C.M. هي مدعومة بتمويل من نيي (EY008117، EY010852)، نيدكد (DC007864، DC016278) ونييد (1DP1AI124453).

<ol>
	<li>Fowler, M. A., Montell, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Drosophila+TRP+channels+and+animal+behavior.">Drosophila TRP channels and animal behavior.</a> Life Sci. 92, 394-403 (2013).</li><li>Palkar, R., Lippoldt, E. K., McKemy, D. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+molecular+and+cellular+basis+of+thermosensation+in+mammals.">The molecular and cellular basis of thermosensation in mammals.</a> Curr Opin Neurobiol. 34, 14-19 (2015).</li><li>Vriens, J., Nilius, B., Voets, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Peripheral+thermosensation+in+mammals.">Peripheral thermosensation in mammals.</a> Nat Rev Neurosci. 15 (9), 573-589 (2014).</li><li>Rosenzweig, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+Drosophila+ortholog+of+vertebrate+TRPA1+regulates+thermotaxis.">The Drosophila ortholog of vertebrate TRPA1 regulates thermotaxis.</a> Genes Dev. 19, 419-424 (2005).</li><li>Kwon, Y., Shim, H. S., Wang, X., Montell, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Control+of+thermotactic+behavior+via+coupling+of+a+TRP+channel+to+a+phospholipase+C+signaling+cascade.">Control of thermotactic behavior via coupling of a TRP channel to a phospholipase C signaling cascade.</a> Nat Neurosci. 11, 871-873 (2008).</li><li>Kwon, Y., Shen, W. L., Shim, H. S., Montell, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fine+thermotactic+discrimination+between+the+optimal+and+slightly+cooler+temperatures+via+a+TRPV+channel+in+chordotonal+neurons.">Fine thermotactic discrimination between the optimal and slightly cooler temperatures via a TRPV channel in chordotonal neurons.</a> J Neurosci. 30 (31), 10465-10471 (2010).</li><li>Shen, W. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Function+of+rhodopsin+in+temperature+discrimination+in+Drosophila.">Function of rhodopsin in temperature discrimination in Drosophila.</a> Science. 331 (6022), 1333-1336 (2011).</li><li>Sokabe, T., Chen, H. S., Luo, J., Montell, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+switch+in+thermal+preference+in+Drosophila+larvae+depends+on+multiple+rhodopsins.">A switch in thermal preference in Drosophila larvae depends on multiple rhodopsins.</a> Cell Rep. 17, 336-344 (2016).</li><li>Ni, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+Ionotropic+Receptors+IR21a+and+IR25a+mediate+cool+sensing+in+Drosophila.">The Ionotropic Receptors IR21a and IR25a mediate cool sensing in Drosophila.</a> Elife. 5, 13254 (2016).</li><li>Luo, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Navigational+decision+making+in+Drosophila+thermotaxis.">Navigational decision making in Drosophila thermotaxis.</a> J Neurosci. 30 (12), 4261-4272 (2010).</li><li>Ashburner, M., Golic, K. G., Hawley, R. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Drosophila: a laboratory handbook. , (2005).</li></ol>

الكتاب ليس لها علاقة بالكشف عن.

لضمان النجاح لهذا البروتوكول، من المهم اتخاذ خطوات للحصول على العدد الكافي من اليرقات لإجراء التجارب. وتشمل هذه التغذية قبل الذباب في قارورة تحتوي على لصق الخميرة لمد 2-3 لتحسين وضع البيض. قارورة تحتاج إلى وضعها في علبة تحتوي على قارورة الماء ومحاطة بكيس من بلاستيك واضحة، مما يحافظ على الرطوبة من المواد الغذائية ويعزز تغذية فعالة من اليرقات في حين تسمح بالتعرض للضوء الظلام الدورات العادية. ومع ذلك، لا ينبغي لينة حتى أنه أصبح محاصراً الذباب لصق الخميرة. ويعتمد عدد الإناث كل قنينة على النمط الوراثي. في حالة ث1118، أنها عادة ما تكون كافية للسماح ~ 12 الإناث والذكور ~ 6 لوضع البيض ح 3. عادة ما توفر قنينات اثنين يكفي اليرقات (100-200 اليرقات) مكان على لوحة للمقايسة أحادية الاتجاه. إذا كان المخزون يطير يضع البيض أقل من البرية من نوع أو هو خفض نسبة اليرقات التي تفقس، أضف الذكور والإناث إضافية (يصل إلى 30-35/فيال).
هناك العديد من الأسباب لتقلب غير مقصودة عند إجراء هذه الاختبارات. مرحلة النمو يؤثر على تفضيل درجة الحرارة من اليرقات. ولذلك، من الضروري استخدام يرقات مرحلة محددة بعناية. للقيام بذلك، جمع اليرقات على مدى فترة زمنية ضيقة (مثل ح 3). منذ تربية الشروط (الحرارة والرطوبة، ودورة الضوء الظلام ونوع من الطعام) وبعض الطفرات تؤثر على معدل التنمية، لا تعتمد تماما على الوقت بعد بيضة زرع لتحليل نسبيا تتراوح أعمارهم بين اليرقات. كما أن من المهم دراسة السمات الجسدية، مثل حجم الفم خطاطيف و spiracles7 تحديد ما إذا كانت اليرقات من الأنماط الجينية المختلفة في نفس المرحلة الإنمائية. أوقات 1st, 2nd ويرقات الطورrd 3 لتطوير (الجدول 1) تستند إلى استخدام الغذاء القائم على وجبة الذرة والحضانة عند 25 درجة مئوية تحت الضوء ح 12:12 ح دورات الظلام. يرقات تنمو أبطأ في الغذاء على أساس دبس السكر. نضارة ترطيب والغذاء السليم يؤثر أيضا على نمو اليرقات. كمية المياه في الغذاء يجب أن تترك الطعام الجاف للغاية قشر العودة من القنينة ولا فضفاضة جداً بسبب المفرط للمياه. ومن الناحية المثالية، الطبقة ~ 5 ملم أقرب سطح الغذاء مرهون بيرقات المتزايد وينتقل بسهولة عندما يتم إمالتها القنينة أو استغلالها. يمكن تحقيق هذا الشرط استخدام الأغذية الطازجة الصنع مع اليرقات 50-100.
من الضروري إنشاء تدرج درجة الحرارة مستقرة قبل الشروع في الفحص. ولذلك، تشغيل في حوض ماء ح 1-2 قبل الشروع المقايسة، كأحواض المياه إنتاج الحرارة، وقد تتغير درجة الحرارة المحيطة للغرفة، التي بدورها يمكن أن تؤثر على التدرج. بعد 1-2 ساعة، درجة الحرارة المحيطة الغرف المكيفة الهواء الأكثر اكويليبراتيس. ومع ذلك، وهذا يجب أن تحدد في كل بيئة. وبالإضافة إلى ذلك، عند إنشاء تدرج مع طائفة كبيرة في درجة حرارة (> 3.0 درجة مئوية/سم)، قد يكون من الصعب الحصول على تدرج مستقرة. حركة صغيرة لصفيحة المقايسة والأهم تغيير التدرج درجة الحرارة عندما يكون النطاق كبير (مثلاً > 3.0 درجة مئوية/سم). ووجدنا أن تدرج 1-2 درجة مئوية/سم تنتج التدرجات الأكثر استقرارا.
وهناك عدة اعتبارات إضافية التي تحتاج إلى مراقبة للحد من التقلبات في فحوصات ثيرموتاكسيس. الغسيل اليرقات الحاسمة، كوجود جزيئات الطعام أو السكروز عن اليرقات يمكن أن تؤثر التحليل. يجب أن يتم تنفيذ الخطوات الغسيل جيدا ولكن بسرعة، لأنه يحد من إمداداتها من الأوكسجين مفرطة بينما كانت مغمورة في المياه قد يؤثر على صحتهم. ولذلك، نوصي باستخدام مصفاة الخلية (الخيار 2) لتنظيف اليرقات. مصفاة بحجم مسام من 300 ميكرون يعمل بشكل جيد لليرقات في وقت مبكر 3rd instar المرحلة (72 ح AEL) أو كبار السن. وبالإضافة إلى ذلك، من المهم القيام بتجارب في نفس الوقت من اليوم، مثل من زيتجيبير الوقت ZT4 (ZT) إلى ZT8 (ZT = 0 عندما يتم تشغيل أضواء)، والحد من التقلبات بسبب الآثار المترتبة على إيقاعات circadian على اختيار درجة الحرارة. مستوى الرطوبة في اللوحة [اغروس] يمكن أيضا أن يسبب التغير في النتائج. في حين تكون رطبة على سطح اللوحات، قطرات الماء يمكن فخ اليرقات، ولذلك تحتاج إلى تجنبها.
الحد من تقلب في فحوصات سيجعل من الممكن الحصول على نتائج قوية دون إجراء عدد كبير من التجارب المستقلة. 3-8 تجارب مستقلة عادة كافية للحصول نتائج يمكن الاعتماد عليها. جدولة النتائج المناسبة أيضا حاسمة بالنسبة لنجاح فحوصات ثيرموتاكسيس. لا تعول اليرقات الموزعة في مناطق داخل 0.5 سم من الجدران الألومنيوم، ونظرا لأن درجات الحرارة ليست خطية في هذه المناطق. سوف توضع بعض اليرقات على الحدود بين المنطقتين، في الوقت الذي يبرم المقايسة. إذا كان أكثر من 50% طول الجسم موجودة في منطقة واحدة، ثم تدرج اليرقة في جدولة لتلك المنطقة. إذا كان يرقة دقة 50% في كل من المنطقتين، ثم عد الحيوان يرقات 0.5 في كل منطقة.
بينما يسمح تحليل الانحدار اليرقات تميز طائفة من الاختلافات في درجة الحرارة، إلا أن هناك حدوداً لدرجات الحرارة الدنيا والعليا التي يمكن اختبارها فعلياً. ليس من الممكن لاختبار درجات الحرارة < 10 درجة مئوية منذ انتقال اليرقات يقلل إلى حد كبير في درجات الحرارة المنخفضة. على الرغم من أن يمكن إنشاء التدرجات مع درجة الحرارة العليا تصل إلى 42 درجة مئوية، تقريبا لا مراقبة اليرقات البقاء في أي منطقة > 28 درجة مئوية. ولذلك، لا يمكن استخدام فحوصات الانحدار المستمر لتميز تفضيلات درجة الحرارة بين مختلف المناطق > 28 درجة مئوية. ومع ذلك، فحوصات التدرج في درجات الحرارة المرتفعة هذه يمكن استخدامها لتوصيف طفرات إذا كانت شديدة قد حولت تفضيلات درجة حرارة دافئة.
إذا كان متحولة عيب الحركي، قد يكون ضروريا لإجراء تجارب إضافية للتأكد من أن تفضيل واضح درجة الحرارة ليست دقيقة نظراً ضعف حركة. لتصحيح هذه المشكلة المحتملة، قد يكون من الضروري إيجاد وقت أطول للمقايسة للسماح للحيوانات الوقت الإضافي للانتقال إلى المناطق المطلوب لها. يمكن أيضا أن تستخدم تحليل الانحدار ثنائي الاتجاه لاختبار ما إذا كانت الحيوانات حدد نفس المنطقة المفضلة، بغض النظر فيما يتعلق بحيث يتم وضعها في البداية على اللوحة.
وفي الختام، فحوصات التدرج الموضحة هنا بمزايا أكثر من غيرها من فحوصات ثيرموتاكسيس. حين فحوصات اختيار اتجاهين مفيدة، كما أنها يمكن أن تسفر عن نتائج قوية، خاصة عندما تكون الاختلافات في درجة الحرارة بين منطقتي كبيرة، إلا أنها ليست فعالة في الكشف عن درجة الحرارة المثالية المفضلة من قبل اليرقات في تجربة واحدة. للقيام بذلك يتطلب القيام بالعديد من مجموعات الاختيار ذات اتجاهين لتحديد الأكثر تفضيلاً درجة الحرارة5،،من67. وفي المقابل، يوفر تحليل الانحدار الحيوان فرصة لتحديد منطقة درجة الحرارة المفضلة الخاصة بهم في بيئة مع المناظر الطبيعية واحدة درجة حرارة مستمرة. وبالتالي، ليس من الضروري وضع مجموعة كبيرة من الخيارات ذات اتجاهين لتحديد البيئة الحرارية المفضل. استخدمت الدراسة ثيرموتاكسيس باستخدام طبق بيتري جولة لتقييم آثار درجة الحرارة على ديناميات تتحرك اليرقة10. ومع ذلك، أنها أقل فائدة في التمييز بين اﻷفضليات بين درجات الحرارة المختلفة، ونظرا لكل منطقة بحجم مختلف. وأخيراً، بسبب البساطة المقايسة، وفائدتها في تفضيلات درجة الحرارة الصغيرة تمييزاً في مقايسة واحدة، يمكن أن تستخدم الشاشة عشرات الجينات المرشحة التي يحتمل أن تشارك في تفضيل اليرقات درجات الحرارة التي قد إلا أن التغاضي عن استخدام فحوصات أخرى

وتستخدم الحيوانات المتنقلة لتحديد بيئة مواتية أكثر الشروط1،2،3ثيرموتاكسيس. إذا كان المناخ مفرطة الساخنة أو الباردة، أمر حيوي للبقاء هذا السلوك. وبالإضافة إلى ذلك، العديد من الحيوانات حساسية للاختلافات الصغيرة جداً في درجة الحرارة في مجموعة مريحة والبحث عن المناطق المحيطة بها مع درجة حرارة مثالية. وهذا أهمية خاصة بالنسبة للكائنات بويكيلوثيرميك مثل ذباب الفاكهة، وحجته بدرجة حرارة الجسم مع البيئة. فحوصات لمراقبة اليرقات ثيرموتاكسيس قد ساعدت في تحديد وتوضيح دور كل من أجهزة الاستشعار الجزيئية مثل المورفولوجية مستقبلات عابر المحتملة (الحزب) قنوات4،،من56، رهودوبسينس7،8وإيونوتروبيك مستقبلات مستقبلات (IRs)9، التي تضفي هذه الحيوانات مع الحساسيات درجة الحرارة على نطاقات مختلفة في درجة الحرارة.
اختبار اختيار اتجاهين يوفر نهج واحد لدراسة تفضيلات الحرارية في اليرقات6،7. المقايسة يستتبع إنشاء منطقتين حرارة متميزة ويسمح للحيوانات لتحديد جانب واحد على الآخر. يمكن أن تكون نتائج اختبارات الاختيار ثنائية قوية، لا سيما إذا كانت الاختلافات في درجة الحرارة بين الخيارين كبيرة. وبالإضافة إلى ذلك، أن كل مقايسة تتضمن جدولة المجموعات اثنين فقط، يمكن التعبير عن البيانات كمؤشر لتفضيل بسيطة. السهولة والبساطة في اختيار اتجاهين فحوصات قابلة أيضا لشاشات الجينية. ومع ذلك، قيداً رئيسيا أن هناك حاجة تحديد درجة الحرارة المفضلة للحيوانات البرية من نوع أو متحولة إلى العديد من التجارب.
مقايسة تدرج يتيح الفرصة لإنشاء درجة الحرارة المفضلة في مقايسة واحدة8. وعلاوة على ذلك، خلافا لاختبار الخيار ذات اتجاهين، ويسمح تقييم توزيع مجموعة من الحيوانات، عندما تواجه مع نطاق متواصل من درجات الحرارة. تحليل الانحدار واحد يستخدم طبق بيتري والحيوانات وحيدة ومناسبة تماما لوصف سلوك الحيوانات الفردية10مفصل. ومع ذلك، منذ جولة أطباق بيتري، أحجام المناطق درجة الحرارة تختلف وهي تدريجيا أقل اعتماداً على المسافة من المركز. ولذلك، هذا الإعداد ليست مثالية لرصد التحديدات درجة الحرارة من سكان حيوانات.
جهاز تدرج حراري مستمر التي مناسبة تماما لتقييم تفضيلات درجة الحرارة لمجموعات من اليرقات توظف ساحة مستطيلة الشكل، ويرد هنا. الجهاز بسيط لبناء وتجميع. وباﻹضافة إلى ذلك، الانحدار الخطي، وهو مرن، كما يمكن استخدامه لتقييم ثيرموتاكسيس على درجة حرارة كبيرة تتراوح بين 10 درجات مئوية إلى 42 درجة مئوية. المقايسة سريعة ومباشرة لأداء وتعطي البيانات استنساخه. بالإضافة إلى الإبلاغ عن درجة الحرارة المفضلة لليرقات، فإنه يكشف عن أفضليات سكان الحيوانات على مجموعة خطية كاملة في تجربة واحدة. ونظرا لهذه المزايا، خيار ممتاز لتحديد الجينات المطلوبة ثيرموتاكسيس.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>Gradient assay apparatus</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PolyScience 9106, Refrigerated/Heated 6L Circulating Bath</td>
			<td>Thomas Scientific</td>
			<td>9106</td>
			<td>This model is discontinued. Updated replacement models include: 1186R00 and 1197U04 for 120 V, 60 Hz, or 1184L08 and 1197U04 for 240 V, 50 Hz.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Aluminum assay plate (for single directional gradient)</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Outer size: 14 x 10.1 x 0.9 cm, inner size: 12.9 x 8.7 x 0.8 cm, black anodized.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Aluminum plate (for bidirectional gradient)</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>25 x 22 x 0.2 cm, black anodized.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Aluminum block</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Outer size: 25.5 x 5 x 1.4 cm, parameters of inner channels are shown in Figure 1D.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Connector for aluminum blocks and tubing</td>
			<td>McMaster-Carr</td>
			<td>91355K82</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tygon Sanitary Silicone Tubing</td>
			<td>Tygon</td>
			<td>57296</td>
			<td>1/4&#34; ID x 3/8&#34; OD x 1/16&#34; wall</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Name</td>
			<td>Company</td>
			<td>Catalog Number</td>
			<td>Comments</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Items and reagents for assay</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pestle</td>
			<td>USA Scientific</td>
			<td>17361</td>
			<td>Pestle for 1.5 mL microcentrifuge tubes</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Thermometer</td>
			<td>Fluke</td>
			<td>51II</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Thermocouple</td>
			<td>Fluke</td>
			<td>K type</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Universal microplate lid</td>
			<td>Corning</td>
			<td>6980A77</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>35 mm dish</td>
			<td>Corning</td>
			<td>9380D40</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Labeling tape (for bidirectional gradient)</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>15-951</td>
			<td>Fisherbrand labeling tape 2 in x 14 yds</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Agarose</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>16500500</td>
			<td>Prepare 1% solution</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sucrose</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>S0389-5KG</td>
			<td>Prepare 18% solution right before starting assay</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Paint brush</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>11860</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>50 mL centrifuge tubes</td>
			<td>Denville</td>
			<td>C1062-P</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scoopula</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>14-357Q</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>500 mL round wide-mouth bottle</td>
			<td>Pyrex</td>
			<td>1395-500</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cell strainer (300 mm pore)</td>
			<td>PluriSelect</td>
			<td>43-50300</td>
			<td>Optional item for larvae washing</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cardboard box (vial tray)</td>
			<td>Genesee Scientific</td>
			<td>FS32-124</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Name</td>
			<td>Company</td>
			<td>Catalog Number</td>
			<td>Comments</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Drosophila food</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Distilled water</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>22,400 mL</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cornmeal, yellow (extra fine mesh,flocked) 20 kg</td>
			<td>LabScientific Inc.</td>
			<td>NC0535320</td>
			<td>1,609 g</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Brewers yeast 100 lbs</td>
			<td>MP Biomedicals</td>
			<td>ICN90331280</td>
			<td>379 g</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NutriSoy&#174; Soy Flour (10 kg/unit)</td>
			<td>Genesee Scientific</td>
			<td>62-115</td>
			<td>221 g</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Drosophila Agar, Type II (5 kg)</td>
			<td>Genesee Scientific</td>
			<td>66-103</td>
			<td>190 g</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Karo light corn syrup</td>
			<td>Karo</td>
			<td></td>
			<td>1,700 mL</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Methyl 4-hydroxybenzoate (suspend in 200 proof ethanol)</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>H5501-5KG</td>
			<td>72 g/240 mL</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Propionic acid puriss. p.a.,&#62;99.5% (GC)</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>81910-1 L</td>
			<td>108 mL</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Phosphoric acid&#160;ACS reagent, &#8805;85 wt. % in H2O</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>438081-500 mL</td>
			<td>8.5 mL</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a temperature gradient assay to determine thermal preferences of drosophila larvae

العديد من الحيوانات، بما في ذلك ذبابة الفاكهة، melanogaster المورفولوجية، قادرون على تمييز الفروق الدقيقة في درجة الحرارة البيئية، التي تمكنهم من البحث عن المناظر الطبيعية الحراري المفضل. تحديد تفضيلات اليرقات درجات الحرارة أكثر من مجموعة خطية محددة، قمنا بتطوير فحص استخدام تدرج درجات الحرارة. إنشاء تدرج لوني واحد ثنائي الاتجاه، ترتبط اثنين من كتل الألومنيوم لحمامات مياه مستقلة، كل منها ضوابط درجة حرارة كتل الفردية. الكتلتين تعيين الحدود الدنيا والعليا للتدرج. هو إنشاء التدرج درجة الحرارة بوضع صفيحة ألومنيوم [اغروس] المغلفة اثنين من كتل التحكم في المياه حيث أن اللوحة تمتد المسافة بينهما. ينتهي لوحة الألومنيوم التي تم تعيينها على رأس كتل المياه يحدد درجات الحرارة الدنيا والقصوى، ومناطق الفترات الفاصلة بين الكتلتين تشكل درجة الحرارة تدرج خطي. تحليل الانحدار يمكن تطبيقها على اليرقات من مختلف الإعمار، ويمكن استخدامها لتحديد طفرات أن المعرض تعمل، مثل تلك التي مع الطفرات التي تؤثر على الجينات ترميز قنوات الحزب وأوبسينس، ومطلوبة من أجل تمييز درجة الحرارة.

لإنشاء 18 درجة مئوية--28 درجة مئوية واحدة-الاتجاه التدرج، نحن تعيين درجات الحرارة من اثنين من أحواض المياه إلى 16.8 درجة مئوية و 31 درجة مئوية. ونحن الحصول على درجات الحرارة على 13 نقطة عن طريق قياس درجة الحرارة في 26 موقعا في الجزأين العلوي والسفلي من جميع مناطق 6، خطوط الحدود بين المناطق، وفي أقصى الغايات من السطح [اغروس] هلام (الشكل 2، 2E). وكان توزيع درجة الحرارة على طول التدرج الخطي نحو (Y = 0.9672 * X + 16.19، ص2 = 0.9961) (الشكل 2E).
نحن جزيئي تفضيلات درجة الحرارة من اليرقات التحكم (w1118) في مختلف الإعمار. 1st (24 ± 1.5 ح AEL)، 2nd (48 ± 1.5 ح AEL) وأوائل 3rd اليرقات (± 1.5 ح 72) أظهرت قمم في منطقة 24 درجة مئوية (الشكل 3 أ، ب). تفضيلات درجة الحرارة تتغير خلال 3rd instar التنمية اليرقات. أكبر نسبة من منتصف 3rd الطور (± 96 ح 1.5 AEL) المتراكمة في منطقة 18 درجة مئوية (الشكل 3 ألف، باء)، وزاد هذا التحيز مع التقدم في السن. بين أواخر 3rd يرقات الطور (قبل تسلق الجبال؛ 120 ± 1.5 ح AEL)، تجمع ~ 50% في منطقة 18 درجة مئوية، وتم اختيار هذه الحرارة ~ 4-fold أعلى من منطقة مجاورة 20 درجة مئوية (المنطقة 18 درجة مئوية، ونسبة 50.2 في المائة؛ المنطقة 20 درجة مئوية، ونسبة 15.1 في المائة؛ الشكل 3 ألف ب.) نزعة تتراكم في منطقة 18 درجة مئوية في ث1118 لم يكن بسبب تأثير الحافة منذ أواخر 3rd instar اليرقات لا تزال تتراكم في منطقة 18 درجة مئوية، واستخدام تدرج درجة حرارة ثنائي الاتجاه (الشكل 3 أي، و ).
نحن أيضا اختبار يرقات الطور أواخر 3rd (120 ± 1.5 ح AEL) مع الطفرات في الجينات اللازمة لتمييز الاختلافات في درجة الحرارة في مجموعة مريحة. وتشمل هذه trpA1، ومطلوب لتحديد درجة الحرارة العادية في نطاق 18 درجة مئوية-24 درجة مئوية5،،من78. توزيع اليرقات مع طفرة فارغة في trpA1 (trpA11) على قدم المساواة على مدى كامل 18 درجة مئوية – 28 درجة مئوية متدرجة (الشكل 3). وتظهر اليرقات مفقود فقط في A و B isoforms (trpA1 ABG4)، أو إيسوفورمس C و D (trpA1-CDG4) أيضا العاهات الشديدة (الشكل 3). ترميز الذباب isoforms اثنين من phospholipase Cβ (PLC21C ونوربا)، والطفرات التي تؤثر على نوربا (نورباP24) لكن لا plc21c (plc21cP319) أيضا عرقلة تراكم في حدود 18 درجة مئوية ( الشكل 3D).
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57963/57963fig1.jpg"> رقم 1. جهاز لإجراء تحليل الانحدار درجة حرارة وحيدة الاتجاه. (أ) ألومنيوم اختبار اللوحة المستخدمة لفحص سلوك اليرقات ثيرموتاكسيس. 13 خطوط سوداء في أعلى وأسفل ترسيم المناطق 12 (10 ملم في كل). الجزء السفلي من اللوحة هو أكسيد مع الطلاء الأسود حتى يكون من السهل تصور اليرقات. (ب) الأبعاد للوحة الألومنيوم (المشار إليها في مم). حجم اللوحة الألومنيوم الخارجي هو 140 × 100 × 9 مم. حجم اللوحة الألومنيوم الداخلية هو 130 × 90 × 8 مم. تكون مفصولة ترسيم 10 ملم. ترسيم الأول والأخير 5 ملم من الحواف للمنطقة الداخلية اللوحة. (ج) أعلى ووجهات نظر الجانب أحد كتل الألومنيوم المستخدمة للتحكم في درجة حرارة التدرج. وقد الكتلة موصلان يستخدم لإرفاق أنابيب السيليكون، والتي تتصل بحمام مائي. (د) أبعاد كتلة الألومنيوم. حجم كتلة الألومنيوم الخارجي هو 255 × 50 × 14 مم. قطر طريق المياه الداخلية من 7 ملم. موصلان 30 ملم على اليسار الاتصال مع أنابيب السيليكون الذي يمتد إلى حمام الماء. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/57963/57963fig1large.jpg" target="_blank">الرجاء انقر هنا لمشاهدة نسخة أكبر من هذا الرقم-</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57963/57963fig2.jpg"> رقم 2. الأجهزة المقايسة التدرج أحادية وثنائية الاتجاه. (أ) أحادية الاتجاه إعداد التدرج مع اثنين من لوحات المقايسة الألومنيوم على اثنين من كتل الألومنيوم. يتم التحكم في درجات حرارة كتل الألومنيوم بتعميم المياه من اثنين من أحواض المياه. (ب) ترتيب ثلاث كتل الألومنيوم، وأحواض المياه وصفيحة ألمنيوم (250 × 220 مم) لتدرج ثنائي الاتجاه. وترتبط كتل اليسار واليمين إلى حمام الماء نفسه وكتلة الأوسط متصلاً بحمام المياه الأخرى. يتم تغليف لوحة الألومنيوم المقايسة مع الشريط لتشكيل جدار 10 ملم تحتوي 1% [اغروس]. (ج) مواقع لفحص درجات الحرارة (المشار إليها بواسطة النقاط) والإفراج اليرقات على اللوحة. قبل البدء تجربة، التحقق من درجة الحرارة في نقطتين داخل كل منطقة للتأكد من أنه يتم إنشاء التدرج الخطي درجة الحرارة المرجوة. يتم الإفراج اليرقات داخل المنطقة المشار إليها بالقرب من خط الوسط. يتم عد اليرقات داخل كل منطقة من المناطق 2-سم. (د) مواقع لفحص درجات الحرارة (المشار إليها بواسطة النقاط) ومناطق الإصدار لليرقات في تدرج ثنائي الاتجاه. يتم الإفراج على عدد متساو من اليرقات على طول خط الوسط لكل نصف التدرج ثنائي الاتجاه. يتم حساب عدد اليرقات في كل من 10 (2 سم) مناطق. تتم الإشارة إلى مجموعة نموذجية واحدة من درجات الحرارة (18 درجة مئوية-26 درجة مئوية) على السطح [اغروس]. (ﻫ) قياس درجات الحرارة على طول خطوط الحدود وميدلينيس من كل منطقة في تدرج أحادية الاتجاه عينة. البيانات تمثل متوسط درجات الحرارة ± التنمية المستدامة. n = 8 فحوصات (150 ± 50 يرقة/التحليل). أجزاء من هذا الرقم مستنسخة من سكاب et al. 8 مع تعديلات طفيفة. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/57963/57963fig2large.jpg" target="_blank">الرجاء انقر هنا لمشاهدة نسخة أكبر من هذا الرقم-</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57963/57963fig3.jpg"> الشكل 3. نتائج تمثيلية باستخدام فحوصات التدرج أحادية الاتجاه وثنائي الاتجاه. (أ وب) يعني النسب المئوية لليرقات في 6 مناطق في التدرج أحادية الاتجاه. وتشمل البيانات 3rd الطور اليرقات في الساعات المشار إليها بعد بيضة زرع (AEL). n = 6-7. مجالات الخطأ في تمثل ±SEM-(ج) حرارية توزيعات من أواخر 3 قبل التسلقrd instar اليرقات التحكم (w1118) وطفرات trpA1 على التدرج أحادية الاتجاه. n = 3-4. أشرطة الخطأ تمثل ±SEM-(د) التوزيعات الحرارية ليرقات الطور أواخر 3rd التحكم (w1118) وطفرات PLCβ على التدرج أحادية الاتجاه. n = 4-6. أشرطة الخطأ تمثل ±SEM-(ه) التوزيع الممثل من قبل التسلق، الراحل 3rd الطور اليرقات (w1118) على التدرج ثنائي الاتجاه. مناطق الفحص اليسار واليمين هو مبين بالخطوط المنقطة ومفصولة بمنطقة العد لا في المركز (المنطقة المظللة). (و) النسبة المئوية لتسلق قبل أواخر 3rd instar اليرقات (w1118) في كل منطقة على طول التدرج الحراري. ووضعت اليرقات في اليسار والحق في الإفراج عن المناطق. تفصل منطقة العد لا 3-سم في الوسط مناطق الفحص ويتم حساب التوزيعات بشكل مستقل. أشرطة الخطأ تمثل SEMs. n = 3 فحوصات (200-400 يرقات/التحليل). أجزاء من هذا الرقم مستنسخة من سكاب et al. 8 مع تعديلات طفيفة. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/57963/57963fig3large.jpg" target="_blank">الرجاء انقر هنا لمشاهدة نسخة أكبر من هذا الرقم-</a>
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody>
<tr>
<td>ساعات AEL</td>
			<td colspan="2">مرحلة اليرقات</td>
		</tr>
<tr>
<td>24</td>
			<td colspan="2">1st الطور</td>
		</tr>
<tr>
<td>48</td>
			<td colspan="2">الطور 2nd</td>
		</tr>
<tr>
<td>72</td>
			<td colspan="2">الطور المبكر 3rd</td>
		</tr>
<tr>
<td>96</td>
			<td colspan="2">الطور منتصف 3rd</td>
		</tr>
<tr>
<td>120</td>
			<td colspan="2">الطور متأخرة 3rd ، قبل مرحلة التسلق</td>
		</tr>
</tbody></table>الجدول 1. العلاقة بين الساعات بعد بيضة زرع (AEL) ومراحل اليرقات.
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody>
<tr>
<td>التدرج درجة حرارة على [اغروس] لوحة (المنحدر)</td>
			<td>درجات حرارة أحواض المياه</td>
			<td>درجات حرارة كتل الألومنيوم</td>
		</tr>
<tr>
<td>10.0-25.0 درجة مئوية (1.5 درجة مئوية/سم)</td>
			<td>~6.5-7°C/~28.5°C</td>
			<td>~8.5°C/~26.8°C</td>
		</tr>
<tr>
<td>18.0-28.0 درجة مئوية (1 درجة مئوية/سم)</td>
			<td>~16.8°C/~31.0°C</td>
			<td>~17.8°C/~29.7°C</td>
		</tr>
<tr>
<td>14.0-34.0 درجة مئوية (2 درجة مئوية/سم)</td>
			<td>~10.0°C/~40.0°C</td>
			<td>~11.8°C/~36.8°C</td>
		</tr>
<tr>
<td>12.5-42.0 درجة مئوية (2.95° C/سم)</td>
			<td>~7.0°C/~55.0°C</td>
			<td>~9.4°C/~49.4°C</td>
		</tr>
</tbody></table>الجدول 2. عادة درجة الحرارة التدرجات ودرجات الحرارة المقابلة لأحواض المياه وكتل الألومنيوم للتدرجات اتجاهي واحد.
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody>
<tr>
<td>التدرج درجة الحرارة على لوحة [اغروس]</td>
			<td>درجات حرارة أحواض المياه</td>
			<td>درجات حرارة كتل الألومنيوم</td>
		</tr>
<tr>
<td>22/10/22 درجة مئوية (1.5 درجة مئوية/سم)</td>
			<td>~5.0°C/~25.0°C</td>
			<td>~7.5°C/~24.0°C</td>
		</tr>
<tr>
<td>26-18-26 درجة مئوية (1 درجة مئوية/سم)</td>
			<td>~15.8°C/~30.6°C</td>
			<td>~16.9°C/~28.4°C</td>
		</tr>
<tr>
<td>30-14-30 درجة مئوية (2 درجة مئوية/سم)</td>
			<td>~8.5°C/~36.4°C</td>
			<td>~10.9°C/~32.8°C</td>
		</tr>
<tr>
<td>36-12.5-36 درجة مئوية (2.95° C/سم)</td>
			<td>~5.0°C/~47.2°C</td>
			<td>~7.9°C/~40.9°C</td>
		</tr>
</tbody></table>الجدول 3. عادة درجة الحرارة التدرجات ودرجات الحرارة المقابلة لأحواض المياه وكتل الألومنيوم للتدرجات ثنائي الاتجاه.
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody>
<tr>
<td>عمر اليرقات (AEL)</td>
			<td>وقت الفحص (وحيد الاتجاه)</td>
			<td>وقت الفحص (ثنائي الاتجاه)</td>
		</tr>
<tr>
<td>ح 24</td>
			<td>30 دقيقة</td>
			<td>35 دقيقة</td>
		</tr>
<tr>
<td>ح 48</td>
			<td>22 دقيقة</td>
			<td>27 دقيقة</td>
		</tr>
<tr>
<td>ح 72</td>
			<td>16 دقيقة</td>
			<td>21 دقيقة</td>
		</tr>
<tr>
<td>ح 96</td>
			<td>13 دقيقة</td>
			<td>18 دقيقة</td>
		</tr>
<tr>
<td>ح 120</td>
			<td>10 دقيقة</td>
			<td>مدة 15 دقيقة</td>
		</tr>
</tbody></table>الجدول 4. مختلف الإعمار اليرقات (AEL) وأوقات فحص المقابلة.

Watch this Scientific Journal Video about A Temperature Gradient Assay to Determine Thermal Preferences of Drosophila Larvae at JoVE.com

A Temperature Gradient Assay to Determine Thermal Preferences of Drosophila Larvae

نقدم هنا، وضع بروتوكول لتحديد درجة الحرارة البيئية المفضل لليرقات المورفولوجية استخدام تدرج حراري مستمر.

مقايسة تدرج درجة الحرارة لتحديد تفضيلات الحرارية يرقات المورفولوجية

Many animals, including the fruit fly, Drosophila melanogaster, are capable of discriminating minute differences in&#160;environmental temperature, which ...

a-temperature-gradient-assay-to-determine-thermal-preferences

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Neuroscience

A Temperature Gradient Assay to Determine Thermal Preferences of Drosophila Larvae

7.5K Views.  University of California, Santa Barbara. نقدم هنا، وضع بروتوكول لتحديد درجة الحرارة البيئية المفضل لليرقات المورفولوجية استخدام تدرج حراري مستمر.

Video: A Temperature Gradient Assay to Determine Thermal Preferences of Drosophila Larvae

Paired Nanoinjection and Electrophysiology Assay to Screen for Bioactivity of Compounds using the Drosophila melanogaster Giant Fiber System

Screening compounds for in vivo activity can be used as a first step to identify candidates that may be developed into pharmacological agents1,2. We developed a novel nanoinjection/electrophysiology assay that allows the detection of bioactive modulatory effects of compounds on the function of a neuronal circuit that mediates the escape response in Drosophila melanogaster3,4. Our in vivo assay, which uses the Drosophila Giant Fiber System (GFS, Figure 1) allows screening of different types of compounds, such as small molecules or peptides, and requires only minimal quantities to elicit an effect. In addition, the Drosophila GFS offers a large variety of potential molecular targets on neurons or muscles. The Giant Fibers (GFs) synapse electrically (Gap Junctions) as well as chemically (cholinergic) onto a Peripheral Synapsing Interneuron (PSI) and the Tergo Trochanteral Muscle neuron (TTMn)5. The PSI to DLMn (Dorsal Longitudinal Muscle neuron) connection is dependent on D&alpha;7 nicotinic acetylcholine receptors (nAChRs)6. Finally, the neuromuscular junctions (NMJ) of the TTMn and the DLMn with the jump (TTM) and flight muscles (DLM) are glutamatergic7-12. Here, we demonstrate how to inject nanoliter quantities of a compound, while obtaining electrophysiological intracellular recordings from the Giant Fiber System13 and how to monitor the effects of the compound on the function of this circuit. We show specificity of the assay with methyllycaconitine citrate (MLA), a nAChR antagonist, which disrupts the PSI to DLMn connection but not the GF to TTMn connection or the function of the NMJ at the jump or flight muscles.
Before beginning this video it is critical that you carefully watch and become familiar with the JoVE video titled "Electrophysiological Recordings from the Giant Fiber Pathway of D. melanogaster " from Augustin et al7, as the video presented here is intended as an expansion to this existing technique. Here we use the electrophysiological recordings method and focus in detail only on the addition of the paired nanoinjections and monitoring technique.

Paired Nanoinjection and Electrophysiology Assay to Screen for Bioactivity of Compounds using the Drosophila melanogaster Giant Fiber System

A rapid in vivo assay to test for neuromodulatory compounds using the Giant Fiber System (GFS) of Drosophila melanogaster is described. Nanoinjections in the head of the animal along with electrophysiological recordings of the GFS can reveal bioactivity of compounds on neurons or muscles.

تقرن Nanoinjection والفحص الكهربية للكشف عن النشاط الحيوي للمركبات باستخدام ذبابة الفاكهة السوداء البطن نظام الألياف العملاق

Screening compounds for in vivo activity can be used as a first step to identify candidates that may be developed into pharmacological agents1,2. We ...

Methods to Assay Drosophila Behavior

Drosophila melanogaster, the fruit fly, has been used to study molecular mechanisms of a wide range of human diseases such as cancer, cardiovascular disease and various neurological diseases1. We have optimized simple and robust behavioral assays for determining larval locomotion, adult climbing ability (RING assay), and courtship behaviors of Drosophila. These behavioral assays are widely applicable for studying the role of genetic and environmental factors on fly behavior. Larval crawling ability can be reliably used for determining early stage changes in the crawling abilities of Drosophila larvae and also for examining effect of drugs or human disease genes (in transgenic flies) on their locomotion. The larval crawling assay becomes more applicable if expression or abolition of a gene causes lethality in pupal or adult stages, as these flies do not survive to adulthood where they otherwise could be assessed. This basic assay can also be used in conjunction with bright light or stress to examine additional behavioral responses in Drosophila larvae. Courtship behavior has been widely used to investigate genetic basis of sexual behavior, and can also be used to examine activity and coordination, as well as learning and memory. Drosophila courtship behavior involves the exchange of various sensory stimuli including visual, auditory, and chemosensory signals between males and females that lead to a complex series of well characterized motor behaviors culminating in successful copulation. Traditional adult climbing assays (negative geotaxis) are tedious, labor intensive, and time consuming, with significant variation between different trials2-4. The rapid iterative negative geotaxis (RING) assay5 has many advantages over more widely employed protocols, providing a reproducible, sensitive, and high throughput approach to quantify adult locomotor and negative geotaxis behaviors. In the RING assay, several genotypes or drug treatments can be tested simultaneously using large number of animals, with the high-throughput approach making it more amenable for screening experiments.

Methods to Assay Drosophila Behavior

Drosophila melanogaster is a genetically and behaviorally tractable model system that has been used to understand the molecular and cellular basis of many important biological processes for over a century 1. Drosophila has been well exploited to gain insights into the genetic basis of fly behavior.

طرق الفحص ذبابة الفاكهة سلوك

Drosophila melanogaster, the fruit fly, has been used to study molecular mechanisms of a wide range of human diseases such as cancer, cardiovascular ...

Local and Global Methods of Assessing Thermal Nociception in Drosophila Larvae

In this article, we demonstrate assays to study thermal nociception in Drosophila larvae. One assay involves spatially-restricted (local) stimulation of thermal nociceptors1,2 while the second involves a wholesale (global) activation of most or all such neurons3. Together, these techniques allow visualization and quantification of the behavioral functions of Drosophila nociceptive sensory neurons.
The Drosophila larva is an established model system to study thermal nociception, a sensory response to potentially harmful temperatures that is evolutionarily conserved across species1,2. The advantages of Drosophila for such studies are the relative simplicity of its nervous system and the sophistication of the genetic techniques that can be used to dissect the molecular basis of the underlying biology4-6 In Drosophila, as in all metazoans, the response to noxious thermal stimuli generally involves a "nocifensive" aversive withdrawal to the presented stimulus7. Such stimuli are detected through free nerve endings or nociceptors and the amplitude of the organismal response depends on the number of nociceptors receiving the noxious stimulus8. In Drosophila, it is the class IV dendritic arborization sensory neurons that detect noxious thermal and mechanical stimuli9 in addition to their recently discovered role as photoreceptors10. These neurons, which have been very well studied at the developmental level, arborize over the barrier epidermal sheet and make contacts with nearly all epidermal cells11,12. The single axon of each class IV neuron projects into the ventral nerve cord of the central nervous system11 where they may connect to second-order neurons that project to the brain.
Under baseline conditions, nociceptive sensory neurons will not fire until a relatively high threshold is reached. The assays described here allow the investigator to quantify baseline behavioral responses or, presumably, the sensitization that ensues following tissue damage. Each assay provokes distinct but related locomotory behavioral responses to noxious thermal stimuli and permits the researcher to visualize and quantify various aspects of thermal nociception in Drosophila larvae. The assays can be applied to larvae of desired genotypes or to larvae raised under different environmental conditions that might impact nociception. Since thermal nociception is conserved across species, the findings gleaned from genetic dissection in Drosophila will likely inform our understanding of thermal nociception in other species, including vertebrates.

Local and Global Methods of Assessing Thermal Nociception in Drosophila Larvae

In this article, we demonstrate assays to study thermal nociception in Drosophila larvae. One assay involves spatially-restricted (local) stimulation of thermal nociceptors1,2 while the second involves a wholesale (global) activation of most or all such neurons3. Together, these techniques allow visualization and quantification of the behavioral functions of Drosophila nociceptive sensory neurons.

المحلية والعالمية طرق تقييم Nociception الحرارية في<em&gt; ذبابة الفاكهة</em&gt; يرقات

In this article, we demonstrate assays to study thermal nociception in Drosophila larvae. One assay involves spatially-restricted (local) stimulation of ...

Visualization of Proprioceptors in Drosophila Larvae and Pupae

Proprioception is the ability to sense the motion, or position, of body parts by responding to stimuli arising within the body. In fruitflies and other insects proprioception is provided by specialized sensory organs termed chordotonal organs (ChOs) 2. Like many other organs in Drosophila, ChOs develop twice during the life cycle of the fly. First, the larval ChOs develop during embryogenesis. Then, the adult ChOs start to develop in the larval imaginal discs and continue to differentiate during metamorphosis.
The development of larval ChOs during embryogenesis has been studied extensively 10,11,13,15,16. The centerpiece of each ChO is a sensory unit composed of a neuron and a scolopale cell. The sensory unit is stretched between two types of accessory cells that attach to the cuticle via specialized epidermal attachment cells 1,9,14. When a fly larva moves, the relative displacement of the epidermal attachment cells leads to stretching of the sensory unit and consequent opening of specific transient receptor potential vanilloid (TRPV) channels at the outer segment of the dendrite 8,12. The elicited signal is then transferred to the locomotor central pattern generator circuit in the central nervous system.
Multiple ChOs have been described in the adult fly 7. These are located near the joints of the adult fly appendages (legs, wings and halters) and in the thorax and abdomen. In addition, several hundreds of ChOs collectively form the Johnston's organ in the adult antenna that transduce acoustic to mechanical energy 3,5,17,4.
In contrast to the extensive knowledge about the development of ChOs in embryonic stages, very little is known about the morphology of these organs during larval stages. Moreover, with the exception of femoral ChOs 18 and Johnston's organ, our knowledge about the development and structure of ChOs in the adult fly is very fragmentary.
Here we describe a method for staining and visualizing ChOs in third instar larvae and pupae. This method can be applied together with genetic tools to better characterize the morphology and understand the development of the various ChOs in the fly.

Visualization of Proprioceptors in Drosophila Larvae and Pupae

A method to immunostain and visualize chordotonal organs in larvae and pupae of Drosophila melanogaster is described.

تصور في Proprioceptors<em&gt; ذبابة الفاكهة</em&gt; يرقات وشرانق

Proprioception is the ability to sense the motion, or position, of body parts by responding to stimuli arising within the body. In fruitflies and other ...

Appetitive Associative Olfactory Learning in Drosophila Larvae

In the following we describe the methodological details of appetitive associative olfactory learning in Drosophila larvae. The setup, in combination with genetic interference, provides a handle to analyze the neuronal and molecular fundamentals of specifically associative learning in a simple larval brain.
Organisms can use past experience to adjust present behavior. Such acquisition of behavioral potential can be defined as learning, and the physical bases of these potentials as memory traces1-4. Neuroscientists try to understand how these processes are organized in terms of molecular and neuronal changes in the brain by using a variety of methods in model organisms ranging from insects to vertebrates5,6. For such endeavors it is helpful to use model systems that are simple and experimentally accessible. The Drosophila larva has turned out to satisfy these demands based on the availability of robust behavioral assays, the existence of a variety of transgenic techniques and the elementary organization of the nervous system comprising only about 10,000 neurons (albeit with some concessions: cognitive limitations, few behavioral options, and richness of experience questionable)7-10.
Drosophila larvae can form associations between odors and appetitive gustatory reinforcement like sugar11-14. In a standard assay, established in the lab of B. Gerber, animals receive a two-odor reciprocal training: A first group of larvae is exposed to an odor A together with a gustatory reinforcer (sugar reward) and is subsequently exposed to an odor B without reinforcement 9. Meanwhile a second group of larvae receives reciprocal training while experiencing odor A without reinforcement and subsequently being exposed to odor B with reinforcement (sugar reward). In the following both groups are tested for their preference between the two odors. Relatively higher preferences for the rewarded odor reflect associative learning - presented as a performance index (PI). The conclusion regarding the associative nature of the performance index is compelling, because apart from the contingency between odors and tastants, other parameters, such as odor and reward exposure, passage of time and handling do not differ between the two groups9.

Appetitive Associative Olfactory Learning in Drosophila Larvae

Drosophila larvae are able to associate odor stimuli with gustatory reward. Here we describe a simple behavioral paradigm that allows the analysis of appetitive associative olfactory learning.

مشهي التعلم النقابي في الشم<em&gt; ذبابة الفاكهة</em&gt; اليرقات

In the following we describe the methodological  details of appetitive associative olfactory learning in Drosophila larvae. The setup, in combination with ...

Light Preference Assay to Study Innate and Circadian Regulated Photobehavior in Drosophila Larvae

Light acts as environmental signal to control animal behavior at various levels. The Drosophila larval nervous system is used as a unique model to answer basic questions on how light information is processed and shared between rapid and circadian behaviors. Drosophila larvae display a stereotypical avoidance behavior when exposed to light. To investigate light dependent behaviors comparably simple light-dark preference tests can be applied. In vertebrates and arthropods the neural pathways involved in sensing and processing visual inputs partially overlap with those processing photic circadian information. The fascinating question of how the light sensing system and the circadian system interact to keep behavioral outputs coordinated remains largely unexplored. Drosophila is an impacting biological model to approach these questions, due to a small number of neurons in the brain and the availability of genetic tools for neuronal manipulation. The presented light-dark preference assay allows the investigation of a range of visual behaviors including circadian control of phototaxis.

Light Preference Assay to Study Innate and Circadian Regulated Photobehavior in Drosophila Larvae

Here we describe a light-dark preference test for Drosophila larva. This assay provides information about innate and circadian regulation of light sensing and processing photobehavior.

ضوء الفحص ميول لدراسة الساعة البيولوجية الفطرية وPhotobehavior الخاضعة للرقابة في<em&gt; ذبابة الفاكهة</em&gt; يرقات

Light acts as environmental signal to control animal behavior at various levels. The Drosophila larval nervous system is used as a unique model to answer ...

A Single-fly Assay for Foraging Behavior in Drosophila

For many animals, hunger promotes changes in the olfactory system in a manner that facilitates the search for appropriate food sources. In this video article, we describe an automated assay to measure the effect of hunger or satiety on olfactory dependent food search behavior in the adult fruit fly Drosophila melanogaster. In a light-tight box illuminated by red light that is invisible to fruit flies, a camera linked to custom data acquisition software monitors the position of six flies simultaneously. Each fly is confined to walk in individual arenas containing a food odor at the center. The testing arenas rest on a porous floor that functions to prevent odor accumulation. Latency to locate the odor source, a metric that reflects olfactory sensitivity under different physiological states, is determined by software analysis. Here, we discuss the critical mechanics of running this behavioral paradigm and cover specific issues regarding fly loading, odor contamination, assay temperature, data quality, and statistical analysis.

A Single-fly Assay for Foraging Behavior in Drosophila

In this video article, we describe an automated assay to measure the effect of hunger or satiety on olfactory dependent food search behavior in the adult fruit fly Drosophila melanogaster.

واحدة ذبابة الفحص لسلوك البحث عن الطعام في<em&gt; ذبابة الفاكهة</em

For many animals, hunger promotes changes in the olfactory system in a manner that facilitates the search for appropriate food sources. In this video ...

Use of a Caspase Multiplexing Assay to Determine Apoptosis in a Hypothalamic Cell Model

The ability to multiplex assays in studies of complex cellular mechanisms eliminates the need for repetitive experiments, provides internal controls, and decreases waste in costs and reagents. Here we describe optimization of a multiplex assay to assess apoptosis following a palmitic acid (PA) challenge in an in vitro hypothalamic model, using both fluorescent and luminescent based assays to measure viable cell counts and caspase-3/7 activity in a 96-well microtiter plate format. Following PA challenge, viable cells were determined by a resazurin-based fluorescent assay. Caspase-3/7 activity was then determined using a luminogenic substrate, DEVD, and normalized to cell number. This multiplexing assay is a useful technique for determining change in caspase activity following an apoptotic stimulus, such as saturated fatty acid challenge. The saturated fatty acid PA can increase hypothalamic oxidative stress and apoptosis, indicating the potential importance of assays such as that described here in studying the relationship between saturated fatty acids and neuronal function.

Multiplex assays can provide beneficial information for basic cellular mechanisms&#160;and eliminate waste of reagents and unnecessary repetitive experiments. We describe here a multiplex caspase-3/7 activity assay, using fluorescent- and luminescent-based methods, to determine cell viability in an in vitro hypothalamic model following oxidative challenge with palmitic acid.

استخدام كاسباس المتعدد الفحص لتحديد موت الخلايا المبرمج في المهاد الخليوي نموذج

The ability to multiplex assays in studies of complex cellular mechanisms eliminates the need for repetitive experiments, provides internal controls, and ...

High Throughput Assay to Examine Egg-Laying Preferences of Individual Drosophila melanogaster

Recently, egg-laying preference of Drosophila has emerged as a genetically tractable model to study the neural basis of simple decision-making processes. When selecting sites to deposit their eggs, female flies are capable of ranking the relative attractiveness of their options and choosing the &#34;greater of two goods.&#34; However, most egg-laying preference assays are not practical if one wants to take a systematic genetic screening approach to search for the circuit basis underlying this simple decision-making process, as they are population-based and laborious to set up. To increase the throughput of studying of egg-laying preferences of single females, we developed custom chambers that each can simultaneously assay egg-laying preferences of up to thirty individual flies as well as a protocol that ensures each female has a high egg-laying rate (so that their preference is readily discernable and more convincing). Our approach is simple to execute and produces very consistent results. Additionally, these chambers can be equipped with different attachments to allow video recording the egg-laying animals and to deliver light for optogenetics studies. This article provides the blueprints for fabricating these chambers and the procedure for preparing the flies to be assayed in these chambers.

High Throughput Assay to Examine Egg-Laying Preferences of Individual Drosophila melanogaster

This protocol describes a high throughput assay for testing egg-laying preferences of Drosophila melanogaster at single-animal resolution. This assay provides a simple, efficient, and scalable platform to identify genes and circuit components that control a simple decision-making process.

عالية الإنتاجية الفحص لفحص تفضيلات بيضة زرع الفردي<em&gt; ذبابة الفاكهة</em

Recently, egg-laying preference of Drosophila has emerged as a genetically tractable model to study the neural basis of simple decision-making processes. ...

Foraging Path-length Protocol for Drosophila melanogaster Larvae

The Drosophila melanogaster larval path-length phenotype is an established measure used to study the genetic and environmental contributions to behavioral variation. The larval path-length assay was developed to measure individual differences in foraging behavior that were later linked to the foraging gene. Larval path-length is an easily scored trait that facilitates the collection of large sample sizes, at minimal cost, for genetic screens. Here we provide a detailed description of the current protocol for the larval path-length assay first used by Sokolowski. The protocol details how to reproducibly handle test animals, perform the behavioral assay and analyze the data. An example of how the assay can be used to measure behavioral plasticity in response to environmental change, by manipulating feeding environment prior to performing the assay, is also provided. Finally, appropriate test design as well as environmental factors that can modify larval path-length such as food quality, developmental age and day effects are discussed.

Foraging Path-length Protocol for Drosophila melanogaster Larvae

We provide a detailed protocol for a Drosophila melanogaster foraging path-length assay. We discuss the preparation and handling of test animals, how to perform the assay and analyze the data.

تستخدم علفا بروتوكول مسار طول ل<em&gt; ذبابة الفاكهة</em&gt; يرقات

The Drosophila melanogaster larval path-length phenotype is an established measure used to study the genetic and environmental contributions to behavioral ...