Agradecemos a Ivan Laermans, a Rosita Kinart, a Ann Lissens (Centro de Tecnologías Quirúrgicas, KU Leuven, Leuven, Bélgica). Jo Verbinnen y Kristof Reyniers (Instituto Vesalius de Anatomía, Facultad de Medicina, KU Leuven, Leuven, Bélgica) proporcionaron apoyo técnico durante el experimento. Damos las gracias a Leen Mortier por la ayuda con los datos y la gestión de manuscritos. Agradecemos a FEG Textiltechniken la fabricación de prototipos de mallas, su esterilización y su donación incondicional para la investigación.

La aprobación ética de este experimento se obtuvo del Comité de Ética en Experimentación Animal de la KU Leuven (P065 / 2013). Los animales fueron tratados de acuerdo con las directrices nacionales vigentes sobre bienestar animal. 1. El material y el animal experimental <ol><li> Preparación de la cirugía <ol><li> En el quirófano, cubra una mesa con un paño estéril y prepare un trócar curvo estéril ( Figura 1 , panel A), instrumentos quirúrgicos estériles, suturas y gasa estéril. Realice todo el procedimiento quirúrgico en condiciones estériles si el experimento incluye un seguimiento. Coloque todos los instrumentos sobre la mesa para estar listos para su uso durante la cirugía. </li><li> Retire un implante rectangular estéril y / o un implante con los brazos de anclaje del paquete estéril y colóquelos sobre la mesa cubierta con un paño estéril ( Figura 1B , C y D ). </li></ol></li></ol> Figura 1: Trocares e implantes. ( A ) Dibujo esquemático del trocar. ( B ) Implante de fluoruro de polivinilideno en forma de H (PVDF), con un detalle de la parte central (panel C ). Su forma se inspiró en las mallas de cuatro brazos actualmente disponibles para la reparación del prolapso transvaginal. El cuerpo rectangular (30 x 40 mm 2 ) se extiende lateralmente por cuatro brazos extendidos (150 x 10 mm 2 ). Las dimensiones de los brazos están diseñados para ser lo suficientemente largo para perforar las estructuras de suspensión pertinentes, sobre la base de estudios anatómicos anteriores [ 17] . ( D ) El implante rectangular (30 x 40 mm 2 ). Ambos implantes estaban hechos de fluoruro de polivinilideno; Las características y propiedades del textil se encuentran en la Tabla 1 . <ol start="2"><li> Experimental animal (EwE, 45-60 kg) <ol><li> Administrar la premedicación de 1 ml de sulfato de atropina 15 mg / ml y 1 ml / 50 kg de xilazina HCl intramuscularmente (im) 30 min antes del procedimiento quirúrgico. </li><li> Después de 30 min, asegúrese de que la premedicación ha hecho las ovejas letárgicas y con sueño. </li><li> Insertar un catéter intravenoso en la vena yugular y administrar 0,075 ml / kg de ketamina 100 mg / ml de HCl. Confirme la anestesia profunda observando la falta de reacción a los estímulos dolorosos. </li><li> Mueva el animal sobre la mesa quirúrgica y asegure sus vías respiratorias por intubación. Mantener la anestesia con 2,5% de isoflurano en 5 l / min de oxígeno. </li><li> Mantenga la línea intravenosa insertada en la vena yugular y suministre 500 mL de solución salina a un caudal de 150 mL / h. </li><li> Administrar antibióticos profilácticos im (clavulanato de amoxicilina, 7 mg / kg) y analgésicos posoperatorios (buprenorfin y clorocresol, 1 mL) o el equivalente según los protocolos locales. </li><li> Coloque el animal enEn el extremo de la mesa quirúrgica y asegurar sus extremidades, con las caderas en hiper-flexión, utilizando cuerdas ( Figura 2 , panel A). </li><li> Vacíe manualmente la vejiga y el recto empujándolos transvaginalmente. </li><li> Afeitar el perineo, la parte medial del muslo, y los pliegues de la cola y desinfectar con yoduro de polividona 7,5% ( Figura 2 , panel B y C). </li></ol></li></ol><img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/55706/55706fig2.jpg" /> Figura 2: Cirugía de animales. ( A ) Oveja colocada en posición supina, con las caderas hiper-flexionadas asegurando los miembros inferiores. ( B ) Los puntos de entrada externos para la inserción del trocar se encuentran en el lado ventral (flecha vacía) y dorsalmente en los pliegues laterales de la cola (flecha completa). ( C ) Posición de los puntos de inserción ventral; La línea discontinua en el medio representaEl plano midsagittal del animal. ( D ) Tabique rectovaginal disecado. ( E ) Inserción del trocar ventral a través de los músculos del lado medial del muslo, el agujero del obturador y el espacio paravaginal. La trayectoria del trocar perforante se controla con el dedo. ( F y G ) Una vez que el trocar está en su lugar, la eslinga de alambre (flecha abierta) se avanza y se carga con el brazo de la malla vaginal. ( H ) Posición final de los brazos ventral (flechas completas) y dorsal (flecha vacía). ( I ) La parte central se coloca libre de tensión entre la pared vaginal y la adventicia rectal. <ol start="10" style="margin-left: 40px;"><li> Preparar al personal para una cirugía en condiciones estériles. Póngase una gorra quirúrgica y máscara de la boca, se lava las manos para la cirugía y se pone un vestido quirúrgico y guantes estériles. </li><li> Cubrir el animal con un paño estéril y hacer una abertura por encima de los genitaleshiato. </li></ol> 2. Procedimiento quirúrgico <ol><li> Preparación del tabique rectovaginal <ol><li> Sujete la pared vaginal dorsal 3 cm craneal al anillo himenial usando una pinza Allis. </li><li> Tome una jeringa cargada con 10 ml de solución salina y equipado con una aguja de 22 G. Inserte a través del epitelio vaginal (aproximadamente 3 - 4 mm de profundidad) y en la línea media del septo rectovaginal, 1,5 cm craneal al anillo himenial. </li><li> Realizar &quot;aqua-disección&quot; mediante la inyección de solución salina en el tabique rectovaginal [ 11] . </li><li> Haga una incisión media de 3 cm de longitud sobre el epitelio vaginal, comenzando caudal al fórceps Allis (paso 2.1.1) y terminando en el anillo himenial usando un escalpelo. Introduzca el espacio recto-vaginal a través de esta incisión. </li><li> Coloque el retractor auto-retenedor (vea la Tabla de Materiales ) sobre el perineo y coloque cuatro ganchos afilados en la incisión vaginal para mantenerlo abierto. </Li <li> Con el dedo, disecar sin rodeos la fascia recto-vaginal de la pared vaginal lateralmente hacia las paredes laterales pélvicas y cranealmente hasta el aspecto caudal del callejón sin salida. Crear un espacio adecuado para la parte central de 30 x 40 mm 2 de la malla ( Figura 2 , panel D). </li><li> Realizar la hemostasia con fórceps hemostáticos o una ligadura hemostática entrecruzada siempre que sea necesario. NOTA: Los sangradores pequeños se pueden sujetar con la pinza hemostática. Esto aplasta el recipiente e inicia la cascada natural de la coagulación. Para un sangrado más fuerte, agarre el vaso sangrante con fórceps y coloque una ligadura entrecruzada, asegurándola con un nudo cuadrado. En este punto, se puede insertar el implante rectangular (paso 2.2) o continuar con la disección para insertar el implante con brazos de anclaje (paso 2.3). </li></ol></li><li> Inserción de malla plana <ol><li> Inserte el retractor vaginal en la incisión vaginal para permitir una mejorLa parte craneal de la zona diseccionada. </li><li> Suture la esquina craneal izquierda y derecha del implante con una simple sutura de polipropileno 3/0 interrumpida en los lados izquierdo y derecho del aspecto más craneal del espacio recto-vaginal disecado. Cortar el material de sutura residual. Mantenga la sutura lejos del lumen vaginal ( es decir, no penetre la pared vaginal). NOTA: El implante siempre se sutura al tejido conectivo que comprende el septo recto-vaginal. La pared vaginal no se penetra si el material de sutura no puede ser visto en la vagina. </li><li> Añadir una sutura interrumpida simple adicional a mitad de camino a lo largo del aspecto craneal del implante. </li><li> Suturar los bordes laterales del implante a medio camino sobre el tejido conectivo circundante con un simple polipropileno 3/0 interrumpido. Mantenga el implante lo más plano posible y sin tensiones. </li><li> Suture las esquinas caudales izquierda y derecha con simples suturas de polipropileno 3/0 interrumpidas a la izquierda y derechaLados del aspecto más caudal del espacio rectovaginal. </li><li> Añadir una sutura interrumpida simple adicional a mitad de camino a lo largo del aspecto caudal del implante. </li><li> Cierre las incisiones vaginales con una sutura de poliglactina 3/0. </li></ol></li><li> Inserción y anclaje del implante con brazos (técnica guiada por trocar). <ol><li> Continuar la disección del espacio recto-vaginal creado en el paso 2.1 cráneo-ventral para alcanzar la parte medial del agujero obturador, que puede ser fácilmente palpada. </li><li> Diseccionar el espacio caudo-lateralmente para alcanzar el aspecto caudal del ligamento sacrotuberoso y el músculo coccígeo localizado caudalmente. </li><li> Con un no. 24, haga cuatro incisiones de 1 cm de ancho en el lado vulvar, cortando la piel y la fascia muscular superficial ( Figura 2 , panel B y C). </li><li> Hacer dos incisiones &quot;ventrales&quot; en la cara medial del muslo, aproximadamente 4 cm craneal desde el borde caudalF el arco ciático ( es decir , el borde inferior de la sínfisis) ya 3 cm lateral de la línea media ( Figura 2 , panel C). </li><li> Hacer dos incisiones &quot;dorsales&quot; a nivel de la inserción de los pliegues de la cola, 2 cm medial al tubérculo isquiadicum, que puede ser fácilmente palpado ( Figura 2 , panel B). </li><li> Coloque un trocarte curvo a través de una de las incisiones ventrales ( Figura 2 , panel E). </li><li> Pase el trocar por el músculo aductor magno, el obturador externo y la parte medial del agujero obturador. </li><li> Controle la progresión del trocar con un dedo insertado a través de la incisión vaginal. Guíe su punta hacia el arco tendinoso del músculo elevador ani ( Figura 2 , panel E). </li><li> Exponer el hilo guía en la incisión de la pared vaginal y cargarlo con el correspondiente brazo de malla craneal ipsilateral ( Figura 2 , panel F). </li><li> Tire del trocar cargado con el mEsh brazo a través de las estructuras anteriores. Mantenga el brazo libre de tensión. </li><li> Repita el proceso con el segundo brazo craneal a través de la incisión ventral en el otro lado del animal. </li><li> A través de una de las incisiones dorsales, pasar el trocar a través del músculo coccígeo, justo distal al ligamento sacrotuberoso ( Figura 2 , panel G). </li><li> Exponga el hilo guía a través de la incisión vaginal, agarre el brazo dorsal de la malla y extráigalo. Mantenga el brazo libre de tensión y repita en el otro lado. </li><li> Ajuste la posición de la malla aplastándola y aplicando tensión a los brazos, pero mantenga la malla libre de tensión ( Figura 2, panel I, Figura 3 ). </li><li> Fijar el cuerpo de la malla con una simple sutura de polipropileno 3/0 interrumpida en el centro de su borde caudal, asegurándola al tejido conectivo circundante. </li><li> Cortar los brazos a nivel de la piel y cerrar todas las incisiones cutáneas con un simple poligonal 3/0 interrumpidoSuturas de ecaprona ( Figura 2 , panel H). </li><li> Cierre la incisión vaginal con una sutura de poliglecaprona 3/0 en marcha. </li></ol></li></ol><img alt="figura 3" src="/files/ftp_upload/55706/55706fig3.jpg" /> Figura 3: Ilustración esquemática de la pelvis ovina, con los brazos craneales pasando a través del foramen obturador y los brazos caudales pasando a través de los pliegues de la cola. El ligamento sacrotuberous ancho está en azul. El panel más pequeño ilustra la posición de los brazos sobre un animal en posición reclinada, justo antes de acortar la cantidad excesiva de material. El panel principal muestra lo mismo, pero con la piel y los músculos eliminados.

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Este programa de investigación sobre el modelo ovino fue apoyado por una subvención incondicional de Medri y Blasingame, Burch, Garrard y Ashley (Atlanta GA, EE.UU.). Los acuerdos se llevan a cabo a través de la oficina de transferencia de Leuven Research and Development. Los patrocinadores no interfirieron con la planificación, ejecución o notificación de este experimento, ni tampoco son los dueños de los resultados. NS y LH son receptores de una subvención de la CE en el marco del 7PM (proyecto Bip-Upy; NMP3-LA-2012-310389). AF fue apoyado por una subvención de la CE en el programa de asociación industria-académico (251356).

En este trabajo se describe un procedimiento experimental en ovinos, destinado a imitar la disección vaginal y la inserción de malla transvaginal de un implante con o sin anclaje de brazos. Los pasos e instrumentos posteriores fueron inspirados por procedimientos quirúrgicos realizados para el POP y la incontinencia urinaria de esfuerzo 15 , 16 , 19 , 20 . Después de las disecciones anatómicas iniciales, todavía existían algunos problemas durante la inserción experimental de malla. En el primer animal, se encontró una perforación en la cavidad peritoneal a nivel de la calle sin salida. Esto se ha descrito anteriormente clínicamente en las mujeres [ 21] . En procedimientos posteriores, esto se evitó guiando la punta del trocar más lateralmente ( es decir, más cerca de la pared lateral pélvica). En ovejas posteriores, no se observaron otras complicaciones. Las estructuras anatómicas más temidasEl nervio obturador y la arteria. En humanos, la distancia entre el trocar / implante y el conducto obturador es de 1,9-3,0 cm 22 . La alta variabilidad de la posición del trócar / implante en las mujeres se explicó previamente por el posicionamiento exacto de las piernas o la trayectoria de la aguja. Por lo tanto, las extremidades posteriores de las ovejas se aseguraron en hiper-flexión en las caderas para permitir un mayor acceso a la vagina. En esta posición el músculo gracilis se mueve cranealmente. Como consecuencia, el trócar pasó a través del músculo aductor magno, que es indiviso, pero bien desarrollado en las ovejas [ 23] . Un paso más craneal del trocar es posible pero puede dañar estructuras en el conducto obturador. De manera similar a lo que se describe clínicamente, los brazos fijaron el implante a determinadas localizaciones anatómicas, correspondientes a los apegos naturales del tabique rectovaginal en ovejas 23 . El implante está plano, al parecer apoyando el pPared vaginal osterior sin extenderse lateralmente. En consecuencia, no tenía tendencia a doblarse. Puede ser posible usar implantes más grandes. Sin embargo, como se demostró antes en las ovejas, los implantes más grandes se asocian con una retracción de hasta el 50% y más complicaciones locales relacionadas con el injerto 9 . La investigación previa de nuevos implantes en varios modelos animales incluyó a las ovejas como modelo para la cirugía vaginal. Un objetivo de este trabajo fue fijar los implantes de manera similar a la clínica ( es decir, transfiriendo los brazos de la malla a estructuras anatómicas en la pelvis). Este procedimiento no se describió anteriormente en un modelo de oveja. Esta cirugía sigue una estrategia similar a la que se utilizó para introducir nuevas cirugías asistida por agujas y trócares en la práctica clínica 15 . Sin embargo, estos hallazgos parecen ser menos relevantes que hace unos años, ya que el uso de implantes vaginales y, por tanto, los procedimientos guiados por trocarEstán cayendo rápidamente debido a las advertencias sanitarias consecutivas por la FDA y SCENIHR 24 , 25 . Aunque aquí se describe la técnica, el número de animales en este experimento fue muy limitado, por lo que el nivel completo de variabilidad anatómica puede no estar representado aquí. Otra limitación es que esta técnica describe un procedimiento de compartimento posterior, que puede ser menos practicado. Existen algunos informes sobre la cirugía en el compartimento anterior en ovejas 13 , pero se usaron implantes más pequeños y las complicaciones fueron más frecuentes. Aunque estos hallazgos pueden ser suficientes para planificar nuevos experimentos, la viabilidad de la colocación de la malla vaginal anterior también puede haber sido informativa. En conclusión, se trata de una descripción de una técnica quirúrgica segura y factible en el modelo animal de ovino para la cirugía vaginal que permite transvaginal y trócar guiada por la tensión-Libre de implantes vaginales. Las estructuras comparables relevantes podrían perforarse ciegamente sin riesgos evidentes de lesiones en vasos, nervios u órganos. Por supuesto, este modelo también puede usarse para la cirugía vaginal simulada usando tejido nativo.

El prolapso de órganos pélvicos se diagnostica clínicamente en la mitad de las mujeres que han tenido al menos un parto vaginal, pero subjetivamente, se molesta a la mitad de las mujeres en general 1 . El pilar de la terapia es la reconstrucción quirúrgica utilizando tejido nativo o materiales de implante, pero cada uno de estos métodos tiene sus limitaciones, incluyendo recurrencia o complicaciones locales 2 , 3 , 4 . El implante ideal aún no ha sido identificado; Por lo tanto, existe una demanda constante por la innovación de productos y por el desarrollo de una tubería adecuada para la experimentación preclínica antes de la introducción de nuevos productos y técnicas al mercado. Uno de los pasos en esta pista es la evaluación experimental en modelos animales adecuados 5 , 6 . Idealmente, deberían imitar los ambientes anatómicos, biomecánicos y biológicos. Cuando se trata de thY la evaluación experimental de nuevos implantes, se prueban típicamente primero en modelos más pequeños, ya sea para la biocompatibilidad o para la reconstrucción de defectos de la pared abdominal. Ese tipo de experimentos ha sido criticado, porque los implantes no se insertan en el área de interés ( es decir, la vagina) 7 . Los modelos de cirugía vaginal son más escasos, ciertamente cuando el objetivo del experimento es documentar las características biomecánicas de los explantes. Por esta razón, hubo un movimiento de conejos a ovejas 8 . Las ovejas adultas son modelos de animales grandes con una vagina de tamaño razonable y accesible. Pueden utilizarse para la evaluación intermedia de nuevos implantes, y es posible reproducir exposiciones vaginales con ciertos materiales 9 , 10 , 11 , 12 , 13 . No sólo las dimensiones y la anatomíaDe la vagina ovina y del suelo pélvico son comparables a los de los seres humanos, pero también la aparición espontánea de prolapso, que ocurre en el 15% de las ovejas. Los factores de riesgo de prolapso se superponen ( es decir, multiparidad, antecedentes previos de POP, aumento de la presión intraabdominal inducida por un mayor peso corporal o al pastoreo en colinas, y efectos comparables de (fito) estrógenos) 6 , 14 . En Europa, las ovejas son la única alternativa razonable, ya que la investigación sobre primates no humanos ha sido casi completamente prohibida. Aquí, el modelo se dio un paso más allá imitando la inserción transvaginal de implantes utilizando trocares y guías para la libre de tensión de colocación de mallas en el septo recto-vaginal. Esto fue seguido por la fijación del implante utilizando el anclaje con los brazos a través de los ligamentos de los músculos, lo que puede ser considerado equivalente a la práctica clínica [ 15 , 16] . Hasta ahora, esta técnicaNo ha sido estudiado, aunque muchos creen que pueden ocurrir complicaciones específicas debido al uso de estas tiras más largas y / oa la perforación de estructuras anatómicas. En un estudio anatómico detallado anterior, se comparó el suelo pélvico ovino con la pelvis femenina 17 . Cuando se trata de anclar el implante, las ovejas no tienen el ligamento sacrospinoso, pero tienen un ligamento sacrotuberoso muy bien desarrollado y amplio. El nervio pudendal corre ventral sobre él, lo que hace inseguro utilizar este hito como un punto de suspensión. Por el contrario, el músculo coccígeo y su fascia, así como la membrana obturadora, son accesibles a través del espacio rectovaginal. Aquí se propone el acceso y la posición de las estructuras anatómicas para la fijación de los brazos de anclaje. Se discuten los instrumentos que pueden usarse para posicionar la malla. Por último, la relación de los brazos o trocares con las estructuras anatómicas adyacentes, como los vasos y los nervios,Así como posibles complicaciones intraoperatorias, también se describen.

<table><tbody><tr><td>Animals:&amp;nbsp;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>parous female sheep (45 - 65 kg)</td><td>Zo&amp;ouml;technical Institute of the KU Leuven</td><td>NA</td><td>experimetnal animal</td></tr><tr><td>Sterile clothing:&amp;nbsp;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>sterile drape 45 x 75 cm</td><td>Lohmann &amp;amp; Rauscher, Regensdorf, Germany</td><td>33002</td><td>other material</td></tr><tr><td>sterile OR drape 150 x 180 cm</td><td>Lohmann &amp;amp; Rauscher, Regensdorf, Germany</td><td>33009</td><td>other material</td></tr><tr><td>sterile glowes 2x</td><td>Lohmann &amp;amp; Rauscher, Regensdorf, Germany</td><td>16652</td><td>other material</td></tr><tr><td>sterile surgical gown 2x</td><td>Lohmann &amp;amp; Rauscher, Regensdorf, Germany</td><td>19342</td><td>other material</td></tr><tr><td>surgical head cap 2x</td><td>Lohmann &amp;amp; Rauscher, Regensdorf, Germany</td><td>17427</td><td>other material</td></tr><tr><td>surgical face mask 2x</td><td>Lohmann &amp;amp; Rauscher, Regensdorf, Germany</td><td>11983</td><td>other material</td></tr><tr><td>Other surgical material</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>implant</td><td>FEG Textiltechnik GmbH, Aachen, Germany</td><td>NA</td><td>purposely designed implant</td></tr><tr><td>3/0 polypropylene suture</td><td>Prolene, Ethicon, Diegem, Belgium</td><td>8762H</td><td>suture material</td></tr><tr><td>3/0 polygecaprone suture</td><td>Vicryl, Ethicon</td><td>J311H</td><td>suture material</td></tr><tr><td>gauze swabs 10 x 10 cm 10x, 12-ply</td><td>Lohmann &amp;amp; Rauscher, Regensdorf, Germany</td><td>11574</td><td>other material</td></tr><tr><td>syringe 10 mL</td><td>Becton Dickinsosn S.A., Madrid, Spain</td><td>300613</td><td>aqua-dissection</td></tr><tr><td>needle 16 gauge</td><td>Terumo, Leuven, Belgium</td><td>NN-2238R</td><td>aqua-dissection</td></tr><tr><td>Surgical equipment:</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>blade no.22</td><td>Fine science isntruments, Heidelberg, Germany</td><td>10022-00</td><td>surgical instruments</td></tr><tr><td>Allis tissue forceps 1x</td><td>Fine science isntruments, Heidelberg, Germany</td><td>11091-15</td><td>surgical instruments</td></tr><tr><td>Standart pattern forceps 1 x 2 theeth 1x</td><td>Fine science isntruments, Heidelberg, Germany</td><td>11023-14</td><td>surgical instruments</td></tr><tr><td>Standart pattern forceps straight serrated 1x</td><td>Fine science isntruments, Heidelberg, Germany</td><td>11000-14</td><td>surgical instruments</td></tr><tr><td>Scalpel handle 1x</td><td>Fine science isntruments, Heidelberg, Germany</td><td>10004-13</td><td>surgical instruments</td></tr><tr><td>Halstead-Mosquito forceps 2x</td><td>Fine science isntruments, Heidelberg, Germany</td><td>13008-12</td><td>surgical instruments</td></tr><tr><td>Standart pattern scissors 1x</td><td>Fine science isntruments, Heidelberg, Germany</td><td>14001-14</td><td>surgical instruments</td></tr><tr><td>Metzenbaum scissors 1x</td><td>Fine science isntruments, Heidelberg, Germany</td><td>14016-18</td><td>surgical instruments</td></tr><tr><td>Crile Wood needle holder 1x</td><td>Fine science isntruments, Heidelberg, Germany</td><td>12003-15</td><td>surgical instruments</td></tr><tr><td>Kell forceps 1x</td><td>Fine science isntruments, Heidelberg, Germany</td><td>13018-14</td><td>surgical instruments</td></tr><tr><td>Long Starr Self-Retaining Retractor with eight 5 mm sharp stay hooks</td><td>Cooper Surgical, Tumbull, USA</td><td>3704</td><td>surgical instruments</td></tr><tr><td>Heaney Simon Vaginal Retractor</td><td>Medical supplies &amp;amp; equipments co., Katy, Texas, USA</td><td>403-129FSI</td><td>surgical instruments</td></tr><tr><td>Trocar (Insnare)</td><td>Bard, West Sussex, United Kingdom</td><td>NA</td><td>any trocar on market for transvaginal mesh implantation</td></tr><tr><td>Medication:</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>amoxilicilline clavulanate 1000 mg / 300 mL (Ampiciline)</td><td>GSK, Wavre, Belgium</td><td>NA</td><td>antibiotics</td></tr><tr><td>buprenorfin 0.3 mg/mL + chlorocresol 1.35 mg/mL (Vetregesic)</td><td>Ecuphar, Oostkamp, Belgium</td><td>NA</td><td>analgesia</td></tr><tr><td>ketamin HCL 100 mg/mL (Ketamine 1000)</td><td>Ceva Sante Animale, Brussels, Belgium</td><td>NA</td><td>anesthesia</td></tr><tr><td>isoflurane (IsoFlo)</td><td>Abbott Laboratories Ltd, Maidenhead, Berkshire, UK</td><td>NA</td><td>anesthesia</td></tr><tr><td>polyvidone iodium 7.5% (Braunol)</td><td>B. Braun Medical, Machelen, Belgium</td><td>NA</td><td>local desinfection</td></tr><tr><td>saline solution 500 mL</td><td>B. Braun Medical, Machelen, Belgium</td><td>NA</td><td>aqua-dissection</td></tr><tr><td>Xxylazine HCl , 1 mL/50 kg&amp;nbsp;</td><td>Vexylan, Ceva Sante Animale, Belgium</td><td>NA</td><td>premedication</td></tr><tr><td>atropine Sulfate 15 mg/mL (),</td><td>Viatris, Belgium</td><td>NA</td><td>premedication</td></tr></tbody></table>

transvaginal mesh insertion in the ovine model

Este protocolo describe la inserción de malla en el tabique rectovaginal en ovejas utilizando una única técnica de incisión vaginal, con y sin la inserción guiada por trocar de los brazos de anclaje. La oveja parosa fue sometida a la disección del septo rectovaginal, seguida de la inserción de un implante con o sin cuatro brazos de anclaje, ambos diseñados para adaptarse a la anatomía ovina. Los brazos de anclaje se pusieron en su lugar utilizando un trócar y una técnica de &quot;fuera-en&quot;. Los brazos craneales se pasaron a través de los músculos obturador, gracilis y aductor magnus. Los brazos caudales se fijaron cerca del ligamento sacrotuberoso, a través de los músculos coccígeos. Esta técnica permite la imitación de procedimientos quirúrgicos realizados en mujeres que sufren de prolapso de órganos pélvicos. Los espacios y elementos anatómicos son fácilmente identificables. La parte más crítica del procedimiento es la inserción del trocar craneal, que puede penetrar fácilmente en la cavidad peritoneal o en los órganos pélvicos circundantes. EsteS puede evitarse mediante una disección retroperitoneal más extensa y guiando el trocar más lateralmente. Este enfoque está diseñado sólo para pruebas experimentales de nuevos implantes en modelos animales grandes, ya que la inserción guiada por trocar no se utiliza actualmente clínicamente.

Gestión en una configuración de observación más larga Después del procedimiento quirúrgico, el empaque vaginal (un paquete de gasa empapado en solución salina insertado en la vagina inmediatamente después de la cirugía) se puede insertar durante 24 horas para asegurar la posición del implante. Las ovejas deben ser colocadas en una jaula de recuperación y su función respiratoria seguida hasta su recuperación completa. Posteriormente, es posible colocar la oveja en el establo y permitirle moverse libremente y beber y comer ad libitum . El empaque vaginal, si está presente, debe retirarse 24 h después de la cirugía. Las ovejas deben recibir analgésicos (buprenorfin y clorocresol, 1 mL, im) durante al menos tres días postoperatorios. Durante la primera semana postoperatoria, el animal debe ser chequeado diariamente, y luego cada semana hasta el final del experimento. SurgFactibilidad técnica Durante el procedimiento, no hubo problemas con la inserción de la malla en ninguno de los animales. Casi no hubo sangrado durante la disección del septo rectovaginal y los espacios paravaginales. Fue posible identificar el aspecto medial del agujero obturador a través de la disección. Además, la inserción del trocar era directa, con una diferencia en la resistencia entre los músculos más flexibles y la fascia más resistente de los músculos individuales. Aunque la trayectoria inicial a través de los músculos fue menos controlada, la punta del trocar se palpó una vez en contacto con el músculo obturador. Los brazos dorsales se colocaron sin complicaciones ni obstáculos. Posicionamiento y resultados de la malla durante las disecciones posteriores Investigar el correcto posicionamiento deEl implante con los brazos de anclaje, que se consideró más difícil de lograr, se sacrificaron tres animales mediante una inyección intravenosa de 1,0 ml de una mezcla de embutramida-mebezonio-tetracaína hidrocloruro. Después de la eutanasia, el área quirúrgica fue cuidadosamente disecada para explorar la posición de la malla y el efecto de la inserción de los brazos de la malla a través de las estructuras anatómicas relevantes. La distancia más corta de los brazos ventrales desde la arteria obturadora y el nervio hasta el vaso interno pudendal se midió con una regla, y se investigó su relación con el arco tendinoso del elevador ani. Dorsalmente, el nervio pudendo y la arteria pudenda interna fueron identificados, y la distancia a ellos se midió con una regla. La hemorragia relevante no ocurrió en ninguna de las ovejas, ni hubo ninguna lesión nerviosa, intestinal o vesical intraoperatoria. En la primera oveja, el brazo craneal pasó a través del asp caudalEct del cul-de-sac, pero los intestinos permanecieron intactos. Esto se evitó en la oveja siguiente, guiando la punta del trocar más lateralmente lejos del callejón sin salida . Los otros pasajes del brazo fueron identificados en las estructuras anatómicas descritas anteriormente, lejos de los nervios y vasos pélvicos. Los brazos craneales pasaron a través del aspecto caudal del agujero obturador ( Figura 4 , panel A). El punto de entrada del trocar se encontraba al nivel del arco tendinoso del elevador ani, 2 - 2,5 cm caudal al canal obturador y los vasos obturadores y nervio ( Figura 4 , panel B). Una vez en el espacio paravaginal, el brazo se localizó 1 - 1,5 cm ventral a la arteria y vena pudenda y 1 cm lateral a la arteria vaginal. Los brazos caudales pasaron 1 cm caudal al aspecto caudal del amplio ligamento sacrotuberoso, a través del músculo coccígeo. En ese lugar, no hay grandes vasos o nervios en cualquier lugar cerca. El nervio pudendo se localizaN la superficie interna de la parte caudal del ligamento sacrotubero. La parte central de la malla se colocó plana, con su parte craneal que se extiende retroperitonealmente bajo el extremo caudal del callejón sin salida y su parte caudal a lo largo del tabique rectovaginal. No se produjeron perforaciones rectales ( Figura 4 , panel D). <img alt="Figura 4" src="/files/ftp_upload/55706/55706fig4.jpg" /> Figura 4. Disección anatómica en una hemisección pélvica . A: La pared lateral pélvica lateral después de la extracción del peritoneo parietal y el tejido graso retroperitoneal. El pubis (P) está en la parte superior de la figura y la vagina (V) se mueve medialmente para revelar el curso del brazo craneal (flecha completa). El brazo pasa a través del arco tendinoso del elevador ani. El pin verde corresponde a la posición del p internoUdendal vasos, el pin azul marca la arteria vaginal, y el pin amarillo se coloca en el elevador ani. B: La pared lateral pélvica lateral después de la extracción del brazo (recorrido marcado con una línea amarilla). El punto de entrada está situado en el aspecto caudal del agujero obturador (marcado con cuatro alfileres azules). El nervio obturador y los vasos (línea roja) pasan a través de su aspecto craneal. Los vasos vaginales y vaginales internos (línea verde y azul, respectivamente) son dorsales al brazo. También se indican el músculo obturador (OM) y el músculo elevador ani (LAM). C: El curso del brazo (flecha abierta) a través de los músculos mediales del muslo. El músculo gracilis se mueve medialmente para mostrar el curso del brazo a través del semitendinoso y del músculo aductor magno. D: La parte central del implante (flecha abierta) se coloca entre la vagina (V), el peritoneo parietal y el recto (R). <table fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page = &quot;siempre&quot;&gt; <tbody><tr><td></td><td rowspan="2"> Malla rectangular </td><td colspan="2"> Arm mesh </td></tr><tr><td></td><td> Cuerpo central </td><td> Brazos </td></tr><tr><td> Dimensiones (mm x mm) </td><td> 30 x 40 </td><td> 30 x 40 </td><td> 10 x 150 </td></tr><tr><td> Espesor (mm) </td><td> 0,54 </td><td> 0,54 </td><td> 0,7 </td></tr><tr><td> Peso (g / m 2) </td><td> 83 </td><td> 83 </td><td> 73 </td></tr><tr><td> Tamaño de poro (mm 2 ) </td><td> 2,5 x 2,5 </td><td> 2,5 x 2,5 </td><td> 1,0 x 1,4 </td></tr><tr><td> Rigidez (N / mm) </td><td> 0,3 </td><td> 0,3 </td><td> 14,7 </td></tr><tr><td> Índice anisotrópico60; </td><td> 1.3 </td><td> 1.3 </td><td> 7,5 </td></tr></tbody></table> Tabla 1: Propiedades del material seco. La tabla muestra las propiedades del material de la malla rectangular y la malla con los brazos de anclaje. La rigidez y el índice anisotrópico se obtuvieron de Maurer et al [ 18] .

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Transvaginal Mesh Insertion in the Ovine Model

Este protocolo describe la implantación de malla en el septo rectovaginal ovino utilizando una única técnica de incisión vaginal, con y sin la inserción guiada por trocar de los brazos de anclaje.

Inserción de mallas transvaginales en el modelo ovino

This protocol describes mesh insertion into the rectovaginal septum in sheep using a single vaginal incision technique, with and without the trocar-guided ...

transvaginal-mesh-insertion-in-the-ovine-model

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Medicine

16.0K vistas.  Clinical Specialties Research Groups, Faculty of Medicine, KU Leuven.  Este protocolo describe la implantación de malla en el septo rectovaginal ovino utilizando una única técnica de incisión vaginal, con y sin la inserción guiada por trocar de los brazos de anclaje. 

Video: Transvaginal Mesh Insertion in the Ovine Model

An Orthotopic Endometrial Cancer Model with Retroperitoneal Lymphadenopathy Made From In Vivo Propagated and Cultured VX2 Cells

Endometrial cancer is the most common gynecologic malignancy in North America and the incidence is rising worldwide. Treatment consists of surgery with or without adjuvant therapy depending on lymph node involvement as determined by lymphadenectomy. Lymphadenectomy is a morbid procedure, which has not been shown to have a therapeutic benefit in many patients, and thus a new method to diagnose lymph node metastases is required. To test novel imaging agents, a reliable model of endometrial cancer with retroperitoneal lymph node metastases is needed. The VX2 endometrial cancer model has been described frequently in the literature; however, significant variation exists with respect to the method of model establishment. Furthermore, no studies have reported on the use of cultured VX2 cells to create this model as only cells propagated in vivo have been previously used. Herein, we present a standardized surgical method and post-operative monitoring method for the establishment of the VX2 endometrial cancer model and report on the first use of cultured VX2 cells to create this model.

This protocol presents a standardized method to grow VX2 cells in culture and to create an orthotopic VX2 model of endometrial cancer with retroperitoneal lymph node metastases in rabbits. Orthotopic endometrial cancer models are important for the pre-clinical study of novel imaging modalities for the diagnosis of lymph node metastases.

Un modelo de cáncer de endometrio ortotópico con linfadenopatía retroperitoneal hecha de células VX2 cultivadas y cultivadas en Vivo

Endometrial cancer is the most common gynecologic malignancy in North America and the incidence is rising worldwide. Treatment consists of surgery with or ...

Investigación

Investigación sobre el cáncer

Anterior Cervical Discectomy and Fusion in the Ovine Model

Anterior cervical discectomy and fusion (ACDF) is the most common surgical operation for cervical radiculopathy and/or myelopathy in patients who have failed conservative treatment1,5. Since the operation was first described by Cloward2 and Smith and Robinson6 in 1958, a variety refinements in technique, graft material and implants have been made3. In particular, there is a need for safe osteoinductive agents that could benefit selected patients. The ovine model has been shown to have anatomical, biomechanical, bone density and radiological properties that are similar to the human counterpart, the most similar level being C3/44. It is therefore an ideal model in which preclinical studies can be performed. In particular this methodology may be useful to researchers interested in evaluating different devices and biologics, including stem cells, for potential application in human spinal surgery.

This video demonstrates the technique of anterior cervical discectomy and fusion in the ovine model.

La discectomía cervical anterior con fusión en el modelo ovino

Anterior cervical discectomy and fusion (ACDF) is the most common surgical operation for cervical radiculopathy and/or myelopathy in patients who have ...

Biología

Methods for Studying Uterine Contributions to Pregnancy Establishment in an Ovariectomized Mouse Model

For pregnancy to be established, a viable blastocyst must successfully interact with a receptive uterine lining (endometrium) to facilitate implantation and placenta formation and enable ongoing pregnancy. The limitations to pregnancy success caused by embryonic defects are well known and have been largely overcome in recent decades with the rise of in vitro fertilization (IVF) and assisted reproductive technologies. As yet, however, the field has not overcome the limitations caused by an inadequately receptive endometrium, thus resulting in stagnating IVF success rates. Ovarian and endometrial functions are closely intertwined, as hormones produced by the ovary are responsible for the endometrium's menstrual cyclicity. As such, when using rodent models of pregnancy, it can be difficult to ascertain whether an observed result is due to an ovarian or uterine deficit. To overcome this, an ovariectomized mouse model was developed with embryo transfer or artificial decidualization to allow the study of uterine-specific contributions to pregnancy. This article will provide instructions on how to perform ovariectomy and offer insights into various techniques for supplying exogenous hormones to support successful artificial decidualization or pregnancy following embryo transfer from healthy donors. These techniques include subcutaneous injection, slow-release pellets, and osmotic mini pumps. The key advantages and disadvantages of each method will be discussed, enabling researchers to choose the best study design for their specific research question.

Pregnancy establishment is a dynamic process involving complex embryo and uterine crosstalk. The precise contributions of the maternal uterine environment to these processes remain an active area of investigation. Here, detailed protocols are provided to aid in designing in vivo animal models to address these research questions.

Métodos para estudiar las contribuciones uterinas al establecimiento del embarazo en un modelo de ratón ovariectomizado

For pregnancy to be established, a viable blastocyst must successfully interact with a receptive uterine lining (endometrium) to facilitate implantation ...

Biología del Desarrollo

In Vivo Real-Time Study of Drug Effects on Carotid Blood Flow in the Ovine Fetus

The ability of an organism to maintain a constant blood flow to the brain in response to sudden surges in systemic blood pressure (BP) is known as cerebral autoregulation (CAR), which occurs in the carotid artery. In contrast to full-term neonates, preterm neonates are unable to reduce the cerebral blood flow (CBF) in response to increased systemic BP. In preterm neonates, this exposes the fragile cerebral vessels to high perfusion pressures, leading to their rupture and brain damage. Ex vivo studies using wire myography have demonstrated that carotid arteries from near-term fetuses constrict in response to the activation of adrenergic alpha1 receptors. This response is blunted in the preterm fetus. Thus, to examine the role of alpha1-AR in vivo, presented here is an innovative approach to determine the effects of drugs on a carotid arterial segment in vivo in an ovine fetus during the developmental progression of gestation. The presented data demonstrate the simultaneous measurement of fetal blood flow and blood pressure. The perivascular delivery system can be used to conduct a long-term study over several days. Additional applications for this method could include viral delivery systems to alter the expression of genes in a segment of the carotid artery. These methods could be applied to other blood vessels in the growing organism in utero as well as in adult organisms.

In Vivo Real-Time Study of Drug Effects on Carotid Blood Flow in the Ovine Fetus

The present protocol describes a method to deliver drugs and gene expression-modifying agents perivascularly in an in utero developing fetus. Importantly, the effect of drugs/agents on blood flow can be measured with the progression of pregnancy.

In vivo Estudio en tiempo real de los efectos de los fármacos sobre el flujo sanguíneo carotídeo en el feto ovino

The ability of an organism to maintain a constant blood flow to the brain in response to sudden surges in systemic blood pressure (BP) is known as ...

Ovine Lumbar Intervertebral Disc Degeneration Model Utilizing a Lateral Retroperitoneal Drill Bit Injury

Intervertebral disc degeneration is a significant contributor to the development of back pain and the leading cause of disability worldwide. Numerous animal models of intervertebral disc degeneration have been developed. The ideal animal model should closely mimic the human intervertebral disc with regard to morphology, biomechanical properties and the absence of notochordal cells. The sheep lumbar intervertebral disc model fulfils these criteria. We present an ovine model of intervertebral disc degeneration utilizing a drill bit injury through a lateral retroperitoneal approach. The lateral approach significantly reduces the incision and potential morbidity associated with the traditional anterior approach to the ovine spine. Utilization of a drill-bit method of injury affords the ability to produce a consistent and reproducible injury, of precise dimensions, that initiates a consistent degree of intervertebral disc degeneration. The focal nature of the annular and nucleus pulposus defect more closely mimics the clinical condition of focal intervertebral disc herniation. Sheep recover rapidly following this procedure and are typically mobile and eating within the hour. Intervertebral disc degeneration ensues and sheep undergo necropsy and subsequent analysis at periods from eight weeks. We believe that the drill bit injury model of intervertebral disc degeneration offers advantages over more conventional annular injury models.

Intervertebral disc degeneration is a significant contributor to back pain and a leading cause of disability worldwide. Numerous animal models of intervertebral disc degeneration exist. We demonstrate an ovine model of intervertebral disc degeneration, utilizing a drill bit, which achieves a consistent disc injury and reproducible level of disc degeneration.

Modelo de Degeneración de Disco Intervertebral Lumbar Ovino Utilizando una Lesión Lateral Retroperitoneal Lateral

Intervertebral disc degeneration is a significant contributor to the development of back pain and the leading cause of disability worldwide. Numerous ...

Medicina

Intravitreal Injections in the Ovine Eye

There are several methods for the delivery of therapeutic agents to the retina, including intravitreal (IVT), subretinal, suprachoroidal, periocular, or topical administration. IVT drug delivery involves an injection into the vitreous humor of the eye, a gelatinous substance that fills the posterior chamber of the eye and maintains the shape of the eye globe. Although the IVT route is less specifically targeted than subretinal delivery, it is much less invasive and is widely used in clinical settings for a range of ocular diseases. 
We previously demonstrated the efficacy of intravitreal delivery of an adeno-associated virus (AAV)-mediated gene therapy product (AAV9.CLN5) in sheep with a naturally occurring CLN5 form of neuronal ceroid lipofuscinosis (NCL). Affected sheep received IVT gene therapy in one eye, with the other untreated eye serving as an internal control. Retinal structure and function were maintained in the treated eye up to 15 months after treatment, while the untreated eye displayed progressively declining function and severe atrophy during postmortem examination. Based on the sheep studies, the CLN5 gene therapy product was cleared as a candidate investigational new drug (IND) by the United States Food and Drug Administration in September 2021. This paper details the surgical protocol for IVT delivery of a therapeutic viral vector to the ovine eye.

Intravitreal injections were performed in the sheep eye with the aim of delivering viral-mediated gene therapy to the retina.

Inyecciones intravítreas en el ojo ovino

There are several methods for the delivery of therapeutic agents to the retina, including intravitreal (IVT), subretinal, suprachoroidal, periocular, or ...

Development of a Uterosacral Ligament Suspension Rat Model

Pelvic organ prolapse (POP) is a common pelvic floor disorder (PFD) with the potential to significantly impact a woman's quality of life. Approximately 10%-20% of women undergo pelvic floor repair surgery to treat prolapse in the United States. PFD cases result in an overall $26.3 billion annual cost in the United States alone. This multifactorial condition has a negative impact on the quality of life and yet the treatment options have only dwindled in the recent past. One common surgical option is uterosacral ligament suspension (USLS), which is typically performed by affixing the vaginal vault to the uterosacral ligament in the pelvis. This repair has a lower incidence of complications compared to those with mesh augmentation, but is notable for a relatively high failure rate of up to 40%. Considering the lack of standard animal models to study pelvic floor dysfunction, there is an urgent clinical need for innovation in this field with a focus on developing cost-effective and accessible animal models. In this manuscript, we describe a rat model of USLS involving a complete hysterectomy followed by fixation of the remaining vaginal vault to the uterosacral ligament. The goal of this model is to mimic the procedure performed on women to be able to use the model to then investigate reparative strategies that improve the mechanical integrity of the ligament attachment. Importantly, we also describe the development of an in situ tensile testing procedure to characterize interface integrity at chosen time points following surgical intervention. Overall, this model will be a useful tool for future studies that investigate treatment options for POP repair via USLS.

Pelvic organ prolapse affects millions of women worldwide and yet some common surgical interventions have failure rates as high as 40%. The lack of standard animal models to investigate this condition impedes progress. We propose the following protocol as a model for uterosacral ligament suspension and in vivo tensile testing.

Desarrollo de un modelo de rata con suspensión del ligamento uterosacro

Pelvic organ prolapse (POP) is a common pelvic floor disorder (PFD) with the potential to significantly impact a woman's quality of life. Approximately ...

Chronic Ovine Model of Right Ventricular Failure and Functional Tricuspid Regurgitation

The pathophysiology of severe functional tricuspid regurgitation (FTR) associated with right ventricular dysfunction is poorly understood, leading to suboptimal clinical results. We set out to establish a chronic ovine model of FTR and right heart failure to investigate the mechanisms of FTR. Twenty adult male sheep (6-12 months old, 62 &#177; 7 kg) underwent a left thoracotomy and baseline echocardiography. A pulmonary artery band (PAB) was placed and cinched around the main pulmonary artery (PA) to at least double the systolic pulmonary artery pressure (SPAP), inducing right ventricular (RV) pressure overload and signs of RV dilatation. PAB acutely increased the SPAP from 21 &#177; 2 mmHg to 62 &#177; 2 mmHg. The animals were followed for 8 weeks, symptoms of heart failure were treated with diuretics, and surveillance echocardiography was used to assess for pleural and abdominal fluid collection. Three animals died during the follow-up period due to stroke, hemorrhage, and acute heart failure. After 2 months, a median sternotomy and epicardial echocardiography were performed. Of the surviving 17 animals, 3 developed mild tricuspid regurgitation, 3 developed moderate tricuspid regurgitation, and 11 developed severe tricuspid regurgitation. Eight weeks of pulmonary artery banding resulted in a stable chronic ovine model of right ventricular dysfunction and significant FTR. This large animal platform can be used to further investigate the structural and molecular basis of RV failure and functional tricuspid regurgitation.

Right ventricular failure and functional tricuspid regurgitation are associated with left-sided heart disease and pulmonary hypertension, which contribute significantly to morbidity and mortality in patients. Establishing a chronic ovine model to study right ventricular failure and functional tricuspid regurgitation will help in understanding their mechanisms, progression, and possible treatments.

Modelo ovino crónico de insuficiencia ventricular derecha y regurgitación tricúspide funcional

The pathophysiology of severe functional tricuspid regurgitation (FTR) associated with right ventricular dysfunction is poorly understood, leading to ...

<meta charset="utf8"></head><body>Optimización de la transferencia de embriones oviductales en cerdos clonados

Embryo Transfer Surgery via Laparotomy in Gilts

This protocol aims to demonstrate the surgical technique for transferring cloned pig embryos to the oviduct, a method widely used in the production of genetically modified pigs for biomedical research. Nine gilts underwent hormonal synchronization and laparotomy for the transfer of cloned embryos produced by somatic cell nuclear transfer (SCNT) at stages of up to 4 cells on day 2 to the oviduct. Gestational diagnosis was conducted via ultrasound examination 30 days post-transfer surgery. Six out of the nine operated gilts exhibited signs of pregnancy on ultrasound examination. However, as there was no progression in fetal development as assessed by echography, the gilts underwent necropsy at 60 days for the collection of biological material and assessment of the reproductive system. Adhesions were observed in the uterine horns, ovaries, and oviducts. From the uterine lumen of two of the euthanized gilts, one and four embryonic structures with gestational ages ranging between 12 to 20 days were obtained. Despite the absence of live piglets, likely attributed to the low-efficiency rate of transferring cloned pig embryos, which is influenced by various factors, including the number and quality of transferred embryos, the presented surgical technique proved to be rapid and safe.

<meta charset="utf8"></head><body>Autor destacado: Métodos quirúrgicos y resultados en las transferencias de embriones de cerdo clonados oviductualmente

This protocol describes the application of the surgical technique used to transfer cloned pig embryos via laparotomy in gilts.

Cirugía de Transferencia Embrionaria por Laparotomía en Primerizas

This protocol aims to demonstrate the surgical technique for transferring cloned pig embryos to the oviduct, a method widely used in the production of ...

Inserción de mallas transvaginales en el modelo ovino

Resumen

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Cirugía de Transferencia Embrionaria por Laparotomía en Primerizas

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