Analyse du volume des ganglions lymphatiques par imagerie ultrasonore à ultra-haute fréquence dans le modèle murin de mélanome génétiquement modifié Braf/Pten

Le mélanome est une maladie très agressive qui se propage rapidement à d’autres organes. Ce protocole décrit l’application de l’imagerie échographique à ultra-haute fréquence, associée à un rendu 3D, pour surveiller le volume des ganglions lymphatiques inguinaux dans le modèle murin Braf/Pten du mélanome métastatique.

Tyr::CreER+,^{BrafCA/+,Ptenlox/lox} les souris génétiquement modifiées (souris Braf/Pten) sont largement utilisées comme modèle in vivo de mélanome métastatique. Une fois qu’une tumeur primaire a été induite par un traitement au tamoxifène, une augmentation de la charge métastatique est observée dans les 4 à 6 semaines suivant l’induction. Cet article montre comment l’imagerie ultra-haute fréquence ultra-haute fréquence (UHFUS) peut être exploitée pour surveiller l’augmentation de l’implication métastatique des ganglions lymphatiques inguinaux en mesurant l’augmentation de leur volume.

Le système UHFUS est utilisé pour scanner des souris anesthésiées avec une sonde linéaire UHFUS (22-55 MHz, résolution axiale 40 μm). Les images en mode B des ganglions lymphatiques inguinaux (côtés gauche et droit) sont acquises dans une vue à axe court, positionnant les animaux en position couchée dorsale. Les enregistrements d’échographie sont acquis en utilisant une taille de pas de 44 μm sur un bras mécanique motorisé. Ensuite, les acquisitions bidimensionnelles (2D) en mode B sont importées dans la plate-forme logicielle pour le post-traitement de l’image échographique, et les ganglions lymphatiques inguinaux sont identifiés et segmentés semi-automatiquement dans les images 2D transversales acquises. Enfin, une reconstruction totale du volume tridimensionnel (3D) est automatiquement obtenue avec le rendu du volume des ganglions lymphatiques, qui est également exprimé sous forme de mesure absolue.

Cette technique in vivo non invasive est très bien tolérée et permet de programmer plusieurs séances d’imagerie sur un même animal expérimental sur 2 semaines. Il est donc idéal d’évaluer l’impact du traitement pharmacologique sur la maladie métastatique.

Le mélanome est une forme agressive de cancer de la peau qui se propage souvent à d’autres sites cutanés (métastases sous-cutanées), ainsi qu’aux ganglions lymphatiques, aux poumons, au foie, au cerveau et aux ^os1. Au cours de la dernière décennie, de nouveaux médicaments ont été introduits dans la pratique clinique et ont contribué à améliorer l’espérance de vie des patients atteints de mélanome métastatique. Cependant, des limites subsistent, notamment un temps et un degré de réponse variables, des effets secondaires graves et l’insurrection de la résistance ^acquise1. Par conséquent, il est crucial de détecter la propagation métastatique à ses premiers stades, c’est-à-dire lorsqu’elle atteint les ganglions lymphatiques locaux.

Une biopsie des ganglions lymphatiques locaux (ganglions sentinelles) est habituellement effectuée pour vérifier la présence de cellules de mélanome. Cependant, l’imagerie échographique s’impose comme une méthode non invasive de détection de l’atteinte métastatique, car elle surpasse l’évaluation clinique et peut aider à éviter une biopsie ^inutile2,3,4. De plus, l’échographie semble appropriée pour la surveillance des ganglions lymphatiques, en particulier dans le cas d’un âge avancé et/ou de comorbidités5,6. Les caractéristiques détectées par échographie et permettant la différenciation entre les ganglions lymphatiques normaux et métastatiques comprennent une augmentation de la taille (volume), un changement de forme de l’ovale au rond, une marge irrégulière, un schéma échogénique altéré et une vascularisation altérée (accrue)⁷.

Tyr::CreER+,^{BrafCA/+,Ptenlox/lox} des souris génétiquement modifiées (souris Braf/Pten) ont récemment été mises à la disposition de la communauté scientifique en tant que modèle tissulaire spécifique et inductible pour le mélanome métastatique8. Dans ce modèle animal, les tumeurs primaires se développent très rapidement: elles deviennent visibles dans les 2-3 semaines suivant l’induction du passage de la braf de type sauvage (wt) à BrafV600E et de la perte de Pten, alors qu’elles atteignent un volume de 50-100 ^mm3 en 4 semaines. Dans les 2 semaines suivantes, la croissance de la tumeur primaire s’accompagne d’une augmentation progressive de la charge métastatique dans d’autres sites cutanés, ganglions lymphatiques et poumons.

Les souris Braf/Pten ont été largement utilisées à de multiples fins, notamment la dissection des voies de signalisation impliquées dans la mélanome9,10, l’identification des cellules de mélanome d’origine11,12,13 et le test de nouvelles options thérapeutiques en termes de traitement ciblé et d’immunothérapie8,14,15,16 . Plus précisément, nous avons utilisé des souris Braf/Pten pour démontrer que Listeria monocytogenes atténuée (Lmat) fonctionne comme un vaccin anti-mélanome. Lorsqu’il est administré par voie systémique dans le cadre thérapeutique, Lmat n’est pas associé à une toxicité globale car il s’accumule sélectivement sur les sites tumoraux. En outre, il provoque une diminution remarquable de la masse du mélanome primaire et une réduction de la charge métastatique dans les ganglions lymphatiques et les poumons. Au niveau moléculaire, Lmat provoque la destruction apoptotique des cellules de mélanome, qui est due, au moins en partie, à des activités non autonomes cellulaires (recrutement sur place de lymphocytes T CD4+ et CD8+)¹⁶.

Lorsque des souris Braf /Pten sont utilisées pour la modélisation du mélanome, la croissance des tumeurs primaires et des métastases sous-cutanées peut être surveillée par des mesures d’étrier. Cependant, l’implication des ganglions lymphatiques et des poumons doit être étudiée à l’aide d’une technique alternative, peut-être non invasive qui permet aux chercheurs de suivre le même animal au fil du temps. Cet article décrit l’utilisation de l’imagerie échographique (Figure 1), associée à une analyse volumétrique 3D ultérieure des données obtenues, pour la surveillance longitudinale de l’augmentation de la taille (volume) des ganglions lymphatiques inguinaux.

Toutes les méthodes décrites ici ont été approuvées par le ministère italien de la Santé (protocoles animaux #754/2015-PR et #684/2018-PR).

1. Induction du mélanome

REMARQUE: Des souris Tyr::CreER+,BrafCA^{/+,Ptenlox/lox} âgées de six semaines [B6.Cg-Braftm1Mmcm ^Ptentm1Hwu Tg(Tyr-cre/ERT2)13Bos/BosJ (Braf/Pten)] ont été utilisées dans cette étude (voir la table des matériaux).

1. Traiter les souris avec du 4-hydroxytamoxifène (4-HT) en appliquant 3 μL de 5 mM 4-HT sur ~1 ^cm2 de peau rasée du haut du dos, comme décrit précédemment11,16,17, pendant 3 jours consécutifs.
   REMARQUE: Cela activera l’enzyme Cre et provoquera un passage de wt Braf à BrafV600E et la perte de Pten. Ces deux coups sont suffisants pour induire la formation d’un mélanome.
2. Observez que les tumeurs primaires se développent sur le site de la peinture de la peau en 2-3 semaines et atteignent un volume de 50-100 ^mm3 en 4 semaines. Observez également des métastases à d’autres sites cutanés, ganglions lymphatiques et poumons à ce moment (_t0).
3. Utilisez des étriers pour mesurer le volume de la tumeur primaire et des métastases sous-cutanées, et l’imagerie échographique pour mesurer le volume des ganglions lymphatiques inguinaux. Répétez ces mesures après une semaine (_t1, 5 semaines après la peinture de la peau) et après deux semaines (_t2, 6 semaines après la peinture de la peau).
4. Au dernier moment, euthanasiez les souris en les surdoser de sévorane gazeux.
5. Analysez la tumeur primaire et les ganglions lymphatiques par inspection visuelle, puis excisez-les pour des études histologiques, comme indiqué en ¹⁶.

2. Procédure d’imagerie

1. Placez la souris dans une chambre d’induction pour l’anesthésie au gaz et fournissez 3% d’isoflurane en oxygène pur jusqu’à ce que l’animal soit complètement anesthésié. Vérifiez la profondeur de l’anesthésie par manque de réponse au pincement de la patte.
2. Transférez l’animal sur une planche chauffée - une partie constitutive de la station d’imagerie UHFUS - en maintenant l’animal en position couchée. Utilisez une sonde rectale lubrifiée avec de la vaseline pour mesurer la température corporelle. Ajustez la température de la carte pour maintenir la température corporelle de la souris dans la plage physiologique (36 ± 1 ° C).
3. Humidifiez les yeux de la souris avec une pommade vétérinaire pour prévenir la sécheresse pendant l’anesthésie. Fournir du gaz narcotique (1,5% d’isoflurane dans de l’oxygène pur) à travers le masque nasal d’une souris. Ajuster le pourcentage d’isoflurane pour maintenir la profondeur correcte de l’anesthésie.
4. Enduisez les pattes antérieures et postérieures de pâte conductrice et collez-les aux électrodes de la plaque ECG intégrées dans la carte. Vérifiez que les paramètres physiologiques (fréquence cardiaque, signal respiratoire et température corporelle centrale) sont correctement acquis et affichés.
5. Enlevez les poils des deux zones inguinales en appliquant un agent dépilatoire et enduisez-les d’un fluide de couplage acoustique.
6. Serrez la sonde linéaire UHFUS (fréquence centrale de 40 MHz) dans un moteur 3D spécialisé intégré dans la station d’imagerie UHFUS, permettant un mouvement automatisé et progressif de la sonde.
7. Orienter et ajuster correctement la position de la sonde à ultrasons pour obtenir des images à axe court du ganglion lymphatique inguinal (gauche / droite) et placer la région d’intérêt dans la zone focale.
8. Scannez tout le volume du ganglion lymphatique inguinal sous la forme d’une séquence d’images 2D en mode B, comme décrit ^{précédemment18}. Acquérir des images à plusieurs niveaux du ganglion lymphatique par mouvement linéaire du transducteur avec des tailles de pas à l’échelle micrométrique, pour générer des données 3D en termes de boucles cinétiques automatiquement respiratives et cardiaques.
9. Réglez l’enregistrement de l’image avec les paramètres suivants: distance de balayage comprise entre 2 et 5 mm (selon la taille des ganglions lymphatiques); taille des pas 44 μm, avec un résultat de 46 à 114 pas de balayage / tranches de ganglions lymphatiques et un temps d’acquisition de 1 à 3 minutes par animal. Stockez numériquement les images acquises au format brut (DICOM) pour d’autres analyses hors ligne.
10. À la fin de la séance d’imagerie, interrompez l’anesthésie au gaz et laissez l’animal récupérer sur la planche chauffante en position couchée sternale. Prenez soin de l’animal jusqu’à ce qu’il ait retrouvé une conscience suffisante pour maintenir la position couchée.

3. Post-traitement des images échographiques

1. Ouvrez le jeu de données d’images 3D DICOM du ganglion lymphatique inguinal gauche/droit dans la plate-forme logicielle pour le post-traitement de l’image échographique.
2. Segmentation:
   1. Sélectionnez Méthode multi-tranches pour visualiser à la fois les images actuelles et les vignettes de toutes les images correspondant à chaque image capturée lors de l’acquisition 3D.
   2. Sélectionnez la vignette de la première image pour la charger dans la vue de contour. Dans la vue de contour, cliquez avec le bouton gauche de la souris pour déposer des points le long de la bordure du ganglion lymphatique. Une fois que le nombre de points souhaité a été défini (plage 10-15), cliquez avec le bouton droit de la souris pour compléter le contour.
   3. Une fois le premier contour terminé, utilisez la vue miniature pour sélectionner l’image suivante à mettre en contour. Si nécessaire, sautez plusieurs images (moyenne de 3 images) entre les contours pour réduire le nombre de traces manuelles nécessaires pour chaque volume 3D.
      REMARQUE: La plate-forme logicielle pour le post-traitement de l’image échographique générera automatiquement des contours entre les traces manuelles, réduisant ainsi le temps d’analyse.
   4. Répétez ce processus jusqu’à ce que le volume entier ait été décrit. Une fois terminé, cliquez sur Terminer.
3. Génération du wireframe 3D et de la mesure de volume :
   1. Dans l’espace de travail de la fenêtre en mode 3D , cliquez sur l’icône Mesure du volume sous la zone d’affichage de l’image pour activer la vue de surface.
      Remarque : La vue de surface crée une vue de compilation qui mappe le volume généré par l’utilisateur à l’image acquise. La vue de surface peut être pivotée dans n’importe quelle position souhaitée.
   2. Prenez note de la mesure du volume indiquée dans le coin inférieur gauche de la vue cubique.
      REMARQUE: La segmentation et la génération de volume 3D peuvent également être obtenues à l’aide d’un logiciel développé sur mesure et / ou d’un logiciel librement disponible / commercial pour le traitement général de l’image. À partir de la segmentation manuelle, le logiciel doit fournir une description mathématique et/ou au niveau des pixels des contours des ganglions lymphatiques. Ces contours seraient combinés dans un espace 3D pour rendre la surface externe des ganglions lymphatiques. Toutes les étapes décrites dans la procédure d’imagerie et le post-traitement des images échographiques sont résumées à la figure 2.

Après la peinture de la peau de Tyr::CreER+,^BrafCA/+,^Ptenlox/lox souris avec 4-HT, l’activité Cre est induite, en raison de laquelle il y a un passage au niveau génomique de wt Braf à BrafV600E, tandis que Pten est perdu (Figure 3A). En 2-3 semaines, les souris développent des tumeurs primaires sur place avec une pénétrance à 100%. Après quatre semaines de traitement 4-HT (_t0), les tumeurs primaires atteignent un volume de 50-100 ^mm3, et leur croissance peut être mesurée par des étriers pendant 2 semaines supplémentaires ((_t1 et _t2; Figure 3B, panneaux supérieurs). Les points de temps ultérieurs ne peuvent pas être atteints parce que la tumeur devient si grande que les souris ont besoin d’euthanasie.

En ce qui concerne la charge métastatique, une augmentation progressive de la pigmentation est observée dans les ganglions lymphatiques inguinaux dans les 4 à 6 semaines suivant le traitement par 4-HT (Figure 3B, panneaux inférieurs). Une telle augmentation de la pigmentation est due à la présence de dépôts de mélanine, comme peut être confirmé par la coloration à l’hématoxyline et à l’éosine effectuée sans enlever la mélanine. À leur tour, les dépôts de mélanine sont invariablement dus à la présence de cellules de mélanome métastasées, confirmées par la coloration immunohistochimique (IHC) de l’antigène du mélanome MLANA et de BRAFV600E (Figure 3C).

L’accumulation de cellules pigmentées de mélanome à l’intérieur des ganglions lymphatiques inguinaux s’accompagne d’une augmentation progressive de leur volume, comme en témoigne l’inspection visuelle (Figure 3B, panneaux inférieurs). L’imagerie par ultrasons offre l’occasion unique de quantifier une telle augmentation longitudinalement, chez chaque souris expérimentale, comme décrit ^{précédemment16}. Les mesures volumétriques, les résultats de segmentation et le rendu 3D, tous se référant à un cas représentatif, sont illustrés à la figure 4. Le volume de chaque ganglion lymphatique est obtenu par segmentation manuelle des sections axiales acquises lors d’un scan 3D.

À la fin de la phase de segmentation, toutes les sections montrent la superposition du contour externe du ganglion lymphatique (Figure 4A). Ces contours sont connectés image par image dans la phase de rendu, et la surface externe de l’ensemble du ganglion lymphatique est projetée dans l’espace 3D. À titre d’exemple représentatif, le rendu 3D d’un ganglion lymphatique inguinal droit analysé à _t0, _t1 et _t2 est illustré à la figure 4B, à la figure 4C et à la figure 4D, respectivement. Le graphique de la figure 4E quantifie l’augmentation du volume affichée par les ganglions lymphatiques inguinaux gauche et droit du même animal au fil du temps.

Figure 1: Système d’imagerie par ultrasons utilisé pour surveiller l’augmentation du volume des ganglions lymphatiques inguinaux dans le modèle murin de mélanome génétiquement modifié Braf/Pten. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.

Figure 2: Résumé étape par étape de la procédure d’imagerie et du post-traitement des images échographiques. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 3 : Inspection visuelle et analyses histologiques des ganglions lymphatiques inguinaux dans le modèle de mélanome métastatique Braf/Pten spécifique au tissu et inductible chez la souris. (A) L’enzyme Cre provoque le passage de wt Braf en BrafV600E et la perte de Pten (excision des exons 4 et 5). Ce système est spécifique aux mélanocytes car l’expression de l’enzyme Cre est sous le contrôle du promoteur de la tyrosinase, une enzyme impliquée dans la synthèse de la mélanine. Par conséquent, les deux hits oncogènes sont limités à la lignée mélanocytaire. Ce système est également inductible car le Cre est exprimé sous forme de protéine de fusion avec le récepteur des œstrogènes et nécessite une peinture cutanée avec 4-HT pour être transloquée dans le noyau, où il peut exercer sa fonction. (B) L’apparition de tumeurs de mélanome primaire (images supérieures) et de ganglions lymphatiques inguinaux (images inférieures) après 4, 5 et 6 semaines après le traitement par 4-HT (_t0, _t1 et _t2, respectivement). Dans les ganglions lymphatiques, l’augmentation de l’accumulation et de la taille de la mélanine est détectée par inspection visuelle. Barres d’échelle = 0,5 cm (images du haut); 0,2 cm (images inférieures). (C) Analyses histologiques des ganglions lymphatiques inguinaux, 6 semaines après le traitement par 4-HT. (en haut à gauche) Coloration H&E: les dépôts de mélanine sont éliminés par incubation de tranches avec 1% koh et 3% _H2O2.  (en haut à droite) Détection de la mélanine réalisée par coloration H&E sans traitement KOH à 1% et _H2O2 à 3%. (en bas à gauche) Détection de MLANA par coloration immunoperoxydase (substrat de chromogène DAB et contre-coloration de l’hématoxyline). (en bas à droite) Détection de BRAFV600E par coloration immunoperoxydase (substrat de chromogène DAB et contre-coloration de l’hématoxyline). Pour tous les panneaux, grossissement d’origine: 40x; barres d’échelle = 20 μm. Abréviations: wks = semaines; wt = type sauvage; 4-HT = 4-hydroxytamoxifène; H&E = hématoxyline et éosine; DAB = 3,3'-diaminobenzidine. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 4 : Mesures, segmentation et rendu 3D du volume des ganglions lymphatiques inguinaux dans le modèle de mélanome métastatique Braf/Pten spécifique au tissu et inductible chez la souris. (A) Superposition des contours externes du ganglion lymphatique inguinal droit dans 4 sections scannées représentatives obtenues par segmentation manuelle. (B-D) Rendu du volume 3D du ganglion lymphatique inguinal droit, mesuré à 4, 5 et 6 semaines après le traitement 4-HT (points de temps _t0, _t1 et _t2, respectivement). La valeur numérique du volume est également indiquée (en ^mm3). (E) Le volume du ganglion lymphatique inguinal gauche (cercle noir) et droit (cercle blanc) du même animal aux points de temps _t0, _t1 et _t2. Abréviations: 3D = tridimensionnel; 4-HT = 4-hydroxytamoxifène. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Les données obtenues dans cette étude attestent de la capacité de l’imagerie échographique à surveiller l’implication métastatique des ganglions lymphatiques inguinaux du modèle murin Braf/Pten du mélanome métastatique. Comme indiqué ^{précédemment16}, cette technique est particulièrement utile pour évaluer l’efficacité du traitement médicamenteux. En effet, il permet de surveiller l’évolution du volume des ganglions lymphatiques chez le même animal au fil du temps, en comparant les mesures recueillies à _t1 et  _t2 avec celles recueillies à _t0. Ceci, à son tour, contribue à une augmentation de la robustesse des résultats obtenus, car la variabilité entre les souris et d’autres facteurs susceptibles d’influencer la taille des ganglions lymphatiques basaux sont tous pris en compte. De plus, l’échographie permet de respecter le principe des 3R en réduisant le nombre d’animaux par groupe expérimental.

Chez les souris Braf/Pten, non seulement les ganglions lymphatiques inguinaux, mais aussi brachiaux et axillaires sont des sites de propagation métastatique. Cependant, il est conseillé de se concentrer sur les ganglions lymphatiques inguinaux car les autres sont trop proches du site tumoral primaire, ce qui modifie généralement leur localisation et leur morphologie au cours du développement de la tumeur primaire elle-même. Alternativement, les ganglions lymphatiques brachiaux et axillaires peuvent devenir appropriés pour l’imagerie échographique si un site différent d’induction tumorale est choisi, comme les oreilles ou les ^pattes8. En ce qui concerne les autres sites métastatiques, les poumons ne peuvent pas être étudiés à l’aide de l’imagerie échographique, en raison de la présence d’air dans les tissus. Théoriquement, seules les métastases pulmonaires superficielles atteignant l’interface pleurale pourraient être visualisées avec cette technique. Bien que la micro-tomodensitométrie/tomographie par émission de positons (TDM/TEP) puisse être utilisée à la place, cette approche présente plusieurs inconvénients, notamment des coûts élevés et une disponibilité limitée. De plus, étant basé sur des rayonnements ionisants, le micro CT/PET est difficilement compatible avec les mesures longitudinales à plusieurs moments. Inversement, l’imagerie échographique peut être facilement appliquée à l’étude des métastases sous-cutanées et permet de mesurer à la fois le volume et la vascularisation16.

Si un délai de 2 semaines est trop court pour apprécier les effets du médicament à l’étude, un site d’induction plus périphérique (par exemple, le bout de la ^queue9,11) ou un génotype moins sujet aux tumeurs (Tyr::CreER+, ^{BrafCA/+, Ptenlox/+} souris au lieu de Tyr::CreER+, BrafCA^/+, Ptenlox^/lox souris) pourrait être ^{sélectionné9} . Dans les deux cas, la croissance de la tumeur primaire devrait être beaucoup plus lente, permettant une surveillance des métastases pendant beaucoup plus de 6 semaines après l’induction avec 4-HT.

D’un point de vue plus technique, il est important de noter que la segmentation 2D des images échographiques est l’étape la plus critique de ce protocole, car elle peut affecter la mesure du volume 3D. Heureusement, dans le modèle animal Braf/Pten, le contraste entre les ganglions lymphatiques et les tissus environnants est assez marqué, de sorte que la contour des bordures des ganglions lymphatiques par segmentation manuelle est relativement simple. Cependant, le processus de segmentation devrait être facilité par la haute qualité des images échographiques acquises par l’échographiste, qui, à son tour, devrait être très expérimenté et concentré sur l’acquisition de la même projection échographique du ganglion lymphatique, même lors de séances de scan effectuées à différents moments.

L’échographie en mode B ne peut pas mettre en évidence directement les cellules cancéreuses; au lieu de cela, il permet d’inférer de leur présence à partir de l’augmentation du volume des ganglions lymphatiques inguinaux. À la lumière de ces informations, il est recommandé que l’imagerie échographique soit couplée à une coloration appropriée des ganglions lymphatiques par IHC, afin que la présence de cellules cancéreuses puisse être confirmée au niveau moléculaire. Cependant, un élargissement des ganglions lymphatiques observé chez une souris Braf/Pten induite est généralement attribuable à la propagation du cancer et non à une autre cause, par exemple une infection en cours. Cela est probablement dû au fait que les souris expérimentales utilisées pour l’imagerie échographique sont élevées dans des conditions contrôlées et sont régulièrement soumises à un dépistage sanitaire, de sorte que la maladie est rapidement repérée et traitée.

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Les auteurs tiennent à remercier S. Burchielli (FTGM, Pise) pour son aide dans les procédures animales. Ce travail a été soutenu par ISPRO-Istituto per lo Studio la Prevenzione e la Rete Oncologica financement institutionnel à LP; MFAG #17095 décerné par AIRC-Associazione Italiana Ricerca sul Cancro à LP.