La plupart des plantes dans la nature sont probablement interconnectées par des champignons symbiotiques qui habitent les racines et qui s’appellent champignons mycorhéizaux. Cette méthode examine explicitement comment les réseaux mycorhéziques communs influencent les interactions végétales et les conséquences écologiques subséquentes. Avec cette méthode, nous pouvons examiner explicitement le rôle des réseaux mycorrizal communs tout en permettant à toutes les plantes d’être colonisées par des champignons, au lieu d’exclure les champignons, ce qui entraîne des plantes à croissance faible.
Pour commencer à modifier les contenants tubulaires commerciaux de semis avec du plastique flexible, utilisez une presse de forage et maintenez le récipient contre une clôture sur la presse de forage, et faites un arrêt avec une cheville courte qui s’adapte à l’intérieur du récipient pour aider à le maintenir en place pendant le forage. Ensuite, percez deux trous, l’un au-dessus de l’autre, sur les côtés du conteneur, de sorte que les trous sont à environ un centimètre l’un de l’autre. Couper le reste mince morceau de plastique entre les trous pour faire une ouverture allongée, environ deux centimètres de large, et cinq centimètres de long.
Répétez la coupe de ces ouvertures allongées de l’autre côté du récipient. Pour couvrir les fentes avec du maillage en nylon, couper 40 micromètres de maille pore en autant de morceaux de 9,5 centimètres par 8,5 centimètres comme il ya des conteneurs. Ensuite, à l’aide de colle chaude industrielle à haute résistance, attachez le maillage en nylon à l’extérieur sur les récipients pour couvrir les deux ouvertures, avec un léger chevauchement dans le tissu.
Appliquez de la colle chaude autour des ouvertures sur le récipient, et le long des longs bords sur le maillage en nylon, et roulez le récipient sur le maillage en nylon, et la membrane hydrophobe, lorsqu’il est utilisé, pour éviter de brûler vos doigts. Ajouter une couche de colle le long du bord du tissu où les bords de maille se chevauchent, et appuyez sur le bord sur du carton pour le sceller fermement. Une fois la colle refroidie, utilisez du ruban adhésif flexible pour fixer les extrémités supérieure et inférieure du tissu au récipient, afin d’éviter les bords lâches et les déchirures.
À l’aide du même ruban adhésif, couvrir les petits trous sur les côtés de l’extrémité conique de chaque récipient pour empêcher la croissance des racines du récipient dans le reste du pot. Placez une bille de verre dans le fond de chaque récipient pour éviter la perte de sol tout en fournissant le drainage, puis assemblez des pots comme décrit dans le manuscrit. Utilisez des contenants solides et non modifiés pour un traitement de contrôle qui n’implique aucun potentiel de formation d’un CMN entre les plantes.
Ajouter l’inoculum de champignon AM au sol, en mélangeant uniformément des morceaux de racine hachés de 1,2 centimètre de long avec le sol. Choisissez un sol désiré mélangé à un sable de silice stérile ou à des perles de verre pour diminuer la concentration de nutriments minéraux à la disposition des plantes. Placez les contenants remplis dans de la mousse forée préalablement construite dans les pots.
Pour faire un mélange de sable de silice pauvre en nutriments d’un drainage adéquat, mélangez le sable de taille moyenne de particules avec le sable de petite taille de particule dans un mélangeur de ciment. Remplissez l’espace interstitiel avec ce mélange à l’aide d’un entonnoir pour aider à remplir les petits espaces. Ensuite, le prétraitement des greffes, ou plantes dites infirmières, de l’espèce désirée dans chaque récipient pour soutenir les champignons AM, qui se propageront dans les conteneurs et établiront des réseaux mycorhéizaux communs.
Faire pousser les plantes pendant deux à trois mois à environ 24 degrés Celsius dans une serre pour permettre l’établissement du CMN. Coudre les plantes expérimentales en lessemencement dans des contenants. Attendez que tous les contenants aient germé des semis avant d’enlever les plantes infirmières prétraitées, en coupant leurs pousses.
Pour établir les traitements cmn, laissez certains contenants non déplacés pendant toute la durée de l’expérience. Pour couper physiquement l’hyphe qui s’étend entre les conteneurs modifiés, faites pivoter certains conteneurs chaque semaine, en vous assurant de le faire par une rotation complète, afin d’éviter de modifier involontairement les interactions hors sol. Immédiatement après la rotation, arrosez abondamment tous les pots pour rétablir le contact entre le substrat interstitiel et les côtés des récipients.
Il est essentiel de tremper tous les pots avec de l’eau après avoir séparé les réseaux mycorhétiques communs pour rétablir le contact entre le récipient et le substrat interstitiel, empêchant ainsi l’aération involontaire des contenants. Fertiliser les plantes voisines avec 0,5% d’azote 15 nitrate de potassium enrichi, et chlorure d’ammonium. Fertiliser l’individu cible avec un engrais azote 14 de concentration égale.
Re-randomiser les positions des pots au cours de l’expérience, au moins mensuellement. Mesurer la croissance chaque semaine en mesurant la longueur la plus longue des feuilles, pour surveiller quand la croissance commence à ralentir, en s’assurant de récolter avant que les plantes ne deviennent liées aux racines. Pour récolter, couper tous les tissus hors sol et placer les plantes individuelles dans des enveloppes étiquetées avec leur traitement, leur pot et leur position.
Séchez ensuite les tissus hors sol à 60 degrés Celsius dans un four à séchage à l’air forcé, à poids constant, puis mesurez le poids sec de chaque tissu végétal. Laisser sécher le sol de deux à trois jours avant d’enlever les contenants et de récolter les racines. Après la récolte, badigeonner délicatement autant de terre que possible des systèmes racinaires.
Lavez les racines sur un tamis de 250 microns de taille pore, pour éviter la perte de racines. Après avoir laissé sécher les racines, peser tout le système racinaire. Coupez le système racinaire au hasard et placez les fragments dans 50 % d’éthanol.
Re-peser le système racinaire restant, et le stocker dans une enveloppe en papier étiqueté pour sécher à 60 degrés Celsius pour l’évaluation du poids sec. Lors de la croissance d’Andropogon gerardii Vitman dans une expérience végétale cible, la rupture ou la prévention des RMR a diminué le poids sec hors sol de la cible, ce qui suggère que les RMN intacts favorisent la croissance des plantes. Les plantes dont les NMC ont été sectionnées et qui n’ont pas de NMC ont réagi de la même façon à leurs traitements.
La concurrence, dans laquelle la croissance d’un individu supprime la croissance d’un autre individu voisin, a été détectée dans le traitement intact de CMN, mais pas dans les traitements sectionn ou aucun CMN. Des comparaisons approfondies des différentes concentrations minérales de tissus folio-feuilles, par rapport aux concentrations de manganèse de la taille des plantes seulement, ont été positivement associées aux poids secs cibles des plantes hors sol, sur tous les traitements. Le tissu végétaux cible a été évalué pour l’azote 15 dans les tissus foliolaires par rapport à la taille des plantes, après avoir ajouté l’étiquette de l’azote 15 uniquement aux contenants des voisins.
Les plantes cibles ayant des RMN intacts avaient des concentrations d’azote 15 plus élevées que les deux autres traitements. Les RMN intacts avaient une pente d’azote fortement positive et significativement différente de celle du traitement des RMR sectionn, ce qui suggère que les grandes plantes obtenaient plus d’azote des RMR atteignant dans les contenants voisins que les petits individus cibles. Dans une expérience sur le terrain utilisant des noyaux tournés faits de tuyau de PVC, le mycélium extraradical au-delà des tuyaux a eu peu d’effet sur la croissance de soapberry pendant l’expérience de 13 mois.
Cependant, sa rupture par rotation des tuyaux a réduit les concentrations d’azote, de phosphore et de cuivre fœliar, ce qui est largement démontré par les plantes chlorotiques. Faites pivoter les récipients dans la même direction que le tissu est collé sur chaque récipient pour éviter la déchirure du tissu, et tournez à 360 degrés pour réduire les changements en surface aux plantes. Cette procédure peut être utilisée sur le terrain avec des tuyaux en PVC modifiés remplis de sol stérile pour examiner le rôle du mycélium extraradical dans la colonisation des racines, et son influence sur l’absorption des nutriments.
Cette technique permet de comparer les plantes avec les réseaux mycorhéizaux communs, aux plantes mycorhizales qui ne sont pas interconnectées par les réseaux, au lieu de petites plantes sans mycorhizes, comme c’est le plus souvent le cas.
