Diese Forschung wurde unterstützt von der Deutschen Krebshilfe (Max Eder Gruppe an: 110972), ein DGVS Doktorarbeit Stipendium (SMB) und eine Else-Kröner-Fresenius-Stiftung Stipendium (RGG) an der University Medical Center Göttingen. Wir danken Jutta Blumberg und Ulrike Wegner für kompetente technische Unterstützung. Wir danken auch allen tierischen Techniker bei der Tierhaltung von der University Medical Center Göttingen für Maus halten. Alle Experimente wurden nach deutschen Tierschutzbestimmungen durchgeführt.

Dieses Protokoll ist gemäß den Richtlinien der Pflege der Tiere an der Universität medizinische Zentrum Göttingen, Deutschland (33,9-42502-04-15/2056). Je nach spezifischen Anforderungen des einzelnen Tieres überprüfen Bretter, einige der Schritte Protokoll könnte entsprechend angepasst werden.
1. abdominale Palpation der KPC Mäuse
<ol><li>Zur Vermeidung von unnötigen Ultraschalluntersuchungen palpieren des Maus Bauches um Mäuse zu identifizieren, die könnten möglicherweise eine intraabdominellen Läsion tragen und sollten anschließend Bauch-Ultraschall unterziehen.<ol>
<li>Durchführen Sie abdominale Palpation wöchentlich ab 8 Wochen alt in der KPC-Maus-Modell. Hochauflösendem Ultraschall kann auch in transplantierten Tumormodellen (z.B. Orthotopics) oder andere gentechnisch veränderter Mausmodelle angewendet werden. Hinweis: Je nach Tumor Kinetik und Studie Ziel (Prävention Studie, therapeutische Intervention Study) Machbaren Erkennung von sehr kleinen Tumoren (1-2 mm) bis zum Monitor Tumor auftreten vor Tumoren getastet werden können.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Platzieren Sie den Mauszeiger auf dem Käfig Gitter und heben Sie die Maus am Schwanz und ertasten Sie den Bauch, indem Sie sanft nach oben und unten mit Index und Daumen die Nichtfestsetzung Hand (Abbildung 1).</li>
	<li>Wenn die Maus weichen Palpation toleriert, fortfahren Sie, indem Sie langsam den Druck zu erhöhen. Ein größeren Widerstand kann leicht in die oberen und unteren Bauch erkannt werden. Manchmal harter Kot können fälschlicherweise als ein Tumor interpretiert werden Masse.</li>
</ol>2. Vorbereitung des Arbeitsbereichs
<ol><li>Bieten Platz für mindestens drei verschiedenen Arbeitseinheiten: Pre-Scan-Bereich, Bühne und Erholung Käfig scannen. Benötigte Material sind in Abbildung 2dargestellt.</li>
	<li>Die wichtigsten Arbeitsplatte reinigen (z.B. mit 70 % Ethanol) und schalten Sie die Heizung-Plattform vor dem Scannen (Abbildung 3). Stellen Sie sicher, dass die soll-Temperatur von 38-40 ° C erreicht wird, bevor die erste Maus übertragen wird.</li>
	<li>Das Ultraschallgerät schalten Sie ein und erstellen Sie einen neuen Ordner für die erfassten Daten (Abbildung 4). Die B-Modus-Einstellung ist für die abdominale Bildgebung angewendet. Darüber hinaus sicherstellen Sie, dass die Bauch Wandler in der aktiven Port des Computers angeschlossen ist. Beheben Sie die Wandler-Kopf am oberen Rand der Arbeitsschritt mithilfe der Wandlers Montagesystem.</li>
	<li>Bereiten Sie einen Recovery-Käfig auf einer Heizplatte oder Thermo Mat (oder Verwendung Wärmelampe), Post-prozedurale Thermoregulation und baldige Genesung von gescannten Mäusen zu gewährleisten. Legen Sie eine dünne Schicht des Gewebes als Kissen an der Unterseite von diesem Käfig, Aspiration von Bettwäsche mit Erstickungsgefahr (Abbildung 5) zu vermeiden.</li>
</ol>3. Einatmen Anästhesie
<ol><li>Fahren Sie fort, indem man eine Maus in der Induktion-Kammer. Öffnen Sie das Ventil für Träger Gasfluss (1 L/min Sauerstoff oder Luft) und Isofluran Konzentration auf 4 %, so dass eine langsam zunehmende Sättigung der Induktion Kammer. Stellen Sie sicher, dass richtige Isofluran Aufräumvorgang (passive oder aktive Filterung) vorhanden ist. Nach ca. 2-4 min werden die Maus in der Regel tiefer Sedierung.<ol>
<li>Sedierung durch die Gabe von 2 % Isofluran durch die bugnase auf der Bühne arbeiten zu erhalten.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Übertragen Sie sorgfältig das Tier aus der Induktion Kammer in den funktionsfähigen Zustand. Überprüfen Sie die bugnase für einen konstanten Gasfluss. Setzen Sie die Maus Schnauze in die bugnase des Anästhesie-Linie Outlets. Die reguläre Position für den ersten Scan ist die Rückenlage. Die Maus kann auch auf die Rechte oder linke Seite zur Verbesserung der Sichtbarkeit der Pankreaskopf oder Schweif Tumoren (Abbildung 6) platziert werden.</li>
	<li>Bauch-Ultraschall ist, zwar nicht schmerzhaft schlechthinführen Sie den Fuß Prise Test als Indikator für ein Schmerz frei Allgemeinbefinden und Tiefe Narkose. Wenn die Maus ist immer noch aktiv oder aktiv bewegen, Rückübertragung das Tier zurück in die Induktion Kammer für wiederholte und lang anhaltenden Induktion.</li>
	<li>Verwenden Sie Schutz Augensalbe, um Hornhaut Verletzungen durch Flüssigkeitsverlust zu verhindern.</li>
	<li>Während der Narkose verwenden Sie ein monitoring-System. EKG und rektale Temperatur wird jedoch nicht regelmäßig verwendet für das Scannen von Bauch-Ultraschall. Vor allem verlieren Mäuse die Fähigkeit, unter Narkose thermoregulate. Daher, genau zu beobachten, klinische Anzeichen für Unterkühlung oder Atemnot wie Keuchen oder Apnoe. Wenn jedes Symptom offensichtlich Stop Isoflurane und statt der Maus in den Recovery-Käfig sofort.</li>
</ol>4. Ultraschall-Einstellungen
<ol><li>Schalten Sie das Ultraschallsystem, wie von des Herstellers beschrieben. Stellen Sie sicher, dass die primäre Einstellung auf allgemeine Bildgebung mit dem Bauch Paket aktiviert ist. In der Regel wird B-Modus-Bildgebung für die Datenerfassung als Standard verwendet.</li>
	<li>Erzielen Sie optimale Bildqualität mit folgenden Parametern: Frequenz 40 MHz, 2D-Gewinn 25-30 dB, Bild Tiefe 10 mm, Breite 10 mm, 3 fokale Zonen mit Zentrum zwischen 3-6 mm.</li>
</ol>(5) Maus-Vorbereitung
<ol><li>Fixieren Sie die obere und Untere Extremität mit Klebeband. Werden Sie so vorsichtig wie möglich, Verletzungsgefahr für das Tier durch Fixierung (Abbildung 7).</li>
	<li>Entfernen Sie alle Bauch-Fell mit elektronischen Haustier Clippers. Aufgrund der Fell-Textur starten von der unteren Bauch bis zu den Brustkorb. Achten Sie darauf bei der Processus Xiphoideus , Verletzungen der Haut in diesem Bereich zu vermeiden. Hinweis: Maus Fell reflektiert Ultraschallwellen und Sichtbarkeit verringert.</li>
	<li>Verwenden Sie Enthaarungscreme, um eine optimierte Haut Vorbereitung und vollständige Entfernung des Pelzes durchzuführen. Verwalten Sie eine dünne Schicht Creme auf den rasierten Bauch mit Wattestäbchen (Abbildung 8). Entfernen Sie die Creme (nach 30 s oder später abhängig von der Creme verwendet) mit trockenem Gewebe, gefolgt von viel Wasser, alle Reste (Bild 9, Bild 10, Bild 11) vollständig zu entfernen. Creme-Reste könnte dazu führen, dass Haut und Schleimhaut Reizungen nach dem Ultraschall und können somit Auswirkungen auf die Gesundheit.</li>
	<li>Bedingungen gelten dafür angemessene Scannen viel Ultraschallgel auf den Bauch (Abbildung 12). Warmen Ultraschallgel dient in der Regel um Unterkühlung für die Maus zu minimieren.</li>
	<li>Manuell wenden Sie eine dünne Schicht von Ultraschallgel auf den Schallkopf Kopf an. Führen Sie einen Test durch Berührung am Ende Wandler mit der Kerbe. Am Bildschirm kann ein Signal auf der linken oberen Seite gesehen werden, wenn die Wandler richtig positioniert ist.</li>
</ol>(6) Bauch-Ultraschall
<ol><li>Passen Sie den Schallkopf auf dem Bauch mit festem Druck. Starke Kompression des Bauches Maus zu Atem- oder Herz-Kreislauf Beeinträchtigung führen und sollte vermieden werden.</li>
	<li>Scannen Sie rauf und runter. Passen Sie den Rahmen des Arbeitsplattform und die Räder für x- und y-Achse.</li>
	<li>Als ersten Schritt identifizieren Sie beider Nieren. In der Regel werden sie als Hyperechogenic homogene Strukturen in den Unterleib. Die angeschlossenen Vena Renalis finden Sie leicht das führt weiter zu der Vena Cava Inferior (Abbildung 13).</li>
	<li>Verwenden Sie die Vena Lienalis dient als Wahrzeichen Gefäß für die Bauchspeicheldrüse. Versuchen Sie, die Unterscheidung zwischen Vena Renalis und Vena Lienalis. Beim Erkennen von Vena Lienalis kann die Bauchspeicheldrüse genau lokalisiert werden. Die normalen Bauchspeicheldrüse ist eher eine Membran verteilt durch die Bauchhöhle als eine feste Struktur (Abb. 14 und Abb. 15).</li>
</ol>(7) Pankreas-Tumor-Erfassung und Bewertung der Lautstärke
<ol><li>Pankreas Läsionen von allen umgebenden Strukturen zu identifizieren. Sie erscheinen in der Regel als echoarmen inhomogene Runde oder längliche Gewebe Massen (Abbildung 16). Der Tumor ist in der Regel fest und kann kaum von der Scankopf komprimiert werden. Hinweis von Zeit zu Zeit es möglicherweise schwierig, klar zu unterscheiden zwischen Tumor und einer Dünndarm-Schleife. Achten Sie auf die Darm-Peristaltik, die nicht in Tumoren der Bauchspeicheldrüse beachtet werden sollten.</li>
	<li>Bei der Tumor-Erkennung Bildschirm rauf und runter zu bekommen einen Eindruck von der Gesamtgröße und Messen Sie den größten Durchmesser mithilfe des Ultraschall-Bremssattels. Sobald ein passendes Bild gefunden wird, friert der Bildschirm und das Messwerkzeug verwenden, um genau die Größe des Tumors zu bestimmen. Beachten Sie, dass für die spätere Verwendung ist es wichtig zu unterscheiden, ob ein Tumor in der Rute, Körper oder Kopf der Bauchspeicheldrüse lokalisiert ist.</li>
	<li>Stellen Sie bevor Sie zurück, um live-Modus ändern sicher, Bilder speichern, um die Arbeit aufnehmen. Beachten Sie, dass beim Einfrieren des Bildes, das es passieren könnte, dass das Einstellrad ist freigegeben, und die Ultraschallsonde wird noch mehr auf den Maus-Bauch gedrückt. Also fix die Anpassung der Kompression vor dem Ändern des Modus zu frieren.</li>
	<li>Drehen Sie nach Beendigung der Messung der ersten Ebene den Scankopf um 90° in Längsrichtung Position (Abbildung 17) oder schalten Sie die Maus auf die Seite, um die Längenausdehnung der Tumoren zu erkennen. Ändern der Position der Maus für ausreichende Sichtbarkeit erfordern einiger Tumoren. Für Bauchspeicheldrüsenkrebs Schweif Tumoren kann die Maus auf der rechten Seite (Abbildung 10 und Abbildung 19), für Tumoren der Bauchspeicheldrüse Kopf auf der linken Seite (Abb. 11 und Abb. 20) platziert werden.</li>
</ol>(8) Quantifizierung der Tumorvolumen
Hinweis: Ein wichtiges Ziel aller Bemühungen ist die korrekte Ermittlung der Tumorvolumen. Zwar gibt es verschiedene Techniken ist eine Berechnungsmethode, einschließlich der Formel eines ellipsoides bevorzugt an der University Medical Center Göttingen.
<ol><li>Ausgestattet mit allen drei zuvor erhaltenen Durchmessern, berechnen Sie das ungefähre Volumen des entsprechenden Tumors (Abbildung 21).</li>
	<li>Alternativ verwenden Sie ein Motorsystem der Scankopf eine automatisierte Überprüfung der tumorregion mit nachfolgenden Volumenberechnung und 3-D-Rekonstruktion durchführen.</li>
</ol>9. Verwertung
<ol><li>Nach dem Scannen, entfernen Sie vorsichtig alle Klebeband und entfernen Sie vorsichtig alle Ultraschallgel mit einem trockenen Tuch.</li>
	<li>Übertragen Sie sorgfältig die Maus in den Recovery-Käfig ( Abbildung 21). Vermeiden Sie jede Verkleidung Gewebe an der Mouse´s Fläche, die respiratorische Beeinträchtigung verursachen könnten. Eine seitliche Position zur Wiederherstellung sollte bevorzugt werden.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Kersten, K., de Visser, K. E., van Miltenburg, M. H., Jonkers, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genetically+engineered+mouse+models+in+oncology+research+and+cancer+medicine.">Genetically engineered mouse models in oncology research and cancer medicine.</a> EMBO Molecular Medicine. 9 (2), 137-153 (2017).</li><li>Olive, K. P., Politi, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Translational therapeutics in genetically engineered mouse models of cancer. (2), 131-143 (2014).</li><li>Westphalen, C. B., Olive, K. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genetically+engineered+mouse+models+of+pancreatic+cancer.">Genetically engineered mouse models of pancreatic cancer.</a> The Cancer Journal. 18 (6), 502-510 (2012).</li><li>Hingorani, S. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Trp53R172H+and+KrasG12D+cooperate+to+promote+chromosomal+instability+and+widely+metastatic+pancreatic+ductal+adenocarcinoma+in+mice.">Trp53R172H and KrasG12D cooperate to promote chromosomal instability and widely metastatic pancreatic ductal adenocarcinoma in mice.</a> Cancer Cell. 7 (5), 469-483 (2005).</li><li>Frese, K. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=nab-Paclitaxel+potentiates+gemcitabine+activity+by+reducing+cytidine+deaminase+levels+in+a+mouse+model+of+pancreatic+cancer.">nab-Paclitaxel potentiates gemcitabine activity by reducing cytidine deaminase levels in a mouse model of pancreatic cancer.</a> Cancer Discovery. 2 (3), 260-269 (2012).</li><li>Paredes, J. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+non-invasive+method+of+quantifying+pancreatic+volume+in+mice+using+micro-MRI.">A non-invasive method of quantifying pancreatic volume in mice using micro-MRI.</a> PLoS One. 9 (3), e92263 (2014).</li><li>Boj, S. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Organoid+models+of+human+and+mouse+ductal+pancreatic+cancer.">Organoid models of human and mouse ductal pancreatic cancer.</a> Cell. 160 (1-2), 324-338 (2015).</li><li>Aung, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Immunotargeting+of+Integrin+alpha6beta4+for+Single-Photon+Emission+Computed+Tomography+and+Near-Infrared+Fluorescence+Imaging+in+a+Pancreatic+Cancer+Model.">Immunotargeting of Integrin alpha6beta4 for Single-Photon Emission Computed Tomography and Near-Infrared Fluorescence Imaging in a Pancreatic Cancer Model.</a> Molecular Imaging. 15, (2016).</li><li>Akladios, C. Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Contribution+of+microCT+structural+imaging+to+preclinical+evaluation+of+hepatocellular+carcinoma+chemotherapeutics+on+orthotopic+graft+in+ACI+rats.">Contribution of microCT structural imaging to preclinical evaluation of hepatocellular carcinoma chemotherapeutics on orthotopic graft in ACI rats.</a> Bulletin du Cancer. 98 (2), 120-132 (2011).</li><li>Neesse, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=CTGF+antagonism+with+mAb+FG-3019+enhances+chemotherapy+response+without+increasing+drug+delivery+in+murine+ductal+pancreas+cancer.">CTGF antagonism with mAb FG-3019 enhances chemotherapy response without increasing drug delivery in murine ductal pancreas cancer.</a> Proceedings of the National Academy of Science USA. 110 (30), 12325-12330 (2013).</li><li>Sastra, S. A., Olive, K. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Quantification+of+murine+pancreatic+tumors+by+high-resolution+ultrasound.">Quantification of murine pancreatic tumors by high-resolution ultrasound.</a> Methods in Molecular Biology. 980, 249-266 (2013).</li></ol>

Die Autoren haben nichts preisgeben.

Mit diesem Protokoll ist eine detaillierte Beschreibung zur Quantifizierung der pankreatischer Tumoren mit hochauflösenden Bauch-Ultraschall-Bildgebung in gentechnisch veränderte Mausmodelle zur Verfügung gestellt. Vor kurzem veröffentlichte Sastra Et Al. einer detaillierten Beschreibung wie man quantifizieren Pankreastumoren in Mausmodellen, aber keine visualisierten Anweisungen über die Vorbereitung und den Umgang mit, da die Voraussetzung für alle weiteren Schritte wurden11gezeigt. Das übergeordnete Ziel dieses Manuskriptes ist eine umfassende visuelle Anleitung für hochauflösende Ultraschall bei Mäusen zu.
Obwohl wir unsere Beschreibung auf endogene Pankreastumoren in gentechnisch veränderten Mäusen konzentrieren, kann diese Methode auch für orthotopen Transplantation Modelle verwendet werden. Für orthotopen Modelle, sogar sehr kleine Tumoren bis zu 1-2 mm nachweisbar Abdominal nehmen Rate und Tumor Ausbruch zu untersuchen. Wie abdominale Palpation kann subjektiv und schwer zu reproduzieren, kann Ultraschall-Screening auch ohne vorherige Abtasten im TMK Modell, um das Auftreten von sehr kleinen Tumoren der Bauchspeicheldrüse erkennen angewendet werden. Darüber hinaus möglicherweise Abdominal-Strukturen wie Dünndarm Schleifen mit Luft gefüllten überlagert. In diesem Zusammenhang möglicherweise hilfreich, die Position des Tieres auf der Bühne arbeiten zu ändern. Die meisten Tumoren können in Rückenlage visualisiert werden; jedoch möglicherweise einige Tumoren nur erkannt werden, wenn die Maus auf seiner linken Seite (Kopf Pankreastumoren) oder rechts (Pankreas Schweif Tumoren) platziert wird. So ist eine angemessene Positionierung der Maus entscheidend für effiziente Sichtbarkeit zu erhöhen.
Ungenügende Sichtbarkeit der Bauchorgane oder anatomische Variabilität auftreten. Um Transparenz und Auflösung der Ultraschallbilder zu erhöhen, sollten Helligkeit und Kontrast-Einstellungen sowie der Schwerpunkt entsprechend geändert werden. Bild Artefakte möglicherweise aufgrund von fehlerhaften/falschen Sonde, unvollständige Entfernung der Maus Fell, unzureichende Mengen von Ultraschallgel oder nicht genügend Anpressdruck der Sonde mit der Maus-Bauch. Darüber hinaus kann leicht kippen die Sonde auch erheblich Sichtbarkeit verbessern.
Darüber hinaus kann Tumor Wachstum Kinetik längs durch kleine Tier Ultraschall überwacht werden. Wesentliche Vorteile der Technik sind niedrige Kosten (angesichts der Verfügbarkeit von einem Ultraschallgerät), keine Strahlenbelastung, kurze Scanzeit und somit wenig Belastung für Mäuse. Insbesondere im Hinblick auf längs-Krebsstudien wiederholte Scannen ist einfach durchzuführen und stellt wenig Belastung für die Tiere ohne die Notwendigkeit von längerer Sedierung oder Narkose, die für kleine Tiere CT oder MRI Scans notwendig ist.
Da technische Fortschritte mit leistungsfähiger Ultraschall-Systeme mit verbesserter Auflösung und zunehmend automatisierte Bild Optimierungs-Tools, kleines Tier entwickelt werden wird hochauflösendem Ultraschall häufiger in verschiedenen präklinischen genutzt werden Disziplinen in der Zukunft. Wichtige Schritte im Rahmen des Protokolls sind richtige Maus Vorbereitung und Positionierung, sowie Ermittlung der Bauchorgane und Schiffe zu korrigieren.
Hochauflösende Ultraschall gentechnisch verändert ist ein wertvolles Werkzeug für die Erkennung und Quantifizierung von Tumoren in der Bauchspeicheldrüse und orthotopen Mausmodellen. Im Vergleich zu anderen etablierten Vorstellung, dass kombiniert diese Ultraschall-basierte Methode schnelle Sitzungszeiten und Kosteneffizienz. Da die korrekte Erfassung und Interpretation von Ultraschallbildern erfordert angemessene praktische Ausbildung und Erfahrung dient dieses video Protokoll als ausführliche Leitlinie für alle Aspekte in Bauchspeicheldrüsenkrebs Modelle.

Gentechnisch veränderte Mausmodelle gewannen zunehmende an Bedeutung in der Krebsforschung aufgrund ihrer Fähigkeit, die komplexe Natur des menschlichen Karzinogenese1,2,3eng zu rekapitulieren. Eines der wichtigsten häufig Modelle verwendet, um Bauchspeicheldrüsenkrebs Entwicklung zu studieren, Progression und therapeutische Reaktion zeichnet sich durch eine aktivierende Mutation in der Kras-Onkogen, kombiniert mit einer Inaktivierung von Tumorsuppressor p534. Diese LSL-KrasG12D / +; LSL-Trp53R172H / +; PDX-1-Cre (KPC) Maus-Modell ahmt die schrittweise Weiterentwicklung von Pre-invasive Pankreas intraepitheliale Neoplasie (PanIN) Läsionen zu invasives Karzinom. Phänotypisch, entwickeln fast alle Mäuse PDAC innerhalb der ersten sechs Monate nach der Geburt. Ergibt sich jedoch im Vergleich zu transplantierten Modelle, die KPC-Modell einen sehr variabel Tumor Beginn ab 8 Wochen bis mehreren Monaten4. Sobald Pankreastumoren erreichen eine bestimmten Größe (5 – 9 mm Durchmesser), Tumorwachstum beschleunigt rasant und Mäuse müssen in präklinischen Studien5eingeschrieben sein. Daher ist die genaue Erfassung der Tumor-Entstehung und Größe des Tumors eine wesentliche Voraussetzung für die präklinische Studie Logistik und Therapieüberwachung. In der Regel mehrere Ansätze wie Magnetresonanz-Bildgebung (MRI)6, Scannen,7,8,9 oder hochauflösendem Ultraschall Computertomographie kann eingesetzt werden, um Tumor Screening durchzuführen und Therapie10. Jede Technik hat ihre vor- und Nachteile. Obwohl MRT- oder Computertomographie (CT)-Bildgebung ermöglicht hochauflösende Datenerfassung sowie exakte Volumenberechnung, längere Untersuchungszeit unter allgemeinen Beruhigung, und sehr teure Ausrüstung erforderlich ist, und erlaubt keine häufigen Scannen über einen langen Zeitraum hinweg. Kleine tierische Sonographie ist dagegen eine etablierte Methode, die eingesetzt werden kann, für abdominale Pathologien in Mäusen11auf den Bildschirm. Vorteile dieses bildgebenden Verfahrens sind kurze Scanzeiten, hohe Auflösung und die Möglichkeit, doppler-Ultraschall oder den Kontrast verbessert Ultraschall (CEUS), Durchblutung der Organe parallel zu visualisieren. Allerdings sind anatomische Kenntnisse, 3D Phantasie und gründliche praktische Ausbildung für korrekte Bildinterpretation erforderlich.
In dem folgenden Artikel wird ein detailliertes Protokoll zur Nutzung von hochauflösendem Ultraschall in der KPC-Modell zur Verfügung gestellt. Darüber hinaus sind standard Ultraschallbilder dargestellt und beschriftet mit organstrukturen zur Erleichterung der Orientierung für die Ermittler.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Visual Sonics Vevo2100 High Resolution Ultrasound System, including imaging stage and anesthesia line</td>
			<td>FUJIFILM VisualSonics Inc, Canada</td>
			<td>VS-11945</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vevo 2100 MicroScan Transducer MS-550-D (22-55MHz)</td>
			<td>FUJIFILM VisualSonics Inc, Canada</td>
			<td>VS-11874</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vevo Anesthesia System (anesthesia induction chamber with fresh and waste gas inlet)</td>
			<td>FUJIFILM VisualSonics Inc, Canada</td>
			<td>SA-12055</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vevo Imaging Station (working stage with nose cone for anesthesia supply)</td>
			<td>FUJIFILM VisualSonics Inc, Canada</td>
			<td>SA-11982</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>&#160;electronic pet clippers</td>
			<td>Panasonic Marketing Europe, Germany</td>
			<td>5025232484324</td>
			<td>Panasonic ER-PA10-s</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Labotect Hot plate</td>
			<td>Labor tech G&#246;ttingen, Germany</td>
			<td>13854</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>eye cream (ophthalmic ointment)</td>
			<td>Sch&#252;lke&#38;Mayr, Germany</td>
			<td>9080249</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>veterinary isoflurane</td>
			<td>Abbvie, Germany</td>
			<td>4831867</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>depilatory cream</td>
			<td>RB healthcare UK, United Kingdom</td>
			<td>8218535</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>70% ethanol (v/v) in distilled water</td>
			<td>TH. Geyer, Germany</td>
			<td>22941000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ultrasound gel</td>
			<td>Asmuth, Germany</td>
			<td>13477</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>tissue wipes</td>
			<td>Kimberly-Clark Germany, Germany</td>
			<td>7558</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>cotton tips</td>
			<td>Meditrade, Germany</td>
			<td>75481116</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>glass bowl for ultrasound gel</td>
			<td>ARC France, France</td>
			<td>H1149</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>water bowl</td>
			<td>W &#38; P Trading Co., USA</td>
			<td>B00K2P6PLQ</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>gauze sponges</td>
			<td>Fuhrmann, Germany</td>
			<td>960504</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

utilizing high resolution ultrasound to monitor tumor onset and growth in genetically engineered pancreatic cancer models

LSL-KrasG12D / +; LSL-Trp53R172H / +; PDX-1-Cre (KPC) Maus-Modell stellt eine etablierte und am häufigsten verwendeten transgenen Modell, neuartige Therapien bei Bauchspeicheldrüsenkrebs zu bewerten. Tumor-Beginn ist variabel in der KPC-Modell zwischen 8 Wochen und mehreren Monaten. Nicht-invasive imaging-Tools sind daher verpflichtet, Bildschirm für Tumor auftreten und Monitor für ansprechen auf die Behandlung. Um dieses Problem zu beheben, sind verschiedene Ansätze in den letzten Jahren entstanden. Hochauflösendem Ultraschall hat entscheidende Vorteile wie nicht-Invasivität, schnelle Sitzungszeiten und einer hohen Bildauflösung ohne Strahlenbelastung. Jedoch Ultraschall bei Mäusen ist nicht trivial und ausreichend anatomische Kenntnisse und praktische Fähigkeiten sind erforderlich, um erfolgreich hochauflösendem Ultraschall in präklinischen Bauchspeicheldrüsenkrebs Modellen durchführen. Mit der folgende Artikel ist eine detaillierte praktische Anleitung für Bauch-Ultraschall in murinen Modellen mit besonderem Schwerpunkt auf endogene Bauchspeicheldrüsenkrebs Modelle vorgestellt. Darüber hinaus erfolgt eine Zusammenfassung der häufigsten Fehler und wie man sie vermeidet.

Ultraschall-Bildgebung ist eine vielseitige und nicht-invasive Technik, die verwendet wird, um mehrere Probleme in murinen Modellen menschlicher Krankheiten. Im Vergleich zu allen anderen bildgebenden Ansätze Hauptvorteile sind Hochdurchsatz-, Kosten-Effizienz, kurzen Erfassungszeit und Echtzeit-Bildgebung. Dieses Tool benötigt jedoch Know-how, präzise, hochwertige Bilder zu erzeugen. Insbesondere bei unerwünschte Artefakte ist zumindest etwas Erfahrung mit Ultraschall-Bildgebung in der Regel sehr hilfreich. Dieses Tool ermöglicht in Bezug auf Bauchspeicheldrüsenkrebs um Tumor auftreten, Progression und ansprechen auf die Therapie zu bestimmen. Durch Messung der verschiedenen Durchmessern ermöglicht es darüber hinaus eine genaue Quantifizierung der das Tumorvolumen im Laufe der Zeit. Diese Studie zeigt und beschreibt im Detail wie hochauflösende Ultraschall-Bildgebung für Bauchspeicheldrüsenkrebs in gentechnisch veränderte Mausmodelle als Screening-Instrument verwenden.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56979/56979fig1.jpg"> Abbildung 1 : Abdominale Palpation. Befestigung von Hand sanft zieht Schwanz während Nichtfestsetzung Hand Verfahren beginnt mit der sanft auf und ab bewegt. <a href="/files/ftp_upload/56979/56979fig1large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56979/56979fig2.jpg"> Abbildung 2 : Pre Scanbereich mit Übersicht über alle benötigten Gegenstände. Haut-Desinfektion (1), Gaze Schwämme (2), 70 % Isopropanol (3), Ultraschallgel mit Glas Darm (4), ophthalmologische Salbe (5), Gewebe-Tücher (6), medizinisches Klebeband (7), Wasserbehälter (8), Haustier Clippers (9) Enthaarungsmittel Creme mit kleinen Behälter (10), Wattestäbchen anwenden Augen-Salbe oder Ultraschall-Gel (11). <a href="/files/ftp_upload/56979/56979fig2large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56979/56979fig3.jpg"> Abbildung 3 : Scanbereich mit Verdampfer Isoflurane. Arbeitsschritt mit verstellbaren Sondenhalter (1), Induktion Kammer (2) einschließlich Isofluran Verdampfer (3). <a href="/files/ftp_upload/56979/56979fig3large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56979/56979fig4.jpg"> Abbildung 4 : Ultraschallgerät. Das Ultraschallsystem ist mit drei Ultraschallsonden und entsprechenden Anschlüssen geliefert. Tastatur und PC-Maus sind im System enthalten. <a href="/files/ftp_upload/56979/56979fig4large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56979/56979fig5.jpg"> Abbildung 5 : Erholung Käfig. Der Boden des Käfigs ist mit dünnen Gewebe vorbereitet und vorgewärmt, um ausreichende Heizung nach dem Scanvorgang zu ermöglichen. Die Temperatur wird in Grad Celsius (° C) angezeigt. <a href="/files/ftp_upload/56979/56979fig5large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.</a>
<img alt="Figure 6" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56979/56979fig6.jpg"> Abbildung 6 : Feste Maus auf der Bühne arbeiten. Die Maus befindet sich in Rückenlage auf der Bühne zu arbeiten. <a href="/files/ftp_upload/56979/56979fig6large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.</a>
<img alt="Figure 7" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56979/56979fig7.jpg"> Abbildung 7 : Rasierte Maus nach der Verwendung von pet Clippers. Das Bauch-Fell geschnitten, aber kleinere Teile der Haare bestehen, die regelmäßig Artefakte verursachen. <a href="/files/ftp_upload/56979/56979fig7large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.</a>
<img alt="Figure 8" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56979/56979fig8.jpg"> Abbildung 8 : Verwendung von Enthaarungscreme. Verwalten Sie eine dünne Schicht von Enthaarungscreme auf die rasierte Region des Bauches. <a href="/files/ftp_upload/56979/56979fig8large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.</a>
<img alt="Figure 9" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56979/56979fig9.jpg"> Abbildung 9 : Komplett rasierten Bauch Mausklick. Reichlich Wasser wird verwendet, um alle Reste der Creme abspülen, nur eine vollständige Entfernung des Pelzes ermöglicht eine optimale Scanvorgang. <a href="/files/ftp_upload/56979/56979fig9large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.</a>
<img alt="Figure 10" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56979/56979fig10.jpg"> Abbildung 10 : Rechts Maus. Optimale Orientierung für das Scannen von Tumoren der Bauchspeicheldrüse Schweif. <a href="/files/ftp_upload/56979/56979fig10large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.</a>
<img alt="Figure 11" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56979/56979fig11.jpg"> Abbildung 11 : Linke Seite der Maus. Optimale Orientierung für das Scannen von Kopf Pankreastumoren. <a href="/files/ftp_upload/56979/56979fig11large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.</a>
<img alt="Figure 12" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56979/56979fig12.jpg"> Abbildung 12 : Ultraschallsonde auf Maus Bauch. Um zu verhindern, dass jede Verletzung der Maus verwenden Sie nicht zuviel Druck. <a href="/files/ftp_upload/56979/56979fig12large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.</a>
<img alt="Figure 13" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56979/56979fig13.jpg"> Abbildung 13 : Ultraschall-Bild des rechten Bauch part. Hauptschiff Strukturen wie abdominale Aorta und Vena Cava inferior befinden sich in unmittelbarer Nähe zu den Nieren und der Leber. <a href="/files/ftp_upload/56979/56979fig13large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.</a>
<img alt="Figure 14" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56979/56979fig14.jpg"> Abbildung 14 : Ultraschallbild der linken abdominalen part. Zwischen der linken Niere und Milz die membranöse Struktur der Bauchspeicheldrüse befindet, als Wahrzeichen, die Vena Lienalis läuft durch das Organ (gelber Pfeil) und kann als eine leitende Struktur verwendet werden. <a href="/files/ftp_upload/56979/56979fig14large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.</a>
<img alt="Figure 15" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56979/56979fig15.jpg"> Abbildung 15 : Grenze des Pankreas. Der Magen (mit Inhalt) markiert den linken Rand der Bauchspeicheldrüse (gelber Pfeil). <a href="/files/ftp_upload/56979/56979fig15large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.</a>
<img alt="Figure 16" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56979/56979fig16.jpg"> Abbildung 16 : Identifizierung Pankreastumor. Rückenlage mit einem Hypodense erscheinen Runde Pankreas-Tumor, Pfeil zeigt die Grenze des normalen Gewebes. <a href="/files/ftp_upload/56979/56979fig16large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.</a>
<img alt="Figure 17" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56979/56979fig17.jpg"> Abbildung 17 : Längs-Stellung. Bestimmung der Länge der Pankreas-Tumor. <a href="/files/ftp_upload/56979/56979fig17large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.</a>
<img alt="Figure 18" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56979/56979fig18.jpg"> Abbildung 18 : Longitudinale Untersuchung des Pankreas-Tumor. Störungen durch Luft gefüllt Zwölffingerdarm. <a href="/files/ftp_upload/56979/56979fig18large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.</a>
<img alt="Figure 19" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56979/56979fig19.jpg"> Abbildung 19 : Rechts der Maus: Tumor der Bauchspeicheldrüse Tail <a href="/files/ftp_upload/56979/56979fig19large.jpg" target="_blank">Klicken Sie bitte hier, um eine größere Version dieser Figur.</a>
<img alt="Figure 20" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56979/56979fig20.jpg"> Abbildung 20 : Linke Seite der Maus: Kopf Pankreastumor <a href="/files/ftp_upload/56979/56979fig20large.jpg" target="_blank">Klicken Sie bitte hier, um eine größere Version dieser Figur.</a>
<img alt="Figure 21" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56979/56979fig21.jpg"> Abbildung 21 : Tumor Volume Quantifizierung. Nach Übernahme von allen drei Durchmessern in den vorher angegebenen zwei Scan-Positionen ist eine Volumenberechnung durchgeführt. Daher ist die Formel eines ellipsoides verwendet: 4/3 π a/2 * b/2 * c/2. <a href="/files/ftp_upload/56979/56979fig21large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.</a>
<img alt="Figure 22" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56979/56979fig22.jpg"> Abbildung 22 : Wiederherstellung. Nach dem Scannen des Tiers auf einer Heizplatte bis vollständig erholt übertragen wird, beachten Sie die weiße Augensalbe bei der Maus Auge. <a href="/files/ftp_upload/56979/56979fig22large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.</a>

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Utilizing High Resolution Ultrasound to Monitor Tumor Onset and Growth in Genetically Engineered Pancreatic Cancer Models

Dieser Artikel beschreibt die Verwendung von hochauflösenden Ultraschall bei Mäusen gentechnisch Bauchspeicheldrüsenkrebs. Das primäre Ziel ist, eine detaillierte Anleitung zur Erkennung und Bewertung der endogenen Tumoren der Bauchspeicheldrüse zu bieten.

Verwendung von hochauflösendem Ultraschall zu Monitor Tumor auftreten und Wachstum in gentechnisch Bauchspeicheldrüsenkrebs Modelle

The LSL-KrasG12D/+; LSL-Trp53R172H/+; Pdx-1-Cre (KPC) mouse model represents an established and frequently used transgenic model to evaluate novel ...

utilizing-high-resolution-ultrasound-to-monitor-tumor-onset-growth

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Cancer Research

10.7K Aufrufe.  University Medical Center Goettingen. Dieser Artikel beschreibt die Verwendung von hochauflösenden Ultraschall bei Mäusen gentechnisch Bauchspeicheldrüsenkrebs. Das primäre Ziel ist, eine detaillierte Anleitung zur Erkennung und Bewertung der endogenen Tumoren der Bauchspeicheldrüse zu bieten.

Serie: Utilizing High Resolution Ultrasound to Monitor Tumor Onset and Growth in Genetically Engineered Pancreatic Cancer Models

A Genetically Engineered Mouse Model of Sporadic Colorectal Cancer

Despite the advantages of easy applicability and cost-effectiveness, colorectal cancer mouse models based on tumor cell injection have severe limitations and do not accurately simulate tumor biology and tumor cell dissemination. Genetically engineered mouse models have been introduced to overcome these limitations; however, such models are technically demanding, especially in large organs such as the colon in which only a single tumor is desired.
As a result, an immunocompetent, genetically engineered mouse model of colorectal cancer was developed which develops highly uniform tumors and can be used for tumor biology studies as well as therapeutic trials. Tumor development is initiated by surgical, segmental infection of the distal colon with adeno-cre virus in compound conditionally mutant mice. The tumors can be easily detected and monitored via colonoscopy. We here describe the surgical technique of segmental adeno-cre infection of the colon, the surveillance of the tumor via high-resolution colonoscopy and present the resulting colorectal tumors.

A protocol for the establishment of a genetically engineered mouse model of colorectal cancer by segmental adeno-cre infection and its surveillance via high-resolution colonoscopy is presented.

Ein genetisch manipuliertes Mausmodell des sporadischen Darmkrebses

Despite the advantages of easy applicability and cost-effectiveness, colorectal cancer mouse models based on tumor cell injection have severe limitations ...

Forschung

Krebsforschung

Radionuclide-fluorescence Reporter Gene Imaging to Track Tumor Progression in Rodent Tumor Models

Metastasis is responsible for most cancer deaths. Despite extensive research, the mechanistic understanding of the complex processes governing metastasis remains incomplete. In vivo models are paramount for metastasis research, but require refinement. Tracking spontaneous metastasis by non-invasive in vivo imaging is now possible, but remains challenging as it requires long-time observation and high sensitivity. We describe a longitudinal combined radionuclide and fluorescence whole-body in vivo imaging approach for tracking tumor progression and spontaneous metastasis. This reporter gene methodology employs the sodium iodide symporter (NIS) fused to a fluorescent protein (FP). Cancer cells are engineered to stably express NIS-FP followed by selection based on fluorescence-activated cell sorting. Corresponding tumor models are established in mice. NIS-FP expressing cancer cells are tracked non-invasively in vivo at the whole-body level by positron emission tomography (PET) using the NIS radiotracer [18F]BF4-. PET is currently the most sensitive in vivo imaging technology available at this scale and enables reliable and absolute quantification. Current methods either rely on large cohorts of animals that are euthanized for metastasis assessment at varying time points, or rely on barely quantifiable 2D imaging. The advantages of the described method are: (i) highly sensitive non-invasive in vivo 3D PET imaging and quantification, (ii) automated PET tracer production, (iii) a significant reduction in required animal numbers due to repeat imaging options, (iv) the acquisition of paired data from subsequent imaging sessions providing better statistical data, and (v) the intrinsic option for ex vivo confirmation of cancer cells in tissues by fluorescence microscopy or cytometry. In this protocol, we describe all steps required for routine NIS-FP-afforded non-invasive in vivo cancer cell tracking using PET/CT and ex vivo confirmation of in vivo results. This protocol has applications beyond cancer research whenever in vivo localization, expansion and long-time monitoring of a cell population is of interest.

We describe a protocol for preclinical in vivo tracking of cancer metastasis. It is based on a radionuclide-fluorescence reporter combining the sodium iodide symporter, detected by non-invasive [18F]tetrafluoroborate-PET, and a fluorescent protein for streamlined ex vivo confirmation. The method is applicable for preclinical in vivo cell tracking beyond tumor biology.

Radionuklid-Fluoreszenz-Reporter-Gen Imaging zu Tumorprogression in Nagetier Tumormodellen verfolgen

Metastasis is responsible for most cancer deaths. Despite extensive research, the mechanistic understanding of the complex processes governing metastasis ...

Patient-derived Orthotopic Xenograft Models for Human Urothelial Cell Carcinoma and Colorectal Cancer Tumor Growth and Spontaneous Metastasis

Cancer patients have poor prognoses when lymph node (LN) involvement is present in both high-grade urothelial cell carcinoma (HG-UCC) of the bladder and colorectal cancer (CRC). More than 50% of patients with muscle-invasive UCC, despite curative therapy for clinically-localized disease, will develop metastases and die within 5 years, and metastatic CRC is a leading cause of cancer-related deaths in the US. Xenograft models that consistently mimic UCC and CRC metastasis seen in patients are needed. This study aims to generate patient-derived orthotopic xenograft (PDOX) models of UCC and CRC for primary tumor growth and spontaneous metastases under the influence of LN stromal cells mimicking the progression of human metastatic diseases for drug screening. Fresh UCC and CRC tumors were obtained from consented patients undergoing resection for HG-UCC and colorectal adenocarcinoma, respectively. Co-inoculated with LN stromal cell (LNSC) analog HK cells, luciferase-tagged UCC cells were intra-vesically (IB) instilled into female non-obese diabetic/severe combined immunodeficiency (NOD/SCID) mice, and CRC cells were intra-rectally (IR) injected into male NOD/SCID mice. Tumor growth and metastasis were monitored weekly using bioluminescence imaging (BLI). Upon sacrifice, primary tumors and mouse organs were harvested, weighed, and formalin-fixed for Hematoxylin and Eosin and immunohistochemistry staining. In our unique PDOX models, xenograft tumors resemble patient pre-implantation tumors. In the presence of HK cells, both models have high tumor implantation rates measured by BLI and tumor weights, 83.3% for UCC and 96.9% for CRC, and high distant organ metastasis rates (33.3% detected liver or lung metastasis for UCC and 53.1% for CRC). In addition, both models have zero mortality from the procedure. We have established unique, reproducible PDOX models for human HG-UCC and CRC, which allow for tumor formation, growth, and metastasis studies. With these models, testing of novel therapeutic drugs can be performed efficiently and in a clinically-mimetic manner.

This protocol describes the generation of patient-derived orthotopic xenograft models by intra-vesically instilling high-grade urothelial cell carcinoma cells or intra-rectally injecting colorectal cancer cells into non-obese diabetic/severe combined immunodeficiency (NOD/SCID) mice for primary tumor growth and spontaneous metastases under the influence of lymph node stromal cells, which mimics the progression of human metastatic diseases.

Patientenabgeleitete orthotopische Xenograft-Modelle für humanes Urotheliale Zellkarzinom und Kolorektalkrebs-Tumorwachstum und spontane Metastasierung

Cancer patients have poor prognoses when lymph node (LN) involvement is present in both high-grade urothelial cell carcinoma (HG-UCC) of the bladder and ...

In Vivo Inhibition of MicroRNA to Decrease Tumor Growth in Mice

MicroRNAs (miRNAs) are important regulators of gene expression through their ability to destabilize mRNA and inhibit translation of target mRNAs. An ever-increasing number of studies have identified miRNAs as potential biomarkers for cancer diagnosis and prognosis, and also as therapeutic targets, adding an extra dimension to cancer evaluation and treatment. In the context of thyroid cancer, tumorigenesis results not only from mutations in important genes, but also from the overexpression of many miRNAs. Accordingly, the role of miRNAs in the control of thyroid gene expression is evolving as an important mechanism in cancer. Herein, we present a protocol to examine the effects of miRNA-inhibitor delivery as a therapeutic modality in thyroid cancer using human tumor xenograft and orthotopic mouse models. After engineering stable thyroid tumoral cells expressing GFP and luciferase, cells are injected into nude mice to develop tumors, which can be followed by bioluminescence. The in vivo inhibition of a miRNA can reduce tumor growth and upregulate miRNA gene targets. This method can be used to assess the importance of a determined miRNA in vivo, in addition to identifying new therapeutic targets.

This protocol describes xenograft and orthotopic mouse models of human thyroid tumorigenesis as a platform to test microRNA-based inhibitor treatments. This approach is ideal to study the function of non-coding RNAs and their potential as new therapeutic targets.

In Vivo Hemmung von MicroRNA zur Verringerung des Tumorwachstums bei Mäusen

MicroRNAs (miRNAs) are important regulators of gene expression through their ability to destabilize mRNA and inhibit translation of target mRNAs. An ...

Ultrasound-Guided Orthotopic Implantation of Murine Pancreatic Ductal Adenocarcinoma

The recent success of immune checkpoint blockade in melanoma and lung adenocarcinoma has galvanized the field of immuno-oncology as well as revealed the limitations of current treatments, as the majority of patients do not respond to immunotherapy. Development of accurate preclinical models to quickly identify novel and effective therapeutic combinations are critical to address this unmet clinical need. Pancreatic ductal adenocarcinoma (PDA) is a canonical example of an immune checkpoint blockade resistant tumor with only 2% of patients responding to immunotherapy. The genetically engineered KrasG12D+/-;Trp53R172H+/-;Pdx-1 Cre (KPC) mouse model of PDA recapitulates human disease and is a valuable tool for assessing therapies for immunotherapy resistant in the preclinical setting, but time to tumor onset is highly variable. Surgical orthotopic tumor implantation models of PDA maintain the immunobiological hallmarks of the KPC tissue-specific tumor microenvironment (TME) but require a time-intensive procedure and introduce aberrant inflammation. Here, we use an ultrasound-guided orthotopic tumor implantation model (UG-OTIM) to non-invasively inject KPC-derived PDA cell lines directly into the mouse pancreas. UG-OTIM tumors grow in the endogenous tissue site, faithfully recapitulate histological features of the PDA TME, and reach enrollment-sized tumors for preclinical studies by four weeks after injection with minimal seeding on the peritoneal wall. The UG-OTIM system described here is a rapid and reproducible tumor model that may allow for high throughput analysis of novel therapeutic combinations in the murine PDA TME.

We describe a protocol for the ultrasound guided implantation of murine-derived pancreatic ductal adenocarcinoma cell lines directly into the native tumor site. This approach resulted in pancreatic tumors detectable by ultrasound scanning within 2-4 weeks of injection, and significantly reduced the proportion tumor cell seeding on the peritoneal wall as compared to surgical orthotopic implantation.

Ultraschallgeführte orthotopische Implantation von murine Pankreas-Ductalsocarcinom

The recent success of immune checkpoint blockade in melanoma and lung adenocarcinoma has galvanized the field of immuno-oncology as well as revealed the ...

Isolation of Proximal Fluids to Investigate the Tumor Microenvironment of Pancreatic Adenocarcinoma

Pancreatic adenocarcinoma (PDAC) is the fourth leading cause of cancer-related death, and soon to become the second. There is an urgent need of variables associated to specific pancreatic pathologies to help preoperative differential diagnosis and patient profiling. Pancreatic juice is a relatively unexplored body fluid, which, due to its close proximity to the tumor site, reflects changes in the surrounding tissue. Here we describe in detail the intraoperative collection procedure. Unfortunately, translating pancreatic juice collection to murine models of PDAC, to perform mechanistic studies, is technically very challenging. Tumor interstitial fluid (TIF) is the extracellular fluid, outside blood and plasma, which bathes tumor and stromal cells. Similarly to pancreatic juice, for its property to collect and concentrate molecules that are found diluted in plasma, TIF can be exploited as an indicator of microenvironmental alterations and as a valuable source of disease-associated biomarkers. Since TIF is not readily accessible, various techniques have been proposed for its isolation. We describe here two simple and technically undemanding methods for its isolation: tissue centrifugation and tissue elution.

Pancreatic juice is a precious source of biomarkers for human pancreatic cancer. We describe here a method for intraoperative collection procedure. To overcome the challenge of adopting this procedure in murine models, we suggest an alternative sample, tumor interstitial fluid, and describe here two protocols for its isolation.

Isolierung proximaler Flüssigkeiten zur Untersuchung der Tumormikroumgebung des Pankreas-Adenokarzinoms

Pancreatic adenocarcinoma (PDAC) is the fourth leading cause of cancer-related death, and soon to become the second. There is an urgent need of variables ...

A Mouse Model to Investigate the Role of Cancer-Associated Fibroblasts in Tumor Growth

Cancer-associated fibroblasts (CAFs) can play an important role in tumor growth by creating a tumor-promoting microenvironment. Models to study the role of CAFs in the tumor microenvironment can be helpful for understanding the functional importance of fibroblasts, fibroblasts from different tissues, and specific genetic factors in fibroblasts. Mouse models are essential for understanding the contributors to tumor growth and progression in an in vivo context. Here, a protocol in which cancer cells are mixed with fibroblasts and introduced into mice to develop tumors is provided. Tumor sizes over time and final tumor weights are determined and compared among groups. The protocol described can provide more insight into the functional role of CAFs in tumor growth and progression.

A protocol to co-inject cancer cells and fibroblasts and monitor tumor growth over time is provided. This protocol can be used to understand the molecular basis for the role of fibroblasts as regulators of tumor growth.

Ein Mausmodell zur Untersuchung der Rolle krebsassoziierter Fibroblasten beim Tumorwachstum

Cancer-associated fibroblasts (CAFs) can play an important role in tumor growth by creating a tumor-promoting microenvironment. Models to study the role ...

Analysis of Lymph Node Volume by Ultra-High-Frequency Ultrasound Imaging in the Braf/Pten Genetically Engineered Mouse Model of Melanoma

Tyr::CreER+,BrafCA/+,Ptenlox/lox&#160;genetically engineered mice (Braf/Pten mice) are widely used as an in vivo model of metastatic melanoma. Once a primary tumor has been induced by tamoxifen treatment, an increase in metastatic burden is observed within 4-6 weeks after induction. This paper shows how Ultra-High-Frequency UltraSound (UHFUS) imaging can be exploited to monitor the increase in metastatic involvement of the inguinal lymph nodes by measuring the increase in their volume.
The UHFUS system is used to scan anesthetized mice with a UHFUS linear probe (22-55 MHz, axial resolution 40 &#181;m). B-mode images from the inguinal lymph nodes (both left and right sides) are acquired in a short-axis view, positioning the animals in dorsal recumbency. Ultrasound records are acquired using a 44 &#181;m step size on a motorized mechanical arm. Afterward, two-dimensional (2D) B-mode acquisitions are imported into the software platform for ultrasound image post-processing, and inguinal lymph nodes are identified and segmented semi-automatically in the acquired cross-sectional 2D images. Finally, a total reconstruction of the three-dimensional (3D) volume is automatically obtained along with the rendering of the lymph node volume, which is also expressed as an absolute measurement.
This non-invasive in vivo technique is very well tolerated and allows the scheduling of multiple imaging sessions on the same experimental animal over 2 weeks. It is, therefore, ideal to assess the impact of pharmacological treatment on metastatic disease.

Melanoma is a very aggressive disease that quickly spreads to other organs. This protocol describes the application of ultra-high-frequency ultrasound imaging, coupled with 3D rendering, to monitor the volume of the inguinal lymph nodes in the Braf/Pten mouse model of metastatic melanoma.

Analyse des Lymphknotenvolumens mittels Ultrahochfrequenz-Ultraschallbildgebung im gentechnisch veränderten Mausmodell des Melanoms von Braf/Pten

Tyr::CreER+,BrafCA/+,Ptenlox/lox&#160;genetically engineered mice (Braf/Pten mice) are widely used as an in vivo model of metastatic melanoma. Once a ...

Molecular and Immunologic Techniques in a Genetically Engineered Mouse Model of Gastrointestinal Stromal Tumor

Gastrointestinal stromal tumor (GIST) is the most common human sarcoma and is typically driven by a single mutation in the KIT receptor. Across tumor types, numerous mouse models have been developed in order to investigate the next generation of cancer therapies. However, in GIST, most in vivo studies use xenograft mouse models which have inherent limitations. Here, we describe an immunocompetent, genetically engineered mouse model of gastrointestinal stromal tumor harboring a KitV558&#916;/+ mutation. In this model, mutant KIT, the oncogene responsible for most GISTs, is driven by its endogenous promoter leading to a GIST which mimics the histological appearance and immune infiltrate seen in human GISTs. Furthermore, this model has been used successfully to investigate both targeted molecular and immune therapies. Here, we describe the breeding and maintenance of a KitV558&#916;/+ mouse colony. Additionally, this paper details the treatment and procurement of GIST, draining mesenteric lymph node, and adjacent cecum in KitV558&#916;/+ mice, as well as sample preparation for molecular and immunologic analyses.

The goal of this manuscript is to describe the KitV558&#916;/+&#160;mouse model and techniques for successful dissection and processing of mouse specimens.

Molekulare und immunologische Techniken in einem gentechnisch veränderten Mausmodell des gastrointestinalen Stromatumors

Gastrointestinal stromal tumor (GIST) is the most common human sarcoma and is typically driven by a single mutation in the KIT receptor. Across tumor ...

Zebrafish Larvae as a Model to Evaluate Potential Radiosensitizers or Protectors

Zebrafish are extensively used in several kinds of research because they are one of the easily maintained vertebrate models and exhibit several features of a unique and convenient model system. As highly proliferative cells are more susceptible to radiation-induced DNA damage, zebrafish embryos are a front-line in vivo model in radiation research. In addition, this model projects the effect of radiation and different drugs within a short time, along with major biological events and associated responses. Several cancer studies have used zebrafish, and this protocol is based on the use of radiation modifiers in the context of radiotherapy and cancer. This method can be readily used to validate the effects of different drugs on irradiated and control (non-irradiated) embryos, thus identifying drugs as radio sensitizing or protective drugs. Although this methodology is used in most drug screening experiments, the details of the experiment and the toxicity assessment with the background of X-ray radiation exposure are limited or only briefly addressed, making it difficult to perform. This protocol addresses this issue and discusses the procedure and toxicity evaluation with a detailed illustration. The procedure describes a simple approach for using zebrafish embryos for radiation studies and radiation-based drug screening with much reliability and reproducibility.

The zebrafish has recently been exploited as a model to validate potential radiation modifiers. The present protocol describes the detailed steps to use zebrafish embryos for radiation-based screening experiments and some observational approaches to evaluate the effect of different treatments and radiation.

Zebrafischlarven als Modell zur Bewertung potenzieller Radiosensibilisatoren oder Protektoren

Zebrafish are extensively used in several kinds of research because they are one of the easily maintained vertebrate models and exhibit several features ...