C.M. (DC007864, DC016278) NIDCD (EY008117, EY010852), NEI fon tarafından desteklenmektedir ve NIAID (1DP1AI124453).

<ol>
	<li>Fowler, M. A., Montell, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Drosophila+TRP+channels+and+animal+behavior.">Drosophila TRP channels and animal behavior.</a> Life Sci. 92, 394-403 (2013).</li><li>Palkar, R., Lippoldt, E. K., McKemy, D. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+molecular+and+cellular+basis+of+thermosensation+in+mammals.">The molecular and cellular basis of thermosensation in mammals.</a> Curr Opin Neurobiol. 34, 14-19 (2015).</li><li>Vriens, J., Nilius, B., Voets, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Peripheral+thermosensation+in+mammals.">Peripheral thermosensation in mammals.</a> Nat Rev Neurosci. 15 (9), 573-589 (2014).</li><li>Rosenzweig, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+Drosophila+ortholog+of+vertebrate+TRPA1+regulates+thermotaxis.">The Drosophila ortholog of vertebrate TRPA1 regulates thermotaxis.</a> Genes Dev. 19, 419-424 (2005).</li><li>Kwon, Y., Shim, H. S., Wang, X., Montell, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Control+of+thermotactic+behavior+via+coupling+of+a+TRP+channel+to+a+phospholipase+C+signaling+cascade.">Control of thermotactic behavior via coupling of a TRP channel to a phospholipase C signaling cascade.</a> Nat Neurosci. 11, 871-873 (2008).</li><li>Kwon, Y., Shen, W. L., Shim, H. S., Montell, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fine+thermotactic+discrimination+between+the+optimal+and+slightly+cooler+temperatures+via+a+TRPV+channel+in+chordotonal+neurons.">Fine thermotactic discrimination between the optimal and slightly cooler temperatures via a TRPV channel in chordotonal neurons.</a> J Neurosci. 30 (31), 10465-10471 (2010).</li><li>Shen, W. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Function+of+rhodopsin+in+temperature+discrimination+in+Drosophila.">Function of rhodopsin in temperature discrimination in Drosophila.</a> Science. 331 (6022), 1333-1336 (2011).</li><li>Sokabe, T., Chen, H. S., Luo, J., Montell, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+switch+in+thermal+preference+in+Drosophila+larvae+depends+on+multiple+rhodopsins.">A switch in thermal preference in Drosophila larvae depends on multiple rhodopsins.</a> Cell Rep. 17, 336-344 (2016).</li><li>Ni, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+Ionotropic+Receptors+IR21a+and+IR25a+mediate+cool+sensing+in+Drosophila.">The Ionotropic Receptors IR21a and IR25a mediate cool sensing in Drosophila.</a> Elife. 5, 13254 (2016).</li><li>Luo, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Navigational+decision+making+in+Drosophila+thermotaxis.">Navigational decision making in Drosophila thermotaxis.</a> J Neurosci. 30 (12), 4261-4272 (2010).</li><li>Ashburner, M., Golic, K. G., Hawley, R. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Drosophila: a laboratory handbook. , (2005).</li></ol>

Yazarlar ifşa gerek yok.

Bu protokolü başarılı olmasını sağlamak için larva deneyler yapmak için yeterli sayıda elde etmek için ilgili adımları uygulamak önemlidir. Bu Maya tüpler için 2-3 yumurta atarken geliştirmek d Yapıştır içeren sinekli ön besleme içerir. Şişeleri su şişeleri içeren bir tepsiye yerleştirilir ve gıda nem korur ve etkili tarafından larvaları besleme iken normal koyu döngüleri maruz izin teşvik şeffaf plastik bir torbaya alınmış gerekir. Ancak, Maya Yapıştır sinekler tuzak haline çok yumuşak olmamalıdır. Kadın başına şişe üzerinde genotip bağlıdır. W1118söz konusu olduğunda, genellikle ~ 12 kadın ve ~ 6 erkek 3 h için yumurtalarını bırakmak izin vermek yeterli olduğunu. İki şişe tipik olarak tek yönlü tahlil için bir tabağa yerleştirin için yeterli larva (100-200 larva) sağlar. Sinek stok yaban tipi daha az sayıda yumurta bırakır veya yumurtadan larva oranda azalır, (en çok 30-35/flakon) ek dişi ve erkek ekleyin.
Bu deneyleri yapılırken istenmeyen değişkenlik birçok nedeni vardır. Gelişimsel sahne larvalar sıcaklık tercih etkiler. Bu nedenle, dikkatli bir şekilde tanımlanmış bir sahne larvaları kullanmak zorunludur. Bunu yapmak için üzerinde dar bir zaman dilimi (3 h gibi) larvaları toplamak. Kesinlikle bu yana yetiştirme koşulları (sıcaklık, nem, koyu döngüsü ve yiyecek türü) ve bazı mutasyonlar kalkınma hızını etkiler, kıyaslanabilir analiz etmek için döşeme yumurta larva yaşlı sonra zamanında güvenmeyin. Farklı genotip larvaları aynı gelişim aşamasında olup olmadığını belirlemek için ağız kanca ve vızıltısı7 boyutu gibi fiziksel özellikleri incelemek önemlidir. 1st, saatleri 2nd ve 3rd INSTAR larva (Tablo 1) geliştirmek için temel alan altında 12 s ışık: 12 25 ° C'de mısır yemek-esaslı yiyecek ve kuluçka kullanarak s karanlık döngüleri. Larvalar daha yavaş pekmez tabanlı gıda büyümek. Uygun hidrasyon ve gıda tazelik da larvalar büyüme etkiler. Su gıda miktarı ne çok kuru şişeyi soymak için ne de çok gevşek aşırı su nedeniyle gıda bıraksam iyi olur. İdeal olarak, ~ 5 mm katman gıda yüzeye en yakın büyüyen larva tarafından şartına ve şişe hareket ettirildiğinde veya vurdu zaman kolayca hareket eder. Bu durum taze yapılmış gıda 50-100 larvaları ile kullanılarak elde edilebilir.
İstikrarlı bir sıcaklık gradyanı tahlil işlemini başlatmadan önce kurmak için önemlidir. Bu nedenle, su banyosu 1-2 h su banyoları ısı üretmek ve ortam oda sıcaklığı, hangi sırayla geçişin etkileme potansiyeline sahip değişebilir tahlil başlatmak için önceden açmak. 1-2 h sonra en adet klimalı ortam sıcaklığı sakinleştiği. Ancak, bu her ortamda belirlenmelidir. Buna ek olarak, bir büyük sıcaklık aralığı degradeyle oluştururken (> 3.0 ° C/cm), istikrarlı bir degrade elde etmek zor olabilir. Aralığı büyük olduğunda Sıcaklık gradyanı tahlil plaka küçük bir hareket daha önemli değişiklikler oldu (Örneğin > 3.0 ° C/cm). Bulduğumuz bir 1-2 ° C/cm degrade en istikrarlı degradeleri üretir.
Thermotaxis deneyleri değişkenlik sınırlamak için denetlenmesi gereken birkaç ek konuları vardır. Larvalar yıkama, yiyecek parçacıklarının varlığı önemlidir veya sukroz larva üzerinde tahlil etkileyebilir. Çamaşır adımları iyice yapılması gerekiyor ama onlar içinde batık iken hızlı bir şekilde, çünkü onların oksijen kaynağı sınırlayan aşırı su sağlıklarını etkileyebilir. Bu nedenle, larvalar temizlemek için hücre süzgeç (seçenek 2) kullanmanızı öneririz. Gözenek boyutu 300 µm eserler larva erken-3rd , sahne (72 h AEL) biçim için iyi olan bir süzgeç veya daha büyük. Buna ek olarak, günün, öyle aynı derecede Zeitgeber--dan (ZT) ZT4 ZT8 için zaman aynı zamanda deney gerçekleştirmek önemlidir (ZT = 0 ise ışıklar açık olduğunda), değişkenlik sirkadiyen ritim sıcaklık seçimine etkileri nedeniyle sınırlamak için. Özel plaka üzerinde nem düzeyini de sonuçlar değişkenlik neden olabilir. Plakaların yüzey nemli olması gerekir iken, su damlacıkları larvalar tuzak ve bu nedenle kaçınılması gerekir.
Deneyleri değişkenlik sınırlama çok sayıda bağımsız deney yapmadan sağlam sonuçlar elde etmek mümkün hale getirecek. Genellikle 3-8 bağımsız deneyler güvenilir bir sonuç elde etmek yeterlidir. Sonuçların doğru çizelgeleme da thermotaxis deneyleri başarısı için önemlidir. 0.5 cm alüminyum duvarlarından bölgelerde sıcaklıklar bu bölgelerde doğrusal olmadığı dağıtılmış larva dikkate alınmaz. Bazı larvaların tahlil sonucuna zaman iki bölge arasındaki sınırda yerleştirilmiş olacaktır. Vücut uzunluğu % 50'den fazla bir bölgede bulunuyorsa, larva o bölge için sekme ekleyin. O zaman bir larva iken her iki bölge tam % 50 ise, hayvan her bölge 0.5 larva olarak sayılır.
Degrade tahlil sıcaklık farklılıkları bir dizi ayrımcılık larvalar izin verirken, etkili bir şekilde sınanabilir alt ve üst sıcaklıklar için sınırlamalar vardır. Sıcaklıklarda test etmek mümkün değildir < larvalar hareketliliğini beri 10 ° C daha düşük sıcaklıklarda büyük ölçüde azaltır. Gradyanlar 42 ° C ulaşan üst sıcaklık ile kurulan rağmen hemen hemen hiç kontrol larvaları tüm bölgelerde kalın > 28 ° C. Bu nedenle, sürekli degrade deneyleri sıcaklık Tercihler çeşitli bölgeler arasında ayırımcılık için kullanılamaz > 28 ° C. Ancak, bu yüksek sıcaklıklardaki degrade deneyleri çok sıcak sıcaklık tercihlerini değiştirdi Eğer mutantlar karakterize etmek için potansiyel olarak kullanılabilir.
Bir mutant lokomotor bir kusur varsa, belirgin sıcaklık tercih hareket bozukluğu nedeniyle yanlış değil emin olmak için ek deney gerekli olabilir. Bu olası sorunu gidermek için onların istenilen bölgelere taşımak hayvanlar ek süre vermek amacıyla uzun tahlil kez kurmak gerekli olabilir. Çift yönlü degrade tahlil de hayvanlar aynı tercih edilen bölge, onlar başlangıçta plaka üzerinde yerleştirileceği yeri olarak ne olursa olsun seçin olup olmadığını sınamak için istihdam edilebilir.
Sonuç olarak, burada açıklanan degrade deneyleri diğer thermotaxis deneyleri üstünlükleri vardır. Özellikle iki bölge arasındaki sıcaklık farkları büyük olduğunda onlar sağlam, sonuçlar olabilir gibi bir iki yönlü seçim deneyleri yararlı olsa da, onlar tercih ettiği tek denemede larvalar için ideal sıcaklık vermeden etkili değildir. Bunu yapmak için en çok tercih edilen sıcaklık5,6,7belirlemek için iki yönlü seçim kombinasyon gerçekleştirmek gerekir. Buna ek olarak, degrade tahlil hayvan olan bir tek sürekli sıcaklık manzara bir ortamda onların tercih edilen sıcaklık bölgesi seçmek için bir fırsat sağlar. Böylece, tercih edilen termal çevre belirlemek için iki yönlü seçimleri büyük bir arada hazırlamak gereksizdir. Yuvarlak bir petri kullanarak thermotaxis okuyan bir larva10hareket dinamiklerini sıcaklık etkilerini değerlendirmek için istihdam edilmiştir. Ancak, Tercihler her bölgenin farklı bir boyutta olduğundan farklı sıcaklıklarda arasında arasında ayrımcılık daha az yararlıdır. Son olarak, tahlil ve yararını tek bir tahlil ayrımcılık küçük sıcaklık tercihlerinde kolaylığı nedeniyle, bu potansiyel olarak olabilir larva sıcaklık tercih olarak katılan aday genler düzinelerce ekran istihdam edilebilir Aksi halde diğer deneyleri kullanarak gözden olmak

Thermotaxis hareket eden hayvanlar tarafından en uygun koşulları1,2,3bir ortam seçmek için istihdam edilmektedir. Eğer iklim aşırı sıcak veya soğuk, bu davranış yaşam için hayati önem taşımaktadır. Buna ek olarak, birçok hayvan çok küçük rahat aralığında sıcaklık farklılıkları duyarlıdır ve çevresi ile ideal bir sıcaklık ararlar. Bu onların vücut ısısı çevre ile equilibrate meyve sinekleri gibi poikilothermic organizmalar için belirli önem taşıyor. Larva thermotaxis izlemek için deneyleri ve moleküler sensörler Drosophila geçici potansiyel reseptör (TRP) kanalları4,5,6gibi rolleri açıklığa kavuşturulması enstrümantal oldunuz. rhodopsins7,8ve ionotropic reseptör reseptörleri (IRS)9, hangi sıcaklık hassasiyeti ile bu hayvanların farklı sıcaklık aralıklarında bağışlamak.
Bir iki yönlü seçim test termal larvaları6,7tercihlerinde çalışmaya bir yaklaşım sağlar. Tahlil iki farklı sıcaklık bölgeleri kurulması üzerine kuruludur ve hayvanlar üzerinde başka bir tarafı seçmek izin verir. Çift yönlü seçenek test sonuçlarından sağlam, özellikle sıcaklık iki seçenek arasında büyük farklar olabilir. Her tahlil sadece iki grup tabulating gerektirdiğinden, buna ek olarak, verileri bir basit tercih dizin olarak ifade edilebilir. Rahatlık ve kolaylık-in iki yönlü seçim deneyleri de genetik ekranlara mükellef bulunmaktadır. Ancak, büyük bir sınırlama birçok deney vahşi-türü veya mutant hayvanlar tercih edilen sıcaklığını kurmak için gerekli olmasıdır.
Degrade bir tahlil tercih edilen sıcaklık tek tahlil8' kurmak için bir fırsat sunuyor. Ayrıca, iki yönlü seçim test farklı olarak, bu hayvan, bir grup dağılımı değerlendirilmesi sıcaklıklar sürekli bir dizi ile karşı karşıya izin verir. Bir degrade tahlil bir petri ve tek hayvan kullanır ve bireysel hayvanlar10ayrıntılı davranışını karakterize için uygundur. Ancak, Petri yemekler yuvarlak olduğundan, sıcaklık bölgeleri boyutları değişir ve Merkezi'nden mesafeye göre aşamalı olarak daha küçüktür. Bu nedenle, bu kurulum nüfus hayvanların sıcaklığı seçimleri izlemek için ideal değildir.
Larva grupları sıcaklık tercihlerini değerlendirmek için uygundur sürekli bir termal degrade aparatı ve dikdörtgen bir arena istihdam burada açıklanmıştır. Aparatı oluşturmak ve montajı kolaydır. Buna ek olarak, gradyandaki doğrusal ve 42 ° C. 10 ° C arasında büyük sıcaklık aralıkları üzerinden thermotaxis değerlendirmek için kullanılabilir gibi esnektir Tahlil hızlı ve doğru sözlü gerçekleştirmek ve tekrarlanabilir veri verir. Larva tercih sıcaklığını raporlama yanı sıra, hayvan nüfusu tercihleri tek bir deneyde bir tüm doğrusal aralığında ortaya çıkarır. Bu avantajlar nedeniyle thermotaxis için gerekli genler tanımlamak için mükemmel bir seçimdir.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>Gradient assay apparatus</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PolyScience 9106, Refrigerated/Heated 6L Circulating Bath</td>
			<td>Thomas Scientific</td>
			<td>9106</td>
			<td>This model is discontinued. Updated replacement models include: 1186R00 and 1197U04 for 120 V, 60 Hz, or 1184L08 and 1197U04 for 240 V, 50 Hz.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Aluminum assay plate (for single directional gradient)</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Outer size: 14 x 10.1 x 0.9 cm, inner size: 12.9 x 8.7 x 0.8 cm, black anodized.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Aluminum plate (for bidirectional gradient)</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>25 x 22 x 0.2 cm, black anodized.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Aluminum block</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Outer size: 25.5 x 5 x 1.4 cm, parameters of inner channels are shown in Figure 1D.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Connector for aluminum blocks and tubing</td>
			<td>McMaster-Carr</td>
			<td>91355K82</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tygon Sanitary Silicone Tubing</td>
			<td>Tygon</td>
			<td>57296</td>
			<td>1/4&#34; ID x 3/8&#34; OD x 1/16&#34; wall</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Name</td>
			<td>Company</td>
			<td>Catalog Number</td>
			<td>Comments</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Items and reagents for assay</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pestle</td>
			<td>USA Scientific</td>
			<td>17361</td>
			<td>Pestle for 1.5 mL microcentrifuge tubes</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Thermometer</td>
			<td>Fluke</td>
			<td>51II</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Thermocouple</td>
			<td>Fluke</td>
			<td>K type</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Universal microplate lid</td>
			<td>Corning</td>
			<td>6980A77</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>35 mm dish</td>
			<td>Corning</td>
			<td>9380D40</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Labeling tape (for bidirectional gradient)</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>15-951</td>
			<td>Fisherbrand labeling tape 2 in x 14 yds</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Agarose</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>16500500</td>
			<td>Prepare 1% solution</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sucrose</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>S0389-5KG</td>
			<td>Prepare 18% solution right before starting assay</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Paint brush</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>11860</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>50 mL centrifuge tubes</td>
			<td>Denville</td>
			<td>C1062-P</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scoopula</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>14-357Q</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>500 mL round wide-mouth bottle</td>
			<td>Pyrex</td>
			<td>1395-500</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cell strainer (300 mm pore)</td>
			<td>PluriSelect</td>
			<td>43-50300</td>
			<td>Optional item for larvae washing</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cardboard box (vial tray)</td>
			<td>Genesee Scientific</td>
			<td>FS32-124</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Name</td>
			<td>Company</td>
			<td>Catalog Number</td>
			<td>Comments</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Drosophila food</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Distilled water</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>22,400 mL</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cornmeal, yellow (extra fine mesh,flocked) 20 kg</td>
			<td>LabScientific Inc.</td>
			<td>NC0535320</td>
			<td>1,609 g</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Brewers yeast 100 lbs</td>
			<td>MP Biomedicals</td>
			<td>ICN90331280</td>
			<td>379 g</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NutriSoy&#174; Soy Flour (10 kg/unit)</td>
			<td>Genesee Scientific</td>
			<td>62-115</td>
			<td>221 g</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Drosophila Agar, Type II (5 kg)</td>
			<td>Genesee Scientific</td>
			<td>66-103</td>
			<td>190 g</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Karo light corn syrup</td>
			<td>Karo</td>
			<td></td>
			<td>1,700 mL</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Methyl 4-hydroxybenzoate (suspend in 200 proof ethanol)</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>H5501-5KG</td>
			<td>72 g/240 mL</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Propionic acid puriss. p.a.,&#62;99.5% (GC)</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>81910-1 L</td>
			<td>108 mL</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Phosphoric acid&#160;ACS reagent, &#8805;85 wt. % in H2O</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>438081-500 mL</td>
			<td>8.5 mL</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a temperature gradient assay to determine thermal preferences of drosophila larvae

Meyve sineği Drosophila melanogaster, dahil olmak üzere birçok hayvan onların tercih edilen termal manzara aramaya sağlayan çevre sıcaklığı, ayrımcılık dakika farklılıklar yeteneğine sahiptirler. Larva sıcaklık tercihleri üzerinde tanımlanmış bir doğrusal Aralık tanımlamak için biz bir sıcaklık gradyanı kullanarak bir tahlil geliştirilmiştir. Bir tek yönlü eğim kurmak için iki Alüminyum blok her biri bireysel blok sıcaklığını denetler bağımsız su hamama bağlanır. İki blok geçişin alt ve üst sınırlarını ayarlayın. Sıcaklık gradyanı plaka aralarındaki uzaklığı kapsaması su kontrollü iki blok ötede bir özel kaplamalı alüminyum levha koyarak kurulur. Su blok üst kısmında ayarlanır alüminyum plaka uçları minimum ve maksimum sıcaklık tanımlar ve bölgeler arasında doğrusal bir sıcaklık gradyanı iki blok oluştururlar. Degrade tahlil farklı yaş larva için uygulanabilir ve mutasyonlar TRP kanalları ve sıcaklık ayrımcılık için gerekli olan opsins, kodlama genler etkileyen olanlar gibi fenotipleri sergi mutantlar tanımlamak için kullanılan.

Bir 18 ° C - 28 ° C tek yönlü kurmak için degrade, biz iki su banyo sıcaklıklarında 16.8 ° C ile 31 ° c için ayarla Biz 13 puan sıcaklıklarda tüm 6 bölgeler, bölgeler arasında kenarlık çizgisi üst ve alt bölümleri içinde 26 pozisyonlarda ve özel jel yüzeyi (Şekil 2C, 2E) aşırı ucundaki sıcaklık ölçülerek elde. Sıcaklık dağılımı degrade boyunca yaklaşık doğrusal (Y 0.9672 * X + 16.19, R2 = 0.9961 =) (Şekil 2E).
Çeşitli yaş denetim (w1118) larvaları sıcaklık tercihlerini denetlesinler. tepeler 24 ° C bölgesinde (Şekil 3A, B) gösterdi 1st (24 ± 1,5 saat AEL), 2nd (48 ± 1,5 saat AEL) ve erken-3rd larva (72 ± 1,5 saat). 3rd sırasında değişti sıcaklık Tercihleri Larva geliştirme biçim. 3 ortard biçim (96 ± 1,5 saat AEL) büyük yüzdesi (Şekil 3A, B) 18 ° C bölgesinde biriken ve bu önyargı ile yaşını arttı. (Önceden tırmanma; 120 ± 1,5 saat AEL) geç-3rd INSTAR larva arasında ~ %50 18 ° C bölgesinde kümelenmiş ve bu sıcaklık yelpazesi oldu ~ 4'e katlanmış bitişik 20 ° C bölgesi daha yüksek (18 ° C bölgesi, %50.2; 20 ° C bölgesi, %15,1; Şekil 3A B). Geç-3rd biçim w1118 18 ° C bölgesinde birikir meyil bir kenar etkisi nedeniyle hala 18 ° C bölgesinde birikmiş larva bir çift yönlü sıcaklık değişimi (Şekil 3E, F kullanarak değildi ).
Biz de rahat aralığı ayrımcılık sıcaklık farklılıkları için gerekli genler geç-3rd INSTAR larva (120 ± 1,5 saat AEL) mutasyonlar ile test. Bunlar trpA1, normal sıcaklık seçimi 18 ° C - 24 ° C aralığı5,7,8için gereken içerir. Larva trpA1 (trpA11) boş bir mutasyon ile eşit olarak tüm 18 ° C üzerinde dağıtmak — 28 ° C degrade (Şekil 3 c). Sadece A ve B izoformlarının (trpA1-ABG4) veya C ve D izoformlarının (trpA1-CDG4) Ayrıca eksik larva ciddi bozukluklar (Şekil 3 c) göster. Fosfolifaz Cβ (PLC21C ve NORPA) iki izoformlarının sinekler kodlamak ve mutasyonlar da değil plc21c (plc21cP319) norpA (norpAP24) etkileyen birikimi 18 ° C aralığında ( bozabilir Şekil 3D).
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57963/57963fig1.jpg"> Şekil 1. Tek yönlü Sıcaklık gradyanı tahlil gerçekleştirmek için aparat. (A) bir alüminyum plaka larva thermotaxis davranış raporlaması için kullanılan test. 13 siyah çizgiler üst ve alt 12 bölgeleri (10 mm her) ayırma. Böylece larvalar görselleştirmek daha kolay alt plaka siyah boya ile Eloksal. (B) Boyutlar (mm olarak gösterilen) alüminyum plaka. Dış alüminyum plaka 140 x 100 x 9 mm uzunluğundadır. İç alüminyum plaka 130 x 90 x 8 mm uzunluğundadır. Demarcations tarafından 10 mm ayrılır. İlk ve son sınır plaka iç alanının kenarları üzerinden 5 mm'dir. (C) Top ve görünümleri bir alüminyum blokların geçişin sıcaklık kontrol etmek için kullanılır. Blok bir su banyosu bağlanmak silikon tüpler bağlamak için kullanılan iki bağlayıcı içermiyor. (D) boyutlarında bir alüminyum blok. Dış alüminyum blok 255 x 50 x 14 mm uzunluğundadır. İç su yolu çapı 7 mm olduğunu. Sol iki 30 mm konektörünü su banyosu uzanır silikon tüp bağlantı kurun. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/57963/57963fig1large.jpg" target="_blank">Bu rakam daha büyük bir versiyonunu görüntülemek için buraya tıklayınız.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57963/57963fig2.jpg"> Şekil 2. Tek ve çift yönlü degrade tahlil ayarları. (A) tek yönlü degrade kurulum iki Alüminyum blok üzerinde iki alüminyum tahlil plakalı. Alüminyum blok sıcaklıklarında iki su banyo su dolaşan tarafından kontrol edilir. (B) çift yönlü degrade için düzenleme üç Alüminyum blok, su banyoları ve alüminyum levha (250 x 220 mm). Sol ve sağ blok aynı su banyosu bağlı olan ve Orta blok diğer su banyosu bağlı. Alüminyum tahlil plaka % 1'özel içerecek bir 10 mm duvar oluşturmak için bant ile sarılır. (C) pozisyonlar (nokta ile gösterilen) sıcaklık kontrol etmek ve larva plaka üzerinde serbest bırakmak için. Bir deneme işlemini başlatmadan önce istenen lineer sıcaklık gradyanı kurulur onaylamak için her bölgedeki iki noktalarda sıcaklığını kontrol edin. Larva orta hat yakınındaki belirtilen alanı içinde serbest bırakılır. Larvalar her 2 cm bölgeleri içinde sayılır. (D) pozisyonlar (nokta ile gösterilen) sıcaklık ve serbest bölgeler üzerinde bir çift yönlü degrade larva için kontrol etmek. Larva eşit sayıda her yarı çift yönlü geçişin orta çizgi serbest bırakılır. Larva sayıları her 10 (2 cm) bölgeleri sayılır. Sıcaklıklar (18 ° C - 26 ° C) özel yüzeyi bir tipik kümesi gösterilir. (E) kenarlık çizgisi ve midlines bir örnek tek yönlü eğim her bölgesi boyunca sıcaklıklar ölçüldü. Verileri temsil eden ortalama sıcaklıklar ± SD n = 8 deneyleri (150 ± 50 larva/tahlil). Bu rakam bölümlerini Sokabe vd çoğaltılabilir 8 hafif değişiklikler ile. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/57963/57963fig2large.jpg" target="_blank">Bu rakam daha büyük bir versiyonunu görüntülemek için buraya tıklayınız.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57963/57963fig3.jpg"> Şekil 3. Tek yönlü ve çift yönlü degrade deneyleri kullanarak temsilcisi sonuçları. (A, B) Tek yönlü eğim üzerinde 6 bölgelerinde larva oranlarda demek. Verileri 3rd INSTAR larva (AEL) döşeme yumurta sonra belirtilen saat içerir. n = 6-7. Bir temsil ±SEM. (C) termal dağılımları önceden tırmanma geç-3rd bulunan hata çubuklarını kontrol (w1118) ve trpA1 mutantlar üzerinde tek yönlü eğim larva biçim. n = 3-4. Hata çubukları ±SEM. (D) termal dağılımları kontrolü (w1118) ve PLCβ mutantlar üzerinde tek yönlü eğim geç-3rd INSTAR larvaları temsil eder. n = 4-6. Hata çubukları ±SEM. (E) temsilcisi dağılımı üzerinde çift yönlü degrade önceden tırmanma, geç-3rd INSTAR larva (w1118) temsil eder. Sol ve sağ tahlil bölgeler noktalı çizgilerle gösterilir ve no-saymak bölge merkezi (gölgeli bölge) tarafından ayrılmış. Geç-3rd önceden tırmanışı (F) yüzde her bölge termal degrade boyunca larva (w1118) biçim. Larva sol yerleştirildi ve bölgeleri sağ bırakın. Tahlil bölgeleri 3 cm no-saymak bölge merkezinde ayrılır ve dağılımları bağımsız olarak hesaplanır. Hata çubukları SEM'ler temsil eder. n = 3 deneyleri (200-400 larva/tahlil). Bu rakam bölümlerini Sokabe vd çoğaltılabilir 8 hafif değişiklikler ile. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/57963/57963fig3large.jpg" target="_blank">Bu rakam daha büyük bir versiyonunu görüntülemek için buraya tıklayınız.</a>
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody>
<tr>
<td>Saat AEL</td>
			<td colspan="2">Larva sahne</td>
		</tr>
<tr>
<td>24</td>
			<td colspan="2">1st biçim</td>
		</tr>
<tr>
<td>48</td>
			<td colspan="2">2nd biçim</td>
		</tr>
<tr>
<td>72</td>
			<td colspan="2">Erken-3rd biçim</td>
		</tr>
<tr>
<td>96</td>
			<td colspan="2">3 ortard biçim</td>
		</tr>
<tr>
<td>120</td>
			<td colspan="2">Geç-3rd biçim, hemen önce sahne tırmanma</td>
		</tr>
</tbody></table>Tablo 1. Saat sonra (AEL) döşeme yumurta ve larva evreleri arasındaki ilişki.
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody>
<tr>
<td>Sıcaklık gradyanı özel plaka (yamaç) üzerinde</td>
			<td>Sıcaklıklarda su Hamam</td>
			<td>Sıcaklıklar alüminyum blokların</td>
		</tr>
<tr>
<td>10,0-25,0 ° C (1,5 ° C/cm)</td>
			<td>~6.5-7°C/~28.5°C</td>
			<td>~8.5°C/~26.8°C</td>
		</tr>
<tr>
<td>18,0-28.0° C (1° C/cm)</td>
			<td>~16.8°C/~31.0°C</td>
			<td>~17.8°C/~29.7°C</td>
		</tr>
<tr>
<td>14.0-34.0° C (2° C/cm)</td>
			<td>~10.0°C/~40.0°C</td>
			<td>~11.8°C/~36.8°C</td>
		</tr>
<tr>
<td>12,5-42.0° C (2,95 ° C/cm)</td>
			<td>~7.0°C/~55.0°C</td>
			<td>~9.4°C/~49.4°C</td>
		</tr>
</tbody></table>Tablo 2. Tipik sıcaklık degradeler ve su banyoları ve Alüminyum blok tek yönlü degradeler için karşılık gelen sıcaklık.
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody>
<tr>
<td>Sıcaklık gradyanı özel plaka üzerinde</td>
			<td>Sıcaklıklarda su Hamam</td>
			<td>Sıcaklıklar alüminyum blokların</td>
		</tr>
<tr>
<td>22-10-22 ° C (1,5 ° C/cm)</td>
			<td>~5.0°C /~25.0°C</td>
			<td>~7.5°C/~24.0°C</td>
		</tr>
<tr>
<td>26-18-26 ° C (1° C/cm)</td>
			<td>~15.8°C /~30.6°C</td>
			<td>~16.9°C/~28.4°C</td>
		</tr>
<tr>
<td>30-14-30 ° C (2° C/cm)</td>
			<td>~8.5°C /~36.4°C</td>
			<td>~10.9°C/~32.8°C</td>
		</tr>
<tr>
<td>36-12,5-36 ° C (2,95 ° C/cm)</td>
			<td>~5.0°C /~47.2°C</td>
			<td>~7.9°C/~40.9°C</td>
		</tr>
</tbody></table>Tablo 3. Tipik sıcaklık degradeler ve su banyoları ve Alüminyum blok çift yönlü degradeler için karşılık gelen sıcaklık.
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody>
<tr>
<td>Larva yaş (AEL)</td>
			<td>Tahlil zaman (tek yönlü)</td>
			<td>Tahlil zaman (çift yönlü)</td>
		</tr>
<tr>
<td>24 h</td>
			<td>30 dk</td>
			<td>35 dk.</td>
		</tr>
<tr>
<td>48 h</td>
			<td>22 dk</td>
			<td>27 min</td>
		</tr>
<tr>
<td>72 h</td>
			<td>16 dk</td>
			<td>21 dk</td>
		</tr>
<tr>
<td>96 h</td>
			<td>13 dk</td>
			<td>18 dk</td>
		</tr>
<tr>
<td>120 h</td>
			<td>10 dk</td>
			<td>15 dk</td>
		</tr>
</tbody></table>Tablo 4. Farklı larva yaş (AEL) ve karşılık gelen tahlil saatleri.

Watch this Scientific Journal Video about A Temperature Gradient Assay to Determine Thermal Preferences of Drosophila Larvae at JoVE.com

A Temperature Gradient Assay to Determine Thermal Preferences of Drosophila Larvae

Burada, Drosophila larva sürekli termal degrade kullanarak tercih edilen ortam sıcaklığında belirlemek için bir iletişim kuralı mevcut.

Drosophila larva termal tercihlerini belirlemek için bir sıcaklık gradyanı tahlil

Many animals, including the fruit fly, Drosophila melanogaster, are capable of discriminating minute differences in&#160;environmental temperature, which ...

a-temperature-gradient-assay-to-determine-thermal-preferences

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Neuroscience

A Temperature Gradient Assay to Determine Thermal Preferences of Drosophila Larvae

7.5K Görüntüleme.  University of California, Santa Barbara. Burada, Drosophila larva sürekli termal degrade kullanarak tercih edilen ortam sıcaklığında belirlemek için bir iletişim kuralı mevcut.

Video: A Temperature Gradient Assay to Determine Thermal Preferences of Drosophila Larvae

Paired Nanoinjection and Electrophysiology Assay to Screen for Bioactivity of Compounds using the Drosophila melanogaster Giant Fiber System

Screening compounds for in vivo activity can be used as a first step to identify candidates that may be developed into pharmacological agents1,2. We developed a novel nanoinjection/electrophysiology assay that allows the detection of bioactive modulatory effects of compounds on the function of a neuronal circuit that mediates the escape response in Drosophila melanogaster3,4. Our in vivo assay, which uses the Drosophila Giant Fiber System (GFS, Figure 1) allows screening of different types of compounds, such as small molecules or peptides, and requires only minimal quantities to elicit an effect. In addition, the Drosophila GFS offers a large variety of potential molecular targets on neurons or muscles. The Giant Fibers (GFs) synapse electrically (Gap Junctions) as well as chemically (cholinergic) onto a Peripheral Synapsing Interneuron (PSI) and the Tergo Trochanteral Muscle neuron (TTMn)5. The PSI to DLMn (Dorsal Longitudinal Muscle neuron) connection is dependent on D&alpha;7 nicotinic acetylcholine receptors (nAChRs)6. Finally, the neuromuscular junctions (NMJ) of the TTMn and the DLMn with the jump (TTM) and flight muscles (DLM) are glutamatergic7-12. Here, we demonstrate how to inject nanoliter quantities of a compound, while obtaining electrophysiological intracellular recordings from the Giant Fiber System13 and how to monitor the effects of the compound on the function of this circuit. We show specificity of the assay with methyllycaconitine citrate (MLA), a nAChR antagonist, which disrupts the PSI to DLMn connection but not the GF to TTMn connection or the function of the NMJ at the jump or flight muscles.
Before beginning this video it is critical that you carefully watch and become familiar with the JoVE video titled "Electrophysiological Recordings from the Giant Fiber Pathway of D. melanogaster " from Augustin et al7, as the video presented here is intended as an expansion to this existing technique. Here we use the electrophysiological recordings method and focus in detail only on the addition of the paired nanoinjections and monitoring technique.

Paired Nanoinjection and Electrophysiology Assay to Screen for Bioactivity of Compounds using the Drosophila melanogaster Giant Fiber System

A rapid in vivo assay to test for neuromodulatory compounds using the Giant Fiber System (GFS) of Drosophila melanogaster is described. Nanoinjections in the head of the animal along with electrophysiological recordings of the GFS can reveal bioactivity of compounds on neurons or muscles.

Kullanarak Bileşiklerin Biyoaktivite için eşli Nanoinjection ve Ekran için Elektrofizyoloji Testi Drosophila melanogaster Dev Elyaf Sistemi

Screening compounds for in vivo activity can be used as a first step to identify candidates that may be developed into pharmacological agents1,2. We ...

Nörobilim

Methods to Assay Drosophila Behavior

Drosophila melanogaster, the fruit fly, has been used to study molecular mechanisms of a wide range of human diseases such as cancer, cardiovascular disease and various neurological diseases1. We have optimized simple and robust behavioral assays for determining larval locomotion, adult climbing ability (RING assay), and courtship behaviors of Drosophila. These behavioral assays are widely applicable for studying the role of genetic and environmental factors on fly behavior. Larval crawling ability can be reliably used for determining early stage changes in the crawling abilities of Drosophila larvae and also for examining effect of drugs or human disease genes (in transgenic flies) on their locomotion. The larval crawling assay becomes more applicable if expression or abolition of a gene causes lethality in pupal or adult stages, as these flies do not survive to adulthood where they otherwise could be assessed. This basic assay can also be used in conjunction with bright light or stress to examine additional behavioral responses in Drosophila larvae. Courtship behavior has been widely used to investigate genetic basis of sexual behavior, and can also be used to examine activity and coordination, as well as learning and memory. Drosophila courtship behavior involves the exchange of various sensory stimuli including visual, auditory, and chemosensory signals between males and females that lead to a complex series of well characterized motor behaviors culminating in successful copulation. Traditional adult climbing assays (negative geotaxis) are tedious, labor intensive, and time consuming, with significant variation between different trials2-4. The rapid iterative negative geotaxis (RING) assay5 has many advantages over more widely employed protocols, providing a reproducible, sensitive, and high throughput approach to quantify adult locomotor and negative geotaxis behaviors. In the RING assay, several genotypes or drug treatments can be tested simultaneously using large number of animals, with the high-throughput approach making it more amenable for screening experiments.

Methods to Assay Drosophila Behavior

Drosophila melanogaster is a genetically and behaviorally tractable model system that has been used to understand the molecular and cellular basis of many important biological processes for over a century 1. Drosophila has been well exploited to gain insights into the genetic basis of fly behavior.

Test için Yöntemler Drosophila Davranış

Drosophila melanogaster, the fruit fly, has been used to study molecular mechanisms of a wide range of human diseases such as cancer, cardiovascular ...

Local and Global Methods of Assessing Thermal Nociception in Drosophila Larvae

In this article, we demonstrate assays to study thermal nociception in Drosophila larvae. One assay involves spatially-restricted (local) stimulation of thermal nociceptors1,2 while the second involves a wholesale (global) activation of most or all such neurons3. Together, these techniques allow visualization and quantification of the behavioral functions of Drosophila nociceptive sensory neurons.
The Drosophila larva is an established model system to study thermal nociception, a sensory response to potentially harmful temperatures that is evolutionarily conserved across species1,2. The advantages of Drosophila for such studies are the relative simplicity of its nervous system and the sophistication of the genetic techniques that can be used to dissect the molecular basis of the underlying biology4-6 In Drosophila, as in all metazoans, the response to noxious thermal stimuli generally involves a "nocifensive" aversive withdrawal to the presented stimulus7. Such stimuli are detected through free nerve endings or nociceptors and the amplitude of the organismal response depends on the number of nociceptors receiving the noxious stimulus8. In Drosophila, it is the class IV dendritic arborization sensory neurons that detect noxious thermal and mechanical stimuli9 in addition to their recently discovered role as photoreceptors10. These neurons, which have been very well studied at the developmental level, arborize over the barrier epidermal sheet and make contacts with nearly all epidermal cells11,12. The single axon of each class IV neuron projects into the ventral nerve cord of the central nervous system11 where they may connect to second-order neurons that project to the brain.
Under baseline conditions, nociceptive sensory neurons will not fire until a relatively high threshold is reached. The assays described here allow the investigator to quantify baseline behavioral responses or, presumably, the sensitization that ensues following tissue damage. Each assay provokes distinct but related locomotory behavioral responses to noxious thermal stimuli and permits the researcher to visualize and quantify various aspects of thermal nociception in Drosophila larvae. The assays can be applied to larvae of desired genotypes or to larvae raised under different environmental conditions that might impact nociception. Since thermal nociception is conserved across species, the findings gleaned from genetic dissection in Drosophila will likely inform our understanding of thermal nociception in other species, including vertebrates.

Local and Global Methods of Assessing Thermal Nociception in Drosophila Larvae

In this article, we demonstrate assays to study thermal nociception in Drosophila larvae. One assay involves spatially-restricted (local) stimulation of thermal nociceptors1,2 while the second involves a wholesale (global) activation of most or all such neurons3. Together, these techniques allow visualization and quantification of the behavioral functions of Drosophila nociceptive sensory neurons.

Termal nosisepsiyon değerlendirilmesi Yerel ve Küresel Yöntemleri<em&gt; Drosophila</em&gt; Larva

In this article, we demonstrate assays to study thermal nociception in Drosophila larvae. One assay involves spatially-restricted (local) stimulation of ...

Visualization of Proprioceptors in Drosophila Larvae and Pupae

Proprioception is the ability to sense the motion, or position, of body parts by responding to stimuli arising within the body. In fruitflies and other insects proprioception is provided by specialized sensory organs termed chordotonal organs (ChOs) 2. Like many other organs in Drosophila, ChOs develop twice during the life cycle of the fly. First, the larval ChOs develop during embryogenesis. Then, the adult ChOs start to develop in the larval imaginal discs and continue to differentiate during metamorphosis.
The development of larval ChOs during embryogenesis has been studied extensively 10,11,13,15,16. The centerpiece of each ChO is a sensory unit composed of a neuron and a scolopale cell. The sensory unit is stretched between two types of accessory cells that attach to the cuticle via specialized epidermal attachment cells 1,9,14. When a fly larva moves, the relative displacement of the epidermal attachment cells leads to stretching of the sensory unit and consequent opening of specific transient receptor potential vanilloid (TRPV) channels at the outer segment of the dendrite 8,12. The elicited signal is then transferred to the locomotor central pattern generator circuit in the central nervous system.
Multiple ChOs have been described in the adult fly 7. These are located near the joints of the adult fly appendages (legs, wings and halters) and in the thorax and abdomen. In addition, several hundreds of ChOs collectively form the Johnston's organ in the adult antenna that transduce acoustic to mechanical energy 3,5,17,4.
In contrast to the extensive knowledge about the development of ChOs in embryonic stages, very little is known about the morphology of these organs during larval stages. Moreover, with the exception of femoral ChOs 18 and Johnston's organ, our knowledge about the development and structure of ChOs in the adult fly is very fragmentary.
Here we describe a method for staining and visualizing ChOs in third instar larvae and pupae. This method can be applied together with genetic tools to better characterize the morphology and understand the development of the various ChOs in the fly.

Visualization of Proprioceptors in Drosophila Larvae and Pupae

A method to immunostain and visualize chordotonal organs in larvae and pupae of Drosophila melanogaster is described.

Içinde proprioseptörlere Görselleştirmesi<em&gt; Drosophila</em&gt; Larva ve Pupa

Proprioception is the ability to sense the motion, or position, of body parts by responding to stimuli arising within the body. In fruitflies and other ...

Appetitive Associative Olfactory Learning in Drosophila Larvae

In the following we describe the methodological details of appetitive associative olfactory learning in Drosophila larvae. The setup, in combination with genetic interference, provides a handle to analyze the neuronal and molecular fundamentals of specifically associative learning in a simple larval brain.
Organisms can use past experience to adjust present behavior. Such acquisition of behavioral potential can be defined as learning, and the physical bases of these potentials as memory traces1-4. Neuroscientists try to understand how these processes are organized in terms of molecular and neuronal changes in the brain by using a variety of methods in model organisms ranging from insects to vertebrates5,6. For such endeavors it is helpful to use model systems that are simple and experimentally accessible. The Drosophila larva has turned out to satisfy these demands based on the availability of robust behavioral assays, the existence of a variety of transgenic techniques and the elementary organization of the nervous system comprising only about 10,000 neurons (albeit with some concessions: cognitive limitations, few behavioral options, and richness of experience questionable)7-10.
Drosophila larvae can form associations between odors and appetitive gustatory reinforcement like sugar11-14. In a standard assay, established in the lab of B. Gerber, animals receive a two-odor reciprocal training: A first group of larvae is exposed to an odor A together with a gustatory reinforcer (sugar reward) and is subsequently exposed to an odor B without reinforcement 9. Meanwhile a second group of larvae receives reciprocal training while experiencing odor A without reinforcement and subsequently being exposed to odor B with reinforcement (sugar reward). In the following both groups are tested for their preference between the two odors. Relatively higher preferences for the rewarded odor reflect associative learning - presented as a performance index (PI). The conclusion regarding the associative nature of the performance index is compelling, because apart from the contingency between odors and tastants, other parameters, such as odor and reward exposure, passage of time and handling do not differ between the two groups9.

Appetitive Associative Olfactory Learning in Drosophila Larvae

Drosophila larvae are able to associate odor stimuli with gustatory reward. Here we describe a simple behavioral paradigm that allows the analysis of appetitive associative olfactory learning.

In iştahlı İlişkilendirilebilir Olfaktör Öğrenme<em&gt; Drosophila</em&gt; Larva

In the following we describe the methodological  details of appetitive associative olfactory learning in Drosophila larvae. The setup, in combination with ...

Light Preference Assay to Study Innate and Circadian Regulated Photobehavior in Drosophila Larvae

Light acts as environmental signal to control animal behavior at various levels. The Drosophila larval nervous system is used as a unique model to answer basic questions on how light information is processed and shared between rapid and circadian behaviors. Drosophila larvae display a stereotypical avoidance behavior when exposed to light. To investigate light dependent behaviors comparably simple light-dark preference tests can be applied. In vertebrates and arthropods the neural pathways involved in sensing and processing visual inputs partially overlap with those processing photic circadian information. The fascinating question of how the light sensing system and the circadian system interact to keep behavioral outputs coordinated remains largely unexplored. Drosophila is an impacting biological model to approach these questions, due to a small number of neurons in the brain and the availability of genetic tools for neuronal manipulation. The presented light-dark preference assay allows the investigation of a range of visual behaviors including circadian control of phototaxis.

Light Preference Assay to Study Innate and Circadian Regulated Photobehavior in Drosophila Larvae

Here we describe a light-dark preference test for Drosophila larva. This assay provides information about innate and circadian regulation of light sensing and processing photobehavior.

Içinde Doğuştan gelen ve sirkadiyen Ayarlı Photobehavior Eğitim ışık tercih Testi<em&gt; Drosophila</em&gt; Larva

Light acts as environmental signal to control animal behavior at various levels. The Drosophila larval nervous system is used as a unique model to answer ...

A Single-fly Assay for Foraging Behavior in Drosophila

For many animals, hunger promotes changes in the olfactory system in a manner that facilitates the search for appropriate food sources. In this video article, we describe an automated assay to measure the effect of hunger or satiety on olfactory dependent food search behavior in the adult fruit fly Drosophila melanogaster. In a light-tight box illuminated by red light that is invisible to fruit flies, a camera linked to custom data acquisition software monitors the position of six flies simultaneously. Each fly is confined to walk in individual arenas containing a food odor at the center. The testing arenas rest on a porous floor that functions to prevent odor accumulation. Latency to locate the odor source, a metric that reflects olfactory sensitivity under different physiological states, is determined by software analysis. Here, we discuss the critical mechanics of running this behavioral paradigm and cover specific issues regarding fly loading, odor contamination, assay temperature, data quality, and statistical analysis.

A Single-fly Assay for Foraging Behavior in Drosophila

In this video article, we describe an automated assay to measure the effect of hunger or satiety on olfactory dependent food search behavior in the adult fruit fly Drosophila melanogaster.

Toplayıcılık Davranış için Tek-sinek Deneyi<em&gt; Drosophila</em

For many animals, hunger promotes changes in the olfactory system in a manner that facilitates the search for appropriate food sources. In this video ...

Use of a Caspase Multiplexing Assay to Determine Apoptosis in a Hypothalamic Cell Model

The ability to multiplex assays in studies of complex cellular mechanisms eliminates the need for repetitive experiments, provides internal controls, and decreases waste in costs and reagents. Here we describe optimization of a multiplex assay to assess apoptosis following a palmitic acid (PA) challenge in an in vitro hypothalamic model, using both fluorescent and luminescent based assays to measure viable cell counts and caspase-3/7 activity in a 96-well microtiter plate format. Following PA challenge, viable cells were determined by a resazurin-based fluorescent assay. Caspase-3/7 activity was then determined using a luminogenic substrate, DEVD, and normalized to cell number. This multiplexing assay is a useful technique for determining change in caspase activity following an apoptotic stimulus, such as saturated fatty acid challenge. The saturated fatty acid PA can increase hypothalamic oxidative stress and apoptosis, indicating the potential importance of assays such as that described here in studying the relationship between saturated fatty acids and neuronal function.

Multiplex assays can provide beneficial information for basic cellular mechanisms&#160;and eliminate waste of reagents and unnecessary repetitive experiments. We describe here a multiplex caspase-3/7 activity assay, using fluorescent- and luminescent-based methods, to determine cell viability in an in vitro hypothalamic model following oxidative challenge with palmitic acid.

Bir Hipotalamik Hücre Modeli Apoptosisi Belirleyen Bir Kaspaz Çoğullama Testi Kullanımı

The ability to multiplex assays in studies of complex cellular mechanisms eliminates the need for repetitive experiments, provides internal controls, and ...

High Throughput Assay to Examine Egg-Laying Preferences of Individual Drosophila melanogaster

Recently, egg-laying preference of Drosophila has emerged as a genetically tractable model to study the neural basis of simple decision-making processes. When selecting sites to deposit their eggs, female flies are capable of ranking the relative attractiveness of their options and choosing the &#34;greater of two goods.&#34; However, most egg-laying preference assays are not practical if one wants to take a systematic genetic screening approach to search for the circuit basis underlying this simple decision-making process, as they are population-based and laborious to set up. To increase the throughput of studying of egg-laying preferences of single females, we developed custom chambers that each can simultaneously assay egg-laying preferences of up to thirty individual flies as well as a protocol that ensures each female has a high egg-laying rate (so that their preference is readily discernable and more convincing). Our approach is simple to execute and produces very consistent results. Additionally, these chambers can be equipped with different attachments to allow video recording the egg-laying animals and to deliver light for optogenetics studies. This article provides the blueprints for fabricating these chambers and the procedure for preparing the flies to be assayed in these chambers.

High Throughput Assay to Examine Egg-Laying Preferences of Individual Drosophila melanogaster

This protocol describes a high throughput assay for testing egg-laying preferences of Drosophila melanogaster at single-animal resolution. This assay provides a simple, efficient, and scalable platform to identify genes and circuit components that control a simple decision-making process.

Yüksek Verimli Testi Bireyin Yumurta Yumurtlayan Tercihler incelemek için<em&gt; Drosophila melanogaster</em

Recently, egg-laying preference of Drosophila has emerged as a genetically tractable model to study the neural basis of simple decision-making processes. ...

Foraging Path-length Protocol for Drosophila melanogaster Larvae

The Drosophila melanogaster larval path-length phenotype is an established measure used to study the genetic and environmental contributions to behavioral variation. The larval path-length assay was developed to measure individual differences in foraging behavior that were later linked to the foraging gene. Larval path-length is an easily scored trait that facilitates the collection of large sample sizes, at minimal cost, for genetic screens. Here we provide a detailed description of the current protocol for the larval path-length assay first used by Sokolowski. The protocol details how to reproducibly handle test animals, perform the behavioral assay and analyze the data. An example of how the assay can be used to measure behavioral plasticity in response to environmental change, by manipulating feeding environment prior to performing the assay, is also provided. Finally, appropriate test design as well as environmental factors that can modify larval path-length such as food quality, developmental age and day effects are discussed.

Foraging Path-length Protocol for Drosophila melanogaster Larvae

We provide a detailed protocol for a Drosophila melanogaster foraging path-length assay. We discuss the preparation and handling of test animals, how to perform the assay and analyze the data.

için yiyecek arama yolu uzunluğu Protokolü<em&gt; Drosophila melanogaster</em&gt; Larva

The Drosophila melanogaster larval path-length phenotype is an established measure used to study the genetic and environmental contributions to behavioral ...