Визуализация и количественная оценка коричневых и бежевых жировых тканей у мышей с использованием [^18F]FDG Micro-PET/MR Визуализация

Функциональная визуализация и количественное определение термогенных жировых депо у мышей с использованием подхода, основанного на микро-ПЭТ/МР визуализации.

Коричневые и бежевые адипоциты в настоящее время признаны потенциальными терапевтическими мишенями для ожирения и метаболических синдромов. Неинвазивные методы молекулярной визуализации необходимы для обеспечения критического понимания этих термогенных жировых депо. Здесь в протоколе представлен метод визуализации ПЭТ/МР для оценки активности коричневых и бежевых адипоцитов в межлопаточной коричневой жировой ткани мыши (iBAT) и паховой подкожной белой жировой ткани (iWAT). Визуализация и количественная оценка термогенных жировых депо были достигнуты с использованием [^18F]FDG, неметаболизируемого аналога глюкозы, в качестве радиоиндикатора, в сочетании с точной анатомической информацией, предоставленной МР-визуализацией. Пэт/МР-визуализация проводилась через 7 дней после холодной акклиматизации, а количественное определение сигнала [^18F]FDG в различных жировых депо проводилось для оценки относительной мобилизации термогенных жировых тканей. Удаление iBAT существенно увеличивало поглощение [^18F]FDG в iWAT мышей.

В ответ на изменение потребностей в питании жировая ткань служит энергетическим кэшем для принятия либо хранения липидов, либо режима мобилизации для удовлетворения потребностей ^{организма1}. Кроме того, жировая ткань также играет ключевую функцию в терморегуляции с помощью процесса, называемого недрожащим термогенезом, также называемым факультативным термогенезом. Это обычно достигается коричневой жировой тканью (BAT), которая экспрессирует обильный уровень разъединяющего белок мембраны митохондрий 1 (UCP1). В качестве протонного носителя UCP1 генерирует тепло, разъединяя перенос протонов и производство ^АТФ2. При холодной стимуляции термогенез в БАТ приводится в движение активацией симпатической нервной системы (СНС) с последующим высвобождением норадреналина (NE). NE связывается с β3 адренергическими рецепторами и приводит к повышению внутриклеточного циклического АМФ (цАМФ). Как следствие, цАМФ/ПКК-зависимое вовлечение CREB (белка, связывающего элемент ответа цАМФ), стимулирует транскрипцию Ucp1 посредством прямого связывания с элементами CREB-ответа (CRE)². В дополнение к BAT, коричневые адипоциты также находятся в белой жировой ткани и поэтому называются бежевыми или бритовыми (коричневыми в белом) ^{клетками1,3}. В ответ на специфические раздражители (такие как холод) эти в противном случае покоящиеся бежевые клетки реконструируются, чтобы проявлять множественные коричневые черты, включая многолокулярные липидные капли, плотно упакованные митохондрии и увеличенную экспрессию UCP13,4,5.

Исследования на животных показали, что коричневые и бежевые адипоциты обладают множественными метаболическими преимуществами, помимо их эффекта снижения жира, включая сенсибилизацию к инсулину, снижение уровня липидов, противовоспалительное и антиатеросклерозное ^6,7. У людей количество бежевого/бурого жира обратно коррелирует с возрастом, индексом резистентности к инсулину и кардиометаболическими ^{расстройствами8}. Кроме того, активация бежевых/коричневых адипоцитов у человека либо путем холодной акклиматизации, либо агониста β3-адренергических рецепторов обеспечивает защиту от ряда метаболических нарушений4,9,10. Эти доказательства в совокупности указывают на то, что индукция коричневой и бежевой жировой ткани является потенциальной терапевтической стратегией для лечения ожирения и связанных с ним медицинских ^{осложнений8}.

Интересно, что, хотя они имеют сходную функцию, бежевые и классические коричневые адипоциты получены из разных предшественников и активируются перекрывающимися, но различными ^{механизмами1}. Поэтому визуализация in vivo и количественная оценка коричневых и бежевых адипоцитов необходимы для достижения лучшего понимания молекулярного контроля этих жировых тканей. В настоящее время 18F-фтордезоксиглюкоза ([^18F]FDG) позитронно-эмиссионная томография (ПЭТ) в сочетании с компьютерной томографией (КТ) остается золотым стандартом для характеристики термогенных коричневых и бежевых клеток в клинических ^{исследованиях8}. Магнитно-резонансная томография (МРТ) использует мощные магнитные поля и радиочастотные импульсы для создания подробных анатомических структур. По сравнению с КТ, МРТ генерирует изображения органов и мягких тканей с более высоким разрешением. Здесь представлен протокол для визуализации и количественной оценки функциональных коричневых и бежевых жиров в мышиных моделях после акклиматизации к воздействию холода, распространенный и наиболее надежный способ вызвать потемнение жировой ткани. Этот метод может быть применен для характеристики термогенных жировых депо в моделях мелких животных с высокой точностью.

Протокол, описанный ниже, следует руководящим принципам по уходу за животными Университета Гонконга. Животные, использованные в исследовании, были 8-недельными мышами C57BL / 6J.

1. Хирургические процедуры для животных и холод

1. Выполните межлопастную рассечение BAT (iBAT).
   1. Анестезируют мышей внутрибрюшинной инъекцией кетамина/ксилазина (100 мг/кг кетамина массы тела и ксилазина массы тела 10 мг/кг массы тела). После анестезии сбрите волосы мыши от шеи до чуть ниже лопаток.
   2. Поместите мышей на грелку после дезинфекции и сделайте разрез 2 см вдоль спинной средней линии мышей.
   3. Снимите прокладки iBAT (двусторонние). В фиктивной группе сделайте тот же разрез, но оставьте прокладки iBAT нетронутыми.
   4. Закройте разрез с помощью 7 мм намотанных зажимов из нержавеющей стали после остановки кровотечения.
   5. После операции дайте мелоксикам (5 мг / кг в питьевой воде) мышам в течение 6 дней и поместите их в отделение интенсивной терапии (ОИТ) в течение 14 дней. Снимите зажимы, как только рана заживет (7-10 дней).
2. Холодный вызов мышей: Развивайте мышей при термонейтральности (30 ° C) в течение 14 дней. На 13-й день предварительно охладите клетки животных в холодную (6 °C) ночью. На 14-й день поместите мышей при 6 °C в экологическую камеру на 7 дней. Поместите двух мышей в каждую клетку.

2. Калибровка Micro-PET/MR и настройка рабочего процесса

ПРИМЕЧАНИЕ: Микро-ПЭТ/МР визуализация выполняется с использованием последовательной системы ПЭТ/МРТ (см. Таблицу материалов). Каждая мышь помещается на кровать для визуализации; сначала сканирование с помощью MR для анатомической ссылки (скаутский вид), прежде чем перейти к центру поля зрения ПЭТ (FOV) для статического [^18F]FDG ПЭТ-получения, а затем МР-визуализация для анатомической ссылки. Рабочий процесс визуализации создается в программном обеспечении, работающем со сканером (см. Таблицу материалов), для обеспечения автоматизированного последовательного сканирования ПЭТ/МРТ до сеанса визуализации.

1. Создайте рабочий процесс визуализации в операционном программном обеспечении, который включает в себя статическое получение ПЭТ, получение МРТ для коррекции затухания и анатомическую ссылку с использованием 3D-визуализации T1-weigthed и 2D-визуализации T2-взвешенной визуализации соответственно.
2. Для получения ПЭТ установите дискриминацию уровня 400-600 кэВ, изотоп исследования F-18, режим совпадения 1-5 и 20-минутное сканирование.
3. Для получения Т1-взвешенного МР (для коррекции затухания) устанавливают Градиент Эхо-3D (ТЭ = 4,3 мс, ТР = 16 мс, ФОВ = 90 х 60 мм, количество возбуждений (NEX) = 3, 28 срезов толщиной 0,9 мм, размер вокселя = 0,375 х 0,375 х 0,9 мм).
4. Для получения T2-взвешенного MR (анатомического эталона) установите Fast-spin Echo 2D (TE = 71,8 мс, TR = 3000 мс, FOV = 90 x 60 мм, NEX = 5, 32 среза толщиной 0,9 мм, размер вокселя = 0,265 x 0,268 x 0,9 ^мм3).
5. Для реконструкции ПЭТ используйте алгоритм Tera-Tomo 3D (TT3D) (8 итераций, 6 подмножеств) с режимом совпадения 1-3, а также с коррекцией распада, мертвого времени, случайности, затухания и рассеяния для создания изображений с общим размером вокселя 0,3 ^мм3 .
6. Проведите тест активности ПЭТ на микро-ПЭТ/МР сканере за день до начала исследования визуализации, чтобы проверить точность количественного определения ПЭТ.
   1. Приготовьте шприц объемом 5 мл, наполненный [^18F]FDG в соответствии с рекомендациями производителя (140-220 мкКи/5-8 МБк в воде или физиологическом растворе).
   2. Запишите активность шприца с помощью калибратора дозы (см. Таблицу материалов) и запишите время измерения.
   3. Выберите Interpolated Ellipse ROI, чтобы нарисовать интересующий объем (VOI) на реконструированном изображении, чтобы сравнить восстановленную активность со значением, измеренным, как описано выше. Восстановленная активность для хорошо откалиброванного сканера точна в пределах ±5%.

3. Инъекция [^18F]FDG

1. Закажите клиническую дозу [^18F]FDG (10 мКи/370 МБк) у поставщика для ее поступления в лабораторию визуализации примерно за 30 минут до первой запланированной инъекции. Обязательно носите соответствующие средства индивидуальной защиты (СИЗ), такие как лабораторный халат, перчатки, персональный радиационный дозиметр, например, пальцы, все тело при получении упаковки, содержащей радиоактивные материалы. Регулярно меняйте перчатки, чтобы предотвратить перекрестное загрязнение радиоактивности и максимально увеличить расстояние от радиоактивного источника.
2. Используйте щипцы, чтобы аккуратно перенести флакон с запасом [^18F] FDG за щит столешницы L-block.
3. Дозируют аликвоту [^18F]FDG и разбавляют стерилизованным физиологическим раствором для получения общей концентрации активности при 200-250 мкКи/7-9 МБк) в 100-150 мкл.
4. Втяните раствор [^18F]FDG в шприц объемом 1 мл с помощью иглы (см. Таблицу материалов), измерьте радиоактивность с помощью калибратора дозы, установленного на F-18, и запишите время измерения.
5. Запишите вес мыши перед инъекцией. Вводят приготовленный раствор [^18F]FDG через хвостовую вену. Обратите внимание на время инъекции и остаток радиоактивности шприца, чтобы обеспечить коррекцию распада.
6. Поместите мышь обратно в клетку и разрешите [^18F]FDG в течение 60 минут перед ПЭТ-сканированием.
7. Рассчитайте инжектируемую активность [^18F]FDG, используя следующую ^{формулу11}:
   Инъекционная активность (мкКи/МБк)
   = Активность в шприце перед инъекцией
   - активность в шприце после инъекции

4. Приобретение микро-ПЭТ/МР

1. Включите воздухонагреватель к кровати мыши, чтобы через него проходил теплый воздух.
2. Обезболить мышь с помощью 5% изофлурана (1 л/мин медицинского _O2). После индуцирования переведите мышь в теплую мышеловку и поддерживайте анестезию на уровне 2%-3% изофлурана через конус маски для носа. Поместите головку мыши на стойку укуса и убедитесь, что мышь не выступает за пределы диаметра кровати. Наносите смазку для глаз, чтобы избежать высыхания и образования язв роговицы.
3. Контролируйте температуру тела и частоту дыхания с помощью теплового зонда и дыхательной прокладки соответственно. Поддерживайте температуру тела на уровне 36-37 °C, а частоту дыхания на уровне 70-80 вдохов в минуту (уд/мин) путем регулировки уровня изофлурана.
4. Выполните представление разведки, чтобы определить положение мыши. Отрегулируйте положение кровати мыши, чтобы включить все тело мыши и убедиться, что центр FOV MR находится в центре тела мыши.
5. В окне «Приобретение ПЭТ » в окне списка исследований выберите «Диапазон сканирования при предыдущем приобретении », чтобы использовать позицию представления скаута, как описано выше. Нажмите « Подготовиться, чтобы переместить кровать животного из MR в PET». Нажмите кнопку ОК , чтобы начать сканирование ПЭТ. Запишите дозу инъекции и время, измеренное до и после введения [^18F]FDG в радиофармацевтическом редакторе. Введите вес мыши в меню «Информация о теме ».
6. После завершения ПЭТ-сканирования выберите Подготовиться к переходу на МРТ и завершить все приобретения МРТ в окне списка исследований. Нажмите кнопку ОК , чтобы начать сканирование МРТ.
7. После завершения всего рабочего процесса кратко оцените качество полученных изображений MR с помощью программного обеспечения для постобработки (см. Таблицу материалов). Нажмите кнопку «Домой », чтобы переместить область мыши из MR в исходное положение.
8. Осторожно извлеките мышь из сканера и верните ее в чистую клетку с подогреваемой прокладкой под ней, чтобы обеспечить восстановление в теплой среде. Снабжайте мышь пищей и водой. Теперь система готова к следующей мыши в очереди.
9. Чтобы восстановить данные, выберите «Сбор ПЭТ» в меню «Необработанное сканирование », чтобы загрузить завершенное ПЭТ-сканирование. Выберите T1-взвешенный MR Acquisition для создания карты материалов. Восстановите данные, как описано выше (см. шаг 2.5).
10. Следуйте местным и институтским правилам, касающимся ухода и обращения с мышью после ПЭТ-визуализации. Рассматривать все использованные шприцы/иглы, перчатки, постельные принадлежности и фекалии как радиоактивные отходы, требующие специального обращения/захоронения в соответствии с местными правилами.

5. Поствизуальный анализ

1. Откройте программное обеспечение для анализа изображений (см. Таблица материалов) и нажмите Загрузить данные DICOM , чтобы получить соответствующие изображения MR и PET.
2. Выполните совместную регистрацию изображений MR и PET, перетащив эти изображения в окно дисплея. Нажмите на функцию Автоматическая регистрация .
   1. Выберите Жесткое преобразование в раскрывающемся меню Настройка регистрации . Установите флажок «Сдвиг » и « Поворот » в меню «Жесткий/Аффинный ».
   2. Выберите получение MR, взвешенное по T1 , в качестве ссылки и приобретение PET в качестве reslice в меню Global Role Selection (Глобальный выбор роли ).
   3. Проверьте регистрацию во всех трех измерениях, чтобы убедиться в идеальном выравнивании между изображениями MR и PET. Чтобы настроить его вручную, нажмите «Ручная регистрация».
3. Используйте интерполированную эллипсовую рентабельность инвестиций для рисования VOI на интересующей ткани, то есть iBAT и паховой белой жировой ткани (iWAT), используя МР-изображение для справки. Используйте инструмент «Кисть» и инструмент «Ластик» для определения границы VOI; следовательно, анатомия тканей. Убедитесь, что нет перекрытия поглощения, используя ИЗОБРАЖЕНИЕ ПЭТ, чтобы избежать перетекания из соседних органов. Повторяйте процесс пошагово до тех пор, пока не будет очерчен весь VOI. При необходимости отредактируйте VOI, чтобы поддерживать согласованность томов VOI между каждой мышью.
4. Используйте эллипсоидНЫЙ VOI , чтобы нарисовать 3 ^мм3 VOI на легком в качестве эталонного органа. Избегайте любых побочных эффектов от соседних сердца и мышц.
5. По завершении нажмите Показать таблицу ROI , чтобы переименовать каждый VOI. Запишите среднюю радиоактивность с VOI и объемом ткани в электронную таблицу. Архивируйте чертежи VOI и данные изображений на устройство хранения данных.
6. Рассчитайте стандартизированное значение поглощения (SUV) для всех VOI, используя следующее ^{уравнение11}:
   _SUVmean = радиоактивность VOI в кБк/(Распад - скорректированная инъекционная доза в кБк/масса тела мыши в кг), предполагающая плотность ткани 1 г/мл.

Три группы мышей (n = 3 на группу) прошли микро-ПЭТ/МР визуализацию в этом исследовании, где они были размещены либо при термонейтральности (30 ° C), либо при холоде (6 ° C) в течение 7 дней. У одной группы мышей (n = 3) был удален iBAT (iBATx) до лечения холодом (рисунок 1A). Этот метод привел к изменению активности белой жировой ткани у всех трех мышей. В частности, наблюдалось заметное увеличение поглощения [^18F]FDG в iWAT с использованием микро-ПЭТ/МР визуализации (рисунок 1B-C). Эти совместно зарегистрированные данные визуализации демонстрируются как проекция максимальной интенсивности (MIP), где iWAT был четко очерчен, чтобы позволить количественно оценить поглощение [^18F] FDG. Последовательно, мультилокулярные адипоциты, которые являются характерной морфологией для бежевых адипоцитов, были более выражены в iWAT у мышей iBATx по сравнению с фиктивной управляемой группой (рисунок 1D).

Чтобы проверить, могут ли изменения активности iBAT и iWAT после этой длительной индукции холода контролироваться с помощью микро-ПЭТ/МР-визуализации, на мышах, подвергшихся воздействию 30 °C и 6 °C, были проведены визуальные исследования, и были сопоставлены результаты между группами. ПЭТ/МР-визуализация также продемонстрировала, что мыши, подвергшиеся воздействию 6 °C, имели заметно повышенное поглощение [^18F]FDG на iBAT у мышей, управляемых фиктивным путем (рисунок 2A), что согласуется с предыдущей опубликованной литературой11. Мыши с удаленным iBAT (iBATx) до холодного лечения показали самое высокое поглощение [^18F]FDG в iWAT среди группы 30 °C и 6 °C (рисунок 2B). Изображения ПЭТ были дополнительно количественно определены с использованием подхода на основе внедорожников. В iBAT воздействие холода вызвало 7-кратное увеличение поглощения [^18F] FDG по сравнению с группой 30 ° C. В iWAT поглощение [^18F]FDG было выше у холодноакклиматизированных мышей iBATx, чем у остальных групп (рисунок 2C). Удаление iBAT у мышей, индуцированных холодом, привело к 8-кратному увеличению поглощения iWAT по сравнению с мышами с термонейтральностью, тогда как при наличии iBAT у мышей наблюдалось лишь незначительное увеличение (в 2 раза).

Рисунок 1: Микро-ПЭТ/МР Визуализация паховой белой жировой ткани (iWAT) у мышей. Межлопастная коричневая жировая ткань была удалена хирургическим путем (iBATx). После выздоровления мышей размещали при температуре 6 °C в течение 7 дней до анализа. (A) Блок-схема для хирургических и последующих процедур. (B) Иллюстрация положения мыши и сканера ПЭТ/МР. (C) Проекция максимальной интенсивности (MIP) совместно зарегистрированных изображений ПЭТ/МРТ. Белые стрелки: Расположение iWAT. О: Передний L: Слева. (D) Окрашивание гематоксилина и эозина (HE) iWAT у мышей sham и iBATx после воздействия холода. Шкала = 100 мкм. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

Рисунок 2: Репрезентативное поглощение in vivo [^18F]FDG в коричневой жировой ткани в межлопаточной области (iBAT) и паховой подкожной белой жировой клетчатке (iWAT). Мыши, размещенные при термонейтральности (30 °C), холодно-акклиматизированные (6 °C) и холодно-акклиматизированные + iBATx, подвергались визуализации [^18F]FDG PET/MR. (A) Сагиттальный участок изображений ПЭТ/МРТ, показывающих iBAT у мышей. (B) Осевая секция изображений ПЭТ/МРТ, показывающих двусторонний iWAT. (C) Количественный анализ поглощения [^18F]FDG в iBAT (слева) и iWAT (справа). Желтые стрелки: Расположение iBAT. Белые стрелки: Расположение iWAT. n = 3 для каждой группы. Значения _SUVratio представлены как среднее ±SD. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

В этом исследовании была описана визуализация на основе ПЭТ/МРТ и количественная оценка функциональной коричневой и бежевой жировой ткани у мелких животных. Этот метод использует неметаболизируемый аналог глюкозы [^18F]FDG в качестве биомаркера визуализации, чтобы идентифицировать жировые ткани с высоким спросом на глюкозу неинвазивным способом. MR предлагает хороший контраст мягких тканей и может лучше дифференцировать жировые ткани от соседних мягких тканей и мышц. В сочетании с ПЭТ это позволяет точно визуализировать и количественно оценивать активированные адипоциты в результате высокого уровня использования глюкозы. Экспериментальные условия, изложенные здесь, подчеркивают возможность использования [^18F] FDG PET для изучения повышения регуляции iBAT и iWAT in vivo и потенциально полезны для оценки термогенного воздействия новых лекарств-кандидатов. Кроме того, этот протокол может быть легко модифицирован в формат с высокой пропускной способностью путем одновременной визуализации нескольких мышей с использованием специально разработанной кровати животных, тем самым повышая статистическую мощность и достоверность данных визуализации при меньших затратах и ^{времени12,13}.

В настоящее время [^18F]FDG ПЭТ/КТ остается наиболее распространенным подходом к визуализации НИМ у людей и грызунов, и стандартные протоколы хорошо ^{известны8,11}. В последние годы также было проведено несколько исследований с использованием пэт/МР-визуализации [^18F]FDG для оценки НИМ у людей14,15,16. Напротив, нет подробного описания по [^18F]FDG ПЭТ/МРТ для мелких животных. Здесь описан подробный протокол, который опирается на использование комбинированной системы визуализации ПЭТ и МРТ у мышей. Этот метод использует преимущества более высокого разрешения МРТ, особенно при обнаружении жировых тканей, что позволяет легко идентифицировать и сегментировать их по сравнению с широко используемым методом КТ. Таким образом, нынешний подход позволяет повысить точность количественной оценки ПЭТ по сравнению с методом ПЭТ/КТ, что имеет большое значение для исследований на мелких животных с более деликатными жировыми депо. При анализе результатов тканей, представляющих интерес при их исходном поглощении, МРТ становится важным инструментом для точного рисования ВОИ, чтобы обеспечить согласованность их объемов между мышами и избежать включения соседних органов. Кроме того, точная обработка изображений, такая как регистрация изображений и разграничение VOI, важна для обеспечения надежной количественной оценки. Анатомическое расположение ЧУВСТВИТЕЛЬНОГО к глюкозе BAT отличается между людьми и мышью. В то время как функциональный НИМ находится в межлопаточной области, [^18F]FDG ПЭТ/МР-анализ на основе визуализации в основном идентифицирует функциональный НИМ в надключичной области у людей14,15,16.

Статус голодания или кормления мышей также следует принимать во внимание при выполнении эксперимента по поглощению [^18F] FDG. В некоторых исследованиях мышей голодают в течение нескольких часов или даже ночи перед экспериментом по поглощению, поскольку предполагается, что эндогенная глюкоза будет конкурировать с [^18F] FDG. В протоколе измерялся [^18F]FDG в состоянии питания, и сильный сигнал поглощения все еще наблюдался как в iBAT, так и в iWAT. Это, таким образом, демонстрирует, что нет необходимости переводить мышей в состояние голодания для надежных сигналов поглощения, что менее физиологически значимо. На самом деле, следует соблюдать осторожность при изучении BAT и бежевых адипоцитов у голодающих животных, поскольку в предыдущем открытии сообщалось, что гипоталамический нейропептид Y (NPY)-опосредованный сигнал голода действует на медуллярные двигательные системы, чтобы ингибировать термогенез BAT путем снижения симпатической иннервации17. Последовательно, у людей, предполагается, что при высококалоригенных диетах термогенные адипоциты сжигают лишние калории, чтобы поддерживать энергетический баланс. Напротив, при лишении питательных веществ активируются контррегуляторные механизмы для подавления потерь энергии.

Другое соображение для [^18F]FDG ПЭТ-визуализации включает пути введения радиоиндикатора мышам. Внутрибрюшинные и внутривенные методы являются двумя распространенными способами введения [^18F]FDG мышам, и оба метода приводят к относительно аналогичному биораспределению [^18F]FDG у мышей через 60 мин после ^{инъекции18}. В то время как внутрибрюшинный метод относительно прост в выполнении, и инъекция может быть сделана быстро, чтобы избежать нежелательного стресса, наложенного на мышей, прямая инъекция случайно в кишечник является распространенной и не сразу идентифицируется, что приводит к ненадежным результатам ^ПЭТ19. Внутривенный метод является предпочтительным методом и используется в данном исследовании. Успешная инъекция хвостовой вены может быть определена, когда перед инфузией наблюдается видимое воспоминание крови, что указывает на то, что игла правильно расположена внутри вены для инфузии. Одним из ограничений этого метода является трудность заметить видимое воспоминание крови, потенциально из-за низкого кровяного давления и наличия темных волос на хвостах. Это можно преодолеть, согрев хвост теплой мочалкой, чтобы увеличить кровоток, следовательно, улучшая видимость вены для введения иглы.

Точный сканер и соответствующее оборудование являются другими важными факторами для надежной количественной оценки ПЭТ-изображения. Крайне важно проводить регулярные проверки качества компонентов ПЭТ и МРТ сканера. Контроль качества MR включает в себя оценку соотношения сигнал/шум на различных T1- и T2-взвешенных последовательностях, которая должна выполняться еженедельно в соответствии с рекомендациями производителя сканера. Для ПЭТ точность активности должна определяться с помощью шприца, содержащего известную концентрацию радиоактивности на еженедельной основе или до начала важного исследования. Этот тест контроля качества также позволяет определить совместную регистрацию изображений ПЭТ и МРТ. Калибровка должна быть выполнена, если восстановленная активность выходит за пределы рекомендуемого диапазона или обнаружена неправильная регистрация между изображениями ПЭТ и МРТ. Кроме того, калибратор дозы должен регулярно калиброваться в соответствии с рекомендациями производителя, поскольку это важный инструмент для контроля качества сканера, а также измерения радиоактивности для визуализации ПЭТ.

Это исследование показывает, что активация жировых депо как в iBAT, так и в iWAT у мышей может быть визуализирована и количественно определена с использованием [^18F]FDG ПЭТ/МР визуализации при воздействии холодной температуры. Однако текущее исследование ограничено тем фактом, что поглощение [^18F]FDG в iWAT было относительно низким, за исключением отсутствия iBAT. Это указывает на то, что по сравнению с iBAT, который легко активируется холодным стимулом, бежевые адипоциты относительно неохотно мобилизуются и действуют больше как резервное термогенное депо iBAT у мышей. Необходимо выявить более эффективные методы индуцирования сигнала [^18F]FDG в iWAT и/или других жировых депо у нормальных мышей, такие как использование бежевых активаторов или более сильное состояние холодного вызова, что выходит за рамки текущего исследования.

У авторов нет конфликта интересов для раскрытия.

Мы благодарим за поддержку Национального фонда естественных наук Китая (NSFC) - Фонда отличных молодых ученых (Гонконг и Макао) (81922079), Общего исследовательского фонда Совета по исследовательским грантам Гонконга (GRF 17121520 и 17123419) и Фонда совместных исследований Совета по исследовательским грантам Гонконга (CRF C7018-14E) за эксперименты по визуализации мелких животных.