Método para la identificación de inhibidores de moléculas pequeñas de la interacción proteína-proteína entre HCN1 y TRIP8b

La interacción entre los canales HCN y su subunidad auxiliar ha sido identificado como un objetivo terapéutico en el trastorno depresivo mayor. Aquí, un método basado en la polarización de fluorescencia para identificar inhibidores de molécula pequeña de esta interacción proteína-proteína, se presenta.

(HCN) canales de nucleótidos cíclicos activado por hiperpolarización se expresan ubicuamente por todo el cerebro, donde funcionan para regular la excitabilidad de las neuronas. La distribución subcelular de estos canales en las neuronas piramidales de la zona CA1 del hipocampo es regulada por tetratricopeptide proteína repetir que contienen Rab8b interactuar (TRIP8b), una subunidad auxiliar. knockout genético de HCN formador de poros subunidades o TRIP8b, ambos conducen a un aumento en el comportamiento antidepresivo, lo que sugiere que la limitación de la función de los canales HCN puede ser útil como tratamiento para el trastorno depresivo mayor (MDD). A pesar del interés terapéutico significativo, los canales HCN se expresan también en el corazón, donde regulan la ritmicidad. Para evitar problemas fuera de objetivo asociados con el bloqueo de los canales HCN cardíacos, nuestro laboratorio ha propuesto recientemente la orientación de la interacción proteína-proteína entre HCN y TRIP8b el fin de perturbar específicamente la función del canal de HCN en el cerebro.TRIP8b se une a los poros formando subunidades HCN en dos sitios de interacción distintos, aunque en este caso la atención se centra en la interacción entre los dominios de la repetición tetratricopeptide (TPR) de TRIP8b y la cola C terminal de HCN1. En este protocolo, una descripción ampliada de un método para purificar TRIP8b y ejecución de una pantalla de alto rendimiento para identificar inhibidores de molécula pequeña de la interacción entre el HCN y TRIP8b, se describe. El método para la selección de alto rendimiento utiliza una polarización de la fluorescencia (FP) a base de ensayo para monitorizar la unión de un fragmento de TRIP8b grande a un once fluoróforo de etiquetado amino péptido ácido correspondiente al terminal de la cola C HCN1. Permite que los compuestos 'hit' a este método para ser identificados en base al cambio en la polarización de la luz emitida. Los ensayos de validación se realizan a continuación para asegurarse de que 'golpean' compuestos no son artefactos.

(HCN) canales de nucleótidos cíclicos activado por hiperpolarización se expresan en el corazón y el sistema nervioso central donde juegan un papel importante en la regulación de la excitabilidad de la membrana ^1. Los canales HCN han sido implicados en la patogénesis del trastorno depresivo mayor (MDD) ^2, que se ha llevado a varios grupos a proponer que la limitación de la función del canal de HCN farmacológicamente puede ser eficaz como un nuevo tratamiento para la MDD ^3. Sin embargo, atacando directamente a los canales HCN no es viable debido a su importante papel en el potencial de acción cardíaco ^4. La ivabradina, el único aprobado por la FDA antagonista de los canales HCN, se utiliza para el tratamiento de la insuficiencia cardíaca para producir un efecto bradicárdico ^5. Como tal, hay una necesidad de agentes farmacológicos que limitan la función del canal de HCN exclusivamente en el sistema nervioso central.

Tetratricopeptide repetir que contienen proteínas que interactúan Rab8b (TRIP8b) es una especificación del cerebroFIC subunidad auxiliar de los canales HCN que controla la expresión de la superficie y la localización de los canales HCN ^6,7. Knockout genético de TRIP8b provoca una reducción de los canales HCN cerebrales ⁷ sin afectar a la expresión de HCN en el corazón ^8. Curiosamente, los ratones knockout TRIP8b pasan menos tiempo inmóvil en la tarea tarea de natación forzada y la suspensión por la cola ^7, dos pruebas de detección de uso común para la eficacia antidepresiva ^9-11. Estos resultados sugieren que en lugar de centrarse directamente los canales HCN con una pequeña molécula antagonista de la función del canal de HCN, lo que altera la interacción entre TRIP8b y HCN puede ser suficiente para producir un comportamiento antidepresivo.

TRIP8b une a HCN en dos sitios de unión distintos. El dominio de unión de nucleótidos cíclicos (CNBD) de HCN interactúa con un dominio conservado de la terminal N TRIP8b situada a los dominios TPR de TRIP8b ^12,13. Aunque los residuos de la CNBD que están involucrados en esteinteracción han sido mapeado ^14, la región de TRIP8b que está implicado no se ha reducido más allá de un-80-amino fragmento de ácido ^13. Una segunda interacción se produce entre los dominios tetratricopeptide repetición (TPR) de TRIP8b y el tripéptido C-terminal de HCN ( 'Saturday Night Live' en HCN1, HCN2 y HCN4, pero 'ANM' en HCN3) ^3,12. La estructura cristalina recientemente resuelto ¹⁵ de esta interacción C cola reveló similitud estructural sustancial a la interacción entre el receptor de importación peroxisomal, Peroxin 5 (PEX5), y sus socios interactuar, que contiene de tipo 1 peroxisomal secuencias dirigidas (PTS1) ^16.

Aunque se requieren ambos sitios de interacción para la función de los canales HCN, la interacción entre los dominios TPR de TRIP8b y el terminal de tripéptido C de HCN1 sirve como el sitio de unión dominante y regula la expresión de superficie de HCN. Por lo tanto, esta interacción fue elegido como el sitio de segmentación en este estudio.Para el resto del manuscrito, cuando se hace una referencia a la interacción entre TRIP8b y HCN, es esta interacción que se hace referencia. Esta interacción se recapitula por un fragmento altamente soluble de TRIP8b correspondiente a su terminal conservado C que contiene los dominios TPR requeridas para la unión de la cola C terminal del HCN (residuos 241 a 602 de las 1A-4 isoformas de TRIP8b) ^3.

Con el fin de desarrollar una pantalla de alto rendimiento para identificar moléculas pequeñas capaces de interrumpir esta interacción, una polarización de fluorescencia (FP) a base de ensayo se empleó ^17. La polarización de fluorescencia se basa en la excitación de un ligando de fluoróforo-etiquetados con luz polarizada, y la medición del grado de polarización de la fluorescencia emitida ^18. En presencia de una pareja de unión, el movimiento de rotación del ligando fluorescente está limitada y la luz polarizada se emite ^19. En ausencia de una pareja de unión, tque el movimiento de rotación del ligando conduce a la emisión de luz despolarizada.

En el protocolo adjunto, se presenta un método para la purificación de N terminal etiquetado (6xHis) TRIP8b (241-602) usando níquel-ácido nitrilotriacético (Ni-NTA) perlas. Un protocolo similar se empleó para purificar la glutatión-S-transferasa (GST)-etiquetados C terminal de 40 aminoácidos de HCN1 _(c40 HCN1) usado en la etapa 7 del protocolo. Por consideraciones de espacio, se omitirá una descripción detallada de este procedimiento.

En los pasos 2 a 7 del protocolo, se presenta un flujo de trabajo cribado de alto rendimiento (véase la Figura 1). Interacciones proteína-proteína son un objetivo muy difíciles para la selección de alto rendimiento y se aconseja a los lectores a buscar recursos adicionales sobre el tema ^20.

Los pasos 2 y 3 del procedimiento caracterizan la afinidad in vitro de la TRIP8b purificada (241-602) construir foisotiocianato ra de fluoresceína (FITC)-etiquetados once péptido de aminoácidos correspondiente a la cola C terminal de HCN1 (HCN1 _FITC). Sobre la base de la estructura cristalina de la TRIP8b-HCN complejo ^15, este segmento de once aminoácidos es suficiente para producir la unión con TRIP8b (241-602). En el paso 2, la _Kd de la interacción se mide por titulación TRIP8b (241-602) en una concentración fija de HCN1 _FITC. En el paso 3, una versión no marcada del péptido HCN utilizado en la etapa 2 se valora en una concentración fija de tanto TRIP8b (241-602) y HCN1 _FITC para examinar si la etiqueta FITC interfiere con la unión. Estos experimentos son esenciales para la selección de las concentraciones apropiadas de TRIP8b (241-602) y HCN1 _FITC utilizados en la pantalla de alto rendimiento.

La premisa de la pantalla de alto rendimiento es que una pequeña molécula capaz de interrumpir la interacción entre TRIP8b (241-602) y HCN1 _FITC producirá decRease en luz polarizada. En el paso 4, el factor Z del ensayo se calcula ²¹ para una concentración dada de TRIP8b (241-602) y HCN1 _FITC para asegurar que el ensayo es adecuado para el cribado de alto rendimiento de (paso 5). Los pasos 6 y 7 son ensayos de validación para confirmar que los accesos identificados en la pantalla principal de alto rendimiento están actuando mediante la interrupción de la interacción entre TRIP8b (241-602) y HCN1 _FITC en lugar de a través de un mecanismo inespecífico. En el paso 6, carboxytetramethylrhodamine (TAMRA) marcado con HCN1 péptido (HCN1 _TAMRA) es utilizado en un ensayo de polarización de fluorescencia por lo demás idéntica para filtrar compuestos fluorescentes que comprometen el ensayo de FP mediante la etiqueta FITC. Paso 7 utiliza un fragmento terminal más grande HCN1 C (HCN1 _C40) y emplea un ensayo de proximidad basado en perlas, que se basa en el "túnel" de un oxígeno singlete de un cordón de donantes para un cordón aceptor traído cerca uno del otro por las proteínas que interactúan ²².

1. Purificación de TRIP8b (241-602) Protein

1. Transformar el plásmido que contiene TRIP8b (241-602) en el vector de expresión de la proteína bacteriana pGS21 ³ en E. competente coli para la expresión de proteínas de acuerdo con las instrucciones del fabricante. Plate 300 l de la cultura en Luria Broth (LB) -agar con 5 g / ml de cloranfenicol y ampicilina. Incubar la placa a 37 ° C durante 16 h.
2. Al día siguiente, escoge una sola colonia para inocular 50 ml de LB con 50 g / ml de cloranfenicol y ampicilina. Incubar el cultivo a 37 ° C durante 16 horas (con agitación).
3. Añadir 50 ml de cultivo a 1 L de LB con 50 mg / ml de ampicilina. Se incuba a 37 ° C con agitación.
4. Una vez que el cultivo ha alcanzado una DO ₆₀₀ de lectura de 0,8 a 1,2, cambiar la temperatura de la incubadora a 18 ° C y añadir IPTG (isopropil-beta-D-tiogalactósido) a una concentración final de 1 mM. Permitir la expresión de proteínas de proceder durante 16 horas.
5. De girar la E. coli a 6000 xg durante 15 min a 4 ° C para sedimentar las bacterias. Después de retirar los tubos de la centrífuga, mantener las bacterias en hielo durante el resto del procedimiento. Resuspender las bacterias en 36 ml de Tampón A con 0,25 mM de fluoruro de fenilmetanosulfonilo (PMSF).
6. Sonicar las bacterias resuspendidas en hielo usando un perno plana durante 5-10 minutos, alternando entre 30 seg 'on' y 30 seg "off" a alta potencia.
7. Centrifugar a 12.000 xg durante 15 min a 4 ° C. Centrifugar durante 15 minutos adicionales si el sobrenadante no está claro todavía.
8. Aplicar el sobrenadante a una columna de 2 ml de perlas de Ni-NTA. Incubar durante 60 minutos a 4 ° C con agitación suave.
9. Permitir que el material no unido fluya a través de la columna y se lava con 500 ml de Tampón A.
10. Lavar la columna con 250 ml de Tampón B.
11. Lavar la columna con 125 ml de tampón A suplementado con imidazol 5 mM.
12. Eluir la proteína de aquí para allám la columna con 20 ml de tampón de elución.
13. Añadir la proteína eluida a un casete de diálisis (corte de peso molecular - 10 kDa) con una jeringa. Se dializa la proteína de 60 min en 4 L de frío salina tamponada con fosfato (PBS) a 4 ° C.
14. Mueva el casete de diálisis en un nuevo 4 L cubo de PBS frío. Se dializa la proteína durante 16 horas a 4 ^° C
15. A la mañana siguiente, comprobar la concentración de proteína usando un kit de ensayo de proteínas Coomassie, siguiendo las instrucciones del fabricante. Se concentra la proteína usando un concentrador de proteínas, siguiendo las instrucciones del fabricante, si se observa una concentración por debajo de 40 mM. Alícuota y se congelan a -80 ° C para su almacenamiento.

2. Pequeña Escala polarización de la fluorescencia de ensayo para caracterizar la interacción de los fragmentos de proteínas Dos

1. Descongelar 200 l de 40 mM TRIP8b (241-602) y añadirlo a un tubo de 1,5 ml. Añadir 100 l de PBS a 11 tubos de 1,5 ml adicionales.
2. Realizar diluciones en serie mediante la transferencia de 100 l de TRIP8b (241-602) del tubo original a la siguiente tubo en la serie, pipeteando arriba y abajo, y repitiendo el proceso. Esto producirá una serie de 12 puntos de diluciones de 2 veces de TRIP8b (241-602) que van desde 0,01-40 mM.
3. Preparar una mezcla de 650 l maestro de 0,1 M HCN1 _FITC (6,5 l de una alícuota de 10 mM) y 2 mM de ditiotreitol (DTT) en PBS.
   Nota: La mezcla maestra es 2x.
4. Establecer 12 nuevos tubos de 1,5 ml. Añadir 50 l de la mezcla maestra que contiene HCN1 _FITC a cada tubo, y luego se añaden 50 l de cada una de las diluciones seriadas 12.
   Nota: Esto generará 12 tubos, conteniendo cada uno 0,05 mM HCN1 _FITC y media de la concentración de TRIP8b (241-602) a partir de la dilución de serie original.
5. Añadir la serie de dilución a una placa de ensayo, 30 l por pocillo, por triplicado. Use un negro placa de 384 pocillos sólida unión de baja.
6. Girar la placa fo 2 min a 900 xg a TA.
7. Leer la placa usando un lector de microplacas, siguiendo las instrucciones del fabricante. Medir la polarización de fluorescencia utilizando los siguientes parámetros de medición: 485 nm de excitación, 530 nm de emisión, 505 nm espejo dicroico, 100 mseg de tiempo de integración.
8. Colocar los valores de polarización (mP) frente a la (241-602) la concentración en una escala logarítmica TRIP8b. Ajustar los datos con la ecuación de Hill para determinar la afinidad (K _d) de TRIP8b (241-602) para el péptido HCN1 etiquetado.
   Nota: Para la preparación de las diluciones en serie, una placa de múltiples pocillos también se puede utilizar en lugar de tubos.

3. Examinar la interacción proteína-proteína usando un control positivo

1. Añadir 200 l de péptido no marcado HCN1 (200 mM) a un tubo de 1,5 ml. Añadir 100 l de PBS a 11 tubos de 1,5 ml adicionales. Realizar diluciones en serie mediante la transferencia de 100 l del tubo que contiene 200 l de péptido al primer tubode 100 l de PBS. Repita el proceso para generar 12 tubos con 2 diluciones de péptido no marcado HCN1.
2. Prepare una mezcla maestra de 650 l de 0,2 M HCN1 _FITC y 4 M TRIP8b (241-602).
   Nota: Esta es una solución de 2x.
3. Añadir 50 l de mezcla maestra de 12 nuevos tubos de 1,5 ml.
4. Añadir 50 l de cada dilución en serie a un tubo de 1,5 ml.
5. Cargar la placa de microtitulación de 384 pocillos por triplicado negro, la adición de 30 l por pocillo.
6. Se centrifuga la placa durante 2 minutos a 900 x g a temperatura ambiente.
7. Leer la placa usando un lector de microplacas capaz de FP. Utilizar la misma configuración como se describe en el paso 2.7.
8. Calcular la afinidad del péptido no marcado para TRIP8b (241-602) usando la ecuación de Cheng-Prusoff: K _d ¹ = _IC50 / (1 + [L] / K _d ^2), donde K _d ¹ representa la afinidad de la no marcada péptido para TRIP8b (241-602), IC ₅₀ se determina en la etapa precedentey representa la capacidad del ligando sin marcar para desplazar el ligando marcado, [L] es la concentración del ligando marcado en el paso 3.2, y K _d ² es la afinidad de TRIPb (241-602) para el ligando marcado.

4. Evaluar Ensayo de Rendimiento (Calcular el Factor Z)

1. Preparar una mezcla maestra haciendo una solución de tampón FP 12 ml con 2 M TRIP8b (241-602), 50 nM HCN1 _FITC, y DTT 1 mM en tampón de FP.
   Nota: Esto requerirá de 60 l de 40 mM TRIP8b (241-602), 60 l de 10 mM HCN1 _FITC, y 1.080 l de tampón de FP.
2. Añadir 30 l de la mezcla maestra a cada pocillo de una placa de microtitulación de 384 pocillos de color negro.
3. Añadir 1 l de péptido no marcado HCN1 1 mM a 192 pozos para servir como control positivo.
4. Añadir 1 l de tampón de FP a 192 pozos para servir como un control negativo.
5. Se centrifuga la placa durante 2 minutos a 900 x g a temperatura ambiente.
6. Leer la placa usando un MIcroplate lector.
7. Se calcula el factor Z para el ensayo utilizando la siguiente fórmula: Z = 1 - 3 * (σ _pos -σ _neg) / (μ _neg -μ _pos) donde _pos σ y _neg σ son las desviaciones estándar de los pocillos de control positivos y negativos y _pos μ y _neg μ representan las señales promedio de los pocillos de control positivos y negativos.

5. Pantalla de Alto Rendimiento

1. Descongelar alícuotas de TRIP8b (241-602) y HCN1 _FITC y mantenerlos en hielo.
2. Preparar 10 ml de TRIP8b (2 M) y HCN1 _FITC (50 nM) en tampón de FP.
3. Dispensar 25 l de la mezcla en cada pocillo de una unión de 384 pocillos de placas de microtitulación negro utilizando una pipeta bajo.
4. Para el cribado de la biblioteca, añadir compuestos en cada pocillo de las columnas 3 a 22 (40 mM de concentración final para cada uno) usando un manipulador de líquidos acústica.
   Nota: Debido a la relatively tasa de éxito baja observada con este ensayo, dos compuestos diferentes se combinaron en un solo pozo. Los dos compuestos de cada pocillo activa se ensayaron posteriormente para identificar de forma individual que ha conferido la actividad.
5. Añadir 100 nl de dimetil sulfóxido (DMSO) en cada pocillo de las columnas 1 y 23 de cada placa como controles negativos.
6. Añadir péptido HCN1 no marcado en cada pocillo de las columnas 2 y 24 de cada placa como controles positivos.
7. Incubar las placas a temperatura ambiente durante 2 h. Leer placas o se incuba a 4 ° C durante 16 h antes de la lectura.
8. Medir la polarización de la fluorescencia en un lector de placas. Utilizar la misma configuración como se describe en el paso 2.7.
9. Calcular el porcentaje de inhibición mediante la normalización de las señales mediante los controles positivos y negativos promedio de cada placa como 100%. Usar la ecuación XN = 100% * ((X _neg - X) / (X _neg - X _pos)) donde X _N es el porcentaje de inhibición normalizado correspondiente a la señal X, X _pos Es la media de la señal de los pocillos de control positivo, y X _neg es la señal de los pocillos de control negativo.

6. Confirmación de Resultados El uso de etiquetado-TAMRA HCN Péptido

1. Validar golpea con la inhibición de más del 50% utilizando péptido marcado con TAMRA HCN1 (HCN1 _TAMRA).
   1. Preparar una mezcla maestra de 12 ml de 2 M TRIP8b (241-602) y 50 nM HCN1 _TAMRA en FP tampón.
   2. Dispensar 25 l de la mezcla maestra en cada pocillo de una placa de microtitulación de 384 pocillos de color negro.
   3. Transferencia de diluciones en serie de cada uno de los compuestos activos en los pocillos respectivos. Hacer diluciones dobles de tal manera que la concentración de cada golpeado varía de 0,2 M a 200 mM.
   4. Para las reacciones de control negativo, la transferencia de 100 nl de DMSO en cada pocillo. Para el control positivo añadir 100 nl de péptido no marcado HCN1 diluido en serie con una concentración final que va desde 200μM a 0.1μM.
   5. Se incuba la placa a temperatura ambientedurante 2 h. Leer placas o incubar durante 16 horas a 4 ° C antes de la lectura.
   6. Medir la polarización de fluorescencia (mP) usando los siguientes parámetros de medición: excitación 535 nm; 580 nm de emisión; 535 nm espejo dicroico, 20 ms de tiempo de integración.
   7. Calcular valores de _CI50 ajustando los datos de PF dependientes de la concentración de cada compuesto utilizando una de cuatro parámetros modelo de regresión no lineal ^23.

7. Validación dosis-respuesta de ensayo de proximidad basado en perlas

1. Descongelar 1 alícuota de TRIP8b marcada con His (241-602) (Su-TRIP8b) y proteínas de fusión HCN1 marcada con GST (GST HCN1 _C40) y mantenerlos en hielo.
2. Combinar Su-TRIP8b con _GST-C40 HCN1 en tampón de ensayo a concentraciones de 400 nM Su-TRIP8b y 40 nM GST HCN1 _C40. Preparar 300 l de la mezcla para cada compuesto a ensayar.
   Nota: Los compuestos se realizaron por triplicado a 11 concentraciones diferentes además de un DMAsí que el control (sin compuesto).
3. Para los pozos de control, preparar 30 l de Su-TRIP8b (200 nM) sin GST-HCN1C40 separado y luego preparar 30 l de GST-HCN1C40 (20 nM) sin Su-TRIP8b en tampón de ensayo.
4. Para cada compuesto a ensayar, añadir 7 l de la Su-TRIP8b: mezcla GST-HCN1 _C40 (preparado en la etapa 7.2 anterior) a 36 pocillos de una placa con una pipeta de 16 canales. Para el ensayo de un solo compuesto, disponer las 12 concentraciones diferentes en las filas de Al y las tres réplicas en las columnas 1-3. Añadir 7 l de la solución de His-TRIP8b (preparado en 7.3) para las columnas 1-3 de la fila M y 7 l de solución de GST-HCN1 _C40 (preparado en 7.3) a las columnas 1-3 de la fila N. Centrifugar brevemente la placa a asegurar los líquidos están en el fondo de cada pocillo, y para eliminar las burbujas.
5. Dispensar los compuestos de golpe a ensayar en la placa de tal manera que la concentración de cada golpeado rangos de 200 micras (en la fila A) de hasta 0,1 M (en la fila K). Dispensar un volumen deDMSO en filas LN que coincide con la cantidad de compuesto dispensado en filas AK.
6. Agitar la placa durante 2 min y se incuba durante 2,5 horas a temperatura ambiente.
7. Diluir las perlas aceptoras anti-GST 1:50 con tampón de ensayo.
8. Añadir 3,5 l de las perlas aceptoras diluido a cada pocillo de la placa con una pipeta de 16 canales y mezclar suavemente pipeteando para evitar la creación de burbujas.
9. Incubar la placa durante 1 hora a RT en la oscuridad.
10. Diluir las cuentas de los donantes níquel quelato 1:50 con tampón de ensayo. No exponga la mezcla a la luz.
11. Añadir 3,5 l de las perlas de donantes diluido a cada pocillo de la placa con una pipeta de 16 canales y mezclar suavemente pipeteando para evitar la creación de burbujas.
12. Se incuba la placa durante 1,5 horas a temperatura ambiente en la oscuridad.
13. Leer en un lector de placas. Use un lector de placas con los siguientes parámetros de medición: 40 ms tiempo de excitación, 100 ms de tiempo de emisión, 0,1 mm de altura de detección.
14. Calcular _los valores de _IC50 ajustando los datos de EACcompuesto h utilizando un período de cuatro parámetros modelo de regresión no lineal ^23.

Para evitar problemas de derechos de autor con nuestra publicación anterior, una sonda marcada con TAMRA HCN1 _TAMRA se utilizó para generar las Figuras 2 y 3. Tenga en cuenta que esta sustitución no hizo una diferencia apreciable en los resultados, y los protocolos son idénticos a los descritos anteriormente con HCN1 _FITC. Para evaluar la interacción con HCN1 _TAMRA, TRIP8b (241-602) se tituló en una concentración fija de HCN1 _TAMRA utilizando el protocolo descrito en el paso 2 (Figura 2). A continuación, el experimento descrito en el paso 3 se llevó a cabo y el péptido sin marcar HCN1 se valoró en una concentración fija de TRIP8b (241-602) y HCN1 _TAMRA (Figura 3).

Para verificar que el ensayo era adecuado para la selección de alto rendimiento, su rendimiento se examinó siguiente por el protocolo en el paso 4; y un factor Z de 0.89 se obtuvo, lo que indica que el ensayo estaba listo para el cribado de alto rendimiento (Figura 4). Luego, una biblioteca de moléculas pequeñas 20000 compuesto se proyectó por el procedimiento descrito en el paso 5. Todos los compuestos que tienen la inhibición porcentual por encima de 50% se probaron luego en el segundo ensayo de FP con HCN1 _TAMRA (paso 6). Finalmente, los resultados confirmados fueron probados en el ensayo basado en perlas de proximidad (paso 7, Figura 5). Un compuesto hit, NUCC-5953, se identificó como resultado de estos experimentos.

Figura 1: HTS Workflow esquemático que describe el flujo de trabajo para la selección de alto rendimiento.. Procede diagrama de arriba a abajo, con cada triángulo que representa un paso en el protocolo. Haga clic aquí para ver unaversión más grande de esta figura.

Figura 2:. _Kd de la interacción proteína-proteína (A) Esquema que muestra el experimento descrito en el paso 2. Como TRIP8b (241-602) se valora en una concentración fija de HCN1 _TAMRA, los dominios TPR de TRIP8b (en gris) se unen al péptido de 11 aminoácidos (en negro, con el 'SNL' terminal de resaltado). (B) A medida que la concentración de TRIP8b (241-602) aumenta, más moléculas HCN1 _TAMRA quede atrapado y de polarización aumenta _(KD = 0.320.01μM). Las barras de error indican la desviación estándar. Por favor, haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figura 3:. IC ₅₀ de control positivo (A) Esquema demostrando paradigma experimental para el paso 3. péptido HCN1 Como no marcado se valora en una concentración fija de TRIP8b (241-602) y HCN1 _TAMRA, el péptido marcado se desplaza. (B) Tenga en cuenta que la señal disminuye a medida que aumenta la concentración de HCN1 sin marcar, lo que indica el desplazamiento de HCN1 _TAMRA (IC ₅₀ = 1.070.08μM). Las barras de error indican la desviación estándar. Por favor, haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figura 4:. Los resultados representativos de HTS (A) Resultados de la alta sc rendimiento reen realizó usando el protocolo descrito en el paso 5. Cada punto del gráfico representa un único compuesto. Las coordenadas X e Y se determinan mediante el porcentaje de inhibición en cada ejecución. (B) Los resultados de la pantalla representan con controles positivos y negativos (véase la leyenda). porcentaje de inhibición media de cada compuesto (a través de dos carreras del ensayo) se traza en el eje Y. (C) Los resultados de los experimentos de PF confirmatorios utilizando un péptido marcado con TAMRA HCN1. Los compuestos que muestran una inhibición superior al 50% en el paso 5 se utilizaron entonces en el paso 6. Al igual que en (A), las coordenadas X e Y se determinan mediante el porcentaje de inhibición en dos carreras del ensayo. Reproducido de Han et al. ^3. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

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Figura 5:. Ensayo de proximidad basado en perlas (A) esquemático que muestra el ensayo de proximidad basado en perlas. TRIP8b (241-602) contiene una etiqueta de hexahistidina N terminal de granos que se une donantes níquel quelato (círculo con rayas). HCN1 _C40 contiene una etiqueta GST N terminal que se une perlas aceptoras. Cuando se pone en la proximidad por la interacción de los dominios TPR de TRIP8b y el tripéptido C-terminal de HCN1, la excitación de la perla de donantes por 680 nm de longitud de onda de luz produce oxígeno singlete. Esta energía transferencias de oxígeno singlete al aceptador de cuentas dentro de un radio definido y da lugar a la emisión de luz. (B) La titulación de concentraciones crecientes de compuesto hit (NUCC-5953) en una concentración fija de TRIP8b (241-602) y HCN1 _C40. Reproducido de Han et al. ^3. Las barras de error indican la desviación estándar.target = "_ blank"> Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Debido a su potencial como diana terapéutica en el TDM ^24, ha habido un considerable interés en los enfoques farmacológicos que antagonizan la función del canal de HCN en el sistema nervioso central ^4. Sin embargo, estos esfuerzos se han visto afectadas por la importancia del papel de los canales HCN en marcapasos cardíaco y el riesgo de arritmia ^25. Pensamos que la interrupción de la interacción entre el HCN y su subunidad auxiliar específicas del cerebro, TRIP8b ^8, podría ser suficiente para producir efectos de tipo antidepresivo sin afectar a los canales HCN cardíacas ^3. Esta hipótesis se ve reforzada por la observación de que los ratones que carecen TRIP8b exhibir un comportamiento de tipo antidepresivo ^7. Orientación de esta interacción podría convertirse en un nuevo paradigma para el tratamiento del trastorno depresivo mayor.

Un protocolo detallado para la identificación de inhibidores de molécula pequeña de la interacción entre los dominios TPR de TRIP8b y el terminal de tripéptido C de HCN1 espresentado anteriormente. Para facilitar su aplicación general, que aquí describimos nuestro razonamiento que condujo al desarrollo de este ensayo. Aunque TRIP8b se une a las subunidades HCN en dos lugares, nos hemos centrado en la interacción entre los dominios TPR de TRIP8b y la cola C-terminal de HCN. La elucidación estructural de esta interacción mediante cristalografía de rayos X reveló un bolsillo profundo formado por los dominios TPR de TRIP8b alrededor de la terminal C de HCN ^15. La segunda interacción TRIP8b-HCN se produce entre un tramo de 80 amino ácido de TRIP8b (que se encuentra el terminal N a los dominios TPR) y el dominio de unión de nucleótido cíclico de HCN. Esta interacción se produce a través de muchos aminoácidos diferentes de cada proteína y constituye una superficie difusa con menos interacciones intermoleculares bien definidas ^26. Basándose en estas observaciones estructurales, razonó que la interacción entre los dominios TPR de TRIP8b y el terminal C de HCN es más susceptible a la interrupción por una pequeña molécula INHIbitor.

Inicialmente, se utilizó un fragmento más grande de TRIP8b en el ensayo basado en la suposición de que un constructo más largo puede tener sitios reguladores alostéricos y aumentar las posibilidades de éxito. Inicialmente se utilizó longitud completa TRIP8b, pero este método estaba limitado por la agregación de proteínas, la degradación y la sensibilidad a ciclos hielo-deshielo. Posteriormente, dos de tamaño intermedio TRIP8b construye, una más larga (residuos 219-602) y uno más corto (residuos 259-602), se pusieron a prueba antes de que una construcción intermedia (residuos 241-602) fue seleccionado. Aunque cada uno de los cuatro truncamientos descritos anteriormente contienen los dominios TPR relevantes para la unión a la terminal C de HCN, sólo el clon de longitud intermedia (241-602) era suficientemente estable para uso en ensayos de selección. En particular, hemos sido capaces de obtener grandes cantidades de la proteína después de la purificación por cromatografía de afinidad de Ni ²⁺ sin etapas adicionales de separación.

después choosing un fragmento adecuado de TRIP8b y HCN, se determinó siguiente la afinidad del péptido HCN1 etiquetado para TRIP8b (241-602). Como regla general, una medición exacta sólo se puede realizar si la concentración del ligando es sustancialmente por debajo de la K _D de la pareja de unión ^28. En nuestro caso, hemos utilizado 50 nM de péptido marcado HCN1 para el experimento en el paso 2, y obtuvimos una _KD de 0.320.01μM. Por consideraciones de diseño experimental más con respecto a las interacciones proteína-proteína, se recomienda acudir a una de varias revisiones excelentes sobre el tema ^27-30.

Una vez que se determinó la K _D del péptido HCN1 etiquetado para TRIP8b (241-602), que a continuación, determinamos si la etiqueta en sí interfiere con la unión. En el paso 3, se obtuvo un valor de IC ₅₀ de 1.070.08 mu M por valoración de un péptido HCN1 no marcado en una concentración fija de TRIP8b (241-602) para desplazar el péptido marcado. En combinación con la K _D de la péptido marcado para TRIP8b (241-602), y aplicando la ecuación de Cheng-Prusoff, se estima entonces la afinidad del péptido no marcado para TRIP8b (241-602) como _KD = 0.93μM. Esto está en estrecho acuerdo con la afinidad de TRIP8b (241-602) para el péptido marcado, y sugiere que el etiquetado del péptido no afectó sustancialmente su afinidad para TRIP8b. Una característica importante de la pantalla basada en la polarización de fluorescencia es su excelente relación de señal a ruido como se indica por un factor Z de 0,89. Con otros parámetros de la misma, la magnitud del cambio en la señal de FP está dictada por el tamaño de la pareja de unión (TRIP8b (241-602)) y el tamaño del ligando marcado con fluoróforo. Un cambio en la polarización (del 44 al 224 mP) observó con el ligando de péptido de 11 aminoácidos entre sus estados libres y ligadas con el ~ 42 kDa TRIP8b (241-602) de proteínas es suficiente para reproducir la interacción específica y ofrece un rango dinámico suficiente para el cribado de la biblioteca.

Cabe señalar que existen varias limitaciones importantes del procedimiento de selección descrito anteriormente. Aunque TRIP8b se une a HCN en dos lugares, la pantalla se ha descrito anteriormente examina sólo un sitio de interacción y no identificar pequeñas moléculas dirigidas a la interacción CNBD. Del mismo modo, los compuestos que modulan alostéricamente TRIP8b unión a HCN mediante la interacción con TRIP8b en la región terminal N no serán identificados como hits. Ambas consideraciones son el resultado del uso de un fragmento TRIP8b más pequeña (véase más arriba), lo que asegura la reproducibilidad en los ensayos de selección descritos en el procedimiento. Con el fin de evitar estas limitaciones, los esfuerzos futuros pueden ser dirigidas en el uso de una pantalla basada en células que incorpora HCN longitud completa y TRIP8b construye ^33,34. Este tipo de pantalla puede depender de alta throughput métodos electrofisiológicos con el fin de identificar compuestos capaces de interrumpir la interacción entre HCN y TRIP8b, y la limitación de la expresión de los canales HCN en la superficie celular. Es de destacar que los enfoques como éstos tendrían que incluir contra-pantallas para asegurar que las moléculas pequeñas no estaban limitando directamente la función del canal de HCN como antagonistas, ya que esto podría dar lugar a efectos fuera del objetivo in vivo.

Aunque HCN1, HCN2 y HCN4 todos tienen un péptido C-terminal conservada 'Saturday Night Live', los residuos terminales N a este tripéptido variar considerablemente y es probable que afectan a la afinidad de unión TRIP8b. Esto plantea la posibilidad de que una molécula pequeña golpe obtiene por pantalla o diseñado en base a otros compuestos de golpe puede proporcionar HCN especificidad isoforma en la interrupción de la interacción TRIP8b-HCN. En la pantalla original, NUCC-5953 fue identificada como la primera molécula pequeña capaz de interrumpir la interacción entre TRIP8b y HCN1 ^3. WOR futurok con este ensayo puede identificar inhibidores adicionales de pequeñas moléculas con propiedades químicas deseables para el desarrollo de fármacos.

The authors have nothing to disclose.

This work was supported by National Institutes of Health Grant R21MH104471 and R01MH106511 (D.M.C.), Brain Research Foundation SG 2012-01 (D.M.C.), Northwestern University Clinical and Translational Sciences Institute 8UL1TR000150 (Y.H.), Chicago Biomedical Consortium HTS-004 (Y.H. and D.M.C.), and National Institutes of Health Grant 2T32MH067564 (K.L.). A part of this work was performed by the Northwestern University Medicinal and Synthetic Chemistry Core (ChemCore) at the Center for Molecular Innovation and Drug Discovery (CMIDD), which is funded by the Chicago Biomedical Consortium with support from the Searle Funds at the Chicago Community Trust and Cancer Center Support Grant P30 CA060553 from the National Cancer Institute awarded to the Robert H. Lurie Comprehensive Cancer Center. The high throughput screen work was performed in the High Throughput Analysis Laboratory which is also a core facility of the Robert H. Lurie Comprehensive Cancer Center.