Ringraziamo il personale dalla ricerca medica Alfred e team formazione Precinct Animal Services (AS AMREP) per la loro assistenza e cura i topi utilizzati in questo studio e per il sostegno del regime di supporto dell'infrastruttura operativa dello stato vittoriano Governo.

Tutti gli esperimenti descritti sono stati approvati da Alfred medica ricerca formazione Precinct animale comitato etico (AMREP AEC) e topi sono stati forniti assistenza umana in linea con il National Health and Medical Research Consiglio (NHMRC) delle linee guida Australia su Sperimentazione animale. Gli animali sono stati somministrati loro prescritto dieta e acqua ad libitum e ospitato in un ambiente a temperatura controllata (~ 21-22 ° C) con una luce di 12 h e 12 h-scuro ciclo. Sette settimane vecchio topo maschio (su uno sfondo di C57Bl/6J) sono stati alimentati la dieta cibo normale regolare (energia contenuto 14,3 MJ/kg, che consiste del 76% di kJ da carboidrati, 5% di grassi, proteine 19%; Vedi tabella materiali) o per il gruppo di alimentazione grasso elevato, un alto contenuto di grassi dieta (HFD) ( energia contenuto 19 MJ/kg, composta da 36% di kJ da carboidrati, grasso 43%, 21% di proteine, specialità feed) per 3 settimane. Peso corporeo e misure della composizione corporea tramite una macchina di EchoMRI sono state fatte settimanalmente durante l'analisi di monitoraggio metabolico ha avuto luogo in un vongole dopo 3 settimane della dieta.
1. corpo composizione Analyzer procedura
Nota: Per funzionare in modo ottimale, il EchoMRI 4-in-1 utilizzato in questo protocollo devono essere contenuti all'interno di una stanza dove la temperatura dell'aria è stabile e non fluttua. Idealmente questo dovrebbe essere costantemente monitorato. Lo spostamento della macchina e interruzioni di alimentazione dovrebbe anche essere evitato se possibile. Se l'alimentazione è stata interrotta e deve essere riavviato il sistema, consentire almeno 2-3 h per la macchina per riscaldarsi prima di utilizzarlo nuovamente. Prima di iniziare, assicurarsi che si sono indossando corretti dispositivi di protezione individuale.
<ol><li>Prima di analizzare i topi, è possibile eseguire un test di sistema sul corpo macchina di analizzatore di composizione. Questo comporta l'uso di uno standard di calibrazione (denominato un campione di prova sistema olio canola (costi)) per testare la precisione dello strumento e garantire che c' non è stata nessuna deriva nella relativa esattezza.<ol>
<li>Aprire il software di sistema, quindi fare clic sul pulsante di barra degli strumenti di Test di sistema o premendo "Alt + Y" contemporaneamente.</li>
		<li>Prima di effettuata il test di sistema dal computer, attendere un promemoria verificare che i costi corretti (in questo caso i costi specifici del mouse) è stato inserito all'interno del portale del sistema ( Figura 1). Una volta confermato che questo è davvero il caso, accettare per procedere con la prova, che avrà pochi minuti per completare.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Una volta ha superato il test di sistema, proseguire con la scansione.<ol>
<li>Se il test di sistema fallisce, ripetere il test di sistema.</li>
		<li>Se la macchina continua a essere fuori portata (che indica che una deviazione si è verificato), calibrazione può essere necessario rettificare la situazione. Completare questo seguendo le istruzioni o come descritto nel manuale dell'utente fornito al momento dell'acquisto. Se il problema persiste, controllare il manuale3 o segnalare il problema al team di supporto del produttore e cercare ulteriori istruzioni.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Posizionare i topi in un piccolo animale portacampioni (lungo cilindro) per tenerli contenuti mentre si è in macchina. A tale scopo, posizionare orizzontalmente il titolare, sollevare il mouse e inserirlo in primo luogo l'apertura della testa del cilindro. Lentamente e con attenzione portare il titolare in posizione verticale in modo che il mouse si trova nella parte inferiore del cilindro e pronto per l'analisi.</li>
	<li>Una volta all'interno il titolare, è possibile inserire un delimitatore per limitare il movimento del mouse durante il periodo di misura. In alcune circostanze, con topi estremamente attivi, può essere necessario tenere il delimitatore in luogo con la punta delle dita. Nota: Acquisire i topi con posizionamento in portacampioni prima della loro analisi iniziale per ridurre lo stress. L'uso di un portacampioni animali colorati rosso può anche ridurre la potenziale risposta allo stress, come i topi si sentono che sono nel buio.</li>
	<li>All'interno del software, selezionare una cartella (cartella sulla barra degli strumenti) per salvare i dati e creare un nome di file.</li>
	<li>Se necessario, è possibile ridurre la quantità di rumore casuale nelle misurazioni grasse e magre aumentando il numero delle accumulazioni di primarie della scansione. Una volta avviato il software, le accumulazioni primarie è impostata su un valore predefinito consigliato per uso generale quotidiano; Se non c'è un motivo specifico per modificare questi parametri, le impostazioni predefinite verranno darà il necessario livello di precisione per gli utenti.</li>
	<li>Se non siete interessati nell'ottenere i dati per acqua libera e totale, spegnere la fase acqua selezionando la scheda per dire di no. In questo modo verrà ridurre significativamente la durata della scansione e migliorare la velocità effettiva.</li>
	<li>Avviare la scansione selezionando "start scan" o premendo F5 sulla tastiera. Inserire tutti i dati pertinenti circa l'animale (ad es., animal ID, massa corporea, ecc.) e premere "ok" o F5 per iniziare la scansione, che avrà circa 1 min.</li>
	<li>Dopo i dati sono stati ottenuti, rimuovere il supporto animale contenente il mouse dalla macchina e posto sul retro degli animali nella sua gabbia. Una volta che tutti gli animali sono stati analizzati, esportare i dati per ulteriori analisi e confronto.</li>
	<li>Prima e dopo l'uso, pulire accuratamente i possessori degli animali secondo le istruzioni del produttore. Come questi supporti sono costruiti da plastica acrilica, alcol isopropilico e alcool etilico dovrebbe essere evitati poichè possono causare screpolature dei titolari e/o rapido deterioramento del titolare, aumentando così la probabilità di rottura. Invece, utilizzare acqua calda per lavastoviglie soluzione oppure, se ulteriore disinfettante è necessario, utilizzare F10 (a una diluizione di 1: 125) o altri spray disinfettante o pulizia (Vedi Tabella materiali) e poi pulire.</li>
</ol>2. metabolico animale monitoraggio Procedure di sistema
Nota: Il sistema richiede ~ 2 h per riscaldare e stabilizzare. Se la macchina è stata spenta, esso deve essere acceso per consentire la cella di ossido di zirconio essere riscaldata a 725 ° C. Inoltre abbiamo posto generalmente topi nell'analizzatore di composizione corporea un giorno prima di entrare l'animale sistema di monitoraggio per evitare eventuali problemi con lo sforzo del fermo.
<ol><li>Verificare il computer collegato al sistema di monitoraggio degli animali è acceso e aprire il programma di controllo. Selezionare l'opzione "Oxymax Utility" dal menu dello strumento per avviare le pompe.</li>
	<li>Riempire bottiglie d'acqua con acqua appropriato, pesare e controllare la salute dei topi e organizzare il cibo. Se nel sistema di misura l'assunzione di cibo, considera spolverizzare il cibo. Riempire le tramogge di cibo premendo il cibo di piattaforma e punta a molla nella tramoggia. Assicurarsi che la tramoggia di cibo e una bottiglia d'acqua siano completamente pieno per garantire che non c'è abbastanza cibo e acqua per durare il tempo sperimentale assegnato.</li>
	<li>Controllare lo stato di drierite/essiccante; Se si utilizza un indicatore di colore, dovrebbe essere blu e quindi asciugare, ma se è rosa/viola, ha avuto la capacità di assorbimento dell'umidità significativo e dovrebbe essere sostituito o rabboccato.</li>
	<li>Controllare la condizione della trappola di ammoniaca e calce sodata e sostituire se necessario. Se la trappola di ammoniaca è collegata due alla volta, quando la seconda trappola Mostra segni di un cambiamento di colore, sostituire il primo. Un aumento nell'offset CO2 può anche significare la necessità di sostituire la calce sodata. Nota: Essiccante può essere asciugato in forno e riutilizzato, tuttavia noi seguire le raccomandazioni del produttore del sistema per utilizzare fresco ogni volta.</li>
	<li>Assemblare gli alloggiamenti. A tale scopo, posizionare la tramoggia di cibo sulla bilancia, quindi posizionare la camera in cima con la piattaforma perforata che diventa il pavimento della camera inserita. Attentamente posizionare il mouse nella camera e fissare il coperchio del sistema con la parte anteriore e clip di nuovo e fissare prima posizionando la bottiglia di acqua e di fissaggio. Come misura precauzionale, ricontrollare tutti i coperchi di camera, topi e acqua (Figura 2A-D). Nota: A seconda delle dimensioni dei topi in esame, può essere necessario regolare l'altezza degli spazi sopra la tramoggia di cibo in modo che i topi hanno accesso al cibo, ma non abbastanza spazio che dormono direttamente sopra l'alimentatore.</li>
	<li>Come è consigliabile che i sensori di gas essere calibrato prima di ogni esperimento, calibrare il sistema.<ol>
<li>Utilizzare un gas di composizione nota (0,5% CO2, 20,5% O2, equilibrio dell'azoto). Collegare il serbatoio del gas di calibrazione al sistema tramite un regolatore e tubo flessibile. Accendere e assicurare la pressione di uscita del serbatoio è la lettura di 5-10 psi. Nota: Alcuni sistemi avrà un secondo serbatoio, tubo e regolatore per l'uso di azoto puro come un gas "offset". Il sistema che operiamo invece utilizza la calce sodata per generare aria libera di CO2 .</li>
		<li>Seguire le procedure per calibrare sia O2 e sensori di CO2 . Selezionare "calibrazione" dal menu strumenti e calibrare in modo sequenziale CO2e O2 . Prima di calibrare garantire quel campione 1) e flussi di riferimento sono 0,400 LPM, 2) la temperatura del sensore2 O di Zirconia è 725 ° C (± 1 ° C), 3) il campione e riferimento più secca e pompe ad aria sono su, e 4) il gas di calibrazione è collegato e acceso.</li>
		<li>Se necessario, effettuare la calibrazione del sensore di O2 , regolare leggermente il controllo offset sulla parte anteriore del sensore ossigeno zirconio per ottenere un valore di rapporto di2 O di 1.0000 (± 0.0002). Questo è per assicurarsi che sia entro limiti accettabili (evidenziati in carattere verde sul display software sullo schermo del computer).</li>
		<li>Dopo il successo di O2 e calibrazione del sensore di CO2 , disattivare la bombola del gas di calibrazione e staccare il tubo dal regolatore. Dopo la calibrazione, O2 per aria di riferimento (atmosferica) dovrebbe leggere 20,92 (± 00.02). Se la calibrazione è fuori tolleranza, ripetere e fare riferimento alla risoluzione dei problemi guide dal produttore. In caso contrario, contattare il produttore per ulteriori istruzioni.</li>
	</ol></li>
	<li>Procedere con set-up sperimentale. Selezionare "Apri file sperimentale" nel menu di esperimento. Selezionare il modello appropriato (ad esempio, il mouse). Sotto "setup" nel menu di esperimento definire i parametri dell'esperimento che deve essere registrato (per esempio, mouse ID, peso, gruppo, ecc.) de-selezionare qualsiasi chambers non è in uso e selezionare il percorso per l'esperimento deve essere salvato.</li>
	<li>Assicurare le scale hanno state tarate se misurando l'ingestione di cibo e avviare l'acquisizione dei dati selezionando l'opzione "Esegui" nel menu di esperimento. Dati vengono acquisiti per le durate differenti a seconda del fenotipo, le linee guida istituzionali su isolamento degli animali e l'utilizzo del sistema. Nota: Nelle nostre mani, l'esperimento viene ordinariamente eseguito per 48 h, con le prime 24 ore utilizzata come acclimatazione per il nuovo ambiente e la seconda 24h utilizzato per l'analisi dei dati. Il periodo di raccolta di dati si basa su quanto tempo lo sperimentatore vuole mantenere loro topi singolarmente ospitato e dipende l'approvazione etica animale. In alternativa, qualora esistano disposizioni, topi possono essere acclimatati nelle camere prima di essere messi nel sistema e collegati. Ogni camera è misurato circa una volta ogni 13 min quando è in uso un sistema di 12 camera.</li>
	<li>Controllare regolarmente e monitorare i risultati ottenuti mentre i topi sono nel sistema per garantire il benessere degli animali e che vengono raccolti dati appropriato. Qualsiasi problema può essere in grado di essere identificati in questa fase e rettificato. Verifica su ogni mouse ogni mattina e la sera quando sono nel sistema.</li>
	<li>Controllare la scheda metabolica nella parte superiore della pagina del file di dati per i dati raccolti in tempo reale per ogni mouse per quanto riguarda le spese di consumo, RER e l'energia di ossigeno. Nel frattempo, le interruzioni del fascio e dati sui consumi alimentari può essere individuati nelle schede attività e alimentazione, rispettivamente. Verificare che il "O2 In" sta leggendo intorno 20.90-20,94, la "CO2 In" è intorno a 0,040 - 0,050, la RER è compreso tra 0,7 e 1, e la portata è costante a 0,5 - 0,6 L/min.</li>
	<li>A intervalli regolari, verifica che i topi hanno accesso a cibo e acqua e che stanno consumando ciascuno. Assicurarsi che essi non stanno dimostrando tutti i segni di afflizione come scavare la pavimentazione forata. Inoltre, monitorare i risultati che vengono visualizzati.</li>
	<li>Al completamento del tempo allocato sperimentale, selezionare "stop" dal menu di esperimento ed esportare i risultati (come file CSV, File > Esporta > generare soggetto CSV) per l'analisi.</li>
	<li>Controllare la salute dei topi, pesare e quindi tornare alla loro casa gabbie.<ol>
<li>Topi può essere ostile verso a vicenda dopo la separazione, quindi monitorare una volta che essi sono alloggiati insieme nuovamente.</li>
		<li>Smontare le gabbie, togliere gli alimenti in eccesso dalle tramogge e suggerimento qualsiasi feci, urina e cibo dalle gabbie. Immergere le bottiglie e sippers in soluzione diluita di T-bac, immergere e pulire gli altri componenti nella soluzione di candeggina diluita. Risciacquare con acqua pulita e lasciare all'aria secca.</li>
	</ol></li>
	<li>Calcolare i parametri metabolici con il software. Il software utilizza un numero di equazioni per fornire i dati finali di uscita4. Per il calcolo della produzione di consumo e l'anidride carbonica dell'ossigeno: consumo di ossigeno: VO2 (LPM)= VioO2i - VoO2o; Produzione di anidride carbonica: VCO2 (LPM)= VoCO2o-VhoCO2i Dove: Vi = il tasso di ventilazione ingresso (LPM), Vo = il tasso di ventilazione di uscita (LPM), O2i = la concentrazione di2 O all'ingresso, O2o = la concentrazione di2 O uscita, CO2i = CO2 concentrazione in ingresso, CO2o = la concentrazione di CO2 all'uscita. Per il calcolo della RER: RER = VCO2 / VO2. Si noti che non è stato misurato l'ossidazione della proteina e quindi la RER non era adeguato per questo. Per il calcolo del dispendio energetico: dispendio energetico: CV = 3.815 + 1.232* RER Calore (Kcal/h)) = CV * VO2. Dove: CV è il potere calorifico (il rapporto tra il calore e il volume del consumo di ossigeno). Questo è derivato da "The elementi della scienza della nutrizione" definita la tabella di Lusk, composta da Graham Lusk.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Chen, W., Wilson, J. L., Khaksari, M., Cowley, M. A., Enriori, P. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Abdominal+fat+analyzed+by+DEXA+scan+reflects+visceral+body+fat+and+improves+the+phenotype+description+and+the+assessment+of+metabolic+risk+in+mice.">Abdominal fat analyzed by DEXA scan reflects visceral body fat and improves the phenotype description and the assessment of metabolic risk in mice.</a> Am J Physiol Endocrinol Metab. 303 (5), E635-E643 (2012).</li><li>Kovner, I., Taicher, G. Z., Mitchell, A. 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C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mature-onset+obesity+in+interleukin-1+receptor+I+knockout+mice.">Mature-onset obesity in interleukin-1 receptor I knockout mice.</a> Diabetes. 55 (5), 1205-1213 (2006).</li><li>Kowalski, G. M., Bruce, C. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+regulation+of+glucose+metabolism:+Implications+and+considerations+for+the+assessment+of+glucose+homeostasis+in+rodents.">The regulation of glucose metabolism: Implications and considerations for the assessment of glucose homeostasis in rodents.</a> Am J Physiol Endocrinol Metab. 307 (10), E859-E871 (2014).</li><li>McGuinness, O. P., Ayala, J. E., Laughlin, M. R., Wasserman, D. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=NIH+experiment+in+centralized+mouse+phenotyping:+the+Vanderbilt+experience+and+recommendations+for+evaluating+glucose+homeostasis+in+the+mouse.">NIH experiment in centralized mouse phenotyping: the Vanderbilt experience and recommendations for evaluating glucose homeostasis in the mouse.</a> Am J Physiol Endocrinol Metab. 297 (4), E849-E855 (2009).</li></ol>

Gli autori non hanno nulla a rivelare.

Fasi critiche
I protocolli descritti nel presente documento forniscono un esempio di modi in cui composizione corporea misura e vari parametri metabolici nei topi utilizzando un analizzatore di composizione corporea e un animale metabolico, sistema di monitoraggio. Per entrambe le tecniche, è criticamente importante garantire che le macchine stanno lavorando in modo ottimale, e per fare questo, è imperativo che il ricercatore esegue un test di sistema per l'analizzatore di c...

Metabolismo è alla base di molti aspetti della normale cellulare, organo e fisiologia del corpo intero. Di conseguenza, nella cornice di varie patologie, alterazioni al metabolismo possono contribuire direttamente allo stato di fondo o potrebbero essere negativamente influenzate come un effetto collaterale della patologia. Tradizionalmente, studi in equilibrio energetico e metabolico sono stati concentrati sul campo dell'obesità e patologie correlate come l'insulino-resistenza, pre-diabete, intolleranza al glucosio, malattia cardiovascolare ed il diabete. Questa ricerca è autorizzata data la crescente prevalenza di tali condizioni in tutto il mondo e dell'individuo, della società, e costi economici queste condizioni infliggono. Come tale, lo sviluppo di strategie di prevenzione e nuove terapie per l'obesità di destinazione è un obiettivo nei laboratori di ricerca del mondo e modelli preclinici del topo sono fortemente invocati per questi studi.
Mentre la pesatura topi fornisce una valutazione affidabile di aumento di peso o perdita, non fornisce una ripartizione delle diverse componenti che compongono la pagina di composizione del corpo intero (massa grassa, massa magra, acqua gratuita così come altri componenti quali pelliccia e artigli). La pesatura delle adiposità al completamento degli studi, una volta che il mouse è deceduto fornisca una misura precisa dei diversi depositi di grasso, ma può solo fornire dati per un unico punto di tempo. Di conseguenza, spesso è necessario iscriversi più coorti per studiare lo sviluppo dell'obesità nel tempo, significativamente crescente numero di animali, tempo e costi. L'uso del dual-energy x-ray absorptiometry (DEXA) fornisce un approccio per valutare il contenuto del corpo del tessuto grasso e magro e consente al ricercatore di ottenere dati in modo longitudinale. Tuttavia, la procedura richiede topi anestetizzati1e ripetuti attacchi di anestesia possono influenzare l'accumulo di tessuto adiposo o impatto altri aspetti della regolazione metabolica. EchoMRI utilizza la risonanza magnetica nucleare rilassometria per misurare la massa grassa e magra, acqua gratuita e contenuto d'acqua totale. Ciò è ottenibile grazie alla creazione di contrasto tra i componenti differenti del tessuto, con differenze nella durata, ampiezza e distribuzione spaziale delle radiofrequenze generati permettendo la delineazione e la quantificazione di ogni tipo di tessuto. Questa tecnica è vantaggiosa in quanto è semplice, rapido e non invasivo, non richiede alcuna anestesia o la radiazione e, soprattutto, è stato convalidato positivamente contro analisi chimica2.
Una considerazione chiave di ricerca correlata e l'obesità è l'equazione di equilibrio di energia. Accumulo di grasso è più complicato che puramente energetica (assunzione di cibo) contro energia fuori (dispendio energetico), ma sono fattori vitali per essere in grado di misurare. Dispendio energetico quotidiano è il totale di quattro diversi componenti: (1) dispendio energetico basale (tasso metabolico a riposo); (2) il dispendio energetico a causa dell'effetto termico del consumo alimentare; (3) l'energia necessaria per la termoregolazione; e (4) l'energia spesa sull'attività fisica. Come dispendio energetico genera calore, misurare la produzione di calore da un animale (conosciuto come calorimetria diretta) può essere utilizzato per valutare il dispendio energetico. In alternativa, misurazione di ispirato e scaduto concentrazioni di O2 e CO2, permettendo per la determinazione del corpo intero O2 consumo e produzione di CO2 , può essere utilizzata come un modo per misurare indirettamente (indiretta Calorimetria a) produzione di calore e di conseguenza calcolare il dispendio energetico. Un aumento nell'assunzione di cibo o una diminuzione nel dispendio energetico possa predisporre tali topi ad aumento di peso e osservazioni dei cambiamenti in questi parametri possono fornire utili informazioni di probabili meccanismi d'azione su particolari modelli di obesità. Un parametro metabolico correlato di interesse è il rapporto di cambio delle vie respiratorie (RER), un indicatore della percentuale di substrato/carburante (cioè, carboidrati o grassi) che è in fase di metabolismo e viene utilizzata per produrre energia. Misurazione dell'ingestione di cibo (energia consumata) combinato con livelli di attività fisica, consumo2 O, RER e dispendio energetico è pertanto in grado di garantire un'ampia comprensione del profilo metabolico dell'organismo. Un metodo per raccogliere tali dati consiste nell'utilizzare un animale di laboratorio completa sistema di monitoraggio (vongole), che si basa sul metodo calorimetria indiretta per misurare il dispendio energetico e ha la capacità aggiunte di determinazione dei livelli di attività fisica (fascio pause) e l'assunzione di cibo tramite scale incorporato nella camera di misura.
In questo protocollo forniamo una descrizione semplice dell'uso di un analizzatore di composizione corporea per valutare la composizione corporea nei topi e un sistema di monitoraggio metabolico animale per misurare aspetti del metabolismo. Considerazioni e limitazioni per queste tecniche saranno discusse così come suggeriti metodi di analisi, interpretazione e rappresentazione dei dati.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="1053">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:251px;">4 in 1 system</td>
			<td style="width:157px;">EchoMRI</td>
			<td style="width:275px;">4 in 1 system</td>
			<td style="width:371px;">Whole body composition analyser</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;">Canola oil test sample (COSTS)</td>
			<td>EchoMRI</td>
			<td style="width:275px;">Mouse-specific (contact company for cat number)</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Animal specimen holder&#160;</td>
			<td>EchoMRI</td>
			<td style="width:275px;">103-E56100R</td>
			<td style="width:371px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:251px;">Delimiter&#160;</td>
			<td>EchoMRI</td>
			<td style="width:275px;">600-E56100D</td>
			<td style="width:371px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">12 chamber system</td>
			<td>Columbus Instruments</td>
			<td>Custom built</td>
			<td>Metabolic Caging System; includes control program</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Drierite</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>238988</td>
			<td>CLAMS consumable</td>
		</tr>
		<tr height="25">
			<td height="25" style="height:25px;">Calibration gas tank</td>
			<td>Air Liquide</td>
			<td>Mixed to order</td>
			<td>Gas calibration (0.5% CO2, 20.5% O2, balance nitrogen).&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Normal chow diet</td>
			<td>Specialty Feeds</td>
			<td>Irradiated mouse and rat diet</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">High fat diet</td>
			<td>Specialty Feeds</td>
			<td>SF04-001</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Balance</td>
			<td>Mettler Toledo</td>
			<td>PL202-S</td>
			<td>Balance for weighing mice</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">TexQ Disinfectant spray</td>
			<td>TexWipe</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Hydrogen Peroxide cleaning solution</td>
			<td>TexWipe</td>
			<td>TX684</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

body composition and metabolic caging analysis in high fat fed mice

Alterazioni di composizione corporea (massa grassa o magra), parametri metabolici quali consumo di ossigeno del corpo intero, dispendio energetico e utilizzazione del substrato e comportamenti come l'ingestione di cibo e attività fisica in grado di fornire informazioni importanti per quanto riguarda i meccanismi di fondo di malattia. Data l'importanza della composizione corporea e il metabolismo allo sviluppo di obesità e le sue conseguenze successive, è necessario effettuare misure accurate di questi parametri in ambito di ricerca pre-clinica. I progressi della tecnologia nel corso degli ultimi decenni hanno reso possibile derivare queste misure nei modelli del roditore in modo non invasivo e longitudinale. Di conseguenza, queste misure metaboliche hanno dimostrato utile nel valutare la risposta di manipolazioni genetiche (ad esempio transgenici o knockout mice, virale knock-down o sovraespressione di geni), lo screening droga sperimentale/mescola e dietetici, interventi di attività fisiche o comportamentali. Qui, descriviamo i protocolli utilizzati per misurare la composizione corporea e parametri metabolici utilizzando un animale monitoraggio sistema nei topi di dieta-federazione grassi cibo-federazione e alti.

Visto nella Figura 3 vengono visualizzati una tipica variazione parametri di composizione corporea all'alta alimentazione grassa, come misurato tramite EchoMRI. Al basale non c'era alcuna differenza in qualsiasi parametro misurato (Figura 3A-F). Tuttavia, dopo appena 1 settimana di alimentazione alto di grassi, c'era un aumento significativo del peso corporeo, massa grassa e massa grassa nel gruppo HFD (<strong c...

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Body Composition and Metabolic Caging Analysis in High Fat Fed Mice

Analisi metabolica ingabbiamento in topi alta Fed grasso e della composizione corporea

Questo protocollo descrive l'uso di un analizzatore di composizione corporea e sistema di monitoraggio degli animali metabolica per caratterizzare la composizione corporea e parametri metabolici nei topi. Un modello di obesità indotta alimentando grassi viene utilizzato come esempio per l'applicazione di queste tecniche.

Alterations to body composition (fat or lean mass), metabolic parameters such as whole-body oxygen consumption, energy expenditure, and substrate ...

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Research

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15.3K Views.  Baker Heart and Diabetes Institute. Questo protocollo descrive l'uso di un analizzatore di composizione corporea e sistema di monitoraggio degli animali metabolica per caratterizzare la composizione corporea e parametri metabolici nei topi. Un modello di obesità indotta alimentando grassi viene utilizzato come esempio per l'applicazione di queste tecniche.

Video: Body Composition and Metabolic Caging Analysis in High Fat Fed Mice

Dissection of Human Vitreous Body Elements for Proteomic Analysis

The vitreous is an optically clear, collagenous extracellular matrix that fills the inside of the eye and overlies the retina. 1,2 Abnormal interactions between vitreous substructures and the retina underlie several vitreoretinal diseases, including retinal tear and detachment, macular pucker, macular hole, age-related macular degeneration, vitreomacular traction, proliferative vitreoretinopathy, proliferative diabetic retinopathy, and inherited vitreoretinopathies. 1,2 The molecular composition of the vitreous substructures is not known. Since the vitreous body is transparent with limited surgical access, it has been difficult to study its substructures at the molecular level. We developed a method to separate and preserve these tissues for proteomic and biochemical analysis. The dissection technique in this experimental video shows how to isolate vitreous base, anterior hyaloid, vitreous core, and vitreous cortex from postmortem human eyes. One-dimensional SDS-PAGE analyses of each vitreous component showed that our dissection technique resulted in four unique protein profiles corresponding to each substructure of the human vitreous body. Identification of differentially compartmentalized proteins will reveal candidate molecules underlying various vitreoretinal diseases.

This video shows an effective technique for differentiating and dissecting the various semi-transparent structures of the human vitreous body in post mortem eyes.

Dissezione di Human Elements corpo vitreo per l&#39;analisi proteomica

The vitreous is an optically clear, collagenous extracellular matrix that fills the inside of the eye and overlies the retina. 1,2 Abnormal interactions ...

Ricerca

Medicina

Hyperinsulinemic-euglycemic Clamps in Conscious, Unrestrained Mice

Type 2 diabetes is characterized by a defect in insulin action. The hyperinsulinemic-euglycemic clamp, or insulin clamp, is widely considered the "gold standard" method for assessing insulin action in vivo. During an insulin clamp, hyperinsulinemia is achieved by a constant insulin infusion. Euglycemia is maintained via a concomitant glucose infusion at a variable rate. This variable glucose infusion rate (GIR) is determined by measuring blood glucose at brief intervals throughout the experiment and adjusting the GIR accordingly. The GIR is indicative of whole-body insulin action, as mice with enhanced insulin action require a greater GIR. The insulin clamp can incorporate administration of isotopic 2[14C]deoxyglucose to assess tissue-specific glucose uptake and [3-3H]glucose to assess the ability of insulin to suppress the rate of endogenous glucose appearance (endoRa), a marker of hepatic glucose production, and to stimulate the rate of whole-body glucose disappearance (Rd).
The miniaturization of the insulin clamp for use in genetic mouse models of metabolic disease has led to significant advances in diabetes research. Methods for performing insulin clamps vary between laboratories. It is important to note that the manner in which an insulin clamp is performed can significantly affect the results obtained. We have published a comprehensive assessment of different approaches to performing insulin clamps in conscious mice1 as well as an evaluation of the metabolic response of four commonly used inbred mouse strains using various clamp techniques2. Here we present a protocol for performing insulin clamps on conscious, unrestrained mice developed by the Vanderbilt Mouse Metabolic Phenotyping Center (MMPC; URL: www.mc.vanderbilt.edu/mmpc). This includes a description of the method for implanting catheters used during the insulin clamp. The protocol employed by the Vanderbilt MMPC utilizes a unique two-catheter system3. One catheter is inserted into the jugular vein for infusions. A second catheter is inserted into the carotid artery, which allows for blood sampling without the need to restrain or handle the mouse. This technique provides a significant advantage to the most common method for obtaining blood samples during insulin clamps which is to sample from the severed tip of the tail. Unlike this latter method, sampling from an arterial catheter is not stressful to the mouse1. We also describe methods for using isotopic tracer infusions to assess tissue-specific insulin action. We also provide guidelines for the appropriate presentation of results obtained from insulin clamps.

The hyperinsulinemic-euglycemic clamp, or insulin clamp, is the gold standard for assessing insulin action in vivo. A method for performing insulin clamps in mice is described. This includes a method for arterial catheterization that permits experiments to be performed in conscious, unrestrained mice with minimal stress.

Iperinsulinemico-euglicemico Morsetti in Cosciente, Mouse sfrenato

Type 2 diabetes is characterized by a defect in insulin action. The hyperinsulinemic-euglycemic clamp, or insulin clamp, is widely considered the "gold ...

Protocol for Long Duration Whole Body Hyperthermia in Mice

Hyperthermia is a general term used to define the increase in core body temperature above normal. It is often used to describe the increased core body temperature that is observed during fever. The use of hyperthermia as an adjuvant has emerged as a promising procedure for tumor regression in the field of cancer biology. For this purpose, the most important requirement is to have reliable and uniform heating protocols. We have developed a protocol for hyperthermia (whole body) in mice. In this protocol, animals are exposed to cycles of hyperthermia for 90 min followed by a rest period of 15 min. During this period mice have easy access to food and water. High body temperature spikes in the mice during first few hyperthermia exposure cycles are prevented by immobilizing the animal. Additionally, normal saline is administered in first few cycles to minimize the effects of dehydration. This protocol can simulate fever like conditions in mice up to 12-24 hr. We have used 8-12 weeks old BALB/Cj female mice to demonstrate the protocol.

This paper describes a protocol for whole body hyperthermia in mice that can stimulate fever like conditions up to 12-24 hr.

Protocollo per lungo Ipertermia Corpo intera durata in Mouse

Hyperthermia is a general term used to define the increase in core body temperature above normal. It is often used to describe the increased core body ...

Carotid Artery Infusions for Pharmacokinetic and Pharmacodynamic Analysis of Taxanes in Mice

When proposing the use of a drug, drug combination, or drug delivery into a novel system, one must assess the pharmacokinetics of the drug in the study model. As the use of mouse models are often a vital step in preclinical drug discovery and drug development1-8, it is necessary to design a system to introduce drugs into mice in a uniform, reproducible manner. Ideally, the system should permit the collection of blood samples at regular intervals over a set time course. The ability to measure drug concentrations by mass-spectrometry, has allowed investigators to follow the changes in plasma drug levels over time in individual mice1, 9, 10. In this study, paclitaxel was introduced into transgenic mice as a continuous arterial infusion over three hours, while blood samples were simultaneously taken by retro-orbital bleeds at set time points. Carotid artery infusions are a potential alternative to jugular vein infusions, when factors such as mammary tumors or other obstructions make jugular infusions impractical. Using this technique, paclitaxel concentrations in plasma and tissue achieved similar levels as compared to jugular infusion. In this tutorial, we will demonstrate how to successfully catheterize the carotid artery by preparing an optimized catheter for the individual mouse model, then show how to insert and secure the catheter into the mouse carotid artery, thread the end of the catheter out through the back of the mouse&#8217;s neck, and hook the mouse to a pump to deliver a controlled rate of drug influx. Multiple low volume retro-orbital bleeds allow for analysis of plasma drug concentrations over time.

This method was developed with the goal of delivering a steady drug solution via the carotid artery, to assess the pharmacokinetics of novel drugs in mouse models.

Infusi carotide di farmacocinetica e di farmacodinamica Analisi dei taxani nei topi

When proposing the use of a drug, drug combination, or drug delivery into a novel system, one must assess the pharmacokinetics of the drug in the study ...

Dissection of the Mouse Pancreas for Histological Analysis and Metabolic Profiling

We have been investigating the pancreas specific transcription factor, 1a cre-recombinase; lox-stop-lox- Kristen rat sarcoma, glycine to aspartic acid at the 12 codon (Ptf1acre/+;LSL-KrasG12D/+) mouse strain as a model of human pancreatic cancer. The goal of our current studies is to identify novel metabolic biomarkers of pancreatic cancer progression. We have performed metabolic profiling of urine, feces, blood, and pancreas tissue extracts, as well as histological analyses of the pancreas to stage the cancer progression. The mouse pancreas is not a well-defined solid organ like in humans, but rather is a diffusely distributed soft tissue that is not easily identified by individuals unfamiliar with mouse internal anatomy or by individuals that have little or no experience performing mouse organ dissections. The purpose of this article is to provide a detailed step-wise visual demonstration to guide novices in the removal of the mouse pancreas by dissection. This article should be especially valuable to students and investigators new to research that requires harvesting of the mouse pancreas by dissection for metabolic profiling or histological analyses.

This video article provides a detailed demonstration of the procedures required to successfully remove the pancreas from a mouse by dissection for histological analysis and metabolic profiling.

Dissezione del Pancreas del Mouse per l'analisi istologica e Profiling metabolico

We have been investigating the pancreas specific transcription factor, 1a cre-recombinase; lox-stop-lox- Kristen rat sarcoma, glycine to aspartic acid at ...

Semi-automated Analysis of Mouse Skeletal Muscle Morphology and Fiber-type Composition

For years, distinctions between skeletal muscle fiber types were best visualized by myosin-ATPase staining. More recently, immunohistochemical staining of myosin heavy chain (MyHC) isoforms has emerged as a finer discriminator of fiber-type. Type I, type IIA, type IIX and type IIB fibers can now be identified with precision based on their MyHC profile; however, manual analysis of these data can be slow and down-right tedious. In this regard, rapid, accurate assessment of fiber-type composition and morphology is a very desirable tool. Here, we present a protocol for state-of-the-art immunohistochemical staining of MyHCs in frozen sections obtained from mouse hindlimb muscle in concert with a novel semi-automated algorithm that accelerates analysis of fiber-type and fiber morphology. As expected, the soleus muscle displayed staining for type I and type IIA fibers, but not for type IIX or type IIB fibers. On the other hand, the tibialis anterior muscle was composed predominantly of type IIX and type IIB fibers, a small fraction of type IIA fibers and little or no type I fibers. Several image transformations were used to generate probability maps for the purpose of measuring different aspects of fiber morphology (i.e., cross-sectional area (CSA), maximal and minimal Feret diameter). The values obtained for these parameters were then compared with manually-obtained values. No significant differences were observed between either mode of analysis with regards to CSA, maximal or minimal Feret diameter (all p &#62; 0.05), indicating the accuracy of our method. Thus, our immunostaining analysis protocol may be applied to the investigation of effects on muscle composition in many models of aging and myopathy.

Immunohistochemical staining of myosin heavy chain isoforms has emerged as the state-of-the-art discriminator of skeletal muscle fiber-type (i.e., type I, type IIA, type IIX, type IIB). Here, we present a staining protocol along with a novel semi-automated algorithm that facilitates rapid assessment of fiber-type and fiber morphology.

Analisi semi-automatica del Mouse del muscolo scheletrico morfologia e composizione di fibra-tipo

For years, distinctions between skeletal muscle fiber types were best visualized by myosin-ATPase staining. More recently, immunohistochemical staining of ...

Study of In Vivo Glucose Metabolism in High-fat Diet-fed Mice Using Oral Glucose Tolerance Test (OGTT) and Insulin Tolerance Test (ITT)

Obesity represents the most important single risk factor in the pathogenesis of type 2 diabetes, a disease which is characterized by a resistance to insulin-stimulated glucose uptake and a gross decompensation of systemic glucose metabolism. Despite considerable progress in the understanding of glucose metabolism, the molecular mechanisms of its regulation in health and disease remain under-investigated, while novel approaches to prevent and treat diabetes are urgently needed. Diet derived glucose stimulates the pancreatic secretion of insulin, which serves as the principal regulator of cellular anabolic processes during the fed-state and thus balances blood glucose levels to maintain systemic energy status. Chronic overfeeding triggers meta-inflammation, which leads to alterations in peripheral insulin receptor-associated signaling and thus reduces the sensitivity to insulin-mediated glucose disposal. These events ultimately result in elevated fasting glucose and insulin levels as well as a reduction in glucose tolerance, which in turn serve as important indicators of insulin resistance. Here, we present a protocol for the generation and metabolic characterization of high-fat diet (HFD)-fed mice as a frequently used model of diet-induced insulin resistance. We illustrate in detail the oral glucose tolerance test (OGTT), which monitors the peripheral disposal of an orally administered glucose load and insulin secretion over time. Additionally, we present a protocol for the insulin tolerance test (ITT) to monitor whole-body insulin action. Together, these methods and their downstream applications represent powerful tools to characterize the general metabolic phenotype of mice as well as to specifically assess alterations in glucose metabolism. They may be especially useful in the broad research field of insulin resistance, diabetes and obesity to provide a better understanding of pathogenesis as well as to test the effects of therapeutic interventions.

Study of In Vivo Glucose Metabolism in High-fat Diet-fed Mice Using Oral Glucose Tolerance Test OGTT and Insulin Tolerance Test ITT

The current article describes the generation and metabolic characterization of high-fat diet-fed mice as a model of diet-induced insulin resistance and obesity. It further features detailed protocols to perform the oral glucose tolerance test and the insulin tolerance test, monitoring whole-body alterations of glucose metabolism in vivo.

Studio In Vivo del metabolismo del glucosio nei topi di dieta-federazione di grassi utilizzando Test di tolleranza al glucosio orale (OGTT) e Test di tolleranza dell'insulina (ITT)

Obesity represents the most important single risk factor in the pathogenesis of type 2 diabetes, a disease which is characterized by a resistance to ...

Incorporation of a Survivable Liver Biopsy Procedure in Mice to Assess Non-alcoholic Steatohepatitis (NASH) Resolution

Clinical trials assessing therapies for the treatment of non-alcoholic steatohepatitis (NASH) involve a baseline and end of study liver biopsy, and assessment of improvement in disease endpoints, often reflected as a percent of each treatment arm that improved, worsened or remained unchanged. Traditional preclinical rodent studies for putative NASH therapies are often limited by not knowing the level of liver disease/NASH present at the start of therapeutic intervention, instead of randomizing treatment groups on easily measurable endpoints such as body weight, metabolic status or similar. Here, we describe a liver biopsy technique in a diet-induced NASH mouse model, for the assessment of baseline liver disease in order to exclude mice that do not exhibit fibrosis and to equally distribute animals with similar fibrosis between treatment groups. These levels can then be compared to the terminal, post-intervention levels for a truer understanding of in vivo pharmacological effects and thus more accurately reflect clinical trial design strategies. The mouse is properly anesthetized and prepared for the surgery using sterile conditions. A small incision is made in the upper abdomen and the left lateral lobe of the liver is exposed. A wedge of the liver is surgically removed, and a similar-sized piece of absorbable gelatin is put in its place to stop any bleeding. The mouse is surgically sutured and stapled closed and will recover back to normal within 1 day. The entire process takes 5-10 min per mouse. Here we exemplify the utility of this procedure by leveraging the pre-study biopsy to assess the impact of the glucagon-like peptide-1 (GLP-1) receptor agonist liraglutide on NASH endpoints in mice.

Incorporation of a Survivable Liver Biopsy Procedure in Mice to Assess Non-alcoholic Steatohepatitis NASH Resolution

In clinical settings, a liver biopsy is used to assess stages of non-alcoholic steatohepatitis (steatosis, inflammation, hepatocyte ballooning, and fibrosis). Here, we illustrate a survivable liver biopsy in mice which can be used for histological analyses to enable assessment of therapeutic agents in a manner more aligned with clinical trials.

Incorporazione di una procedura di biopsia del fegato Survivable in topi, per valutare la risoluzione di steatoepatite Non alcolica (NASH)

Clinical trials assessing therapies for the treatment of non-alcoholic steatohepatitis (NASH) involve a baseline and end of study liver biopsy, and ...

Quantitative Analysis of Cellular Composition in Advanced Atherosclerotic Lesions of Smooth Muscle Cell Lineage-Tracing Mice

Atherosclerosis remains the leading cause of death worldwide and, despite countless preclinical studies describing promising therapeutic targets, novel interventions have remained elusive. This is likely due, in part, to a reliance on preclinical prevention models investigating the effects of genetic manipulations or pharmacological treatments on atherosclerosis development rather than the established disease. Also, results of these studies are often confounding because of the use of superficial lesion analyses and a lack of characterization of lesion cell populations. To help overcome these translational hurdles, we propose an increased reliance on intervention models that employ investigation of changes in cellular composition at a single cell level by immunofluorescent staining and confocal microscopy. To this end, we describe a protocol for testing a putative therapeutic agent in a murine intervention model including a systematic approach for animal dissection, embedding, sectioning, staining, and quantification of brachiocephalic artery lesions. In addition, due to the phenotypic diversity of cells within late-stage atherosclerotic lesions, we describe the importance of using cell-specific, inducible lineage tracing mouse systems and how this can be leveraged for unbiased characterization of atherosclerotic lesion cell populations. Together, these strategies may assist vascular biologists to more accurately model therapeutic interventions and analyze atherosclerotic disease and will hopefully translate into a higher rate of success in clinical trials.

We propose a standardized protocol to characterize the cellular composition of late-stage murine atherosclerotic lesions including systematic methods of animal dissection, tissue embedding, sectioning, staining, and analysis of brachiocephalic arteries from atheroprone smooth muscle cell lineage tracing mice.

Analisi quantitativa della composizione cellulare nelle lesioni aterosclerotiche avanzate del muscolo liscio delle cellule Lineage-Tracing topi

Atherosclerosis remains the leading cause of death worldwide and, despite countless preclinical studies describing promising therapeutic targets, novel ...

Vinyl Chloride and High-Fat Diet as a Model of Environment and Obesity Interaction

Vinyl chloride (VC), an abundant environmental contaminant, causes steatohepatitis at high levels, but is considered safe at lower levels. Although several studies have investigated the role of VC as a direct hepatotoxicant, the concept that VC modifies sensitivity of the liver to other factors, such as nonalcoholic fatty liver disease (NAFLD) caused by high-fat diet (HFD) is novel. This protocol describes an exposure paradigm to evaluate the effects of chronic, low-level exposure to VC. Mice are acclimated to low-fat or high-fat diet one week prior to the beginning of the inhalation exposure and remain on these diets throughout the experiment. Mice are exposed to VC (sub-OSHA level: &#60;1 ppm) or room air in inhalation chambers for 6 hours/day, 5 days/week, for up to 12 weeks. Animals are monitored weekly for body weight gain and food consumption. This model of VC exposure causes no overt liver injury with VC inhalation alone. However, the combination of VC and HFD significantly enhances liver disease. A technical advantage of this co-exposure model is the whole-body exposure, without restraint. Moreover, the conditions more closely resemble a very common human situation of a combined exposure to VC with underlying nonalcoholic fatty liver disease and therefore support the novel hypothesis that VC is an environmental risk factor for the development of liver damage as a complication of obesity (i.e., NAFLD). This work challenges the paradigm that the current exposure limits of VC (occupational and environmental) are safe. The use of this model can shed new light and concern on the risks of VC exposure. This model of toxicant-induced liver injury can be used for other volatile organic compounds and to study other interactions that may impact the liver and other organ systems.

The goal of this protocol was to develop a murine model of low-level toxicant exposure that does not cause overt liver injury but rather exacerbates pre-existing liver damage. This paradigm better recapitulates human exposure and the subtle changes that occur upon exposure to toxicant concentrations that are considered safe.

Cloruro di vinile e dieta ad alto contenuto di grassi come modello di interazione tra ambiente e obesità

Vinyl chloride (VC), an abundant environmental contaminant, causes steatohepatitis at high levels, but is considered safe at lower levels. Although ...