Biz yönteminin kurulması sırasında yararlı tartışmalar için Manfred Heckmann teşekkür ederim. Ayrıca, biz video üreten destek için teknik yardım ve Frank Schubert Claudia Sommer teşekkür ederim. 01EO1002 ve Jena Üniversitesi Hastanesi Klinik Araştırma Disiplinlerarası Merkezi (IZKF): iş Federal Eğitim ve Araştırma Bakanlığı (BMBF), Almanya, FKZ tarafından desteklenmiştir.

Aşağıdaki protokolde belirtilen tüm deneysel prosedürleri Thüringen devlet yetkilileri (Thüringer Landesamt für Verbraucherschutz, Reg.-Nr. 02-044/12) tarafından onaylanmıştır. 1.. Deney için hazırlıklar <ol><li> Emme elektrot İmalatı <ol><li> Örneğin bir standart yama elektrot bir mikropipet çektirmesi ile standart borosilikat cam kılcal kullanarak bir mikropipet çekin. </li><li> Fren bir elmas dosyasını kullanarak (dorsal kökler çapından biraz daha büyük) 0.5-1 mm çaplı ucuna elektrot. </li><li> Isı lehçe bu standart bir laboratuvar meşale içeri emilir zaman dorsal kök zarar olmayacak şekilde uç uygun olacaktır. </li><li> Negatif basınç uygulanabilir, üzerinden bir şırıngaya bağlanmış bir elektrod tutucuya cam filament monte edin. </li></ol></li><li> Çözeltilerin hazırlanması <ol><li> Fareler için enjeksiyon anestezi: 0.75 ml ketamin 10% karıştırın, 0.24 ml% 2 ksilazin and 5 ml% 0.9 tuzlu su. Çözeltinin 10 ul / g vücut ağırlığı (BW) (ip), periton içinden enjekte edilecektir. </li><li> Yapay beyin omurilik sıvısı (CSF), KCI 3, KH 2 PO 4 1.25, MgSO 4 • H2O 2, 3 25 NaHCO; CaCl2 2; D-NaCl 134: iki kere damıtılmış su içinde (mM olarak) şu tuzları seyreltin 10, glikoz. % 0.003 &#39;lik bir son konsantrasyona kadar, H 2 O 2 ekleyin. Her zaman taze hazırlanan solüsyonu kullanın. </li></ol></li><li> Kayıt kurulum hazırlanması (Şekil 2) <ol><li> Veri sayısallaştırma için bir PC arayüzü amplifikatörü bağlayın. </li><li> PC sabit disk üzerinde bir kare darbe uyarıcı ve veri toplama tetiklemek için bir PC-tabanlı bir program veya bir analog zamanlayıcı kullanın. </li><li> Stimülasyon ve kayıt için standart cam elektrot sahiplerine bağlanan Tekrar klorid silverwires kullanın. </li><li> Bir stere etrafında sırasıyla uyarım, kayıt ve referans elektrot için üç manipülatörler arayafareler için otactic çerçeve, tüm elektrotlar daha sonra hazırlanan omuriliğe erişimi böylece. </li><li> Negatif basınç uygulamak için elma olmak üzere elektrot sahiplerine borulama ve şırınga bağlayın. </li></ol></li></ol> 2. Hayvan Deneyleri ve Kayıt Prosedürü için Hayvan Hazırlanması için Genel Yorumlar <ol><li> Ilgili kurumsal hayvan bakımı ve kullanımı komitesi kurallarına göre fareler kullanarak tüm deneyler. Hayvan acı minimize olmasını sağlamak derin anestezi altında ameliyat ve kayıtları gerçekleştirin. </li><li> (, Yukarıda tarif edildiği gibi hazırlanan solüsyonu 10 ul / g BW sırasıyla 125 mg ve ketamin ve ksilazin, g başına BW ila 8 mg), ketamin / ksilazin arasında ip enjeksiyonu ile hayvan anestezisi. Uzun süreli kayıtlar sırasında Gerekirse ilave enjeksiyonlar ip veya im yapılabilir Not: 0,05-0,1 arasında tekrarlayan im enjekte üst uyluk ketamin / ksilazin solüsyonu uygun olduğu kanıtlanmıştırkadar, 3 saat boyunca derin anestezi hayvanı korumak için. </li><li> Anestezi altında iken kuruluğunu önlemek için gözleri veteriner merhem kullanın. </li><li> Bir stereotaktik çerçeve içinde hayvanın baş düzeltmek ve deney sırasında hayvanın vücut sıcaklığını kontrol etmek için rektal prob ve refleks halkası olan bir ısıtma yastığı kullanın. Bir stereotaksik çerçeveye omurilik sabitleme gerekli değildir. </li><li> Hazırlık başlamadan önce, farelerin ayak parmakları arasında eyeblink refleks ve seğirmesi tarafından narkoz derinliğini kontrol edin. Refleksler ortadan kaldırılmalıdır. </li><li> Bir neşter kullanılarak açık bir operasyonel alanını elde etmek için bel bölgeleri alt üst torakal seviyeden omurilik üzerinde orta hat boyunca cildi açın. Cilt kesiler yapmak için makas kullanmayınız. Dikkatlice altta uzanan doku arasındaki gevşek deri. Sonraki adımlar% 0,9 tuz ile nemlendirilmiş yara tutmak sırasında. </li><li> Neşter ve makas kullanırken tendonları ve torakal seviyelere lomber vertebra iki tarafında bağ dokusu kesti. </li&gt; <li> Küçük bir cımbız kullanarak omurları etrafında spinöz süreçleri ve bağ dokusu dayanağını çıkarın. </li><li> Dikkatlice kıskaç bir mikroskop altında lomber düzeylerde (L4/L5) başlayarak ile vertebra çatlak. Vertebra ve omurilik arasındaki boşlukta çenenin ucu kıpırdamak ve dışında kemik parçaları kaldırın. Dura zarar ve omuriliğe basınç önlemek etmeyin. Hem başarısı için kritik öneme sahiptir. Bütün işlem sırasında ıslatılmış omurilik tutun. Orta torakal seviyelere devam. </li></ol> 3. Sırt Kökler ve DRP Kaydı ayıran (Şekil 2) <ol><li> Dikkatli bir bükülmüş ucu ile ince bir iğne (30 G) kullanılarak dura mater açın. Artık nemlendirilmesi için aCSF kullanın. </li><li> Ölçer kullanarak mümkün olduğunca dorsal kökleri ayırmak ve mümkün olduğunca uzak iki komşu kökleri kesmek. Güçlü ayrılması sırasında kökleri üzerinde çekme deneyi başarısını etkiler. </li><li> Do emme elektrot aşağı indirinkökleri rsal. Sıvı dorsal köklerde emmek olur mümkün olduğunca omuriliğe kadar aCSF ekleyin. </li><li> , Bir şırınga aracılığıyla negatif basınç uygulanarak bir cam pipet içine bir dorsal kök, kesilen ucu em. Gerekirse, ince bir iğne kullanılarak elektrot açıklığın önünde dorsal kök hareket ettirin. </li><li> Dorsal kök emme elektrodu içinde kuru seyrederse pipet yeterince doldurulur aCSF kadar dikkatlice emerken, ucu için bir aCSF ekleyin. </li><li> Dorsal kök emilir sonra, omurilikten elektrot ucunu yükseltmek. Özen pipet ve omurilik kısa devre kayıt / stimülasyon elektrot arasında &quot;su köprüsü&quot;. </li><li> Tekrar bir taraf bitişik kök için 3,3-3,6 adımları. </li><li> Dorsal köklerine mümkün olduğunca yakın referans elektrodu yerleştirin ve aCSF uygulayarak nemli tutmak. </li><li> Kayıt kurulum kurarak, bir kök önceden uyarılması için seçilir,Kayıt için. Ikinci dorsal kök kayıt mevcut kelepçe modunda yapılır iken gerilim adım adım artırın. Bir DRP temsil yavaş, uzun süreli yukarı sapma tarafından takip edilir kısa aşağı doğru eğilmeye fark edebilirsiniz. </li><li> (- 0.1 Hz&#39;de 30 süpürür / dorsal kök, 0,3 Hz-3 kHz arasında filtre en az 20) düzeyleri supramaksimal ve kaç silme kaydetmek için uyarıcı voltajını ayarlayın. </li><li> DRP zaman-bağımlı toplamı hakkında bilgi almak için üç uyaranlara (100 Hz) kısa trenler kaydedin. </li><li> Ek taraf kayıtlar için kayıt ve stimülasyon siteyi açın. </li><li> Hayvanlar prosedür hayatta kalmak için amaçlanmamıştır. Iken hala derin anestezi altında (ketamin / ksilizin, yukarıda bakınız 2.2 adım) başı kesilerek son kayıttan sonra hayvanlar kurban. </li></ol> 4. Veri Analizi <ol><li> Analiz programı veri aktarmak (örneğin Sigma Plot, Igor Pro veya MATLAB). </li><li> Ortalama izleri fr hesaplayınom 20-30 süpürür. </li><li> Daha fazla analiz için (Şekil 3), (DRP tepe genlik başlangıca) Voltaj sapma maksimum genliği al. </li><li> Daha sonra potansiyellerinin zamana bağlı olarak toplanır bir ölçü elde etmek için üç bakliyat ve tek bir akım sonrasında DRP zirve amplitüdünün oranını hesaplar. </li></ol>

<ol>
	<li>Eccles, J. C., Eccles, R. M., Magni, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Central+inhibitory+action+attributable+to+presynaptic+depolarization+produced+by+muscle+afferent+volleys.">Central inhibitory action attributable to presynaptic depolarization produced by muscle afferent volleys.</a> J. Physiol. 159, 147-166 (1961).</li><li>Levy, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+role+of+gaba+in+primary+afferent+depolarization.">The role of gaba in primary afferent depolarization.</a> Prog. Neurobiol. 9, 211-267 (1977).</li><li>Eccles, J. C., Magni, F., Willis, W. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Depolarization+of+central+terminals+of+Group+I+afferent+fibres+from+muscle.">Depolarization of central terminals of Group I afferent fibres from muscle.</a> J. Physiol. 160, 62-93 (1962).</li><li>Eccles, J. C., Schmidt, R., Willis, W. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pharmacological+Studies+on+Presynaptic+Inhibition.">Pharmacological Studies on Presynaptic Inhibition.</a> J. Physiol. 168, 500-530 (1963).</li><li>Maxwell, D. J., Bannatyne, B. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ultrastructure+of+muscle+spindle+afferent+terminations+in+lamina+VI+of+the+cat+spinal+cord.">Ultrastructure of muscle spindle afferent terminations in lamina VI of the cat spinal cord.</a> Brain Res. 288, 297-301 (1983).</li><li>Barber, R. P., Vaughn, J. E., Saito, K., McLaughlin, B. J., Roberts, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=GABAergic+terminals+are+presynaptic+to+primary+afferent+terminals+in+the+substantia+gelatinosa+of+the+rat+spinal+cord.">GABAergic terminals are presynaptic to primary afferent terminals in the substantia gelatinosa of the rat spinal cord.</a> Brain Res. 141, 35-55 (1978).</li><li>Wall, P. D., Lidierth, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Five+sources+of+a+dorsal+root+potential:+their+interactions+and+origins+in+the+superficial+dorsal+horn.">Five sources of a dorsal root potential: their interactions and origins in the superficial dorsal horn.</a> J. Neurophysiol. 78, 860-871 (1997).</li><li>Rudomin, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+search+of+lost+presynaptic+inhibition.">In search of lost presynaptic inhibition.</a> Exp. Brain Res. 196, 139-151 (2009).</li><li>Rudomin, P., Schmidt, R. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Presynaptic+inhibition+in+the+vertebrate+spinal+cord+revisited.">Presynaptic inhibition in the vertebrate spinal cord revisited.</a> Exp. Brain Res. 129, 1-37 (1999).</li><li>Kullmann, D. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Presynaptic,+extrasynaptic+and+axonal+GABAA+receptors+in+the+CNS:+where+and+why?.">Presynaptic, extrasynaptic and axonal GABAA receptors in the CNS: where and why?.</a> Prog. Biophys. Mol. Biol. 87, 33-46 (2005).</li><li>Hochman, S., Shreckengost, J., Kimura, H., Quevedo, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Presynaptic+inhibition+of+primary+afferents+by+depolarization:+observations+supporting+nontraditional+mechanisms.">Presynaptic inhibition of primary afferents by depolarization: observations supporting nontraditional mechanisms.</a> Ann. N.Y. Acad. Sci. 1198, 140-152 (2010).</li><li>Thompson, S. W., Wall, P. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+effect+of+GABA+and+5-HT+receptor+antagonists+on+rat+dorsal+root+potentials.">The effect of GABA and 5-HT receptor antagonists on rat dorsal root potentials.</a> Neurosci. Lett. 217, 153-156 (1996).</li><li>Enriquez-Denton, M., Manjarrez, E., Rudomin, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Persistence+of+PAD+and+presynaptic+inhibition+of+muscle+spindle+afferents+after+peripheral+nerve+crush.">Persistence of PAD and presynaptic inhibition of muscle spindle afferents after peripheral nerve crush.</a> Brain Res. 1027, 179-187 (2004).</li><li>Wall, P. D., Devor, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+effect+of+peripheral+nerve+injury+on+dorsal+root+potentials+and+on+transmission+of+afferent+signals+into+the+spinal+cord.">The effect of peripheral nerve injury on dorsal root potentials and on transmission of afferent signals into the spinal cord.</a> Brain Res. 209, 95-111 (1981).</li><li>Witschi, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Presynaptic+&#945;2-GABAA+Receptors+in+Primary+Afferent+Depolarization+and+Spinal+Pain+Control.">Presynaptic &#945;2-GABAA Receptors in Primary Afferent Depolarization and Spinal Pain Control.</a> J. Neurosci. 31, 8134-8142 (2011).</li><li>Calancie, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evidence+that+alterations+in+presynaptic+inhibition+contribute+to+segmental+hypo-+and+hyperexcitability+after+spinal+cord+injury+in.">Evidence that alterations in presynaptic inhibition contribute to segmental hypo- and hyperexcitability after spinal cord injury in.</a> 89, 177-186 (1993).</li><li>Geis, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Stiff+person+syndrome-associated+autoantibodies+to+amphiphysin+mediate+reduced+GABAergic+inhibition.">Stiff person syndrome-associated autoantibodies to amphiphysin mediate reduced GABAergic inhibition.</a> Brain. 133, 3166-3180 (2010).</li><li>Geis, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Human+IgG+directed+against+amphiphysin+induces+anxiety+behavior+in+a+rat+model+after+intrathecal+passive+transfer.">Human IgG directed against amphiphysin induces anxiety behavior in a rat model after intrathecal passive transfer.</a> J. Neural Transm. 119 (8), 981-985 (2012).</li><li>Barron, D. H., Matthews, B. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+interpretation+of+potential+changes+in+the+spinal+cord.">The interpretation of potential changes in the spinal cord.</a> J. Physiol. 92, 276-321 (1938).</li><li>Schmidt, R. F., Trautwein, W., Zimmermann, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dorsal+root+potentials+evoked+by+natural+stimulation+of+cutaneous+afferents.">Dorsal root potentials evoked by natural stimulation of cutaneous afferents.</a> Nature. 212, 522-523 (1966).</li><li>Eccles, J. C., Schmidt, R. F., Willis, W. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Presynaptic+inhibition+of+the+spinal+monosynaptic+reflex+pathway.">Presynaptic inhibition of the spinal monosynaptic reflex pathway.</a> J. Physiol. 161, 282-297 (1962).</li><li>Manjarrez, E., Rojas-Piloni, J. G., Jimenez, I., Rudomin, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Modulation+of+synaptic+transmission+from+segmental+afferents+by+spontaneous+activity+of+dorsal+horn+spinal+neurones+in+the+cat.">Modulation of synaptic transmission from segmental afferents by spontaneous activity of dorsal horn spinal neurones in the cat.</a> J. Physiol. 529 Pt 2, 445-460 (2000).</li><li>Geis, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Human+Stiff-Person+Syndrome+IgG+Induces+Anxious+Behavior+in+Rats.">Human Stiff-Person Syndrome IgG Induces Anxious Behavior in Rats.</a> PLoS One. 6, e16775 (2011).</li><li>Martinez-Gomez, J., Lopez-Garcia, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electrophysiological+and+pharmacological+characterisation+of+ascending+anterolateral+axons+in+the+in+vitro+mouse+spinal+cord.">Electrophysiological and pharmacological characterisation of ascending anterolateral axons in the in vitro mouse spinal cord.</a> J. Neurosci. Methods. 146, 84-90 (2005).</li></ol>

Yazarlar herhangi bir mali çıkarlarını beyan.

In vivo nöronal aktivite ve sinaptik potansiyellerin Ekstra ve intraselüler elektrofizyolojik kayıtlar MSS nöronal fonksiyonları ve fizyopatolojisi araştıran sanat teknikleri devlet vardır. Spinal entegrasyon motor işlev, örneğin bacak hareketi ve multimodal duyusal algı için çok önemlidir. Presinaptik inhibisyon duyusal girdilerin uygun tepkiler sağlanması bu hesap işleminde bir kritik mekanizmadır. Ia lifinden üzerinde GABAerjik sinapslar PAD motonöronlann uyarılmasını engeller. In vivo dorsal kök potansiyel kayıt doğrudan sağlam hayvanda PAD ölçmek için olasılık açılır. Bu teknik, anormal omurga inhibisyonu ağrı, omurilik yaralanması, periferik sinir hasarı, ya da iltihap gibi ilgili olduğu hastalık durumları ile ilgili araştırmalar için özellikle ilgi çekici olabilir. Genetik olarak değiştirilmiş fare modellerinin kullanımı ile birlikte bu teknik INVE güçlü olabilirstigate mekanizmaları spinal inhibisyonu rahatsız altında yatan. Burada yöntem, izole edilmiş omurilik preparatları kullanılarak farelerde DRP kayıtların alternatif formunun bazı sınırlamaları ortadan kaldırır. Yani, supraspinal ağlarına yollar korunmuş ve aynı zamanda spinal ve supraspinal nöronal aktivitenin kombine analizi mümkün olmaktadır. PAD supraspinal aktivitenin etkisi ilişkin beyin merkezlerinin paralel elektrik stimülasyonu ile araştırılabilir. Buna ek olarak, DRP periferik sinir lezyonu ya da enflamasyon hayvan modellerinde ilintili olabilir, bu, doğrudan doğruya periferik sinir stimülasyonu ile uyarılmış edilebilir. Uygun anestezi, uyanıklık ve sıcaklık kontrolü kullanarak, kayıtlar, fizyolojik koşullar altında sağlam hayvanda saat süre ile gerçekleştirilebilir. Bazı banyosunun kontrol lokal ilaç uygulaması ve perfüzyon ile ilgili sınırlı genişletmek aksine, izole edilmiş omurilik preparatlarının kullanımı ile karşılaştırıldığında, DRP in vivo olarak, bu nedenle kayıtdevrim sisi. Drugs topikal olarak uygulanabilir ama nedeniyle çevre dokuya belirsiz difüzyon, kayıt hazırlanmasında değişken çözelti değişimi ve çözeltinin miktarı, spinal kord ve kayıt site içinde ilaç konsantrasyonunu kontrol etmek mümkün değildir. Yüzey uygulaması akut etkileri incelendiğinde, bu sınırlamalar kısmen pipet aracılığıyla yerel uygulanması ile çözülebilir. Farelerin omurilik, küçük basınç ve torsiyon son derece duyarlı ve ameliyat zordur. Bu nedenle, in vivo elektrofizyoloji için fare omurilik hazırlık bazı eğitim gerekir. Bazı kritik noktalar vardır. Bu hazırlık sırasında dura mater zarar ve tercihen ya da en azından çok az basınç omurilik uygulandığında değil esastır. Omurilik muhafaza sırası ile, önce ve NaCl ve ACSF duranın açıldıktan sonra, bütün işlem sırasında ıslatılmış olması gerekir. Gürültü sinyalininDRP kayıtların oranı, ilgili dorsal kök giriş noktasına mümkün olduğu kadar yakın bir uyarıcı ve kayıt artırılabilir. Kayıt ayarları gayretli topraklama ve koruyucu belirsiz gürültüyü azaltmaya yardımcı olur, diseksiyon mikroskop lambaları kapalı ya da kayıt sırasında çıkarılmalıdır.

Presinaptik inhibisyon omurilik en güçlü önleyici mekanizmalarından biridir. Bu postsinaptik zar potansiyeli ve motor nöronlar 1-3 uyarılabilirliğini değiştirmeden monosynaptically heyecan motonöronları uyancı postsinaptik potansiyeller (EPSP) inhibe eder. Duyusal presinaptik liflerin üzerine GABAerjik axo-aksonal sinaps tarafından uyarılan primer afferent depolarization (PAD) altta yatan mekanizma 4-7 (ayrıca Figure1A bakınız). Bu sinapsların GABA A ve GABA B-reseptörleri (GABA A R ve GABA B R) içerir. GABA A R aktivitesi nedeniyle lokal iyon dağılımına PAD ortaya çıkarır klorür iletkenlik bir artışa yol açar. Bu depolarizasyon bloklar akson terminalleri içine aksiyon potansiyelleri yayılma ve azalmış Ca 2 lider güçlerini azaltır +-akını ve verici serbest bir azalma. GABA B reseptörlerinin aktivasyonu yok not PAD katkıda ama bu şekilde presinaptik olarak önlenmesini artırmak Ca 2 +-akışı bir azalmaya yol açar. GABA A R&#39;nin kısa süreli aktivasyon inhibisyonu dahil olmak olmakla birlikte, GABA B R, uzun vadeli modülasyonu 8-10 katılmaktadırlar. PAD ve presinaptik inhibisyonunun önemli bir bölümünü oluşturur GABA, ek olarak, diğer vericiler sistemleri de modüle olabilir ve bu mekanizma 11,12 katkıda bulunur. Presinaptik inhibisyon patolojik değişiklikler, kusurlu GABAerjik transmisyon 17 tarafından aracılık edilen motorlu hiper-ile-çevresel iltihap ve nöropatik ağrıya 13,14 yanı sıra anormal merkezi ağrı işlem 15, omurilik yaralanması 16, ve merkezi sinir sistemi hastalıkları, örneğin, birkaç hastalık durumu çok önemli görünmektedir 18. Böylece, presinaptik inhibisyonu tahmin in vivo omurilik düzeyinde deneysel patolojik koşulları araştırmak için faydalıdır </em&gt;. PAD, omurilikte presinaptik inhibisyon doğrudan bir ölçümünü sağlayan birim gerçekleştirilen potansiyellerine neden olur. Bu potansiyelleri dorsal kök potansiyelleri (DRP) olarak adlandırılır ve komşu dorsal kökler 7 uyarılmasından sonra omurilik dorsal köklerinden ölçülebilir. DRP ilk ölçümleri kedi ve kurbağalar 19 rapor edilmiştir ve yoğun 1970&#39;lerin başında 3,4,20,21 yılında Eccles, Schmidt ve diğerleri tarafından kedilerde çalışıldı. Kedi ve 22 farelerde 23 DRP in vivo kayıtları yaygın olarak kullanılmış olsa da, farelerde ölçümleri hemen hemen tamamen izole edilmiş ex vivo omurilik preparasyonlar 15,24 gerçekleştirilmiştir. Burada, sağlam organizmada presinaptik inhibisyon doğrudan bir ölçümünü sağlayan in vivo olarak, anestezi uygulanmış farelerde DRP kaydetmek için bir yöntem tarif eder.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Glass tubing (inner diameter 1.16 mm)</td>
			<td>Science Products (Hofheim, Germany)</td>
			<td>GB200F-10</td>
			<td>Other glass tubing might also be suitable</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Superfusion solution (sterile, 0,9% NaCl)</td>
			<td>Braun Melsungen AG&#160;</td>
			<td>3570350</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>(Melsungen, Germany)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rompun 2% (Xylazine)</td>
			<td>Bayer Animal Health GmbH (Leverkusen, Germany)</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ketamin 10%</td>
			<td>Medistar GmbH (Ascheberg, Germany)</td>
			<td>KETAMIN 10%</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>30G micro needle/ Sterican</td>
			<td>Braun Melsungen AG&#160;</td>
			<td>4656300</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>(Melsungen, Geramny)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Salts for aCSF</td>
			<td>Sigma-Aldrich&#160;</td>
			<td>Diverse</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>S88 Dual Output Square Pulse</td>
			<td>Grass Technologies (Warwick, USA)</td>
			<td>S88X</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stimulator</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>SIU5 RF Transformer Isolation Unit</td>
			<td>Grass Technologies (Warwick, USA)</td>
			<td>SIU-V</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>InstruTECH LIH 8+8</td>
			<td>HEKA (Lambrecht, Deutschland)</td>
			<td>LIH 8+8 + Patchmaster software</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Data acquisition&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Universal amplifier</td>
			<td>npi (Tamm, Deutschland)</td>
			<td>ELC-03X</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micropipette puller</td>
			<td>Sutter Instruments (Novato, USA)</td>
			<td>P-1000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dissecting microscope</td>
			<td>Olympus (Tokyo, Japan)</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micromanipulator</td>
			<td>Sutter Instruments (Novato, USA)</td>
			<td>MPC-200/MPC-325</td>
			<td>Mechanical micromanipulators also possible</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Homeothermic Blanket System</td>
			<td>Stoelting (Wood Dale, USA)</td>
			<td>50300V</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Intra-/extracellular recording electrode holder</td>
			<td>Harvard Apparatus (Holliston, USA)</td>
			<td>641227</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

measuring spinal presynaptic inhibition in mice by dorsal root potential recording in vivo

Presinaptik inhibisyon omurilik en güçlü önleyici mekanizmalarından biridir. Bunun altında yatan fizyolojik mekanizma GABAerjik axo-aksonal sinaps (birincil aferent depolarizasyon) tarafından aracılık edilen primer afferent liflerin bir depolarizasyon. Birincil aferent depolarizasyon gücü dorsal kök (dorsal kök potansiyelleri, DRP), hacimli-yürütülen potansiyelleri kayıt ile ölçülebilir. Presinaptik inhibisyon patolojik değişiklikler, bazı ağrı koşullarının anormal merkezi işleme ve motor hipereksitabilitenin bazı hastalıklarda çok önemlidir. Burada, farelerde in vivo olarak kayıt DRP için bir yöntem tarif eder. , Anestezi verilen hayvanın ve emme elektrodu kullanarak kayıt prosedürü omurilik dorsal kök preparasyonu açıklanmıştır. Bu yöntem, GABAerjik DRP ölçme ve böylece canlı fare omurilik presinaptik olarak önlenmesini tahmin sağlar. Transgenik fare modelleri ile birlikte, DRP kayıt olabilir sehastalıkla ilişkili spinal patofizyolojiye araştırmak için güçlü bir araç olarak rve. in vivo kayıt örneğin eşzamanlı kayıt ya da supraspinal ağları ve periferik sinirlerin uyarılması ile DRP indüksiyon manipülasyon olasılığı ex vivo izole spinal kord hazırlıkları kıyasla birçok avantajı vardır.

Tipik DRP izleri, Şekil 3 &#39;de gösterilmiştir. Belirgin stimülasyon dışlayıcı genellikle kısa aşağıya doğru bükülmesiyle takip edilmektedir. Daha sonra DRP temsil yavaş, uzun süreli yukarı sapma, açık bir şekilde ayırt edilebilir. Kayıtların bir altkümesinde, dorsal kök refleksleri DRP üstünde küçük sivri olarak görebilir. Stimülasyon voltaj fazla olduğu zaman, normal, vahşi tip farelerde, dorsal kök reflekslerin en çok görünür. Dorsal kök refleksleri bu hazırlık yüksek tekrarlanabilirlik ile ortaya olamaz, onlar analiz için alınmadığı ve bakım düşük için uyarım gerilimi azaltmak için alındı, ama yine supramaksimal gücü. DRP zirve amplitüdlerinin analizi için, daha sonra, 20-30 temizleyicileri izleri (Şekil 3a) kullanılır ortalama. DRP zirve amplitüdleri önce uyarım artefaktı taban düzeylere göre hesaplanabilir. DRP ve zamana bağımlı toplama tekrarlayan st analiz edilebilirimulations (3 uyarı, 100 Hz, Şekil 3b). Tepe genliği tek uyarım deneye göre hesaplanır. Yüksek frekansta, tek ve üç stimülasyondan sonra genliklerinin oranı PAD zamana bağlı olarak toplanır bir tahmin vermektedir. <img alt="Şekil 1" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/51473/51473fig1highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51473/51473fig1.jpg" /> Şekil 1. PAD-ilişkili omurilik yolları ve kayıt düzeneği şematik çizimleri. A. Diyagram, bir dorsal kök uyarılmasından sonra, omurilikte presinaptik inhibisyon şematik seyrini göstermektedir (3). Primer afferent depolarizasyon (PAD) birinci dereceden bir nöron (1) ve Ia afferent liflerin (2) üzerinde bir axo-aksonal sinaps önleyici bir interneuron ile arka arkaya, GABAerjik önlemeyi bir havuz aktivasyonu aracılık etmektedir. Dorsal kök potansiyelleri (DRP), PAD yansıtan dorsal kök birlikte elektronik olarak yaymak ve omurilik (4). B girmesinden yakın kaydedildi. Veri toplama bir LİH 8 +8 bilgisayar arayüzü kullanan bir kişisel bilgisayar çalıştıran patchmaster yazılımı (1) yapılır (2). ELC evrensel amplifikatör gerilim sinyalleri (7) 10 kHz dijital vardır. Uyarım bir S88 çift çıkış kare darbe uyarıcı kontrol TTL sinyali tarafından tetiklenen (3). Voltaj darbeleri bir emme elektrodu ile uygulanır (4). Kayıt elektrot bir ön-yükselticiye bağlanmıştır (6). Bir Tekrar klorid gümüş tel (5) topraklama için kullanılır. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/51473/51473fig1highres.jpg" target="_blank">, bu rakamın büyük bir versiyonunu görmek için buraya tıklayınız.</a> <img alt="Şekil 2," fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/51473/51473fig2highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51473/51473fig2.jpg" /> Şekil 2.In situ DRP kaydı. A. Anestezi uygulanmış fare omurilik Sert zar uzaklaştırıldı, maruz kalan ve yapay beyin-omurilik sıvısı ile nemlendirilir. Emme elektrotlar (1: elektrot uyarıcı; 2: elektrodu, kayıt) omurilik üzerinde konumlandırılmış. Inset omurilik (siyah ok) ve dorsal kökleri (mavi oklar) görülmektedir. Dorsal kökler kesilmiş ayrıldı, ve elektrotlar (1,2). B ipuçları içine emilir. Bu çevreleyen sıvı ile temas halinde değildir ve böylece dorsal kökler (ilave, sarı oklar) içeren pipet uçları, dikkatlice omurilik yüzeyden yüksek olması gerekir. Dorsal köklerin germe ve omurilik dokunmadan (a ve b: stimülasyon elektrot 1; kayıt elektrot 2; referans elektrodu 3) kaçınılmalıdır. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/51473/51473fig2highres.jpg" target="_blank">, bu rakamın daha büyük bir versiyonunu görmek için buraya tıklayınız.</a> </a&gt; <img alt="Şekil 3," fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/51473/51473fig3highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51473/51473fig3.jpg" /> Şekil 3,. Temsilcisi sonuçları. Dorsal köklerinden bir çift 28 ardışık izleri (sağ panel) bir. Ortalama kayıt (sol panel). Stimülasyon dışlayıcı (1) DRP ifade etmektedir (yukarı 2) uzun bir negatif potansiyeli tarafından takip edilir. Bazı kayıtlarda, kalp (EKG) bir eser (sağ panel, kırmızı oklar) olarak görülüyor ama açıkça DRP ayırt edilebilir. DRP için üst üste örtüşen EKG eserler ile İzleri analizi. B dışında olması. Tekrarlanan stimülasyon (3 uyaranlar, 10 Hz). C. DRP Örnek kayıtları (siyah çizgi) önce ve 5 dakika sonra (apsis temporal birikimi açıklamak büyütülür) DRP bir zaman-bağımlı toplamına yol açar yerel (kırmızı çizgi)maruz omurilik üzerine GABAerjik bloker bicucullin (0.5 mM, 500 ul) uygulama. Yerel GABAerjik internöronlar Engelleme (bazen bazen vivo kayıtta DRP sırasında oluşur ve kırmızı eğri 50 Hz sinüs dalga objeyi not uygun tarafından bile önlenemez kaydedilen potansiyel GABAerjik kökenini doğrulayan DRP tepe genlik bir azalmaya yol açar topraklama ve koruyucu).

Watch this Scientific Journal Video about Measuring Spinal Presynaptic Inhibition in Mice By Dorsal Root Potential Recording In Vivo at JoVE.com

Measuring Spinal Presynaptic Inhibition in Mice By Dorsal Root Potential Recording In Vivo

GABAerjik presinaptik inhibisyonu motor ve omurilik ağlarında duyusal sinyal entegrasyon için önemli omurilikteki güçlü bir önleyici mekanizmadır. Altta yatan primer afferent depolarizasyon dorsal kök potansiyelleri (DRP) kaydı ile ölçülebilir. Burada farelerde DRP in vivo kayıt için bir yöntem ortaya koymaktadır.

Dorsal Kök Potansiyel Kayıt By Farelerde Spinal Presinaptik Engellenme Ölçme<em&gt; In Vivo</em

Presynaptic inhibition is one of the most powerful inhibitory mechanisms in the spinal cord. The underlying physiological mechanism is a depolarization of ...

measuring-spinal-presynaptic-inhibition-mice-dorsal-root-potential

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Measuring Spinal Presynaptic Inhibition in Mice By Dorsal Root Potential Recording In Vivo

13.9K Görüntüleme.  Jena University Hospital, Jena, Germany.  GABAerjik presinaptik inhibisyonu motor ve omurilik ağlarında duyusal sinyal entegrasyon için önemli omurilikteki güçlü bir önleyici mekanizmadır. Altta yatan primer afferent depolarizasyon dorsal kök potansiyelleri (DRP) kaydı ile ölçülebilir. Burada farelerde DRP in vivo kayıt için bir yöntem ortaya koymaktadır. 

Video: Measuring Spinal Presynaptic Inhibition in Mice By Dorsal Root Potential Recording In Vivo

Measuring Motor Coordination in Mice

Mice are increasingly being used in behavioral neuroscience, largely replacing rats as the behaviorist's animal of choice. Before aspects of behavior such as emotionality or cognition can be assessed, however, it is vital to determine whether the motor capabilities of e.g. a mutant or lesioned mouse allow such an assessment. Performance on a maze task requiring strength and coordination, such as the Morris water maze, might well be impaired in a mouse by motor, rather than cognitive, impairments, so it is essential to selectively dissect the latter from the former. For example, sensorimotor impairments caused by NMDA antagonists have been shown to impair water maze performance2. 
Motor coordination has traditionally been assessed in mice and rats by the rotarod test, in which the animal is placed on a horizontal rod that rotates about its long axis; the animal must walk forwards to remain upright and not fall off. Both set speed and accelerating versions of the rotarod are available.
The other three tests described in this article (horizontal bar, static rods and parallel bars) all measure coordination on static apparatus. The horizontal bar also requires strength for adequate performance, particularly of the forelimbs as the mouse initially grips the bar just with the front paws. 
Adult rats do not perform well on tests such as the static rods and parallel bars (personal observations); they appear less well coordinated than mice. I have only tested male rats, however, and male mice seem generally less well coordinated than females. Mice appear to have a higher strength:weight ratio than rats; the Latin name, Mus musculus, seems entirely appropriate. The rotarod, the variations of the foot fault test12 or the Catwalk (Noldus)15 apparatus are generally used to assess motor coordination in rats.

Protocols are presented for two established motor coordination tasks, the accelerating rotarod and horizontal bar, also two tests developed in Oxford recently, the static rods and parallel bars. These tests can detect motor impairments potentially of interest in their own right, as well as being possible variables in tests of other areas of behavior.

Farelerde Motor Koordinasyon Ölçüm

Mice are increasingly being used in behavioral neuroscience, largely replacing rats as the behaviorist's animal of choice. Before aspects of behavior such ...

Nörobilim

Transfection of Mouse Retinal Ganglion Cells by in vivo Electroporation

The targeting and refinement of RGC projections to the midbrain is a popular and powerful model system for studying how precise patterns of neural connectivity form during development. In mice, retinofugal projections are arranged in a topographic manner and form eye-specific layers in the Lateral Geniculate Nucleus (dLGN) of the thalamus and the Superior Colliculus (SC). The development of these precise patterns of retinofugal projections has typically been studied by labeling populations of RGCs with fluorescent dyes and tracers, such as horseradish peroxidase1-4. However, these methods are too coarse to provide insight into developmental changes in individual RGC axonal arbor morphology that are the basis of retinotopic map formation. They also do not allow for the genetic manipulation of RGCs.
Recently, electroporation has become an effective method for providing precise spatial and temporal control for delivery of charged molecules into the retina5-11. Current retinal electroporation protocols do not allow for genetic manipulation and tracing of retinofugal projections of a single or small cluster of RGCs in postnatal mice. It has been argued that postnatal in vivo electroporation is not a viable method for transfecting RGCs since the labeling efficiency is extremely low and hence requires targeting at embryonic ages when RGC progenitors are undergoing differentiation and proliferation6. 
In this video we describe an in vivo electroporation protocol for targeted delivery of genes, shRNA, and fluorescent dextrans to murine RGCs postnatally. This technique provides a cost effective, fast and relatively easy platform for efficient screening of candidate genes involved in several aspects of neural development including axon retraction, branching, lamination, regeneration and synapse formation at various stages of circuit development. In summary we describe here a valuable tool which will provide further insights into the molecular mechanisms underlying sensory map development.

Transfection of Mouse Retinal Ganglion Cells by in vivo Electroporation

We demonstrate an in vivo electroporation protocol for transfecting single or small clusters of retinal ganglion cells (RGCs) and other retinal cell types in postnatal mice over a wide range of ages. The ability to label and genetically manipulate postnatal RGCs in vivo is a powerful tool for developmental studies.

Fare Retina Ganglion Hücreleri Transfeksiyon tarafından In vivo Elektroporasyon

The targeting and refinement of RGC projections to the midbrain is a popular and powerful model system for studying how precise patterns of neural ...

Retrograde Fluorescent Labeling Allows for Targeted Extracellular Single-unit Recording from Identified Neurons In vivo

The overall goal of this method is to record single-unit responses from an identified population of neurons. In vivo electrophysiological recordings from individual neurons are critical for understanding how neural circuits function under natural conditions. Traditionally, these recordings have been performed 'blind', meaning the identity of the recorded cell is unknown at the start of the recording. Cellular identity can be subsequently determined via intracellular1, juxtacellular2 or loose-patch3 iontophoresis of dye, but these recordings cannot be pre-targeted to specific neurons in regions with functionally heterogeneous cell types. Fluorescent proteins can be expressed in a cell-type specific manner permitting visually-guided single-cell electrophysiology4-6. However, there are many model systems for which these genetic tools are not available. Even in genetically accessible model systems, the desired promoter may be unknown or genetically homogenous neurons may have varying projection patterns. Similarly, viral vectors have been used to label specific subgroups of projection neurons7, but use of this method is limited by toxicity and lack of trans-synaptic specificity. Thus, additional techniques that offer specific pre-visualization to record from identified single neurons in vivo are needed. Pre-visualization of the target neuron is particularly useful for challenging recording conditions, for which classical single-cell recordings are often prohibitively difficult8-11. The novel technique described in this paper uses retrograde transport of a fluorescent dye applied using tungsten needles to rapidly and selectively label a specific subset of cells within a particular brain region based on their unique axonal projections, thereby providing a visual cue to obtain targeted electrophysiological recordings from identified neurons in an intact circuit within a vertebrate CNS.
The most significant novel advancement of our method is the use of fluorescent labeling to target specific cell types in a non-genetically accessible model system. Weakly electric fish are an excellent model system for studying neural circuits in awake, behaving animals12. We utilized this technique to study sensory processing by "small cells" in the anterior exterolateral nucleus (ELa) of weakly electric mormyrid fish. "Small cells" are hypothesized to be time comparator neurons important for detecting submillisecond differences in the arrival times of presynaptic spikes13. However, anatomical features such as dense myelin, engulfing synapses, and small cell bodies have made it extremely difficult to record from these cells using traditional methods11, 14. Here we demonstrate that our novel method selectively labels these cells in 28% of preparations, allowing for reliable, robust recordings and characterization of responses to electrosensory stimulation.

Retrograde Fluorescent Labeling Allows for Targeted Extracellular Single-unit Recording from Identified Neurons In vivo

Retrograde transport of fluorescent dye labels a sub-population of neurons based on anatomical projection. Labeled axons can be visually targeted in vivo, permitting extracellular recording from identified axons. This technique facilitates recording when neurons cannot be labeled through genetic manipulation or are difficult to isolate using 'blind' in vivo approaches.

Retrograd Floresan Etiketleme Belirlenen Nöronlar gelen Hedefli Hücre dışı Tek ünitesi Kayıt izin verir<em&gt; In vivo</em

The overall goal of this method is to record single-unit responses from an identified population of neurons. In vivo electrophysiological recordings from ...

Functional Neuroimaging Using Ultrasonic Blood-brain Barrier Disruption and Manganese-enhanced MRI

Although mice are the dominant model system for studying the genetic and molecular underpinnings of neuroscience, functional neuroimaging in mice remains technically challenging. One approach, Activation-Induced Manganese-enhanced MRI (AIM MRI), has been used successfully to map neuronal activity in rodents 1-5. In AIM MRI, Mn2+ acts a calcium analog and accumulates in depolarized neurons 6,7. Because Mn2+ shortens the T1 tissue property, regions of elevated neuronal activity will enhance in MRI. Furthermore, Mn2+ clears slowly from the activated regions; therefore, stimulation can be performed outside the magnet prior to imaging, enabling greater experimental flexibility. However, because Mn2+ does not readily cross the blood-brain barrier (BBB), the need to open the BBB has limited the use of AIM MRI, especially in mice.
One tool for opening the BBB is ultrasound. Though potentially damaging, if ultrasound is administered in combination with gas-filled microbubbles (i.e., ultrasound contrast agents), the acoustic pressure required for BBB opening is considerably lower. This combination of ultrasound and microbubbles can be used to reliably open the BBB without causing tissue damage 8-11.
Here, a method is presented for performing AIM MRI by using microbubbles and ultrasound to open the BBB. After an intravenous injection of perflutren microbubbles, an unfocused pulsed ultrasound beam is applied to the shaved mouse head for 3 minutes. For simplicity, we refer to this technique of BBB Opening with Microbubbles and UltraSound as BOMUS 12. Using BOMUS to open the BBB throughout both cerebral hemispheres, manganese is administered to the whole mouse brain. After experimental stimulation of the lightly sedated mice, AIM MRI is used to map the neuronal response.
To demonstrate this approach, herein BOMUS and AIM MRI are used to map unilateral mechanical stimulation of the vibrissae in lightly sedated mice 13. Because BOMUS can open the BBB throughout both hemispheres, the unstimulated side of the brain is used to control for nonspecific background stimulation. The resultant 3D activation map agrees well with published representations of the vibrissae regions of the barrel field cortex 14. The ultrasonic opening of the BBB is fast, noninvasive, and reversible; and thus this approach is suitable for high-throughput and/or longitudinal studies in awake mice.

A technique is described for broadly opening the blood-brain barrier in the mouse using microbubbles and ultrasound. Using this technique, manganese can be administered to the mouse brain. Because manganese is an MRI contrast agent that accumulates in depolarized neurons, this approach enables imaging of neuronal activity.

Ultrasonik Kan-beyin bariyeri bozulması ve Manganez kontrastlı MRG kullanma İşlevsel beyin görüntüleme

Although mice are the dominant model system for studying the genetic and molecular underpinnings of neuroscience, functional neuroimaging in mice remains ...

Simultaneous ex vivo Functional Testing of Two Retinas by in vivo Electroretinogram System

An In vivo electroretinogram (ERG) signal is composed of several overlapping components originating from different retinal cell types, as well as noise from extra-retinal sources. Ex vivo ERG provides an efficient method to dissect the function of retinal cells directly from an intact isolated retina of animals or donor eyes. In addition, ex vivo ERG can be used to test the efficacy and safety of potential therapeutic agents on retina tissue from animals or humans. We show here how commercially available in vivo ERG systems can be used to conduct ex vivo ERG recordings from isolated mouse retinas. We combine the light stimulation, electronic and heating units of a standard in vivo system with custom-designed specimen holder, gravity-controlled perfusion system and electromagnetic noise shielding to record low-noise ex vivo ERG signals simultaneously from two retinas with the acquisition software included in commercial in vivo systems. Further, we demonstrate how to use this method in combination with pharmacological treatments that remove specific ERG components in order to dissect the function of certain retinal cell types.

Simultaneous ex vivo Functional Testing of Two Retinas by in vivo Electroretinogram System

Ex vivo ERG can be used to record electrical activity of retinal cells directly from isolated intact retinas of animals or humans. We demonstrate here how common in vivo ERG systems can be adapted for ex vivo ERG recordings in order to dissect the electrical activity of retinal cells.

Eşzamanlı<em&gt; Ex vivo</emİki retina&gt; Fonksiyonel Test tarafından<em&gt; In vivo</em&gt; Elektroretinogram Sistemi

An In vivo electroretinogram (ERG) signal is composed of several overlapping components originating from different retinal cell types, as well as noise ...

Polygraphic Recording Procedure for Measuring Sleep in Mice

Recording of the epidural electroencephalogram (EEG) and electromyogram (EMG) in small animals, like mice and rats, has been pivotal to study the homeodynamics and circuitry of sleep-wake regulation. In many laboratories, a cable-based sleep recording system is used to monitor the EEG and EMG in freely behaving mice in combination with computer software for automatic scoring of the vigilance states on the basis of power spectrum analysis of EEG data. A description of this system is detailed herein. Steel screws are implanted over the frontal cortical area and the parietal area of 1 hemisphere for monitoring EEG signals. In addition, EMG activity is monitored by the bilateral placement of wires in both neck muscles. Non-rapid eye movement (Non-REM; NREM) sleep is characterized by large, slow brain waves with delta activity below 4 Hz in the EEG, whereas a shift from low-frequency delta activity to a rapid low-voltage EEG in the theta range between 6 and 10 Hz can be observed at the transition from NREM to REM sleep. By contrast, wakefulness is identified by low- to moderate-voltage brain waves in the EEG trace and significant EMG activity.

The recording of electroencephalogram (EEG) and electromyogram (EMG) in freely behaving mice is a critical step to correlate behavior and physiology with sleep and wakefulness. The experimental protocol described herein provides a cable-based system for acquiring EEG and EMG recordings in mice.

Farelerde Uyku Ölçüm Basım Kayıt Prosedürü

Recording of the epidural electroencephalogram (EEG) and electromyogram (EMG) in small animals, like mice and rats, has been pivotal to study the ...

Hydraulic Extrusion of the Spinal Cord and Isolation of Dorsal Root Ganglia in Rodents

Traditionally, the spinal cord is isolated by laminectomy, i.e. by breaking open the spinal vertebrae one at a time. This is both time consuming and may result in damage to the spinal cord caused by the dissection process. Here, we show how the spinal cord can be extruded using hydraulic pressure. Handling time is significantly reduced to only a few minutes, likely decreasing protein damage. The low risk of damage to the spinal cord tissue improves subsequent immunohistochemical analysis. By performing hydraulic spinal cord extrusion instead of traditional laminectomy, the rodents can further be used for DRG isolation, thereby lowering the number of animals and allowing analysis across tissues from the same rodent. We demonstrate a consistent method to identify and isolate the DRGs according to their localization relative to the costae. It is, however, important to adjust this method to the particular animal used, as the number of spinal cord segments, both thoracic and lumbar, may vary according to animal type and strain. In addition, we illustrate further processing examples of the isolated tissues.

Here, we present a protocol for hydraulic extrusion of the spinal cord as well as identification and isolation of specific dorsal root ganglia (DRGs) in the same rodent. Compared to standard spinal cord isolation methods, this method is significantly faster and reduces the risk of tissue damage.

Kemirgenler dorsal kök gangliyon Omurilik ve İzolasyon hidrolik eldesi

Traditionally, the spinal cord is isolated by laminectomy, i.e. by breaking open the spinal vertebrae one at a time. This is both time consuming and may ...

Dorsal Root Ganglion Injection and Dorsal Root Crush Injury as a Model for Sensory Axon Regeneration

Achieving axon regeneration after nervous system injury is a challenging task. As different parts of the central nervous system (CNS) differ from each other anatomically, it is important to identify an appropriate model to use for the study of axon regeneration. By using a suitable model, we can formulate a specific treatment based on the severity of injury, the neuronal cell type of interest, and the desired spinal tract for assessing regeneration. Within the sensory pathway, DRG neurons are responsible for relaying sensory information from the periphery to the CNS. We present here a protocol that uses a DRG injection with a viral vector and a concurrent dorsal root crush injury in the lower cervical spinal cord of an adult rat as a model to study sensory axon regeneration. As demonstrated using a control virus, AAV5-GFP, we show the effectiveness of a direct DRG injection in transducing DRG neurons and tracing sensory axons into the spinal cord. We also show the effectiveness of the dorsal root crush injury in denervating the forepaw as an injury model for evaluating axon regeneration. Despite the requirement for specialized training to perform this invasive surgical procedure, the protocol is flexible, and potential users can modify many parts to accommodate their experimental requirements. Importantly, it can serve as a foundation for those in search of a suitable animal model for their studies. We believe that this article will help new users to learn the procedure in a very efficient and effective manner.

This protocol presents the use of a dorsal root ganglion (DRG) injection with a viral vector and a concurrent dorsal root crush injury in an adult rat as a model to study sensory axon regeneration. This model is suitable for investigating the use of gene therapy to promote sensory axon regeneration.

Sırt kök ganglion Enjeksiyon ve Dorsal Kök Duyusal Axon Rejenerasyon Modeli Olarak Ezilme Yaralanması

Achieving axon regeneration after nervous system injury is a challenging task. As different parts of the central nervous system (CNS) differ from each ...

Investigating Mammalian Axon Regeneration: In Vivo Electroporation of Adult Mouse Dorsal Root Ganglion

Electroporation is an essential non-viral gene transfection approach to introduce DNA plasmids or small RNA molecules into cells. A sensory neuron in the dorsal root ganglion (DRGs) extends a single axon with two branches. One branch goes to the peripheral nerve (peripheral branch), and the other branch enters the spinal cord through the dorsal root (central branch). After the neural injury, the peripheral branch regenerates robustly whereas the central branch does not regenerate. Due to the high regenerative capacity, sensory axon regeneration has been widely used as a model system to study mammalian axon regeneration in both the peripheral nervous system (PNS) and the central nervous system (CNS). Here, we describe a previously established approach protocol to manipulate gene expression in mature sensory neurons in vivo via electroporation. Based on transfection with plasmids or small RNA oligos (siRNAs or microRNAs), the approach allows for both loss- and gain-of-function experiments to study the roles of genes-of-interests or microRNAs in regulation of axon regeneration in vivo. In addition, the manipulation of gene expression in vivo can be controlled both spatially and temporally within a relatively short time course. This model system provides a unique tool to investigate the molecular mechanisms by which mammalian axon regeneration is regulated in vivo.

Investigating Mammalian Axon Regeneration: In Vivo Electroporation of Adult Mouse Dorsal Root Ganglion

Electroporation is an effective approach to deliver genes of interests into cells. By applying this approach in vivo on the neurons of adult mouse dorsal root ganglion (DRG), we describe a model to study axon regeneration in vivo.

Soruşturma memeli Axon rejenerasyon: Vivo Elektroporasyon yetişkin fare Dorsal kök gangliyon

Electroporation is an essential non-viral gene transfection approach to introduce DNA plasmids or small RNA molecules into cells. A sensory neuron in the ...

Use of In Vivo Single-fiber Recording and Intact Dorsal Root Ganglion with Attached Sciatic Nerve to Examine the Mechanism of Conduction Failure

Single-fiber recording has been a classical and effective electrophysiological technique over the last few decades because of its specific application for nerve fibers in the central and peripheral nervous systems. This method is particularly applicable to dorsal root ganglia (DRG), which are primary sensory neurons that exhibit a pseudo-unipolar structure of nervous processes. The patterns and features of the action potentials passed along axons are recordable in these neurons. The present study uses in vivo single-fiber recordings to observe the conduction failure of sciatic nerves in complete Freund&#8217;s adjuvant (CFA)-treated rats. As the underlying mechanism cannot be studied using in vivo single-fiber recordings, patch-clamp-recordings of DRG neurons are performed on preparations of intact DRG with the attached sciatic nerve. These recordings reveal a positive correlation between conduction failure and the rising slope of the after-hyperpolarization potential (AHP) of DRG neurons in CFA-treated animals. The protocol for in vivo single fiber-recordings allows the classification of nerve fibers via the measurement of conduction velocity and monitoring of abnormal conditions in nerve fibers in certain diseases. Intact DRG with attached peripheral nerve allows observation of the activity of DRG neurons in most physiological conditions. Conclusively, single-fiber recording combined with electrophysiological recording of intact DRGs is an effective method to examine the role of conduction failure during the analgesic process.

Single-fiber recording is an effective electrophysiological technique that is applicable to the central and peripheral nervous systems. Along with the preparation of intact DRG with the attached sciatic nerve, the mechanism of conduction failure is examined. Both protocols improve the understanding of the peripheral nervous system&#39;s relationship with pain.

İletim Yetmezliği Mekanizmasını İncelemek Için Bağlı Siyatik Sinir ile In Vivo Tek Lifli Kayıt ve Bozulmamış Dorsal Kök Ganglion Kullanımı

Single-fiber recording has been a classical and effective electrophysiological technique over the last few decades because of its specific application for ...