Implantation d’endoprothèses coronaires de taille humaine dans l’aorte abdominale du rat à l’aide d’un accès transfémoral

Ce protocole décrit l’implantation des stents coronaires humains dans l’aorte abdominale des rats avec un fond d’apoE^-/- utilisant un accès transport-fémoral. Par rapport à d’autres modèles animaux, les modèles murins ont les avantages d’un débit élevé, d’une reproductibilité, d’une facilité de manipulation et de logement et d’une large disponibilité de marqueurs moléculaires.

L’intervention coronaire percutanée (PCI), combinée avec le déploiement d’un stent coronaire, représente l’étalon-or dans le traitement d’interventional de la maladie de l’artère coronaire. Le restenosis de Dans-stent (ISR) est déterminé par une prolifération excessive de tissu néointimal dans l’endoprothèse et limite le succès à long terme des stents. Une série de modèles animaux ont été utilisés pour élucider les processus pathophysiologiques sous-jacents à la resténose in-stent (ISR), les modèles coronaires porcins et les modèles d’artère iliaque de lapin étant les plus fréquemment utilisés. Les modèles murins offrent les avantages d’un débit élevé, d’une facilité de manipulation et de logement, d’une reproductibilité et d’une large disponibilité de marqueurs moléculaires. Le modèle murin déficient en apolipoprotéine E (apoE^-/- ) a été largement utilisé pour étudier les maladies cardiovasculaires. Cependant, les endoprothèses doivent être miniaturisées pour être implantées chez la souris, ce qui implique des changements importants de leurs propriétés mécaniques et (potentiellement) biologiques. L’utilisation de l’apoE^-/- rats peut surmonter ces défauts car apoE^-/- rats permettent l’évaluation des stents coronaires à taille humaine tout en fournissant en même temps un phénotype atherogenic. Cela en fait un modèle excellent et fiable pour étudier l’ISR après l’implantation d’une endoprothèse. Ici, nous décrivons, en détail, l’implantation des stents coronaires humains disponibles dans le commerce dans l’aorte abdominale des rats avec un apoE^-/- fond utilisant un accès transport-fémoral.

L’intervention coronarienne percutanée (ICP), combinée au déploiement d’un stent coronaire, représente l’étalon-or dans le traitement interventionnel de la maladie coronarienne^1. Le succès à long terme des endoprothèses, cependant, peut être limité par l’apparition d’une resténose in-endoprothèse (ISR) qui est déterminée par une prolifération excessive de tissu néointimal dans l’endoprothèse^2,3. ISR peut exiger une ré-intervention avec le pontage de l’artère coronaire ou re-PCI. Une variété de modèles animaux ont été suggérés pour l’étude de l’ISR, chacun d’eux présentant des avantages et des lacunes. Les principaux inconvénients des modèles d’artère iliaque porcins et lapin les plus couramment utilisés, bien que développant des lésions nettement similaires à celles des humains après l’implantation de stent^4,5,sont les coûts élevés des animaux et du logement, ce qui soulève des difficultés logistiques, en particulier dans les études à long terme, ainsi que des limitations dans la manipulation et l’équipement. En outre, la disponibilité des anticorps contre les protéines cellulaires des porcs et des lapins est limitée. D’autre part, les modèles murins offrent les principaux avantages d’un débit et d’une reproductibilité élevés, ainsi que d’une facilité de manipulation, de logement et donc d’une rentabilité. En outre, un plus grand nombre d’anticorps sont disponibles. Cependant, alors que les souris déficientes en E de l’apolipoprotéine (apoE^-/-) ont été largement utilisées pour l’étude de l’athérosclérose^6,7,8,elles ne conviennent pas à l’étude de l’ISR car les endoprothèses doivent être miniaturisées pour être implantées chez la souris, ce qui pourrait modifier les propriétés mécaniques des endoprothèses. De plus, la paroi aortique des souris mesure entre 50 μm chez les jeunes souris et 85 μm chez les souris âgées^9,et les endoprothèses doivent être déployées en utilisant des niveaux de pression aussi bas que 2 atm, ce qui pourrait entraîner une malapposition de l’endoprothèse^10. Les rats, cependant, permettent l’implantation d’endoprothèses coronaires humaines disponibles dans le commerce, et démontrent un cours de guérison vasculaire semblable à celui des animaux plus gros après implantation d’endoprothèses aortiques, rapportée pour la première fois par Langeveld et al.^11. Cette technique a à l’origine eu besoin d’un accès trans-abdominal, qui a rendu nécessaire une constriction physique de l’aorte pour réaliser une interruption provisoire de flux sanguin. Pour éviter les lésions potentiellement associées aux vaisseaux et les réactions inflammatoires, la technique a ensuite été affinée par l’introduction d’un accès trans-iliaque, ce qui a en outre entraîné un taux de survie plus élevé des animaux^12.

Parce que les rats de type sauvage ne développent pas de lésions athérosclérotiques^13,apoE^-/- rats ont été générés en utilisant des techniques de nucléase telles que Transcription Activator-Like Effector Nuclease (TALEN)¹⁴, Clustered Regularly Interspaced Short Palindromic Repeats (CRISPR/Cas9)¹⁵, et Zinc Finger (ZF)¹⁶. ApoE^-/- rats sont disponibles dans le commerce depuis 2011. Fournissant un fond atherogenic, apoE^-/- rats permettent une évaluation plus réaliste des stents coronaires de taille humaine, particulièrement en ce qui concerne l’ISR.

Ci-dessus, nous décrivons la méthode par l’intermédiaire de la voie d’accès transfémorale et utilisant un stent de drogue-élution de cobalt-chrome de mince-jambe disponible dans le commerce (DES), cependant, il peut également être appliqué pour l’étude d’autres types d’endoprothèse, tels que les stents de métal nu (BMS) ou les stents biodégradables.

Les expériences ont été réalisées conformément à la loi allemande sur le bien-être animal (TSchG) et à la directive 2010/63/UE relative à la protection des animaux utilisés à des fins scientifiques. L’approbation officielle de cette étude a été accordée par le Comité gouvernemental pour la protection et l’utilisation des animaux (Protocole n° : AZ 87-51.04.2010.A065; Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz Nordrhein-Westfalen, Recklinghausen, Allemagne). Le protocole de l’étude était conforme au Guide pour le soin et l’utilisation des animaux de laboratoire. Le traitement de la douleur postopératoire est basé sur les recommandations de la Société allemande pour la science des animaux de laboratoire (GV-SOLAS) ainsi que sur l’Initiative de thérapie de la douleur vétérinaire.

1. Techniques de base et procédures communes

1. Utilisez des rats apoE homozygotes^-/- Sprague-Dawley. Identifier le génotype de chaque animal à l’aide des méthodes standard¹⁷.
2. Maintenir les animaux dans des conditions identiques (21 °C ± 2 °C, 60 % ± 5 % d’humidité et un cycle lumière/obscurité de 12 h) et assurer le libre accès à l’eau et à la nourriture.
3. Effectuez toutes les procédures dans des conditions propres mais non astiles.
4. Une fois que le rat est anesthésié, effectuez toutes les procédures sous un microscope chirurgical à un grossissement de 16x.
5. Utilisez des cotons-tiges pour l’hémostase par compression. Les écouvillons de gaze (5 cm x 5 cm) imbibés d’une solution de sonnerie lactée sont utiles pour garder l’aine humide.
6. Suivez les règlements sur l’élimination des déchets pour éliminer les matériaux usagés.

2. Préparations avant la chirurgie

1. Préparez les médicaments vétérinaires avant de commencer l’opération. Conserver toutes les solutions à température ambiante, sauf indication contraire.
2. Trente minutes avant la procédure, administrer 0,03-0,05 mg/kg de buprénorphine par voie sous-cutanée.
3. Anesthésier le rat par injection intrapéritonéale de 100 mg/kg de poids corporel (S)-kétamine et de 8 mg/kg de xylazine.
4. Évaluer le poids du rat à l’aide d’une balance.
5. Placez le rat sur un coussin chauffant et fixez les membres supérieurs et inférieurs à l’aide de ruban médical. Positionnez le rat avec son membre postérieur gauche entièrement étendu et autant que possible en ligne avec sa colonne vertébrale afin de créer une ligne droite entre l’artère fémorale et l’aorte. Cela facilitera l’avancement de l’endoprothèse montée sur ballon à travers la bifurcation aortique.
6. Maintenir l’anesthésie avec inhalation de 1,5 vol% d’isoflurane dans 97,5% d’oxygène à un débit de 2 L/min.
   REMARQUE: Laisser le rat respirer spontanément, sans intubation.
7. Appliquez une pommade oculaire pour prévenir les lésions oculaires pendant l’inconscience.
8. Rasez la fourrure de l’aine et du bas-ventre du rat et stérilisez la peau correspondante avec une solution de povidone-iode.
9. Avant de commencer la chirurgie, vérifiez la profondeur adéquate de l’anesthésie en pinçant le bout de la queue et le tissu interdigital.

3. Chirurgie

1. Faites une incision médiale de ~0,5\u20121 cm dans l’aine gauche pour ouvrir la peau et le fascia sous-jacent.
2. Disséquer et sonder émoussés dans les profondeurs jusqu’à ce que l’artère fémorale gauche pulsée puisse être identifiée.
3. À l’aide d’une pince très fine, préparez l’artère fémorale en enlevant doucement le tissu conjonctif environnant. Veillez à ne nuire ni au nerf fémoral ni à la veine fémorale, qui est médiale à l’artère.
4. Préparez environ 1 cm de l’artère fémorale. Placez soigneusement la pointe de la pince sous le navire pour la soulever doucement.
5. Enfilez des morceaux de suture de soie 4-0 sous les parties distales et proximales de l’artère et formez des élinges. Serrez les extrémités de chacune des deux élings de fil entre les branches d’une pince chirurgicale. Utilisez les pinces chirurgicales pour contrôler l’artère. Étirez et soulevez doucement les élings afin d’interrompre temporairement le flux sanguin.
   REMARQUE: Travaillez rapidement pour éviter un garrot prolongé qui peut entraîner des lésions tissulaires.
6. À l’aide de micro-ciseaux pointus, effectuez une artériotomie au milieu de l’artère fémorale.
7. Introduisez un fil guide à travers l’artériotomie. Lorsque vous atteignez l’élingue proximale, relâchez la tension du fil en déplaçant la pince chirurgicale et avancez le fil de guidage plus loin vers l’aorte abdominale.
   REMARQUE: Coupez le fil de guidage à l’aide d’un coupe-fil pour faciliter la manipulation.
8. Placez l’extrémité proximale du fil de guidage entre le diaphragme et les artères rénales.
   REMARQUE: Avancer le fil de guidage trop loin porte le risque de blessure aortique ou cardiaque. Nous recommandons d’ouvrir l’abdomen pour assurer un positionnement adéquat du fil de guidage et de l’endoprothèse au moins pour les premiers animaux.
9. Introduisez une endoprothèse coronaire sertie et montée sur ballon mesurant 2,25 mm x 8 mm (max. 2,5 mm x 8 mm) au-dessus du fil de guidage dans l’artère fémorale et avancez-la jusqu’à l’aorte abdominale.
10. Placez l’endoprothèse juste au-dessus de la bifurcation aortique, mais en dessous des artères rénales. Déployez l’endoprothèse en gonflant le cathéter à ballonnet à 12 atm pendant 15 s à l’aide d’un système de seringue de gonflage.
11. Dégonfler le cathéter à ballonnet et maintenir une pression négative conformément aux recommandations du fabricant pour l’endoprothèse utilisée.
12. Retirez lentement le cathéter dégonflé tout en laissant l’endoprothèse en place.
13. Juste avant de sortir le cathéter, créez une tension sur la boucle de fil au-dessus de l’incision avec la pince chirurgicale pour interrompre à nouveau le flux sanguin. Retirez ensuite le cathéter à ballonnet et léguez directement le vaisseau proximalement.
14. Attachez les boucles proximales et distales de fil pour ligate l’artère fémorale et confirmer à hémostase proportionnée de l’artériotomie. Les artères collatérales assureront une perfusion supplémentaire au membre.
15. Fermez le muscle qui surlère l’artère, ainsi que l’incision de la peau en utilisant 10-0 sutures non résorbables.

4. Soins aux animaux après l’implantation de l’endoprothèse

1. Immédiatement après l’opération, laisser le rat récupérer pendant 60 min dans une cage spéciale de l’unité de soins intensifs avec de l’air réchauffé (30\u201235 °C) et un apport d’oxygène.
2. Surveillez attentivement les animaux jusqu’à ce qu’ils soient complètement récupérés. Ensuite, déplacez les rats dans une cage normale. Fournir un accès ad libitum à l’eau et à la nourriture.
3. Administrer une analgésie postopératoire toutes les 6 à 12 heures avec 0,03 à 0,05 mg/kg de buprénorphine (s.c., dans 500 μl de NaCl) pour un total de 72 heures en évaluation clinique.
4. Faire mélanger l’aliment avec du clopidogrel (15 mg/kg) pour éviter la thrombose de l’endoprothèse implantée.
5. Pour améliorer les conditions hypercholestérolémiques et la formation de plaque, commencez l’alimentation occidentale à 6\u20128 semaines après la naissance et continuez jusqu’à l’euthanasie. Si vous le souhaitez, une cohorte d’animaux nourris avec un rat chow normal peut servir de contrôle.

5. Collecte et traitement des tissus

1. Avant de commencer l’explantation tissulaire au moment désigné, euthanasier l’animal conformément aux directives de l’IACUC. Récolter l’aorte stentée pour l’analyse histologique à la fin de la période d’observation.
2. Ouvrez l’abdomen par une incision médiane et retirez le segment endoprothèse de l’aorte ainsi que les parties adjacentes non endoprothées de l’aorte, mesurant 0,5 cm chacune.
3. Placer le tissu dans une solution de formol tamponné à 4% pendant 24 h pour la fixation.
4. Incorporer le tissu artériel endoprothèse dans du plastique et effectuer des colorations histologiques et immunohistochimiques selon les protocoles standards^18,19.

6. Analyse histomorphométrique

1. Effectuer une analyse histomorphométrique des sections séquentielles de la partie proximale, moyenne et distale de l’aorte stentée au moyen d’un microscope lié à un ordinateur avec un logiciel d’analyse d’image approprié.
2. Tracez les contours de la lame élastique externe (EEL, entre adventitia et media), la lame élastique interne (IEL, entre media et neointima), et lumen avec une tablette de dessin graphique. À partir de ces valeurs, calculez la zone EEL, la zone IEL et la zone lumen avec le logiciel.
3. Calculer le pourcentage de la surface transversale de la resténose in-stent (ISR) :
   
4. Calculer la surface néointimale totale (A_i):
   
5. Mesurez l’épaisseur néointimale (NIT) sur chaque jambe de force d’endoprothèse comme la distance entre la jambe de force et la lumière. Mesurer le NIT entre les jambes de force de l’endoprothèse comme la distance entre l’IEL et la lumière.
   Remarque : Vous pouvez également calculer NIT comme suit :
   
   où P_L et P_IEL sont le périmètre de la lumière et de la lame élastique interne, respectivement²⁰.
6. Effectuer des analyses supplémentaires selon les exigences de l’étude.

Ce protocole décrit l’implantation d’endoprothèses dans l’aorte abdominale de rats à l’aide d’une voie d’accès transfémorale(figure 1). Le premier point central de ce modèle animal est qu’il permet le déploiement d’endoprothèses coronaires à taille humaine. Un stent coronaire serti et ballon-monté disponible dans le commerce peut être placé dans l’aorte abdominale des rats. Ainsi, en outre, le même principe de déploiement d’endoprothèses que chez l’homme peut être appliqué. Un autre avantage de l’utilisation de rats est la disponibilité de souches génétiquement modifiées, telles que les rats apoE^-/-, qui sont disponibles dans le commerce.

Nous avons récemment employé cette méthode pour évaluer si les rats E-déficients d’apolipoprotein sont plus enclins à développer l’ISR par rapport aux rats de type sauvage^21. Sur un total de 42 rats mâles subissant l’implantation d’endoprothèses, 36 rats ont terminé le protocole de l’étude après 28 jours (taux de survie = 85,71 %). Deux rats chacun sont morts de l’échec de fermeture de navire, de l’hémorragie interne, et de la thrombose stent. Les endoprothèses de trois animaux n’ont pas pu être analysées parce que le tissu a été gravement endommagé ou perturbé en raison d’échecs de traitement. Très probablement, cela s’est produit pendant la procédure de sciage. Nous recommandons une formation pour effectuer cette technique plusieurs fois avant le début de l’étude.

Chez les 33 autres rats, des endoprothèses coronaires de taille humaine ont été déployées avec succès sans aucun signe de malapposition ou de blessure aux vaisseaux(tableau 1). Le poids corporel était semblable chez les rats de type sauvage apoE^+/+ et apoE^-/- (530,1 ± 15,94 g contre 513,6 ± 16,45 g). Les rats homozygotes apoE^-/- ont développé une hyperplasie néointimale nettement élevée et une ISR par rapport aux rats apoE^+/+ de type sauvage(figure 2). Bien qu’un apoE^-/- fond rende les animaux plus susceptibles pour l’athérosclérose, particulièrement une fois alimenté le régime occidental, nous n’avons observé aucune plaques athérosclérotiques antécédentes chez nos rats, très probablement parce qu’un régime occidental n’a pas été commencé jusqu’à la chirurgie et la période d’observation suivante de quatre semaines était trop courte pour le développement athérosclérotique de lésion.

Ill. 1 : Schéma de l’implantation de l’endoprothèse dans l’aorte abdominale de rats à l’aide d’un accès transfémoral.
(a) Après interruption du flux sanguin, un fil guide est introduit par une artériotomie médiale. (b) Un stent coronaire serti et monté sur ballon est introduit au-dessus du fil de guidage dans l’artère fémorale. ( c) L’endoprothèse montée sur ballon est avancée jusqu’à l’aorte abdominale, où elle est déployée par gonflage du ballon. L’endoprothèse doit être placée au-dessus de la bifurcation et au-dessous des artères rénales. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.

Ill. 2 : Photomicrographes représentatifs de l’aorte abdominale tachée de Giemsa 28 jours après l’implantation de l’endoprothèse dans l’alimentation occidentale.
(a) Wildtype apoE^+/+ rats et(b)homozygotes apoE^-/- rats. Images de haute puissance: NI = neointima, St = jambe de force stent, M = tunica media, L = lumen. La figure a été reproduite avec des modifications de Cornelissen, A. et al.²¹. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.

Tableau 1 : Résultats de l’implantation d’endoprothèses dans l’aorte abdominale du rat à l’aide d’un accès transfémoral.

Ce protocole décrit l’implantation des stents coronaires à taille humaine dans l’aorte abdominale de l’apoE^-/- rats. Plusieurs points techniques méritent d’être soulignés. Tout d’abord, un décalage entre la taille de l’endoprothèse et la taille de l’aorte doit être évité. Placer un stent trop petit peut mener à la malapposition stent, tandis que l’implantation d’un stent qui est trop grand pour l’aorte peut causer le surstretch, la déchirure, et la blessure du navire. Par conséquent, nous vous recommandons d’utiliser des endoprothèses entre 2,0 et 2,5 mm de diamètre et de maintenir la pression d’implantation dans la plage recommandée sans surcharger l’endoprothèse. La pression d’implantation la plus appropriée est généralement donnée par le fabricant de l’endoprothèse. Des dommages excessifs de la veine fémorale et par la suite de la veine cave doivent être évités parce que les parois des vaisseaux sont extrêmement minces et très faciles à blesser, ce qui entraîne des saignements difficiles à arrêter. L’artère fémorale se distingue de la veine fémorale par pulsation, qui doit être soigneusement observée. Un autre écueil est la possibilité de blessure artérielle et de dissection lors de l’introduction du fil de guidage et/ou du cathéter à ballonnet. La dissection artérielle peut être réduite au minimum en commandant et en étirant l’artère fémorale distalement avec des élinges utilisant des attaches de soie tout en introduisant le cathéter de ballonnet. Il est impératif d’arrêter immédiatement d’avancer l’appareil lorsque la résistance est rencontrée. Dans ce cas, de petits mouvements entre le pouce et l’index aideront à changer la direction de l’appareil. Dans notre expérience, c’est le plus souvent le cas juste au-dessous du ligament inguinal et plus haut, quand l’artère iliaque commune approche de la bifurcation, car elle descend plus profondément dans l’espace retroperitoneal ici. Il y aura certainement une courbe d’apprentissage pour l’opérateur avant que les taux de survie ne soient stables et avec une certaine expérience, le temps chirurgical moyen est d’environ 20 minutes.

Chez l’homme, les endoprothèses sont généralement implantées dans des artères athérosclérotiques sévèrement rétrécies. Bien que l’insuffisance d’apoE en général rende les animaux plus susceptibles pour le développement des lésions athérosclérotiques, nous n’avons observé aucune formation de plaque chez nos rats, très probablement parce que l’alimentation occidentale de régime n’a pas été commencée jusqu’à l’implantation stent. Si l’implantation d’endoprothèses dans les lésions athérosclérotiques est souhaitée, le régime alimentaire occidental devrait commencer à 6\u20128 semaines après la naissance et continuer jusqu’au sacrifice. Les lésions athérosclérotiques dans les souches sensibles se développeront après 7\u201214 semaines sur le régime riche en graisses²². Jusqu’à présent, seules des données limitées sur les rats apoE^-/- ont été publiées. Cependant, aucune étude n’a rapporté le développement spontané de lésion avant l’âge de 20 semaines²³. Zhao et coll. ont observé une athérosclérose typique chez les rats apoE^-/- après au moins 24 semaines avec une augmentation continue de la charge de plaque et de la gravité des lésions jusqu’au sacrifice à 72 semaines^15. Ainsi, selon la littérature, il est peu probable que les rats développent une athérosclérose spontanée à l’âge de 14 à 16 semaines. Par conséquent, nous recommandons d’utiliser des rats plus âgés et de commencer le régime occidental le plus tôt possible si l’implantation stent dans les lésions athérosclérotiques pré-formées est désirée pour l’étude.

Six animaux n’ont pas survécu à la chirurgie. Deux animaux sont morts de la thrombose stent malgré l’administration du clopidogrel. Pour réduire la thrombose stent, les animaux peuvent être pré-traités pendant 48 h avec aspirine ou recevoir une injection intrapéritonéale d’enoxaparine postopératoirement. L’introduction de clopidogrel un jour avant la chirurgie pourrait également réduire le risque de thrombose, mais toute intensification du traitement anti-thrombotique augmente en même temps le risque d’hémorragie. La thrombose stent est une complication commune de PCI^24,25,26 et peut avoir plusieurs raisons. Potentiellement, dans notre étude, les décès stent de thrombose ont résulté de l’inflation insuffisante de ballon et du malapposition stent concourant. Contrairement à l’implantation stent chez l’homme, le déploiement stent dans l’aorte abdominale de rat n’a pas été commandé par l’angiographie. Par conséquent, l’inflation inefficace de ballon ne peut pas être détectée et corrigée pendant la chirurgie. De même, le déploiement de stent pourrait mener à une occlusion involontaire d’un navire de branchement. Considérant qu’il n’est pas pratique d’effectuer la chirurgie qui nécessite l’utilisation d’un microscope chirurgical sous contrôle fluoroscopique, nous recommandons d’ouvrir l’abdomen pour confirmer le déploiement précis de l’endoprothèse, au moins pour les premières procédures. D’autres causes potentielles pour la thrombose stent pourraient être des réactions inflammatoires, des dommages graves, ou des dissections du mur de navire. Le chirurgien doit être au courant de tout signe clinique indiquant ces complications, et les animaux doivent être inspectés chaque jour tout au long de la période d’observation.

L’aorte abdominale du rat mesure entre 1,8 mm et 3,0 mm de diamètre, en fonction du poids de l’animal^27,28. L’avancement d’un stent encombrant par les artères fémorales et iliaques encore plus petites peut causer la larme et les dommages intimaux au mur de navire. Par conséquent, cette technique est limitée à l’implantation de stents plus petits (entre 2,0 et 2,5 mm de diamètre) pour éviter les étirements ou les blessures de la paroi du vaisseau de l’aorte.

Une autre limitation est la nécessité de ligaturer l’artère fémorale afin de réaliser le hemostasis après le procédé, portant potentiellement le risque d’ischémie inférieure de membre. Cependant, les études précédentes ont prouvé que les artères collatérales aussi bien que les adaptations de la microvasculature distale à l’occlusion peuvent maintenir la perfusion inférieure de membre après ligature de l’artère fémorale chez les rats^29,et aucun de nos rats n’a montré des signes cliniques d’ischémie inférieure de membre au cours de la période d’observation. Toujours, les investigateurs devraient se rendre compte de ce risque potentiel, car l’ischémie de membre représente non seulement une cause potentielle de la mort postopératoire, mais peut également potentiellement induire une réaction inflammatoire systémique, biaisant potentiellement les résultats.

Alors que les rats en général sont un modèle animal rentable, l’utilisation de rats apoE génétiquement modifiés^-/- augmente le coût. Une autre limitation est qu’il faut un temps relativement long jusqu’à ce que les plaques athérosclérotiques se soient développées chez les rats. En outre, il y a quelques différences hémodynamiques importantes entre l’aorte et les artères coronaires qui méritent plus d’attention. Le stress de cisaillement est plus élevé dans l’aorte par rapport aux coronaires, et les bifurcations causant le flux sanguin turbulent sont absentes. Cela diminue le développement de l’hyperplasie intimale et l’étendue de la resténose.

La resténose est l’un des principaux facteurs limitant le succès à long terme des endoprothèses coronaires. Une variété de modèles animaux ont été utilisés pour étudier la physiopathologie de la resténose, chacun présentant ses propres avantages et lacunes. En comparaison avec d’autres modèles animaux, les rats ont l’avantage d’un débit élevé, d’une facilité de manipulation et de logement, d’une reproductibilité, ainsi que d’une rentabilité, tout en permettant l’implantation d’endoprothèses coronaires à taille humaine. Le premier protocole d’endoprothèse abdominale de l’aorte chez le rat a été rapporté par Langeveld et al.^11. Ce modèle, cependant, nécessite un accès trans-abdominal pour introduire l’endoprothèse, qui est associée à une constriction physique de l’aorte pour obtenir une interruption temporaire du flux sanguin. La manipulation qui en résulte et les lésions des vaisseaux pourraient potentiellement provoquer des réactions inflammatoires, ce qui pourrait non seulement entraîner des complications, mais également une ISR¹²prononcée. Plus tard, Oyamada et al. ont modifié le protocole en introduisant l’endoprothèse par l’artère iliaque commune^12. Ils ont comparé le taux de survie entre les deux approches différentes (trans-aorte versus artère trans-iliaque) et ont trouvé un taux de mortalité significativement plus élevé chez les animaux avec des endoprothèses déployées trans-abdominalement (57% contre 11%, p < 0,05). Les rats sont le plus souvent morts de thrombose au site d’incision / suture, ce qui est catastrophique lorsqu’ils se produisent dans l’aorte abdominale¹². Réduisant davantage le trauma et imitant la technique d’implantation chez l’homme de plus près, nous avons employé un accès trans-fémoral pour introduire le stent et avons rapporté un taux de mortalité de 14%. Deux rats chacun sont morts de l’échec de fermeture de navire, de l’hémorragie interne, et de la thrombose stent. Des études plus récentes, cependant, ont rapporté des taux de mortalité aussi bas que 6% après implantation stent dans l’aorte abdominale de rat même avec l’accès trans-aortique^30,31. Pourtant, le taux combiné de morbidité et de mortalité était de 13,4%, dans une étude de Nevzati et al. après implantation de stents de magnésium dans l’aorte de rat^30. Tandis que ni l’échec de fermeture de navire ni l’hémorragie interne n’ont été rapportés dans leur série, la thrombose stent était évidente dans 10,5% de rats^30. D’autre part, Aquarius et al. n’ont signalé aucune thrombose stent après avoir traité des aneurysms de paroi latérale avec des déviations d’écoulement, cependant, cette étude a employé des dispositifs plus minces de jambe de force d’endoprothèse, et la thérapie antiplaquette double a été administrée aux rats^31. Nous avons essayé de trouver un équilibre entre le risque de thrombose stent et le risque de saignement et avons administré du clopidogrel et de l’héparine dans notre étude. Tandis que ceci pourrait avoir réduit le risque de thrombose stent, qui s’est produite dans 4.76% de rats, il pourrait également avoir été la raison du risque comparativement plus élevé de saignement (9.52% de rats), en raison de l’hémorragie interne ou de l’échec de fermeture de navire.

Ici, nous avons démontré l’implantation d’un stent de drogue-élution dans l’aorte abdominale de rat, mais de même cette méthode peut être employée pour l’évaluation d’autres, dispositifs stent de taille semblable, par exemple stents en métal nu ou échafaudages vasculaires biorésorbables.

En résumé, l’endoprothèse abdominale de rats déficients en E de l’apolipoprotéine est un modèle fiable et reproductible pour étudier l’ISR après implantation stent. Le modèle peut être étendu à l’utilisation de rats plus âgés, qui sont plus susceptibles de développer des lésions athérosclérotiques spontanément, et en testant d’autres dispositifs utilisés pour l’intervention coronaire humaine.

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Nous tenons à remercier Mme Angela Freund pour son aide technique inestimable dans la production d’intégration et de diapositives. Nous tenons également à remercier M. Tadeusz Stopinski de l’Institute for Laboratory Animal Science &Experimental Surgery pour son aide perspicace dans le travail vétérinaire.