse embryos with serum on mRNA expression of imprinting genes, development, and behavior.</a> Proc. Natl. Acad. Sci USA. 101, 5880-5885 (2004).</li><li>Bermejo-Alvarez, P., Roberts, R. M., Rosenfeld, C. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effect+of+glucose+concentration+during+in+vitro+culture+of+mouse+embryos+on+development+to+blastocyst,+success+of+embryo+transfer,+and+litter+sex+ratio.">Effect of glucose concentration during in vitro culture of mouse embryos on development to blastocyst, success of embryo transfer, and litter sex ratio.</a> 79, 329-336 (2012).</li><li>Tarkowski, A. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Experiments+on+the+development+of+isolated+blastomers+of+mouse+eggs.">Experiments on the development of isolated blastomers of mouse eggs.</a> Nature. 184, 1286-1287 (1959).</li><li>Whittingham, D. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fertilization+of+mouse+eggs+in+vitro.">Fertilization of mouse eggs in vitro.</a> Nature. 220, 592-593 (1968).</li><li>McLaren, A., Biggers, J. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Successful+development+and+birth+of+mice+cultivated+in+vitro+as+early+as+early+embryos.">Successful development and birth of mice cultivated in vitro as early as early embryos.</a> Nature. 182, 877-878 (1958).</li><li>McLaren, A., Michie, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Studies+on+the+transfer+of+fertilized+mouse+eggs+to+uterine+foster-mothers.+I.+Factors+affecting+the+implantation+and+survival+of+native+and+transferred+eggs.">Studies on the transfer of fertilized mouse eggs to uterine foster-mothers. I. Factors affecting the implantation and survival of native and transferred eggs.</a> J. Exp. Biol. 33, 394-416 (1956).</li><li>Goto, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+fate+of+embryos+transferred+into+the+uterus.">The fate of embryos transferred into the uterus.</a> J. Assist. Reprod. Gen. 10, 197-201 (1993).</li><li>Nagy, A., Gertsenstein, M., Vintersten, K., Behringer, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Manipulating the Mouse Embryo: A Laboratory Manual. , (2003).</li><li>Chin, H. J., Wang, C. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Utero-tubal+transfer+of+mouse+embryos.">Utero-tubal transfer of mouse embryos.</a> Genesis. 30, 77-81 (2001).</li><li>Ramirez, M. A., Fernandez-Gonzalez, R., Perez-Crespo, M., Pericuesta, E., Gutierrez-Adan, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effect+of+stem+cell+activation,+culture+media+of+manipulated+embryos,+and+site+of+embryo+transfer+in+the+production+of+F0+embryonic+stem+cell+mice.">Effect of stem cell activation, culture media of manipulated embryos, and site of embryo transfer in the production of F0 embryonic stem cell mice.</a> Biol. Reprod. 80, 1216-1222 (2009).</li><li>Miller, A. M., Wright-Williams, S. L., Flecknell, P. A., Roughan, J. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+comparison+of+abdominal+and+scrotal+approach+methods+of+vasectomy+and+the+influence+of+analgesic+treatment+in+laboratory+mice.">A comparison of abdominal and scrotal approach methods of vasectomy and the influence of analgesic treatment in laboratory mice.</a> Lab. Anim. 46, 304-310 (2012).</li><li>Flecknell, P. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Laboratory Animal Anaesthesia. , (2009).</li><li>Erhardt, W., Hebestedt, A., Aschenbrenner, G., Pichotka, B., Blumel, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+comparative+study+with+various+anesthetics+in+mice+(pentobarbitone+ketamine-xylazine,carfentanyl-etomidate).">A comparative study with various anesthetics in mice (pentobarbitone ketamine-xylazine,carfentanyl-etomidate).</a> Res. Exp. Med. 184, 159-169 (1984).</li><li>Tarin, D., Sturdee, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Surgical+anaesthesia+of+mice:+evaluation+of+tribromo-ethanol,+ether,+halothane+and+methoxyflurane+and+development+of+a+reliable+technique.">Surgical anaesthesia of mice: evaluation of tribromo-ethanol, ether, halothane and methoxyflurane and development of a reliable technique.</a> Lab. Anim. 6, 79-84 (1972).</li><li>Zeller, W., Meier, G., Burki, K., Panoussis, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Adverse+effects+of+tribromoethanol+as+used+in+the+production+of+transgenic+mice.">Adverse effects of tribromoethanol as used in the production of transgenic mice.</a> Lab. Anim. 32, 407-413 (1998).</li><li>Lieggi, C. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Efficacy+and+safety+of+stored+and+newly+prepared+tribromoethanol+in+ICR+mice.">Efficacy and safety of stored and newly prepared tribromoethanol in ICR mice.</a> Contemp. Top. Lab. Anim. Sci. 44, 17-22 (2005).</li><li>Lieggi, C. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+evaluation+of+preparation+methods+and+storage+conditions+of+tribromoethanol.">An evaluation of preparation methods and storage conditions of tribromoethanol.</a> Contemp. Top. Lab. Anim. Sci. 44, 11-16 (2005).</li><li>Meyer, R. E., Fish, R. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+review+of+tribromoethanol+anesthesia+for+production+of+genetically+engineered+mice+and+rats.">A review of tribromoethanol anesthesia for production of genetically engineered mice and rats.</a> Lab. Anim. 34, 47-52 (2005).</li><li>Chatot, C. L., Lewis, J. L., Torres, I., Ziomek, C. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+of+1-cell+embryos+from+different+strains+of+mice+in+CZB+medium.">Development of 1-cell embryos from different strains of mice in CZB medium.</a> Biol. Reprod. 42, 432-440 (1990).</li><li>Quinn, P., Barros, C., Whittingham, D. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Preservation+of+hamster+oocytes+to+assay+the+fertilizing+capacity+of+human+spermatozoa.">Preservation of hamster oocytes to assay the fertilizing capacity of human spermatozoa.</a> J. Reprod. Fertil. 66, 161-168 (1982).</li><li>Dios Hourcade, d. e., Perez-Crespo, J., Serrano, M., Gutierrez-Adan, A., A, B., Pintado, <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vitro+and+in+vivo+development+of+mice+morulae+after+storage+in+non-frozen+conditions.">In vitro and in vivo development of mice morulae after storage in non-frozen conditions.</a> Reprod. Biol. Endocrinol. 10, 62 (2012).</li></ol>

الكتاب تعلن أي المصالح المالية المتنافسة.

قطع القناة الدافقة هو تقنية جراحية على التوالي إلى الأمام نسبيا التي لا تنطوي على صعوبات كبيرة. عندما التعقيم مع فيوسيدين والإيثانول تأكد من غسل الماضي (مع الإيثانول) يزيل البوفيدون اليود، لأنها قد تهيج الغشاء البريتوني. ويمكن أيضا الوصول إلى الأسهر أن يتحقق عن طريق كيس الصفن أو إجراء شق عرضي في البطن 8. وقد أوصى شق الصفن لمستعرضة شق البطن بسبب شق أصغر نسبيا اللازمة وأفضل قليلا السلوك بعد العملية الجراحية 11. ومع ذلك، ونحن نفضل شق البطن على الصفن لأنه يوفر وصول أسهل وأكثر وضوحا في الأوعية الناقلة للمني من كلا الخصيتين، ومنع الجراحين المبتدئين من كيها مرتين نفس الأسهر وترك وعاء وظيفية القناة الناقلة. بين كل من التقنيات في البطن، ونحن نؤيد شق طولي في ألبا الخط على transverسال لأنه لا قطع أي الألياف العضلية في البطن، وتجنب تطور الفتق في البطن. ومع ذلك، على حد سواء قطع القناة الدافقة وبروتوكولات نقل الأجنة داخل الرحم، البوقي يمكن تكييفها لالمعدات المتاحة أو لأمثال الشخصية للباحث. على سبيل المثال، وهو معقم الزجاج حبة يمكن استخدامها لتسخين ملقط يستخدم ليكوي الأسهر. في أي حال، لا بد من اتباع الأسلوب العقيم، لتوفير التخدير وتسكين المناسبة من أجل تحقيق أقصى قدر من الرفق بالحيوان، والامتثال للوائح المحلية. جانب آخر عرضة للتعديلات هو البروتوكول التخدير. إذا التخدير الاستنشاق (isoflurane و) هو متاح، ونحن نشجع على استخدامه بدلا من الحقن (حقن) التخدير، كما أنه يوفر الطائرة التخدير مستقرة جدا والانتعاش السريع. ومع ذلك، فمن المهم أن أذكر أن التخدير الاستنشاق لا يزال يتطلب استخدام مسكن للآلام داخل وما بعد الجراحة، والتي ينبغي أن تكون الهيئة الإداريةstered قبل الجراحة كما تخدير. البوبرينورفين الأفيونية هي التي توفر للوعي في المدى الطويل الماوس 12. يوفر التخدير بالحقن أيضا طائرة مخدر جيدة لإجراءات قصيرة مثل قطع القناة الدافقة ونقل الأجنة. الكيتامين-زيلازين هو مزيج موثوق بها للغاية لعملية جراحية الماوس 13 و لاحظنا أبدا أي مضاعفات التخدير باستخدام هذا المزيج بالتزامن مع تخدير مع البوبرينورفين. تركيبات بالحقن أخرى يمكن استخدام 12، ولكن نحن لا نشجع استخدام خليط المخدرة AVERTIN (ثلاثي بروم إيثانول)، كجرعة واحدة فقط يمكن إدارة وأفادت مقالات متعددة مضاعفات المتنوعة المرتبطة باستخدامه مثل تهيج موضعي، وضعف وعي، العلوص ، التصاقات ليفية في تجويف البطن، ونخر من الألياف العضلية تحت الصفاق وأعضاء البطن السطحية، وحتى وفيات 14-18. يتطلب نقل الأجنة الإدارة الجيدة لكلا الأجنة ود المتلقي. كقاعدة عامة لنقل الأجنة في الثدييات، والمرحلة التنموية من الأجنة يمكن أن يكون أكثر تقدما من مرحلة حمل كاذب للمتلقي، ولكن ليس العكس. وبعبارة أخرى، يمكن للأجنة الانتظار للأم، ولكن الأم لا يمكن أن تنتظر للأجنة، لذلك هذه التقنية يمكن استخدامها لنقل morulae أو مثانات بلاستولية، ولكن ليس في وقت سابق المراحل. -الرحم البوقي نقل الأجنة يمكن أن يؤديها بعد يومين من الكشف عن المكونات المهبلية من الظهر (2.5 DPC) إلى مساء ليلة (3 DPC)، عندما تقاطع-الرحم البوقي مفتوحة للسماح بمرور الطبيعي للأجنة من قناة البيض لقرون الرحم. معتبرا ان نقل الأجنة قد عانوا من نوع من التلاعب، ويجب التعامل مع الجنين تقليل أي مزيد من الضرر. دليلا ممتازا للماوس التلاعب الجنين يمكن العثور عليها في ناجي وآخرون. 8 الفأر الأكثر استخداما وسائل الاعلام التلاعب الجنين اللتين عقد درجة الحموضة الفسيولوجية في العادية فيmosphere، هي CZBH 19 و 20 M2. على الرغم من أن في الجسم الحي ينتج أجنة الفئران يمكن التغلب على التعرض لدرجات الحرارة الباردة أو الرقم الهيدروجيني غير طبيعية لفترات طويلة 21، ينبغي prewarmed وسائل الاعلام التلاعب. إذا تم prewarmed وسائل الإعلام في صحن الثقافة، وتجنب ارتفاع درجة حرارة لفترات طويلة (أكثر من 40 دقيقة)، كما الأسمولية من وسائل الإعلام ستزيد بسبب تبخر المياه والتي يمكن أن تكون أكثر ضررا من وسائل الاعلام التلاعب الباردة. وبالمثل، في الوقت الذي تنفق الأجنة داخل ماصة التلاعب يجب أن يكون الحد الأدنى نظرا لحجم صغير موجودة في ماصة. استخدام السليم ماصة التلاعب الجنين هو أمر حاسم لنجاح البروتوكول. ماصات التلاعب يمكن أن تكون مصنوعة من الزجاج الشعيرات الدموية مع جدار زجاجي رقيق. ويمكن أيضا ماصات باستور، وغالبا ما تستخدم لمعالجة الأجنة الحيوانية الكبيرة، واستخدامها، ولكن نظرا لابتعاده أقصر من المقبض إلى الحافة، ماصات التلاعب مصنوعة من الزجاج الشعيرات الدموية هي أكثر COMFortable للمناورة. التعرض للهب وسرعة سحب تحديد سمك الجدار والقطر الداخلي للماصة. على الرغم من الماصات يمكن التلاعب به بسهولة باليد بعد بعض الممارسة، ساحبة والصغرى فورج يمكن أن تستخدم أيضا. فمن المهم لاستثمار الوقت في إنتاج العديد من الماصات التلاعب الأمثل. يجب أن تكون الفتحة ماصة التلاعب أوسع من جنين للسماح التدفق السلس، ولكن صغيرة بما يكفي لاختراق بسهولة والتقدم من خلال تقاطع-الرحم الأنبوبي. إذا تمت إزالة المنطقة الشفافة قبل نقل، مثانات بلاستولية عادة إلى توسيع قطرها أكبر. في هذه الحالة، فإنه من المستحسن لجعل ماصات أوسع مع فتحة أوسع (130-180 ميكرون) لتجنب أي ضرر للخلايا الأديم الظاهر الغاذي. البولندية غيض من المهم لتجنب إتلاف قناة البيض، جدار الرحم والجنين - وخاصة إذا تمت إزالة زونا، وتجنب غيض ماصة من يتم حظره من قبل الحطام. ومع ذلك، بعد تلميع، ينبغي الفتحة نبعد التمديد تكون صغيرة جدا مقارنة مع القطر الداخلي للماصة، وانخفاض حاد في قطر سوف تسبب تغيرات مفاجئة في سرعة التدفق. يوفر المعبرة الشافطة عنصر تحكم تدفق أكثر دقة، فضلا عن موقف أكثر راحة اليد مقابل الأجهزة التي تسيطر عليها اليد. ومع ذلك، يمكن استخدام جهاز التحكم ناحية إذا لزم الأمر (على سبيل المثال عند التعامل مع الأجنة المعالجة الفيروسة البطيئة). لتدفق الأمثل وتجنب نقل الزيوت المعدنية، كما أنه من المستحسن استخدام ماصة جديدة لنقل الجنين بدلا من أن تستخدم لنقل الأجنة من وسائل الإعلام والثقافة الى وسائل الاعلام التلاعب. أخيرا، في حين أن إدخال ماصة من خلال قناة البيض، وينبغي التعامل مع الشعرية مباشرة، مثال. الاستيلاء على الزجاج وليس من البلاستيك مقبض من الشافطة، للحصول على احكام قبضتهم. التكبير تستخدم لنقل الأجنة هي مسألة الشخصية التي تعتمد على البصر من الجراح. ونحن نفضل استخدام التكبير المنخفض لديك حقل بصرية واسعة،لذلك نحن نستخدم 10X التكبير النهائي (10X بصري والهدف 1X). وينبغي أن يكون المستلمين لا يقل عن 8 أسابيع من العمر وتزن ما بين 27-40 غرام. Outbreed الفئران مثل CD1 أو بستر السويسرية عرض سلوك الأمهات جيدة ويتلقون ممتازة. فإنه من المستحسن لاقامة التربية للحصول على المتلقين اضافية، وتلك التي لا تستخدم سيتعافى نشاطها الدراجات العادية في غضون أسبوعين. على الرغم من تزاوج، قد لا يكون بعض الإناث الصفراء المجاميع (الشكل 3G) وبالتالي لن تكون تقبلا لنقل الأجنة. لهذا السبب، يجب فحص المبايض لوجود أجسام الصفراء، والتي عند 2.5 DPC يمكن تحديدها بشكل واضح عن الهياكل الحمراء الزاهية في المبيض (الشكل 3F). خلال عملية جراحية من المهم للحد من الاتصال مع الجهاز التناسلي عن طريق الاستيلاء على المبيض وسادة الدهنية بدلا من ذلك؛ التلاعب المفرط من المبيض والرحم قد يؤدي إلى إنحلال الجسم الأصفر. مقدمة من تلاعبن ماصة في قناة البيض هي الخطوة الأكثر تعقيدا من البروتوكول. في بعض المتلقين، قناة البيض هو الملتوية للغاية وليس هناك 2 ملم على التوالي تمتد من تقاطع مع الرحم. في هذه الحالة ترتيب قناة البيض وإجراء ثقب في أول منعطف. كما هو مفصل أعلاه، لطيفة التلاعب ماصة يجعل حقا الفرق. مرة واحدة وقد مرت ماصة من خلال تقاطع-الرحم الأنبوبي، فإنه ينزلق بسهولة. إذا لم يحدث ذلك، ماصة قد انحرفت عن قناة البيض وعدم التوصل إلى تجويف الرحم. مرة واحدة داخل الرحم، إذا لم تتدفق وسائل الإعلام، نقل ماصة قليلا خارج أو داخل وحاول مرة أخرى. إذا كان لا يزال لا تتدفق، وانسداد ماصة، اخراجه من الرحم، والإفراج عن المحتويات في طبق مع وسائل الاعلام التلاعب وإعادة تحميل نفس أو غيرها من ماصة. تسليم عادة ما يحدث 17 يوما بعد نقل الأجنة. لمنع أكل لحوم البشر، وتوفير المواد عشش 2 أيام مقدما وليس لتغيير القفص خلال الأيام الأولى بعد الولادة.

نقل الأجنة وربما كان إجراء العمليات الجراحية الأكثر شيوعا التي تؤدى في نموذج الفأر. هذه التقنية أمر ضروري للحصول على ذرية من الأجنة في المختبر تعرض لتقنيات التلاعب، وبالتالي، يشكل خطوة ضرورية لتطوير نماذج المعدلة وراثيا عن طريق الحقن pronuclear، تنبيغ lentiviral، أو تشكيل الوهم. الى جانب ذلك، هذه التقنية تسمح دراسة الآثار التنموية من الشتائم المتنوعة التي تحدث أثناء تطور سابق للانغراس. استخدام تقنيات الاستنساخ الاصطناعي 1 أو التعرض لتركيزات غير طبيعية من المواد او نواتج 2 مختلفة قد تؤثر تطور الجنين مما يؤدي إلى زرع أو المشيمة الفشل والآثار على المدى الطويل في النسل. وهناك تقنية نقل الأجنة موثوق بها وقابلة للتكرار أمر حاسم لاختبار الآثار السلبية المحتملة لعلاج تجريبي على غرس ونمو الجنين في رجل متسقةنير. يمكن نقل الأجنة سابق للانغراس الفئران الإناث إلى المتلقي إما إلى قناة البيض عن طريق الأمبولات من 0.5 أيام تال للجماع (DPC) المتلقين pseudopregnant (نقل قناة البيض) أو 3،4 في الرحم من 2.5 DPC pseudopregnant المتلقي (نقل الرحم) 5،6 اعتمادا على مرحلة نموهم. الأجنة في مرحلة الكيسة الأريمية، مثل تلك المستخدمة لتوليد الفئران خيالية عن طريق الحقن للخلايا الجنينية الجذعية المحفزة أو المستحثة، وعادة ما ينقل عن طريق التحويل الرحم. يمكن أيضا نقل مثانات بلاستولية إلى قناة البيض من 0.5 DPC المتلقي، لكنه يشكل اختبارا أقل الفسيولوجية لاختلال التنموية، وذلك لأن الجنين يخضع لفترة البيات ولها 2 أيام للتعافي من الإهانة قبل أن يتم زرع مكانها. نقل الرحم ينطوي على ثقب جدار الرحم بإبرة الضيقة من أجل توليد الفتحة التي تسمح للحصول على التلاعب ماصة الجنين في تجويف الرحم. Although هذه التقنية يمكن أن تحقق نتائج جيدة، والبقاء على قيد الحياة لمدة (أي النسبة المئوية للأجنة نقل أن تتطور إلى الجرو) غالبا ما تكون منخفضة وغير متوقعة 7،8. ثقب في جدار الرحم يستتبع بعض الآثار الجانبية الضارة. الأولى، عضل الرحم هو نسيج أوعية دموية للغاية وثقب في كثير من الأحيان يؤدي إلى نزف صغيرة. الدم قد منع ماصة نقل الأجنة أو تغزو التجويف الرحمي يسبب الوفاة الجنينية و / أو فشل الزرع. وهذا هو ذات الصلة ولا سيما عندما يتم نقل الأجنة دون زونا، مثل خلايا الدم والحطام يمكن أن نعلق على عن Blastomeres. الثانية، وفتح يؤديها لا ختم بعد أن تم نقل الأجنة، بحيث يمكن أن تتدفق مرة أخرى من خلال فتحة ويطرد إلى تجويف البطن عندما يكون حجم كبير جدا وقد ندخل في الرحم. نقل-الرحم الجنين البوقي الموصوفة هنا الاستفادة من مفرق-الرحم الأنبوبي لتسليم EMBRيوس في الرحم من دون الحاجة إلى ثقب جدار الرحم وتجنب العواقب السلبية 9 بذلك. ويتم الحصول على الإناث المتلقي pseudopregnant تستخدم لنقل الأجنة عن طريق التزاوج مع الذكور الطبيعية أجريت لهم هذه العمليات 8. يطلب من الإفرازات المنوية التي ينتجها الذكور العقيمة لالرحم لتصبح تقبلا لنقل الأجنة. للحصول على المستلم، يتم وضع حد أقصى قدره 2 الإناث من 8 أسابيع إلى 6 أشهر من العمر مع رجل أجريت لهم هذه العمليات في فترة ما بعد الظهر. في صباح اليوم التالي، ويتم التحقق من الإناث لوجود سد الجماع المهبلي، أجمة من البروتينات متخثر من السائل المنوي من الذكور. كما يحدث التزاوج عادة خلال منتصف الليل، ويعتبر اليوم من الكشف عن المكونات المهبلي ليكون 0.5 DPC. على الرغم من أن الذكور أجريت لهم هذه العمليات يمكن شراؤها من بعض البائعين، وإجراء العمليات الجراحية الموصوفة هنا من السهل نسبيا ولا تتطلب أي أدوات إضافية مما هو مطلوب لنقل الأجنة.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="1234">
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="29">
			<td height="29" style="height:29px;width:232px;">Ketamine</td>
			<td style="width:111px;">VEDCO</td>
			<td style="width:203px;">Ketaved ANADA 200-257</td>
			<td style="width:691px;">To be ordered by a licensed veterinarian.</td>
		</tr>
		<tr height="23">
			<td height="23" style="height:23px;width:232px;">Xylazine</td>
			<td style="width:111px;">Lloyd laboratories</td>
			<td style="width:203px;">Anased NADA #139-236</td>
			<td style="width:691px;">To be ordered by a licensed veterinarian.</td>
		</tr>
		<tr height="24">
			<td height="24" style="height:24px;width:232px;">Buprenorphine</td>
			<td style="width:111px;">Generic</td>
			<td style="width:203px;">NDC 400-42-010-01</td>
			<td style="width:691px;">To be ordered by a licensed veterinarian.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:232px;">Eye ointment</td>
			<td style="width:111px;">Novartis</td>
			<td style="width:203px;">Genteal</td>
			<td style="width:691px;"></td>
		</tr>
		<tr height="36">
			<td height="36" style="height:36px;width:232px;">Antibiotic</td>
			<td style="width:111px;">Pfizer</td>
			<td style="width:203px;">Clavamox NADA #55-101.</td>
			<td style="width:691px;">Added to drinking water (0.3 mg/ml of amoxicillin trihydrate and 0.075 mg/ml of clavulanate potassium). Add 1.5 ml of the reconstituted 15 ml bottle to 250 ml of water.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:232px;">Dressing serrated forceps</td>
			<td style="width:111px;">ROBOZ</td>
			<td style="width:203px;">RS-8120</td>
			<td style="width:691px;">Any medium size surgical-grade steel straight forceps will work.</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:232px;">Micro dissecting serrated forceps</td>
			<td style="width:111px;">ROBOZ</td>
			<td style="width:203px;">RS-5137</td>
			<td style="width:691px;">These ones are curved at a 90&#186; angle. Straight forceps can be used if preferred.</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:232px;">Slight curved micro dissection forceps</td>
			<td style="width:111px;">ROBOZ</td>
			<td style="width:203px;">RS-5136</td>
			<td style="width:691px;">This model is particularly useful to hold the oviduct.</td>
		</tr>
		<tr height="19">
			<td height="19" style="height:19px;width:232px;">Scissors</td>
			<td style="width:111px;">ROBOZ</td>
			<td style="width:203px;">RS-5880</td>
			<td style="width:691px;">Any regular surgical grade steel small straight scissors will work.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:232px;">27G needles</td>
			<td style="width:111px;">Beckton-Dickinson</td>
			<td style="width:203px;">305136</td>
			<td style="width:691px;">Smaller needles (30G) can be also used. 25G may be a bit too big.</td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;width:232px;">Clip applier</td>
			<td style="width:111px;">MiKRon</td>
			<td style="width:203px;">42763</td>
			<td style="width:691px;"></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;width:232px;">9 mm Clips</td>
			<td style="width:111px;">MiKRon</td>
			<td style="width:203px;">427631</td>
			<td style="width:691px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:232px;">Clip remover</td>
			<td style="width:111px;">MiKRon</td>
			<td style="width:203px;">7637</td>
			<td style="width:691px;">Two pairs of teeth forceps (ROBOZ RS-8160) can be used instead.</td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;width:232px;">Suture needle holder</td>
			<td style="width:111px;">ROBOZ</td>
			<td style="width:203px;">RS-7820</td>
			<td style="width:691px;"></td>
		</tr>
		<tr height="19">
			<td height="19" style="height:19px;width:232px;">Suture</td>
			<td style="width:111px;">Dowist Gell</td>
			<td style="width:203px;">5-0 Dexon S 7204-21</td>
			<td style="width:691px;">Can be substituted for any 4-0 to 6-0 absorbable suture with a narrow curved needle.</td>
		</tr>
		<tr height="34">
			<td height="34" style="height:34px;width:232px;">Glass capillaries</td>
			<td style="width:111px;">VWR</td>
			<td style="width:203px;">100 ul calibrated pipettes 53432-921</td>
			<td style="width:691px;">It includes a mouth aspirator system that only requires to attach a 0.22 um filter in the tubing to be ready to use. More information can be obtained in ref. 8.</td>
		</tr>
		<tr height="37">
			<td height="37" style="height:37px;width:232px;">Burner</td>
			<td style="width:111px;">KISAG AG</td>
			<td style="width:203px;">Typ 2002</td>
			<td style="width:691px;">Gas operated burner, can be charged with Kigas (CH-4512, from the same vendor). Alcohol burners may be also used, but gas provides a higher temperature and this burner provides a small and precise flame.</td>
		</tr>
		<tr height="105">
			<td height="105" style="height:105px;width:232px;">Stereomicroscope</td>
			<td style="width:111px;">Leica</td>
			<td style="width:203px;">MZFLIII</td>
			<td style="width:691px;">This is an expensive estereomicroscope with fluorescence, that can be also used for other purposes. There are cheaper options such as Leica MZ8 or Nikon SMZ-10 or SMZ-2B, to name a few. It is better to use two stereomicroscopes, one for handling the embryos (which does not need to be a very nice one) and another one for the recipient. The one used for the recipient should display a long distance from the stage plate to the objective lense, in order to be able to focus 3-4 cm above the stage plate (where the oviduct will be placed) and still leave some room for the surgeon; most of the stereomicroscopes can do this, but some cannot.&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="19">
			<td height="19" style="height:19px;width:232px;">Fiber optics ilumination</td>
			<td style="width:111px;">Dolan Jenner</td>
			<td style="width:203px;">Fiber lite</td>
			<td style="width:691px;">To iluminate the surgical area. There are different systems available.</td>
		</tr>
		<tr height="52">
			<td height="52" style="height:52px;width:232px;">Warm stages</td>
			<td style="width:111px;">American scope</td>
			<td style="width:203px;"><a href="https://exch.mail.umd.edu/owa/redir.aspx?C=1qTJKejamUSfudeYG_MlZHvTY3dsJM9Iaqr2SnwGD4ECWGzB8e8Rpg--_L7u0vJmyatXQJzGQ0k.&amp;URL=http%3a%2f%2fstore.amscope.com%2ftcs-100.html" target="_blank">http://store.amscope.com/tcs-100.html</a></td>
			<td style="width:691px;">These can be placed over the stage plate of the stereomicroscope. Some modifications (inserting a stick to level the stage) may be needed if it is too short for the stereomicroscope. A big warm stage can be used for warming the cage if it is available. If not, a regular heating pad can be used, but temperature must be checked.</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:232px;">Culture dishes for embryo manipulation</td>
			<td style="width:111px;">Falcon</td>
			<td style="width:203px;">353001</td>
			<td style="width:691px;">351008 may be also used, they made narrower drops.</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

utero-tubal embryo transfer and vasectomy in the mouse model

نقل الأجنة الإناث سابق للانغراس إلى بديل هو خطوة لازمة لإنتاج الفئران المعدلة وراثيا أو لدراسة الآثار المترتبة على تعديلات جينية نشأت أثناء التطور سابق للانغراس على التنمية وتعليم الكبار صحة الجنين اللاحقة. استخدام تقنية فعالة ومتسقة نقل الأجنة أمر بالغ الأهمية لتعزيز جيل من الحيوانات المعدلة وراثيا وتحديد تأثير العلاجات المختلفة على معدلات البقاء على قيد الحياة لغرس والمدى. وعادة ما يتم نقل الأجنة في مرحلة الكيسة عن طريق التحويل الرحم، وأداء ثقب في جدار الرحم لإدخال ماصة التلاعب الجنين. فتحة أجريت في الرحم لا يغلق بعد أن تم سحب ماصة، ويمكن للأجنة تدفق إلى تجويف البطن بسبب الضغط الايجابي من الرحم. ثقب يمكن أن تنتج أيضا من نزيف في أن يضعف زرع، وكتل ماصة نقل ويمكن أن تؤثر الجنين دالتطور، وخاصة عندما يتم نقل الأجنة دون زونا. بالتالي، هذا الأسلوب غالبا ما يؤدي إلى انخفاض معدلات بقاء الجنين متغير جدا والشاملة. تجنب هذه الآثار السلبية، البوقي-الرحم نقل الأجنة الاستفادة من مفرق-الرحم البوقي كحاجز طبيعي أن يعرقل تدفق الجنين وتجنب ثقب في جدار الرحم. ويلزم الذكور أجريت لهم هذه العمليات للحصول على المتلقين pseudopregnant. يوصف تقنية لإجراء عملية قطع قناة المني كتكملة لنقل الجنين داخل الرحم، الأنبوبي.

<html> يوفر-الرحم البوقي نقل الأجنة وسيلة لنقل الأجنة إلى الرحم تجنب بعض المضاعفات المرتبطة إلى الرحم نقل الأجنة 2،9،10. في الجدول 1 نظهر بعض النتائج التي حصلنا عليها ممثل نقل مثانات بلاستولية CD1 يتعرضون لأنواع مختلفة من التلاعب إلى المستلمين CD1 بعد بروتوكول صفها. بقاء لمدة (٪ من الأجنة الناتجة في الجرو) أو البقاء على قيد الحياة إلى E15 (في حالة الفيروسة البطيئة التعرض) مشابه بين الأجنة مجرد مثقف في المختبر من مرحلة البيضة الملقحة (IVC)، الأجنة يتعرضون للحقن التوجيهية لتوليد الجراء خيالية والأجنة التي كان زونا على إزالتها وتعرضوا لالفيروسة البطيئة لمدة 7 ساعة قبل نقل الأجنة. وبالتالي، الرحم، البوقي نقل الأجنة هي تقنية يمكن الاعتماد عليها لنقل الأجنة معقدة بصفة خاصة، مثل تلك التي تفتقر الشفافة زونا وحضنت مع الفيروسة البطيئة. together.within صفحة = &quot;دائما&quot;&gt; <img alt="الشكل 1" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/51214/51214fig1highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51214/51214fig1.jpg" /> الشكل 1. حقن التخدير والمسكنات. A) حقن داخل الصفاق من الكيتامين-زيلازين. B) الحقن تحت الجلد من البوبرينورفين. C) تطبيق مرهم العين. <img alt="الرقم 2" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/51214/51214fig2highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51214/51214fig2.jpg" /> الشكل 2. يتم وضع بروتوكول قطع القناة الدافقة A) والنقطة شق (يصور مع &quot;X&quot; حمراء) حوالي 1 سم فوق القضيب؛ إزالة الفراء 0،5-2،5 سم فوق القضيب (الخطوط السوداء) شق B) شق الجلد C) العضلات.. القناة الناقلة D) فاس (السهم الأسود) واختبارو(*). E) المشتعلة من ملقط لالكي. F) الكي من الأسهر في نقطتين في آن واحد. القناة الناقلة G) فاس فصل بوضوح إلى طرفي أكتوي. H) خياطة العضلات الأول) خياطة الجلد. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/51214/51214fig2highres.jpg" target="_blank">اضغط هنا لمشاهدة صورة أكبر.</a> <img alt="الرقم 3" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/51214/51214fig3highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51214/51214fig3.jpg" /> الرقم 3. الرحم-البوقي بروتوكول نقل الأجنة A، B) وعرض الظهرية الجانبية للنقطة شق (يصور مع &quot;X&quot; حمراء)؛ خطوط سوداء بين الضلع الماضي والوركين (A، B) وبين الظهر والبطن (B) بمثابة دليل. C) شق الجلد. <stroنانوغرام&gt; D) شق العضلات. E) ماصة الزجاج التلاعب الأجنة محملة 5 مثانات بلاستولية جاهزة للنقل. F، G) المبيضين الممثل مع (F) أو بدون (G) الأجسام الصفراء، وأشار مع السهام السوداء. هونج كونج) لأغراض التمثيل ، تم إجراء محاكاة ل-الرحم البوقي نقل الأجنة تحميل ماصة الزجاج التلاعب مع 0.4٪ التريبان الأزرق الحل. H) البزل من قناة البيض (السهم الأسود) على مقربة من الرحم (*). I) مقدمة من ماصة التلاعب في الجنين فتحة تؤديها سابقا. J) السلف ماصة التلاعب الجنين عن طريق الرحم البوقي تقاطع. K) تم طرد A حجم التريبان الأزرق حل يعادل التي تم إصدارها في نقل الأجنة في تجويف الرحم (السهم الأسود). L) ل اختبار كفاءة إغلاق تنتجها تقاطع-الرحم الأنبوبي، جميعوأطلق سراح محتوى ماصة التلاعب في الرحم؛-الرحم البوقي تقاطع (السهم) يعوق تدفق الخلفي من حل التريبان الأزرق تطلق في الرحم (*) إزالة M) خياطة العضلات N) خياطة الجلد O) كليب.. P) 15 يوما بعد نقل الأجنة توفير المواد عشش إلى المستلم. س) القمامة همي الحصول التالية هذه التقنية. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/51214/51214fig3highres.jpg" target="_blank">اضغط هنا لمشاهدة صورة أكبر.</a> <table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="583" style=";text-align:right;direction:rtl"><colgroup><col /><col /><col /><col /><col /></colgroup><tbody><tr height="20"><td height="20" style="height:20px;width:91px;"> علاج </td><td style="width:135px;"> عدد التحويلات </td><td style="width:131px;"> نقل الأجنة </td><td style="width:99px;"> الجراء تسليمها </td><td style="width:131px;"> البقاء على قيد الحياة لرإدارة مخاطر المؤسسات (٪) </td></tr><tr height="20"><td height="20" style="height:20px;"> IVC </td><td align="center"> 11 </td><td align="center"> 110 </td><td align="center"> 82 </td><td align="center"> 74.5 </td></tr><tr height="20"><td height="20" style="height:20px;"> حقن التوجيهية </td><td align="center"> 3 </td><td align="center"> 50 </td><td align="center"> 35 </td><td align="center"> 70.0 </td></tr><tr height="20"><td height="20" style="height:20px;"> الفيروسة البطيئة </td><td align="center"> 6 </td><td align="center"> 60 </td><td align="center"> 44 </td><td align="center"> 73.3 </td></tr></tbody></table> الجدول 1. النتائج التي تم الحصول عليها بعد نقل ممثل ثلاث مجموعات مختلفة من الأجنة التلاعب التالية-الرحم البوقي نقل الأجنة. 1) أجنة مثقف في المختبر (IVC) من مرحلة البيضة الملقحة إلى مرحلة الكيسة الأريمية، 2) في الجسم الحي ينتج مثانات بلاستولية حقنوا 10 مذكرات التفاهمالبريد التوجيهية لتوليد الفئران خيالية، 3) في الجسم الحي ينتج مثانات بلاستولية التي كان زونا على إزالتها وحضنت لمدة 7 ساعة مع الفيروسة البطيئة معربا عن GFP. تمثيل البيانات في عدد من الجراء ولدت من عدد الأجنة المنقولة باستثناء مجموعة الفيروسة البطيئة المكشوفة، حيث يمثل عدد الأجنة قابلة للحياة بعد 10 يوما نقل الأجنة، والحمل وعدم السماح لمزيد من التقدم.

Watch this Scientific Journal Video about Utero-tubal Embryo Transfer and Vasectomy in the Mouse Model at JoVE.com

Utero-tubal Embryo Transfer and Vasectomy in the Mouse Model

يستخدم-الرحم البوقي نقل الأجنة في الرحم الوصل الأنبوبي كحاجز لمنع تدفق الجنين التي قد تحدث عند تنفيذ نقل الرحم. ويلزم الذكور أجريت لهم هذه العمليات للحصول على المتلقين pseudopregnant لنقل الأجنة. وتناقش كل من التقنيات.

الرحم-البوقي نقل الأجنة وقطع القناة الدافقة في نموذج الفأر

The transfer of preimplantation embryos to a surrogate female is a required step for the production of genetically modified mice or to study the effects ...

utero-tubal-embryo-transfer-and-vasectomy-in-the-mouse-model

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Biology

47.4K Views.  United States Department of Agriculture.  يستخدم-الرحم البوقي نقل الأجنة في الرحم الوصل الأنبوبي كحاجز لمنع تدفق الجنين التي قد تحدث عند تنفيذ نقل الرحم. ويلزم الذكور أجريت لهم هذه العمليات للحصول على المتلقين pseudopregnant لنقل الأجنة. وتناقش كل من التقنيات. 

Video: Utero-tubal Embryo Transfer and Vasectomy in the Mouse Model

Nuclear Transfer into Mouse Oocytes

Nuclear transfer into an unfertilized oocyte can restore developmental potential to a differentiated cell. This demonstrates that the processes underlying development, differentiation and aging are epigenetic rather than genetic processes. The reversibility of these processes opens exciting perspectives in basic research, and in the more distant future, in regenerative medicine. In the mouse, embryonic stem cells can be derived from cloned preimplantation stage embryos. Such embryonic stem cells have the ability to give rise to all cell types of the adult organism. Importantly, these cells are genetically identical to the donor. If applicable to human, this would allow the derivation of stem cells from a patient. These cells could then be differentiated into the affected cell type of the patient and studied in vitro, or used to replace the damaged or missing cells. The study of nuclear transfer in the mouse remains important as it can inform us about the principles of nuclear reprogramming. This movie and the accompanying protocol are intended to help learning nuclear transfer in the mouse, a method initially developed in the group of Prof. Yanagimachi (WAKAYAMA et al. 1998).

This movie and the protocol are intended to help learning nuclear transfer.

نقل النووي في البويضات ماوس

Nuclear transfer into an unfertilized oocyte can restore developmental potential to a differentiated cell. This demonstrates that the processes underlying ...

Assay for Neural Induction in the Chick Embryo

The chick embryo is a valuable tool in the study of early embryonic development. Its transparency, accessibility and ease of manipulation, make it an ideal tool for studying the formation and initial patterning of the nervous system. This video demonstrates how to graft organizer tissue into a host, a method by which Hensen s node (the organizer in the chick embryo) is grafted to a host competent ectoderm. The organizer graft instructs overlying na ve tissue to adopt a neural fate via neural inducing signals. This mechanism is referred to as neural induction, and constitutes the initial step in the formation of brain and spinal cord in amniotes. This method is essentially used for the characterization of putative neural inducing molecules in chick. This video demonstrates the different steps in the assay for neural induction; First, the donnor embryo is explanted and pinned on a dish. Then, the host embryo is prepared for New culture. The graft is excised and transplanted to the host area pellucida margin. The host is cultured for 18-22 hrs. The assembly is fixed and processed for further applications (e.g. in situ hybridization). This method was originally devised by Waddington 1,2 and Gallera 3,4.

Neural induction is the first step in the formation of the brain. It is a mechanism by which Hensen's node (organizer), instructs adjacent tissue to adopt a neural fate, i.e. to give rise to the nervous system. This video demonstrates an assay for neural induction in chick embryo.

مقايسة لتحريض العصبية في الأجنة الفرخ

The chick embryo is a valuable tool in the study of early embryonic development. Its transparency, accessibility and ease of manipulation, make it an ...

Electrophysiological Recording in the Drosophila Embryo

Drosophila is a premier genetic model for the study of both embryonic development and functional neuroscience. Traditionally, these fields are quite isolated from each other, with largely independent histories and scientific communities. However, the interface between these usually disparate fields is the developmental programs underlying acquisition of functional electrical signaling properties and differentiation of functional chemical synapses during the final phases of neural circuit formation. This interface is a critically important area for investigation. In Drosophila, these phases of functional development occur during a period of &lt;8 hours (at 25&deg;C) during the last third of embryogenesis. This late developmental period was long considered intractable to investigation owing to the deposition of a tough, impermeable epidermal cuticle. A breakthrough advance was the application of water-polymerizing surgical glue that can be locally applied to the cuticle to enable controlled dissection of late-stage embryos. With a dorsal longitudinal incision, the embryo can be laid flat, exposing the ventral nerve cord and body wall musculature to experimental investigation. Whole-cell patch-clamp techniques can then be employed to record from individually-identifiable neurons and somatic muscles. These recording configurations have been used to track the appearance and maturation of ionic currents and action potential propagation in both neurons and muscles. Genetic mutants affecting these electrical properties have been characterized to reveal the molecular composition of ion channels and associated signaling complexes, and to begin exploration of the molecular mechanisms of functional differentiation. A particular focus has been the assembly of synaptic connections, both in the central nervous system and periphery. The glutamatergic neuromuscular junction (NMJ) is most accessible to a combination of optical imaging and electrophysiological recording. A glass suction electrode is used to stimulate the peripheral nerve, with excitatory junction current (EJC) recordings made in the voltage-clamped muscle. This recording configuration has been used to chart the functional differentiation of the synapse, and track the appearance and maturation of presynaptic glutamate release properties. In addition, postsynaptic properties can be assayed independently via iontophoretic or pressure application of glutamate directly to the muscle surface, to measure the appearance and maturation of the glutamate receptor fields. Thus, both pre- and postsynaptic elements can be monitored separately or in combination during embryonic synaptogenesis. This system has been heavily used to isolate and characterize genetic mutants that impair embryonic synapse formation, and thus reveal the molecular mechanisms governing the specification and differentiation of synapse connections and functional synaptic signaling properties.

Electrophysiological Recording in the Drosophila Embryo

Electrophysiological recordings from Drosophila embryos allow analyses of developing muscle and neuron electrical properties, as well as characterization of functional synaptogenesis at the glutamatergic neuromuscular junction and central cholinergic and GABAergic synapses.

الكهربية في تسجيل ذبابة الفاكهة الأجنة

Drosophila is a premier genetic model for the study of both embryonic development and functional neuroscience. Traditionally, these fields are quite ...

Microinjection Techniques for Studying Mitosis in the Drosophila melanogaster Syncytial Embryo

This protocol describes the use of the Drosophila melanogaster syncytial embryo for studying mitosis1. Drosophila has useful genetics with a sequenced genome, and it can be easily maintained and manipulated. Many mitotic mutants exist, and transgenic flies expressing functional fluorescently (e.g. GFP) - tagged mitotic proteins have been and are being generated. Targeted gene expression is possible using the GAL4/UAS system2. 

The Drosophila early embryo carries out multiple mitoses very rapidly (cell cycle duration, &asymp;10 min). It is well suited for imaging mitosis, because during cycles 10-13, nuclei divide rapidly and synchronously without intervening cytokinesis at the surface of the embryo in a single monolayer just underneath the cortex. These rapidly dividing nuclei probably use the same mitotic machinery as other cells, but they are optimized for speed; the checkpoint is generally believed to not be stringent, allowing the study of mitotic proteins whose absence would cause cell cycle arrest in cells with a strong checkpoint. Embryos expressing GFP labeled proteins or microinjected with fluorescently labeled proteins can be easily imaged to follow live dynamics (Fig. 1). In addition, embryos can be microinjected with function-blocking antibodies or inhibitors of specific proteins to study the effect of the loss or perturbation of their function3. These reagents can diffuse throughout the embryo, reaching many spindles to produce a gradient of concentration of inhibitor, which in turn results in a gradient of defects comparable to an allelic series of mutants. Ideally, if the target protein is fluorescently labeled, the gradient of inhibition can be directly visualized4. It is assumed that the strongest phenotype is comparable to the null phenotype, although it is hard to formally exclude the possibility that the antibodies may have dominant effects in rare instances, so rigorous controls and cautious interpretation must be applied. Further away from the injection site, protein function is only partially lost allowing other functions of the target protein to become evident.

Microinjection Techniques for Studying Mitosis in the Drosophila melanogaster Syncytial Embryo

This protocol describes the use of microinjection and high resolution imaging in the Drosophila melanogaster syncytial embryo to study mitosis.

تقنيات Microinjection لدراسة الانقسام الميتوزي في ذبابة الفاكهة السوداء البطن الأجنة المخلوي

This protocol describes the use of the Drosophila melanogaster syncytial embryo  for studying mitosis1.  Drosophila has useful genetics with a sequenced ...

In vivo Imaging and Therapeutic Treatments in an Orthotopic Mouse Model of Ovarian Cancer

Human cancer and response to therapy is better represented in orthotopic animal models. This paper describes the development of an orthotopic mouse model of ovarian cancer, treatment of cancer via oral delivery of drugs, and monitoring of tumor cell behavior in response to drug treatment in real time using in vivo imaging system. In this orthotopic model, ovarian tumor cells expressing luciferase are applied topically by injecting them directly into the mouse bursa where each ovary is enclosed. Upon injection of D-luciferin, a substrate of firefly luciferase, luciferase-expressing cells generate bioluminescence signals. This signal is detected by the in vivo imaging system and allows for a non-invasive means of monitoring tumor growth, distribution, and regression in individual animals. Drug administration via oral gavage allows for a maximum dosing volume of 10 mL/kg body weight to be delivered directly to the stomach and closely resembles delivery of drugs in clinical treatments. Therefore, techniques described here, development of an orthotopic mouse model of ovarian cancer, oral delivery of drugs, and in vivo imaging, are useful for better understanding of human ovarian cancer and treatment and will improve targeting this disease.

In vivo Imaging and Therapeutic Treatments in an Orthotopic Mouse Model of Ovarian Cancer

Orthotopic animal models of ovarian cancer replicate better human disease and therefore enhance our understanding of cancer progression and tumor response to therapy. A mouse model receives an intrabursal injection of luciferase-expressing ovarian tumor cells. Treatment is administered via oral gavage. Tumor growth is monitored by in vivo imaging system.

في الجسم الحي التصوير والعلاجات العلاجية في الفأر نموذج مثلي من سرطان المبيض

Human cancer and response to therapy is better represented in orthotopic animal models.  This paper describes the development of an orthotopic mouse model ...

Tracking Morphogenetic Tissue Deformations in the Early Chick Embryo

Embryonic epithelia undergo complex deformations (e.g. bending, twisting, folding, and stretching) to form the primitive organs of the early embryo. Tracking fiducial markers on the surfaces of these cellular sheets is a well-established method for estimating morphogenetic quantities such as growth, contraction, and shear. However, not all surface labeling techniques are readily adaptable to conventional imaging modalities and possess different advantages and limitations. Here, we describe two labeling methods and illustrate the utility of each technique. In the first method, hundreds of fluorescent labels are applied simultaneously to the embryo using magnetic iron particles. These labels are then used to quantity 2-D tissue deformations during morphogenesis. In the second method, polystyrene microspheres are used as contrast agents in non-invasive optical coherence tomography (OCT) imaging to track 3-D tissue deformations. These techniques have been successfully implemented in our lab to studythe physical mechanisms of early head fold, heart, and brain development, and should be adaptable to a wide range morphogenetic processes.

This article describes surface labeling and ex ovo tissue culture in the early chick embryo. Techniques amenable to time-lapse bright field, fluorescence, and optical coherence tomography imaging are presented. Tracking surface labels with high spatiotemporal resolution enables kinematic quantities such as morphogenetic strains (deformations) to be calculated in both two and three dimensions.

تتبع التشويهات الأنسجة التخلق في جنين الفرخ المبكر

Embryonic epithelia undergo complex deformations (e.g. bending, twisting, folding, and stretching) to form the primitive organs of the early embryo. ...

Generation of Mice Derived from Induced Pluripotent Stem Cells

The production of induced pluripotent stem cells (iPSCs) from somatic cells provides a means to create valuable tools for basic research and may also produce a source of patient-matched cells for regenerative therapies. iPSCs may be generated using multiple protocols and derived from multiple cell sources. Once generated, iPSCs are tested using a variety of assays including immunostaining for pluripotency markers, generation of three germ layers in embryoid bodies and teratomas, comparisons of gene expression with embryonic stem cells (ESCs) and production of chimeric mice with or without germline contribution2. Importantly, iPSC lines that pass these tests still vary in their capacity to produce different differentiated cell types2. This has made it difficult to establish which iPSC derivation protocols, donor cell sources or selection methods are most useful for different applications.
The most stringent test of whether a stem cell line has sufficient developmental potential to generate all tissues required for survival of an organism (termed full pluripotency) is tetraploid embryo complementation (TEC)3-5. Technically, TEC involves electrofusion of two-cell embryos to generate tetraploid (4n) one-cell embryos that can be cultured in vitro to the blastocyst stage6. Diploid (2n) pluripotent stem cells (e.g. ESCs or iPSCs) are then injected into the blastocoel cavity of the tetraploid blastocyst and transferred to a recipient female for gestation (see Figure 1). The tetraploid component of the complemented embryo contributes almost exclusively to the extraembryonic tissues (placenta, yolk sac), whereas the diploid cells constitute the embryo proper, resulting in a fetus derived entirely from the injected stem cell line.
Recently, we reported the derivation of iPSC lines that reproducibly generate adult mice via TEC1. These iPSC lines give rise to viable pups with efficiencies of 5-13%, which is comparable to ESCs3,4,7 and higher than that reported for most other iPSC lines8-12. These reports show that direct reprogramming can produce fully pluripotent iPSCs that match ESCs in their developmental potential and efficiency of generating pups in TEC tests. At present, it is not clear what distinguishes between fully pluripotent iPSCs and less potent lines13-15. Nor is it clear which reprogramming methods will produce these lines with the highest efficiency. Here we describe one method that produces fully pluripotent iPSCs and "all- iPSC" mice, which may be helpful for investigators wishing to compare the pluripotency of iPSC lines or establish the equivalence of different reprogramming methods.

Generating induced pluripotent stem cell (iPSC) lines produces lines of differing developmental potential even when they pass standard tests for pluripotency. Here we describe a protocol to produce mice derived entirely from iPSCs, which defines the iPSC lines as possessing full pluripotency1.

جيل من الفئران المستمدة من الخلايا الجذعية المحفزة المستحثة

The production of induced pluripotent stem cells (iPSCs) from somatic cells provides a means to create valuable tools for basic research and may also ...

Mouse Embryonic Development in a Serum-free Whole Embryo Culture System

Mid-gestation stage mouse embryos were cultured utilizing a serum-free culture medium prepared from commercially available stem cell media supplements in an oxygenated rolling bottle culture system. Mouse embryos at E10.5 were carefully isolated from the uterus with intact yolk sac and in a process involving precise surgical maneuver the embryos were gently exteriorized from the yolk sac while maintaining the vascular continuity of the embryo with the yolk sac. Compared to embryos prepared with intact yolk sac or with the yolk sac removed, these embryos exhibited superior survival rate and developmental progression when cultured under similar conditions. We show that these mouse embryos, when cultured in a defined medium in an atmosphere of 95% O2 / 5% CO2 in a rolling bottle culture apparatus at 37 &#176;&#8203;C for 16-40 hr, exhibit morphological growth and development comparable to the embryos developing in utero. We believe this method will be useful for investigators needing to utilize whole embryo culture to study signaling interactions important in embryonic organogenesis.

Serum utilized in embryo cultures contains unknown components that can affect the outcome of experiments especially in studies involving signaling interactions. Here we utilized a serum-free oxygenated culture system and show that mid-gestation mouse embryos cultured for 16-40 hr&#160;exhibit morphological development comparable to embryos developing in utero.

الفأر الجنينية التنمية في الجامعة نظام الثقافة الأجنة الخالية من المصل

Mid-gestation stage mouse embryos were cultured utilizing a serum-free culture medium prepared from commercially available stem cell media supplements in ...

Generation of Transgenic Hydra by Embryo Microinjection

As a member of the phylum Cnidaria, the sister group to all bilaterians, Hydra can shed light on fundamental biological processes shared among multicellular animals. Hydra is used as a model for the study of regeneration, pattern formation, and stem cells. However, research efforts have been hampered by lack of a reliable method for gene perturbations to study molecular function. The development of transgenic methods has revitalized the study of Hydra biology1. Transgenic Hydra allow for the tracking of live cells, sorting to yield pure cell populations for biochemical analysis, manipulation of gene function by knockdown and over-expression, and analysis of promoter function. Plasmid DNA injected into early stage embryos randomly integrates into the genome early in development. This results in hatchlings that express transgenes in patches of tissue in one or more of the three lineages (ectodermal epithelial, endodermal epithelial, or interstitial). The success rate of obtaining a hatchling with transgenic tissue is between 10% and 20%. Asexual propagation of the transgenic hatchling is used to establish a uniformly transgenic line in a particular lineage. Generating transgenic Hydra is surprisingly simple and robust, and here we describe a protocol that can be easily implemented at low cost.

Generation of Transgenic Hydra by Embryo Microinjection

Stably transgenic Hydra are made by microinjection of plasmid DNA into embryos followed by random genomic integration and asexual propagation to establish a uniform line. Transgenic Hydra are used to track cell movements, overexpress genes, study promoter function, or knock down gene expression using RNAi.

جيل المعدلة وراثيا<em&gt; حيدرة</em&gt; من جانب الأجنة حقن مكروي

As a member of the phylum Cnidaria, the sister group to all bilaterians, Hydra can shed light on fundamental biological processes shared among ...

Validation of a Mouse Model to Disrupt LINC Complexes in a Cell-specific Manner

Nuclear migration and anchorage within developing and adult tissues relies heavily upon large macromolecular protein assemblies called LInkers of the Nucleoskeleton and Cytoskeleton (LINC complexes). These protein scaffolds span the nuclear envelope and connect the interior of the nucleus to components of the surrounding cytoplasmic cytoskeleton. LINC complexes consist of two evolutionary-conserved protein families, Sun proteins and Nesprins that harbor C-terminal molecular signature motifs called the SUN and KASH domains, respectively. Sun proteins are transmembrane proteins of the inner nuclear membrane whose N-terminal nucleoplasmic domain interacts with the nuclear lamina while their C-terminal SUN domains protrudes into the perinuclear space and interacts with the KASH domain of Nesprins. Canonical Nesprin isoforms have a variable sized N-terminus that projects into the cytoplasm and interacts with components of the cytoskeleton. This protocol describes the validation of a dominant-negative transgenic mouse strategy that disrupts endogenous SUN/KASH interactions in a cell-type specific manner. Our approach is based on the Cre/Lox system that bypasses many drawbacks such as perinatal lethality and cell nonautonomous phenotypes that are associated with germline models of LINC complex inactivation. For this reason, this model provides a useful tool to understand the role of LINC complexes during development and homeostasis in a wide array of tissues.

Nuclear envelope proteins play a central role in many basic biological processes and have been implicated in a variety of human diseases. This protocol describes a new Cre/Lox-based mouse model that allows for the spatiotemporal control of LINC complexes disruption.

التحقق من صحة نموذج الفأر لعرقلة ينك مجمعات بطريقة خلية محددة

Nuclear migration and anchorage within developing and adult tissues relies heavily upon large macromolecular protein assemblies called LInkers of the ...