Name: a video protocol of retroviral infection in primary intestinal organoid culture
Uploaded: 2014-08-11T18:30:00.000+00:00
Duration: 9 min 18 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about A Video Protocol of Retroviral Infection in Primary Intestinal Organoid Culture at JoVE.com

Koo BK und Mustata RC werden von der Sir Henry Dale-Stipendium der Wellcome Trust und Andersson-Rolf A unterstützt wird von der Medical Research Council (MRC) unterstützt. Fink J wird von der Wellcome Trust 4-Jahres-PhD-Programm unterstützt.

Alle Mäuse in dem folgenden Protokoll verwendet, wurden in spezifischen Pathogen-freien Bedingungen gehalten und alle Verfahren wurden nach den United Kingdom Home Office Bestimmungen durchgeführt. 1. Vorbereitung <ol><li> Bereiten Medien 1 Stunde im Voraus zu verwenden (siehe Tabelle 1 und Werkstoffliste für weitere Details) und Pre-warm in einem 37 ° C Wasserbad mindestens 10 min vor dem Gebrauch. </li></ol> 2. Die Züchtung des Dünndarms (SI) Organoide Hinweis: Soweit nicht anders angegeben, sind alle Inkubationen bei 37 ° C, 5% CO 2 in einem befeuchteten Inkubator durchgeführt. Geräte und Reagenzien in Kontakt mit lebenden Zellen müssen steril sein. Vorwärmen der Gewebekulturplatte ist wichtig, da es verhindert, dass der Keller Matrix (Matrigel oder BME) fällt von Ausbreitung, wenn der Aussaat. Auch sollte die Keller Matrix auf Eis aufbewahrt werden. Lagerung bei -20 ° C und Auftauenauf Eis vor dem Gebrauch. <ol><li> Isolieren Krypten <ol><li> Zur Isolierung des Dünndarms zu opfern Sie die Maus nach den nationalen Regeln und Vorschriften, dann das Tier auf den Rücken und den Bauch waschen mit 70% Ethanol. Durchführen einer Längsmittelschnitt von der Leiste bis zum Brustbein. Zuerst schneiden Sie die Haut und dann das Unterhautgewebe. Entfernen Sie den Dünndarm aus dem Blinddarm in den Magen. Krypten von Zwölffingerdarm, Leerdarm und Krummdarm isoliert für Organoid Kultur verwendet werden. </li><li> Ohne Calcium oder Magnesium (PBS0) Waschen der isolierten Dünndarm mit vorgekühlten Phosphat-gepufferte Kochsalzlösung. </li><li> Schneiden Sie das Gewebe in 3-5 cm lange Stücke schneiden und mit einer Schere schneiden Sie es in Längsrichtung zu öffnen. Verbreiten Sie das Gewebe mit einer Pinzette. </li><li> Abkratzen Zotten mit einem Deckglas. Vorsicht, zu viel Kraft das Gewebe zu zerreißen verursachen und die Ausbeute der Krypten in folgenden Schritten zu reduzieren. </li><li> Übertragen des Gewebes in ein 50 ml Röhrchen, das vorgekühlte PBS0 using Pinzette. Die Gewebefragmente durch kräftiges Schütteln waschen und ändern Sie die PBS0. Wiederholen Sie 2-3 x oder bis die PBS0 dreht sich weniger bewölkt. </li><li> Inkubieren des Gewebes in einem 50-ml-Röhrchen mit 30 ml PBS0 mit 1 mM Ethylendiamintetraessigsäure (EDTA) für 30 min bei 4 ° C auf einer Rohrwalze. </li><li> Kräftig schütteln das Rohr und übertragen das Gewebe zu einem anderen 50-ml-Tube mit 30 ml PBS0 mit 5 mM EDTA. Die 1 mM EDTA-Lösung (zuvor mit dem Gewebe) wird eine Mischung aus Krypten und Zotten enthalten. Diese Fraktion eignet sich nicht für die Aussaat von Organoiden, wie es enthält oft einen hohen Anteil an Zotten. </li><li> Bebrüten das Gewebe weiter für 1 h bei 4 ° C auf einem Rohrwalze. </li><li> Kräftig schütteln den Schlauch und sammelt die Lösung in einem sauberen 50-ml-Tube. Bestätigen das Vorhandensein der Krypten und schätzen die Zahl, beispielsweise durch Zählen Krypten in 50 ul durch Lichtmikroskopie. Berechnen Sie die benötigt wird, um 50-100 Krypten erhalten und übertragen sie in ein 1,5 ml t Volumenube. </li><li> Spin bei 300 g für 5 min. Überstand verwerfen, das Pellet in 50 ul Keller Matrix und Saatgut in einem vorgewärmten Platte mit 24 Vertiefungen. Die Platte in einem Brutschrank für 5-15 Minuten, so dass die Keller Matrix polymerisiert. </li><li> Overlay mit 500 ul ENR-Medium (siehe Tabelle 1). Etwa 24 Stunden nach der Aussaat der Organoide eine kleine runde zystische Form zeigen und nach weiteren 2-3 Tagen angehende Strukturen werden sichtbar. Ändern Sie die frische ENR Medien alle 3 Tage. </li><li> Passage organoiden Kulturen alle 7 Tage. </li></ol></li><li> Passagieren und Warten Organoide <ol><li> Pflegen Sie die Organoide durch die Aktualisierung der Medien alle 3 Tage und Durchgang 1: 3 oder 1: 5, wie das Lumen wird mit toten Zellen, etwa alle 7 Tage gefüllt. </li><li> Brechen die Keller Matrix Kuppel mit Medium mit 1 ml Pipetman Spitze und überträgt es aus dem Brunnen in ein 1,5-ml-Tube. </li><li> Mechanisch distanzieren die Organoide durch Pipettieren eintwa 50x mit einer feinen (zB 200 ul) Spitze. </li><li> Spin bei 300 g für 5 min. </li><li> Überstand verwerfen und das Pellet in 150-250 ul Keller Matrix. Saatgut in einem vorgewärmten Platte mit 24 Vertiefungen (50 ul Keller Matrix / Vertiefung). Vor der Aussaat Pipette der Keller-Matrix auf und ab, sobald die Beschichtung der Wand der Spitze. Pipette langsam auf Blasen und Saaten in der Mitte des Bohrlochs, um den Keller Matrix der Ausbreitung zu hindern. Es ist erwünscht, eine Kuppel aus Keller-Matrix in der Mitte des Bohrlochs zu erhalten. </li><li> Inkubieren in einer Gewebekultur-Inkubator für 5-15 Minuten, so dass die Keller Matrix polymerisiert. Overlay mit 500 ul ENR Medien pro Vertiefung. </li></ol></li></ol> 3. Pre-Infektion Behandlung von SI Organoide ANMERKUNG: Abbildung 1 veranschaulicht die Übertragungsprozedur. <ol><li> Austausch ENR zu ENRWntNic (siehe Tabelle 1) mittlere und wachsen die Organoide in tsein Medium für mindestens 3 Tage oder bis sie eine zystische Morphologie angenommen. Wnt3a erhöht die Anzahl der Stamm-und Paneth-Zellen während Nicotinamid (Nic) verbessert die Effizienz Kultur. </li></ol> 4. Virusproduktion <ol><li> Ein 150-mm-Schale von Platinum-E-Zellen pro Infektion benötigt. Samen etwa 5 x 10 6 Zellen mit 15-18 ml Medium (DMEM + 10% FBS) in Gegenwart von Puromycin (1 ug / ml) und Blasticidin (10 ug / ml). Transfektion von Zellen nach 2-3 Tagen, wenn sie 70-80% Konfluenz erreicht haben. Ändern das Medium DMEM + 10% FBS ohne Puromycin und Blasticidin vor der Transfektion. </li><li> Werden 30 ug von retroviralen DNA-Konstrukt, und 240 ul von Polyethylenimin (PEI) in Röhrchen gegeben, 1 ml Opti-MEM trennen. Mischen und bei Raumtemperatur für 5 min. </li><li> Bündeln die beiden Lösungen und bei Raumtemperatur für 20-30 min. Fügen Sie die komplette Mischung auf das Medium der Platinum-E-Zellen und vorsichtig schütteln plate die Gleichverteilung der DNA-PEI-Komplexe gewährleisten. </li><li> Die Platinum-E-Zellen mit der Transfektion Mischung über Nacht inkubieren und aktualisieren das Medium am nächsten Tag. Halten der Zellen in dem neuen Medium für 2 Tage. </li><li> Sammeln nur das Medium in einem 50 ml-Falcon-Röhrchen, führt es durch einen 0,45 um Filter und Zentrifuge bei 8.000 × g bei 4 ° C für 12-16 Stunden. Überstand verwerfen und das Pellet in 250 ul Transduction Medium (siehe Tabelle 1). </li></ol> 5. Organoide Fragment Vorbereitung <ol><li> Für eine Infektion ein gut von einer 24-Well-Platte benötigt wird. Brechen die Keller Matrix Kuppel mit Medium mit 1 ml Pipetman Spitze und überträgt es auf einem 1,5-ml-Tube. </li><li> Verwenden Sie ein feiner Spitze Volumen (zB 200 ul Tipps) mechanisch stören die Organoide durch Pipettieren (30-50x). Die Lösung wird trüb und keine ganze Organoide sichtbar sein soll. </li><li> Zentrifuge bei Raumtemperatur 900 g für 5 min<html> . </li><li> Überstand verwerfen und das Pellet in 500 ul Zellkultur rekombinanten Protease (zB TrypLE). Bei 37 ° C für 5 min. Nach der Inkubation überprüfen Sie die Größe der Fragmente Organoid mittels Lichtmikroskopie, Zählen der Anzahl der Zellen pro Fragment. Fragmente mit 5-10 Zellen eignen. Wenn die Mehrheit der Fragmente eine höhere Anzahl von Zellen enthalten, die Inkubationszeit kann von 2 min zu einem Zeitpunkt erhöht werden. </li><li> Beenden Sie die Dissoziation durch Zugabe von 500 ul ENR Medium. </li><li> Zentrifuge bei Raumtemperatur 900 g für 5 min. Entfernen Sie den Überstand und halten das Pellet auf Eis oder 4 ° C. </li></ol> 6. retrovirale Transduktion <ol><li> Kombinieren Organoid Fragmente mit 250 ul des retroviralen Lösung (aus Abschnitt 4.5) in eine Vertiefung einer 48-Well-Platte. Vorsichtig mischen durch langsames Pipettieren mit 1 ml Pipetman Spitze. </li><li> Verschließen Sie die Platte mit Parafilm. </li></ol>e &quot;&gt; 7. Spinoculation und Oberflächen <ol><li> Zentrifugieren Sie die Platte bei 32 ° C, 600 g, für 1 Stunde. Entfernen Sie vorsichtig das Parafilm und Inkubation der Platte in eine Gewebekultur-Inkubator für 6 Stunden. </li></ol> 8. Setzen von Infizierte Organoide Fragmente <ol><li> Übertragen Sie die infizierten Organoid Fragmente und Übertragungsmedien aus dem Brunnen in ein 1,5-ml-Röhrchen und Spin bei 900 g für 5 min. </li><li> Überstand verwerfen, das Glas, das die Pellets auf Eis für 5 min abkühlen. 100 l Keller Matrix und das Pellet durch Pipettieren langsam auf und ab. </li><li> Samentropfen 50 ul &quot;Keller Matrix -Cell mixe in einem neuen 24-Well-Platte. Die Platte bei 37 ° C für 5-15 Minuten, bis die Keller Matrix erstarrt. </li><li> Fügen Transduktion Medien ohne Polybren zu den Vertiefungen pipettieren und die Platte in einer Gewebekultur-Inkubator. Medien ändern alle 2-3 Tage. </li></ol> 9. Auswahl <ol><li> Starten sewahl nach 2-3 Tagen durch Zugabe von Puromycin (1 ug / ml) zu den Medien. </li><li> Wenn die Fragmente beginnen zu bilden Organoiden ersetzen Transduktion Medien ENR Medien mit Puromycin (1 ug / ml) ergänzt. </li></ol> 10. Post-Infektion Behandlung von SI Organoide <ol><li> Kultur transduziert Organoide nach dem &quot;Passagierung und Pflege Organoide&quot;-Protokoll (Abschnitt 2.2.1). Nach 1-2 Wochen werden die SI Organoide ihre angehenden Strukturen wieder zu erlangen. </li><li> Nach Auftreten der angeh Strukturen induzieren die Expression der miRNA oder cDNA durch Zugabe von 4-Hydroxytamoxifen (4-OHT) in einer Arbeitskonzentration von 1 uM. Beachten Sie, dass dieser Schritt ist nur gültig, wenn mit Hilfe von retroviralen Vektoren Addgene (pMSCV-loxP-DsRed-loxP-eGFP-Puro-WPRE (32702), pMSCV-loxP-DsRed-loxP-3xHA-Puro-WPRE (32703) und pMSCV -flip-puro-DsRed-GFP-miRNA (32704)) und Organoide exprimieren Cre-ERT2. </li></ol> 11. Bestätigung der Infektion und Expression / Unterdrückung der Gen von Interesse <ol><li> Bei der Verwendung von retroviralen Vektoren Addgene (32702, 32703 und 32704) Transduktionseffizienz kann durch Beobachtung der dsRed Ausdruck bestätigt werden. Ferner kann die Expression oder Suppression des Gens von Interesse durch Western-Blot bestätigt werden, unter Verwendung des GFP oder 3xHA Epitop (für die Gen-Überexpression) und qPCR (Gene Knockdown), wie in Koo et al 4 veranschaulicht. </li></ol>

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	<li>Sato, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Single+Lgr5+stem+cells+build+crypt-villus+structures+in+vitro+without+a+mesenchymal+niche.">Single Lgr5 stem cells build crypt-villus structures in vitro without a mesenchymal niche.</a> Nature. 459, 262-265 (2009).</li><li>Sato, T., Clevers, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Growing+self-organizing+mini-guts+from+a+single+intestinal+stem+cell:+mechanism+and+applications.">Growing self-organizing mini-guts from a single intestinal stem cell: mechanism and applications.</a> Science. 340, 1190-1194 (2013).</li><li>Stelzner, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+nomenclature+for+intestinal+in+vitro+cultures.+American+journal+of+physiology.">A nomenclature for intestinal in vitro cultures. American journal of physiology.</a> Gastrointestinal and liver physiology. 302, G1359-G1363 (2012).</li><li>Koo, B. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Controlled+gene+expression+in+primary+Lgr5+organoid+cultures.">Controlled gene expression in primary Lgr5 organoid cultures.</a> Nature. 9, 81-83 (2012).</li><li>Schwank, G., Andersson-Rolf, A., Koo, B. K., Sasaki, N., Clevers, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Generation+of+BAC+Transgenic+Epithelial+Organoids.">Generation of BAC Transgenic Epithelial Organoids.</a> PloS one. 8, e76871 (2013).</li><li>Mustata, R. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Lgr4+is+required+for+Paneth+cell+differentiation+and+maintenance+of+intestinal+stem+cells+ex+vivo.">Lgr4 is required for Paneth cell differentiation and maintenance of intestinal stem cells ex vivo.</a> EMBO reports. 12, 558-564 (2011).</li><li>Lau, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Lgr5+homologues+associate+with+Wnt+receptors+and+mediate+R-spondin+signalling.">Lgr5 homologues associate with Wnt receptors and mediate R-spondin signalling.</a> Nature. 476, 293-297 (2011).</li><li>Koo, B. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tumour+suppressor+RNF43+is+a+stem-cell+E3+ligase+that+induces+endocytosis+of+Wnt+receptors.">Tumour suppressor RNF43 is a stem-cell E3 ligase that induces endocytosis of Wnt receptors.</a> Nature. 488, 665-669 (2012).</li><li>Huch, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Unlimited+in+vitro+expansion+of+adult+bi-potent+pancreas+progenitors+through+the+Lgr5/R-spondin+axis.">Unlimited in vitro expansion of adult bi-potent pancreas progenitors through the Lgr5/R-spondin axis.</a> The EMBO journal. 32, 2708-2721 (2013).</li><li>Sato, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Long-term+expansion+of+epithelial+organoids+from+human+colon,+adenoma,+adenocarcinoma,+and+Barrett's+epithelium.">Long-term expansion of epithelial organoids from human colon, adenoma, adenocarcinoma, and Barrett's epithelium.</a> Gastroenterology. 141, 1762-1772 (2011).</li><li>Huch, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vitro+expansion+of+single+Lgr5++liver+stem+cells+induced+by+Wnt-driven+regeneration.">In vitro expansion of single Lgr5+ liver stem cells induced by Wnt-driven regeneration.</a> Nature. 494, 247-250 (2013).</li></ol>

The authors have nothing to disclose. The authors have no conflict of interest declared.

<html> Um das zu erreichen hohe Transduktionseffizienz bestimmte Aspekte sind kritisch. Eine davon ist die Vorbehandlung von Organoide mit ENRWntNic Medien, bis sie eine runde Form zystischer erlassen. Dies erhöht die Anzahl von Stammzellen, und dadurch die Möglichkeit zu erhalten, die eine stabile Integration des Transgens, sowie die Erhöhung der Überlebensrate der SI Organoiden gesamten Übertragungsverfahren. Ein weiterer Parameter ist die Inkubationszeit folgenden spinoculation. Zu kurz oder zu lange Inkubationszeit führt zu einer schlechten Transduktionseffizienz und schlechte Überleben der Organoide sind. Die spinoculation Schritt ist nicht wesentlich, obwohl es den Prozentsatz der transduzierten Organoiden deutlich erhöht. Schließlich ist mit hohem Titer Virus Schlüssel für eine erfolgreiche Transduktion. Dies ist abhängig von der Art der Verpackungszelllinie und Viren. Die Kombination von Platin-E-Zellinie murinen Stammzellvirus (MSCV), zeigte einen Titer hoch genug für die Transduktion von Organoiden zu erzeugen. ve_content &quot;&gt; Hier finden Sie Tipps für die Fehlersuche, die helfen können, erfolgreich Übertragung zu erreichen. Erstens, wenn die Transfektion der Verpackungszelllinie ist schlecht, stellen Sie sicher, dass die Konfluenz der Zellen liegt zwischen 70-80%, und dass die Inkubationszeit der gepoolten PEI-DNA Gemisch wird 20-30 min. Das Überleben der Organoide während Übertragung hängt stark von der Fragmentgröße. Zu lange Trypsinbehandlung bewirkt, dass die Mehrzahl der Fragmente von weniger als 3 Zellen bestehen, und verringert dadurch die Überlebens organoiden. Ein weiterer Faktor ist die Aktivität des Wnt-konditionierten Medium, wenn die Tätigkeit zu gering steigern sie durch Zugabe von CHIR99021 in einer Arbeitskonzentration von 5 um das Überleben zu erhöhen. CHIR99021 hemmt GSK3, was zu erhöhten Wnt-Signal. Außerdem Y-27362, die verhindert, Anoikis an die Übertragungsmedien hinzugefügt, um die Überlebensfähigkeit Organoid zu verbessern, da die Organoide sind Fragmente (mit 1-10 Zellen) vor der Weiterleitung gestört. Als60, oben erwähnt, sollte die Inkubationszeit nach spinoculation 6 Stunden nicht überschreiten. Schließlich, wenn schlechte Übertragungs beobachtet die oben genannten Faktoren, die die virale Titer und die Größenbeschränkung des Einsatzes für den retroviralen Vektor in Betracht gezogen werden. Die Effizienz des Zuschlags ist stark abhängig von der miRNA. Da der Wirkungsgrad variiert mit der Kombination des Zielgens und miRNA es lohnt Führen einer Effizienz Bildschirm zu denen, die am besten zu erkennen. Die Technik basiert auf der epithelialen Phänomene des organoiden System beschränkt. In der Zukunft kann es möglich sein, infektiösen oder Autoimmunerkrankungen, durch Co-Kultivierung von Pathogenen oder Rekonstitution mit Komponenten des Immunsystems abgeleitet untersuchen sind. Darüber hinaus kann nur Retroviren tragen Einsätze aus einem relativ kleinen Größe. Folglich natürlich vorkommende regulatorische Regionen ausgeschlossen werden und somit die Expression des Transgens nicht zu imitieren, dass derdas endogene Gen. Wie oben erwähnt, ist der Zuschlags Effizienz abhängig von der Ziel-Gen und miRNA. Wenn keine miRNA mit geeigneten Zuschlags Effizienz gefunden werden kann es die Verwendung der Technik für diese spezielle Zielgens zu begrenzen. Theoretisch sind mit allen standardisierten Organoide manipulative Techniken zur Zelllinien verwendet werden, kompatibel. Retrovirale Transduktion war die erste Methode gemeldet werden 4, und vor kurzem BAC (Bacterial Artificial Chromosome) -transgenesis verfügbar geworden 5. Mit insgesamt Generationszeit von 2-3 Wochen nach der Transfektion der viralen Plasmid in die Verpackungszelllinie, es ist deutlich schneller als die Erzeugung einer transgenen (tg) der Maus. Durch die Aufrechterhaltung der in-vivo-Krypta-Zotten Architektur, während Stammzellen enthält, sowie alle differenzierten Zelllinien des Darmepithels überbrückt die Organoid Kultursystem die Lücke zwischen Tier tg und frühere Zellkultur. <pclass = &quot;jove_content&quot;&gt; Das hier beschriebene Protokoll bietet eine Methode, um phänotypische Analyse von endodermalen Epithel in vitro durch GAIN- durchführen und Verluste von Funktionsprüfungen. Dies macht es möglich, physiologisch relevanten Fragen in adulten Stammzellen Biologie anzugehen, mit einem minimalen Bedarf an tg Mäusen. Zum Beispiel könnte die Erzeugung von Knockout-Mäusen unter Verwendung von Organoiden Neugeborenen Mutanten mit perinatale Letalität 6 abgeleitet vermieden werden. Darüber hinaus kann das Verfahren auf Organoide von vorher fest Knockout-Mäusen, die Rolle Paraloge durch Ausführen einer zusätzlichen Zuschlags 7,8 studieren angewendet werden. Nach der Gründung der kleinen Darm Organoide, hat die Anpassung der ursprünglichen Kultur Protokoll Kultivierung von Bauchspeicheldrüsen, Leber, Dickdarm-und Magen Epithelien 9-11 erlaubt. Darüber hinaus haben menschlichen Darm-und Tumor Organoide Organoide aus normalen menschlichen Biopsien abgeleitet, primäre adenoma und Darmkrebs Biopsien 10. Die virale Infektion Protokoll kann leicht auf diese Art von Organoiden verlängert und bietet eine beispiellose Möglichkeit zum Durchführen funktioneller Studien in menschlichen Geweben stammen. Zusammengenommen ist retroviralen Transduktion von Dünndarm Organoide eine wertvolle Ressource für die Untersuchung von Stammzellen Wartung, Differenzierung und Zellschicksal Entscheidung, sowie Zellsignalisierung und Zell-Zell-Interaktionen.

Hochdurchsatz-Genetik ist notwendig, um unsere biologische Verständnis des Körpers zu erhöhen, die Verbesserung des derzeitigen Grundlagenforschung und Medizin. Mausgenetik der Goldstandard für die Untersuchung von Gen-Funktion in vivo, obwohl es sowohl zeitaufwendig und kostspielig ist. Zelllinien, wobei die andere gemeinsame Wahl, eine höhere Durchsatzleistung, während sie weniger teuer. Sie werden jedoch durch ihre Unfähigkeit, die richtige Mikro und dadurch die physiologischen Reaktionen in vivo gesehen reproduzieren behindert. Daher besteht ein eindeutiger Bedarf an einem einfach zu handhabenden Modellsystem, das Kosten / zeiteffiziente Hochdurchsatzanalyse, während ermöglicht Nachahmung der in vivo in transgenen (tg) Mausexperimenten beobachtet physiologischen Reaktionen. Für die endodermalen Epithel erschien eine solche Modellsystem im Jahr 2009 1. Unter die Erkenntnisse aus der Entdeckung der Lgr5-positiven Darm Stammzellen wurdeInformationen über die Nische, die den extrazellulären Matrix und Wachstumsfaktoren für die Stammzell Wartung notwendig. Unter Verwendung dieser Informationen es möglich, &quot;Mini-Mumm &#39;auch als Organoide 2 bekannt zu etablieren wurde. Vor kurzem wurde ein Konsens Nomenklatur für in vitro-Kulturen, in denen Organoide werden als &quot;enteroids&quot; genannt, wurde 3 vorgeschlagen. Wie Zelllinien sind die Organoide ständig wachsenden und leicht, mit Liganden und Inhibitoren zu behandeln. Jedoch anstatt zweidimensional sind dreidimensionale selbstorganisierenden Strukturen, die Krypta-Zotten Organisation beizubehalten sowie Stammzellen und differenzierten Zelllinien des Dünndarms (SI). Organoide bestehen aus einer einzigen Schicht von Epithelzellen, die eine luminale Fläche umgeben. Vorstehende angehende Strukturen entsprechen Dünndarm Krypten, die die Stammzellraum. Ausgehend von der Spitze des angehenden Struktur Vorläuferzellen differenzieren, wie sie miRost in Richtung des Epithels, wo terminal differenzierten Zellen in das Lumen zu vergießen. Im Vergleich zu Zelllinien, diese ex vivo-System näher rekapituliert die normale Physiologie und ist daher ein vielversprechendes Modellsystem für die Dünndarm-Epithel. In diesem Video-Protokoll von retroviralen Transduktion, präsentieren wir eine Methode, die Ex-vivo-Studien Genfunktion in diesem Roman Organoid Kultursystem ermöglicht. Wir beginnen mit der Beschreibung organoiden Kultur in einer Schritt-für-Schritt-Weise, und weiter durch den Nachweis der Erzeugung von Retroviren, gefolgt von der Übertragungsprozedur. Schließlich gibt es einen Abschnitt für zusätzliche Hinweise für die Fehlersuche. Ein Vorteil dieser Technik ist, dass sie mit Echtzeit-Bildgebung oder Drogenscreening kombiniert, um die Homöostase, Zellschicksal Entscheidungen und Zell-Zell-Interaktionen im Darmepithel zu untersuchen. Aufgrund ihrer einfachen Architektur und schnelle Fluktuation, Organoide stellen eine ideale Model System für das Studium der Biologie mit adulten Stammzellen. Darüber hinaus können retrovirale Transduktion zu Organoide von vorher festgelegten transgene Mäuse sowie menschliche Patientenproben abgeleitet angewendet werden. Als Knock-in-und Knock-out-Ansätze können nicht auf den Menschen ausgeweitet werden, die menschlichen SI Organoide bilden eine attraktive Alternative. Zusammenfassend Genmanipulation durch retrovirale Transduktion ermöglicht phänotypische Analyse im Dünndarm von Mäusen Organoide oder menschliche Gewebeproben stammen, ergänzt somit Mausgenetik und Zelllinien, während die Eröffnung neuer Wege für die Studien in menschlichen Geweben abgeleitet. Retrovirale Transduktion ermöglicht GAIN- und Verlust-Funktions-Studien in der organoiden Kultursystem 4 durchgeführt werden. Damit ist es eine wertvolle Ressource für die Untersuchung von Gen-Funktion, mit adulten Stammzellen Biologie und Krankheit, während sie in Übereinstimmung mit den drei Rs (Reduzierung, Verfeinerung und Ersatz).

<table><tbody><tr><td>Advanced DMEM/F12&amp;nbsp;</td><td>Invitrogen</td><td>12634-034</td><td></td></tr><tr><td>Glutamax 100x&amp;nbsp;</td><td>Invitrogen</td><td>35050-068</td><td></td></tr><tr><td>HEPES 1 M</td><td>Invitrogen</td><td>15630-056</td><td></td></tr><tr><td>Penicillin-streptomycin 100x</td><td>Invitrogen</td><td>15140-122</td><td></td></tr><tr><td>B27 supplement 50x</td><td>Invitrogen</td><td>17504-044</td><td></td></tr><tr><td>N2 supplement 100x&amp;nbsp;</td><td>Invitrogen</td><td>17502-048</td><td></td></tr><tr><td>n-Acetylcysteine 500 mM</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>A9165-5G</td><td></td></tr><tr><td>Mouse EGF 500 &amp;micro;g/ml</td><td>Invitrogen Biosource</td><td>PMG8043</td><td></td></tr><tr><td>Mouse Noggin 100 &amp;micro;g/ml</td><td>Peprotech</td><td>250-38</td><td></td></tr><tr><td>R-Spondin conditioned medium</td><td></td><td></td><td>The conditioned media is generated from HEK293 cells, for details see Sato and Clevers 2013.</td></tr><tr><td>Wnt conditioned medium</td><td></td><td></td><td>The conditioned media is generated from L cells, for details see Sato and Clevers 2013.</td></tr><tr><td>Nicotinamide 1 M</td><td>Sigma</td><td>N0636</td><td></td></tr><tr><td>Y-27632 10 &amp;micro;M</td><td>Sigma</td><td>Y0503-1MG</td><td></td></tr><tr><td>Polybrene (8 &amp;micro;g/ml)</td><td>Sigma</td><td>H9268-5G</td><td></td></tr><tr><td>Standard BD Matrigel matrix</td><td>BD Biosciences</td><td>356231</td><td>Basement Matrix Extract (Cultrex PathClear BME Reduced Growth Factor Type 2, 3533-005-02)&lt;br/&gt; supplied by AMSBIO can be used as an alterntive.</td></tr><tr><td>24-well Plate</td><td>Greiner Bio One</td><td>662960</td><td></td></tr><tr><td>48-well Plate</td><td>Greiner Bio One</td><td>677980</td><td></td></tr><tr><td>CHIR99021</td><td>Sigma</td><td>A3734-1MG</td><td></td></tr><tr><td>Platinum-E cells</td><td>Cell Biolabs</td><td>RV-102</td><td></td></tr><tr><td>Puromycin</td><td>Invitrogen</td><td>A1113802</td><td></td></tr><tr><td>Blasticidin</td><td>Invitrogen</td><td>A1113902</td><td></td></tr><tr><td>Polyethyleneimine (PEI)</td><td>Polysciences</td><td>23966</td><td></td></tr><tr><td>opti-MEM</td><td>Life Technologies</td><td>51985-034</td><td></td></tr><tr><td>TrypLE</td><td>Invitrogen</td><td>12605-010</td><td></td></tr><tr><td>Parafilm</td><td>Sigma</td><td>P7793-1EA</td><td></td></tr><tr><td>4-OHT</td><td>Sigma</td><td>H7904</td><td></td></tr></tbody></table>

a video protocol of retroviral infection in primary intestinal organoid culture

Lgr5-positiven Stammzellen können mit der wesentlichen Wachstumsfaktoren ergänzt werden EGF Noggin, und R-Spondin, die uns die Kultur ständig wachsende primäre epitheliale Strukturen 3D in vitro ermöglicht. Sowohl die Architektur und physiologischen Eigenschaften dieser &quot;Mini-Mumm&quot;, auch genannt Organoide, ähneln ihre in-vivo-Pendants. Dies macht sie zu einem attraktiven Modellsystem für die Dünndarm-Epithel. Verwendung von retroviralen Transduktion können funktionelle Genetik jetzt bedingten Gen-Überexpression oder Knockdown durchgeführt werden. Dieses Video zeigt den Vorgang des organoiden Kultur, die Erzeugung von Retroviren und den retroviralen Transduktion von Organoiden phänotypische Analyse Dünndarmepithels in vitro zu unterstützen. Diese neuartige organotypischen Modellsystem in Kombination mit retroviralen vermittelte Genexpression bietet ein wertvolles Werkzeug für die schnelle Analyse von Genfunktionen in vitro ohne die Notwendigkeit costly und zeitaufwendige Erzeugung transgener Tiere.

Organoide bereit zu spalten, wenn die zentrale Lumen durch das Vorhandensein von toten Zellen (Figur 2) verdunkelt werden. Nach 2-3 Tagen der Vorbehandlung Organoide sollte eine runde zystische Morphologie (Abbildung 3) erlassen. Dies erhöht die Anzahl von Stammzellen, die Verbesserung der Aussichten auf stabile Integration. Die Größe des viralen Pellet nach Zentrifugation des viralen Überstand aufgrund der unterschiedlichen Beitrag der Zelltrümmer auf die Pelletgröße zu variieren, wahrscheinlich. Keine klare Korrelation zu Transduktionseffizienz wurde beobachtet. Während des Auswahlverfahrens nicht-transduzierten Organoide sterben wird, während die, die mit einem stabilen Integration wird bleiben. Das fluoreszierende Protein von MSCV-eGFP-Retrovirus kann in Zellen überleben Organoiden, die eine cystische Morphologie innerhalb von 2-3 Tagen nach der Transduktion (Abbildung 4) Ursprung beobachtet werden. <img alt<html> = &quot;1&quot; fo: content-width = &quot;6in&quot; src = &quot;/ files / ftp_upload / 51765 / 51765fig1highres.jpg&quot; width = &quot;600&quot; /&gt; Abbildung 1 ist eine schematische Zeichnung der retroviralen Transduktion Verfahren. Vor der Infektion Organoide werden vorbehandelt mit ENRWntNic bis sie eine zystische Struktur (Schritt 1) anzunehmen. Platin-E-Zellen werden als Verpackungszelllinie verwendet werden, und kultiviert, bis sie 70-80% Konfluenz erreichen. Danach werden sie mit dem retroviralen Konstrukt mit PEI transfiziert. Viren gibt 2 Tage später (Schritt 2) geerntet. Organoide werden trypsiniert, um Fragmente mit 1-10 Zellen (Schritt 3) zu erhalten, und dann infiziert sind (Schritt 4). Nach spinoculation die Infektionseffizienz (Schritt 5) zu erhöhen, werden die infizierten Organoid Fragmente für positive Klone ausgesät (Schritt 6) und 2-3 Tage später die Auswahl mit stabilen Integration kann (Schritt 7) durchgeführt werden. 1765fig2highres.jpg &quot;width =&quot; 500 &quot;/&gt; Abbildung 2. Repräsentatives Bild Organoide nach 4-6 Tagen Kultur. Das Lumen ist mit toten Zellen gefüllt, so dass es zu dunkel erscheinen. Organoide in diesem Stadium sind bereit, agiert werden. <img alt="Figur 3" fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/51765/51765fig3highres.jpg" width="500" /> Abbildung 3. Repräsentative Bild der kleinen Darm Organoide in ENRWntNic Medien für 3-4 Tage kultiviert. Die Organoide nehmen eine zystische Morphologie. <img alt="Figur 4" fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/51765/51765fig4highres.jpg" width="500" /> Abbildung 4. Repräsentative Bild der kleinen Darm Organoide (a), die virale Transgen-Expression (b, eGFP) zu zeigen. <table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0"><tbody><tr><td colspan="2"> Advanced DMEM / F12 +++ </td></tr><tr><td colspan="2"> Lagerung bei 4 ° C für 4 Wochen </td></tr><tr><td> Erweiterte DMEM / F12 </td><td> 500 ml </td></tr><tr><td> Glutamax 100x </td><td> 5 ml </td></tr><tr><td> Hepes 1 M </td><td> 5 ml </td></tr><tr><td> Antibiotika 100x </td><td> 5 ml </td></tr><tr><td colspan="2"> ENRWntNic Medium (20 ml) </td></tr><tr><td colspan="2"> Lagerung bei 4 ° C für 2 Wochen </td></tr><tr><td> Erweiterte DMEM / F12 +++ </td><td> 7,2 ml </td></tr><tr><td> B27 Supplement (50x) </td><td> 400 ul </td></tr><tr><td> N2 Zuschlag (100x) </td><td> 200 ul </td></tr><tr><td> N-Acetylcystein (500 mM) </td><td> 50 ul </td></tr><tr><td> Maus EGF (500 ug / ml) </td><td> 2 ul </td></tr><tr><td> Mäuse-Noggin (100 ug / ml) </td><td> 20 ul </td></tr><tr><td> R-Spondin Conditioned Medium </td><td> 2 ml </td></tr><tr><td> Wnt3a konditionierte Medium </td><td> 10 ml </td></tr><tr><td> Nicotinamid (1 M) </td><td> 200 ul </td></tr><tr><td colspan="2"> Übertragungsmedium (20 ml) </td></tr><tr><td colspan="2"> Frisch zubereiten </td></tr><tr><td> ENRWntNic Medium </td><td> 20 ml </td></tr><tr><td> Y-27632 (10 uM) </td><td> 20 ul </td></tr><tr><td> Polybren (8 ug / ml) </td><td> 20 ul </td></tr><tr><td colspan="2"> ENR-Medium (20 ml) </td></tr><tr><td colspan="2"> Lagerung bei 4 ° C für 4 Wochen </td></tr><tr><td> Erweiterte DMEM / F12 +++ </td><td> 17,4 ml </td></tr><tr><td> B27 Supplement (50x) </td><td> 400 ul </td></tr><tr><td> N2 Zuschlag (100x) </td><td> 200 ul </td></tr><tr><td> N-Acetylcystein (500 mM) </td><td> 50 ul </td&gt; </tr><tr><td> Maus EGF (500 ug / ml) </td><td> 2 ul </td></tr><tr><td> Mäuse-Noggin (100 ug / ml) </td><td> 20 ul </td></tr><tr><td> R-Spondin konditionierte Medium </td><td> 2 ml </td></tr><tr><td colspan="2"> Medien für Platinum-E-Zellen (für 500 ml) </td></tr><tr><td colspan="2"> Lagerung bei 4 ° C für 12 Wochen </td></tr><tr><td> DMEM </td><td> 449.45 ml </td></tr><tr><td> Fötalem Rinderserum (FBS) </td><td> 50 ml </td></tr><tr><td> Puromycin (1 ug / ml) </td><td> 50 ul </td></tr><tr><td> Blasticidin (10 ug / ml) </td><td> 500 ul </td></tr></tbody></table> Tabelle 1. Medien Zusammensetzung für Advanced DMEM / F12 +++, ENRWntNic Medium, Transduktion Medium, ENR Medium und Medium für Platinum-E-Zellen.

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A Video Protocol of Retroviral Infection in Primary Intestinal Organoid Culture

Dieses Protokoll erklärt primären Lgr5-positve Organoid Kultur und die anschließende Leistung der retroviralen Transduktion. Dies ermöglicht Cre-induzierbare Überexpression oder Knockdown der gelieferten Transgen und ermöglicht funktionelle Studien im organotypischen neues in vitro durchgeführt werden Modellsystem.

Ein Video-Protokoll von retrovirale Infektion in der Grunddarm Organoide Kultur

Lgr5-positive stem cells can be supplemented with the essential growth factors Egf, Noggin, and R-Spondin, which allows us to culture ever-expanding ...

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Research

JoVE Journal

Biology

29.7K Aufrufe.  University of Cambridge.  Dieses Protokoll erklärt primären Lgr5-positve Organoid Kultur und die anschließende Leistung der retroviralen Transduktion. Dies ermöglicht Cre-induzierbare Überexpression oder Knockdown der gelieferten Transgen und ermöglicht funktionelle Studien im organotypischen neues in vitro durchgeführt werden Modellsystem. 

Serie: A Video Protocol of Retroviral Infection in Primary Intestinal Organoid Culture

In vitro Organoid Culture of Primary Mouse Colon Tumors

Several human and murine colon cancer cell lines have been established, physiologic integrity of colon tumors such as multiple cell layers, basal-apical polarity, ability to differentiate, and anoikis are not maintained in colon cancer derived cell lines. The present study demonstrates a method for culturing primary mouse colon tumor organoids adapted from Sato T et al. 1, which retains important physiologic features of colon tumors. This method consists of mouse colon tumor tissue collection, adjacent normal colon epithelium dissociation, colon tumor cells digestion into single cells, embedding colon tumor cells into matrigel, and selective culture based on the principle that tumor cells maintain growth on limiting nutrient conditions compared to normal epithelial cells.
The primary tumor organoids if isolated from genetically modified mice provide a very useful system to assess tumor autonomous function of specific genes. Moreover, the tumor organoids are amenable to genetic manipulation by virus meditated gene delivery; therefore signaling pathways involved in the colon tumorigenesis could also be extensively investigated by overexpression or knockdown. Primary tumor organoids culture provides a physiologic relevant and feasible means to study the mechanisms and therapeutic modalities for colon tumorigenesis.

In vitro Organoid Culture of Primary Mouse Colon Tumors

A simple method to establish primary murine colon tumor organoid is described. This method utilizes the feature that colon tumor cells survive and grow into organoids in media containing limited growth factors, whereas normal colon epithelial do not.

In-vitro-Kultur von Organoide Primäre Maus Kolontumoren

Several  human and murine colon cancer cell lines have been established, physiologic  integrity of colon tumors such as multiple cell layers, basal-apical ...

Forschung

Medizin

Genetic Engineering of Primary Mouse Intestinal Organoids Using Magnetic Nanoparticle Transduction Viral Vectors for Frozen Sectioning

Intestinal organoid cultures provide a unique opportunity to investigate intestinal stem cell and crypt biology in vitro, although efficient approaches to manipulate gene expression in organoids have made limited progress in this arena. While CRISPR/Cas9 technology allows for precise genome editing of cells for organoid generation, this strategy requires extensive selection and screening by sequence analysis, which is both time-consuming and costly. Here, we provide a detailed protocol for efficient viral transduction of intestinal organoids. This approach is rapid and highly efficient, thus decreasing the time and expense inherent in CRISPR/Cas9 technology. We also present a protocol to generate frozen sections from intact organoid cultures for further analysis with immunohistochemical or immunofluorescent staining, which can be used to confirm gene expression or silencing. After successful transduction of viral vectors for gene expression or silencing is achieved, intestinal stem cell and crypt function can be rapidly assessed. Although most organoid studies employ in vitro assays, organoids can also be delivered to mice for in vivo functional analyses. Moreover, our approaches are advantageous for predicting therapeutic responses to drugs because currently available therapies generally function by modulating gene expression or protein function rather than altering the genome.

We describe step-by-step instructions to: 1) efficiently engineer intestinal organoids using magnetic nanoparticles for lenti- or retroviral transduction, and, 2) generate frozen sections from engineered organoids. This approach provides a powerful tool to efficiently alter gene expression in organoids for investigation of downstream effects.

Genetische Technik der primären Maus-Darm-Organoide mit magnetischen Nanopartikel-Transduktion virale Vektoren für gefrorene Schnitte

Intestinal organoid cultures provide a unique opportunity to investigate intestinal stem cell and crypt biology in vitro, although efficient approaches to ...

Entwicklungsbiologie

The Ex Vivo Culture and Pattern Recognition Receptor Stimulation of Mouse Intestinal Organoids

Primary intestinal organoids are a valuable model system that has the potential to significantly impact the field of mucosal immunology. However, the complexities of the organoid growth characteristics carry significant caveats for the investigator. Specifically, the growth patterns of each individual organoid are highly variable and create a heterogeneous population of epithelial cells in culture. With such caveats, common tissue culture practices cannot be simply applied to the organoid system due to the complexity of the cellular structure. Counting and plating based solely on cell number, which is common for individually separated cells, such as cell lines, is not a reliable method for organoids unless some normalization technique is applied. Normalizing to total protein content is made complex due to the resident protein matrix. These characteristics in terms of cell number, shape and cell type should be taken into consideration when evaluating secreted contents from the organoid mass. This protocol has been generated to outline a simple procedure to culture and treat small intestinal organoids with microbial pathogens and pathogen associated molecular patterns (PAMPs). It also emphasizes the normalization techniques that should be applied when protein analysis are conducted after such a challenge.

The Ex Vivo Culture and Pattern Recognition Receptor Stimulation of Mouse Intestinal Organoids

Here, a protocol to harvest, maintain, and treat mouse small intestinal organoids with pathogen associated molecular patterns (PAMPs) and Listeria monocytogenes is described, as well as emphasis on gene expression and proper normalization techniques for protein.

Das<em&gt; Ex Vivo</em&gt; Kultur und Mustererkennung Rezeptor-Stimulation von Maus-Darm-Organoide

Primary intestinal organoids are a valuable model system that has the potential to significantly impact the field of mucosal immunology. However, the ...

Immunologie und Infektion

Live Imaging of Primary Cerebral Cortex Cells Using a 2D Culture System

During cerebral cortex development, progenitor cells undergo several rounds of symmetric and asymmetric cell divisions to generate new progenitors or postmitotic neurons. Later, some progenitors switch to a gliogenic fate, adding to the astrocyte and oligodendrocyte populations. Using time-lapse video-microscopy of primary cerebral cortex cell cultures, it is possible to study the cellular and molecular mechanisms controlling the mode of cell division and cell cycle parameters of progenitor cells. Similarly, the fate of postmitotic cells can be examined using cell-specific fluorescent reporter proteins or post-imaging immunocytochemistry. More importantly, all these features can be analyzed at the single-cell level, allowing the identification of progenitors committed to the generation of specific cell types. Manipulation of gene expression can also be performed using viral-mediated transfection, allowing the study of cell-autonomous and non-cell-autonomous phenomena. Finally, the use of fusion fluorescent proteins allows the study of symmetric and asymmetric distribution of selected proteins during division and the correlation with daughter cells fate. Here, we describe the time-lapse video-microscopy method to image primary cerebral cortex murine cells for up to several days and analyze the mode of cell division, cell cycle length and fate of newly generated cells. We also describe a simple method to transfect progenitor cells, which can be applied to manipulate genes of interest or simply label cells with reporter proteins.

Live imaging is a powerful tool to study cellular behaviors in real time. Here, we describe a protocol for time-lapse video-microscopy of primary cerebral cortex cells that allows a detailed examination of the phases enacted during the lineage progression from primary neural stem cells to differentiated neurons and glia.

Bildgebung des primären Hirnrinde Zellen unter Verwendung einer 2D Kultursystem zu leben

During cerebral cortex development, progenitor cells undergo several rounds of symmetric and asymmetric cell divisions to generate new progenitors or ...

Neurowissenschaften

Studying Cryptosporidium Infection in 3D Tissue-derived Human Organoid Culture Systems by Microinjection

Cryptosporidium parvum is one of the major causes of human diarrheal disease. To understand the pathology of the parasite and develop efficient drugs, an in vitro culture system that recapitulates the conditions in the host is needed. Organoids, which closely resemble the tissues of their origin, are ideal for studying host-parasite interactions. Organoids are three-dimensional (3D) tissue-derived structures which are derived from adult stem cells and grow in culture for extended periods of time without undergoing any genetic aberration or transformation. They have well defined polarity with both apical and basolateral surfaces. Organoids have various applications in drug testing, bio banking, and disease modeling and host-microbe interaction studies. Here we present a step-by-step protocol of how to prepare the oocysts and sporozoites of Cryptosporidium for infecting human intestinal and airway organoids. We then demonstrate how microinjection can be used to inject the microbes into the organoid lumen. There are three major methods by which organoids can be used for host-microbe interaction studies&#8212;microinjection, mechanical shearing and plating, and by making monolayers. Microinjection enables maintenance of the 3D structure and allows for precise control of parasite volumes and direct apical side contact for the microbes. We provide details for optimal growth of organoids for either imaging or oocyst production. Finally, we also demonstrate how the newly generated oocysts can be isolated from the organoid for further downstream processing and analysis.

Studying Cryptosporidium Infection in 3D Tissue-derived Human Organoid Culture Systems by Microinjection

We describe protocols to prepare oocysts and purify sporozoites for studying infection of human intestinal and airway organoids by Cryptosporidium parvum. We demonstrate the procedures for microinjection of parasites into the intestinal organoid lumen and immunostaining of organoids. Finally, we describe the isolation of generated oocysts from the organoids.

Studium der Cryptosporidium-Infektion in 3D-Gewebe-abgeleiteten Human Organoid Culture Systems durch Mikroinjektion

Cryptosporidium parvum is one of the major causes of human diarrheal disease. To understand the pathology of the parasite and develop efficient drugs, an ...

Adapting Gastrointestinal Organoids for Pathogen Infection and Single Cell Sequencing under Biosafety Level 3 (BSL-3) Conditions

Human intestinal organoids constitute the best cellular model to study pathogen infections of the gastrointestinal tract. These organoids can be derived from all sections of the GI tract (gastric, jejunum, duodenum, ileum, colon, rectum) and, upon differentiation, contain most of the cell types that are naturally found in each individual section. For example, intestinal organoids contain nutrient-absorbing enterocytes, secretory cells (Goblet, Paneth, and enteroendocrine), stem cells, as well as all lineage-specific differentiation intermediates (e.g.,&#160;early or immature cell types). The greatest advantage in using gastrointestinal tract-derived organoids to study infectious diseases is the possibility of precisely identifying which cell type is targeted by the enteric pathogen and to address whether the different sections of the gastrointestinal tract and their specific cell types similarly respond to pathogen challenges. Over the past years, gastrointestinal models, as well as organoids from other tissues, have been employed to study viral tropism and the mechanisms of pathogenesis. However, utilizing all the advantages of using organoids when employing highly pathogenic viruses represents a technical challenge and requires strict biosafety considerations. Additionally, as organoids are often grown in three dimensions, the basolateral side of the cells is facing the outside of the organoid while their apical side is facing the inside (lumen) of the organoids. This organization poses a challenge for enteric pathogens as many enteric infections initiate from the apical/luminal side of the cells following ingestion. The following manuscript will provide a comprehensive protocol to prepare human intestinal organoids for infection with enteric pathogens by considering the infection side (apical vs. basolateral) to perform single-cell RNA sequencing to characterize cell-type-specific host/pathogen interactions. This method details the preparation of the organoids as well as the considerations needed to perform this work under biosafety level 3 (BSL-3) containment conditions.

Adapting Gastrointestinal Organoids for Pathogen Infection and Single Cell Sequencing under Biosafety Level 3 BSL-3 Conditions

This protocol describes how to infect human intestinal organoids from either their apical or basolateral side to characterize host/pathogen interactions at the single-cell level using single-cell RNA sequencing (scRNAseq) technology.

Anpassung gastrointestinaler Organoide für Pathogeninfektionen und Einzelzellsequenzierung unter Biosicherheitsstufe 3 (BSL-3)

Human intestinal organoids constitute the best cellular model to study pathogen infections of the gastrointestinal tract. These organoids can be derived ...

Co-Culture of Murine Small Intestine Epithelial Organoids with Innate Lymphoid Cells

Complex co-cultures of organoids with immune cells provide a versatile tool for interrogating the bi-directional interactions that underpin the delicate balance of mucosal homeostasis. These 3D, multi-cellular systems offer a reductionist model for addressing multi-factorial diseases and resolving technical difficulties that arise when studying rare cell types such as tissue-resident innate lymphoid cells (ILCs). This article describes a murine system that combines small intestine organoids and small intestine lamina propria derived helper-like type-1 ILCs (ILC1s), which can be readily extended to other ILC or immune populations. ILCs are a tissue-resident population that is particularly enriched in the mucosa, where they promote homeostasis and rapidly respond to damage or infection. Organoid co-cultures with ILCs have already begun shedding light on new epithelial-immune signaling modules in the gut, revealing how different ILC subsets impact intestinal epithelial barrier integrity and regeneration. This protocol will enable further investigations into reciprocal interactions between epithelial and immune cells, which hold the potential to provide new insights into the mechanisms of mucosal homeostasis and inflammation.

This protocol offers detailed instructions for establishing murine small intestine organoids, isolating type-1 innate lymphoid cells from the murine small intestine lamina propria, and establishing 3-dimensional (3D) co-cultures between both cell types to study bi-directional interactions between intestinal epithelial cells and type-1 innate lymphoid cells.

Kokultur von murinen Dünndarm-Epithelorganoiden mit angeborenen lymphatischen Zellen

Complex co-cultures of organoids with immune cells provide a versatile tool for interrogating the bi-directional interactions that underpin the delicate ...

Calcium-Bildgebung von virusinfizierten humanen Darm-Organoid-Monoschichten

Live Calcium Imaging of Virus-Infected Human Intestinal Organoid Monolayers Using Genetically Encoded Calcium Indicators

Calcium signaling is an integral regulator of nearly every tissue. Within the intestinal epithelium, calcium is involved in the regulation of secretory activity, actin dynamics, inflammatory responses, stem cell proliferation, and many other uncharacterized cellular functions. As such, mapping calcium signaling dynamics within the intestinal epithelium can provide insight into homeostatic cellular processes and unveil unique responses to various stimuli. Human intestinal organoids (HIOs) are a high-throughput, human-derived model to study the intestinal epithelium and thus represent a useful system to investigate calcium dynamics. This paper describes a protocol to stably transduce HIOs with genetically encoded calcium indicators (GECIs), perform live fluorescence microscopy, and analyze imaging data to meaningfully characterize calcium signals. As a representative example, 3-dimensional HIOs were transduced with lentivirus to stably express GCaMP6s, a green fluorescent protein-based cytosolic GECI. The engineered HIOs were then dispersed into a single-cell suspension and seeded as monolayers. After differentiation, the HIO monolayers were infected with rotavirus and/or treated with drugs known to stimulate a calcium response. An epifluorescence microscope fitted with a temperature-controlled, humidified live-imaging chamber allowed for long-term imaging of infected or drug-treated monolayers. Following imaging, acquired images were analyzed using the freely available analysis software, ImageJ. Overall, this work establishes an adaptable pipeline for characterizing cellular signaling in HIOs.

Autor im Rampenlicht: Untersuchung der viralen Störung der intestinalen Epithelsignalisierung – Forschungseinblicke und zukünftige Richtungen 

This protocol describes an approach for performing calcium imaging in virus-infected human intestinal organoids and offers an approach to analysis.

Live-Kalzium-Bildgebung von virusinfizierten humanen Darm-Organoid-Monolayern unter Verwendung genetisch kodierter Kalziumindikatoren

Calcium signaling is an integral regulator of nearly every tissue. Within the intestinal epithelium, calcium is involved in the regulation of secretory ...

Ein Video-Protokoll von retrovirale Infektion in der Grunddarm Organoide Kultur

Zusammenfassung

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In-vitro-Kultur von Organoide Primäre Maus Kolontumoren

Genetische Technik der primären Maus-Darm-Organoide mit magnetischen Nanopartikel-Transduktion virale Vektoren für gefrorene Schnitte

Das

Bildgebung des primären Hirnrinde Zellen unter Verwendung einer 2D Kultursystem zu leben

Studium der Cryptosporidium-Infektion in 3D-Gewebe-abgeleiteten Human Organoid Culture Systems durch Mikroinjektion

Anpassung gastrointestinaler Organoide für Pathogeninfektionen und Einzelzellsequenzierung unter Biosicherheitsstufe 3 (BSL-3)

Kokultur von murinen Dünndarm-Epithelorganoiden mit angeborenen lymphatischen Zellen

Live-Kalzium-Bildgebung von virusinfizierten humanen Darm-Organoid-Monolayern unter Verwendung genetisch kodierter Kalziumindikatoren

Live-Kalzium-Bildgebung von virusinfizierten humanen Darm-Organoid-Monolayern unter Verwendung genetisch kodierter Kalziumindikatoren

Live-Kalzium-Bildgebung von virusinfizierten humanen Darm-Organoid-Monolayern unter Verwendung genetisch kodierter Kalziumindikatoren