Este protocolo ha sido desarrollado en colaboración con los miembros anteriores del McGinnis Lab, Kim A. Maza y José C. Pearson. Damos las gracias a los constantes esfuerzos realizados por el Bloomington Drosophila Stock Center por su trabajo de organizar y distribuir las reservas de valor. Este trabajo fue apoyado por la financiación de los Institutos Nacionales de Salud (R01 GM077197 y K12 GM68524) y la familia de Herbert Stern. MTJ es compatible actualmente con número de concesión 5G12RR003060-26 del Centro Nacional de Recursos para investigación y número de subvención 8G12MD7603-27 del Instituto Nacional de Salud para Minorías y Disparidades de Salud. El contenido es de exclusiva responsabilidad de sus autores y no representa necesariamente las opiniones oficiales del Instituto Nacional de Salud para Minorías y Disparidades en Salud o de los Institutos Nacionales de Salud.

El protocolo de la herida embrionario de Drosophila se puede resumir en cinco pasos: (1) Colección de Embriones, (2) Preparación de Embriones (3) Embryo hiriente, (4) La microinyección de embriones, y (5) Fijación de Embriones. 1. Embrión Collection <ol><li> Recoger las moscas adultas, 2-3 días después de eclosing, añadir 50 hembras y 25 machos de una jaula de recogida de embriones. </li><li> Coloque un agar jugo de manzana fresca, más la placa de levadura cada mañana durante 3 días. Notas: Para la recolección óptima de embriones, ciclo de las moscas en un horario diurno de 12 horas en una incubadora a 25 ° C (05:00 luminosos &quot;en&quot; y 17:00 las luces &quot;OFF&quot;); moscas hembras responden a los cambios en el ciclo de luz y depositará una mayor cantidad de huevos durante un interruptor de las luces de &quot;ON&quot; a las luces &quot;OFF&quot; 10,11. </li><li> En la tarde del Día-3, coloque un jugo de manzana fresca, más placa de agar de levadura en la jaula y recoger los embriones durante 2 horas. Coloque una nueva placa de la levadura en la jaula y guardar el2 plato de la colecta hr. </li><li> Guarde la placa de recogida para una 14 horas adicionales a 25 ° C para envejecer los embriones. Notas: La curación de heridas se puede ensayar en cualquier momento durante el desarrollo de Drosophila, los reporteros de la transcripción inducida por la herida que se describen en este documento tienen una actividad óptima entre las etapas 12 15 al 16. A finales de la etapa 17, el embrión es demasiado viejo para perforar fácilmente la cutícula maduración y activar de manera eficiente a los reporteros de la herida o detectar la transcripción inducida por lesión. Para permitir que el tiempo de recogida y el tiempo de las heridas que se produzcan durante las horas pico de laboratorio, seguimos un horario de recogida de embriones durante 2 horas (16:00-18:00), el intercambio de la placa de colección con una nueva placa a las 18:00, la edad la placa de recogida a 25 ° C durante 14 horas (durante la noche), y terminó los embriones a las 08:00 (día siguiente). </li></ol> 2. Preparación de embriones Notas: Este protocolo incluye el uso de muchas herramientas y objetos que son agudas o hechos de gmuchacha. Maneje todos los objetos punzantes y objetos de vidrio con cuidado para evitar lesiones personales. <ol><li> Retire con cuidado los embriones a partir de placas de recolección con un pincel añadiendo 2.3 ml de agua a la placa y el remolino. Transferencia de agua y embriones de la placa de malla de nylon y tubo de recogida. </li><li> Añadir 4-5 ml de lejía a la tapa de una placa de placa de Petri de plástico y empapar el extremo de malla de cubierta del tubo de recogida que contiene los embriones en lejía durante 2 min; que elimina la cáscara de huevo exterior del embrión. Gire manualmente el tubo de extracción de un par de veces para evitar que los embriones se agrupen en el blanqueo. Enjuague los embriones con 10x de agua y seque el tubo de recogida de cubiertas de malla que contiene los embriones dechorionated sobre una toalla de papel. </li><li> Utilice una aguja de disección para transferir ~ 50 embriones a partir de malla de nylon a una placa de agar. Añadimos colorante verde a la placa de agar para añadir contraste y la ayuda en la alineación del embrión. Bajo un microscopio de disección, hacer dos filas paralelas de ~ 25 embriones, alineando la embryOS en la diapositiva para que puedan estar en ángulo recto con respecto a la aguja de punción en el aparato de microinyección. Deja un poco de espacio (aproximadamente 1 longitud del embrión) entre los embriones con fines de intercambio de gases. Las dos filas paralelas deberían ser de aproximadamente 5 mm. </li><li> Coloque una diapositiva con cinta adhesiva doble en la parte superior de los embriones alineados y presione con cuidado el portaobjetos para transferir los embriones de la placa de color verde a la diapositiva. Luego de aire secar los embriones ~ 25 min para reducir la presión interna en el embrión y evitar una explosión cuando la herida. </li><li> Ponga 2-3 gotas de aceite de mezcla de halocarbonos en los embriones para evitar una mayor deshidratación. </li></ol> 3. Embrión Herir <ol><li> Colocar el portaobjetos del embrión en la platina del microscopio de la inyección. Encuentra los embriones en el campo de visión y la práctica de mover la platina del microscopio invertido. Notas: Antes de trabajar con la aguja, se centran en el plano medio de embrión a lo largo del eje dorsoventral. Para permitir la herida eficiente de laembriones alineados, comienzan hiriendo a la fila más cercana al aparato de aguja. Mover la etapa de llevar la parte superior de la fila de embriones alineados en el campo de visión. </li><li> Coloque con cuidado y asegurarse una aguja tirado en el soporte de la aguja. Utilice el micromanipulador para mover la aguja hacia abajo, hacia la diapositiva. Alinear la aguja con el embrión, en mismo plano focal. Una vez que la aguja está en el enfoque con el embrión, no mueva la aguja con el micromanipulador. </li><li> Mueva la platina para perforar el embrión hasta la médula, a continuación, pasar a la siguiente embrión en la fila. Cuando termine hiriendo a la primera fila, utilice el micromanipulador para mover la aguja completamente hacia arriba y fuera de los escenarios antes de mover la diapositiva; girar manualmente la corredera 180 ° y terminó la segunda fila. </li><li> Guarde los embriones menores de aceite de halocarbono a temperatura ambiente y proceder a la fijación de embriones si haciendo hibridación in situ o tinción de anticuerpos (véase el paso Procedimiento 5). Alternativamente, almacenar los embriones de 4-6 horasbajo aceite de halocarbonos y proceder con visualización fluorescente reportero transcripcional de la herida (resultados representativos). Notas: Para la visualización de la reportero fluorescente, que anestesian los embriones utilizando 50% de 1-fenoxi-2-propanol 13. Los embriones se retiran de la aceite de halocarbono y se colocan en una nueva diapositiva. Ponemos cuentas de vidrio alrededor de los embriones, añadimos unas gotas de anestésico, y colocamos un cubreobjetos sobre los embriones. </li></ol> 4. Microinyección de embriones Notas: El aparato de microinyección que usamos en el protocolo no está automatizado para entregar volumen específico durante el ensayo. Añadimos un colorante a la solución para visualizar la microinyección y tratar de normalizar el volumen entregado. Si se inyecta demasiada solución en el embrión, la membrana vitelina estallará. <ol><li> Aguja de carga de la parte trasera con 1 l de solución química más tinte (por ejemplo, 0,6 MH 2 O 2). Permitir capilaracción para dibujar la solución química a la punta de la aguja. </li><li> Para romper una aguja, coloque una hoja de la cubierta a un ángulo en un portaobjetos y cubrir el borde con la mezcla de aceite de hidrocarburo halogenado. Llevar la aguja montada en el foco con el borde de la hoja de la cubierta inclinada y suavemente mover borde hoja de la cubierta a través de la punta de la aguja hasta que se rompa. Aplique presión sobre el aparato de microinyección y comprobar que la solución química más medio de contraste fluye a la aguja. </li><li> Coloque la diapositiva que contiene los embriones alineados en la platina del microscopio. Proceder para enfocar el embrión y la aguja en el mismo plano. Simultáneamente perforar y solución química microinyectar además de teñir en cada embrión. Notas: agujas obstruidos producen con frecuencia; romper una aguja nueva para evitar la microinyección incompleta. Una punta de la aguja roma no hiere tan limpiamente como una punta de la aguja en ángulo. Ajuste del cubreobjetos a un no-ángulo de 90 ° durante la rotura es óptimo para producir una punta de la aguja en ángulo. </li></ol> 5. Fi Formaldehídojación Notas: Los productos químicos utilizados en esta fijación Drosophila son perjudiciales. Use el equipo de protección personal (por ejemplo, guantes, bata de laboratorio y gafas de seguridad) al manipular los productos químicos. Siga las pautas institucionales individuales para la eliminación de productos químicos regulados. <ol><li> Después de herir, esperar 15, 30, 60, o más minutos para la activación transcripcional de los genes inducidos por la herida que se produzca. Para eliminar los embriones a partir de diapositivas de inyección, escurrir con cuidado la mezcla de aceite de halocarbonos de las diapositivas, la diapositiva apoyarse contra un estante y borra el extremo con un Kimwipe. </li><li> Utilice una pipeta de vidrio para enjuagar heptano sobre el portaobjetos y lávelo el líquido de enjuague en una placa de Petri de vidrio. Heptano se disolverá la cinta y liberar los embriones. Continuar enjuagando hasta que todos los embriones se retiran de la diapositiva. Pase a la siguiente diapositiva, hasta que todos los embriones se extraen a partir de diapositivas. </li><li> Transferir el heptano plus solución embrión desde el plato de cristal en una ciencia 20 mlvial ntillation. Agitar el vial durante 2-3 minutos, retire el heptano y añadir 5 ml de heptano fresco. </li><li> Añadir 5 ml de solución fresca, fijación (véase la lista de reactivos para la receta). Se tapa el vial y se unen a un agitador de plataforma orbital. Agitar el vial que contiene los embriones durante 25 minutos a 220-230 rpm. </li><li> Después de agitar, dejar que las burbujas en el pop interfaz. Retire completamente la fase inferior, acuosa con una pipeta, evitando tirar los embriones. La capa inferior consiste en la solución de fijación y que deberá eliminarse adecuadamente. </li><li> Añadir 5 ml de metanol, tapar el frasco y agitar con fuerza a mano durante 20-30 segundos, remolino y colocarlo en su lugar. Heridos embriones permanecerán en la interfase y no hundirse hasta el fondo. Notas: Después de la fijación de la membrana vitelina de un embrión no herida normalmente ráfaga durante la etapa de deshidratación con metanol. Sin embargo, la membrana vitelina en un embrión de herida ya está rota y la etapa de deshidratación no se eliminará el memb vitelinarane. Se requiere mano-devitellinzation para completar el protocolo de fijación. </li><li> Retire con cuidado y la capa de heptano superior a continuación, añadir 5 ml de metanol fresco. Agitar el vial y los embriones deben hundirse. </li><li> Retire la solución de metanol más embrión con una pipeta de transferencia de vidrio y recoger en un tubo de recogida de malla de nylon en un plato de cristal. </li><li> Retire el metanol y enjuague los embriones con solución PBS 1x. </li><li> La transferencia de los embriones de la malla de nylon a una placa de jugo de manzana. Extender los embriones a cabo a lo largo de la superficie de la placa. </li><li> La transferencia de los embriones a un portaobjetos de vidrio cinta adhesiva doble. Cubra los embriones con 1x PBS. Notas: Los embriones tienden a agruparse debido a la membrana vitelina. El uso de un lugar de jugo de manzana permite la separación rápida de los embriones amontonados. Los embriones deben ser retirados de la placa y se transfieren a un portaobjetos de vidrio cinta adhesiva doble porque los embriones se hunden en la placa de agar cuando se aplica fuerza para quitar el embrión a partir de lamembrana vitelina. </li><li> Empuje con cuidado los embriones con una aguja de disección para &quot;pop&quot; de la membrana vitelina. El embrión debe hundirse en el PBS. </li><li> Usar una pipeta de vidrio para transferir el PBS 1x además de los embriones a un tubo de 1,5 ml. Enjuague los embriones con 1x PBS y se almacena a 4 ° C. Proceder a deshidratar los embriones utilizando un etanol: la serie de PBS y continuar con la hibridación in situ o protocolo immunolocalization 14. </li></ol>

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No hay conflictos de interés declarado.

Una respuesta reguladora de la transcripción inmediata a las señales externas permite a las células para coordinar una respuesta localizada a estímulos extracelulares, que puede incluir el estrés, daños, o infección. El control inadecuado de una respuesta localizada puede tener efectos dañinos en las células vecinas, así como una pérdida de recursos para reparar la lesión. El embrión de Drosophila es un excelente sistema para realizar experimentos básicos de cicatrización de heridas en una de mantener, fácil organismo modelo barato y. El potencial para la colaboración entre la investigación en otros organismos modelo y Drosophila ofrece una oportunidad única para explorar las muchas cuestiones biológicas. Una técnica adicional de los reporteros de la herida es la combinación genética de mutantes antecedentes, proporcionar un método eficiente para probar la contribución de nuevos genes a la activación de la vía de respuesta epidérmica de la herida. Tenemos transcripcionales epidérmicas herida inducida available tanto en la 2 ª y 3 ª cromosomas 5. En este estudio utilizamos UAS GAL4 y sistemas de sobreexpresión 16. En los estudios con alelos mutantes letales determinamos los antecedentes genéticos usando un cromosoma equilibrador fluorescente, por ejemplo Kruppel-GFP 17. Hemos analizado la localización reportera herida en varias bases genéticas (Tabla 1). Una posible modificación de la técnica es combinar la microinyección y heridas. La microinyección se puede utilizar para introducir una solución química en el embrión. Varios compuestos químicos se han probado y se encontró que regular la actividad de los reporteros de la herida epidérmica 9. Este método de la herida y la microinyección simultánea puede ser útil para aumentar el número de células en el embrión de Drosophila que responde una señal de la herida y se puede utilizar directamente para controlar los cambios de expresión génica después de la herida 18. Una aplicación en el futuro de la técnica de microinyección será probar nuevos productos químicos para la regulación de la respuesta epidérmica de la herida. Drosophila como sistema modelo para estudios genéticos ofrece una amplia gama de protocolos sencillos para abordar eficazmente las cuestiones complejas. Los recientes informes sobre la viabilidad de las técnicas de Drosophila destaca el uso de la migración hemocyte 19 y la infección avispa parásita 20 como medio para ampliar aún más el impacto de la comunidad de investigación de Drosophila. Además de los estudios de la reparación de heridas, Drosophila proporciona un modelo clásico para la regeneración con el sistema de disco imaginal 21,22. Los avances en los estudios combinados de regeneración del disco imaginal y heridas de punción / microinyección ofrece un excelente sistema para descubrir los componentes bien conservados de la reparación de tejidos.

La manipulación de embriones de Drosophila utilizando una técnica de microinyección es un ensayo bien establecido-1. La importancia del método reportero respuesta epidérmica herida es combinar el protocolo para la punción / microinyección con reporteros fluorescentes y visualizar una respuesta in vivo a la lesión epidérmica en embriones de Drosophila. El objetivo de este método es permitir un conjunto más amplio de los científicos a utilizar Drosophila como herramienta para investigar los procesos que regulan la respuesta transcripcional a la lesión de punción epidérmica. La epidermis de una sola capa en Drosophila proporciona un sistema sencillo para estudiar la respuesta epidérmica de la herida después de haberse pinchado 2. El embrión de Drosophila es un sistema de modelo sólido para diseccionar genéticamente las etapas de la reparación de heridas, incluyendo la respuesta de la herida, la inflamación, y la reepitelización 3. Esto es en parte debido a que muchos o la mayoría cigóticos mutantes sobreviven hasta el final de embryogeneses y desarrollar barreras epidérmicas, incluso cuando los patrones de desarrollo va profundamente mal. Caracterización anterior de un factor de transcripción de cabeza Granulado bien conservada (GRH), identificaron que los genes Grh objetivo Dopa descarboxilasa (DDC) y la tirosina hidroxilasa (PLE) son transcripcionalmente activados alrededor de los sitios de lesión 4. Drosophila como organismo modelo para la respuesta de la herida proporciona una línea complementaria de la investigación para avanzar en los estudios de cicatrización de las heridas de mamíferos 5. Estudios posteriores han identificado genes adicionales herida inducida Drosophila y desarrolló una &quot;caja de herramientas&quot; de muchos periodistas de la herida fluorescentes para monitorizar la respuesta in vivo herida epidérmica a limpiar hiriendo a 6. Informes recientes sobre la regulación de la cicatrización de heridas Drosophila se han centrado en el fenotipo de cierre de la herida, lo que permite el descubrimiento de muchas vías que regulan la migración celular 7,8. Con el análisis de lalos reporteros de la herida fluorescentes, nuestros estudios han identificado un nuevo conjunto de genes necesarios para la expresión localizada de la epidermis genes inducible por lesión 9. Uno de los méritos del método reportera herida respuesta es que los resultados proporcionan una visión más clara en un mecanismo de cómo las señales son transducidas desde el lugar de la lesión a las células vecinas. Sin embargo, una de las desventajas del método reportera herida respuesta es que los resultados no se vinculan directamente a fenotipos en la curación o la reparación de heridas. Utilización más amplia del protocolo punción herida limpia en pantallas genéticas y químicas permitirá nuevos reguladores de la respuesta transcripcional a epidérmica hiriendo a identificarse y además la traducción de cicatrización de heridas descubrimientos en modelos de mamíferos de los tratamientos de lesiones.

<table><tbody><tr><td>yeast</td><td>Sigma Aldrich</td><td>51475</td><td></td></tr><tr><td>apple juice</td><td>Generic</td><td></td><td></td></tr><tr><td>agar</td><td>Fisher Scientific</td><td>50-824-297</td><td></td></tr><tr><td>bleach</td><td>Generic</td><td></td><td></td></tr><tr><td>halocarbon oil, 700 W</td><td>Sigma Aldrich</td><td>H8898</td><td></td></tr><tr><td>halocarbon oil, 27 W</td><td>Sigma Aldrich</td><td>H8773</td><td></td></tr><tr><td>1-phenoxy-2-propanol</td><td>Sigma Aldrich</td><td>484423</td><td></td></tr><tr><td>hydrogen peroxide</td><td>Fisher Scientific</td><td>H324</td><td></td></tr><tr><td>methyl-&amp;beta;-cyclodextrin</td><td>Sigma Aldrich</td><td>C4555</td><td></td></tr><tr><td>toluidine blue</td><td>Sigma Aldrich</td><td>89640</td><td></td></tr><tr><td>formaldehyde, 16%</td><td>Polysciences, Inc</td><td>18814-20</td><td>toxic chemical</td></tr><tr><td>heptane</td><td>Fisher Scientific</td><td>H360-1</td><td>toxic chemical</td></tr><tr><td>methanol</td><td>Fisher Scientific</td><td>A412-1</td><td>toxic chemical</td></tr><tr><td>10x PBS</td><td>Fisher Scientific</td><td>50-899-90013</td><td></td></tr><tr><td>0.5 M EGTA</td><td>Fisher Scientific</td><td>50-255-956</td><td></td></tr><tr><td>RNase free H&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;O</td><td>Fisher Scientific</td><td>BP2819-100</td><td></td></tr><tr><td>&lt;em&gt;Drosophila &lt;/em&gt;incubator</td><td>Genessee Scientific</td><td>59-197</td><td></td></tr><tr><td>fly cage</td><td>Genessee Scientific</td><td>59-100</td><td></td></tr><tr><td>embryo collection tube</td><td>Genessee Scientific</td><td>46-101</td><td></td></tr><tr><td>plastic Petri dish</td><td>Fisher Scientific</td><td>50-202-037</td><td></td></tr><tr><td>double-stick tape</td><td>Generic</td><td></td><td></td></tr><tr><td>paintbrush</td><td>Generic</td><td></td><td></td></tr><tr><td>dissection needle</td><td>Fisher Scientific</td><td>08-965A</td><td>sharp object</td></tr><tr><td>glass cover slip</td><td>Thermo Scientific</td><td>3306</td><td>sharp object</td></tr><tr><td>microscope slide</td><td>Thermo Scientific</td><td>4445</td><td>sharp object</td></tr><tr><td>dissecting microscope</td><td>Carl Zeiss</td><td>Stemi-2000</td><td></td></tr><tr><td>capillary needle</td><td>FHC</td><td>30-30-1</td><td>sharp object</td></tr><tr><td>needle puller</td><td>Narishige</td><td>PC10</td><td></td></tr><tr><td>microinjection needle holder</td><td>Narishige</td><td>MINJ4</td><td></td></tr><tr><td>micromanipulator</td><td>Narishige</td><td>MN151</td><td></td></tr><tr><td>inverted microscope</td><td>Carl Zeiss</td><td>Primo-Vert</td><td></td></tr><tr><td>glass Petri dish</td><td>Fisher Scientific</td><td>08-747A</td><td>sharp object</td></tr><tr><td>glass Pasteur pipette</td><td>Fisher Scientific</td><td>22-063-172</td><td>sharp object</td></tr><tr><td>transfer bulb</td><td>Fisher Scientific</td><td>03-448-25</td><td></td></tr><tr><td>Kimwipe</td><td>Fisher Scientific</td><td>06-666A</td><td></td></tr><tr><td>scintillation vial</td><td>Fisher Scientific</td><td>03-337-7</td><td>sharp object</td></tr><tr><td>orbital shaker</td><td>Fisher Scientific</td><td>14-259-260</td><td></td></tr><tr><td>1.5 ml tube</td><td>Fisher Scientific</td><td>05-408-129</td><td></td></tr><tr><td>laser scanning confocal</td><td>Leica</td><td>SP2</td><td></td></tr><tr><td>fixation solution</td><td>(5 ml)</td><td></td><td></td></tr><tr><td>16% formaldehyde</td><td>2.5 ml</td><td></td><td>toxic chemical</td></tr><tr><td>10x PBS</td><td>0.5 ml</td><td></td><td></td></tr><tr><td>0.5 M EGTA</td><td>0.5 ml</td><td></td><td></td></tr><tr><td>RNase free H&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;O</td><td>1.5 ml</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Halocarbon oil mix</td><td>(10 ml)</td><td></td><td></td></tr><tr><td>halocarbon oil, 700 W</td><td>5 ml</td><td></td><td></td></tr><tr><td>halocarbon oil, 27 W</td><td>5 ml</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

microinjection wound assay and in vivo localization of epidermal wound response reporters in drosophila embryos.

El embrión de Drosophila se desarrolla una capa epidérmica robusta que sirve tanto para proteger las células internas de un entorno externo duro, así como para mantener la homeostasis celular. Lesión de la punción con agujas de vidrio proporciona un método directo para desencadenar una respuesta rápida de la herida epidérmica que activa reporteros transcripcionales de la herida, que puede ser visualizado por una señal del informador localizada en embriones o larvas vivas. Punción o láser lesión también proporciona señales que promueven la contratación de hemocitos a la zona de la herida. Sorprendentemente, severa (a través de y a través de) la lesión de punción en embriones de etapa tardía sólo rara vez se interrumpe el desarrollo embrionario normal, como mayor que 90% de tales embriones heridos sobreviven a la edad adulta cuando los embriones se inyectan en un medio de aceite que minimiza la fuga inmediata de hemolinfa a partir de los sitios de punción . El procedimiento de la herida requiere la micromanipulación de embriones de Drosophila, incluyendo la alineación manual de los embriones en agplacas ar y la transferencia de los embriones alineados con microscopio. El ensayo de respuesta epidérmica herida de Drosophila proporciona un sistema rápido para poner a prueba los requisitos genéticos de una variedad de funciones biológicas que promueven la curación de heridas, así como una manera de detectar compuestos químicos potenciales que promueven la cicatrización de heridas. El corto ciclo de vida y la rutina de cultivo fácil hacer Drosophila un organismo modelo de gran alcance. Drosophila cicatrización de la herida limpia aparece para coordinar la respuesta regenerativa de la epidermis, con la respuesta inmune innata, en formas que todavía están bajo investigación, lo que proporciona un excelente sistema para encontrar conservada reglamentario mecanismos comunes para Drosophila y las heridas de la epidermis de los mamíferos.

Para obtener los resultados mostrados en este método, el marco de lectura abierto de la proteína fluorescente verde (GFP) se fusiona a un / secuencia potenciadora herida inducida por el promotor de dopa descarboxilasa (DDC) y DsRed se fusiona a una secuencia de promotor de la herida de la tirosina hidroxilasa ( plo) 4,6. En un embrión de Drosophila en vivo, la maduración de la proteína fluorescente reportero herida es óptima 4-6 horas después de la herida, lo que permite tiempo para la acumulación de proteína suficiente para visualizar, así como el tiempo para la proteína fluorescente para oxidar al estado fluorescente 15. Para observar la localización reportero, un microscopio de fluorescencia compuesto es suficiente. Para observar un mayor aumento de la localización reportero, un microscopio confocal es óptima para generar una proyección máxima de múltiples secciones ópticas (Figura 1). Confocal de imágenes in vivo de embriones de Drosophila se complica por el RAondulaciones pid del embrión. . Una vista completa del embrión se puede obtener con 20X objetivo y una vista de primer plano de emplazamiento de la herida se puede obtener con objetivo 40X. Una vista superior de la epidermis reportera herida de localización se pueden obtener imágenes con 10 secciones ópticas 1μm sucesivas. Una vista lateral de la epidermis reportera herida de localización se pueden obtener imágenes con 40 sucesivas 1 micras secciones ópticas. El uso de métodos de cruzamiento genético estándar, es posible combinar los reporteros de la herida con mutaciones genéticas. Un ejemplo se presenta en este documento es Flotillin-2 (Flo-2), ya que los mutantes de ganancia de función (sobreexpresión generada con expresión ubicua en todas las células) la pérdida de función (alelo nulo generada con la inserción del elemento P) y de FLO-2 demuestran el producto del gen Flo-2 es necesaria y suficiente para inhibir la localización de la DDC-GFP de heridas reporteros 9 (Figuras 2A y 2B). Uso de la millascroinjection protocolo, es posible probar si la introducción de soluciones químicas superactivates o inhibe la localización de los reporteros de la herida. Embriones Químicamente heridos-resultaron heridos y se inyecta con una proporción de 1:4 de toluidina al 1% de colorante azul y compuestos solubilizados simultáneamente. Azul de toluidina colorante permitido para la confirmación visual de compuestos solubilizados que se inyecta en la cavidad del cuerpo. Control de embriones fueron heridos con una aguja rota que contiene una relación 1:4 de toluidina al 1% de colorante azul y soluto sin química. Dos ejemplos presentados en este documento son el peróxido de hidrógeno (H 2 O 2) y metil-β-ciclodextrina (MβCD), debido a que ambas soluciones químicas son suficientes para activar globalmente la localización de la DDC-GFP herida reporteros 9 (Figuras 2C y 2D) . El peróxido de hidrógeno (H 2 O 2) se diluyó en H 2 O y 0,6 M. metil-β-ciclodextrina (MβCD) se solubilizó en 1 mM de NaOH a 3 mM. Utilizando el protocolo de fijación embrión, es posible detectar la activación de la transcripción de genes de respuesta de la herida en un dominio localizado, que rodea a un sitio de la herida. Un ejemplo que se presenta en este trabajo es la hibridación in situ de sondas de ARN para detectar Ddc y transcripciones ples 4,6,9 (Figuras 3A y 3B). <img alt="Figura 1" fo:content-width="6in" src="/files/ftp_upload/50750/50750fig1.jpg" width="600px" /> Figura 1. DDC-GFP y ple-DsRed hieren reportero localización. Campo claro y las imágenes fluorescentes en los embriones de tipo salvaje heridos. (A) con mejor vista del DDC-GFP reportero de heridas. (B) con mejor vista de ple-DsRed hieren reportero. Todas las imágenes se recogieron en un microscopio confocal Leica SP2, con 20X objetivo. Las flechas marcan el sitio de la herida. Las líneas discontinuas en el panel de datoss marcan los contornos de los embriones. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/50750/50750fig1highres.jpg" target="_blank">Haz clic aquí para ver la imagen más grande</a> . <img alt="Figura 2" fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/50750/50750fig2.jpg" width="500px" /> Figura 2. La localización de la reportera Ddc-GFP heridas en mutantes antecedentes genéticos y químicos microinyectado embriones. Claro y imágenes fluorescentes de heridos Flotillin-2 (Flo-2), los embriones mutantes. (A) Pérdida de la función de Flo-2 {} KG00210 mutantes, expansión de la actividad de reportero a través de todas las células epidérmicas. (B) Ganancia de la función de Flo-2 (armadillo-GAL4, UAS-Flo2) mutantes, la inhibición de la actividad del indicador a lo largo de todas las células de la epidermis. (C) El peróxido de hidrógeno (H 2 O 2 ) microinyección solución, la expansión de reporter actividad a lo largo de todas las células epidérmicas. (D) metil-β-ciclodextrina (MβCD) microinyección solución, la expansión de la actividad del indicador a lo largo de todas las células epidérmicas. Todas las imágenes se recogieron en un microscopio confocal Leica SP2, con 20X objetivo. Las flechas marcan el sitio de la herida. Las líneas discontinuas en los paneles de datos marcan los contornos de los embriones. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/50750/50750fig2highres.jpg" target="_blank">Haz clic aquí para ver la imagen más grande</a> . <img alt="Figura 3" fo:content-width="6in" src="/files/ftp_upload/50750/50750fig3.jpg" width="600px" /> Figura 3. Detección de la respuesta de la herida transcripciones de ARN de genes. Imágenes fluorescentes de hibridación in situ y la detección de ARN en embriones de tipo salvaje heridos. DDC (A) y plo (B) las transcripciones de ARN se acumulan alrededor del sitio de la herida. Todas las imágenes fueron colecciónted en un microscopio confocal Leica SP2, con objetivo de 20X. Las flechas marcan el sitio de la herida. Las líneas discontinuas en los paneles de datos marcan los contornos de los embriones. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/50750/50750fig3highres.jpg" target="_blank">Haz clic aquí para ver la imagen más grande</a> . <img alt="Tabla 1" fo:content-width="6in" src="/files/ftp_upload/50750/50750table1.jpg" width="600px" /> Tabla 1. Resumen de los reporteros de respuesta epidérmica herida. Inserciones de los cuatro periodistas de respuesta de la herida (DDC, ple, msn, KKV) están disponibles en la segunda y tercera cromosomas. Todos los periodistas de respuesta herida activar el gen fluorescente (GFP o DsRed) en un número limitado de células epidérmicas que rodean el lugar de la lesión de punción en la de tipo salvaje de fondo (por ejemplo, el fenotipo &quot;local&quot;). Ddc y msn herida reporteros de respuesta requieren Grh para la activación de la FLUORESCENgen ce después de la lesión de punción (por ejemplo, &quot;ninguno&quot; fenotipo). Todos los periodistas de heridas requieren Flo-2 para la localización del gen de fluorescencia después de la lesión de punción (por ejemplo, el fenotipo &quot;global&quot;). <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/50750/50750table1highres.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver la imagen más grande</a> .

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Microinjection Wound Assay and In vivo Localization of Epidermal Wound Response Reporters in Drosophila Embryos.

La epidermis de embriones de fase muy tardía embriones de Drosophila ofrece un sistema in vivo para el análisis de la respuesta herida de punción rápida y se pueden combinar con las manipulaciones genéticas o tratamientos químicos de microinyección para avanzar los estudios en la curación de heridas para la traducción en modelos de mamíferos.

Microinyección de Heridas Ensayo y<em&gt; In vivo</em&gt; Localización de la herida epidérmica Reporteros de respuesta en<em&gt; Drosophila</em&gt; Embriones.

The Drosophila embryo develops a robust epidermal layer that serves both to protect the internal cells from a harsh external environment as well as to ...

microinjection-wound-assay-vivo-localization-epidermal-wound-response

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Bioengineering

Microinjection Wound Assay and In vivo Localization of Epidermal Wound Response Reporters in Drosophila Embryos.

12.4K vistas.  The City College of New York.  La epidermis de embriones de fase muy tardía embriones de Drosophila ofrece un sistema in vivo para el análisis de la respuesta herida de punción rápida y se pueden combinar con las manipulaciones genéticas o tratamientos químicos de microinyección para avanzar los estudios en la curación de heridas para la traducción en modelos de mamíferos. 

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Using Microfluidics Chips for Live Imaging and Study of Injury Responses in Drosophila Larvae

Live imaging is an important technique for studying cell biological processes, however this can be challenging in live animals. The translucent cuticle of the Drosophila larva makes it an attractive model organism for live imaging studies. However, an important challenge for live imaging techniques is to noninvasively immobilize and position an animal on the microscope. This protocol presents a simple and easy to use method for immobilizing and imaging Drosophila larvae on a polydimethylsiloxane (PDMS) microfluidic device, which we call the 'larva chip'. The larva chip is comprised of a snug-fitting PDMS microchamber that is attached to a thin glass coverslip, which, upon application of a vacuum via a syringe, immobilizes the animal and brings ventral structures such as the nerve cord, segmental nerves, and body wall muscles, within close proximity to the coverslip. This allows for high-resolution imaging, and importantly, avoids the use of anesthetics and chemicals, which facilitates the study of a broad range of physiological processes. Since larvae recover easily from the immobilization, they can be readily subjected to multiple imaging sessions. This allows for longitudinal studies over time courses ranging from hours to days. This protocol describes step-by-step how to prepare the chip and how to utilize the chip for live imaging of neuronal events in 3rd instar larvae. These events include the rapid transport of organelles in axons, calcium responses to injury, and time-lapse studies of the trafficking of photo-convertible proteins over long distances and time scales. Another application of the chip is to study regenerative and degenerative responses to axonal injury, so the second part of this protocol describes a new and simple procedure for injuring axons within peripheral nerves by a segmental nerve crush.

Using Microfluidics Chips for Live Imaging and Study of Injury Responses in Drosophila Larvae

Drosophila larvae are an attractive model system for live imaging due to their translucent cuticle and powerful genetics. This protocol describes how to utilize a single-layer PDMS device, called the &#39;larva chip&#39; for live imaging of cellular processes within neurons of 3rd instar Drosophila larvae.

El uso de chips de microfluídica para imágenes en vivo y de estudio de las respuestas de lesiones en<em&gt; Drosophila</em&gt; Las larvas

Live imaging is an important technique for studying cell biological processes, however this can be challenging in live animals. The translucent cuticle of ...

Investigación

Bioingeniería

Microinjection Techniques for Studying Mitosis in the Drosophila melanogaster Syncytial Embryo

This protocol describes the use of the Drosophila melanogaster syncytial embryo for studying mitosis1. Drosophila has useful genetics with a sequenced genome, and it can be easily maintained and manipulated. Many mitotic mutants exist, and transgenic flies expressing functional fluorescently (e.g. GFP) - tagged mitotic proteins have been and are being generated. Targeted gene expression is possible using the GAL4/UAS system2. 

The Drosophila early embryo carries out multiple mitoses very rapidly (cell cycle duration, &asymp;10 min). It is well suited for imaging mitosis, because during cycles 10-13, nuclei divide rapidly and synchronously without intervening cytokinesis at the surface of the embryo in a single monolayer just underneath the cortex. These rapidly dividing nuclei probably use the same mitotic machinery as other cells, but they are optimized for speed; the checkpoint is generally believed to not be stringent, allowing the study of mitotic proteins whose absence would cause cell cycle arrest in cells with a strong checkpoint. Embryos expressing GFP labeled proteins or microinjected with fluorescently labeled proteins can be easily imaged to follow live dynamics (Fig. 1). In addition, embryos can be microinjected with function-blocking antibodies or inhibitors of specific proteins to study the effect of the loss or perturbation of their function3. These reagents can diffuse throughout the embryo, reaching many spindles to produce a gradient of concentration of inhibitor, which in turn results in a gradient of defects comparable to an allelic series of mutants. Ideally, if the target protein is fluorescently labeled, the gradient of inhibition can be directly visualized4. It is assumed that the strongest phenotype is comparable to the null phenotype, although it is hard to formally exclude the possibility that the antibodies may have dominant effects in rare instances, so rigorous controls and cautious interpretation must be applied. Further away from the injection site, protein function is only partially lost allowing other functions of the target protein to become evident.

Microinjection Techniques for Studying Mitosis in the Drosophila melanogaster Syncytial Embryo

This protocol describes the use of microinjection and high resolution imaging in the Drosophila melanogaster syncytial embryo to study mitosis.

Técnicas de microinyección para el estudio de la mitosis en el Drosophila melanogaster Embrión sincitial

This protocol describes the use of the Drosophila melanogaster syncytial embryo  for studying mitosis1.  Drosophila has useful genetics with a sequenced ...

Biología

Live Imaging Of Drosophila melanogaster Embryonic Hemocyte Migrations

Many studies address cell migration using in vitro methods, whereas the physiologically relevant environment is that of the organism itself. Here we present a protocol for the mounting of Drosophila melanogaster embryos and subsequent live imaging of fluorescently labeled hemocytes, the embryonic macrophages of this organism. Using the Gal4-uas system1 we drive the expression of a variety of genetically encoded, fluorescently tagged markers in hemocytes to follow their developmental dispersal throughout the embryo. Following collection of embryos at the desired stage of development, the outer chorion is removed and the embryos are then mounted in halocarbon oil between a hydrophobic, gas-permeable membrane and a glass coverslip for live imaging. In addition to gross migratory parameters such as speed and directionality, higher resolution imaging coupled with the use of fluorescent reporters of F-actin and microtubules can provide more detailed information concerning the dynamics of these cytoskeletal components.

Live Imaging Of Drosophila melanogaster Embryonic Hemocyte Migrations

Drosophila hemocytes disperse over the entirety of the developing embryo. This protocol demonstrates how to mount and image these migrations using embryos with fluorescently labelled hemocytes.

Imágenes en directo de Drosophila melanogaster Migraciones hemocitos embrionarias

Many studies address cell migration using in vitro methods, whereas the physiologically relevant environment is that of the organism itself. Here we ...

A Drosophila Model to Study Wound-induced Polyploidization

Polyploidy is a frequent phenomenon whose impact on organismal health and disease is still poorly understood. A cell is defined as polyploid if it contains more than the diploid copy of its chromosomes, which is a result of endoreplication or cell fusion. In tissue repair, wound-induced polyploidization (WIP) has been found to be a conserved healing strategy from fruit flies to vertebrates. WIP has several advantages over cell proliferation, including resistance to oncogenic growth and genotoxic stress. The challenge has been to identify why polyploid cells arise and how these unique cells function. Provided is a detailed protocol to study WIP in the adult fruit fly epithelium where polyploid cells are generated within 2 days after a puncture wound. Taking advantage of D. melanogaster&#39;s extensive genetic tool kit, the genes required to initiate and regulate WIP, including Myc, have begun to be identified. Continued studies using this method can reveal how other genetic and physiological variables including sex, diet, and age regulate and influence WIP&#39;s function.

A Drosophila Model to Study Wound-induced Polyploidization

Wound-induced polyploidization is a conserved tissue repair strategy where cells grow in size instead of dividing to compensate for cell loss. Here is a detailed protocol on how to use the fruit fly as a model to measure ploidy and its genetic regulation in epithelial wound repair.

Un modelo de Drosophila para estudiar la poliploidización inducida por heridas

Polyploidy is a frequent phenomenon whose impact on organismal health and disease is still poorly understood. A cell is defined as polyploid if it ...

Biología del Desarrollo

Drosophila Embryo Preparation and Microinjection for Live Cell Microscopy Performed using an Automated High Content Analyzer

Modern approaches in quantitative live cell imaging have become an essential tool for exploring cell biology, by enabling the use of statistics and computational modeling to classify and compare biological processes. Although cell culture model systems are great for high content imaging, high throughput studies of cell morphology suggest that ex vivo cultures are limited in recapitulating the morphological complexity found in cells within living organisms. As such, there is a need for a scalable high throughput model system to image living cells within an intact organism. Described here is a protocol for using a high content image analyzer to simultaneously acquire multiple time-lapse videos of embryonic Drosophila melanogaster development during the syncytial blastoderm stage. The syncytial blastoderm has traditionally served as a great in vivo model for imaging biological events; however, obtaining a significant number of experimental replicates for quantitative and high-throughput approaches has been labor intensive and limited by the imaging of a single embryo per experimental repeat. Presented here is a method to adapt imaging and microinjection approaches to suit a high content imaging system, or any inverted microscope capable of automated multipoint acquisition. This approach enables the simultaneous acquisition of 6-12 embryos, depending on desired acquisition factors, within a single imaging session.

Presented here is a protocol to microinject and simultaneously image multiple Drosophila embryos during embryonic development using a plate-based, high content imager.

Preparación y Microinyección de embriones de Drosophila para microscopía de células vivas realizada mediante un analizador automatizado de alto contenido

Modern approaches in quantitative live cell imaging have become an essential tool for exploring cell biology, by enabling the use of statistics and ...

In vivo Imaging of Intact Drosophila Larvae at Sub-cellular Resolution

Recent improvements in optical imaging, genetically encoded fluorophores and genetic tools allowing efficient establishment of desired transgenic animal lines have enabled biological processes to be studied in the context of a living, and in some instances even behaving, organism. In this protocol we will describe how to anesthetize intact Drosophila larvae, using the volatile anesthetic desflurane, to follow the development and plasticity of synaptic populations at sub-cellular resolution1-3. While other useful methods to anesthetize Drosophila melanogaster larvae have been previously described4,5,6,7,8, the protocol presented herein demonstrates significant improvements due to the following combined key features: (1) A very high degree of anesthetization; even the heart beat is arrested allowing for lateral resolution of up to 150 nm1, (2) a high survival rate of &gt; 90% per anesthetization cycle, permitting the recording of more than five time-points over a period of hours to days2 and (3) a high sensitivity enabling us in 2 instances to study the dynamics of proteins expressed at physiological levels. In detail, we were able to visualize the postsynaptic glutamate receptor subunit GluR-IIA expressed via the endogenous promoter1 in stable transgenic lines and the exon trap line FasII-GFP1. (4) In contrast to other methods4,7 the larvae can be imaged not only alive, but also intact (i.e. non-dissected) allowing observation to occur over a number of days1. The accompanying video details the function of individual parts of the in vivo imaging chamber2,3, the correct mounting of the larvae, the anesthetization procedure, how to re-identify specific positions within a larva and the safe removal of the larvae from the imaging chamber.

In vivo Imaging of Intact Drosophila Larvae at Sub-cellular Resolution

This protocol describes a reliable method for anesthetization and imaging of intact Drosophila melanogaster larvae. We have utilized the volatile anesthetic desflurane to allow for repetitive imaging at sub-cellular resolution and re-identification of structures for up to a few days1.

Imágenes in vivo de larvas de Drosophila intactos a nivel sub-celular Resolución

Recent improvements in optical imaging, genetically encoded fluorophores and genetic tools allowing efficient establishment of desired transgenic animal ...

Long-term In Vivo Tracking of Inflammatory Cell Dynamics Within Drosophila Pupae

During the rapid inflammatory response to tissue damage, cells of the innate immune system are quickly recruited to the injury site. Once at the wound, innate immune cells perform a number of essential functions, such as fighting infection, clearing necrotic debris, and stimulating matrix deposition. In order to fully understand the diverse signaling events that regulate this immune response, it is crucial to observe the complex behaviors of (and interactions that occur between) multiple cell lineages in vivo, and in real-time, with the high spatio-temporal resolution. The optical translucency and the genetic tractability of Drosophila embryos have established Drosophila as an invaluable model to live-image and dissect fundamental aspects of inflammatory cell behavior, including mechanisms of developmental dispersal, clearance of apoptotic corpses&#160;and/or microbial pathogens, and recruitment to wounds. However, more recent work has now demonstrated that employing a much later stage in the Drosophila lifecycle &#8211; the Drosophila pupa &#8211; offers a number of distinct advantages, including improved RNAi efficiency, longer imaging periods, and significantly greater immune cell numbers. Here we describe a protocol for imaging wound repair and the associated inflammatory response at the high spatio-temporal resolution in live Drosophila pupae. To follow the dynamics of both re-epithelialization and inflammation, we use a number of specific in vivo fluorescent markers for both the epithelium and innate immune cells. We also demonstrate the effectiveness of photo-convertible fluorophores, such as Kaede, for following the specific immune cell subsets, to track their behavior as they migrate to, and resolve from, the injury site.

Long-term In Vivo Tracking of Inflammatory Cell Dynamics Within Drosophila Pupae

Here we present a protocol for live-imaging wound repair and the associated inflammatory response at high spatio-temporal resolution in vivo. This method utilizes the pupal stage of Drosophila development to enable long-term imaging and tracking of specific cell populations over time and is compatible with efficient RNAi-mediated gene inactivation.

Seguimiento en Vivo a largo plazo de la dinámica de la célula inflamatoria dentro de pupas de Drosophila

During the rapid inflammatory response to tissue damage, cells of the innate immune system are quickly recruited to the injury site. Once at the wound, ...

Inmunología e Infección

In Vivo Single-Molecule Tracking at the Drosophila Presynaptic Motor Nerve Terminal

An increasing number of super-resolution microscopy techniques are helping to uncover the mechanisms that govern the nanoscale cellular world. Single-molecule imaging is gaining momentum as it provides exceptional access to the visualization of individual molecules in living cells. Here, we describe a technique that we developed to perform single-particle tracking photo-activated localization microscopy (sptPALM) in Drosophila larvae. Synaptic communication relies on key presynaptic proteins that act by docking, priming, and promoting the fusion of neurotransmitter-containing vesicles with the plasma membrane. A range of protein-protein and protein-lipid interactions tightly regulates these processes and the presynaptic proteins therefore exhibit changes in mobility associated with each of these key events. Investigating how mobility of these proteins correlates with their physiological function in an intact live animal is essential to understanding their precise mechanism of action. Extracting protein mobility with high resolution in vivo requires overcoming limitations such as optical transparency, accessibility, and penetration depth. We describe how photoconvertible fluorescent proteins tagged to the presynaptic protein Syntaxin-1A can be visualized via slight oblique illumination and tracked at the motor nerve terminal or along the motor neuron axon of the third instar Drosophila larva.

In Vivo Single-Molecule Tracking at the Drosophila Presynaptic Motor Nerve Terminal

Here we illustrate how single molecule photo-activated localization microscopy can be carried out on the motor nerve terminal of a live Drosophila melanogaster third instar larva.

En Vivo Una sola molécula de seguimiento en la Terminal presináptica del nervio Motor del Drosophila

An increasing number of super-resolution microscopy techniques are helping to uncover the mechanisms that govern the nanoscale cellular world. ...

Neurociencias

Methods for Skin Wounding and Assays for Wound Responses in C. elegans

The C. elegans epidermis and cuticle form a simple yet sophisticated skin layer that can repair localized damage resulting from wounding. Studies of wound responses and repair in this model have illuminated our understanding of the cytoskeletal and genomic responses to tissue damage. The two most commonly used methods to wound the C. elegans adult skin are pricks with microinjection needles, and local laser irradiation. Needle wounding locally disrupts the cuticle, epidermis, and associated extracellular matrix, and may also damage internal tissues. Laser irradiation results in more localized damage. Wounding triggers a succession of readily assayed responses including elevated epidermal Ca2+ (seconds-minutes), formation and closure of an actin-containing ring at the wound site (1-2 hr), elevated transcription of antimicrobial peptide genes (2-24 hr), and scar formation. Essentially all wild type adult animals survive wounding, whereas mutants defective in wound repair or other responses show decreased survival. Detailed protocols for needle and laser wounding, and assays for quantitation and visualization of wound responses and repair processes (Ca dynamics, actin dynamics, antimicrobial peptide induction, and survival) are presented.

Methods for Skin Wounding and Assays for Wound Responses in C. elegans

The adult C. elegans skin is a tractable model for studies of epithelial wound responses, including wound closure, scar formation, and innate immunity.

Los métodos para la piel Heridas y ensayos para Respuestas de heridas en<em&gt; C. elegans</em

The C. elegans epidermis and cuticle form a simple yet sophisticated skin layer that can repair localized damage resulting from wounding. Studies of wound ...

Microinjection of Drosophila Nurse Cells: A Method of Intracellular Delivery

Source: Catrina, I. E., et al. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/video/58545/" target="_blank">Visualizing and Tracking Endogenous mRNAs in Live Drosophila melanogaster Egg Chambers</a>. J. Vis. Exp. (2019).
Due to their large size and relatively simple organization, Drosophila nurse cells are ideally suited for live cell imaging studies. This video describes a microinjection method for exogenous compounds delivery into the cells, and the featured protocol demonstrates the procedure with fluorescent oligonucleotide probes called molecular beacons (MBs) used to visualize endogenous mRNA transcripts.

Microinyección de células nodrizas de Drosophila: un método de administración intracelular

Source: Catrina, I. E., et al. Visualizing and Tracking Endogenous mRNAs in Live Drosophila melanogaster Egg Chambers. J. Vis. Exp. (2019).
Due to their ...

Microinyección de Heridas Ensayo y

Resumen

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Capítulos en este video

El uso de chips de microfluídica para imágenes en vivo y de estudio de las respuestas de lesiones en