Wir danken der Mitarbeiter von Alfred medizinische Forschung und Bildung Precinct Animal Services (AMREP AS) Team für ihre Hilfe und Pflege den Mäusen, die in dieser Studie verwendet und für die Unterstützung der betrieblichen Infrastruktur unterstützen Regelung des viktorianischen Staates Regierung.

Alle beschriebenen Experimente wurden von der Alfred medizinische Forschung Bildung Precinct Tier Ethikkommission (AMREP AEC) genehmigt und Mäuse wurden humane Pflege im Einklang mit der National Health and Medical Research Council (NHMRC) Australien-Leitlinien für Tierversuchen. Tiere waren ihre vorgeschriebenen Diät und Wasser Ad Libitum verabreicht und befindet sich in einer Umgebung mit kontrollierter Temperatur (~ 21-22 ° C) mit einem leichten 12 h und 12 h-Dunkel-Zyklus. Sieben Wochen alte männlichen Mäusen (auf C57Bl/6J Hintergrund) entweder regelmäßig normale Chow-Diät gefüttert wurden (Energie Inhalt 14,3 MJ/kg, bestehend aus 76 % der kJ aus Kohlenhydraten, 5 % Fett, 19 % Protein; siehe Tabelle der Materialien) oder für die hohen Fett-Fütterung-Gruppe, eine fettreiche Diät (HFD) () Energie Inhalt 19 MJ/kg, bestehend aus 36 % aus Kohlenhydraten, 43 % Fett, 21 % Eiweiß, Spezialität Feeds kJ) für 3 Wochen. Körpergewicht und Körpermaße Zusammensetzung mit einer EchoMRI Maschine wurden wöchentlich vorgenommen, während die Überwachung Stoffwechselanalyse in einem Muscheln nach 3 Wochen der Diät erfolgte.
(1) Körper Zusammensetzung Analyzer Verfahren
Hinweis: Um optimal zu funktionieren, sollten die EchoMRI 4-in-1-in diesem Protokoll verwendeten innerhalb eines Raumes enthalten sein, wo die Lufttemperatur ist stabil und schwankt nicht. Im Idealfall sollte dies ständig überwacht werden. An die Macht der Maschine und Unterbrechungen bewegen sollten wenn möglich vermieden werden. Wenn die Stromversorgung unterbrochen wurde und das System muss neu gestartet werden, können Sie mindestens 2-3 h für die Maschine zum Aufwärmen, bevor Sie es wieder verwenden. Bevor Sie beginnen, stellen Sie sicher, dass Sie korrekte persönlichen Schutzausrüstung tragen.
<ol><li>Vor dem Scannen Mäuse, führen Sie einen Systemtest auf den Körper Zusammensetzung Analyzer Maschine. Dabei wird mit einem Standard-Kalibrierung (bezeichnet als Canola Öl System Testprobe (Kosten)), die Genauigkeit des Instruments zu testen und um sicherzustellen, dass kein Drift in seiner Genauigkeit gegeben hat.<ol>
<li>Öffnen Sie die Systemsoftware, dann klicken Sie auf die Symbolleistenschaltfläche Systemtest oder drücken Sie "Alt + Y" gleichzeitig.</li>
		<li>Bevor der Systemtest durch den Computer durchgeführt wird, warten Sie auf eine Erinnerung zu überprüfen, ob die korrekten Kosten (in diesem Fall die Maus-spezifische Kosten) befindet sich im Inneren der Gantry des Systems ( Abbildung 1). Einmal bestätigt, dass dies tatsächlich der Fall ist, akzeptieren Sie, um mit dem Test fortzufahren, die einige Minuten in Anspruch nehmen wird.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Sobald der Systemtest bestanden hat, weiter mit dem Scannen.<ol>
<li>Wenn der Systemtest fehlschlägt, wiederholen Sie den Systemtest.</li>
		<li>Wenn die Maschine weiterhin außerhalb des zulässigen Bereichs (d. h., dass eine Abweichung aufgetreten ist), möglicherweise Kalibrierung notwendig, die Situation zu bereinigen. Füllen Sie dieses, indem Sie die Anweisungen folgen oder wie beschrieben in der Bedienungsanleitung zum Zeitpunkt des Kaufs zur Verfügung gestellt. Wenn das Problem weiterhin besteht, überprüfen Sie die manuelle3 oder melden Sie das Problem an den Hersteller-Support-Team und suchen Sie weitere Anweisung.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Legen Sie die Mäuse in einem kleinen Tier Probenhalter (lange Zylinder) zu halten, während in der Maschine enthalten. Um dies zu tun, bringen Sie die Halterung horizontal, heben Sie die Maus und zuerst in die Öffnung des Zylinderkopfes einführen. Bringen Sie langsam und vorsichtig die vertikale Position den Inhaber, so dass die Maus an der Unterseite des Zylinders und bereit für die Analyse ist.</li>
	<li>Legen Sie einmal innerhalb der Inhaber ein Trennzeichen um die Bewegung der Maus während der Messperiode zu begrenzen. In einigen Fällen mit sehr aktiven Mäusen kann es notwendig um das Trennzeichen mit der Fingerspitze zu halten sein. Hinweis: Die Mäuse damit vertraut, Platzierung in der Probenhalter vor ihrer ersten Analyse, Stress zu reduzieren. Die Verwendung von einem roten farbigen Tier Probenhalter kann auch die potentielle Stress-Reaktion reduzieren, da die Mäuse fühlen sich im Dunkeln.</li>
	<li>Innerhalb der Software wählen Sie einen Ordner (Ordner Symbolleiste) zum Speichern der Daten und erstellen Sie einen Dateinamen ein.</li>
	<li>Wenn nötig, reduzieren Sie das Rauschen in den Fetten und mageren Messungen durch Erhöhung der Anzahl der primären Ansammlungen des Scans. Sobald die Software gestartet wird, wird die primäre Ansammlungen auf eine empfohlene Standardwert für den allgemeinen täglichen Gebrauch festgelegt; es sei denn, es einen bestimmten Grund gibt, diese Parameter zu ändern, werden die Standard-Einstellungen Benutzer das erforderliche Maß an Präzision verleihen.</li>
	<li>Wenn kein Interesse bei der Beschaffung von Daten für freiem Wasser und Wasser, schalten Sie die Wasser-Phase durch Auswahl der Registerkarte, Nein zu sagen. Dadurch reduzieren die Scandauer deutlich und verbessern den Durchsatz.</li>
	<li>Den Scan zu initiieren, indem Sie "start Scan" auswählen oder durch Drücken von F5 auf der Tastatur. Geben Sie alle relevanten Daten über das Tier (z. B. Tier ID, Körpermasse, etc..) und bestätigen mit "ok" oder F5, um den Scan beginnt die ca. 1 min dauert.</li>
	<li>Nachdem Daten erhoben wurden, entfernen Sie den Tieren mit der Maus aus der Maschine und legen Sie das Tier zurück in seinen Käfig. Alle Tiere eingescannt haben, exportieren Sie die Daten zur weiteren Analyse und Sortierung.</li>
	<li>Reinigen Sie vor und nach Gebrauch gründlich die Tierhaltern gemäß den Anweisungen des Herstellers. Da diese Halter aus Acryl hergestellt werden, sollten Isopropyl-Alkohol und Ethylalkohol vermieden werden, da sie knacken der Inhaber und/oder rasche Verschlechterung des Inhabers, wodurch sich die Wahrscheinlichkeit eines Bruchs verursachen können. Stattdessen verwenden Sie warmes Spülwasser Lösung oder, wenn weitere Desinfektionsmittel erforderlich ist, verwenden Sie F10 (bei einem 1:125 Verdünnung) oder andere Desinfektionsmittel oder Reinigung Sprays (siehe Tabelle der Materialien) und dann abwischen.</li>
</ol>2. metabolische Tier Systemprozedur Überwachung
Hinweis: Das System benötigt ~ 2 h zum Aufwärmen und zu stabilisieren. Wenn die Maschine ausgeschaltet wurde, muss es eingeschaltet sein, um die Zirkonoxid-Zelle auf 725 ° c erhitzt werden können Auch legen wir in der Regel Mäuse im Körper Zusammensetzung Analyzer einen Tag vor dem Eintritt in das Tier, das monitoring-System, Probleme mit Zurückhaltung Stress zu vermeiden.
<ol><li>Der Computer angeschlossen an die Tier-monitoring-System eingeschaltet ist und öffnen Sie das Steuerprogramm zu gewährleisten. Wählen Sie die "Utility Oxymax" Option Menü Tool um die Pumpen zu initiieren.</li>
	<li>Füllen Sie Wasser in Flaschen mit entsprechenden Wasser, wiegen und die Gesundheit der Mäuse zu inspizieren und Essen zu organisieren. Sollten Sie Nahrungsaufnahme im System zu messen, das Essen Pudern. Füllen Sie die Lebensmittel-Hoppers durch Niederdrücken der gefederte Plattform und Spitze Essen in den Trichter. Sicherstellen Sie, dass Lebensmittel Trichter und Wasserflasche voll um sicherzustellen, dass es genügend Nahrung und Wasser zu die vorgesehene experimentelle Zeit dauern.</li>
	<li>Überprüfen Sie den Status der Drierite/Trockenmittel; Wenn ein Farbindikator verwenden, sollte es blau und daher trocken, aber wenn es Pink/lila ist, es hat erhebliche Feuchtigkeit Absorption und sollte ersetzt oder aufgestockt.</li>
	<li>Überprüfen Sie den Zustand der Falle Ammoniak und Kalk-Natron und ggf. tauschen. Wenn die Ammoniak-Falle verbunden ist ersetzen zwei zu einem Zeitpunkt, als die zweite Falle Anzeichen für eine Farbänderung zeigt, den ersten zu. Ein Anstieg der CO2 -Offset kann auch die Notwendigkeit, die Kalk-Natron ersetzen bedeuten. Hinweis: Trockenmittel in einem Ofen getrocknet und wiederverwendet werden kann, aber wir folgen den Empfehlungen des Herstellers des Systems, jedes Mal frisch zu verwenden.</li>
	<li>Montieren Sie die Kammern. Hierzu legen Sie den Lebensmittel-Behälter auf die Waage, dann legen Sie die Kammer an der Spitze mit den perforierten Plattform, die der Boden der Kammer eingefügt wird. Sorgfältig platzieren Sie den Mauszeiger in der Kammer und bringen Sie den Deckel des Systems mit der Front und zurück Clips und zu sichern, bevor die Flasche Wasser Positionierung und Befestigung. Als Vorsichtsmaßnahme überprüfen Sie alle Kammer Deckel, Mäuse und Wasser (Abbildung 2A-D). Hinweis: Abhängig von der Größe der untersuchten Mäuse, kann es erforderlich sein die Höhe der Räume über den Lebensmittel-Behälter so anpassen, dass die Mäuse haben Zugriff auf das Essen aber nicht genug Platz, die sie direkt auf die Zuführung schlafen kann.</li>
	<li>Wie es empfohlen wird, dass die Gas-Sensoren vor jedem Experiment kalibriert werden, muss das System kalibriert.<ol>
<li>Verwenden Sie eine Gas bekannter Zusammensetzung (0,5 % CO2, 20,5 % O2, Gleichgewicht Stickstoff). Die Kalibrierung Gas-Tank über einen Regler und Schlauch an das System anschließen. Schalten und der tankdruck Ausgabe 5-10 Psi lesen ist zu gewährleisten. Hinweis: Einige Systeme haben einen zweiten Behälter, Schlauch und Regler für den Einsatz von reinem Stickstoff als ein "Offset" Gas. Das System von das uns betriebenen nutzt stattdessen Kalk-Natron um CO2 freie Luft zu erzeugen.</li>
		<li>Verfahren Sie um die O-2 und CO2 -Sensoren kalibrieren. Wählen Sie "Kalibrierung" aus dem Menü "Extras" und sequenziell kalibrieren Sie der O2 und CO2. Vor der Kalibrierung zu gewährleisten, dass (1) Probe und Referenz-Flows sind 0,400 LPM, (2) die sensortemperatur Zirkonia O2 725 ° C (± 1 ° C), 3) der Probe und Referenz trockener und Luftpumpen sind auf, und (4) die Kalibriergas angeschlossen und eingeschaltet ist.</li>
		<li>Passen Sie ggf. beim Kalibrieren des O2 -Sensors leicht versetzte Kontrolle auf der Vorderseite des Sauerstoffsensors Zirkonia, einen O-2 -Ratio-Wert von 1,0000 (± 0,0002) zu erreichen. Dies soll gewährleisten, dass sie innerhalb der zulässigen Grenzen (in grüner Schrift in der Software-Anzeige auf dem Bildschirm hervorgehoben).</li>
		<li>Schalten Sie nach erfolgreichen O2 und CO2 Sensorkalibrierung die Kalibrierung Gasflasche und trennen Sie den Schlauch vom Regler. Nach der Kalibrierung sollte O2 für Referenzluft (atmosphärische) 20.92 (± 00.02) lesen. Wenn die Kalibrierung außerhalb der Toleranz ist, wiederholen, und beziehen sich auf Fehlersuche, die Anleitungen des Herstellers. Geschieht dies nicht kontaktieren Sie den Hersteller für weitere Anweisungen.</li>
	</ol></li>
	<li>Fahren Sie mit der Versuchsanordnung. Wählen Sie "experimentelle Datei öffnen" aus dem Menü "Experiment". Wählen Sie die entsprechende Vorlage (z. B. Maus). Unter "Setup" im Menü "Experiment" definieren Sie die Parameter des Experiments, die aufgezeichnet werden sollen (z. B. Maus ID, Gewicht, Gruppe, etc.) abwählen alle Kammern nicht in Gebrauch und wählen Sie den Speicherort für das Experiment gespeichert werden.</li>
	<li>Stellen Sie sicher die Waage tariert worden haben, wenn Nahrungsaufnahme Messen und starten Sie die Erfassung von Daten durch die Auswahl "ausführen" im Menü "Experiment". Daten für verschiedene Zeiträume je nach Phänotyp, institutionellen Richtlinien auf tierische Isolation und Systemnutzung erfasst werden. Hinweis: In unseren Händen ist das Experiment routinemäßig für 48 h mit dem ersten 24 h als Anpassung an die neue Umgebung und die zweite 24 h für die Datenanalyse verwendet ausführen. Die Datenerhebung basiert auf wie lange die Ermittler behalten möchte, ihre Mäuse einzeln untergebracht und Tierethik Genehmigung abhängig. Alternativ, wenn Bestimmungen vorhanden, können Mäuse in den Kammern vor Aufnahme in das System akklimatisiert und verbunden. Jede Kammer wird etwa einmal alle 13 Minuten gemessen, wenn ein 12-Kammer-System verwendet wird.</li>
	<li>Regelmäßig überprüfen Sie und überwachen Sie die Ergebnisse, die erzielt werden, während die Mäuse in das System sind um den Tierschutz zu gewährleisten und die entsprechende Daten werden gesammelt. Jede Frage möglicherweise in diesem Stadium erkannt und behoben werden. Überprüfen Sie auf jede Maus jeden Morgen und Abend, wenn sie im System sind.</li>
	<li>Überprüfen Sie die metabolische Registerkarte am oberen Rand der Datei Datenseite für die erhobenen Daten in Echtzeit für jede Maus in Bezug auf die Sauerstoff-Verbrauch, RER und Energie-Ausgaben. Unterdessen bricht beamen und Daten über den Lebensmittelverzehr befinden sich auf den Registerkarten Aktivität und Fütterung bzw.. Prüfung, die rund um die "O2 In" liest 20.90-20.94, der "CO2 In" ist um 0,040 - 0.050, RER liegt zwischen 0,7 und 1, und der Durchfluss ist mit 0,5 - 0,6 L/min konstant.</li>
	<li>In regelmäßigen Abständen zu überprüfen, dass die Mäuse Zugang zu Nahrung und Wasser haben und dass sie jeweils in Anspruch nehmen. Stellen Sie sicher, dass sie keine Zeichen der Bedrängnisses wie Graben an der perforierten Böden unter Beweis stellen. Darüber hinaus überwachen Sie die Ergebnisse, die angezeigt werden.</li>
	<li>Nach Abschluss der Ihnen zugeteilten experimentelle Zeit, wählen Sie "stop" aus dem Menü "Experiment" und die Ergebnisse exportieren (als CSV-Dateien, Datei > Exportieren > generieren Thema CSV) für die Analyse.</li>
	<li>Überprüfen Sie die Gesundheit der Mäuse, sie wiegen und dann zurück in ihre Heimat Käfige.<ol>
<li>Mäuse können feindlich zueinander nach der Trennung, also zu überwachen, sobald sie wieder zusammen untergebracht sind.</li>
		<li>Die Käfige zu zerlegen, entfernen Sie überschüssige Lebensmittel aus Trichtern und Kot, Urin, und Lebensmittel aus den Käfigen Tipp. Tauchen, Flaschen und Sippers in verdünnten T-bac-Lösung einweichen und reinigen Sie die anderen Teile in verdünnten Bleichmittel-Lösung. Mit klarem Wasser nachspülen und an der Luft trocknen lassen.</li>
	</ol></li>
	<li>Stoffwechselparameter mit der Software zu berechnen. Die Software nutzt eine Reihe von Gleichungen, die endgültigen Daten Ausgang4bereitzustellen. Für die Berechnung der Sauerstoff-Verbrauch und Kohlendioxid-Produktion: Sauerstoff-Verbrauch: VO2 (LPM)= VichO2i - VoO2o; Kohlendioxid-Produktion: VCO2 (LPM)= VoCO2o-VichCO2i Wo: Vich = Eingabe lüftungsrate (LPM), Vo = die Ausgaberate Belüftung (LPM), O2i = O2 Konzentration am Eingang, O2o = O2 Konzentration am Ausgang, CO2i = CO2 Konzentration am Eingang, CO2o = CO2 -Konzentration am Ausgang. Für die Berechnung der RER: RER = VCO2 / VO2. Beachten Sie, dass Protein Oxidation nicht gemessen wurde und der RER wurde daher nicht dafür angepasst. Für die Berechnung der Energieumsatz: Energieverbrauch: CV = 3.815 + 1.232* RER Wärme (Kcal/h)) = CV * VO2. Wo: Lebenslauf ist der Heizwert (die Beziehung zwischen Hitze und das Volumen des Sauerstoffverbrauchs). Dies leitet sich aus "Die Elemente von the Science of Nutrition" als das Lusk-Tabelle, zusammen mit Graham Lusk bezeichnet.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Chen, W., Wilson, J. L., Khaksari, M., Cowley, M. A., Enriori, P. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Abdominal+fat+analyzed+by+DEXA+scan+reflects+visceral+body+fat+and+improves+the+phenotype+description+and+the+assessment+of+metabolic+risk+in+mice.">Abdominal fat analyzed by DEXA scan reflects visceral body fat and improves the phenotype description and the assessment of metabolic risk in mice.</a> Am J Physiol Endocrinol Metab. 303 (5), E635-E643 (2012).</li><li>Kovner, I., Taicher, G. Z., Mitchell, A. 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H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=NIH+experiment+in+centralized+mouse+phenotyping:+the+Vanderbilt+experience+and+recommendations+for+evaluating+glucose+homeostasis+in+the+mouse.">NIH experiment in centralized mouse phenotyping: the Vanderbilt experience and recommendations for evaluating glucose homeostasis in the mouse.</a> Am J Physiol Endocrinol Metab. 297 (4), E849-E855 (2009).</li></ol>

Die Autoren haben nichts preisgeben.

Wichtige Schritte
Die hierin beschriebenen Protokolle geben Sie ein Beispiel wie die Körperzusammensetzung Messen und verschiedenen Stoffwechselparameter in Mäusen mit einer Körperanalyse Zusammensetzung und eine metabolische Tier monitoring-System. Für beide Techniken ist es von entscheidender Bedeutung, um sicherzustellen, dass die Maschinen optimal arbeiten, und um dies zu tun, es unerlässlich ist, dass der Forscher einen Systemtest für Komposition Körperanalyse füh...

Viele Aspekte der normalen zellulären, Orgel und Ganzkörper-Physiologie, Stoffwechsel untermauert. Infolgedessen in der Einstellung verschiedener Krankheiten, Änderungen an den Stoffwechsel können direkt zu der zugrunde liegenden Erkrankung beitragen oder als Nebenwirkung der Pathologie beeinträchtigt werden. Traditionell haben metabolische Untersuchungen und Studien in der Energiebilanz auf dem Gebiet der Adipositas und damit verbundenen Bedingungen wie Insulinresistenz, prädiabetes, Glukoseintoleranz, Herz-Kreislauf-Erkrankungen und Diabetes konzentriert. Diese Forschung gerechtfertigt angesichts der steigende Prävalenz von solchen Bedingungen weltweit und die individuellen, gesellschaftlichen, und wirtschaftlichen Kosten diese Bedingungen verursachen. So, die Entwicklung von Präventionsstrategien und neuer Therapeutika zu Ziel Übergewicht ist ein ständiges Ziel in der Forschungslabors auf der ganzen Welt und präklinischen Mausmodellen sind stark für diese Studien berufen.
Mit einem Gewicht von Mäusen bietet eine zuverlässige Bewertung der Gewichtszunahme oder Verlust, bietet es keine Aufschlüsselung der verschiedenen Komponenten, aus denen sich Ganzkörper-Zusammensetzung (Fettmasse, Magermasse, freies Wasser sowie andere Komponenten wie Fell und Krallen). Das Wiegen von Fettpölsterchen an den Abschluss des Studiums, sobald die Maus verstorben ist bietet eine genaue Messung der verschiedenen Fettdepots aber kann nur für einen einzigen Zeitpunkt Daten liefern. Infolgedessen ist es oft notwendig, mehrere Kohorten untersuchen die Entwicklung von Übergewicht über Zeit, deutlich steigende Tierzahlen, Zeit und Kosten zu registrieren. Die Verwendung von Dual-Energy x-ray Absorptiometry (DEXA) bietet einen Ansatz zur Beurteilung der Körper Fett und magerem Gewebe Inhalt und den Forscher zum Abrufen von Daten in einer longitudinal Mode ermöglicht. Das Verfahren benötigt jedoch Mäuse zu betäubten1, und wiederholte Anfälle von Anästhesie können Auswirkungen auf die Ansammlung von Fettgewebe oder Auswirkungen auf andere Aspekte der Stoffwechselregulation. EchoMRI nutzt Magnetische Kernresonanz relaxometrie Fetten und mageren Masse, kostenlos Wasser und total Wassergehalt zu messen. Dies ist möglich durch die Schaffung der Kontrast zwischen den verschiedenen gewebeanteile, mit Unterschieden in der Dauer, die Amplitude und die räumliche Verteilung der erzeugten Frequenzen ermöglicht die Darstellung und Quantifizierung der einzelnen Gewebe. Dieses Verfahren ist vorteilhaft, da es nicht-invasiv, schnell, einfach ist, keine Anästhesie oder Strahlung erfordert und, vor allem gegen chemische Analyse2positiv bestätigt wurde.
Ein wichtiger Aspekt von Fettleibigkeit und damit verbundene Forschung ist die Energiegleichung Gleichgewicht. Während Fettansammlung komplizierter als reine Energie (Nahrungsaufnahme) versus Energie heraus (Energieverbrauch), sind sie wichtige Faktoren zu messen zu können. Täglichen Energieverbrauch ist die Summe aus vier verschiedenen Teilen: (1) basale Energieverbrauch (Grundumsatz); (2) der Energieaufwand durch die thermische Wirkung der Verzehr von Lebensmitteln; (3) der Energiebedarf zur Thermoregulierung; und (4) die Energie für körperliche Aktivität ausgegeben. Energieaufwand erzeugt Wärme, Wärmeerzeugung durch ein Tier (bekannt als direkte Kalorimetrie) messen lässt sich Energieaufwand zu beurteilen. Alternativ, Messung der inspiriert und abgelaufen Konzentrationen von O2 und CO2, so dass zur Bestimmung der Ganzkörper-O2 Verbrauchs- und CO2 , kann als eine Möglichkeit, indirekt (indirekte Messen genutzt werden Kalorimetrie) Wärmeerzeugung und somit Energieverbrauch zu berechnen. Eine Erhöhung der Nahrungsaufnahme oder eine Abnahme der Energieaufwand wird prädisponieren Mäuse zu Gewichtszunahme und Beobachtungen von Änderungen dieser Parameter können nützliche Informationen von wahrscheinlich Wirkmechanismen in bestimmten Modellen von Fettleibigkeit. Ein verwandter metabolische Parameter von Interesse ist die Atemwege Umtauschverhältnis (RER), ein Indikator für den Anteil der Substrat-Kraftstoff (d.h., Kohlenhydrate oder Fett), die Stoffwechsel und wird genutzt, um Energie zu produzieren durchmacht. Infolgedessen bieten Messung der Nahrungsaufnahme (verbrauchte Energie) in Kombination mit körperlicher Bewegung, O2 Verbrauch, RER und Energieaufwand ein umfassendes Verständnis der metabolischen Profils eines Organismus. Eine Methode, um solche Daten zu sammeln ist mit einer umfassenden Versuchstieres monitoring-System (Muscheln), basiert auf die indirekte Kalorimetrie-Methode zur Messung von Energieverbrauch und hat die zusätzlichen Möglichkeiten zur Bestimmung der körperlichen Bewegungsstufen (Strahl Pausen) und Nahrungsaufnahme über Skalen in der Messkammer eingearbeitet.
In diesem Protokoll bieten wir eine unkomplizierte Beschreibung des Einsatzes von einer Körperanalyse Zusammensetzung zur Bewertung der Körperzusammensetzung bei Mäusen und eine metabolische Tier Überwachungssystem, Aspekte des Stoffwechsels zu messen. Überlegungen und Einschränkungen für diese Techniken werden neben vorgeschlagenen Methoden der Analyse, Interpretation und Darstellung der Daten diskutiert.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="1053">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:251px;">4 in 1 system</td>
			<td style="width:157px;">EchoMRI</td>
			<td style="width:275px;">4 in 1 system</td>
			<td style="width:371px;">Whole body composition analyser</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;">Canola oil test sample (COSTS)</td>
			<td>EchoMRI</td>
			<td style="width:275px;">Mouse-specific (contact company for cat number)</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Animal specimen holder&#160;</td>
			<td>EchoMRI</td>
			<td style="width:275px;">103-E56100R</td>
			<td style="width:371px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:251px;">Delimiter&#160;</td>
			<td>EchoMRI</td>
			<td style="width:275px;">600-E56100D</td>
			<td style="width:371px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">12 chamber system</td>
			<td>Columbus Instruments</td>
			<td>Custom built</td>
			<td>Metabolic Caging System; includes control program</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Drierite</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>238988</td>
			<td>CLAMS consumable</td>
		</tr>
		<tr height="25">
			<td height="25" style="height:25px;">Calibration gas tank</td>
			<td>Air Liquide</td>
			<td>Mixed to order</td>
			<td>Gas calibration (0.5% CO2, 20.5% O2, balance nitrogen).&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Normal chow diet</td>
			<td>Specialty Feeds</td>
			<td>Irradiated mouse and rat diet</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">High fat diet</td>
			<td>Specialty Feeds</td>
			<td>SF04-001</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Balance</td>
			<td>Mettler Toledo</td>
			<td>PL202-S</td>
			<td>Balance for weighing mice</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">TexQ Disinfectant spray</td>
			<td>TexWipe</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Hydrogen Peroxide cleaning solution</td>
			<td>TexWipe</td>
			<td>TX684</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

body composition and metabolic caging analysis in high fat fed mice

Veränderungen in der Körperzusammensetzung (Fett oder mager-Masse), metabolische Parameter wie Ganzkörper-Sauerstoffverbrauch, Energieumsatz, und Substrat Auslastung und Verhaltensweisen wie Nahrungsaufnahme und körperliche Aktivität können liefern wichtige Informationen in Bezug auf die zugrunde liegenden Mechanismen der Krankheit. Angesichts der Bedeutung der Körperzusammensetzung und des Stoffwechsels, die Entwicklung von Übergewicht und seine spätere Folgeerscheinungen, ist es notwendig, genaue Maßnahmen dieser Parameter in der präklinischen Forschung zu machen. Fortschritte in der Technologie in den letzten Jahrzehnten haben diese Maßnahmen in Nager-Modelle in einem nicht-invasiv und longitudinal Mode ableiten ermöglicht. Infolgedessen haben diese metabolischen Maßnahmen nützlich erwiesen, bei der Beurteilung der Reaktion von genetischen Manipulationen (z. B. Knockout oder Transgene Mäuse, virale Knock-Down oder Überexpression von Genen), experimentelle Droge/Verbund-Screening und diätetische, Verhaltens- oder körperliche Aktivität Interventionen. Hier beschreiben wir die Protokolle zur Messung der Körperzusammensetzung und metabolischen Parameter mithilfe eines Tieres Überwachungssystem in Chow gefüttert und hohen Fett-Diät gefüttert Mäuse.

Die Ergebnisse in Abbildung 3 zu sehen anzuzeigen eine typische Veränderung in Zusammensetzung Körperparameter auf hohen Fett füttern, gemessen über EchoMRI. Zu Beginn gab es keinen Unterschied in jedem Parameter gemessen (Abb. 3A-F). Jedoch nach nur 1 Woche fettreiche Fütterung, gab es ein deutlichen Anstieg des Körpergewichts, Fettmasse und Masse Fettanteil in der Gruppe HFD (Abb. 3A<...

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Body Composition and Metabolic Caging Analysis in High Fat Fed Mice

Körperzusammensetzung und festsetzende Stoffwechselanalyse bei hohen Fett Fed Mäusen

Dieses Protokoll beschreibt die Verwendung einer Zusammensetzung Körperanalyse und metabolische Tier Überwachungssystem Körperzusammensetzung und metabolischen Parametern bei Mäusen zu charakterisieren. Eine Adipositas-Modell induziert durch fettreiche Fütterung dient als Beispiel für die Anwendung dieser Techniken.

Alterations to body composition (fat or lean mass), metabolic parameters such as whole-body oxygen consumption, energy expenditure, and substrate ...

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Research

JoVE Journal

Medicine

15.3K Aufrufe.  Baker Heart and Diabetes Institute. Dieses Protokoll beschreibt die Verwendung einer Zusammensetzung Körperanalyse und metabolische Tier Überwachungssystem Körperzusammensetzung und metabolischen Parametern bei Mäusen zu charakterisieren. Eine Adipositas-Modell induziert durch fettreiche Fütterung dient als Beispiel für die Anwendung dieser Techniken.

Serie: Body Composition and Metabolic Caging Analysis in High Fat Fed Mice

Dissection of Human Vitreous Body Elements for Proteomic Analysis

The vitreous is an optically clear, collagenous extracellular matrix that fills the inside of the eye and overlies the retina. 1,2 Abnormal interactions between vitreous substructures and the retina underlie several vitreoretinal diseases, including retinal tear and detachment, macular pucker, macular hole, age-related macular degeneration, vitreomacular traction, proliferative vitreoretinopathy, proliferative diabetic retinopathy, and inherited vitreoretinopathies. 1,2 The molecular composition of the vitreous substructures is not known. Since the vitreous body is transparent with limited surgical access, it has been difficult to study its substructures at the molecular level. We developed a method to separate and preserve these tissues for proteomic and biochemical analysis. The dissection technique in this experimental video shows how to isolate vitreous base, anterior hyaloid, vitreous core, and vitreous cortex from postmortem human eyes. One-dimensional SDS-PAGE analyses of each vitreous component showed that our dissection technique resulted in four unique protein profiles corresponding to each substructure of the human vitreous body. Identification of differentially compartmentalized proteins will reveal candidate molecules underlying various vitreoretinal diseases.

This video shows an effective technique for differentiating and dissecting the various semi-transparent structures of the human vitreous body in post mortem eyes.

Dissection of Human Glaskörper Elemente für Proteomanalyse

The vitreous is an optically clear, collagenous extracellular matrix that fills the inside of the eye and overlies the retina. 1,2 Abnormal interactions ...

Forschung

Medizin

Hyperinsulinemic-euglycemic Clamps in Conscious, Unrestrained Mice

Type 2 diabetes is characterized by a defect in insulin action. The hyperinsulinemic-euglycemic clamp, or insulin clamp, is widely considered the "gold standard" method for assessing insulin action in vivo. During an insulin clamp, hyperinsulinemia is achieved by a constant insulin infusion. Euglycemia is maintained via a concomitant glucose infusion at a variable rate. This variable glucose infusion rate (GIR) is determined by measuring blood glucose at brief intervals throughout the experiment and adjusting the GIR accordingly. The GIR is indicative of whole-body insulin action, as mice with enhanced insulin action require a greater GIR. The insulin clamp can incorporate administration of isotopic 2[14C]deoxyglucose to assess tissue-specific glucose uptake and [3-3H]glucose to assess the ability of insulin to suppress the rate of endogenous glucose appearance (endoRa), a marker of hepatic glucose production, and to stimulate the rate of whole-body glucose disappearance (Rd).
The miniaturization of the insulin clamp for use in genetic mouse models of metabolic disease has led to significant advances in diabetes research. Methods for performing insulin clamps vary between laboratories. It is important to note that the manner in which an insulin clamp is performed can significantly affect the results obtained. We have published a comprehensive assessment of different approaches to performing insulin clamps in conscious mice1 as well as an evaluation of the metabolic response of four commonly used inbred mouse strains using various clamp techniques2. Here we present a protocol for performing insulin clamps on conscious, unrestrained mice developed by the Vanderbilt Mouse Metabolic Phenotyping Center (MMPC; URL: www.mc.vanderbilt.edu/mmpc). This includes a description of the method for implanting catheters used during the insulin clamp. The protocol employed by the Vanderbilt MMPC utilizes a unique two-catheter system3. One catheter is inserted into the jugular vein for infusions. A second catheter is inserted into the carotid artery, which allows for blood sampling without the need to restrain or handle the mouse. This technique provides a significant advantage to the most common method for obtaining blood samples during insulin clamps which is to sample from the severed tip of the tail. Unlike this latter method, sampling from an arterial catheter is not stressful to the mouse1. We also describe methods for using isotopic tracer infusions to assess tissue-specific insulin action. We also provide guidelines for the appropriate presentation of results obtained from insulin clamps.

The hyperinsulinemic-euglycemic clamp, or insulin clamp, is the gold standard for assessing insulin action in vivo. A method for performing insulin clamps in mice is described. This includes a method for arterial catheterization that permits experiments to be performed in conscious, unrestrained mice with minimal stress.

Hyperinsulinämische-euglykämische Schellen in dem Bewusstsein, Unrestrained Mäuse

Type 2 diabetes is characterized by a defect in insulin action. The hyperinsulinemic-euglycemic clamp, or insulin clamp, is widely considered the "gold ...

Protocol for Long Duration Whole Body Hyperthermia in Mice

Hyperthermia is a general term used to define the increase in core body temperature above normal. It is often used to describe the increased core body temperature that is observed during fever. The use of hyperthermia as an adjuvant has emerged as a promising procedure for tumor regression in the field of cancer biology. For this purpose, the most important requirement is to have reliable and uniform heating protocols. We have developed a protocol for hyperthermia (whole body) in mice. In this protocol, animals are exposed to cycles of hyperthermia for 90 min followed by a rest period of 15 min. During this period mice have easy access to food and water. High body temperature spikes in the mice during first few hyperthermia exposure cycles are prevented by immobilizing the animal. Additionally, normal saline is administered in first few cycles to minimize the effects of dehydration. This protocol can simulate fever like conditions in mice up to 12-24 hr. We have used 8-12 weeks old BALB/Cj female mice to demonstrate the protocol.

This paper describes a protocol for whole body hyperthermia in mice that can stimulate fever like conditions up to 12-24 hr.

Protokoll für Long Duration Ganzkörper-Hyperthermie in Mäuse

Hyperthermia is a general term used to define the increase in core body temperature above normal. It is often used to describe the increased core body ...

Carotid Artery Infusions for Pharmacokinetic and Pharmacodynamic Analysis of Taxanes in Mice

When proposing the use of a drug, drug combination, or drug delivery into a novel system, one must assess the pharmacokinetics of the drug in the study model. As the use of mouse models are often a vital step in preclinical drug discovery and drug development1-8, it is necessary to design a system to introduce drugs into mice in a uniform, reproducible manner. Ideally, the system should permit the collection of blood samples at regular intervals over a set time course. The ability to measure drug concentrations by mass-spectrometry, has allowed investigators to follow the changes in plasma drug levels over time in individual mice1, 9, 10. In this study, paclitaxel was introduced into transgenic mice as a continuous arterial infusion over three hours, while blood samples were simultaneously taken by retro-orbital bleeds at set time points. Carotid artery infusions are a potential alternative to jugular vein infusions, when factors such as mammary tumors or other obstructions make jugular infusions impractical. Using this technique, paclitaxel concentrations in plasma and tissue achieved similar levels as compared to jugular infusion. In this tutorial, we will demonstrate how to successfully catheterize the carotid artery by preparing an optimized catheter for the individual mouse model, then show how to insert and secure the catheter into the mouse carotid artery, thread the end of the catheter out through the back of the mouse&#8217;s neck, and hook the mouse to a pump to deliver a controlled rate of drug influx. Multiple low volume retro-orbital bleeds allow for analysis of plasma drug concentrations over time.

This method was developed with the goal of delivering a steady drug solution via the carotid artery, to assess the pharmacokinetics of novel drugs in mouse models.

Halsschlagader Infusionen für pharmakokinetischen und pharmakodynamischen Analyse von Taxanen in Mäusen

When proposing the use of a drug, drug combination, or drug delivery into a novel system, one must assess the pharmacokinetics of the drug in the study ...

Dissection of the Mouse Pancreas for Histological Analysis and Metabolic Profiling

We have been investigating the pancreas specific transcription factor, 1a cre-recombinase; lox-stop-lox- Kristen rat sarcoma, glycine to aspartic acid at the 12 codon (Ptf1acre/+;LSL-KrasG12D/+) mouse strain as a model of human pancreatic cancer. The goal of our current studies is to identify novel metabolic biomarkers of pancreatic cancer progression. We have performed metabolic profiling of urine, feces, blood, and pancreas tissue extracts, as well as histological analyses of the pancreas to stage the cancer progression. The mouse pancreas is not a well-defined solid organ like in humans, but rather is a diffusely distributed soft tissue that is not easily identified by individuals unfamiliar with mouse internal anatomy or by individuals that have little or no experience performing mouse organ dissections. The purpose of this article is to provide a detailed step-wise visual demonstration to guide novices in the removal of the mouse pancreas by dissection. This article should be especially valuable to students and investigators new to research that requires harvesting of the mouse pancreas by dissection for metabolic profiling or histological analyses.

This video article provides a detailed demonstration of the procedures required to successfully remove the pancreas from a mouse by dissection for histological analysis and metabolic profiling.

Dissektion der Maus Bauchspeicheldrüse für histologische Analyse und Metabolic Profiling

We have been investigating the pancreas specific transcription factor, 1a cre-recombinase; lox-stop-lox- Kristen rat sarcoma, glycine to aspartic acid at ...

Semi-automated Analysis of Mouse Skeletal Muscle Morphology and Fiber-type Composition

For years, distinctions between skeletal muscle fiber types were best visualized by myosin-ATPase staining. More recently, immunohistochemical staining of myosin heavy chain (MyHC) isoforms has emerged as a finer discriminator of fiber-type. Type I, type IIA, type IIX and type IIB fibers can now be identified with precision based on their MyHC profile; however, manual analysis of these data can be slow and down-right tedious. In this regard, rapid, accurate assessment of fiber-type composition and morphology is a very desirable tool. Here, we present a protocol for state-of-the-art immunohistochemical staining of MyHCs in frozen sections obtained from mouse hindlimb muscle in concert with a novel semi-automated algorithm that accelerates analysis of fiber-type and fiber morphology. As expected, the soleus muscle displayed staining for type I and type IIA fibers, but not for type IIX or type IIB fibers. On the other hand, the tibialis anterior muscle was composed predominantly of type IIX and type IIB fibers, a small fraction of type IIA fibers and little or no type I fibers. Several image transformations were used to generate probability maps for the purpose of measuring different aspects of fiber morphology (i.e., cross-sectional area (CSA), maximal and minimal Feret diameter). The values obtained for these parameters were then compared with manually-obtained values. No significant differences were observed between either mode of analysis with regards to CSA, maximal or minimal Feret diameter (all p &#62; 0.05), indicating the accuracy of our method. Thus, our immunostaining analysis protocol may be applied to the investigation of effects on muscle composition in many models of aging and myopathy.

Immunohistochemical staining of myosin heavy chain isoforms has emerged as the state-of-the-art discriminator of skeletal muscle fiber-type (i.e., type I, type IIA, type IIX, type IIB). Here, we present a staining protocol along with a novel semi-automated algorithm that facilitates rapid assessment of fiber-type and fiber morphology.

Semi-automatische Analyse von Maus Skelettmuskulatur Morphologie und Fasertyp Zusammensetzung

For years, distinctions between skeletal muscle fiber types were best visualized by myosin-ATPase staining. More recently, immunohistochemical staining of ...

Study of In Vivo Glucose Metabolism in High-fat Diet-fed Mice Using Oral Glucose Tolerance Test (OGTT) and Insulin Tolerance Test (ITT)

Obesity represents the most important single risk factor in the pathogenesis of type 2 diabetes, a disease which is characterized by a resistance to insulin-stimulated glucose uptake and a gross decompensation of systemic glucose metabolism. Despite considerable progress in the understanding of glucose metabolism, the molecular mechanisms of its regulation in health and disease remain under-investigated, while novel approaches to prevent and treat diabetes are urgently needed. Diet derived glucose stimulates the pancreatic secretion of insulin, which serves as the principal regulator of cellular anabolic processes during the fed-state and thus balances blood glucose levels to maintain systemic energy status. Chronic overfeeding triggers meta-inflammation, which leads to alterations in peripheral insulin receptor-associated signaling and thus reduces the sensitivity to insulin-mediated glucose disposal. These events ultimately result in elevated fasting glucose and insulin levels as well as a reduction in glucose tolerance, which in turn serve as important indicators of insulin resistance. Here, we present a protocol for the generation and metabolic characterization of high-fat diet (HFD)-fed mice as a frequently used model of diet-induced insulin resistance. We illustrate in detail the oral glucose tolerance test (OGTT), which monitors the peripheral disposal of an orally administered glucose load and insulin secretion over time. Additionally, we present a protocol for the insulin tolerance test (ITT) to monitor whole-body insulin action. Together, these methods and their downstream applications represent powerful tools to characterize the general metabolic phenotype of mice as well as to specifically assess alterations in glucose metabolism. They may be especially useful in the broad research field of insulin resistance, diabetes and obesity to provide a better understanding of pathogenesis as well as to test the effects of therapeutic interventions.

Study of In Vivo Glucose Metabolism in High-fat Diet-fed Mice Using Oral Glucose Tolerance Test OGTT and Insulin Tolerance Test ITT

The current article describes the generation and metabolic characterization of high-fat diet-fed mice as a model of diet-induced insulin resistance and obesity. It further features detailed protocols to perform the oral glucose tolerance test and the insulin tolerance test, monitoring whole-body alterations of glucose metabolism in vivo.

Studie von In Vivo Metabolismus von Glukose in fettreichen Diät gefüttert Mäuse mit oralen Glukosetoleranztest (OGTT) und Insulin-Toleranz-Test (ITT)

Obesity represents the most important single risk factor in the pathogenesis of type 2 diabetes, a disease which is characterized by a resistance to ...

Incorporation of a Survivable Liver Biopsy Procedure in Mice to Assess Non-alcoholic Steatohepatitis (NASH) Resolution

Clinical trials assessing therapies for the treatment of non-alcoholic steatohepatitis (NASH) involve a baseline and end of study liver biopsy, and assessment of improvement in disease endpoints, often reflected as a percent of each treatment arm that improved, worsened or remained unchanged. Traditional preclinical rodent studies for putative NASH therapies are often limited by not knowing the level of liver disease/NASH present at the start of therapeutic intervention, instead of randomizing treatment groups on easily measurable endpoints such as body weight, metabolic status or similar. Here, we describe a liver biopsy technique in a diet-induced NASH mouse model, for the assessment of baseline liver disease in order to exclude mice that do not exhibit fibrosis and to equally distribute animals with similar fibrosis between treatment groups. These levels can then be compared to the terminal, post-intervention levels for a truer understanding of in vivo pharmacological effects and thus more accurately reflect clinical trial design strategies. The mouse is properly anesthetized and prepared for the surgery using sterile conditions. A small incision is made in the upper abdomen and the left lateral lobe of the liver is exposed. A wedge of the liver is surgically removed, and a similar-sized piece of absorbable gelatin is put in its place to stop any bleeding. The mouse is surgically sutured and stapled closed and will recover back to normal within 1 day. The entire process takes 5-10 min per mouse. Here we exemplify the utility of this procedure by leveraging the pre-study biopsy to assess the impact of the glucagon-like peptide-1 (GLP-1) receptor agonist liraglutide on NASH endpoints in mice.

Incorporation of a Survivable Liver Biopsy Procedure in Mice to Assess Non-alcoholic Steatohepatitis NASH Resolution

In clinical settings, a liver biopsy is used to assess stages of non-alcoholic steatohepatitis (steatosis, inflammation, hepatocyte ballooning, and fibrosis). Here, we illustrate a survivable liver biopsy in mice which can be used for histological analyses to enable assessment of therapeutic agents in a manner more aligned with clinical trials.

Gründung einer Survivable Leberbiopsie Prozedur bei Mäusen zu beurteilen, nicht-alkoholische Steatohepatitis (NASH) Auflösung

Clinical trials assessing therapies for the treatment of non-alcoholic steatohepatitis (NASH) involve a baseline and end of study liver biopsy, and ...

Quantitative Analysis of Cellular Composition in Advanced Atherosclerotic Lesions of Smooth Muscle Cell Lineage-Tracing Mice

Atherosclerosis remains the leading cause of death worldwide and, despite countless preclinical studies describing promising therapeutic targets, novel interventions have remained elusive. This is likely due, in part, to a reliance on preclinical prevention models investigating the effects of genetic manipulations or pharmacological treatments on atherosclerosis development rather than the established disease. Also, results of these studies are often confounding because of the use of superficial lesion analyses and a lack of characterization of lesion cell populations. To help overcome these translational hurdles, we propose an increased reliance on intervention models that employ investigation of changes in cellular composition at a single cell level by immunofluorescent staining and confocal microscopy. To this end, we describe a protocol for testing a putative therapeutic agent in a murine intervention model including a systematic approach for animal dissection, embedding, sectioning, staining, and quantification of brachiocephalic artery lesions. In addition, due to the phenotypic diversity of cells within late-stage atherosclerotic lesions, we describe the importance of using cell-specific, inducible lineage tracing mouse systems and how this can be leveraged for unbiased characterization of atherosclerotic lesion cell populations. Together, these strategies may assist vascular biologists to more accurately model therapeutic interventions and analyze atherosclerotic disease and will hopefully translate into a higher rate of success in clinical trials.

We propose a standardized protocol to characterize the cellular composition of late-stage murine atherosclerotic lesions including systematic methods of animal dissection, tissue embedding, sectioning, staining, and analysis of brachiocephalic arteries from atheroprone smooth muscle cell lineage tracing mice.

Quantitative Analyse der zellulären Zusammensetzung in fortgeschrittene atherosklerotische Läsionen der glatten Muskulatur Zelle Abstammung-Tracing Mäuse

Atherosclerosis remains the leading cause of death worldwide and, despite countless preclinical studies describing promising therapeutic targets, novel ...

Vinyl Chloride and High-Fat Diet as a Model of Environment and Obesity Interaction

Vinyl chloride (VC), an abundant environmental contaminant, causes steatohepatitis at high levels, but is considered safe at lower levels. Although several studies have investigated the role of VC as a direct hepatotoxicant, the concept that VC modifies sensitivity of the liver to other factors, such as nonalcoholic fatty liver disease (NAFLD) caused by high-fat diet (HFD) is novel. This protocol describes an exposure paradigm to evaluate the effects of chronic, low-level exposure to VC. Mice are acclimated to low-fat or high-fat diet one week prior to the beginning of the inhalation exposure and remain on these diets throughout the experiment. Mice are exposed to VC (sub-OSHA level: &#60;1 ppm) or room air in inhalation chambers for 6 hours/day, 5 days/week, for up to 12 weeks. Animals are monitored weekly for body weight gain and food consumption. This model of VC exposure causes no overt liver injury with VC inhalation alone. However, the combination of VC and HFD significantly enhances liver disease. A technical advantage of this co-exposure model is the whole-body exposure, without restraint. Moreover, the conditions more closely resemble a very common human situation of a combined exposure to VC with underlying nonalcoholic fatty liver disease and therefore support the novel hypothesis that VC is an environmental risk factor for the development of liver damage as a complication of obesity (i.e., NAFLD). This work challenges the paradigm that the current exposure limits of VC (occupational and environmental) are safe. The use of this model can shed new light and concern on the risks of VC exposure. This model of toxicant-induced liver injury can be used for other volatile organic compounds and to study other interactions that may impact the liver and other organ systems.

The goal of this protocol was to develop a murine model of low-level toxicant exposure that does not cause overt liver injury but rather exacerbates pre-existing liver damage. This paradigm better recapitulates human exposure and the subtle changes that occur upon exposure to toxicant concentrations that are considered safe.

Vinylchlorid und fettreiche Ernährung als Modell der Umwelt- und Adipositas-Interaktion

Vinyl chloride (VC), an abundant environmental contaminant, causes steatohepatitis at high levels, but is considered safe at lower levels. Although ...