The project was supported by Award AAES 461Hatch/Multistate Grants ALA08-045 and ALA015-1-10026 to N.L.

Araçların, Uyaranlar Çözümleri ve Yatak Bugs 1. Hazırlık <ol><li> 20 ml&#39;lik bir şişe içinde (a / h)% 50 KNO 2 çözeltisi hazırlayın. </li><li> Arka arkaya ve çözeltiden tungsten daldırmalı elektrod ile 5 V KNO 2 çözeltisi içinde iki tungstenli Mikroelektronlar keskinleştirme. <ol><li> Kabaca tungsten telinin ön uç tüketen büyük ölçüde yaklaşık 5 dakika boyunca 2 eğimler / sn hızında ve KNO 2 çözeltisi üzerinden tungsten telinin yaklaşık 10 mm daldırılarak tungsten tel netleştirmek. </li><li> Elektrot ince ve sivri hale getirilmesi için, incelikle en az 1 dakika için 2 eğimler / sn hızında ve solüsyonun dışında tel ucunun yaklaşık 1 mm daldırılarak elektrodu netleştirmek. O bed bug koku Sensillum bir manikür delinme kadar ince olmalıdır 0.2-0.5 mikron, ulaşana kadar sık ​​mikroskop altında elektrot ucu çapını kontrol edin. Not: El keskin ikenelektrotun kal- mış, KNO 2 solüsyon içine tungsten telinin daldırma hızı her zaman sabit değildir. Daha fazla uygulama ile, elektrot bileme içinde nispeten sabit hız tutmak için çok daha kolaydır. Bileme süresi elektrot nasıl olması gerektiği gayet bağlı da belirsiz. Burada ~ 0.2 mikron çapında bir elektrot ucu koku Sensillum yoluyla delmek için yeterli değildir. </li></ol></li><li> Bir stok çözeltisi olarak 01:10 h / h arasında bir başlangıç ​​konsantrasyonuna saf bileşikten dimetil sülfoksit (DMSO) içinde kimyasal uyaranlara her seyreltilir. Her bir kimyasal için stok çözeltileri her birinden, DMSO ile yeniden deney gerekli kaç doz bağlı dekadik dilüsyonları bir dizi oluşturur. Β-pinen ve okaliptol - Al,% 10 (+) kullanın. </li><li> Beslenmemiş ya da yedi gün yerleştirin sonrası beslenme Ft (erkek veya kadın) yetişkin yatak böcek. Dix kolonisi (Kentucky Üniversitesi Haynes bir hediye) t kullanılacakO bir petri deneme. Not: Petri kabındaki yerleştirilen yatak hataların kesin sayı yok. Birkaç veya çok olabilir. </li></ol> 2. Oda Bug Anten Hazırlık <ol><li> Buz (2-3 dk) üzerinde yatak hataların Anesteziyoloji. </li><li> Çift taraflı bant ile bir mikroskop lamel antenler ve böcek vücudu hem Fix ve ince makasla bacakları kaldırmak. </li><li> Sürekli bant onları sopa şekilde yavaşça antenler dokunmak için küçük bir iğne kullanın. </li><li> Manipülasyonunu kolaylaştırmak ve kayıt elektrot (Şekil 1) için uygun bir açıyla (~ 90 °) bunu ayarlamak için diş mumu küçük bir top (~ 1 cm çaplı) karşı lamel dinlendirin. </li><li> Bir kez, bir stereo mikroskop altında bed bug koyun, soğuk ışık kaynağı açmak ve anten açıkça sunulana kadar aydınlatma yoğunluğunu ayarlayın ve yüksek büyütmede bed bug antenin ikinci kamçı üzerinde mikroskop odak, güvenli (720X) . Not: Deneyde kullanılan aydınlatma şiddeti gerçekten deneycinin gözleri aydınlatma yoğunluğunu nasıl hissettiğimi bağlıdır, hangi quantitated değildir. </li></ol> 3. Tek Sensillum Kayıt <ol><li> Sinyal kaydı ve görselleştirme için bilgisayar ile bağlı olan sinyal alımı kontrolörü ile preamplifier (10X) bağlayın. Bilgisayarı açın ve yazılımı, örneğin, AutoSpike32 başlatmak ve menü çubuğundan &quot;Kayıt&quot; modunu tıklayın. Sonra dalga sinyalleri kaydetmeye başlamak üzere &quot;dalga&quot; seçiniz. Not: arka arkaya monitörün sağına soluna çalışan düz çizgi artık görünür olmalıdır. Burada, kayıt penceresi 40 saniye sürer. Maksimum dalga kaydı 10 sn. Seçilen örnekleme hızı 96000 ve dijital örnekleme hızı 0 ofset% ve hiçbir filtreleme, kayıt sinyalleri için hiçbir düzeltme yoktur 240. değildir. Gerektiği gibi yazılımda Tüm bu parametre ayarları değiştirilebilir. </li> &lt;li&gt; antennal Sensillum gelen nöronal yanıtlar için tonlama modu sunmak için kullanılan preamplifikatör, bağlı hoparlör açın. </li><li> Stabilize yatak böcek karın içine referans elektrot yerleştirin. Not: Referans elektrot manyetik hava masaya bağlı standı bir metal gerçekleştirildi. </li><li> Referans elektrot yatak böceğin karın bağlandıktan sonra, yatak bug en antenin arka ucuna doğru, bir micromanipulator tarafından Pre amplifikatör bağlanır ve manipüle kayıt elektrot hareket. </li><li> Kayıt elektrot antenin sağ ucu ile temas halinde olduğunda, mikroskop geçiş ve düşük büyütmede elektrodu bulun. </li><li> Elektrod ve anten Sensillum aynı düzlem içindedir ve mikroskop altında açıkça görülebilir kadar tedricen büyütme artan kayıt sırasında elektrot ayarlayın. Not: Bu zamana kadar, mikroskop olağandırEn yüksek büyütmede ly. </li><li> Mikromanipülatör kullanarak Sensillum şaftı içine kayıt elektrodu yerleştirin ve arka plan gürültü eylem potansiyeline göre yüksek ise biraz daha derine gitmek. </li><li> Β-pinen - Bir kere net aksiyon potansiyelleri kaydedildi Sensillum dan izlenir,% 10 (+) ile bir mikropipet doldurun. Bir cam Pasteur pipeti içine yerleştirilen bir filtre kağıdı şeridi (~ 3 x 15 mm) üzerine β-pinen -% 10 (+) 10 ul tablet yatırmak mikropipet kullanın. <ol><li> Uyarıcı kontrolörünün nabız akış borusunun çıkışına yüklenen pipet bağlayın ve anten yönelik tüp içinde küçük deliğe pipet ucu yerleştirin. </li></ol></li><li> Bütün bu bağlantılar stabilize olduğunda, sürekli nemlendirilmiş hava akımı içine uyarıcı (/ dk 0.5 L) 0.5 sn puf sunmak için uyarıcı kontrolörünün ayak pedalını bastırın. Aksiyon potansiyellerinin kayıt olduğunda footswitc aynı anda başlatılacaktırh depresif. Kayıt işlemi stimülasyon önce 1 sn başlayan 10 saniye son olacak. </li><li> İki 500 msn dönem, önce bir ve uyarıldıktan sonra biri için off-line aksiyon potansiyelleri sayın. Önceki 500 msn sırasında kaydedilen spontan aktivite 500 msn sonrası stimülasyon sırasında başak oranında herhangi bir değişikliğe çıkartın ve 2 ile çarpılarak sivri / s, geleneksel ölçek haline sayar dönüştürün. </li></ol> SSR 4. uyarıcı Değiştirme <ol><li> Bed bug antenleri üzerine pipet β-pinen ve pipet kaldırılır sonra 10 saniye için bu özel odorant yanıtı kayıt - ayak pedalı tetikleyen edildikten sonra,% 10 (+) teslim. </li><li> % 0.001 okaliptol ile yeni bir pipet Etiket test edilecek. Uyaran 10 ul, yeni pipet içine, uygulanmış, bunun üzerine filtre kağıdı, bir parça yerleştirin. </li><li> Uyaran tamamen vapori kadar 2-5 dakika bekleyinCam pipet zed. Nabız akış tüp çıkışına üzerine pipet takın. </li><li> Anten yönelik tüp küçük deliğe pipet yerleştirin. Ayak pedalını basın ve 10 saniye kayda başlamak. </li><li> Pipet çıkarın ve% 0.01 ökaliptol başka pipet hazırlayın. </li><li> Doza bağlı bir yanıt gözlemlemek için anten Sensilla ilgili okaliptol doz (0.001 ila% 10% si), tüm geri kalan test edin. En Test sulandırmak az dozlarda sulandırmak. </li></ol>

<ol>
	<li>Bartonicka, T., Gaisler, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Seasonal+dynamics+in+the+numbers+of+parasitic+bugs+(Heteroptera,+Cimicidae):+a+possible+cause+of+roost+switching+in+bats+(Chiroptera,+Vespertilionidae).">Seasonal dynamics in the numbers of parasitic bugs (Heteroptera, Cimicidae): a possible cause of roost switching in bats (Chiroptera, Vespertilionidae).</a> Parasitol Res. 100 (6), 1323-1330 (2007).</li><li>Thomas, I., Kihiczak, G. G., Schwartz, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bed+bug+bites:+a+review.">Bed bug bites: a review.</a> Int J Dermatol. 43 (6), 430-433 (2004).</li><li>Anderson, A. L., Leffler, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bed+bug+infestations+in+the+news:+a+picture+of+an+emerging+public+health+problem+in+the+United+States.">Bed bug infestations in the news: a picture of an emerging public health problem in the United States.</a> J Environ Health. 70 (9), 24-27 (2008).</li><li>Boase, C., Robinnson, W., Bajomi, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bed+bugs+(Hemiptera:+Cimicidae):+an+evidence-based+analysis+of+the+current+situation.">Bed bugs (Hemiptera: Cimicidae): an evidence-based analysis of the current situation.</a> Sixth international conference on urban pests. OOK-Press Kft. , (2008).</li><li>Doggett, S. L., Geary, M. J., Russell, R. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+Resurgence+of+bed+bugs+in+Australia:+with+notes+on+their+ecology+and+control.">The Resurgence of bed bugs in Australia: with notes on their ecology and control.</a> Environ Health. 4 (2), 30-38 (2004).</li><li>Ter Poorten, M. C., Prose, N. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+return+of+the+common+bedbug.">The return of the common bedbug.</a> Pediatr Dermatol. 22 (3), 183-187 (2005).</li><li>Yoon, K. S., Kwon, D. H., Strycharz, J. P., Craig, S., Lee, S. H., Clark, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Biochemical+and+molecular+analysis+of+deltamethrin+resistance+in+the+common+bed+bug+(Hemiptera:+Cimicidae).">Biochemical and molecular analysis of deltamethrin resistance in the common bed bug (Hemiptera: Cimicidae).</a> J Med Entomol. 45 (6), 1092-1101 (2008).</li><li>Wang, L., Xu, Y., Zeng, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Resurgence+of+bed+bugs+(Hemiptera:+Cimicidae)+in+mainland+China.">Resurgence of bed bugs (Hemiptera: Cimicidae) in mainland China.</a> Fla Entomol. 96 (1), 131-136 (2013).</li><li>Haynes, K. F., Potter, M. F., Ishaaya, I., Palli, S. R., Horowitz, A. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Recent+progress+in+bed+bug+management.">Recent progress in bed bug management.</a> Advanced technologies for managing insect pests. , 269-278 (2013).</li><li>Carey, A. F., Carlson, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Insect+olfaction+from+model+systems+to+disease+control.">Insect olfaction from model systems to disease control.</a> Proc Natl Acad Sci. 108 (32), 12987-12995 (2011).</li><li>Leal, W. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Odorant+reception+in+insects:+roles+of+receptors,+binding+proteins,+and+degrading+enzymes.">Odorant reception in insects: roles of receptors, binding proteins, and degrading enzymes.</a> Annu Rev Entomol. 58, 373-391 (2013).</li><li>Den Otter, C. J., Behan, M., Maes, F. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Single+cell+response+in+female+Pieris+brassicae.+(Lepidoptera:+Pieridae)+to+plant+volatiles+and+conspecific+egg+odours.">Single cell response in female Pieris brassicae. (Lepidoptera: Pieridae) to plant volatiles and conspecific egg odours.</a> J Insect Physiol. 26 (7), 465-472 (1980).</li><li>Levinson, H. Z., Levinson, A. R., Muller, B., Steinbrecht, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Structural+of+sensilla,+olfactory+perception,+and+behavior+of+the+bed+bug,+Cimex+lectularius.,+in+response+to+its+alarm+pheromone.">Structural of sensilla, olfactory perception, and behavior of the bed bug, Cimex lectularius., in response to its alarm pheromone.</a> J Insect Physiol. 20 (7), 1231-1248 (1974).</li><li>Harraca, V., Ignell, R., L&#246;fstedt, C., Ryne, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Characterization+of+the+antennal+olfactory+system+of+the+bed+bug+(Cimex+lectularius).">Characterization of the antennal olfactory system of the bed bug (Cimex lectularius).</a> Chem Senses. 35 (3), 195-204 (2010).</li><li>Liu, F., Haynes, K. F., Appel, A. G., Liu, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Antennal+olfactory+sensilla+responses+to+insect+chemical+repellents+in+the+common+bed+bug,+Cimex+lectularius.">Antennal olfactory sensilla responses to insect chemical repellents in the common bed bug, Cimex lectularius.</a> J Chem Ecol. 40 (6), 522-533 (2014).</li><li>Olson, J. F., Moon, R. D., Kells, S. A., Mesce, K. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Morphology,+ultrastructure+and+functional+role+of+antennal+sensilla+in+off-host+aggregation+by+the+bed+bug,+Cimex+lectularius.">Morphology, ultrastructure and functional role of antennal sensilla in off-host aggregation by the bed bug, Cimex lectularius.</a> Arthropod Struct Dev. 43 (2), 117-122 (2014).</li><li>Bruyne, M., Foster, K., Carlson, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Odor+coding+in+the+Drosophila+antenna.">Odor coding in the Drosophila antenna.</a> Neuron. 30 (2), 537-552 (2001).</li><li>Qiu, Y. T., Loon, J. J. A., Takken, W., Meijerink, J., Smid, H. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Olfactory+coding+in+antennal+neurons+of+the+malaria+mosquito,+Anopheles+gambiae.">Olfactory coding in antennal neurons of the malaria mosquito, Anopheles gambiae.</a> Chem Senses. 31 (9), 845-863 (2006).</li><li>Ghaninia, M., Ignell, R., Hansson, B. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Functional+classification+and+central+nervous+projections+of+olfactory+receptor+neurons+housed+in+antennal+trichoid+sensilla+of+female+yellow+fever+mosquito,+Aedes+aegypti.">Functional classification and central nervous projections of olfactory receptor neurons housed in antennal trichoid sensilla of female yellow fever mosquito, Aedes aegypti.</a> Eur J Neurosci. 26 (6), 1611-1623 (2007).</li><li>Hill, S. R., Hanson, B. S., Ignell, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Characterization+of+antennal+trichoid+sensilla+from+female+southern+house+mosquito,+Culex+quinquefasciatus+Say.">Characterization of antennal trichoid sensilla from female southern house mosquito, Culex quinquefasciatus Say.</a> Chem Senses. 34 (3), 231-252 (2009).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

Tek Sensillum Kayıt tekniği yaygın böyle bir ortamda farklı kimyasal uyaranlara meyve sinekleri, sivrisinek ve yatak böcek olarak böceklerin sinir yanıtları test kullanılmıştır. Bu kimyasal uyaranlara genellikle çözündürüldü ve işlemlerin farklı dozlarını hazırlamak için, yaygın bir çözücü içinde seyreltilir. Bununla birlikte, farklı çözücüler uyarıcılar için oldukça farklı salım oranları üretebilir. Böyle Drosophila melanogaster, anopheles gambiae, Culex quinquefasciatus ve Aedes aegypti gibi bazı yoğun çalışılan böcekler üzerinde önceki çalışmalar Bu böcekler yağ 17-20 parafin nispeten duyarsız oldukları gibi, genellikle, uyaranlara çözünmesi için çözücü olarak parafin yağı kullanılır. Parafin yağı da aynı nedenle 14, yatak böcek önceki Tek Sensillum kayıt çalışmalarında kullanılmıştır. Bununla birlikte, en yaygın olarak kullanılan çözücü, her böcek türleri için en iyisi olmayabilir. Cayatak böcek de duyarsızlık sergilemek yatak böcek, parafin yağı ve DMSO hem se, farklı çalışmalarda 14,15 uyaranlara eritmek için kullanılan, ancak DMSO içinde seyreltilmiş uyaranların aynı dozları çok güçlü sinir tepkiler gibi görünmektedir yatak hataların Sensilla. Örneğin, DMSO-eritildi R - (+) - limonen ve S - (-) - parafin yağı çözülmüş limonen yalnızca nöral karşılıklar ortaya çıkardı ise ≥70 sivri / yatak böcek duyargada Dγ Sensilla gelen sn oluşturulan sinir yanıtları limonen ≤25 sivri / Dγ Sensilla gelen sn. Sinir yanıtlarında bu azalma muhtemelen DMSO ile karşılaştırıldığında parafin yağı yavaş salma hızı, parafin yağı ile seyreltilmiş olan uyaranları oldukça yaygındır. Bu, daha yavaş salım hızı Sensillum yüzeyi üzerine verilen uyarıcı miktarını azaltır ve bazı yarı-kimyasallara böceklerin duyarlılık ile ilgili yanlış sonuç olarak meydana gelebilir. İki kritik steTek Sensillum kayıt yürütmek için ps 1) numune hazırlama ve 2) sinyal kayıt bulunmaktadır. Yatak böcek çok güçlü bacakları ve aktif hareketli antenler beri numune hazırlanması için, tüm bacakları kaldırmak ve çift taraflı bant sıkıca antenler sopa çok önemlidir. Elektrot Sensillum milin içine işaret etmek için sinyal kayıt sürecinde, bazen, positionally imkansızdır. Bu durumda, elektrot her zaman çok az arka plan gürültüsü ile bir çok temiz ve net bir sinyal verir Sensillum, arka ucunu delebilir. D ve C tipi Sensilla ev sahipliği birden nöronlar vardır gibi, SSR sırasında üretilen aksiyon potansiyellerinin genlik ve şekillerine göre bireysel nöronlar ayırt etmek genellikle zordur. Ancak, aynı s tüm nöronların ateşleme kombine frekansına bağlı olarak farklı uyaranlara yatak böcek yanıtları farklılıkları görmek hala mümkünensillum. Teorik olarak, yatak böcek duyarsız ise aynı dozda zayıf stimülasyonu ile diğer uyaranlara güçlü stimülasyon ile bazı uyaranlara karşı duyarlıdır. Davranış testleri ve bu uyaranlara kendi sinir yanıt bilgilerle bütünleştirerek daha ileri çalışmalar dolayısıyla yatak böcek için ekolojik ilgili yarı-kimyasallara anlamlı bilgiler sağlayacaktır. Bu çalışmada, biz de uyaranlara farklı dozlarda koku Sensilla nöral yanıtları sınamak için SSR tekniği kullanılmıştır. Biz farklı kimyasallara yatak böceğin sinir yanıtları bir doza bağımlı desen gözlendi. Ancak, yatak böcek yaşayan karmaşık ortamı dikkate alındığında, normal bir ortamda yatak böcek tarafından karşılaşılan uçucu fiili doz çok düşük olacaktır. Bunun bir sonucu olarak, 1:10 5 v / v&#39;dir ve 1:10 4 h / h diğer kimyasallar t fazla yatak hataların biyolojik olarak anlamlı olması daha olasıdır kadar düşük dozlarda güçlü bir sinir yanıtı ortaya Semiokimyasallarşapka, sadece yüksek dozlarda işlev. Bu nedenle, düşük dozlarda hareket bu Semiokimyasallar muhtemelen olumsuz faktörleri bir dizi bulun veya önlemek için onlara yardımcı, yatak hataların kemo-alış önemli bir rol oynar ve böylece kullanım için yatak hata cezbedici veya kovucular vaat taramasında yararlı rehberlik sağlayacak laboratuvar ve saha deneyleri hem.

Geçici ektoparazit olarak, onların hayatta kalma, gelişme ve üreme, insan ve hayvanlarda 1,2 de dahil olmak konaklardan kan kaynakları gerektiren anlamına gelir yükümlü kan emici böcek olduğunu,: ortak yatak böcek Cimex L (Cimicidae Hemiptera) lectularius. Virüs iletim nadiren C&#39;ye bağlı bildirilmiş olmasına rağmen lectularius, bir istila tarafından oluşturulan ısırma sıkıntı ciddi fiziksel ve psikolojik 3 ana etkiler. Tanıtım ve kimyasal böcek ilaçlarının yaygın kullanımı, özellikle DDT, salgınlar riskini düşürdü ve 1950&#39;lerde istilası sonunda artık ciddi bir halk endişe vardı böyle düşük bir düzeyde idi. Ancak, olası bir dizi faktöre gibi insektisit kullanımının azaltılması olarak, dünya çapında yatak böcek popülasyonunda diriliş açmıştır, kamu bilincinin bir düşüş, aktivite seyahat artmış ve böcek öldürücüler 4-9 direnç gelişimi. &lt;/ p&gt; Ortamda kimyasal ipuçları tespit edilir ve bu tür anten ve maksiller palps olarak koku organları aracılığıyla böcekler tarafından tanınır. Böcek antenler üzerinde koku Sensilla bu kimyasal ipuçlarını tespit çok önemli bir rol oynamaktadır. Kimyasal moleküller manikür yüzeyindeki gözenekler aracılığıyla antennal manikür girin. Odorant bu kimyasal moleküller antennal lenf bağlama bağlama proteinleri ve odorant reseptörlerinin 10 üzerine taşırlar. Koku reseptörleri ve bu kimyasal moleküller kez depolarize olacak nöral membran üzerinde seçici olmayan katyon iyon kanalının, kendi eş-reseptör odorant reseptörlerinin 11 tarafından tanınır. Tek Sensillum kayıt (SSR), kimyasal ya da kimyasal olmayan uyaranlara ya uygulamadan kaynaklanan aksiyon potansiyeli dışı değişikliği algılamak için geliştirilmiştir. Sensillum lenf ve bir referans elektrotu bir kayıt elektrot konması ileinsektisidin (genellikle göz bileşiminin ya da karın) bazı diğer parça içine, uyarıcıya tepki nöronların ateşleme hızı 12 kaydedilebilir. Sivri uçların sayısında değişiklikler belirli bir uyarana karşı böcek hassasiyetini temsil etmektedir. Farklı kimlikler ve konsantrasyon kimyasal uyaranlara farklı ateşleme oranları ve temporal yapıları, farklı nöral tepkiler olacak ve böylece belirli kimyasallara böceğin kodlama sürecini araştırmak için kullanılabilir. Dokuz yivli peg C Sensilla, 29 saç benzeri E (E1 ve E2) Sensilla ve bir çift Dα, Dβ, Dγ pürüzsüz PEG her: Ortak yatak böcek için, hem de cinsel form antenler üzerindeki koku Sensilla aynı desen paylaşan Sensilla 13,14. Birden çok nöronlar Sensillum her tür tespit edilmiş olarak, bu aynı Sensillum yer farklı nöronlardan aksiyon potansiyelleri ayırt etmek kolay değildir, bu deney için çok totaaksiyon potansiyellerinin l numaraları önce ve stimülasyon sonrasında 500 milisaniye süre için off-line sayılmıştır. Stimülasyon sonrasında aksiyon potansiyelinin sayısı daha sonra stimülasyon öncesi aksiyon potansiyeli sayısından çıkarılır ve ikinci 15 başak her ayrı Sensillum ateşleme hızı değişiklikleri ölçmek üzere iki ile çarpılır.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="1064">
	<tbody>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:299px;">Tungsten wire</td>
			<td style="width:139px;">A-M SYSTEMS</td>
			<td style="width:117px;">#716500</td>
			<td style="width:511px;">Used for preparing the electrode</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">KNO2</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>#310484</td>
			<td>Used for sharpening the tungsten wire</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">AC Power Supply</td>
			<td>BK Precision</td>
			<td>1653A</td>
			<td>Providing the voltage in sharpening the tungsten wire</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Leica Z6 APO Microscope</td>
			<td>Leica</td>
			<td>10447424</td>
			<td>Used for observing the sensilla on antennae</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Simulus controller</td>
			<td>Syntech</td>
			<td>CS-55</td>
			<td>Used for controlling the stimulus application</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">4-Channel USB Acquisition Controller</td>
			<td>Syntech</td>
			<td>IDAC-4</td>
			<td>Real-time on screen display of all signals before and during recording</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Light Source</td>
			<td>SCHOTT</td>
			<td>A20500</td>
			<td>Providing light sources for observation</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Micromanupulator</td>
			<td>Leica</td>
			<td>115378</td>
			<td>Used for minor movement of electrode</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Speaker</td>
			<td>Juster</td>
			<td>95a</td>
			<td>Connected with Acquisition Controller IDAC-4 and providing sound for the signal</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Magnetic stand</td>
			<td>Narishige</td>
			<td>GJ-1</td>
			<td>Used to hold the reference electrode, stablized bed bug and stimulus delivery tube</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">TMC Vibration Isolation Table</td>
			<td>TMC</td>
			<td>63-500</td>
			<td>Used for isolating the vibration from the equipments</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Coverslip</td>
			<td>Tedpella</td>
			<td>2225-1</td>
			<td>Used for holding the bed bug</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Double-sided Tape</td>
			<td>3M</td>
			<td>XT6110</td>
			<td>Used for stablizing the bed bug on the coverclip</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Dental Wax</td>
			<td>Dentakit</td>
			<td>DK-R012</td>
			<td>Used for supporting the coverclip where bed bug is stablized&#160;</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

using single sensillum recording to detect olfactory neuron responses of bed bugs to semiochemicals

Böcek koku alma sistemi ortamında Semiokimyasallar saptanmasında önemli bir rol oynar. Özellikle, içinde tek ya da çok nöronları ev anten Sensilla, kimyasal uyaranlara yanıt büyük bir katkıda bulunmak kabul edilir. Şirketinden uyaranlara maruz kaldıktan sonra koku Sensillum eylem potansiyeli kaydedilmesiyle tek Sensillum kaydı (SSR) tekniği kimyasal uyaranlara böceklerin sinir yanıtları araştırmak için güçlü bir yaklaşım sağlamaktadır. Bir azılı insan parazit bed bug için, koku Sensillum birden fazla türde karakterize edilmiştir. Bu çalışmada, iki kimyasal uyaranlara ve SSR yöntemi kullanılarak bunlardan biri doza bağımlı yanıtlara bed bug koku Sensilla nöral yanıtları gösterdi. Bu yaklaşım, devel için değerli bilgiler sağlayacaktır bed bug koku Sensilla bireysel kimyasal uyaranlara, erken tarama yapmak için araştırmacılar sağlarYeni yatak hata cezbedicilerde veya kovucular ve faydaları yatak böcek kontrolü çabalarının bir opment.

Tek Sensillum kayıt böcek kimyasal ekoloji ve nöral fizyoloji çalışmalarında kullanılan güçlü bir araştırma tekniğidir. Farklı uçucu bileşiklerin, düşünce özellikle böceklerin sinir tepkileri araştıran böceklerin hayatta kalma ve gelişme ekolojik ilgili olmak değil, sadece bize böcek koku alma sürecine çok değerli anlayışlar verir, ama aynı zamanda potansiyel olarak yol açabilecek umut verici yeni yollar açılıyor Haşere kontrolü için yeni ve faydalı reaktiflerin gelişimi. Ortak yatak hata, bir azılı kentsel zararlı olarak kesinlikle pek çok araştırmacının ilgisini çekmiştir. Yatak böcek ilgili çeşitli çalışma alanları arasında, onların olfaction mekanizması yatak hataların kimyasal ekolojisi için büyük önem taşımaktadır. Daha önceki çalışmalar açıkça miktar ve yatak koku Sensillum farklı türde dağıtım tanımlamışlardırböcek anteni. Şekil 2A&#39;da gösterildiği gibi, yatak böcek anten dört segment (SC, PE, F1 ve F2) sahiptirler. Koku Sensilla çoğunluğu 2 flagellum&#39;un (F2) arka ucunda sunulan, ancak kendi dağıtım her tür için belirgin farklı olduğunu vardır: D Sensilla, yani Dα, Dβ ve Dγ, sadece iç kenarı boyunca yer almaktadır antenin (Şekil 2C), C ve E (E1 ve E2) Sensilla anten (Şekil 2B) her iki tarafına da karşımıza çıkmaktadır. Bu nedenle, D Sensilla nöral yanıtın kaydedilmesini sağlamak üzere, anten dikkatli pozisyon gereklidir. Bed bug payı cinsel formları hem beri Sensilla türlerinin aynı desen ve antenler iç yan bu alanı hedefleyen çok daha kolay anten ayrı ayrı Sensilla tüm farklı türde kimyasal yanıtları kaydetmek için yapar, Sensilla her türlü içerire (Şekil 3A). Tek Sensillum kayıtta, farklı koku belirgin farklı aksiyon potansiyeli tipleri ve genlikleri (Şekil 3B) ile sinir sinyalleri sergilemek Sensilla. Örneğin, E Sensilla E ya da Cı Sensilla ya göre D tipi Sensilla ev fazla nöron, bir sonucu olarak diğerlerine göre daha karmaşık bir aksiyon potansiyelleri üretirken, içinde bir veya iki nöron sahip olduğu bilinmektedir. Cı Sensilla nöral yanıtlarının genlik, diğer Sensillum türleri çok daha küçüktür. Elektrot bağlantıları kurmak edildikten sonra, her uyarıcıya Sensillum her tür sinirsel tepkileri kendi kimlik ve yoğunluğuna bağlı olarak kaydedilebilir. Yatak hataların son derece hassas olan bazı uyaranlara için, nöral yanıt stimülasyonu sona ermesinden sonra çok güçlü ve son birkaç saniye olabilir. Örneğin,% 10 oranında (+) yanıt olarak - β-pinen, yatak böcek gösterdibüyük bir ateşleme hızı (≥200 sivri / sn) ve uyarana (Şekil 4A ve B) tek başına çözücü ile kontrole kıyasla süper sürekli zamansal dinamikleri ile güçlü bir tepki. Farklı uyaranlara aynı Sensillum ve aynı uyaran farklı konsantrasyonlarda tamamen farklı nöral tepkiler olabilir oldukça farklı pişirim frekansları üretmek olasıdır. Artan Şekil 5&#39;te gösterildiği gibi, okaliptol konsantrasyonu doza bağlı bir şekilde% 10 240 sivri / sn% 0.001 30 sivri / sn ateşleme frekansları kaldırdı. <img alt="figür 1" src="/files/ftp_upload/53337/53337fig1.jpg" /> Şekil 1. yatak böcek tespit prosedürü gösteren şematik diyagramı. Bed bug banda sabit antenler ile lamel stabilize edilir. Numune daha sonra monte edilmiş manyetik kademesi üzerine yerleştirilmiştir. Örnek c yön ve yükseklikBir yatak böcek antenleri ve kayıt elektrot arasındaki uygun bir açıya ayarlanabilir. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/53337/53337fig1large.jpg" target="_blank">Bu rakamın büyük halini görmek için lütfen buraya tıklayınız.</a> <img alt="Şekil 2," src="/files/ftp_upload/53337/53337fig2.jpg" /> Bed bug antenler üzerindeki koku Sensilla Şekil 2. dağılımı. Bed bug antenin (A) Tarama Elektrot Mikroskobu (SEM) görüntüsü. Anten, dört kesimi vardır, Sculpus (SC), Pedecel (PE), birinci flagellum (F1) ve ikinci flagellum (F2). Birkaç koku Sensilla da bed bug 16 çekiş feromon algılama fonksiyonlarına ilişkili olduğu düşünülmektedir F1, bulunan olmasına rağmen koku Sensilla çoğu, F2 bulunur. C ve E olfac evler (B) F2 dış tarafına bir SEM görüntüsü,Tory Sensilla. (C) koku Sensilla tüm farklı ev bulundu F2 iç tarafında, bir SEM görüntüsü: D (Dα, Dβ, Dγ), C ve E <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/53337/53337fig2large.jpg" target="_blank">bu rakamın büyük halini görmek için tıklayınız .</a> <img alt="Şekil 3," src="/files/ftp_upload/53337/53337fig3.jpg" /> Şekil yatak böcek antenler üzerindeki koku Sensilla farklı türde 3. Tipik sinir sinyalleri. Bed bug antenler üzerindeki koku Sensillum her tür (A) Yüksek çözünürlüklü SEM resimleri. (B) bir uyarıcıya maruz kalmadan önce, farklı koku Sensilla tipik nöral sinyaller. Birden fazla koku alma duyu nöronları ev Dα, Dβ, Dγ ve C Sensilla, (OSNs) E1 ve E2 Sensilla, birlikte daha sergi daha karmaşık aksiyon potansiyelleribir ya da iki OSNs ntain. C Sensilla aksiyon potansiyellerinin genlikleri diğer Sensillum türlerinde çok daha küçüktür. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/53337/53337fig3large.jpg" target="_blank">Bu rakamın büyük halini görmek için lütfen buraya tıklayınız.</a> <img alt="Şekil 4," src="/files/ftp_upload/53337/53337fig4.jpg" /> Şekil 4. Örnek nöral yanıt, yatak böcek duyarlı uyarıcıya (A). Sinyal izi Tek Sensillum kayıt kontrol olarak kullanılan çözücü, bir koku Sensillum (Dγ) tipik nöral tepkisini gösteren. Sinyal izleri uyaran 0,5 saniye puf önce 1 sn başlatmak için ayarlanır. Sinyal izleri uyaran puf başlatıldıktan sonra 10 saniye boyunca kayda devam. (B) Sinyal, bir koku alma son derece güçlü nöral tepki gösteren izBotanik uyarana Sensillum (Dγ),% 10 (+) - β-pinen. (+) Ve puf sonra - β-pinen Dγ Sensillum teslim edilir, bu Sensillum içinde bulunan OSNs yüksek frekans ve uzun süreli zamansal dinamiği ile ateşlenir. Sinyal iz üstünde beyaz çubuk uyaran maruz kalmadan önce 1 sn aralığını gösterir iz üstünde kırmızı çubuk koku Sensillum üzerine uyarıcı puf teslim karşılık, ve iz üstünde siyah çubuk sona ermesinden sonra kaydedilen sinyal gösterir uyarıcı puf. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/53337/53337fig4large.jpg" target="_blank">Bu rakamın büyük halini görmek için lütfen buraya tıklayınız.</a> <img alt="Şekil 5," src="/files/ftp_upload/53337/53337fig5.jpg" /> Uyaranlara OSNs Şekil 5. Örnek doza bağımlı tepkiler. Bir örnek olarak, bir bitkisel uyaran, okaliptol kullanılmasımple, Dγ Sensilla okaliptol farklı konsantrasyonları için doza bağlı bir yanıt göstermiştir. Konsantrasyonları% 10% 0.001 arttıkça, ateşleme frekansları 240 sivri / sn 30 sivri / sn yükseldi. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/53337/53337fig5large.jpg" target="_blank">Bu rakamın büyük halini görmek için lütfen buraya tıklayınız.</a>

Watch this Scientific Journal Video about Using Single Sensillum Recording to Detect Olfactory Neuron Responses of Bed Bugs to Semiochemicals at JoVE.com

Using Single Sensillum Recording to Detect Olfactory Neuron Responses of Bed Bugs to Semiochemicals

Bed bugs rely on olfactory receptor neurons housed in their antennal olfactory sensilla to detect semiochemicals in the environment. Utilizing single sensillum recording, we demonstrate a method to evaluate bed bug response to semiochemicals and explore the coding process involved.

Semiokimyasallar için yatak hataların Koku Nöron Cevapları Algılama Tek Sensillum Kaydı Kullanma

The insect olfactory system plays an important role in detecting semiochemicals in the environment. In particular, the antennal sensilla which house ...

using-single-sensillum-recording-to-detect-olfactory-neuron-responses

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Neuroscience

9.8K Görüntüleme.  Auburn University. Bed bugs rely on olfactory receptor neurons housed in their antennal olfactory sensilla to detect semiochemicals in the environment. Utilizing single sensillum recording, we demonstrate a method to evaluate bed bug response to semiochemicals and explore the coding process involved.

Video: Using Single Sensillum Recording to Detect Olfactory Neuron Responses of Bed Bugs to Semiochemicals

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed in sensory hairs called sensilla, which cover the surface of olfactory organs. The surface of each sensillum is covered with tiny pores, through which odorants pass and dissolve in a fluid called sensillum lymph, which bathes the sensory dendrites of the OSNs housed in a given sensillum. The OSN dendrites express odorant receptor (OR) proteins, which in insects function as odor-gated ion channels4, 5. The interaction of odorants with ORs either increases or decreases the basal firing rate of the OSN. This neuronal activity in the form of action potentials embodies the first representation of the quality, intensity, and temporal characteristics of the odorant6, 7.
Given the easy access to these sensory hairs, it is possible to perform extracellular recordings from single OSNs by introducing a recording electrode into the sensillum lymph, while the reference electrode is placed in the lymph of the eye or body of the insect. In Drosophila, sensilla house between one and four OSNs, but each OSN typically displays a characteristic spike amplitude. Spike sorting techniques make it possible to assign spiking responses to individual OSNs. This single sensillum recording (SSR) technique monitors the difference in potential between the sensillum lymph and the reference electrode as electrical spikes that are generated by the receptor activity on OSNs1, 2, 8. Changes in the number of spikes in response to the odorant represent the cellular basis of odor coding in insects. Here, we describe the preparation method currently used in our lab to perform SSR on Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae, and show representative traces induced by the odorants in a sensillum-specific manner.

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

Electrophysiological responses of olfactory sensory neurons to odorants can be measured in insects using single sensillum recordings. In this video article we will demonstrate how to perform single sensillum recordings in the antennae of the vinegar fly (Drosophila melanogaster) and the maxillary palps of the malaria mosquito (Anopheles gambiae).

Böcekler Tek Sensillum Kayıtlar Drosophila melanogaster Ve Anofel gambiae</em

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed ...

Nörobilim

Analyzing Responses of Mouse Olfactory Sensory Neurons Using the Air-phase Electroolfactogram Recording

Animals depend on olfaction for many critical behaviors, such as finding food sources, avoiding predators, and identifying conspecifics for mating and other social interactions. The electroolfactogram (EOG) recording is an informative, easy to conduct, and reliable method to assay olfactory function at the level of the olfactory epithelium. Since the 1956 description of the EOG by Ottoson in frogs1, the EOG recording has been applied in many vertebrates including salamanders, rabbits, rats, mice, and humans (reviewed by Scott and Scott-Johnson, 2002, ref. 2). The recent advances in genetic modification in mice have rekindled interest in recording the EOG for physiological characterization of olfactory function in knock-out and knock-in mice. EOG recordings have been successfully applied to demonstrate the central role of olfactory signal transduction components3-8, and more recently to characterize the contribution of certain regulatory mechanisms to OSN responses9-12.
Odorant detection occurs at the surface of the olfactory epithelium on the cilia of OSNs, where a signal transduction cascade leads to opening of ion channels, generating a current that flows into the cilia and depolarizes the membrane13. The EOG is the negative potential recorded extracellularly at the surface of the olfactory epithelium upon odorant stimulation, resulting from a summation of the potential changes caused by individual responsive OSNs in the recording field2. Comparison of the amplitude and kinetics of the EOG thus provide valuable information about how genetic modification and other experimental manipulations influence the molecular signaling underlying the OSN response to odor. 
Here we describe an air-phase EOG recording on a preparation of mouse olfactory turbinates. Briefly, after sacrificing the mouse, the olfactory turbinates are exposed by bisecting the head along the midline and removing the septum. The turbinate preparation is then placed in the recording setup, and a recording electrode is placed at the surface of the olfactory epithelium on one of the medial turbinates. A reference electrode is electrically connected to the tissue through a buffer solution. A continuous stream of humidified air is blown over the surface of the epithelium to keep it moist. The vapor of odorant solutions is puffed into the stream of humidified air to stimulate the epithelium. Responses are recorded and digitized for further analysis.

The electroolfactogram (EOG) recording is an informative, easy-to-conduct, and reliable way of assessing olfactory function at the level of the olfactory epithelium. This protocol describes a recording setup, mouse tissue preparation, data collection, and basic data analysis.

Hava-faz Electroolfactogram Kayıt Fare Koku Duyu Nöronlar analizi Yanıtları

Animals depend on olfaction for many critical behaviors, such as finding food sources, avoiding predators, and identifying conspecifics for mating and ...

Recording Behavioral Responses to Reflection in Crayfish

Social behavior depends on sensory input from the visual, mechanical and olfactory systems. One important issue concerns the relative roles of each sensory modality in guiding behavior. The role of visual inputs has been examined by isolating visual stimuli from mechanical and chemosensory stimuli. In some studies (Bruski &amp; Dunham, 1987: Delgado-Morales et al., 2004) visual inputs have been removed with blindfolds or low light intensity, and effects of remaining sensory modalities have been elucidated. An alternative approach is to study the effects of visual inputs in the absence of any appropriate mechanical and chemosensory cues. This approach aims to identify the exclusive role of visual inputs. 
We have used two methods to provide visual stimuli to crayfish without providing chemical and mechanical cues. In one method, crayfish are videotaped in an aquarium where half of the walls are covered in mirrors to provide a reflective environment, and the other half are covered in a non-reflective (matte finish) plastic. This gives the crayfish a choice between reflective and non-reflective environments. The reflective environment provides visual cues in the form of reflected images of the crayfish as it moves throughout half of the tank; these visual cues are missing from the non-reflective half of the tank. An alternative method is to videotape the behavior of crayfish in an aquarium separated by a smaller chamber at each end, with a crayfish in one small chamber providing visual cues and an inert object in the opposite small chamber providing visual input from a non-moving, non-crayfish source. 
Our published results indicate that responses of crayfish to the reflective environment depend on socialization and dominance rank. Socialized crayfish spent more time in the reflective environment and exhibited certain behaviors more frequently there than in the non-reflective environment; isolated crayfish showed no such differences. Crayfish that were housed in same-sex pairs developed a social rank of either dominant or subordinate. Responses to reflection differed between dominant and subordinate crayfish (May &amp; Mercier, 2006; May &amp; Mercier, 2007). Dominant crayfish spent more time on the reflective side, entered reflective corners more frequently and spent more time in reflective corners compared to the non-reflective side. Subordinate crayfish walked in reverse more often on the reflective side than on the non-reflective side. Preliminary data suggest similar effects from visual cues provided by a crayfish in a small adjoining chamber (May et al., 2008).

We have developed two methods for studying effects of visual cues on behavior in the absence of tactile and chemical cues. One method involves videotaping responses of crayfish to reflective walls in an aquarium; the other examines effects of visual inputs provided by a live crayfish behind a transparent partition.

Kerevit Yansıma Davranış Yanıtları kaydedilmesi

Social behavior depends on sensory input from the visual, mechanical and olfactory systems.  One important issue concerns the relative roles of each ...

Using a Comparative Species Approach to Investigate the Neurobiology of Paternal Responses

A goal of behavioral neuroscience is to identify underlying neurobiological factors that regulate specific behaviors. Using animal models to accomplish this goal, many methodological strategies require invasive techniques to manipulate the intensity of the behavior of interest (e.g., lesion methods, pharmacological manipulations, microdialysis techniques, genetically-engineered animal models). The utilization of a comparative species approach allows researchers to take advantage of naturally occurring differences in response strategies existing in closely related species. In our lab, we use two species of the Peromyscus genus that differ in paternal responses. The male California deer mouse (Peromyscus californicus) exhibits the same parental responses as the female whereas its cousin, the common deer mouse (Peromyscus maniculatus) exhibits virtually no nurturing/parental responses in the presence of pups. Of specific interest in this article is an exploration of the neurobiological factors associated with the affiliative social responses exhibited by the paternal California deer mouse. Because the behavioral neuroscience approach is multifaceted, the following key components of the study will be briefly addressed: the identification of appropriate species for this type of research; data collection for behavioral analysis; preparation and sectioning of the brains; basic steps involved in immunocytochemistry for the quantification of vasopressin-immunoreactivity; the use of neuroimaging software to quantify the brain tissue; the use of a microsequencing video analysis to score behavior and, finally, the appropriate statistical analyses to provide the most informed interpretations of the research findings.

The comparative species approach allows behavioral neuroscientists to explore various neurobiological factors associated with specific behaviors viewed as characteristic of a specific animal model. Taking advantage of naturally occurring differences in behavior between closely related species, this technique doesn&#x2019;t require invasive techniques to manipulate the expression of the behavior.

Baba Yanıtları Nörobiyoloji incelenmesi Karşılaştırmalı Türlerin Yaklaşım

A goal of behavioral neuroscience is to identify underlying neurobiological factors that regulate specific behaviors.  Using animal models to accomplish ...

Odorant-induced Responses Recorded from Olfactory Receptor Neurons using the Suction Pipette Technique

Animals sample the odorous environment around them through the chemosensory systems located in the nasal cavity. Chemosensory signals affect complex behaviors such as food choice, predator, conspecific and mate recognition and other socially relevant cues. Olfactory receptor neurons (ORNs) are located in the dorsal part of the nasal cavity embedded in the olfactory epithelium. These bipolar neurons send an axon to the olfactory bulb (see Fig. 1, Reisert &amp; Zhao1, originally published in the Journal of General Physiology) and extend a single dendrite to the epithelial border from where cilia radiate into the mucus that covers the olfactory epithelium. The cilia contain the signal transduction machinery that ultimately leads to excitatory current influx through the ciliary transduction channels, a cyclic nucleotide-gated (CNG) channel and a Ca2+-activated Cl- channel (Fig. 1). The ensuing depolarization triggers action potential generation at the cell body2-4.
In this video we describe the use of the "suction pipette technique" to record odorant-induced responses from ORNs. This method was originally developed to record from rod photoreceptors5 and a variant of this method can be found at jove.com modified to record from mouse cone photoreceptors6. The suction pipette technique was later adapted to also record from ORNs7,8. Briefly, following dissociation of the olfactory epithelium and cell isolation, the entire cell body of an ORN is sucked into the tip of a recording pipette. The dendrite and the cilia remain exposed to the bath solution and thus accessible to solution changes to enable e.g. odorant or pharmacological blocker application. In this configuration, no access to the intracellular environment is gained (no whole-cell voltage clamp) and the intracellular voltage remains free to vary. This allows the simultaneous recording of the slow receptor current that originates at the cilia and fast action potentials fired by the cell body9. The difference in kinetics between these two signals allows them to be separated using different filter settings. This technique can be used on any wild type or knockout mouse or to record selectively from ORNs that also express GFP to label specific subsets of ORNs, e.g. expressing a given odorant receptor or ion channel.

Olfactory receptor neurons (ORNs) convert odor signals first into a receptor current that in turn triggers action potentials that are conveyed to second order neurons in the olfactory bulb. Here we describe the suction pipette technique to record simultaneously the odorant-induced receptor current and action potentials from mouse ORNs.

Emme Pipet Tekniği kullanılarak Olfaktör Reseptör Nöronlar Kaydedilmiş odorant bağlı Cevapları

Animals sample the odorous environment around them through the chemosensory systems located in the nasal cavity. Chemosensory signals affect complex ...

Multi-unit Recording Methods to Characterize Neural Activity in the Locust (Schistocerca Americana) Olfactory Circuits

Detection and interpretation of olfactory cues are critical for the survival of many organisms. Remarkably, species across phyla have strikingly similar olfactory systems suggesting that the biological approach to chemical sensing has been optimized over evolutionary time1. In the insect olfactory system, odorants are transduced by olfactory receptor neurons (ORN) in the antenna, which convert chemical stimuli into trains of action potentials. Sensory input from the ORNs is then relayed to the antennal lobe (AL; a structure analogous to the vertebrate olfactory bulb). In the AL, neural representations for odors take the form of spatiotemporal firing patterns distributed across ensembles of principal neurons (PNs; also referred to as projection neurons)2,3. The AL output is subsequently processed by Kenyon cells (KCs) in the downstream mushroom body (MB), a structure associated with olfactory memory and learning4,5. Here, we present electrophysiological recording techniques to monitor odor-evoked neural responses in these olfactory circuits.
First, we present a single sensillum recording method to study odor-evoked responses at the level of populations of ORNs6,7. We discuss the use of saline filled sharpened glass pipettes as electrodes to extracellularly monitor ORN responses. Next, we present a method to extracellularly monitor PN responses using a commercial 16-channel electrode3. A similar approach using a custom-made 8-channel twisted wire tetrode is demonstrated for Kenyon cell recordings8. We provide details of our experimental setup and present representative recording traces for each of these techniques.

Multi-unit Recording Methods to Characterize Neural Activity in the Locust Schistocerca Americana Olfactory Circuits

We demonstrate variations of the extracellular multi-unit recording technique to characterize odor-evoked responses in the first three stages of the invertebrate olfactory pathway. These techniques can easily be adapted to examine ensemble activity in other neural systems as well.

Locust Sinir Aktivitesi Karakterize Multi-ünite Kayıt Yöntemleri (<em&gt; Schistocerca Americana</em&gt;) Olfaktör Devreler

Detection and interpretation of olfactory cues are critical for the survival  of many organisms. Remarkably, species across phyla have strikingly similar ...

A Guide to In vivo Single-unit Recording from Optogenetically Identified Cortical Inhibitory Interneurons

A major challenge in neurophysiology has been to characterize the response properties and function of the numerous inhibitory cell types in the cerebral cortex. We here share our strategy for obtaining stable, well-isolated single-unit recordings from identified inhibitory interneurons in the anesthetized mouse cortex using a method developed by Lima and colleagues1. Recordings are performed in mice expressing Channelrhodopsin-2 (ChR2) in specific neuronal subpopulations. Members of the population are identified by their response to a brief flash of blue light. This technique &#8211; termed &#8220;PINP&#8221;, or Photostimulation-assisted Identification of Neuronal Populations &#8211; can be implemented with standard extracellular recording equipment. It can serve as an inexpensive and accessible alternative to calcium imaging or visually-guided patching, for the purpose of targeting extracellular recordings to genetically-identified cells. Here we provide a set of guidelines for optimizing the method in everyday practice. We refined our strategy specifically for targeting parvalbumin-positive (PV+) cells, but have found that it works for other interneuron types as well, such as somatostatin-expressing (SOM+) and calretinin-expressing (CR+) interneurons.

A Guide to In vivo Single-unit Recording from Optogenetically Identified Cortical Inhibitory Interneurons

Here we describe our strategy for obtaining stable, well-isolated single-unit recordings from identified inhibitory interneurons in the anesthetized mouse cortex. Neurons expressing ChR2 are identified by their response to blue light. The method uses standard extracellular recording equipment, and serves as an inexpensive alternative to calcium imaging or visually-guided patching.

A Guide<em&gt; In vivo</emOptogenetically Belirlenen Kortikal inhibitör dan&gt; Tek birim Kayıt

A major challenge in neurophysiology has been to characterize the response properties and function of the numerous inhibitory cell types in the cerebral ...

Electrophysiological Method for Recording Intracellular Voltage Responses of Drosophila Photoreceptors and Interneurons to Light Stimuli In Vivo

Voltage responses of insect photoreceptors and visual interneurons can be accurately recorded with conventional sharp microelectrodes. The method described here enables the investigator to measure long-lasting (from minutes to hours) high-quality intracellular responses from single Drosophila R1-R6 photoreceptors and Large Monopolar Cells (LMCs) to light stimuli. Because the recording system has low noise, it can be used to study variability among individual cells in the fly eye, and how their outputs reflect the physical properties of the visual environment. We outline all key steps in performing this technique. The basic steps in constructing an appropriate electrophysiology set-up for recording, such as design and selection of the experimental equipment are described. We also explain how to prepare for recording by making appropriate (sharp) recording and (blunt) reference electrodes. Details are given on how to fix an intact fly in a bespoke fly-holder, prepare a small window in its eye and insert a recording electrode through this hole with minimal damage. We explain how to localize the center of a cell's receptive field, dark- or light-adapt the studied cell, and to record its voltage responses to dynamic light stimuli. Finally, we describe the criteria for stable normal recordings, show characteristic high-quality voltage responses of individual cells to different light stimuli, and briefly define how to quantify their signaling performance. Many aspects of the method are technically challenging and require practice and patience to master. But once learned and optimized for the investigator's experimental objectives, it grants outstanding in vivo neurophysiological data.

Electrophysiological Method for Recording Intracellular Voltage Responses of Drosophila Photoreceptors and Interneurons to Light Stimuli In Vivo

Sharp microelectrodes enable accurate electrophysiological characterization of photoreceptor and visual interneuron output in living Drosophila. Here we show how to use this method to record high-quality voltage responses of individual cells to controlled light stimulation. This method is ideal for studying neural information processing in insect compound eyes.

Recording Hücre içi Gerilim Yanıtları için Elektrofizyolojik Yöntem<em&gt; Drosophila</em&gt; Işık Uyaranların için Fotoreseptörler ve internöronlar<em&gt; İn Vivo</em

Voltage responses of insect photoreceptors and visual interneurons can be accurately recorded with conventional sharp microelectrodes. The method ...

A Free-breathing fMRI Method to Study Human Olfactory Function

The study of human olfaction is a highly complex and valuable field with applications ranging from biomedical research to clinical evaluation. Currently, evaluation of the functions of the human central olfactory system with functional magnetic resonance imaging (fMRI) is still a challenge because of several technical difficulties. There are some significant variables to take into account when considering an effective method for mapping the function of the central olfactory system using fMRI, including proper odorant selection, the interaction between odor presentation and respiration, and potential anticipation of or habituation to odorants. An event-related, respiration-triggered olfactory fMRI technique can accurately administer odorants to stimulate the olfactory system while minimizing potential interference. It can effectively capture the precise onsets of fMRI signals in the primary olfactory cortex using our data post-processing method. The technique presented here provides an efficient and practical means for generating reliable olfactory fMRI results. Such a technique can ultimately be applied in the clinical realm as a diagnostic tool for diseases associated with olfactory degeneration, including Alzheimer&#39;s and Parkinson&#39;s disease, as we begin to further understand the complexities of the human olfactory system.

We present the technical challenges and solutions for obtaining reliable functional magnetic resonance imaging (fMRI) data from the human central olfactory system. This includes special considerations in olfactory fMRI paradigm design, descriptions of fMRI data acquisition with an MRI-compatible olfactometer, odorant selection, and a special software tool for data post-processing.

İnsanın Koku Fonksiyonunu İncelemek İçin Free-breathing fMRI Yöntemi

The study of human olfaction is a highly complex and valuable field with applications ranging from biomedical research to clinical evaluation. Currently, ...

Tracking Drosophila Larval Behavior in Response to Optogenetic Stimulation of Olfactory Neurons

The ability of insects to navigate toward odor sources is based on the activities of their first-order olfactory receptor neurons (ORNs). While a considerable amount of information has been generated regarding ORN responses to odorants, the role of specific ORNs in driving behavioral responses remains poorly understood. Complications in behavior analyses arise due to different volatilities of odorants that activate individual ORNs, multiple ORNs activated by single odorants, and the difficulty in replicating naturally observed temporal variations in olfactory stimuli using conventional odor-delivery methods in the laboratory. Here, we describe a protocol that analyzes Drosophila larval behavior in response to simultaneous optogenetic stimulation of its ORNs. The optogenetic technology used here allows for specificity of ORN activation and precise control of temporal patterns of ORN activation. Corresponding larval movement is tracked, digitally recorded, and analyzed using custom written software. By replacing odor stimuli with light stimuli, this method allows for a more precise control of individual ORN activation in order to study its impact on larval behavior. Our method could be further extended to study the impact of second-order projection neurons (PNs) as well as local neurons (LNs) on larval behavior. This method will thus enable a comprehensive dissection of olfactory circuit function and complement studies on how olfactory neuron activities translate in to behavior responses.

Tracking Drosophila Larval Behavior in Response to Optogenetic Stimulation of Olfactory Neurons

This protocol analyzes navigational behavior of Drosophila larva in response to simultaneous optogenetic stimulation of its olfactory neurons. Light of 630 nm wavelength is used to activate individual olfactory neurons expressing a red-shifted channel rhodopsin. Larval movement is simultaneously tracked, digitally recorded, and analyzed using custom-written software.