Visualização e Quantificação de Tecidos Adiposos Marrons e Bege em Camundongos usando [^18F]FDG Micro-PET/MR Imaging

Imagem funcional e quantitação de depósitos de adiposos termogênicos em camundongos usando uma abordagem baseada em imagens micro-PET/MR.

Os adipócitos marrons e beges são agora reconhecidos como potenciais alvos terapêuticos para obesidade e síndromes metabólicas. Métodos de imagem molecular não invasivos são essenciais para fornecer insights críticos sobre esses depósitos de adiposos termogênicos. Aqui, o protocolo apresenta um método baseado em imagem PET/MR para avaliar a atividade de adipócitos marrons e bege no tecido adiposo marrom interscapular do rato (iBAT) e tecido adiposo branco subcutâneo inguinal (iWAT). A visualização e quantificação dos depósitos de adiposos termogênicos foram obtidas utilizando-se ^o FDG ,o análogo de glicose não metabolizável, como o radiotracer, quando combinado com as informações anatômicas precisas fornecidas pela imagem mr. A imagem PET/MR foi realizada 7 dias após a aclimatação a frio e a quantitação do sinal FDG em diferentes depósitos adiposos foi realizada para avaliar a mobilização relativa de tecidos adiposos termogênicos. A remoção do iBAT aumentou substancialmente a captação de FDG evocada a frio no iWAT dos camundongos.

Em resposta às mudanças nas necessidades nutricionais, o tecido adiposo serve como um cache energético para adotar o armazenamento lipíde ou o modo de mobilização para atender às necessidades do ^corpo1. Além disso, o tecido adiposo também desempenha uma função fundamental na termoregulação, através de um processo chamado termogênese não-trêmica, também chamado de termogênese facultativa. Isso é tipicamente conseguido pelo tecido adiposo marrom (BAT), que expressa um nível abundante de proteína de membrana mitocôndria desacoplamento da proteína 1 (UCP1). Como portador de prótons, o UCP1 gera calor desacoplando o transporte de prótons e a produção ^ATP2. Após a estimulação a frio, a termogênese no BAT é iniciada pela ativação do sistema nervoso simpático (SNS), seguido pela liberação de norepinefrina (NE). Ne se liga aos receptores β3 adrenérgicos e leva à elevação do AMP cíclico intracelular (cAMP). Como consequência, o engajamento dependente de cAMP/PKA do CREB (proteína vinculante de elemento de resposta cAMP) estimula a transcrição do Ucp1 por meio de vinculação direta aos elementos de resposta creb (CRE)². Além do BAT, os adipócitos de forma marrom também são encontrados dentro do tecido adiposo branco e são, portanto, chamados de células bege ou brite (marrom-em-branco)^1,3. Em resposta a estímulos específicos (como o frio), essas células bege quiescentes são remodeladas para exibir múltiplas características semelhantes a marrons, incluindo gotículas lipídicas multiloculares, mitocôndrias densamente embaladas e expressão aumentada de UCP13,4,5.

Estudos em animais demonstraram que os adipócitos marrons e beges possuem múltiplos benefícios metabólicos além de seu efeito redutor de gordura, incluindo a sensibilização da insulina, redução lipídica, anti-inflamação e anti-aterosclerose6,7. Em humanos, a quantidade de gordura bege/marrom está inversamente correlacionada com a idade, índice de resistência à insulina e distúrbios cardiometabólicos8. Além disso, a ativação de adipócitos bege/marrom em humanos por aclimatação fria ou β3 agonista receptor adrenérgico confere proteção contra uma série de distúrbios metabólicos4,9,10. Essas evidências indicam coletivamente que a indução do tecido adiposo marrom e bege é uma estratégia terapêutica potencial para o manejo da obesidade e suas complicações médicas ^{relacionadas8}.

Curiosamente, embora compartilhem função semelhante, adipócitos bege e castanhos clássicos são derivados de diferentes precursores e ativados por mecanismos sobrepostos, mas ^distintos1. Portanto, a imagem in vivo e a quantificação de adipócitos marrons e beges são essenciais para obter uma melhor compreensão do controle molecular desses tecidos adiposos. Atualmente^{, a} tomografia de emissão de pósitrons (PET) combinada com tomografia computadorizada (TC) continua sendo o padrão ouro para caracterização de células parógênicas e bege termogênicas em estudos ^clínicos8. A ressonância magnética (MrI) utiliza poderosos campos magnéticos e pulsos de radiofrequência para produzir estruturas anatômicas detalhadas. Em comparação com a tomografia computadorizada, a ressonância magnética gera imagens de órgãos e tecidos moles com maior resolução. Fornecido aqui é um protocolo para visualização e quantificação de adiposos marrons e bege funcionais em modelos de camundongos após aclimatação à exposição a frio, uma maneira comum e mais confiável de induzir o browning adiposo. Este método pode ser aplicado para caracterizar os depósitos de adiposos termogênicos em pequenos modelos animais com alta precisão.

O protocolo descrito abaixo segue as diretrizes de cuidados com animais da Universidade de Hong Kong. Os animais utilizados no estudo foram camundongos C57BL/6J de 8 semanas de idade.

1. Procedimentos cirúrgicos animais e desafio frio

1. Realize a dissecção bat (iBAT) interescapular.
   1. Anestesiar os camundongos por injeção intraperitoneal de cetamina/xilazina (100 mg/kg de cetamina bodyweight e 10 mg/kg de xilazina). Após anestesia, raspe o cabelo do rato do pescoço até logo abaixo da escápula.
   2. Coloque os ratos na almofada de aquecimento após a desinfecção e faça uma incisão de 2 cm ao longo da linha média dorsal dos camundongos.
   3. Remova as almofadas iBAT (bilaterais). No grupo operado por farsas, faça a mesma incisão, mas deixe as almofadas iBAT intactas.
   4. Feche a incisão usando clipes de aço inoxidável de 7 mm depois que o sangramento parar.
   5. Após a cirurgia, dê meloxicam (5 mg/kg em água potável) aos camundongos por 6 dias e abriga-os em uma unidade de terapia intensiva (UTI) por 14 dias. Remova os clipes assim que a ferida estiver curada (7-10 dias).
2. Desafio frio dos ratos: Abrigar os ratos na termoneutralidade (30 °C) por 14 dias. No dia 13, pré-chill as gaiolas animais em frio (6 °C) durante a noite. No dia 14, coloque os ratos a 6°C na câmara ambiental por 7 dias. Coloque dois ratos em cada gaiola.

2. Calibrações micro-PET/MR e configuração do fluxo de trabalho

NOTA: A imagem micro-PET/MR é realizada utilizando um sistema PET/MR sequencial (ver Tabela de Materiais). Cada rato é colocado na cama de imagem; primeiro digitalize com o MR para uma referência anatômica (visão de scout) antes de avançar para o centro do campo de visão PET (FOV) para uma aquisição estática [^18F]FDG PET, seguida de imagem MR para referência anatômica. Um fluxo de trabalho de imagem é criado no software operacional do scanner (ver Tabela de Materiais) para permitir varreduras PET/MR automatizadas e sequenciais antes da sessão de imagem.

1. Crie um fluxo de trabalho de imagem no software operacional que inclua aquisição estática de PET, aquisições de ressonância magnética para correção de atenuação e referência anatômica usando imagens 3D t1-weigthed e imagem 2D ponderada t2, respectivamente.
2. Para adquirir PET, estabeleça discriminação de nível de 400-600 keV, isótopo de estudo F-18, modo 1-5 coincidência e 20 min de varreduras.
3. Para adquirir MR ponderado T1 (para correção de atenuação), defina Gradiente Echo-3D (TE = 4,3 ms, TR = 16 ms, FOV = 90 x 60 mm, número de excitações (NEX) = 3, 28 fatias com espessura de 0,9 mm, tamanho do voxel = 0,375 x 0,375 x 0,9 mm).
4. Para adquirir MR ponderado T2 (referência anatômica), defina o Fast-spin Echo 2D (TE = 71,8 ms, TR = 3000 ms, FOV = 90 x 60 mm, NEX = 5, 32 fatias com espessura de 0,9 mm, tamanho do voxel = 0,265 x 0,268 x ^0,93 mm).
5. Para reconstruir o PET, use o algoritmo Tera-Tomo 3D (TT3D) (8 iterações, 6 subconjuntos) com modo coincidência 1-3, e com decaimento, tempo morto, atenuação aleatória e correções de dispersão para criar imagens com um tamanho geral de ^{0,3 mm3} voxel.
6. Realize um teste de atividade PET do scanner micro-PET/MR um dia antes do início do estudo de imagem para verificar a precisão da quantitação PET.
   1. Prepare uma seringa de 5 mL preenchida com [^18F]FDG conforme recomendado pelas diretrizes do fabricante (140-220 μCi/5-8 MBq em água ou soro fisiológico).
   2. Registo a atividade da seringa utilizando um calibrador de dose (ver Tabela de Materiais) e observe o tempo de medição.
   3. Selecione ROI de Elipse Interpolada para desenhar um VOI de volume de interesse (VOI) na imagem reconstruída para comparar a atividade recuperada com o valor medido como descrito acima. A atividade recuperada para um scanner bem calibrado é precisa dentro de ±5%.

3. Injeção de [^18F]FDG

1. Peça uma dose clínica de FDG (¹⁰ mCi/370 MBq) do fornecedor para sua chegada ao laboratório de imagem aproximadamente 30 minutos antes da primeira injeção programada. Certifique-se de usar equipamentos de proteção individual (EPI) adequados, como um jaleco, luvas, dosímetro de radiação pessoal, por exemplo, dedos, corpo inteiro ao receber a embalagem contendo materiais radioativos. Troque as luvas regularmente para evitar a contaminação cruzada da radioatividade e aumente a distância da fonte radioativa o máximo possível.
2. Use os fórceps para transferir cuidadosamente o frasco de estoque FDG [^18F]atrás de um escudo superior de mesa de bloco L.
3. Dispense uma alíquota de FDG [^18F]e dilua com soro fisiológico esterilizado para dar uma concentração total de atividade em 200-250 μCi/7-9 MBq) em 100-150 μL.
4. Desenhe a solução FDG [^18F]em uma seringa de 1 mL com agulha (ver Tabela de Materiais), meça a radioatividade usando um calibrador de dose definido para F-18 e registe o tempo de medição.
5. Regisso o peso do mouse antes da injeção. Injete a solução FDG ^{preparada através da} veia traseira. Tome nota do tempo de injeção e resíduo da radioatividade da seringa para permitir a correção da decomposição.
6. Coloque o mouse de volta na gaiola e deixe [^18F]captação de FDG por 60 minutos antes do PET scans.
7. Calcule a atividade de FDG injetada [^18F]usando a seguinte ^fórmula11:
   Atividade injetada (μCi/MBq)
   = Atividade na seringa antes da injeção
   - atividade na seringa após injeção

4. Aquisição de Micro-PET/MR

1. Ligue o aquecedor de ar para a cama do rato para permitir que o ar quente passe por ele.
2. Anestesiar o mouse usando 5% de isoflurane (1 L/min médico _O2). Uma vez induzido, transfira o rato para a cama quente do rato e mantenha a anestesia em 2%-3 % isoflurane através de um cone de máscara de nariz. Posicione a cabeça do mouse na barra de mordida e certifique-se de que o mouse não se projede fora do diâmetro da cama. Aplique lubrificante ocular para evitar a secagem e formação de úlceras córneas.
3. Monitore a temperatura corporal e a taxa respiratória por uma sonda térmica e uma almofada respiratória, respectivamente. Mantenha a temperatura corporal a 36-37 °C, e a taxa respiratória a 70-80 respirações por minuto (bpm) ajustando o nível de isoflurane.
4. Execute uma visão de batedor para determinar a posição do mouse. Ajuste a posição da cama do mouse para incluir todo o corpo do mouse, e para garantir que o FOV central de MR esteja no centro do corpo do mouse.
5. De acordo com a aquisição pet na janela de lista de estudo, selecione Faixa de varredura na aquisição anterior para usar a posição de exibição do scout conforme descrito acima. Clique em Prepare-se para mover a cama animal de MR para PET. Selecione OK para iniciar a varredura PET. Registo da dose de injeção e tempo medido antes e ^{depois da administração} FDG no Editor Radiofarmacêutico. Digite o peso do mouse no menu Informações de Assunto .
6. Uma vez concluída a varredura PET, selecione Preparar para mover-se para MR e concluir todas as aquisições de MR na janela da lista de estudo. Selecione OK para iniciar as varreduras de Mr.
7. Após todo o fluxo de trabalho ser concluído, avalie brevemente a qualidade das imagens de MR adquiridas usando o software pós-processamento (ver Tabela de Materiais). Clique no botão Home para mover a cama do mouse do MR para a posição original.
8. Remova cuidadosamente o mouse do scanner e devolva-o a uma gaiola de habitação limpa com uma almofada aquecida por baixo para permitir a recuperação em ambiente quente. Forneça comida e água ao rato. O sistema está pronto para o próximo mouse na fila.
9. Para reconstruir os dados, selecione a aquisição pet no menu Raw Scan para carregar a varredura PET concluída. Selecione A aquisição mr ponderada t1 para a criação de mapas materiais. Reconstrua os dados descritos acima (ver passo 2.5).
10. Siga as normas locais e do instituto sobre o cuidado e manuseio do mouse de imagem pós-PET. Considere todas as seringas/agulhas usadas, luvas, roupas de cama e matéria fecal como resíduos radioativos que requerem manuseio/descarte especial de acordo com as normas locais.

5. Análise pós-imagem

1. Abra o software de Análise de Imagem (ver Tabela de Materiais) e clique em Carregar dados DICOM para recuperar as imagens MR e PET correspondentes.
2. Realize o co-registro da imagem MR e PET arrastando essas imagens para a janela de exibição. Clique na função Registro Automático .
   1. Selecione a transformação rígida no menu suspenso da configuração de registro . Verifique Shift e Rotação no menu Rígido/Affine .
   2. Selecione a aquisição de MR ponderada por T1 como a aquisição de Referência e PET como a Reslice no menu Seleção de Funções Globais.
   3. Inspecione o registro nas três dimensões para garantir um alinhamento perfeito entre as imagens MR e PET. Para ajustá-lo manualmente, clique em Registro Manual.
3. Use ROI de Elipse Interpolada para desenhar VOI no tecido de interesse, ou seja, iBAT e tecido adiposo branco inguinal (iWAT) usando imagem MR para referência. Use a ferramenta pincéis e a ferramenta de borracha para definir a borda VOI; daí, a anatomia dos tecidos. Certifique-se de que não há absorção de sobreposição usando imagem PET para evitar derramamento dos órgãos vizinhos. Repita o processo slide-by-slide até que todo o VOI esteja delineado. Se necessário, edite os VOIs para manter volumes de VOI consistentes entre cada mouse.
4. Use Ellipsoid VOI para desenhar um VOI de ^{3 mm3} no pulmão como órgão de referência. Evite qualquer derramamento do coração e músculo vizinhos.
5. Após a conclusão, clique em Mostrar tabela ROI para renomear cada VOI. Grave a radioatividade média com o VOI e o volume de tecido em uma planilha. Arquive os desenhos voi e os dados de imagem em um dispositivo de armazenamento de dados.
6. Calcule o valor de absorção padronizado (SUV) para todos os VOIs usando a seguinte ^equação11:
   _SUVMEAN = Radioatividade VOI no kBq / (Decay - dose injetada corrigida no kBq / peso corporal do rato em kg), assumindo uma densidade tecidual de 1 g/mL.

Três grupos de camundongos (n = 3 por grupo) foram submetidos a imagens micro-PET/MR neste estudo, onde estavam alojados em termoneutralidade (30 °C) ou frio (6 °C) durante 7 dias. Um grupo de camundongos (n = 3) teve seu iBAT removido (iBATx) antes do tratamento frio (Figura 1A). Este método levou a uma alteração na atividade do tecido adiposo branco em todos os três camundongos. Em particular, observou-se um aumento notável na absorção de FDG [^18F], utilizando-se imagens micro-PET/MR (Figura 1B-C). Esses dados de imagem co-registrados são demonstrados como projeção de intensidade máxima (MIP), onde o iWAT foi claramente delineado para permitir a quantificação da absorção de FDG [^18F]. Consistentemente, os adipócitos multiloculares, que são morfologia característica para adipócitos bege, foram mais pronunciados em iWAT de camundongos iBATx, em comparação com o grupo operado por sham (Figura 1D).

Para verificar se foram realizadas alterações nas atividades de iBAT e iWAT após esta indução prolongada de frio pode ser monitorada por imagens micro-PET/MR, foram realizados estudos de imagem nos camundongos expostos a 30 °C e 6 °C e os resultados entre os grupos foram comparados. As imagens PET/MR também demonstraram que os camundongos submetidos a 6 °C têm uma absorção de FDG acentuadamente elevada no iBAT em camundongos operados por farsa (Figura 2A), o que é consistente com a literatura relatada ^anterior11. Camundongos com seu iBAT removido (iBATx) antes do tratamento frio apresentaram a maior absorção ^de FDG no iWAT entre o grupo de 30 °C e 6 °C (Figura 2B). As imagens PET foram ainda mais quantificadas usando uma abordagem baseada em SUV. No iBAT, a exposição ao frio causou um aumento de 7 vezes na absorção ^de FDG em relação ao grupo de 30 °C. No iWAT^{, a} absorção de FDG foi maior em camundongos iBATx aclimatados a frio do que os demais grupos (Figura 2C). A remoção do iBAT nos camundongos induzidos a frio resultou em um aumento de 8 vezes na absorção de iWAT em comparação com os camundongos termoneutralidade, enquanto apenas um aumento modesto (2 vezes) foi observado quando o iBAT estava presente em camundongos.

Figura 1: Micro-PET/MR Imagem de tecido adiposo branco inguinal (iWAT) em camundongos. O tecido adiposo marrom interscapular foi removido cirurgicamente (iBATx). Após a recuperação, os camundongos foram alojados a 6 °C durante 7 dias antes da análise. (A) Fluxograma para os procedimentos cirúrgicos e subsequentes. (B) Ilustração da posição do mouse e do scanner PET/MR. (C) Projeção de intensidade máxima (MIP) de imagens PET/MR co-registradas. Setas brancas: Localização do iWAT. A: Anterior L: Esquerda. (D) Hematoxilina e Eosin (HE) manchas de iWAT em camundongos sham e iBATx após exposição a frio. Barra de escala = 100 μm. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figura 2: Representante in vivo [^18F]Captação de FDG em tecido adiposo marrom na região interscapular (iBAT) e tecido adiposo branco subcutâneo inguinal (iWAT). Os camundongos alojados na termoneutralidade (30 °C), aclimatado a frio (6 °C) e a frio -aclimatado + iBATx foram submetidos ^{a imagens} FDG PET/MR .. (A) Seção sagital de imagens PET/MR mostrando iBAT em camundongos. (B) Seção axial de imagens PET/MR mostrando iWAT bilateral. (C) Análise quantitativa da absorção ^de FDG em iBAT (esquerda) e iWAT (direita). Setas amarelas: Localização do iBAT. Setas brancas: Localização do iWAT. n = 3 para cada grupo. Os valores do _SUVratio são apresentados como ±SD. Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Neste estudo, foi descrita uma imagem baseada em PET/MR e quantificação de tecido adiposo marrom e bege funcional em animais de pequeno porte. Este método utiliza o análogo de glicose não metabolizável [^18F]FDG como biomarcador de imagem para identificar os tecidos adiposos com alta demanda de glicose de forma não invasiva. Mr oferece bom contraste de tecido mole e pode diferenciar melhor os tecidos adiposos dos tecidos moles e músculos vizinhos. Quando combinado com PET, isso permite a imagem e quantificação dos adipócitos ativados como resultado da alta utilização da glicose de forma precisa. As condições experimentais aqui descritas destacam a viabilidade do ^{uso do} FDG PET para estudar a regulação do iBAT e iWAT in vivo, e é potencialmente útil para a avaliação do impacto termogênico de novos candidatos a medicamentos. Além disso, este protocolo pode ser facilmente modificado em alto formato de rendimento, imagens simultâneas de vários camundongos usando um leito animal especialmente projetado, aumentando assim o poder estatístico e a confiança nos dados de imagem a um custo e tempo ^{reduzidos12,13}.

Atualmente^{, o} FDG PET/CT continua sendo a abordagem mais comum para visualizar o BAT em humanos e roedores e protocolos padrão foram bem ^{estabelecidos8,11}. Nos últimos anos, há também vários estudos ^{usando imagens} FDG PET/MR para avaliar o BAT em humanos14,15,16. Em contraste, não há descrição detalhada sobre [^18F]FDG PET/MRI para animais de pequeno porte. Descrito aqui é um protocolo detalhado que se baseia no uso de um sistema de imagem PET e MR combinado em camundongos. Este método aproveita a maior resolução da Ressonância Magnética, especialmente na detecção de tecidos gordos, facilitando a identificação e segmentação em comparação com o método de tomografia computadorizada comumente utilizado. Portanto, a abordagem atual permite uma melhor precisão da quantificação pet em relação ao método PET/CT, que é de grande valor para estudos em pequenos animais com depósitos adiposos mais delicados. Ao analisar os resultados de tecidos de interesse em sua captação de linha de base, a ressonância magnética torna-se uma ferramenta essencial para desenhar com precisão os VOIs para garantir a consistência de seus volumes entre camundongos e evitar a inclusão de órgãos vizinhos. Além disso, o processamento preciso de imagens, como registro de imagem e delineamento de VOI, são importantes para permitir quantificação confiável. A localização anatômica do BAT responsivo à glicose é distinta entre humanos e camundongos. Enquanto o BAT funcional se localiza na região interscapular^{, a análise} baseada em imagem FDG PET/MR identifica principalmente o BAT funcional na região supraclavicular em humanos14,15,16.

O jejum ou o status alimentado dos camundongos também devem ser levados em consideração ao realizar o experimento de absorção fdg [^18F]. Em alguns estudos, os camundongos são jejuados por várias horas ou até mesmo durante a noite antes do experimento de absorção, uma vez que se supõe que a glicose endógena competirá com [^18F]FDG. No protocolo, o FDG [^18F]em estado alimentado foi medido e um forte sinal de absorção ainda foi observado tanto no iBAT quanto no iWAT. Isso, assim, demonstra que não é necessário colocar os camundongos em um status de jejum para sinais de absorção robustos, o que é menos fisiologicamente relevante. Na verdade, deve-se ter cuidado ao examinar os adipócitos de BAT e bege em animais em jejum, uma vez que um achado anterior relatou que o sinal de fome mediado pelo neuropeptídeo hipotalâmico Y (NPY) age nos sistemas motores medulares para inibir a termogênese bat, reduzindo a invasão ^simpática17. Consistentemente, em humanos, sugere-se que, em dietas calóricas elevadas, os adipócitos termogênicos queimam calorias extras de modo a manter o equilíbrio energético. Em contrapartida, após a privação de nutrientes, mecanismos contra-regulatórios são ativados para suprimir o desperdício de energia.

Outra consideração para [^18F]Imagem PET FDG envolve as rotas para a administração de radiotracer em camundongos. Técnicas intraperitoneais e intravenosas são duas maneiras comuns de ^{injetar FDG} em camundongos, e ambos os métodos resultam em uma biodistribuição relativamente semelhante ^{de FDG} em camundongos 60 min pós-injeção18. Embora o método intraperitoneal seja relativamente fácil de executar e a injeção possa ser feita rapidamente para evitar o estresse indesejado imposto aos camundongos, a injeção direta acidentalmente no intestino é comum e não é imediatamente identificada, levando a resultados pet não ^{confiáveis19}. O método intravenoso é o método preferido e empregado neste estudo. A injeção bem sucedida da veia da cauda pode ser determinada quando um flashback de sangue visível é observado antes da infusão, indicando que a agulha está devidamente posicionada dentro da veia para infusão. Uma limitação para esta técnica é a dificuldade de notar um flashback sanguíneo visível, potencialmente devido à baixa pressão arterial e à presença de cabelos escuros na cauda. Isso pode ser superado aquecendo a cauda com um pano de banho quente para aumentar o fluxo sanguíneo, melhorando assim a visibilidade da veia para a inserção da agulha.

Um scanner preciso e um equipamento relevante são outros fatores importantes para uma quantificação confiável da imagem PET. É imprescindível realizar exames de controle de qualidade de rotina em componentes PET e MR do scanner. O controle de qualidade mr envolve a avaliação da relação sinal-ruído em diferentes sequências ponderadas T1 e T2, que devem ser realizadas semanalmente, conforme recomendado pelo fabricante do scanner. Para PET, a precisão da atividade deve ser determinada usando uma seringa contendo uma concentração conhecida de radioatividade semanalmente ou antes do início de um estudo importante. Este teste de controle de qualidade também permite a determinação do co-registro de imagens PET e MR. A calibração deve ser realizada se a atividade recuperada estiver fora da faixa recomendada ou o registro errado entre as imagens PET e MR for encontrada. Além disso, o calibrador de dose deve ser regularmente calibrado de acordo com as diretrizes do fabricante, uma vez que esta é uma ferramenta importante para o controle de qualidade do scanner, bem como a medição de radioatividade para imagens PET.

Este estudo mostra que a ativação de depósitos adiposos em iBAT e iWAT em camundongos pode ser visualizada e quantificada usando imagens FDG PET/MR em ^[18F]FDG PET/MR após exposição à temperatura fria. No entanto, o presente estudo é limitado pelo fato de que a absorção ^de FDG no iWAT foi relativamente baixa, a menos que na ausência do iBAT. Isso indica que, em comparação com o iBAT que é facilmente ativado por estímulos frios, os adipócitos bege são relativamente relutantes em ser mobilizados e agir mais como um depósito termogênico de backup do iBAT em camundongos. Métodos mais eficientes para induzir o sinal FDG [^18F]no iWAT e/ou outros depósitos adiposos em camundongos normais, como o uso de ativadores específicos de bege ou condição de desafio frio mais forte, devem ser identificados, o que está além do escopo do estudo atual.

Os autores não têm conflitos de interesse para divulgar.

Agradecemos o apoio da National Natural Science Foundation of China (NSFC) - Excellent Young Scientists Fund (Hong Kong and Macau) (81922079), Hong Kong Research Grants Council General Research Fund (GRF 17121520 and 17123419) e Hong Kong Research Grants Council Collaborative Research Fund (CRF C7018-14E) para pequenos experimentos de imagem animal.