Agradecemos a Ivan Laermans, a Rosita Kinart, a Ann Lissens (Centro de Tecnologías Quirúrgicas, KU Leuven, Leuven, Bélgica). Jo Verbinnen y Kristof Reyniers (Instituto Vesalius de Anatomía, Facultad de Medicina, KU Leuven, Leuven, Bélgica) proporcionaron apoyo técnico durante el experimento. Damos las gracias a Leen Mortier por la ayuda con los datos y la gestión de manuscritos. Agradecemos a FEG Textiltechniken la fabricación de prototipos de mallas, su esterilización y su donación incondicional para la investigación.

La aprobación ética de este experimento se obtuvo del Comité de Ética en Experimentación Animal de la KU Leuven (P065 / 2013). Los animales fueron tratados de acuerdo con las directrices nacionales vigentes sobre bienestar animal. 1. El material y el animal experimental <ol><li> Preparación de la cirugía <ol><li> En el quirófano, cubra una mesa con un paño estéril y prepare un trócar curvo estéril ( Figura 1 , panel A), instrumentos quirúrgicos estériles, suturas y gasa estéril. Realice todo el procedimiento quirúrgico en condiciones estériles si el experimento incluye un seguimiento. Coloque todos los instrumentos sobre la mesa para estar listos para su uso durante la cirugía. </li><li> Retire un implante rectangular estéril y / o un implante con los brazos de anclaje del paquete estéril y colóquelos sobre la mesa cubierta con un paño estéril ( Figura 1B , C y D ). </li></ol></li></ol> Figura 1: Trocares e implantes. ( A ) Dibujo esquemático del trocar. ( B ) Implante de fluoruro de polivinilideno en forma de H (PVDF), con un detalle de la parte central (panel C ). Su forma se inspiró en las mallas de cuatro brazos actualmente disponibles para la reparación del prolapso transvaginal. El cuerpo rectangular (30 x 40 mm 2 ) se extiende lateralmente por cuatro brazos extendidos (150 x 10 mm 2 ). Las dimensiones de los brazos están diseñados para ser lo suficientemente largo para perforar las estructuras de suspensión pertinentes, sobre la base de estudios anatómicos anteriores [ 17] . ( D ) El implante rectangular (30 x 40 mm 2 ). Ambos implantes estaban hechos de fluoruro de polivinilideno; Las características y propiedades del textil se encuentran en la Tabla 1 . <ol start="2"><li> Experimental animal (EwE, 45-60 kg) <ol><li> Administrar la premedicación de 1 ml de sulfato de atropina 15 mg / ml y 1 ml / 50 kg de xilazina HCl intramuscularmente (im) 30 min antes del procedimiento quirúrgico. </li><li> Después de 30 min, asegúrese de que la premedicación ha hecho las ovejas letárgicas y con sueño. </li><li> Insertar un catéter intravenoso en la vena yugular y administrar 0,075 ml / kg de ketamina 100 mg / ml de HCl. Confirme la anestesia profunda observando la falta de reacción a los estímulos dolorosos. </li><li> Mueva el animal sobre la mesa quirúrgica y asegure sus vías respiratorias por intubación. Mantener la anestesia con 2,5% de isoflurano en 5 l / min de oxígeno. </li><li> Mantenga la línea intravenosa insertada en la vena yugular y suministre 500 mL de solución salina a un caudal de 150 mL / h. </li><li> Administrar antibióticos profilácticos im (clavulanato de amoxicilina, 7 mg / kg) y analgésicos posoperatorios (buprenorfin y clorocresol, 1 mL) o el equivalente según los protocolos locales. </li><li> Coloque el animal enEn el extremo de la mesa quirúrgica y asegurar sus extremidades, con las caderas en hiper-flexión, utilizando cuerdas ( Figura 2 , panel A). </li><li> Vacíe manualmente la vejiga y el recto empujándolos transvaginalmente. </li><li> Afeitar el perineo, la parte medial del muslo, y los pliegues de la cola y desinfectar con yoduro de polividona 7,5% ( Figura 2 , panel B y C). </li></ol></li></ol><img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/55706/55706fig2.jpg" /> Figura 2: Cirugía de animales. ( A ) Oveja colocada en posición supina, con las caderas hiper-flexionadas asegurando los miembros inferiores. ( B ) Los puntos de entrada externos para la inserción del trocar se encuentran en el lado ventral (flecha vacía) y dorsalmente en los pliegues laterales de la cola (flecha completa). ( C ) Posición de los puntos de inserción ventral; La línea discontinua en el medio representaEl plano midsagittal del animal. ( D ) Tabique rectovaginal disecado. ( E ) Inserción del trocar ventral a través de los músculos del lado medial del muslo, el agujero del obturador y el espacio paravaginal. La trayectoria del trocar perforante se controla con el dedo. ( F y G ) Una vez que el trocar está en su lugar, la eslinga de alambre (flecha abierta) se avanza y se carga con el brazo de la malla vaginal. ( H ) Posición final de los brazos ventral (flechas completas) y dorsal (flecha vacía). ( I ) La parte central se coloca libre de tensión entre la pared vaginal y la adventicia rectal. <ol start="10" style="margin-left: 40px;"><li> Preparar al personal para una cirugía en condiciones estériles. Póngase una gorra quirúrgica y máscara de la boca, se lava las manos para la cirugía y se pone un vestido quirúrgico y guantes estériles. </li><li> Cubrir el animal con un paño estéril y hacer una abertura por encima de los genitaleshiato. </li></ol> 2. Procedimiento quirúrgico <ol><li> Preparación del tabique rectovaginal <ol><li> Sujete la pared vaginal dorsal 3 cm craneal al anillo himenial usando una pinza Allis. </li><li> Tome una jeringa cargada con 10 ml de solución salina y equipado con una aguja de 22 G. Inserte a través del epitelio vaginal (aproximadamente 3 - 4 mm de profundidad) y en la línea media del septo rectovaginal, 1,5 cm craneal al anillo himenial. </li><li> Realizar &quot;aqua-disección&quot; mediante la inyección de solución salina en el tabique rectovaginal [ 11] . </li><li> Haga una incisión media de 3 cm de longitud sobre el epitelio vaginal, comenzando caudal al fórceps Allis (paso 2.1.1) y terminando en el anillo himenial usando un escalpelo. Introduzca el espacio recto-vaginal a través de esta incisión. </li><li> Coloque el retractor auto-retenedor (vea la Tabla de Materiales ) sobre el perineo y coloque cuatro ganchos afilados en la incisión vaginal para mantenerlo abierto. </Li <li> Con el dedo, disecar sin rodeos la fascia recto-vaginal de la pared vaginal lateralmente hacia las paredes laterales pélvicas y cranealmente hasta el aspecto caudal del callejón sin salida. Crear un espacio adecuado para la parte central de 30 x 40 mm 2 de la malla ( Figura 2 , panel D). </li><li> Realizar la hemostasia con fórceps hemostáticos o una ligadura hemostática entrecruzada siempre que sea necesario. NOTA: Los sangradores pequeños se pueden sujetar con la pinza hemostática. Esto aplasta el recipiente e inicia la cascada natural de la coagulación. Para un sangrado más fuerte, agarre el vaso sangrante con fórceps y coloque una ligadura entrecruzada, asegurándola con un nudo cuadrado. En este punto, se puede insertar el implante rectangular (paso 2.2) o continuar con la disección para insertar el implante con brazos de anclaje (paso 2.3). </li></ol></li><li> Inserción de malla plana <ol><li> Inserte el retractor vaginal en la incisión vaginal para permitir una mejorLa parte craneal de la zona diseccionada. </li><li> Suture la esquina craneal izquierda y derecha del implante con una simple sutura de polipropileno 3/0 interrumpida en los lados izquierdo y derecho del aspecto más craneal del espacio recto-vaginal disecado. Cortar el material de sutura residual. Mantenga la sutura lejos del lumen vaginal ( es decir, no penetre la pared vaginal). NOTA: El implante siempre se sutura al tejido conectivo que comprende el septo recto-vaginal. La pared vaginal no se penetra si el material de sutura no puede ser visto en la vagina. </li><li> Añadir una sutura interrumpida simple adicional a mitad de camino a lo largo del aspecto craneal del implante. </li><li> Suturar los bordes laterales del implante a medio camino sobre el tejido conectivo circundante con un simple polipropileno 3/0 interrumpido. Mantenga el implante lo más plano posible y sin tensiones. </li><li> Suture las esquinas caudales izquierda y derecha con simples suturas de polipropileno 3/0 interrumpidas a la izquierda y derechaLados del aspecto más caudal del espacio rectovaginal. </li><li> Añadir una sutura interrumpida simple adicional a mitad de camino a lo largo del aspecto caudal del implante. </li><li> Cierre las incisiones vaginales con una sutura de poliglactina 3/0. </li></ol></li><li> Inserción y anclaje del implante con brazos (técnica guiada por trocar). <ol><li> Continuar la disección del espacio recto-vaginal creado en el paso 2.1 cráneo-ventral para alcanzar la parte medial del agujero obturador, que puede ser fácilmente palpada. </li><li> Diseccionar el espacio caudo-lateralmente para alcanzar el aspecto caudal del ligamento sacrotuberoso y el músculo coccígeo localizado caudalmente. </li><li> Con un no. 24, haga cuatro incisiones de 1 cm de ancho en el lado vulvar, cortando la piel y la fascia muscular superficial ( Figura 2 , panel B y C). </li><li> Hacer dos incisiones &quot;ventrales&quot; en la cara medial del muslo, aproximadamente 4 cm craneal desde el borde caudalF el arco ciático ( es decir , el borde inferior de la sínfisis) ya 3 cm lateral de la línea media ( Figura 2 , panel C). </li><li> Hacer dos incisiones &quot;dorsales&quot; a nivel de la inserción de los pliegues de la cola, 2 cm medial al tubérculo isquiadicum, que puede ser fácilmente palpado ( Figura 2 , panel B). </li><li> Coloque un trocarte curvo a través de una de las incisiones ventrales ( Figura 2 , panel E). </li><li> Pase el trocar por el músculo aductor magno, el obturador externo y la parte medial del agujero obturador. </li><li> Controle la progresión del trocar con un dedo insertado a través de la incisión vaginal. Guíe su punta hacia el arco tendinoso del músculo elevador ani ( Figura 2 , panel E). </li><li> Exponer el hilo guía en la incisión de la pared vaginal y cargarlo con el correspondiente brazo de malla craneal ipsilateral ( Figura 2 , panel F). </li><li> Tire del trocar cargado con el mEsh brazo a través de las estructuras anteriores. Mantenga el brazo libre de tensión. </li><li> Repita el proceso con el segundo brazo craneal a través de la incisión ventral en el otro lado del animal. </li><li> A través de una de las incisiones dorsales, pasar el trocar a través del músculo coccígeo, justo distal al ligamento sacrotuberoso ( Figura 2 , panel G). </li><li> Exponga el hilo guía a través de la incisión vaginal, agarre el brazo dorsal de la malla y extráigalo. Mantenga el brazo libre de tensión y repita en el otro lado. </li><li> Ajuste la posición de la malla aplastándola y aplicando tensión a los brazos, pero mantenga la malla libre de tensión ( Figura 2, panel I, Figura 3 ). </li><li> Fijar el cuerpo de la malla con una simple sutura de polipropileno 3/0 interrumpida en el centro de su borde caudal, asegurándola al tejido conectivo circundante. </li><li> Cortar los brazos a nivel de la piel y cerrar todas las incisiones cutáneas con un simple poligonal 3/0 interrumpidoSuturas de ecaprona ( Figura 2 , panel H). </li><li> Cierre la incisión vaginal con una sutura de poliglecaprona 3/0 en marcha. </li></ol></li></ol><img alt="figura 3" src="/files/ftp_upload/55706/55706fig3.jpg" /> Figura 3: Ilustración esquemática de la pelvis ovina, con los brazos craneales pasando a través del foramen obturador y los brazos caudales pasando a través de los pliegues de la cola. El ligamento sacrotuberous ancho está en azul. El panel más pequeño ilustra la posición de los brazos sobre un animal en posición reclinada, justo antes de acortar la cantidad excesiva de material. El panel principal muestra lo mismo, pero con la piel y los músculos eliminados.

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Este programa de investigación sobre el modelo ovino fue apoyado por una subvención incondicional de Medri y Blasingame, Burch, Garrard y Ashley (Atlanta GA, EE.UU.). Los acuerdos se llevan a cabo a través de la oficina de transferencia de Leuven Research and Development. Los patrocinadores no interfirieron con la planificación, ejecución o notificación de este experimento, ni tampoco son los dueños de los resultados. NS y LH son receptores de una subvención de la CE en el marco del 7PM (proyecto Bip-Upy; NMP3-LA-2012-310389). AF fue apoyado por una subvención de la CE en el programa de asociación industria-académico (251356).

En este trabajo se describe un procedimiento experimental en ovinos, destinado a imitar la disección vaginal y la inserción de malla transvaginal de un implante con o sin anclaje de brazos. Los pasos e instrumentos posteriores fueron inspirados por procedimientos quirúrgicos realizados para el POP y la incontinencia urinaria de esfuerzo 15 , 16 , 19 , 20 . Después de las disecciones anatómicas iniciales, todavía existían algunos problemas durante la inserción experimental de malla. En el primer animal, se encontró una perforación en la cavidad peritoneal a nivel de la calle sin salida. Esto se ha descrito anteriormente clínicamente en las mujeres [ 21] . En procedimientos posteriores, esto se evitó guiando la punta del trocar más lateralmente ( es decir, más cerca de la pared lateral pélvica). En ovejas posteriores, no se observaron otras complicaciones. Las estructuras anatómicas más temidasEl nervio obturador y la arteria. En humanos, la distancia entre el trocar / implante y el conducto obturador es de 1,9-3,0 cm 22 . La alta variabilidad de la posición del trócar / implante en las mujeres se explicó previamente por el posicionamiento exacto de las piernas o la trayectoria de la aguja. Por lo tanto, las extremidades posteriores de las ovejas se aseguraron en hiper-flexión en las caderas para permitir un mayor acceso a la vagina. En esta posición el músculo gracilis se mueve cranealmente. Como consecuencia, el trócar pasó a través del músculo aductor magno, que es indiviso, pero bien desarrollado en las ovejas [ 23] . Un paso más craneal del trocar es posible pero puede dañar estructuras en el conducto obturador. De manera similar a lo que se describe clínicamente, los brazos fijaron el implante a determinadas localizaciones anatómicas, correspondientes a los apegos naturales del tabique rectovaginal en ovejas 23 . El implante está plano, al parecer apoyando el pPared vaginal osterior sin extenderse lateralmente. En consecuencia, no tenía tendencia a doblarse. Puede ser posible usar implantes más grandes. Sin embargo, como se demostró antes en las ovejas, los implantes más grandes se asocian con una retracción de hasta el 50% y más complicaciones locales relacionadas con el injerto 9 . La investigación previa de nuevos implantes en varios modelos animales incluyó a las ovejas como modelo para la cirugía vaginal. Un objetivo de este trabajo fue fijar los implantes de manera similar a la clínica ( es decir, transfiriendo los brazos de la malla a estructuras anatómicas en la pelvis). Este procedimiento no se describió anteriormente en un modelo de oveja. Esta cirugía sigue una estrategia similar a la que se utilizó para introducir nuevas cirugías asistida por agujas y trócares en la práctica clínica 15 . Sin embargo, estos hallazgos parecen ser menos relevantes que hace unos años, ya que el uso de implantes vaginales y, por tanto, los procedimientos guiados por trocarEstán cayendo rápidamente debido a las advertencias sanitarias consecutivas por la FDA y SCENIHR 24 , 25 . Aunque aquí se describe la técnica, el número de animales en este experimento fue muy limitado, por lo que el nivel completo de variabilidad anatómica puede no estar representado aquí. Otra limitación es que esta técnica describe un procedimiento de compartimento posterior, que puede ser menos practicado. Existen algunos informes sobre la cirugía en el compartimento anterior en ovejas 13 , pero se usaron implantes más pequeños y las complicaciones fueron más frecuentes. Aunque estos hallazgos pueden ser suficientes para planificar nuevos experimentos, la viabilidad de la colocación de la malla vaginal anterior también puede haber sido informativa. En conclusión, se trata de una descripción de una técnica quirúrgica segura y factible en el modelo animal de ovino para la cirugía vaginal que permite transvaginal y trócar guiada por la tensión-Libre de implantes vaginales. Las estructuras comparables relevantes podrían perforarse ciegamente sin riesgos evidentes de lesiones en vasos, nervios u órganos. Por supuesto, este modelo también puede usarse para la cirugía vaginal simulada usando tejido nativo.

El prolapso de órganos pélvicos se diagnostica clínicamente en la mitad de las mujeres que han tenido al menos un parto vaginal, pero subjetivamente, se molesta a la mitad de las mujeres en general 1 . El pilar de la terapia es la reconstrucción quirúrgica utilizando tejido nativo o materiales de implante, pero cada uno de estos métodos tiene sus limitaciones, incluyendo recurrencia o complicaciones locales 2 , 3 , 4 . El implante ideal aún no ha sido identificado; Por lo tanto, existe una demanda constante por la innovación de productos y por el desarrollo de una tubería adecuada para la experimentación preclínica antes de la introducción de nuevos productos y técnicas al mercado. Uno de los pasos en esta pista es la evaluación experimental en modelos animales adecuados 5 , 6 . Idealmente, deberían imitar los ambientes anatómicos, biomecánicos y biológicos. Cuando se trata de thY la evaluación experimental de nuevos implantes, se prueban típicamente primero en modelos más pequeños, ya sea para la biocompatibilidad o para la reconstrucción de defectos de la pared abdominal. Ese tipo de experimentos ha sido criticado, porque los implantes no se insertan en el área de interés ( es decir, la vagina) 7 . Los modelos de cirugía vaginal son más escasos, ciertamente cuando el objetivo del experimento es documentar las características biomecánicas de los explantes. Por esta razón, hubo un movimiento de conejos a ovejas 8 . Las ovejas adultas son modelos de animales grandes con una vagina de tamaño razonable y accesible. Pueden utilizarse para la evaluación intermedia de nuevos implantes, y es posible reproducir exposiciones vaginales con ciertos materiales 9 , 10 , 11 , 12 , 13 . No sólo las dimensiones y la anatomíaDe la vagina ovina y del suelo pélvico son comparables a los de los seres humanos, pero también la aparición espontánea de prolapso, que ocurre en el 15% de las ovejas. Los factores de riesgo de prolapso se superponen ( es decir, multiparidad, antecedentes previos de POP, aumento de la presión intraabdominal inducida por un mayor peso corporal o al pastoreo en colinas, y efectos comparables de (fito) estrógenos) 6 , 14 . En Europa, las ovejas son la única alternativa razonable, ya que la investigación sobre primates no humanos ha sido casi completamente prohibida. Aquí, el modelo se dio un paso más allá imitando la inserción transvaginal de implantes utilizando trocares y guías para la libre de tensión de colocación de mallas en el septo recto-vaginal. Esto fue seguido por la fijación del implante utilizando el anclaje con los brazos a través de los ligamentos de los músculos, lo que puede ser considerado equivalente a la práctica clínica [ 15 , 16] . Hasta ahora, esta técnicaNo ha sido estudiado, aunque muchos creen que pueden ocurrir complicaciones específicas debido al uso de estas tiras más largas y / oa la perforación de estructuras anatómicas. En un estudio anatómico detallado anterior, se comparó el suelo pélvico ovino con la pelvis femenina 17 . Cuando se trata de anclar el implante, las ovejas no tienen el ligamento sacrospinoso, pero tienen un ligamento sacrotuberoso muy bien desarrollado y amplio. El nervio pudendal corre ventral sobre él, lo que hace inseguro utilizar este hito como un punto de suspensión. Por el contrario, el músculo coccígeo y su fascia, así como la membrana obturadora, son accesibles a través del espacio rectovaginal. Aquí se propone el acceso y la posición de las estructuras anatómicas para la fijación de los brazos de anclaje. Se discuten los instrumentos que pueden usarse para posicionar la malla. Por último, la relación de los brazos o trocares con las estructuras anatómicas adyacentes, como los vasos y los nervios,Así como posibles complicaciones intraoperatorias, también se describen.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Animals:&#160;</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>parous female sheep (45 - 65 kg)</td>
			<td>Zo&#246;technical Institute of the KU Leuven</td>
			<td>NA</td>
			<td>experimetnal animal</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterile clothing:&#160;</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>sterile drape 45 x 75 cm</td>
			<td>Lohmann &#38; Rauscher, Regensdorf, Germany</td>
			<td>33002</td>
			<td>other material</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>sterile OR drape 150 x 180 cm</td>
			<td>Lohmann &#38; Rauscher, Regensdorf, Germany</td>
			<td>33009</td>
			<td>other material</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>sterile glowes 2x</td>
			<td>Lohmann &#38; Rauscher, Regensdorf, Germany</td>
			<td>16652</td>
			<td>other material</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>sterile surgical gown 2x</td>
			<td>Lohmann &#38; Rauscher, Regensdorf, Germany</td>
			<td>19342</td>
			<td>other material</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>surgical head cap 2x</td>
			<td>Lohmann &#38; Rauscher, Regensdorf, Germany</td>
			<td>17427</td>
			<td>other material</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>surgical face mask 2x</td>
			<td>Lohmann &#38; Rauscher, Regensdorf, Germany</td>
			<td>11983</td>
			<td>other material</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Other surgical material</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>implant</td>
			<td>FEG Textiltechnik GmbH, Aachen, Germany</td>
			<td>NA</td>
			<td>purposely designed implant</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>3/0 polypropylene suture</td>
			<td>Prolene, Ethicon, Diegem, Belgium</td>
			<td>8762H</td>
			<td>suture material</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>3/0 polygecaprone suture</td>
			<td>Vicryl, Ethicon</td>
			<td>J311H</td>
			<td>suture material</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>gauze swabs 10 x 10 cm 10x, 12-ply</td>
			<td>Lohmann &#38; Rauscher, Regensdorf, Germany</td>
			<td>11574</td>
			<td>other material</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>syringe 20 mL</td>
			<td>Becton Dickinsosn S.A., Madrid, Spain</td>
			<td>300613</td>
			<td>aqua-dissection</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>needle 16 gauge</td>
			<td>Terumo, Leuven, Belgium</td>
			<td>NN-2238R</td>
			<td>aqua-dissection</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical equipment:</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>blade no.22</td>
			<td>Fine science isntruments, Heidelberg, Germany</td>
			<td>10022-00</td>
			<td>surgical instruments</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Allis tissue forceps 1x</td>
			<td>Fine science isntruments, Heidelberg, Germany</td>
			<td>11091-15</td>
			<td>surgical instruments</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Standart pattern forceps 1x2 theeth 1x</td>
			<td>Fine science isntruments, Heidelberg, Germany</td>
			<td>11023-14</td>
			<td>surgical instruments</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Standart pattern forceps straight serrated 1x</td>
			<td>Fine science isntruments, Heidelberg, Germany</td>
			<td>11000-14</td>
			<td>surgical instruments</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scalpel handle 1x</td>
			<td>Fine science isntruments, Heidelberg, Germany</td>
			<td>10004-13</td>
			<td>surgical instruments</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Halstead-Mosquito forceps 2x</td>
			<td>Fine science isntruments, Heidelberg, Germany</td>
			<td>13008-12</td>
			<td>surgical instruments</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Standart pattern scissors 1x</td>
			<td>Fine science isntruments, Heidelberg, Germany</td>
			<td>14001-14</td>
			<td>surgical instruments</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Metzenbaum scissors 1x</td>
			<td>Fine science isntruments, Heidelberg, Germany</td>
			<td>14016-18</td>
			<td>surgical instruments</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Crile Wood needle holder 1x</td>
			<td>Fine science isntruments, Heidelberg, Germany</td>
			<td>12003-15</td>
			<td>surgical instruments</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Kell forceps 1x</td>
			<td>Fine science isntruments, Heidelberg, Germany</td>
			<td>13018-14</td>
			<td>surgical instruments</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Long Starr Self-Retaining Retractor with eight 5mm sharp stay hooks</td>
			<td>Cooper Surgical, Tumbull, USA</td>
			<td>3704</td>
			<td>surgical instruments</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heaney Simon Vaginal Retractor</td>
			<td>Medical supplies &#38; equipments co., Katy, Texas, USA</td>
			<td>403-129FSI</td>
			<td>surgical instruments</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Trocar (Insnare)</td>
			<td>Bard, West Sussex, United Kingdom</td>
			<td>NA</td>
			<td>any trocar on market for transvaginal mesh implantation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Medication:</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>amoxilicilline clavulanate 1000mg / 300 mL (Ampiciline)</td>
			<td>GSK, Wavre, Belgium</td>
			<td>NA</td>
			<td>antibiotics</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>buprenorfin 0.3 mg/mL + chlorocresol 1.35 mg/mL (Vetregesic)</td>
			<td>Ecuphar, Oostkamp, Belgium</td>
			<td>NA</td>
			<td>analgesia</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ketamin HCL 100mg/mL (Ketamine 1000)</td>
			<td>Ceva Sante Animale, Brussels, Belgium</td>
			<td>NA</td>
			<td>anesthesia</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>isoflurane (IsoFlo)</td>
			<td>Abbott Laboratories Ltd, Maidenhead, Berkshire, UK</td>
			<td>NA</td>
			<td>anesthesia</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>polyvidone iodium 7.5% (Braunol)</td>
			<td>B. Braun Medical, Machelen, Belgium</td>
			<td>NA</td>
			<td>local desinfection</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>saline solution 500ml</td>
			<td>B. Braun Medical, Machelen, Belgium</td>
			<td>NA</td>
			<td>aqua-dissection</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Xxylazine HCl , 1 mL/50 kg&#160;</td>
			<td>Vexylan, Ceva Sante Animale, Belgium</td>
			<td>NA</td>
			<td>premedication</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>atropine Sulfate 15 mg/ml (),</td>
			<td>Viatris, Belgium</td>
			<td>NA</td>
			<td>premedication</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

transvaginal mesh insertion in the ovine model

Este protocolo describe la inserción de malla en el tabique rectovaginal en ovejas utilizando una única técnica de incisión vaginal, con y sin la inserción guiada por trocar de los brazos de anclaje. La oveja parosa fue sometida a la disección del septo rectovaginal, seguida de la inserción de un implante con o sin cuatro brazos de anclaje, ambos diseñados para adaptarse a la anatomía ovina. Los brazos de anclaje se pusieron en su lugar utilizando un trócar y una técnica de &quot;fuera-en&quot;. Los brazos craneales se pasaron a través de los músculos obturador, gracilis y aductor magnus. Los brazos caudales se fijaron cerca del ligamento sacrotuberoso, a través de los músculos coccígeos. Esta técnica permite la imitación de procedimientos quirúrgicos realizados en mujeres que sufren de prolapso de órganos pélvicos. Los espacios y elementos anatómicos son fácilmente identificables. La parte más crítica del procedimiento es la inserción del trocar craneal, que puede penetrar fácilmente en la cavidad peritoneal o en los órganos pélvicos circundantes. EsteS puede evitarse mediante una disección retroperitoneal más extensa y guiando el trocar más lateralmente. Este enfoque está diseñado sólo para pruebas experimentales de nuevos implantes en modelos animales grandes, ya que la inserción guiada por trocar no se utiliza actualmente clínicamente.

Gestión en una configuración de observación más larga Después del procedimiento quirúrgico, el empaque vaginal (un paquete de gasa empapado en solución salina insertado en la vagina inmediatamente después de la cirugía) se puede insertar durante 24 horas para asegurar la posición del implante. Las ovejas deben ser colocadas en una jaula de recuperación y su función respiratoria seguida hasta su recuperación completa. Posteriormente, es posible colocar la oveja en el establo y permitirle moverse libremente y beber y comer ad libitum . El empaque vaginal, si está presente, debe retirarse 24 h después de la cirugía. Las ovejas deben recibir analgésicos (buprenorfin y clorocresol, 1 mL, im) durante al menos tres días postoperatorios. Durante la primera semana postoperatoria, el animal debe ser chequeado diariamente, y luego cada semana hasta el final del experimento. SurgFactibilidad técnica Durante el procedimiento, no hubo problemas con la inserción de la malla en ninguno de los animales. Casi no hubo sangrado durante la disección del septo rectovaginal y los espacios paravaginales. Fue posible identificar el aspecto medial del agujero obturador a través de la disección. Además, la inserción del trocar era directa, con una diferencia en la resistencia entre los músculos más flexibles y la fascia más resistente de los músculos individuales. Aunque la trayectoria inicial a través de los músculos fue menos controlada, la punta del trocar se palpó una vez en contacto con el músculo obturador. Los brazos dorsales se colocaron sin complicaciones ni obstáculos. Posicionamiento y resultados de la malla durante las disecciones posteriores Investigar el correcto posicionamiento deEl implante con los brazos de anclaje, que se consideró más difícil de lograr, se sacrificaron tres animales mediante una inyección intravenosa de 1,0 ml de una mezcla de embutramida-mebezonio-tetracaína hidrocloruro. Después de la eutanasia, el área quirúrgica fue cuidadosamente disecada para explorar la posición de la malla y el efecto de la inserción de los brazos de la malla a través de las estructuras anatómicas relevantes. La distancia más corta de los brazos ventrales desde la arteria obturadora y el nervio hasta el vaso interno pudendal se midió con una regla, y se investigó su relación con el arco tendinoso del elevador ani. Dorsalmente, el nervio pudendo y la arteria pudenda interna fueron identificados, y la distancia a ellos se midió con una regla. La hemorragia relevante no ocurrió en ninguna de las ovejas, ni hubo ninguna lesión nerviosa, intestinal o vesical intraoperatoria. En la primera oveja, el brazo craneal pasó a través del asp caudalEct del cul-de-sac, pero los intestinos permanecieron intactos. Esto se evitó en la oveja siguiente, guiando la punta del trocar más lateralmente lejos del callejón sin salida . Los otros pasajes del brazo fueron identificados en las estructuras anatómicas descritas anteriormente, lejos de los nervios y vasos pélvicos. Los brazos craneales pasaron a través del aspecto caudal del agujero obturador ( Figura 4 , panel A). El punto de entrada del trocar se encontraba al nivel del arco tendinoso del elevador ani, 2 - 2,5 cm caudal al canal obturador y los vasos obturadores y nervio ( Figura 4 , panel B). Una vez en el espacio paravaginal, el brazo se localizó 1 - 1,5 cm ventral a la arteria y vena pudenda y 1 cm lateral a la arteria vaginal. Los brazos caudales pasaron 1 cm caudal al aspecto caudal del amplio ligamento sacrotuberoso, a través del músculo coccígeo. En ese lugar, no hay grandes vasos o nervios en cualquier lugar cerca. El nervio pudendo se localizaN la superficie interna de la parte caudal del ligamento sacrotubero. La parte central de la malla se colocó plana, con su parte craneal que se extiende retroperitonealmente bajo el extremo caudal del callejón sin salida y su parte caudal a lo largo del tabique rectovaginal. No se produjeron perforaciones rectales ( Figura 4 , panel D). <img alt="Figura 4" src="/files/ftp_upload/55706/55706fig4.jpg" /> Figura 4. Disección anatómica en una hemisección pélvica . A: La pared lateral pélvica lateral después de la extracción del peritoneo parietal y el tejido graso retroperitoneal. El pubis (P) está en la parte superior de la figura y la vagina (V) se mueve medialmente para revelar el curso del brazo craneal (flecha completa). El brazo pasa a través del arco tendinoso del elevador ani. El pin verde corresponde a la posición del p internoUdendal vasos, el pin azul marca la arteria vaginal, y el pin amarillo se coloca en el elevador ani. B: La pared lateral pélvica lateral después de la extracción del brazo (recorrido marcado con una línea amarilla). El punto de entrada está situado en el aspecto caudal del agujero obturador (marcado con cuatro alfileres azules). El nervio obturador y los vasos (línea roja) pasan a través de su aspecto craneal. Los vasos vaginales y vaginales internos (línea verde y azul, respectivamente) son dorsales al brazo. También se indican el músculo obturador (OM) y el músculo elevador ani (LAM). C: El curso del brazo (flecha abierta) a través de los músculos mediales del muslo. El músculo gracilis se mueve medialmente para mostrar el curso del brazo a través del semitendinoso y del músculo aductor magno. D: La parte central del implante (flecha abierta) se coloca entre la vagina (V), el peritoneo parietal y el recto (R). <table fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page = &quot;siempre&quot;&gt; <tbody><tr><td></td><td rowspan="2"> Malla rectangular </td><td colspan="2"> Arm mesh </td></tr><tr><td></td><td> Cuerpo central </td><td> Brazos </td></tr><tr><td> Dimensiones (mm x mm) </td><td> 30 x 40 </td><td> 30 x 40 </td><td> 10 x 150 </td></tr><tr><td> Espesor (mm) </td><td> 0,54 </td><td> 0,54 </td><td> 0,7 </td></tr><tr><td> Peso (g / m 2) </td><td> 83 </td><td> 83 </td><td> 73 </td></tr><tr><td> Tamaño de poro (mm 2 ) </td><td> 2,5 x 2,5 </td><td> 2,5 x 2,5 </td><td> 1,0 x 1,4 </td></tr><tr><td> Rigidez (N / mm) </td><td> 0,3 </td><td> 0,3 </td><td> 14,7 </td></tr><tr><td> Índice anisotrópico60; </td><td> 1.3 </td><td> 1.3 </td><td> 7,5 </td></tr></tbody></table> Tabla 1: Propiedades del material seco. La tabla muestra las propiedades del material de la malla rectangular y la malla con los brazos de anclaje. La rigidez y el índice anisotrópico se obtuvieron de Maurer et al [ 18] .

Watch this Scientific Journal Video about Transvaginal Mesh Insertion in the Ovine Model at JoVE.com

Transvaginal Mesh Insertion in the Ovine Model

Este protocolo describe la implantación de malla en el septo rectovaginal ovino utilizando una única técnica de incisión vaginal, con y sin la inserción guiada por trocar de los brazos de anclaje.

Inserción de mallas transvaginales en el modelo ovino

This protocol describes mesh insertion into the rectovaginal septum in sheep using a single vaginal incision technique, with and without the trocar-guided ...

transvaginal-mesh-insertion-in-the-ovine-model

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Medicine

15.9K vistas.  Clinical Specialties Research Groups, Faculty of Medicine, KU Leuven.  Este protocolo describe la implantación de malla en el septo rectovaginal ovino utilizando una única técnica de incisión vaginal, con y sin la inserción guiada por trocar de los brazos de anclaje. 

Video: Transvaginal Mesh Insertion in the Ovine Model

The Monoiodoacetate Model of Osteoarthritis Pain in the Mouse

A major symptom of patients with osteoarthritis (OA) is pain that&#160;is triggered by peripheral as well as central changes within the pain pathways. The current treatments for OA pain such as NSAIDS or opiates are neither sufficiently effective nor devoid of detrimental side effects. Animal models of OA are being developed to improve our understanding of OA-related pain mechanisms and define novel pharmacological targets for therapy. Currently available models of OA in rodents include surgical and chemical interventions into one knee joint. The monoiodoacetate (MIA) model has become a standard for modelling joint disruption in OA in both rats and mice. The model, which is easier to perform in the rat, involves injection of MIA into a knee joint that induces rapid pain-like responses in the ipsilateral limb, the level of which can be controlled by injection of different doses. Intra-articular injection of MIA disrupts chondrocyte glycolysis by inhibiting glyceraldehyde-3-phosphatase dehydrogenase and results in chondrocyte death, neovascularization, subchondral bone necrosis and collapse, as well as inflammation. The morphological changes of the articular cartilage and bone disruption are reflective of some aspects of patient pathology. Along with joint damage, MIA injection induces referred mechanical sensitivity in the ipsilateral hind paw and weight bearing deficits that are measurable and quantifiable. These behavioral changes resemble some of the symptoms reported by the patient population, thereby validating the MIA injection in the knee as a useful and relevant pre-clinical model of OA pain.
The aim of this article is to describe the methodology of intra-articular injections of MIA and the behavioral recordings of the associated development of hypersensitivity with a mind to highlight the necessary steps to give consistent and reliable recordings.

Osteoarthritis (OA), or degenerative joint disease, is a debilitating condition associated with pain that remains only partially controlled by available analgesics. Animal models are being developed to improve our understanding of OA-related pain mechanisms. Here we describe the methodology for the monoiodoacetate model of OA pain in the mouse.

El Modelo Monoiodoacetate del dolor de la osteoartritis en el ratón

A major symptom of patients with osteoarthritis (OA) is pain that&#160;is triggered by peripheral as well as central changes within the pain pathways. The ...

Investigación

Medicina

Ovine Lumbar Intervertebral Disc Degeneration Model Utilizing a Lateral Retroperitoneal Drill Bit Injury

Intervertebral disc degeneration is a significant contributor to the development of back pain and the leading cause of disability worldwide. Numerous animal models of intervertebral disc degeneration have been developed. The ideal animal model should closely mimic the human intervertebral disc with regard to morphology, biomechanical properties and the absence of notochordal cells. The sheep lumbar intervertebral disc model fulfils these criteria. We present an ovine model of intervertebral disc degeneration utilizing a drill bit injury through a lateral retroperitoneal approach. The lateral approach significantly reduces the incision and potential morbidity associated with the traditional anterior approach to the ovine spine. Utilization of a drill-bit method of injury affords the ability to produce a consistent and reproducible injury, of precise dimensions, that initiates a consistent degree of intervertebral disc degeneration. The focal nature of the annular and nucleus pulposus defect more closely mimics the clinical condition of focal intervertebral disc herniation. Sheep recover rapidly following this procedure and are typically mobile and eating within the hour. Intervertebral disc degeneration ensues and sheep undergo necropsy and subsequent analysis at periods from eight weeks. We believe that the drill bit injury model of intervertebral disc degeneration offers advantages over more conventional annular injury models.

Intervertebral disc degeneration is a significant contributor to back pain and a leading cause of disability worldwide. Numerous animal models of intervertebral disc degeneration exist. We demonstrate an ovine model of intervertebral disc degeneration, utilizing a drill bit, which achieves a consistent disc injury and reproducible level of disc degeneration.

Modelo de Degeneración de Disco Intervertebral Lumbar Ovino Utilizando una Lesión Lateral Retroperitoneal Lateral

Intervertebral disc degeneration is a significant contributor to the development of back pain and the leading cause of disability worldwide. Numerous ...

In Vitro Assays to Assess Blood-brain Barrier Mesh-like Vessel Formation and Disruption

Blood-brain barrier (BBB) coverage plays a central role in the homeostasis of the central nervous system (CNS). The BBB is dynamically maintained by astrocytes, pericytes and brain endothelial cells (BECs). Here, we detail methods to assess BBB coverage using single cultures of immortalized human BECs, single cultures of primary mouse BECs, and a humanized triple culture model (BECs, astrocytes and pericytes) of the BBB. To highlight the applicability of the assays to disease states, we describe the effect of oligomeric amyloid-&#946; (oA&#946;), which is an important contributor to Alzheimer&#39;s disease (AD) progression, on BBB coverage. Further, we utilize the epidermal growth factor (EGF) to illuminate the drug screening potential of the techniques. Our results show that single and triple cultured BECs form meshwork-like structures under basal conditions, and that oA&#946; disrupts this cell meshwork formation and degenerates the preformed mesh structures, but EGF blocks this disruption. Thus, the techniques described are important for dissecting fundamental and disease-relevant processes that modulate BBB coverage.

In Vitro Assays to Assess Blood-brain Barrier Mesh-like Vessel Formation and Disruption

Maintaining blood-brain barrier coverage is key for the homeostasis of the central nervous system. This protocol describes in vitro techniques to delineate the fundamental and pathological processes that modulate blood-brain barrier coverage.

Ensayos in vitro para evaluar la formación y la interrupción de los vasos sanguíneos de barrera hematoencefálica

Blood-brain barrier (BBB) coverage plays a central role in the homeostasis of the central nervous system (CNS). The BBB is dynamically maintained by ...

Isometric Contractility Measurement of the Mouse Mesenteric Artery Using Wire Myography

The wire myograph technique is used to assess the contractility of vascular smooth muscles in response to depolarization, GPCR agonists/inhibitors and drugs. It is widely used in many studies on the physiological functions of vascular smooth muscle, the pathogenesis of vascular diseases such as hypertension, and the development of smooth muscle relaxant drugs. The mouse is a widely used model animal with a large pool of disease models and genetically modified strains. We introduced this method to measure the isometric contraction of mouse mesenteric artery in detail. A 1.4-mm segment of mouse mesenteric resistance artery was isolated and mounted on a myograph chamber by passing two steel wires through its lumen. After equilibration and normalization steps, the vessel segment was potentiated by a high-K+ solution twice prior to the contraction assay. As an example of the application of this method in drug development, we measured the relaxant effect of a novel natural substance, neoliensinine, isolated from a Chinese herb, embryos of the lotus seed (Nelumbo nucifera Gaertn.) on mouse mesenteric arteries. The vessel segments mounted on the myograph chamber were stimulated with a high-K+ solution. When the force tension reached a stable sustained phase, cumulative doses of neoliensinine were added to the chamber. We found that neoliensinine had a dose-dependent relaxant effect on smooth muscle contraction, thus suggesting that it bears potential activity against hypertension. In addition, as the vessel segment can survive at least 4 hours after mounting and maintain contractility induced by the high-K+ solution for many times, we suggest that the wire myograph system may be used for the time-consuming process of drug screening.

The wire myograph technique is used to investigate vascular smooth muscle functions and screen new drugs. We report a detailed protocol for measuring the isometric contractility of the mouse mesenteric artery and for screening new relaxants of vascular smooth muscle.

Medición de la contractilidad isométrica de la arteria mesentérica de ratón con cable miografía

The wire myograph technique is used to assess the contractility of vascular smooth muscles in response to depolarization, GPCR agonists/inhibitors and ...

Laparoscopic Repair of Para-Esophageal Hernia Using Absorbable Biosynthetic Mesh

Para-esophageal hernia repairs are challenging procedures and there is no consensus on the optimal approach to repair. Mesh reinforcement has been associated with lesser hernia recurrence when compared to the primary suture repair. The type of mesh that is most appropriate is still debatable. Synthetic and biosynthetic materials have been studied in the literature. It is well documented that a synthetic mesh is associated with esophageal erosion and migration into the stomach. Though there are limited long-term data on biosynthetic mesh, the short-term results are excellent and promising.
This paper illustrates how a biosynthetic prosthesis can be safely used with fibrin glue fixation and anterior Dor fundoplication to repair any para-esophageal defect. The absorbable biosynthetic mesh has been shown to produce good long-term patient satisfaction outcomes and low recurrence rates compared to conventional methods including repair with synthetic mesh. This technique also avoids the risk of esophageal erosion whilst strengthening the repair. Tacks that are still widely used to secure the mesh can be abandoned due to the associated risk of developing cardiac tamponade, or other disastrous consequences. This repair method, also, highlights how the prosthesis can be fashioned into a V-shape and easily placed in an onlay fashion behind the esophagus. The protocol demonstrates an alternative and safer method for mesh fixation using fibrin glue.

Presented here is a protocol of para-esophageal hernia repair. Use of absorbable biosynthetic mesh avoids the risk of erosion through the esophagus whilst reinforcing the repair. Glue fixation is preferred to avoid the risk of trauma such as bleeding or cardiac tamponade, which are associated with stitches or tacks.

Reparación laparoscópica de la hernia paraesofágica utilizando malla biosintética absorbible

Para-esophageal hernia repairs are challenging procedures and there is no consensus on the optimal approach to repair. Mesh reinforcement has been ...

The Lower Body Positive Pressure Treadmill for Knee Osteoarthritis Rehabilitation

Here, based on a clinician&rsquo;s point-of-view, we propose a two-model lower body positive pressure (LBPP) protocol (walking and squatting models) in addition to a clinical, functional assessment methodology, including details for further encouragement of the development of non-drug surgical intervention strategies in knee osteoarthritis patients. However, we only present the effect of LBPP training in improvement of pain and knee function in one patient through three-dimensional gait analysis. The exact, long-term effects of this approach should be explored in future studies.

Here, based on a clinician&#8217;s point-of-view, we propose a two-model lower body positive pressure (LBPP) protocol (walking and squatting models) in addition to a clinical, functional assessment methodology, including details for further encouragement of the development of non-drug surgical intervention strategies in knee osteoarthritis patients. However, we only present the effect of LBPP training in improvement of pain and knee function in one patient through three-dimensional gait analysis. The exact, long-term effects of this approach should be explored in future studies.

La cinta de correr de presión positiva del cuerpo inferior para la rehabilitación de la osteoartritis de rodilla

Here, based on a clinician&rsquo;s point-of-view, we propose a two-model lower body positive pressure (LBPP) protocol (walking and squatting models) in ...

Intravitreal Injections in the Ovine Eye

There are several methods for the delivery of therapeutic agents to the retina, including intravitreal (IVT), subretinal, suprachoroidal, periocular, or topical administration. IVT drug delivery involves an injection into the vitreous humor of the eye, a gelatinous substance that fills the posterior chamber of the eye and maintains the shape of the eye globe. Although the IVT route is less specifically targeted than subretinal delivery, it is much less invasive and is widely used in clinical settings for a range of ocular diseases. 
We previously demonstrated the efficacy of intravitreal delivery of an adeno-associated virus (AAV)-mediated gene therapy product (AAV9.CLN5) in sheep with a naturally occurring CLN5 form of neuronal ceroid lipofuscinosis (NCL). Affected sheep received IVT gene therapy in one eye, with the other untreated eye serving as an internal control. Retinal structure and function were maintained in the treated eye up to 15 months after treatment, while the untreated eye displayed progressively declining function and severe atrophy during postmortem examination. Based on the sheep studies, the CLN5 gene therapy product was cleared as a candidate investigational new drug (IND) by the United States Food and Drug Administration in September 2021. This paper details the surgical protocol for IVT delivery of a therapeutic viral vector to the ovine eye.

Intravitreal injections were performed in the sheep eye with the aim of delivering viral-mediated gene therapy to the retina.

Inyecciones intravítreas en el ojo ovino

There are several methods for the delivery of therapeutic agents to the retina, including intravitreal (IVT), subretinal, suprachoroidal, periocular, or ...

Laparoscopic Non-Mesh Cerclage Pectopexy for Pelvic Organ Prolapse

Pelvic organ prolapse (POP) is widespread among the female population and significantly impairs the patient's quality of life. It is important to restore apical support for treating POP. Sacrocolpopexy and pectopexy are indicated for apical prolapse. Using a synthetic mesh in these techniques increases success by enhancing apical support. However, the implantation of synthetic mesh is associated with mesh-related complications. In addition, the exorbitant cost of synthetic mesh and lack of universal access limit the popularity of these procedures. The current study develops a unique technique known as laparoscopic non-mesh cerclage pectopexy (LNMCP), in which permanent cervical cerclage sutures are embedded in the round ligament until the iliopectineal ligament. The iliopectineal ligament was sutured, resulting in a firm cervical suspension. The procedure was successfully performed in 16 cases in the hospital. The surgical duration was 67.8 min &plusmn; 15.5 min, and the blood loss was 73.1 mL &plusmn; 51.1 mL. No procedural complications were seen. LNMCP is associated with an objective success rate of 100% and a subjective success rate of 93.8%. LNMCP for patients with apical prolapse obviates the need for a mesh, thereby avoiding complications associated with mesh erosion and reducing medical costs. In addition, it is easy to perform even in resource-poor areas without access to synthetic mesh.

The present pilot study describes the development of laparoscopic non-mesh cerclage pectopexy to treat pelvic organ prolapse. The procedure can be used to prevent any complications associated with the use of mesh.

Pectopexia laparoscópica de cerclaje sin malla para el prolapso de órganos pélvicos

Pelvic organ prolapse (POP) is widespread among the female population and significantly impairs the patient's quality of life. It is important to restore ...

Neuronavigation and Laparoscopy Guided Ventriculoperitoneal Shunt Insertion for the Treatment of Hydrocephalus

Hydrocephalus is a common adult neurosurgical condition typically requiring treatment with a cerebrospinal fluid (CSF) shunt, of which the ventriculoperitoneal (VP) shunt is the most common type. Unfortunately, the failure rates of VP shunts are alarmingly high, with up to 50% of patients requiring revision surgery within 2 years. VP shunt failure may occur due to infection, or catheter mispositioning, migration, and occlusion. We undertook a joint neurosurgery and general surgery collaboration in a 7-year prospective non-randomized consecutive quality improvement cohort study to reduce the rates of ventriculoperitoneal (VP) shunt failures in 224 adult patients at a tertiary care institution. The initiative combined the use of electromagnetic stereotactic neuronavigation to guide the placement of the proximal catheter and laparoscopy to place the distal catheter under direct visualization. With laparoscopic assistance, the distal catheter was anchored through a small hole created in the falciform ligament and placed into the right retrohepatic space, free from the omentum, adhesions, or bowel that might obstruct the catheter tip. The surgeries were performed using a shunt infection prevention protocol to reduce the risk of shunt infections. Here, we present an intraoperative video of the surgical procedure. Compliance with shunt infection reduction strategies and the combined utilization of neuronavigation and laparoscopy techniques in adult VP shunt surgery resulted in a 44% reduction in the risk of overall shunt failure. The significant positive impact with regard to shunt-failure-free patient outcomes among patients who underwent VP shunt surgery using this strategy underscores the value associated with the use of these modern intraoperative techniques and cross-specialty collaboration during VP shunt surgery.

Patient outcomes of ventriculoperitoneal (VP) shunt surgery, the mainstay treatment for hydrocephalus in adults, are poor due to high shunt failure rates. We present intraoperative footage of VP shunt insertion using neuronavigation and laparoscopy guidance, with the goal to reduce the risks of proximal and distal shunt catheter failures, respectively.

Inserción de una derivación ventriculoperitoneal guiada por neuronavegación y laparoscopia para el tratamiento de la hidrocefalia

Hydrocephalus is a common adult neurosurgical condition typically requiring treatment with a cerebrospinal fluid (CSF) shunt, of which the ...

Application of a New Mesh Fixation Method in Laparoscopic Incisional Hernia Repair

Laparoscopic incisional hernia repair using intraperitoneal onlay mesh (IPOM) is one of the most widely used minimally invasive methods for repairing incisional hernias. The laparoscopic IPOM involves implanting the mesh into the abdominal cavity through laparoscopy to repair an abdominal wall hernia. In the IPOM surgery, after the closure of the hernia ring, an anti-adhesion mesh is placed laparoscopically. The correct placement of this mesh is critical to the success of the method, and surgical skills are required to achieve perfect placement. If the mesh placement is not mastered properly, the operation and anesthesia time will be prolonged. In addition, improper placement of the mesh can lead to serious consequences, such as intestinal obstruction and mesh infection. A "contraposition and alignment" mesh fixation method is described in this study, which involves pre-marking the fixation position of the mesh to reduce the difficulty of mesh placement. A properly placed mesh is completely flat on the peritoneum, the edges are not curled or wrapped, and the mesh is adhered firmly such that there is no displacement after removing the pneumoperitoneum pressure. The "contraposition and alignment" mesh fixation technique offers the advantages of reliable placement of the mesh and fewer complications than other techniques, and it is easy to learn and master. It also allows for positioning the nail gun in advance based on the anatomy of the incisional hernia. This enables the use of the minimum number of nails possible while still ensuring good fixation, which can reduce the occurrence of complications and reduce the cost of surgery. Thus, the mesh fixation method described here is highly suitable for clinical applications based on the aforementioned advantages.

Presented here is a method for improving the mesh placement in laparoscopic incisional hernia repair, which can shorten the time required for mesh fixation and reduce the occurrence of postoperative chronic pain.

Aplicación de un nuevo método de fijación de malla en la reparación laparoscópica de hernia incisional

Laparoscopic incisional hernia repair using intraperitoneal onlay mesh (IPOM) is one of the most widely used minimally invasive methods for repairing ...