Envahissante hémodynamique caractérisation du Syndrome chez les Rats cirrhotiques portail-hypertendus

Nous décrivons ici un protocole détaillé pour les mesures envahissantes des paramètres hémodynamiques, y compris la pression portale, débit sanguin splanchnique et hémodynamique systémique afin de caractériser le syndrome d’hypertension chez les rats.

Il s’agit d’un protocole détaillé décrivant des mesures hémodynamiques invasives chez les rats cirrhotiques pour la caractérisation du syndrome d’hypertension portale. L’hypertension portale (PHT) à cause de la cirrhose est responsable de complications plus graves chez les patients avec une maladie du foie. Le tableau complet du syndrome portale est caractérisé par l’augmentation de la pression portale (PP) en raison de l’augmentation de la résistance vasculaire intrahépatique (IHVR), la circulation hyperdynamique et débit sanguin splanchnique accrue. La vasodilatation artérielle splanchnique progressive et un débit cardiaque accru avec fréquence cardiaque élevée (HR) mais la pression artérielle faible caractérise le syndrome d’hypertension portale.

Nouveaux traitements sont en cours d’élaboration visant à diminuer les PP par un ciblage IHVR ou a augmenté le débit sanguin splanchnique — mais les effets secondaires sur l’hémodynamique systémique peut survenir. Ainsi, une caractérisation détaillée de portail veineux, splanchnique et paramètres hémodynamiques systémiques, y compris la mesure de PP, débit sanguin veineux (PVBF), la circulation sanguine artérielle mésentérique, pression artérielle moyenne (PAM) et RH sont nécessaire pour préclinique évaluation de l’efficacité de nouveaux traitements pour PHT. Notre article vidéo fournit au lecteur un protocole structuré permettant d’effectuer des mesures hémodynamiques invasives chez les rats cirrhotiques. En particulier, nous décrivons le cathétérisme de l’artère fémorale et la veine porte par une veine iléo et la mesure du portail veineux et sanguin splanchnique flux via des sondes de débit périvasculaires Doppler-échographie. Les résultats représentatifs des modèles différents de rat de PHT sont indiqués.

PHT est défini comme pathologiquement augmentation de la pression sanguine dans le système veineux portal qui peut causer des complications graves chez les patients atteints de cirrhose comme saignement de varices et ascite¹. Alors que le pré hépatique (p. ex., thrombose de la veine porte) et post hépatique (p. ex., Syndrome de Budd-Chiari) PHT sont rares, PHT intra-hépatique due à une cirrhose du foie représente la cause la plus fréquente des PHT².

Dans la cirrhose du foie, PP est principalement augmenté par suite de l’élévation IHVR³. À un stade avancé, PHT est aggravée par la PVBF accrue en raison de l’augmentation débit cardiaque et une diminution de la résistance vasculaire systémique et splanchnique — définissant le portale syndrome⁴. Loi d’Ohm (ΔP = Q * R) implique que la IHVR et la circulation sanguine sont proportionnels aux PP⁵. Chez les patients, une mesure directe de PP est risqué et pas régulièrement accomplies ; au lieu de cela, le gradient de pression veineuse hépatique (HVPG) est utilisé comme une mesure indirecte du PP^6,7. Le HVPG est calculée en soustrayant la pression veineuse hépatique (FHVP) libre de la pression veineuse hépatique coincée (WHVP), qui sont mesurées à l’aide d’un cathéter à ballonnet placé dans une veine hépatique⁸. L’HVPG physiologique varie de 1 à 5 mmHg, alors qu’un HVPG ≥ 10 mmHg définit l’hypertension portale cliniquement significative (CSPH) et indiquant un risque accru de complications liées à PHT, tels que des saignements varices, ascite et encéphalopathie hépatique⁹ . Bien que le PP (p. ex., HVPG) est le paramètre plus pertinent pour gravité PHT, informations sur les autres composants du PHT, y compris la gravité de la circulation hyperdynamique (HR, carte), le flux sanguin artériel splanchnique/mésentérique et IHVR, sont essentiels à obtenir une compréhension globale des mécanismes sous-jacents distincts de PHT.

Ainsi, contrairement à des mesures indirectes de PP chez les humains, la méthodologie introduite pour les rats offre l’avantage d’une mesure directe de PP et permet l’enregistrement des paramètres hémodynamiques supplémentaires qui caractérisent le syndrome d’hypertension portale. En outre, la mesure directe du PP est un excellent affichage intégratif de la quantité de fibrose du foie (un déterminant majeur de IHVR) et surmonte certaines limites de quantification de la fibrose liée à des erreurs d’échantillonnage de tissu hépatique.

Les plus couramment utilisés rongeurs des cirrhotique PHT ultrarésistant ligature chirurgicale des canaux biliaires (BDL), lésion hépatique induite par la toxine (c'est-à-dire, par le tétrachlorure de carbone, thioacétamide ou l’administration de la diméthylnitrosamine) et le foie métabolique induite par l’alimentation modèles de maladies. Prehepatic PHT (non cirrhotique) peut être induite par la veine partielle ligature (PPVL)¹⁰.

Petits rongeurs sont bien adaptés à la méthode présentée, y compris les souris, les hamsters, les rats ou les lapins et sont associés à relativement faible coût d’entretien. Malgré cela, toutes les évaluations hémodynamiques sont réalisables à effectuer chez les souris, meilleure précision et reproductibilité des résultats sont vus avec les rats ou les plus grands rongeurs en raison de l’avantage évident de la taille de l’animal. En outre, certains micro-instruments et appareils sont nécessaires pour obtenir les paramètres hémodynamiques similaires chez les souris. Enfin, les rats sont plus robustes avec une mortalité et une morbidité associée inférieure et ainsi, le taux d’abandon est susceptibles plus bas chez les rats que chez les souris.

La méthodologie présentée est bien adaptée pour l’évaluation des traitements spécifiques d’une maladie du foie (par exemple, les médicaments anti-fibrosants ou anti-inflammatoire) ou pharmacologiques de nouvelles approches qui influence tonus vasculaire et/ou la biologie endothéliale ; et ainsi, effet probable de paramètres hémodynamiques chez PHT.

Toutes les méthodes décrites ici ont été approuvés par le Comité d’éthique de l’Université médicale de Vienne et le Ministère autrichien de la Science, de recherche et de l’économie (BMWFW). Les procédures doivent être exécutées dans des conditions aseptiques, dans une salle d’opération ou similaire nettoyer l’espace de travail étant donné que les mesures hémodynamiques représentent des interventions chirurgicales. Généralement, travaillant dans des conditions stériles est recommandée. Lorsque vous utilisez une anesthésie par inhalation, envisager une ventilation adéquate de la salle de chirurgie pour la sécurité au travail. Une période de 40 à 50 min/animal doit être examinée dans l’affaire de tous les affichages hémodynamiques présentées dans le présent protocole.

1. pré-chirurgicale préparations

1. Allumez et calibrer l’enregistreur multicanaux électronique, y compris les transducteurs de pression selon les instructions du fabricant.
2. Connecter les sondes de débit à ultrasons (1 mm et 2 mm) à l’amplificateur de pont.
3. Préparer un réservoir de solution de sérum physiologique stérile, chauffé à température du corps, 37 ° C, pour humidifier les tissus ou les compresses de gaze.
4. Noter le poids de l’animal au corps pour fournir le poids ajusté l’anesthésie et la normalisation des paramètres hémodynamiques selon le poids du corps.
5. Préparer tout le matériel pour une anesthésie par inhalation.
   Remarque : Si l’anesthésie par inhalation ou l’équipement nécessaire est possible ou pas sur le site, puis anesthésie d’injection à l’aide de kétamine et xylazine peut être utilisé (80 à 100 mg/kg la kétamine avec 5 à 10 mg/kg de xylazine dans une solution de sérum physiologique, intrapéritonéale (i.p.)). Un nouveau dosage de kétamine (dose réduite de 20 à 30 mg/kg, intramusculaire (i.m.)) après 30 – 45 min est nécessaire pour induire l’anesthésie chirurgicale plan continu.
6. Mettre l’animal sous l’anesthésie isoflurane à court terme en utilisant une boîte d’induction pour l’anesthésie par inhalation (5 min, 5 % v/v isoflurane, 3 – 4 L O₂-débit). Avec précaution, incliner la boîte et vérifier la profondeur de l’anesthésie par le statut de l’immobilité de l’animal.
7. Intuber le rat avec un tube endotrachéal self-made adapté.
   Remarque : Pour le personnel qui sont nouveaux dans la technique d’intubation, l’analgésie/anesthésie (étape 1.10) peut être donnée tout de suite après l’anesthésie par inhalation à court terme pour permettre plus de temps pour l’intubation. Une autre option est un masque d’animal spécifique pour l’anesthésie par inhalation.
   1. Utiliser un tube endotrachéal autodidacte depuis un mis à jour le cathéter veineux périphérique (14 G). Couper les ailes de manipulation et d’apposer une boucle de ruban adhésif pour fixation postérieure à joues du rat pour empêcher la dislocation de la sonde endotrachéale (Figure 1 a).
   2. Utiliser un dispositif de fil guide self-made d’une canule artérielle modifiée comme un support du fil guide et un fil de pointe blunt approprié (Figure 1 b).
   3. Utiliser un bureau intubation adaptée pour un positionnement correct de l’animal. Placer l’animal dans la position en décubitus dorsal avec la tête en position inclinée.
      Remarque : Si aucun bureau d’intubation n’est disponible, il est possible de placer l’animal en décubitus dorsal avec le cou soigneusement tendu sur le bord de la table. Toutefois, cette procédure n’est pas recommandée en raison du risque accru de blessures.
   4. Fixer une suture derrière les incisives sur un côté du rat, puis étirez doucement le cou de l’animal en liant la suture vers le bas de l’autre côté (Figure 1).
   5. Éclairer la zone de pré trachéale collier ventral par un faisceau de lumière concentré. Surtout chez les animaux albinos, veiller à ce que les cordes vocales sont allumés à travers la peau pour permettre une visualisation améliorée et intubation rapide.
      Remarque : Utiliser un laryngoscope animal spécifique pour l’intubation des animaux pigmentés.
   6. Saisir la langue et tirez-le doucement à l’aide de deux doigts.
   7. Utiliser un coton tige traité par la lidocaïne (vaporisateur) pour soigneusement anesthésier la zone laryngée.
   8. Intuber l’animal en insérant le tube endotrachéal entre les plis de la voix et dans la trachée, à l’aide de la prise en charge du dispositif guide fil (Figure 1).
   9. Enlever le fil guide.
   10. Brancher le tube au ventilateur.
   11. Démarrer le ventilateur en utilisant les paramètres appropriés pour l’animal (1 L/min O₂-Flow, Auto Flow = 90/min ; pression inspiratoire : 18 mmHg ; PEEP : 3 mmHg, I / E = 1:2) et cocher pour l’intubation appropriée.
       Remarque : Si l’inflation de l’estomac est remarquée, retirez le tube et réessayez. En outre, comparer l’activité respiratoire au rythme du ventilateur ou placez deux doigts sur la paroi de l’abdomen à droite sur l’estomac pour évaluer l’inflation potentielle de l’estomac.
8. Commencer l’anesthésie isoflurane à 0,5 à 1,0 % v/v et 1 L/min O₂-couler immédiatement après intubation réussie (Figure 2 a).
9. Fixer la sonde endotrachéale par une suture de transbuccal à travers la joue et la boucle d’un ruban adhésif apposé du tube.
10. Administrer les autre anesthésie et analgésie par deux seringues de 1 mL, par exemple, la kétamine (100 mg/kg), i.p. (canule de 23 G) [ou i.m. en distribuant le volume injecté (dose) en injections bilatérales dans le muscle de la cuisse caudal (canule de 30 G)] et piritramide (2 mg/kg) par voie sous-cutanée (s.c.) (canule de 23 G). Noter le volume maximal d’injections i.m. par site d’injection (Figure 2 b).
11. Appliquer la pommade ophtalmique. Couper les cheveux de corps à la région abdominale et les deux cuisses. Désinfecter la peau.
    Remarque : Les deux cuisses intérieures doivent être rasés pour permettre l’utilisation de l’artère fémorale controlatérale pour les mesures de RH et de la carte dans le cas où le cathétérisme de l’artère fémorale n’a pas un seul côté. Rasage à un moment ultérieur peut causer des cheveux contaminer le champ chirurgical.
12. Fixer l’animal en décubitus dorsal sur un coussin chauffant (38 ° C) avec du ruban adhésif (Figure 2).
13. Surveiller la température du corps de l’animal en permanence, par exemple, en utilisant une sonde de température rectale (Figure 2D).
14. Évaluer la profondeur de l’anesthésie par fermeture couvercle réflexe et orteil-pincement-test avant toute intervention ou la chirurgie.

2. mesure des RH et de la carte

1. Inciser la peau de l’intérieur de la cuisse (sélectionnez un côté) au-dessus de l’emplacement présumé de l’artère fémorale en soulevant la peau par forceps tissue et supprimer une zone de peau d’environ 2 cm de longueur par Mayo ciseaux (Figure 3 a).
2. Exposer et carrément disséquer l’artère-veine-nerf complexe qui inclut l’artère fémorale du tissu conjonctif (adventice) en ouvrant à plusieurs reprises une pince hémostatique le long du complexe.
3. Disséquer le complexe d’artère-veine-nerf de tissu environnant le long de ~1–1.5 cm (Figure 3 b).
4. Si nécessaire, enlever la graisse sous-cutanée/périvasculaire pour une meilleure vue et la dissection.
   Remarque : Soyez prudent lorsque la graisse sous-cutanée/périvasculaires de ciseaux cuticules, car blessé des vaisseaux sanguins peut provoquer des saignements. Si le saignement est remarqué, appliquer une pression sur la zone de saignement à l’aide d’une petite gaze ou arrêter le saignement par une pince hémostatique.
5. Séparer l’artère fémorale de la veine fémorale et le nerf avec deux haute précision 45° angle large point pinces (considèrent que la veine fémorale est la structure plus médiale et l’artère fémorale se trouve plus latéral) (Figure 3-F).
6. Placer une ligature sur l’artère fémorale distale que possible et utiliser une pince courbée sur la suture à appliquer une traction longitudinale douce à l’artère fémorale.
7. Placer une seconde suture pré nouée (mais pas fermé noeud) sur l’artère fémorale proximale aussi comme possible (Figure 3).
8. Préparer un cathéter adapté (PE-50 pour l’artère fémorale de rat) avec une pointe de coupure inclinée (~ 45°) rincée avec une solution héparinée sérum physiologique stérile (5 mL seringue et 23 G émoussé canule). Assurer qu'aucune bulle d’air n’est à l’intérieur du cathéter car ils entravent la pression artérielle et la lecture HR (Figure 3 H).
9. Comprimer l’artère fémorale à l’extrémité proximale de la section exposée à l’aide d’une pince micro temporairement stopper l’afflux de sang artériel (Figure 3I).
10. Perforer la paroi artérielle à un endroit distale de la section découpé à l’aide d’une canule courbée (23 G) tout en mettant une spatule métallique micro prise en charge sous l’artère fémorale (Figure 3J).
11. Soigneusement section de l’artère fémorale à travers la perforation avec la pointe inclinée du cathéter vers le haut. Avance le cathéter jusqu'à ce que la pince micro est approchée (Figure 3 K).
    Remarque : En cas d’échec cathétérisme de l’artère fémorale au premier essai, une deuxième tentative plus proximale peut être effectuée (commencent à étape 2.8). Si surviendrait la rupture de l’artère ou une hémorragie sévère, ligaturer ou bloquer l’artère aussi près que possible de prévenir la perte de sang. Si le saignement est minime, essayez catheterizing de l’artère fémorale controlatérale (commencent à l’étape 2.1).
12. Ouvrez la pince micro et vérifiez le débit sanguin artériel pulsatile dans le cathéter (Figure 3 L).
13. Enrayer l’afflux de sang dans le cathéter en bloquant la sortie du cathéter.
14. Fixer le cathéter dans son emplacement intraluminal en fermant la ligature proximale disposée autour de l’artère fémorale et le cathéter introduit (Figure 3 M).
15. Rincer et aspirer le cathéter dans l’artère fémorale pour évaluer un placement correct intravasculaire à plusieurs reprises. Des pulsations artérielles dans la colonne de sang aspiré doivent être facilement visible.
16. Fixer la position de la sonde le long du vaisseau à l’aide de l’extrémité de la ligature distale pour éviter la dislocation et garantir une position longitudinale du cathéter (Figure 3N).
17. En outre, le cathéter à proximité de l’animal sur la table d’opération chirurgicale à sécuriser et à empêcher le déplacement accidentel du ruban.
18. Raccorder le cathéter rempli de solution saline physiologique vers le transducteur de pression tout en évitant la formation de bulles d’air.
19. Démarrer l’enregistrement de la RH et la carte à l’aide de l’interface numérique (Figure 3O).
20. Couvrir la surface exposée à l’intérieur de la cuisse avec une compresse de gaze humide petit (Figure 3 P).
21. Calculer l’indice hyperdynamique (HD) : HD = carte/HR.
    NOTE : PHT avancé, l’indice HD est surélevée par rapport à des animaux non-portail hypertensifs. Cependant, une augmentation de l’indice HD pendant une intervention chirurgicale peut indiquer aussi saignement, hypovolémie ou douleur. Si les valeurs de carte enregistrées sont très faibles mais le signal est bon et flux pulsatile est détecté dans le cathéter, vérifier le niveau de l’anesthésie et potentiellement réduire le niveau de l’anesthésie. N’arrêtez pas complètement anesthésie isoflurane, car cela peut conduire à la profondeur de l’anesthésie insuffisante selon le bien-être des animaux et des bonnes pratiques scientifiques.

3. une artère mésentérique du débit sanguin (SMABF)

1. Effectuer une laparotomie médiane (Figure 4 a-C)
   1. Soulevez la couche de peau à l’aide de forceps tissue 5 à 6 cm au-dessous de la xiphoïde et enlever une fine bande de peau à l’aide d’une Mayo ciseaux au-dessus de la linea alba jusqu'à la xiphoïde est atteint.
   2. Au milieu l’incision cutanée, soulevez la couche musculaire par forceps de tissu le long de la linea alba à créer une distance entre la paroi abdominale et les organes splanchniques.
   3. Ouvrir la cavité péritonéale par incision de la paroi abdominale avec un scalpel à la linea alba. Étendre l’ouverture tout en soulevant la paroi abdominale par forceps tissue avec un ciseaux de Metzenbaum le long de la linea alba sur la même distance que la couche de la peau.
2. Soigneusement creuser l’intestin à l’aide des cotons-tiges mouillés en commençant par le coecum et placez-la sur une compresse de gaze grand trempée dans une solution de sérum physiologique stérile à côté de l’incision (Figure 4-F).
3. Envelopper l’intestin dans la compresse de gaze et assurez-vous qu’il est imbibé de solution de sérum physiologique stérile (Figure 4).
4. Localiser et exposer l’artère mésentérique supérieure.
5. Disséquer l’artère mésentérique supérieure avec deux émoussé self-made « Schwabl »-crochets : soulever l’artère avec le premier crochet et essayez de placer l’autre tunnel du même tissu. Exposer l’artère mésentérique supérieure, le long d’une distance de 5 mm afin d’assurer à que la sonde de débit (1 mm) peut être placée autour d’elle (Figure 4 H-K).
   Remarque : Si vous préférez, une pince précision 45° angle large point peut servir à soulever l’artère ainsi. « Schwabl »-crochets sont préparés à partir des canules de 30 G avec pointes carrément cassés plié à une forme de crochet. Si les artères collatérales sont étendues, le « Schwabl »-crochets peuvent être plus sûrs que des saignées de collatéraux tandis que la dissection de l’artère mésentérique supérieure peut être évité. Si le saignement se produit pendant la préparation de l’artère mésentérique supérieure, placez une compresse de gaze petit sur le site d’un saignement pendant 1 à 2 min avec une pression modérée. Petit saignement s’arrête habituellement rapidement ; toujours garder à l’esprit pour humidifier le tissu périodiquement (étape 1.12). Si l’artère mésentérique supérieure elle-même est bafouée, les évaluations hémodynamiques doivent se terminer.
6. Appliquer le gel d’échographie au capteur de la sonde de débit à ultrasons et l’attacher à l’artère mésentérique splanchnique. Aligner sur la voie naturelle de l’artère mésentérique supérieure (Figure 4,L.-m.).
7. Fermer la sonde de débit (1 mm) et si nécessaire doucement appliquer gel ultrasonique supplémentaires sur la sonde Doppler afin d’améliorer la qualité du signal. Le faire à l’aide d’une seringue (20 mL), remplie de gel ultrasonique et une canule à bout émoussé (18 G) (Figure 4N-O).
   NOTE : Si la sonde de débit n’est pas bien alignée le long du parcours naturel du navire, tension peut causer la constriction vasculaire et donc, écoulement turbulent, ce qui réduit la précision de la mesure de débit. Essayez de ré-aligner l’orientation de la sonde de flux le long de la voie naturelle du navire et suffisamment fixer ensuite la sonde de débit dans une position appropriée.
8. Mesurer la SMABF et d’évaluer la conformité du signal de débit pulsatile vers les pics de pression systoliques de l’enregistrement de l’artère fémorale.
   Remarque : Si les valeurs enregistrées de la carte sont très faibles, mais le signal est bon et flux pulsatile est détecté dans le cathéter, contrôlent le niveau de l’anesthésie et potentiellement réduire le niveau de l’anesthésie. N’arrêtez pas complètement anesthésie isoflurane, car cela peut conduire à une profondeur insuffisante de l’anesthésie selon le bien-être des animaux et des bonnes pratiques scientifiques.
9. Trouver une position stable de la sonde de débit (1 mm) et fixer le câble de la sonde de débit. Démarrer l’enregistrement de la SMABF sans plus de manipulation de la sonde de débit (1 mm) (Figure 4 P).

4. PVBF

1. Localiser et exposer la veine porte sur la face dorsale du mésentère qui se trouve à proximité du hile hépatique (Figure 5 a).
2. Disséquer doucement la veine des tissus environnants à l’aide d’une pince haute précision 45° angle large point : isoler la veine en le poussant doucement et de manière répétée la pince dans la veine porte pour créer un tunnel tissulaire (Figure 5 b).
   Remarque : Si un saignement se produit dans les tissus périportale pendant la préparation de la veine porte, appliquez une légère pression sur le site d’un saignement pendant 1 à 2 min à l’aide d’un coton tige ; souvent, cela s’arrête le saignement.
3. Agrandir le tunnel en ouvrant la pince haute précision 45° angle large point lentement et exposer la veine porte, le long d’une distance de 5 à 6 mm pour permettre le placement de la sonde de débit périvasculaires (2 mm) (Figure 5, D).
4. Appliquer le gel d’échographie au capteur de la sonde de débit à ultrasons et l’attacher à la veine porte, alignée avec sa voie naturelle (Figure 5E).
5. Fermer la sonde de débit (2 mm) et appliquer le gel d’échographie supplémentaire si nécessaire, comme décrit précédemment (étape 3,7) (Figure 5F).
6. Veillez à ce que la sonde de débit est placée de manière non-constrictive autour de la veine porte (Figure 5).
   NOTE : Si la sonde de débit n’est pas bien alignée le long du parcours naturel du navire, tension peut causer la constriction vasculaire et donc, écoulement turbulent, ce qui réduit la précision de la mesure de débit. Essayez de ré-aligner l’orientation de la sonde de flux le long de la voie naturelle du navire et suffisamment fixer ensuite la sonde de débit dans une position appropriée.
7. Trouver une position stable de la sonde de débit (2 mm) et fixer le câble de la sonde de débit. Ensuite, commencez à enregistrer le PVBF (Figure 5 H).
   Remarque : Si les valeurs enregistrées de la carte sont très faibles, mais le signal est bon et flux pulsatile est détecté dans le cathéter, contrôlent le niveau de l’anesthésie et potentiellement réduire le niveau de l’anesthésie. N’arrêtez pas complètement anesthésie isoflurane, car cela peut conduire à une profondeur insuffisante de l’anesthésie selon le bien-être des animaux et des bonnes pratiques scientifiques.

5. PP

1. Préparer un cathéter (PE-50 pour les veines mésentériques de rat) avec une oblique (45° environ) pointe de coupure qui est rincé avec une solution de sérum physiologique stérile (seringue de 5 mL et canule émoussée de 23 G). Veillez à ce qu’aucune bulle d’air n’est à l’intérieur de la sonde comme ils obstruent l’affichage de la PP (Figure 6 a).
2. Gérer l’intestin avec des gants mouillés et lieu qu'il dispersé à travers les doigts (Figure 6 b).
3. Optimiser la vue du lit vasculaire mésentérique à proximité de l’intestin grêle (Figure 6).
4. Identifier les vaisseaux veineux mésentériques principales, menant à la veine porte (veine ileocolica - superior-vena mesenterica - vena portae).
5. Trouver une jonction convenable de la veine ileocolonic qui est accessible au cathétérisme.
6. Tout d’abord coller le cathéter dans le tissu mésentérique par perforation du péritoine viscéral du mésentère près de la jonction vasculaire choisie au cathétérisme.
7. Avancer avec précaution la pointe inclinée du cathéter plus près à une bifurcation de la veine iléo jusqu'à ce qu’une légère impression de la jonction du navire est considérée (Figure 6).
8. Enfin, section le système veineux de la route joignant de navire par perforation de la paroi vasculaire à l’angle de croisement des bateaux. (Figure 6E).
   Remarque : Si le saignement se produit dans le cathétérisme de la veine iléo, en utilisant une presse de pouce avec une compresse de gaze petit à la zone de saignement. Cette pression doit être maintenue pendant 1 à 2 min à stopper l’hémorragie. Ensuite, essayez d’insérer le cathéter à une branche plus proximale de la veine iléo.
9. Avancez la sonde soigneusement plus loin sur la route principal vaisseau veineux de la veine porte sans perforation de la veine (Figure 6F).
   Remarque : Maintenez le cathéter à une distance suffisante pour la sonde de débit placée autour de la principale branche de la veine porte pour éviter les artefacts dans le signal de débit et d’empêcher la perforation de la veine porte.
10. Raccorder le cathéter rempli de solution saline physiologique vers le transducteur de pression tout en évitant la formation de bulles d’air.
11. Démarrer l’enregistrement de la PP.
12. Enregistrer tous les paramètres hémodynamiques simultanément dans des conditions stables pendant plusieurs minutes (Figure 6, H). Éventuellement, la voie veineuse portale peut être fixé à l’aide de colle tissulaire et l’intestin peut être re-localisé dans la cavité abdominale.
    Remarque : Si les valeurs enregistrées de la carte sont très faibles, mais le signal est bon et flux pulsatile est détecté dans le cathéter, contrôlent le niveau de l’anesthésie et potentiellement réduire le niveau de l’anesthésie. N’arrêtez pas complètement anesthésie isoflurane, car cela peut conduire à une profondeur insuffisante de l’anesthésie selon le bien-être des animaux et des bonnes pratiques scientifiques.

6. IHVR

1. Après avoir sacrifié l’animal, mesurer le poids du foie. Calculer le IHVR : IHVR = PVBF/PP. normaliser cette valeur PVBF au poids du foie.

Selon le modèle animal et la gravité des maladies du foie, le degré de PHT et la gravité du syndrome portale sont différent (Figure 7).

Le modèle de la BDL provoque une cirrhose biliaire à cause de la cholestase. En conséquence, la PP augmente avec le temps et un hyperdynamique circulation se développe, comme en témoigne l’augmentation des ressources humaines et de la diminution de la carte. Chez les cirrhotiques, SMABF, PVBF et IHVR également aujourd'hui augmentent pour les altérations hépatiques et hémodynamiques (Figure 7 a–F).

En revanche, PPVL causes prehepatic, non cirrhotique PHT, qui se caractérise par une augmentation immédiate de PP et les changements correspondants dans l’hémodynamique systémique (Figure 7-j’ai). Cependant, au cours de l’évolution temporelle portosystemic collatéraux développer qui peut abaisser PP.

Les valeurs hémodynamiques des animaux opérés restent à des niveaux physiologiques et ne changent pas significativement au fil du temps. La pression portale chez les animaux sains de SO est au maximum 5 à 6 mmHg (Figure 7J-L).

Figure 1 : intubation self-made devices : (A) tube endotrachéal. (B) Guide fil Bureau d’Intubation périphérique (C). (D) Tube fixé au dispositif de fil de guidage. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

Figure 2 : préparation pré-chirurgicale : (A) l’Intubation de l’animal. (B) intramusculaire et sous-cutanée pour l’anesthésie. (C) la Fixation d’animaux sur tapis chauffant. (D) mise en place et fixation de la sonde de température rectale. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

Figure 3 : fréquence cardiaque (FC) et la pression artérielle moyenne (PAM) : (A) incision de la peau. (B) préparation de la fémorale vasculaire et des structures nerveuses. (C–F) Dissection de l’artère fémorale. (G) suture distale et fixation - proximale pré nouent suture proximale. (H) préparation du cathéter fémoral. (I) mise en place de la pince micro vasculaire. (J) Perforation de l’artère fémorale avec une aiguille courbe. (K) cathétérisme de l’artère fémorale. (L) ouverture de la pince micro pour évaluation d’impulsion. (M) fixation proximale du cathéter. (N) fixation distale du cathéter. (O) du plan de mesures et de h (P) couvrant le champ chirurgical avec de la gaze petit trempé compressent. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

Figure 4 : écoulement de sang artériel mésentérique supérieure (SMABF) : A–(C) Laparotomie médiane. (D) Excavation du coecum. (E–F) Excavation de l’intestin. (G) enveloppe des intestins en compresse de gaze imbibée. (H–K) Préparation de l’artère mésentérique splanchnique avec crochets canule émoussée. (L, M) Fixation de la sonde de débit. (N) Application des ultrasons gel sur le capteur de sonde de débit. (O) pose « non contraignants » correcte de la de la sonde de débit. (P) mesure de la SMABF. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

Figure 5 : débit sanguin veineux (PVBF) : (A) optimisé dorsale Découvre sur la veine porte (B) la Dissection de la veine porte du tissu adipeux mésentérique. (C) création d’un tunnel de tissu pour la sonde de débit de la veine porte. (D, E) Fixation de la sonde de débit de la veine porte. (F) Application des ultrasons gel sur le capteur de sonde de débit. (G) « non contraignants » mise en place correcte de la sonde de débit. (H) mesure de la PVBF. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

Figure 6 : pression portale (PP) : (A) préparation du cathéter. (B) préparation des intestins. (C) optimisé Découvre sur le principal système vasculaire veineux mésentérique. (D) Perforation du péritoine viscéral et avancement de la branche vasculaire plus proche adapté du cathéter. (E) cathétérisme de la veine iléo à l’angle de la jonction entre la branche principale et une branche latérale. (F) promotion de l’extrémité du cathéter dans la veine plus près à hile du foie. (G, H) Mesure des PP. s’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

Figure 7 : résultats représentant : Évolution temporelle de la (A) PP, carte (B) et (C) RH chez les rats de la BDL. En conséquence, on observe des changements dans la SMABF (D), PVBF (E) et (F) IHVR. Dans le PPVL, les modifications hémodynamiques de PP (G), carte (H) etj’aiRH sont plus prononcées dans les premiers jours après la chirurgie. En bonne santé opérés (SO) animaux, PP (J), (K) plan et HR (L) restent dans des limites physiologiques et ne changent pas au fil du temps. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

PP est le paramètre principal résultat pour l’évaluation du syndrome portale et reflète la gravité de la cirrhose sous-jacente. Les dépôts de matrice (c'est-à-dire, fibrose) et vasoconstriction sinusoïdale (due à a augmenté l’expression hépatique de vasoconstricteurs et diminution de réactivité aux vasodilatateurs) causent IHVR accrue. L’importance du PP et son impact sur la maladie chronique du foie a été démontré dans plusieurs précliniques^11,12,13,14 et études cliniques^{15,16, 17 , 18}. par conséquent, chez les patients cirrhotiques, PP est un paramètre de résultat dur, et sa réduction est recommandée par les directives de traitement^19,20 et un but de la recherche principale de courante hepatology. Modèles animaux complets sont nécessaires pour caractériser et traduire les options de traitement innovateur de^{21 16,}de PHT²². Ce protocole présente la méthodologie nécessaire pour une caractérisation détaillée de hémodynamique, y compris l’évaluation de la pression portale, la circulation hyperdynamique, la vasodilatation splanchnique et la résistance intrahépatique. Pour réaliser un représentant et un ensemble de données hémodynamique plein de modèles de rongeurs, expérience et formation de l’opérateur d’exécution est d’une importance capitale.

Prévention et contrôle des hémorragies graves sont des compétences clés en particulier. Des préparations émoussées et précises des sections vasculaires d’intérêt est essentiel afin d’éviter les échecs de canulation et hémorragies graves. Perte de sang importante a une incidence sur l’hémodynamique et s’oppose à des mesures précises de PP ou peut-être même entraîner la mort de l’animal de laboratoire. Document des saignées qui ont eu lieu lors de la mesure dans les protocoles et caractérisent la gravité et l’emplacement de l’hémorragie.

À noter, utilisant des sondes de débit périvasculaires échographie pour évaluer le débit sanguin génère qu’une approximation et risque d’être soumis à la lecture des erreurs, en raison de la taille des différents bateaux et l’alignement de la sonde incorrecte. Une autre technique pour mesurer le débit sanguin et en particulier les distribution de flux sanguin (notamment le calcul de portosystemic shunt) est la technique de microsphères colorées²³. Cependant, organes entiers doivent être récoltées, dissous et analysés, et ceci omet la possibilité d’effectuer des histologique ou analyse de l’expression. Par conséquent, la technique de l’échographie souscrit les principes des « Trois r » dans la recherche sur les animaux (réduire, affiner et remplacer) par Russell et Burch²⁴. En outre, des sondes de débit ne conviennent pas surveiller le débit sanguin splanchnique en temps réel et parallèle aux autres paramètres hémodynamiques, tandis que la technique des microsphères colorées exige intégrant l’orgue (sanguin mésentérique) débit au fil du temps. En outre, microsphères, qui habituellement ont un diamètre de 15 µm, exiger une distribution normale des micro-bateaux avec un diamètre < 15 µm dans les organes respectifs pour éviter d’être piégés et immobile, de couleur qui peut être pas le cas dans le foie cirrhotique.

La principale limitation de cette méthode est la nécessité d’un état d’inconscience et de l’anesthésie au cours de l’hémodynamique caractérisation du syndrome PHT chez les animaux. La plus courante et répandue injection anesthésie kétamine/xylazine nécessite souvent redosing après 30-45 min pour obtenir une profondeur nécessaire d’anesthésie^25,26; Cela ajoute la pression du temps surtout si un dépannage est nécessaire. En utilisant l’anesthésie par inhalation comporte beaucoup d’avantages, mais un équipement spécial est requis, et anesthésiques liés à volatiles de sécurité Règlement doivent être respectées. La profondeur de l’anesthésie peut être adaptée rapidement sans interférer avec les procédures de chirurgie en ajustant la concentration de l’anesthésie. Le tube endotrachéal sécurise airways surtout après que activation du Salut par la kétamine et la ventilation assure l’oxygénation et ventilation de l’animal pour réduire le risque de la mort induite par l’anesthésie²⁷suffisantes. Alors que la kétamine/xylazine est encore largement anesthésie isoflurane utilisé, faible dose ne cause aucune variation significative des paramètres hémodynamiques ou cardiovasculaires rats^28,29.

Règlements et expérience locale fournissent des moyens recommandations et meilleures pratiques de l’anesthésie et les chercheurs doivent continuellement reconsidérer le type d’anesthésie utilisé pour effectuer ces évaluations hémodynamiques³⁰. Expériences futures pourraient utiliser télémétrie avec transducteurs de pression sans fil implanté qui surmontera l’anesthésie liés aux généraux de limites actuelles et permettre la caractérisation hémodynamique des animaux conscients.

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Nous remercions les vétérinaires, les infirmières et les animaux gardiens dans le centre de la recherche biomédicale, pour leur soutien continu au cours de nos projets de recherche. Les auteurs reconnaissent l’apport important de tous les relecteurs du présent protocole. Certains aspects de la recherche a été financée par le « Young Science Award » de la société autrichienne de gastroentérologie et Hépatologie (ÖGGH) au PS et le prix « Skoda » de l’autrichien Society of Internal Medicine, TR.