This work was supported by Merit Review awards (BX002332 and BX000640) from the Biomedical Laboratory Research and Development Service of the Veterans Affairs Office of Research and Development, National Institutes of Health (R15HL129140), and funds from Institutional Research and Improvement account. The project is supported in part by the National Institutes of Health grant C06RR0306551.

Todos os procedimentos cirúrgicos realizados em animais devem ser realizadas de acordo com o Guia para o Cuidado e Uso de Animais de Laboratório 13 ou outras diretrizes éticas adequadas. Os protocolos devem ser aprovados pelo comitê de bem-estar animal na instituição adequada antes de prosseguir. 1. Preparação para o ECG NOTA: Antes de começar, don equipamento de protecção individual, incluindo luvas, óculos e um casaco de laboratório limpo ou bata descartável. <ol><li> Limpe a almofada de ECG usando um não-álcool e solução de descontaminação com base não-lixívia. Gentilmente usar uma tarefa delicada wipe para apagar o excesso de solução para garantir que o bloco de eletrodo não se danifique. </li><li> Se a almofada de ECG tem uma característica de aquecimento, usá-lo. camundongos anestesiados tendem a perder o calor do corpo rapidamente. Aquece-se a almofada para 40-42 ° C para manter a temperatura corporal normotérmica de 37 ° C durante toda a cirurgia 14. Monitorar temperamento corpoAture usando um termômetro retal. Ajustar a temperatura do rato conforme necessário para manter a temperatura do corpo ~ 37 ° C. </li><li> Como a maioria das toracotomias são executadas com o mouse deitado de costas (supino), garantir que a alternância é virado para a configuração &quot;supino&quot;. Muitas almofadas ECG tem uma função para alternar entre as posições prona e supina. Fracasso para selecionar a orientação correta pode resultar em deturpação de eventos eletrocardiográficos. </li><li> Anestesiar rato usando 5% de isoflurano inalado e 1 L / min de oxigénio. Uma vez rato é anestesiado, rato transferência para ECG almofada equipado com uma anestesia nariz-cone e reduzir isoflurano a 2% e 1 L / min de oxigénio. Confirmar a anestesia adequada, garantindo mouse não reagir quando o pé do mouse é beliscado com uma pinça. </li><li> Aplique uma camada fina de pomada lubrificante ocular sobre os olhos do rato para evitar ressecamento e danos à córnea, enquanto anestesiados. </li><li> Limpar as patas do rato com um lenço umedecido para remover todo o fundamento visívelque pode ser preso às patas ou pode interferir com a transmissão de impulsos eléctricos a partir das patas para a almofada de ECG. patas secos com um pano. </li><li> Aplique uma pequena quantidade (um pouco menor do que uma moeda de dez centavos USD) de gel de eletrólito altamente condutivo para cada um dos quatro eletrodos metálicos no teclado de ECG. Nota: Certifique-se de aplicar apenas uma pequena quantidade de gel como demasiado gel torna difícil para conter as patas para o bloco usando fita. Além disso, as patas são susceptíveis de deslizar para fora do sistema de retenção durante a cirurgia se eles estavam molhados antes de aplicar fita. </li><li> Com o mouse na posição supina, use fita adesiva médica clara para conter cada pata a seu eletrodo correspondente (Figura 1). Primeiro pressione cada pata ao seu pedaço de fita e, em seguida, aderir a fita para o pad ECG. Certifique-se de que cada pata é contido em contacto com o gel do electrólito e do eléctrodo. </li></ol> 2. Aquisição do ECG <ol><li> Dependendo do equipamento utilizado para a aquisição de ECG, configura a máquina de modo que a forma de onda do ECG podem ser visualizados em tempo real. Para registos de ECG, utilizando as configurações de monitorização fisiológicas em uma máquina de ecocardiografia, uma imagem em modo B vivo terá a forma de onda do ECG correndo ao longo da parte inferior da tela. Nota: Consulte guias individuais do usuário de máquina para determinar a melhor forma de configurar o equipamento. </li><li> Permitir a visualização em tempo real de forma de onda ECG, pressionando a tecla de modo B em uma máquina de ecocardiografia ou o equivalente em outros dispositivos de gravação de ECG. <ol><li> Ajuste a resolução para explicar as diferenças de amplitude. Se o pico da onda R ou a calha (vale) da onda Q estão fora da moldura visual, ajustar a resolução até que toda a altura da forma de onda pode ser observada. Nota: Isto pode ser feito na guia configurações fisiológicas em uma máquina de ecocardiografia. Clique no aumento ou diminuição setas até que toda a forma de onda é visível. </li></ol></li><li> Qualquer vez que uma imagem é para ser obtained, limpe a almofada ECG de ferramentas. Tocar o mouse durante a gravação de ECG com uma pinça ou os dedos vai perturbar a forma de onda. Certifique-se de que o mouse ainda intocado e está na plataforma de ECG antes de gravar qualquer ECGs. </li><li> Use &quot;record&quot; da máquina ou recurso &quot;loja&quot; antes de fazer qualquer incisões cirúrgicas no mouse. Esta imagem será utilizada como uma base para comparação mais tarde. </li></ol> 3. Procedimento cirúrgico e gravação de ECG <ol><li> Injectar rato anestesiado com analgésico (buprenorfina, 1,5 g, intraperitoneal) antes de começar. Os detalhes da isquemia / reperfusão, intervenção cirúrgica pode também ser encontrada em outros lugares 5. </li><li> Remover os pêlos ao redor do local da cirurgia quimicamente ou mecanicamente e desinfectar a área com uma solução de betadine. Use um bisturi para fazer uma incisão vertical paralelo ao esôfago e traquéia. Suavemente mover os nódulos linfáticos para cada lado da incisão até que o tecido fino que cobre a traqueia éexposto. Usando fórceps, suavemente separar o tecido até que os anéis de cartilagem branca da traqueia são visíveis. Nota: Nós usamos geralmente Nair loção remoção de pêlos. A loção é aplicada sobre o local cirúrgico para ~ 1 min. Nair é, então, cuidadosamente lavado com soro fisiológico ou água. Este método é preferido porque no nosso laboratório de alta resolução ecocardiografia (que pode detectar folículos pilosos) é realizada antes e após a cirurgia. No entanto, deve ser tomado cuidado para evitar áreas sensíveis, como os órgãos genitais, e, em seguida, lavar bem o Nair off para evitar queimaduras potenciais da pele. </li><li> remover rapidamente o nariz do rato a partir do nariz-cone e inserir tubos de ventilação na boca do rato e para a garganta. Quando a ponta do tubo de ventilação é visível através da área exposta do pescoço, alinhar o tubo com o início da traqueia. Gentilmente mexer lado do tubo para o outro enquanto aplica pressão para cima até os slides tubo na traqueia que podem ser confirmadas visualmente ttravés da traqueia translúcido. </li><li> Certifique-se de que o rato permanece anestesiado durante o procedimento de intubação. Pausa de intubação e retornar o mouse para o nariz-cone se ele começa a se mexer. </li><li> Usando um laço de corda, gancho dois dentes da frente do rato através do laço e prenda com fita a string termina à almofada ECG para firmar a cabeça do rato e garantir o tubo de ventilação não se move durante a cirurgia. anexar rapidamente a tubulação de ventilação para ventilação roedores e ajustar as configurações de ventilação de acordo com o peso do mouse. tubo de ventilação de fita no lugar. </li><li> Cubra traqueia exposta do rato com uma gaze embebida em solução salina quente para manter o tecido de secagem. </li><li> Adicione uma incisão vertical, utilizando um escalpelo ao longo do lado esquerdo do esterno. </li><li> Usando fórceps, suavemente separar a camada de fáscia a partir da camada muscular. Corte cuidadosamente as camadas musculares subjacentes sem cortar os vasos sanguíneos visíveis. </li><li> Utilizando uma pinça, pegue a terceira costela e puxepara cima delicadamente. Manter controle sobre a costela com uma mão e usar uma tesoura cirúrgica para cortar cuidadosamente o tecido intercostal entre a terceira ea quarta costela. Certifique-se de que os pulmões não estão danificados. Nota: Os pulmões irá retrair profundamente na cavidade torácica quase imediatamente após a cavidade torácica é perfurada pela incisão cirúrgica devido à perda de gradiente de pressão. Espere até que os pulmões têm retraído antes de continuar. </li><li> Use uma pinça para agarrar e suavemente separar a camada fina de pericárdio que circunda o coração. </li><li> Inserir manualmente afastadores ou utilizar uma pinça como afastadores de nervura para mover as nervuras para uma posição onde o coração é visível entre as nervuras. Nota: É prática comum para mover pata inferior esquerdo do rato de modo a que esta se sobreponha à pata direita inferior durante a colocação da ligadura. Isto ajuda a posicionar o coração, de modo que o apêndice atrial esquerda ou orelha, é facilmente visível durante a colocação da ligadura. Esteja ciente de que ECG válido waveforms não será obtido enquanto a pata esquerda inferior está desligado do eléctrodo. Por esta razão, é aconselhável para voltar a pata para o seu eléctrodo, após a ligadura de sutura é passado através do tecido do miocárdio, mas antes de um nó é apertada. </li><li> Localize o LAD visualmente, abaixo da aurícula esquerda. Rapidamente inserir um 7-0 seda afilado agulha de sutura no miocárdio profundamente o suficiente para passar debaixo da LAD, mas não tão profundo como para penetrar a cavidade do VE. Puxar a sutura através da ligadura até que haja cerca de 4 cm de seda de sutura à esquerda na (não-agulha) extremidade livre da sutura ligadura. </li><li> Começam a amarrar um nó de sutura simples. Uma vez que a extremidade livre da sutura de seda foi puxado através dos laços de modo a formar o nó, pausa. </li><li> Segurando ambas as extremidades livres e agulha da seda de sutura com uma pinça, insira uma seção cm ~ 1 da PE-10 tubos por baixo do nó formando e sobre a superfície do epicárdio. </li><li> Se pata esquerda do rato é atravessada, voltar a pata a seu propor eletrodo. Apertar nó de modo a que o tubo de PE-10 é suturado ao coração. Libere todo o contato físico com o mouse para permitir ECG a ser gravado. </li><li> Permitir onda de ECG para percorrer para ~ 10 seg. Verifique ECG onda visual e forma de onda registro como &quot;Tempo de oclusão&quot;. Se a onda T não aumenta em amplitude dentro de 1 min, reavaliar colocação da ligadura. <ol><li> Se a amplitude da onda T não aumentar, quer descartar o animal do estudo ou tentar corrigir a colocação da ligadura. </li></ol></li><li> verificar visualmente a cor do miocárdio para confirmar empalidecendo isquémica do LV. </li><li> Se alterações no ECG e alterações na cor do miocárdio indicam isquemia, nó duplo a sutura em torno do tubo PE-10. </li><li> Cubra a cavidade torácica aberta com gaze salina morna. </li><li> Ficha de ECG a cada 5-10 min durante a duração do período isquémico. </li></ol> 4. Confirmação de reperfusão Usando ECG <ol><li> Remover salina gaze covetocar a cavidade torácica e visualizar o coração. </li><li> Utilize uma lâmina para cortar a sutura de seda no topo do tubo de PE-10. Uma vez que a ligadura é cortado, remover a seção de tubo PE-10 e retire cuidadosamente a ligadura de sutura do miocárdio. </li><li> Libere todo o contato físico com o mouse e permitir que a forma de onda ECG ~ 10 segundos para percorrer. onda de registro como &quot;Time de reperfusão.&quot; Continuar a registar ondas de ECG a cada 5-10 min até o ponto de tempo experimental desejada seja atingida. </li><li> Ajustar a resolução para mudanças na amplitude, conforme necessário. Se a onda T não altera após a remoção do tubo de PE-10 e ligadura, reperfusão não foi confirmada. <ol><li> Se a onda T não muda após a remoção do tubo, ou descartar o animal do estudo ou tentar corrigir a colocação da ligadura. </li></ol></li><li> inspecionar visualmente miocárdio para confirmar adicionalmente reperfusão pelo retorno à cor vermelha. </li><li> Fechar cavidade torácica por sutura do espaço intercostal com um 5-0fio de seda ao aplicar pressão suave para o peito do rato para expelir o excesso de ar que entrou durante uma cirurgia. Então suturar as camadas musculares e, finalmente, a pele. Nota: A aplicação de pressão para a cavidade torácica pode não ser suficiente para evacuar a cavidade de caixa de ar em todos os ratinhos. Portanto, o método da seringa e da agulha de evacuação deve ser empregue para assegurar que todo o ar foi expulso. </li><li> Grave o último ECG antes de virar a anestesia inalatória fora e remover as patas do rato dos eletrodos. Aumentar o oxigênio a 2 L / min e manter a ventilação até que o mouse recupera a consciência. </li><li> Permitir mouse para recuperar em um ambiente controlado de temperatura constante, por exemplo, almofada de aquecimento ou incubadora quente, para evitar a variabilidade do enfarte. Tratar com buprenorfina rato 24 horas após a cirurgia e em seguida, se necessário, tal como indicado pela escala de rato careta. Nota: Procedimento de reperfusão também é discutida em detalhe por Xu et al 5. </li></ol>

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The authors have nothing to disclose.

Usando alterações no ECG como um método complementar para confirmar isquemia do miocárdio e reperfusão assegura o posicionamento preciso da ligadura oclusão. Precisão da colocação da ligadura é fundamental para a redução da variabilidade dos dados entre os animais. O LAD em um coração de rato é uma artéria difíceis de visualizar. Portanto, completando palidez visual, com alterações eletrocardiográficas vai ajudar a garantir o correto posicionamento do dano tecidual ligadura e resultante. Uma vez que a almofada de ECG permite uma visão não-invasiva do coração, ECGs múltiplos pode ser obtido durante o decorrer do estudo. Isto pode ajudar a fornecer uma melhor compreensão das alterações cardíacas que ocorrem durante e depois da cirurgia. É crítico para se obter uma linha de base do ECG a ser usado para comparação após o procedimento cirúrgico. Mais tarde, a morte do tecido palco e até mesmo aneurisma ventricular pode ser observado por desvios de sinais eletrofisiológicos e alterações de configuração do ECG. Isto pode fornecer uma visãopara a progressão da insuficiência cardíaca. As vantagens de utilizar a medição de ECG máquina ecocardiográfica incluem a medição simultânea de parâmetros estruturais e funcionais do coração antes ou após a cirurgia da isquemia / reperfusão. As limitações do sistema de registro de ECG incluem o alto custo de comprar uma máquina de ecocardiografia. No entanto, se os experimentos requerem monitoramento ECG constante ao longo de vários dias, há uma variedade de aparelhos disponíveis para gravação de ECG, incluindo unidades de ECG telemetria remotos com software que pode ser programado para registrar e analisar formas de onda em vários intervalos de tempo correspondente. No entanto, muitas das unidades ECG telemetria requerem um procedimento de implante ou habitats especializados. Além disso, existem muitas opções de eléctrodos alterative incluindo clipes e eléctrodos de agulhas. Isquemia cirurgia / reperfusão via toracotomia é um procedimento altamente invasivo. Vantagens de se utilizar o teclado de ECG com um mac ecocardiografiaHine incluem procedimento não-invasivo, sem fios conectados ao animal durante a cirurgia e nenhum procedimento cirúrgico extra. No entanto, os investigadores devem determinar o melhor equipamento para o seu laboratório e necessidades experimentais. Como mencionado anteriormente, a anestesia de isoflurano diminui a frequência cardíaca. Além disso, pode ser isoflurano cardioprotector através da activação de canais de K ATP e, portanto, reduzir o tamanho do enfarte, como foi encontrado em cães 19. A anestesia geral em ratos pode ser induzida utilizando agentes injetáveis. anestesia inalatória prevê maior segurança, particularmente para procedimentos prolongados. No entanto, anestesia inalatória requer equipamentos complexos e caros, como vaporizadores de precisão e medidores de vazão, sistemas de respiração específicos e sistemas de exaustão eficientes para prevenir a poluição. As desvantagens dos anestésicos injectáveis ​​incluem dificuldade na escolha de uma dose inicial, sem possibilidade de modular com precisão a profundidade de ane prolongadasthesia, recuperação prolongada, etc. A escolha da anestesia devem ser adaptadas de acordo com a duração do processo e objetivo do estudo 20. Usando ECG como um método complementar para confirmar a lesão de isquemia / reperfusão em ratos vai ajudar a melhorar a consistência e reprodutibilidade dos infartos, mas também abre a possibilidade para futuras aplicações da técnica, através da identificação das tendências quantitativas. Os investigadores podem notar Configurações de ECG semelhantes dentro de certos grupos experimentais. Por exemplo, um grupo de animais geneticamente modificados podem apresentar intervalos QT-anormalmente grande após a cirurgia, quando comparado com o tipo selvagem. Estes dados informativos teria sido perdida se os investigadores usam as alterações de cor do miocárdio como uma única confirmação de isquemia e reperfusão. Para estudos comparativos entre o tipo selvagem e ratinhos transgénicos, as considerações às orientações Convenções de Lambeth também pode ser valioso, especialmente em relação à idade, sexo, Cegando e randomização dos animais 21. Em conclusão, a confirmação suplementar de lesão de isquemia / reperfusão do miocárdio oferece vários benefícios. Usando ECG como uma técnica suplementar pode ajudar a estabelecer a consistência na cirurgia. Isto pode ajudar a diminuir o número de animais utilizados, ao mesmo tempo que fornece os dados de maior qualidade. Também permite que os investigadores para monitorar a lesão cardíaca, morte do tecido e / ou remodelação de forma não invasiva ao longo do tempo. Por último, usando ECG como uma confirmação de miocárdio isquemia / reperfusão oferece a possibilidade de estabelecer tendências eletrofisiológicos quantitativos.

A doença cardíaca continua a ser a principal causa de morte em todo o mundo 1,2. Não só é o ventrículo esquerdo (VE) da câmara mais muscular, responsável pelo bombeamento de sangue do coração para o corpo inteiro 3, é um comum local da lesão cardíaca pós-enfarte do miocárdio 4. morte do tecido ventricular esquerda muitas vezes resulta em insuficiência cardíaca sistólica. modelos animais de doença cardíaca são fundamentais para o avanço da pesquisa cardiovascular biomédica. A estirpe C57BL / 6 de camundongos têm sido uma escolha popular para modelos animais devido ao seu tempo de reprodução rápida, de baixo custo e facilidade de alterações genéticas. A maioria dos modelos cirúrgicos murinos para o estudo de doenças cardíacas envolvem a oclusão da LAD ramo da artéria coronária esquerda. A LAD é chamado às vezes à esquerda obtusa marginal 5,6. O LAD fornece sangue ao anterior do ventrículo esquerdo e as paredes ântero-lateral. estudos de oclusão LAD visam induzir infartos anteriores, às vezes estendendo-se into das regiões de parede inferior e lateral 7. Dois modelos que são usados ​​com freqüência para estudos de infarto do miocárdio incluem infarto do miocárdio oclusão crônica e lesão de isquemia / reperfusão do miocárdio. A oclusão crônica é criado por sutura cirúrgica ao redor e bloquear permanentemente o fluxo de sangue através do LAD. A lesão de isquemia / reperfusão é criado muito da mesma maneira única com um transiente, geralmente 30-60 min, período isquémico. Para alcançar a isquemia transiente, os laços de oclus de sutura em torno do LAD e um tubo de PE-10 pequeno que é colocado paralelamente à ADA na superfície do epicárdio do coração, seguido por um período de reperfusão em que a tubagem e a oclusão de sutura é retirado e o sangue é deixado fluir uma vez mais através da artéria e no miocárdio. A cirurgia de isquemia / reperfusão foi considerado clinicamente relevante devido à natureza da lesão de reperfusão em paralelo com o tratamento de enfartes do humanos, que inclui promangioplastia pt coronariana e implante de stent da artéria, ou cirurgia de revascularização. Tipicamente, durante estas cirurgias, isquemia do VE em um coração de rato é confirmada pela palidez visível da parede miocárdica. No entanto, simplesmente realizando as cirurgias em uma almofada de eletrocardiograma (ECG) em condições de monitoramento constante, mudanças visíveis pode ser observada na forma de onda ECG, confirmando assim isquemia e reperfusão do miocárdio mouse. Embora o coração de murídeo é semelhante ao coração humano em muitos aspectos, incluindo a sua estrutura de quatro câmaras, os corações também têm diferenças. Uma diferença óbvia é a frequência cardíaca média de repouso de camundongos adultos é de 600 - 700 batidas por minuto (bpm), enquanto que a dos humanos adultos é ~ 60-100 bpm 8,9. Além disso, em ratinhos, as ondas de repolarização J e t, frequentemente fundir-se com o QRS complexo despolarização fazendo uma clara do segmento ST difícil discernir 10. Para complicar o processo de electrocardiographicallY confirmando isquemia do miocárdio, é a elevação da onda T e do segmento ST, que são utilizados como marcadores para o diagnóstico de lesão de isquemia e enfarte do miocárdio em seres humanos, clinicamente referido como ST E levation m yocardial i nfarction ou IAM. Uma das principais diferenças entre as formas de onda humana e murina é que o S-onda é imediatamente seguido ser um J-ondas que transfere diretamente para uma onda T negativa. Durante a isquemia miocárdica aguda em ratos diminui a amplitude da onda S e é directamente seguida por uma J-onda anormal e uma onda T invertido 11. A onda T não parece representar uma parcela significativa da repolarização em ratos 11. Apesar de nomenclatura e rato vs. diferenças humanas, ECG confirmação da isquemia miocárdica murino e reperfusão é ainda viável e relativamente simples. Por uma questão de simplificação da interpretação da forma de onda, o segmento entre o SJT é referido como ST-SEGMENT aqui. EAMCEST orientações publicadas em 2013 recomendar um tempo paciente porta-para-balão inferior a 90 min 12 .Este significa que o período de tempo desde a identificação de oclusão da artéria coronária do paciente até que a artéria é reaberto deve ser inferior a 90 min. O coração batendo está trabalhando constantemente e, portanto, tem um alto metabolismo oxidativo e um alto nível de consumo de oxigênio 3. Para proporcionar esta, uma rede de capilares é acessível a cada um dos miócitos 3. Leva apenas um coração alguns batidas de esgotar seu oxigênio e nutrientes. Em uma janela de 90 minutos, uma região isquêmica do coração em um ser humano terá sido impedido de receber entre 5.400 e 9.000 coração bate pena de sangue rico em oxigênio. Nessa mesma janela de 90 minutos, um rato teria 54.000 para 63.000 batimentos cardíacos. Os pontos de tempo experimentais para a lesão de isquemia / reperfusão murino são tipicamente entre 30 e 60 min. A importância de desenvolvering um método complementar de confirmar isquemia do miocárdio e reperfusão num modelo murino tem profundas implicações sobre a consistência e reprodutibilidade dos dados em estudos de isquemia / reperfusão miocárdica. A prática corrente de se observar visualmente o coração por uma mudança na cor do tecido não é adequada como um stand-alone de diagnóstico. Além disso, a reperfusão após a remoção do tubo de sutura e não é garantida. Embora a artéria não está mais ligada off, a artéria pode ter danos sofridos durante o procedimento e pode tornar-se impossível de reperfusão. Seria benéfico para ter um registro de alterações eletrocardiográficas para confirmar reperfusão em vez de confiar em observações de palidez do miocárdio e rubor (cor vermelha). Corações que não mostram os marcadores de lesão de isquemia / reperfusão pode então ser rapidamente sinalizado e uma decisão sobre como proceder podem ser feitas pelos investigadores. Por último, o estabelecimento de um registro de ECG muda da linha de base em todo the períodos de isquemia e reperfusão permite aos investigadores continuam a monitorar o coração após a cirurgia inicial. Os investigadores atualmente perder de vista o coração, logo que a cirurgia está concluída. ECG é uma maneira simples para obter insights sobre as mudanças que ocorrem nas horas miocárdio dias após a cirurgia. ECG registrados em pontos de tempo após a cirurgia poderia revelar ondas Q de desenvolvimento tardio indicando continuação ou piora da morte do tecido. No entanto, para calibrar eficazmente novos ou agravamento marcadores eletrocardiográficos, um ECG de base devem estar disponíveis para comparação. Este protocolo irá demonstrar como preparar, obter e interpretar o ECG para confirmar isquemia e reperfusão do coração mouse usando 8 - do sexo masculino 12 semanas de idade C57BL / 6.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="717">
	<tbody>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:129px;">Vevo 1100</td>
			<td style="width:191px;">Fujifilm 
			Visual Sonics</td>
			<td style="width:124px;"></td>
			<td style="width:275px;">Echocardiography Machine</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:129px;">Mouse Handling Plate</td>
			<td style="width:191px;">Fujifilm 
			Visual Sonics</td>
			<td style="width:124px;"></td>
			<td>Heated ECG plate</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:129px;">Signa-Gel&#160;</td>
			<td style="width:191px;"></td>
			<td style="width:124px;"></td>
			<td>Highly Conductive Multi-</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:129px;">Electrode Gel</td>
			<td style="width:191px;">Parker</td>
			<td style="width:124px;">15-25</td>
			<td>Purpose Electrolyte</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:129px;">Transpore Medical Tape</td>
			<td style="width:191px;">3M</td>
			<td style="width:124px;">1527-0</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:129px;">PI-Spray II</td>
			<td style="width:191px;">Pharmaceutical Innovations</td>
			<td style="width:124px;">NDC 36-2013-25</td>
			<td>Cleaning agent for ECG plate</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:129px;">C57Bl6 Mice</td>
			<td style="width:191px;">The Jackson Laboratory</td>
			<td style="width:124px;">000664</td>
			<td>Male, 8-12 wk</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:129px;">IsoThesia-Isoflurane</td>
			<td style="width:191px;">Henry Schein</td>
			<td style="width:124px;">NDC 1169-0500-1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:129px;">Excel</td>
			<td style="width:191px;">Microsoft</td>
			<td style="width:124px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="63">
			<td height="63" style="height:63px;width:129px;">Systane Nighttime Lubricant Eye Ointment</td>
			<td style="width:191px;">Alcon</td>
			<td style="width:124px;">65050935</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:129px;">7-0 Perma-Hand Silk Sutures</td>
			<td style="width:191px;">Ethicon</td>
			<td style="width:124px;">640.O32</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:129px;">5-0 Perma-Hand Silk Sutures</td>
			<td style="width:191px;">Ethicon</td>
			<td style="width:124px;">K809.O32</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:129px;">Surgical Scissors</td>
			<td style="width:191px;">ROBOZ</td>
			<td style="width:124px;">RS-5881</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:129px;">Forceps</td>
			<td style="width:191px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:124px;">11052-10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:129px;">Gauze</td>
			<td style="width:191px;">Bio Nuclear Diagnostics Inc</td>
			<td style="width:124px;">DIS-022B</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:129px;">Needle Holder</td>
			<td style="width:191px;">Fine Science Tools</td>
			<td>12565-14</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:129px;">Buprenex CIII&#160;</td>
			<td style="width:191px;">Patterson Veterinary</td>
			<td style="width:124px;">0-891-9756</td>
			<td>Buprenorphine Hydrochloride Analgesic&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:129px;">Betadine</td>
			<td style="width:191px;">Purdue Products</td>
			<td style="width:124px;">67618-150-08</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

confirmation of myocardial ischemia and reperfusion injury in mice using surface pad electrocardiography

Many animal models have been established for the study of myocardial remodeling and heart failure due to its status as the number one cause of mortality worldwide. In humans, a pathologic occlusion forms in a coronary artery and reperfusion of that occluded artery is considered essential to maintain viability of the myocardium at risk. Although essential for myocardial recovery, reperfusion of the ischemic myocardium creates its own tissue injury. The physiologic response and healing of an ischemia/reperfusion injury is different from a chronic occlusion injury. Myocardial ischemia/reperfusion injury is gaining recognition as a clinically relevant model for myocardial infarction studies. For this reason, parallel animal models of ischemia/reperfusion are vital in advancing the knowledge base regarding myocardial injury. Typically, ischemia of the mouse heart after left anterior descending (LAD) coronary artery occlusion is confirmed by visible pallor of the myocardium below the occlusion (ligature). However, this offers only a subjective way of confirming correct or consistent ligature placement, as there are multiple major arteries that could cause pallor in different myocardial regions. A method of recording electrocardiographic changes to assess correct ligature placement and resultant ischemia as well as reperfusion, to supplement observed myocardial pallor, would help yield consistent infarct sizes in mouse models. In turn, this would help decrease the number of mice used. Additionally, electrocardiographic changes can continue to be recorded non-invasively in a time-dependent fashion after the surgery. This article will demonstrate a method of electrocardiographically confirming myocardial ischemia and reperfusion in real time.

Um ECG normal de murino é apresentada na Figura 2 com marcadores alfabéticos para eventos eléctricos P, Q, R, S, J e T. P representa a despolarização atrial inicial. QRS é a onda de despolarização ao longo dos ventrículos. J é repolarização precoce e T representa a repolarização heterogêneo também conhecida como recuperação de 11. Deve notar-se que muitos laboratórios não utilizar a nomenclatura J-ondas e não se referem à SJT do segmento como a do segmento ST 10,15-17. Aqui, os resultados e as análises são representativos e baseado fora de observações de laboratório de 40 ratos. A maioria dos ratos apresentaram progressões de forma de onda semelhantes ao longo da cirurgia. Os ratos que não apresentam formas de onda similares foram marcados para posterior análise e foram considerados animais não-infartados. Resultados similares forma de onda também têm sido relatados por Jong et ai. 15. corações murino suffering de isquemia regional, devido à oclusão da LAD tipicamente apresentam um aumento de amplitude da onda-R, bem como o pico hiperaguda do segmento JT-seguido pela eventual elevação do segmento ST A Figura 3 mostra o primeiro sinal de isquemia miocárdica aguda.; pico hyperacute do T-wave. Como pode ser visto nesta figura, a onda T aumentou em amplitude de condições da linha de base. No entanto, isto não é ainda elevação do segmento ST, porque a onda S projectam ainda está profundamente e negativamente como o faz na forma de onda de linha de base. Configuração de linha de base do ECG exibe uma onda S projectam de forma negativa (Figura 2). Com o passar do tempo, alterações no ECG são anotados. O segmento ST é definido como o segmento entre o fim da onda S e o início da onda T. Este segmento ST é clara em humanos. Devido à frequência cardíaca alta, esse segmento é mesclado em ratos e um, repolarização precoce &quot;J-wave&quot; Setembro adicionalarates S- e t-ondas. Portanto, a elevação da onda S para a linha isoeléctrico ou maior deve ser considerado como a versão murina de elevação do segmento ST. Na Figura 4 a progressão da isquemia para enfarte precoce pode ser visto por elevação do segmento ST. Aqui, a onda S exibe na amplitude elevada, acima da linha de isoeléctrico. O J-ondas também é elevada, especialmente quando comparado com a forma de onda de referência (Figura 2). Por conseguinte, o segmento ST é elevada o que é indicativo de lesão / infarto 10. Figura 5 segue a progressão de um rato a partir da linha de base durante todo o tempo de reperfusão. A primeira forma de onda apresenta um ritmo sinusal normal que foi gravada a linha de base. A segunda forma de onda exibe o ECG 1 min após a ligadura foi amarrado e a artéria tornou-se ocluído. O círculo vermelho nesta linha indica o pico da onda T hyperacute. Se wi comparaçãoth &quot;Linha de Base&quot;, é evidente que a onda T é elevado. A terceira forma de onda mostra a elevação do segmento ST completa no ponto de tempo de 5 minutos. Na imagem &quot;1 min de isquemia&quot;, a onda S projectam ainda estava negativamente, passando a linha isoeléctrico. No entanto, a 5 min a parte S do complexo não chegar tão longe negativo como deveria antes de avançar para as J- e t-ondas. Isso é descrito como elevação do segmento ST porque o segmento entre o S e ondas T é elevada a partir da linha isoelétrica. Outro marcador electrofisiológico de isquemia regional é alargamento do intervalo QT-16, que se estende desde o início do complexo QRS e continua até ao final da onda T. Aos 20 min de isquemia, o intervalo QT ampliou ea ST-segmento ainda é elevado. Após 45 min de isquemia, os restos do intervalo QT se arregalaram e do segmento ST permanece elevada. A reperfusão do miocárdio, que possuisido isquêmico durante 30 minutos ou menos deve resultar no ECG retornando às condições da linha de base em um mouse. Preda e Burlacu estabeleceu uma correlação entre as alterações eletrocardiográficas murino, tempo de isquemia e gravidade do infarto 17. Observou-se que períodos de isquemia de 30 minutos não causar alterações permanentes no ECG enquanto que períodos isquémicos de 1 h causou alterações ECG permanentes. Além disso, a reperfusão da artéria obstruída, após 24 horas de isquemia não teve nenhum efeito residual 17. Normalmente, Q-ondas pode ser identificada como a ligeira saliência para baixo um pouco antes a despolarização QRS-complexo. Significativas, ou patológicas ondas Q pode desenvolver logo após o início da isquemia miocárdica como a morte muscular considerável começa a definir 10. Significativas ondas Q são definidos como pelo menos 1/3 da altura da onda R correspondente, ou por sua vez alongada, o que resulta em uma grande onda Q. Os significativos resultados de ondas Q de uma região do miocárdio mortos electrica desviandol correntes de distância do eléctrodo 7. Após 5 min de reperfusão, a evidência de profundidade, significativas ondas Q começam a aparecer (Figura 5). Além disso, o T-onda retorna à linha isoeléctrico (Figura 5). Após 30 min de reperfusão, as ondas Q negativos permanecem e são propensos mostrando danos permanentes. Neste ponto de tempo, as ondas Q são de largura e profundidade, e indicam que o tecido cardíaco é morrer deflectir as correntes eléctricas em torno da área danificada (Figura 5). Após isquemia contínua, a progressão de lesões e enfarte leva a projecção T-onda negativa aumentada (Figura 5, 30 min de reperfusão, segundo círculo vermelho). Esta projecção da onda T melhorada devido a um enfarte do verdadeiro será geralmente permanente 7. O segundo circulo vermelho na forma de onda de reperfusão de 30 min mostra o que parece ser uma onda T invertido (Figura 5). Se a 5 umnd T-30 min ondas são comparados, é evidente que a onda T é mais saliente negativamente. Isso, juntamente com as significativas ondas Q fornece evidência para dano tecidual permanente a este coração. Deve notar-se que a anestesia de isoflurano inalado reduz a frequência cardíaca, e, portanto, aumenta QT-intervalos. No entanto, a amplitude de ondas T de recuperação permanece inalterado 18. As referidas alterações podem ser analisados quantitativamente em termos de tensão. A Figura 6 mostra que a exportação de dados fisiológicos como um ficheiro.csv irá fornecer uma quantidade muito grande de dados. Além de oferecer valores de ECG (amplitudes) a taxas de fracções de milissegundos pode haver opções para incluir outros dados de respirações, sondas de temperatura, medidores de pressão arterial etc., se assim o desejar. Estes dados quantitativos pode ser representada graficamente como apresentado na Figura 7. Representação gráfica de uma série de formas de onda a partir de P-ondas a onda P ajuda a visualizar um ECGtendência de configuração. O período de tempo de 500 ms é um prazo bom para visualizar uma vez que qualquer menos tempo pode não resultar em formas de ondas suficientes e de qualquer tempo adicional fará com que o gráfico aparecer eventos desordenados e eletrofisiológicos podem ser perdidas ou de difícil reconhecer quando visualizado em um monitor de computador padrão . <img alt="figura 1" src="/files/ftp_upload/54814/54814fig1.jpg" /> Figura 1:. Posicionamento correto do mouse no ECG do rato Este rato é posicionado em decúbito dorsal. Cada uma das patas do rato são gravadas para os eletrodos correspondentes no teclado de superfície ECG. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/54814/54814fig1large.jpg" target="_blank">Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a> <img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/54814/54814fig2.jpg" /> Figura 2: linha de base normal de murinoECG de forma de onda. O ECG de base murino normal é marcado com as letras P, Q, R, S, J e T que são usados para descrever eventos elétricos no coração. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/54814/54814fig2large.jpg" target="_blank">Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a> <img alt="Figura 3" src="/files/ftp_upload/54814/54814fig3.jpg" /> Figura 3:. Elevação da onda T também conhecido como T-wave hyperacute ou pico. A onda T é amplificado e maior do que a linha de base da onda T (Figura 2). <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/54814/54814fig3large.jpg" target="_blank">Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a> <img alt="Figura 4" src="/files/ftp_upload/54814/54814fig4.jpg" /> Figura 4:. Elevação do segmento ST Esta figura displays elevação do segmento ST, que pode ser observado como o segmento ST é maior do que o ponto isoelétrico. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/54814/54814fig4large.jpg" target="_blank">Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a> <img alt="Figura 5" src="/files/ftp_upload/54814/54814fig5.jpg" /> Figura 5:. Alterações ECG típicas ao longo de uma cirurgia / isquemia-reperfusão Esta figura segue um mouse sobre a duração da operação de isquemia / reperfusão do miocárdio. A primeira forma de onda apresenta um ritmo sinusal normal que foi gravada a linha de base (linha de base). A segunda forma de onda (1 min de isquemia) apresenta a forma de onda de 1 min, após a ligadura foi amarrado e a artéria tornou-se ocluído. O círculo vermelho nesta linha mostra o pico da onda T hyperacute. O círculo vermelho no terceiro forma de onda (5 min de isquemia) exibe a elevação do segmento ST completa. O círculo vermelho no fou<html> rth forma de onda (20 min de isquemia) apresenta um alargado intervalo QT e a onda S ainda é elevado. O círculo vermelho no quinto forma de onda (45 min de isquemia) mostra alargado QT-segmento e elevada do segmento ST. A sexta forma de onda (1 min de reperfusão) apresenta alterações significativas em comparação com 45 min ischemia.The círculo vermelho no sétimo forma de onda (5 min de reperfusão) apresenta forma de onda Q profunda, significativa. O primeiro círculo vermelho na oitava forma de onda (30 min de reperfusão) mostra ondas Q significativas, enquanto o segundo círculo vermelho mostra realce possível onda T. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/54814/54814fig5large.jpg" target="_blank">Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a> <img alt="Figura 6" src="/files/ftp_upload/54814/54814fig6.jpg" /> Figura 6:. Dados fisiológicos Esta figura mostra os dados fisiológicos como ele é exportado como arquivo .csv para planilhas.ref = &quot;https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/54814/54814fig6large.jpg&quot; target = &quot;_ blank&quot;&gt; Clique aqui para ver uma versão maior desta figura. <img alt="Figura 7" src="/files/ftp_upload/54814/54814fig7.jpg" /> Figura 7:. Sobrepostos valores mV O gráfico apresentado nesta figura mostra os valores mV a partir de três formas de onda consecutivos e completa utilizando o ficheiro de dados fisiológico (Figura 6). O gráfico é um gráfico de linha simples usando pontos do arquivo de dados fisiológico. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/54814/54814fig7large.jpg" target="_blank">Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>

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Confirmation of Myocardial Ischemia and Reperfusion Injury in Mice Using Surface Pad Electrocardiography

During murine myocardial ischemia/reperfusion surgery, correct placement of the occluding ligature is typically confirmed by visible observation of myocardial pallor. Herein, a method of electrocardiographically confirming ischemia and reperfusion, to supplement observed myocardial pallor, is demonstrated in male C57Bl/6 mice.

A confirmação da Isquemia Miocárdica e reperfusão em ratos usando Pad Superfície Eletrocardiografia

Many animal models have been established for the study of myocardial remodeling and heart failure due to its status as the number one cause of mortality ...

confirmation-myocardial-ischemia-reperfusion-injury-mice-using

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Medicine

13.2K visualizações.  East Tennessee State University. During murine myocardial ischemia/reperfusion surgery, correct placement of the occluding ligature is typically confirmed by visible observation of myocardial pallor. Herein, a method of electrocardiographically confirming ischemia and reperfusion, to supplement observed myocardial pallor, is demonstrated in male C57Bl/6 mice.

Vídeo: Confirmation of Myocardial Ischemia and Reperfusion Injury in Mice Using Surface Pad Electrocardiography

Normothermic Cardiac Arrest and Cardiopulmonary Resuscitation: A Mouse Model of Ischemia-Reperfusion Injury

Acute Kidney Injury (AKI) is a common, highly lethal, complication of critical illness which has a high mortality1-4 and which is most 
frequently caused by whole-body hypoperfusion.5,6 Successful reproduction of whole-body hypoperfusion in rodent models has been fraught with 
difficulty.7-9,9,10 Models which employ focal ischemia have repeatedly demonstrated results which do not translate to the clinical setting, and larger 
animal models which allow for whole body hypoperfusion lack access to the full toolset of genetic manipulation possible in the mouse.11,12 However, in recent 
years a mouse model of cardiac arrest and cardiopulmonary resuscitation has emerged which can be adapted to model AKI.13 This model reliably reproduces 
physiologic, functional, anatomic, and histologic outcomes seen in clinical AKI, is rapidly repeatable, and offers all of the significant advantages of a murine surgical 
model, including access to genetic manipulative techniques, low cost relative to large animals, and ease of use. Our group has developed extensive experience 
with use of this model to assess a number of organ-specific outcomes in AKI.14,15

A powerful model for perioperative and critical care related acute kidney injury is presented. Using whole body hypoperfusion induced by cardiac arrest it is possible to nearly replicate the histologic and functional changes of clinical AKI.

Cardiac Arrest normotérmica e Ressuscitação Cardiopulmonar: um modelo do rato de isquemia-reperfusão

Acute Kidney Injury (AKI) is a common, highly lethal, complication of critical illness which has a high mortality1-4 and which is most 
frequently caused ...

Medicina

A Murine Closed-chest Model of Myocardial Ischemia and Reperfusion

Surgical trauma by thoracotomy in open-chest models of coronary ligation induces an immune response which modifies different mechanisms involved in ischemia and reperfusion. Immune response includes cytokine expression and release or secretion of endogenous ligands of innate immune receptors. Activation of innate immunity can potentially modulate infarct size. We have modified an existing murine closed-chest model using hanging weights which could be useful for studying myocardial pre- and postconditioning and the role of innate immunity in myocardial ischemia and reperfusion. This model allows animals to recover from surgical trauma before onset of myocardial ischemia.
Volatile anesthetics have been intensely studied and their preconditioning effect for the ischemic heart is well known. However, this protective effect precludes its use in open chest models of coronary artery ligation. Thus, another advantage could be the use of the well controllable volatile anesthetics for instrumentation in a chronic closed-chest model, since their preconditioning effect lasts up to 72 hours. Chronic heart diseases with intermittent ischemia and multiple hit models are other possible applications of this model.
For the chronic closed-chest model, intubated and ventilated mice undergo a lateral blunt thoracotomy via the 4th intercostal space. Following identification of the left anterior descending a ligature is passed underneath the vessel and both suture ends are threaded through an occluder. Then, both suture ends are passed through the chest wall, knotted to form a loop and left in the subcutaneous tissue. After chest closure and recovery for 5 days, mice are anesthetized again, chest skin is reopened and hanging weights are hooked up to the loop under ECG control.
At the end of the ischemia/reperfusion protocol, hearts can be stained with TTC for infarct size assessment or undergo perfusion fixation to allow morphometric studies in addition to histology and immunohistochemistry.

Surgical trauma induces an inflammatory response. Cytokines and endogenous ligands are known to modulate myocardial infarct size following ischemia and reperfusion. We present a modified closed-chest model of murine ischemia and reperfusion using hanging weights to minimize effects of thoracotomy.

Um modelo fechado de tórax murino de isquemia do miocárdio e reperfusão

Surgical trauma by thoracotomy in open-chest models of coronary ligation induces an immune response which modifies different mechanisms involved in ...

Ischemia-reperfusion Model of Acute Kidney Injury and Post Injury Fibrosis in Mice

Ischemia-reperfusion induced acute kidney injury (IR-AKI) is widely used as a model of AKI in mice, but results are often quite variable with high, often unreported mortality rates that may confound analyses. Bilateral renal pedicle clamping is commonly used to induce IR-AKI, but differences between effective clamp pressures and/or renal responses to ischemia between kidneys often lead to more variable results. In addition, shorter clamp times are known to induce more variable tubular injury, and while mice undergoing bilateral injury with longer clamp times develop more consistent tubular injury, they often die within the first 3 days after injury due to severe renal insufficiency. To improve post-injury survival and obtain more consistent and predictable results, we have developed two models of unilateral ischemia-reperfusion injury followed by contralateral nephrectomy. Both surgeries are performed using a dorsal approach, reducing surgical stress resulting from ventral laparotomy, commonly used for mouse IR-AKI surgeries. For induction of moderate injury BALB/c mice undergo unilateral clamping of the renal pedicle for 26 min and also undergo simultaneous contralateral nephrectomy. Using this approach, 50-60% of mice develop moderate AKI 24 hr after injury but 90-100% of mice survive. To induce more severe AKI, BALB/c mice undergo renal pedicle clamping for 30 min followed by contralateral nephrectomy 8 days after injury. This allows functional assessment of renal recovery after injury with 90-100% survival. Early post-injury tubular damage as well as post injury fibrosis are highly consistent using this model.

We describe models of moderate and severe ischemia-reperfusion-induced kidney injury in which the mice undergo unilateral renal pedicle clamping followed by simultaneous or delayed contralateral nephrectomy, respectively. These models consistently give rise to renal dysfunction and post-injury fibrosis, but injury severity and survival are dependent on mouse background, age and surgical equipment.

Isquemia-reperfusão modelo de lesão renal aguda e Pós Lesão fibrose em camundongos

Ischemia-reperfusion induced acute kidney injury (IR-AKI) is widely used as a model of AKI in mice, but results are often quite variable with high, often ...

A Murine Model of Myocardial Ischemia-reperfusion Injury through Ligation of the Left Anterior Descending Artery

Acute or chronic myocardial infarction (MI) are cardiovascular events resulting in high morbidity and mortality. Establishing the pathological mechanisms at work during MI and developing effective therapeutic approaches requires methodology to reproducibly simulate the clinical incidence and reflect the pathophysiological changes associated with MI. Here, we describe a surgical method to induce MI in mouse models that can be used for short-term ischemia-reperfusion (I/R) injury as well as permanent ligation. The major advantage of this method is to facilitate location of the left anterior descending artery (LAD) to allow for accurate ligation of this artery to induce ischemia in the left ventricle of the mouse heart. Accurate positioning of the ligature on the LAD increases reproducibility of infarct size and thus produces more reliable results. Greater precision in placement of the ligature will improve the standard surgical approaches to simulate MI in mice, thus reducing the number of experimental animals necessary for statistically relevant studies and improving our understanding of the mechanisms producing cardiac dysfunction following MI. This mouse model of MI is also useful for the preclinical testing of treatments targeting myocardial damage following MI.

We introduce a surgical method to induce experimental ischemia/reperfusion (I/R) injury to simulate myocardial infarction (MI) in mouse models that allows for more clarity in positioning of the ligation on the left anterior descending artery (LAD) to increase the reproducibility of MI experiments in mice.

Um modelo murino de isquemia-reperfusão, através da ligadura da artéria Descendente Anterior Esquerda

Acute or chronic myocardial infarction (MI) are cardiovascular events resulting in high morbidity and mortality. Establishing the pathological mechanisms ...

Induction and Assessment of Ischemia-reperfusion Injury in Langendorff-perfused Rat Hearts

The biochemical events surrounding ischemia reperfusion injury in the acute setting are of great importance to furthering novel treatment options for myocardial infarction and cardiac complications of thoracic surgery. The ability of certain drugs to precondition the myocardium against ischemia reperfusion injury has led to multiple clinical trials, with little success. The isolated heart model allows acute observation of the functional effects of ischemia reperfusion injury in real time, including the effects of various pharmacological interventions administered at any time-point before or within the ischemia-reperfusion injury window. Since brief periods of ischemia can precondition the heart against ischemic injury, in situ aortic cannulation is performed to allow for functional assessment of non-preconditioned myocardium. A saline filled balloon is placed into the left ventricle to allow for real-time measurement of pressure generation. Ischemic injury is simulated by the cessation of perfusion buffer flow, followed by reperfusion. The duration of both ischemia and reperfusion can be modulated to examine biochemical events at any given time-point. Although the Langendorff isolated heart model does not allow for the consideration of systemic events affecting ischemia and reperfusion, it is an excellent model for the examination of acute functional and biochemical events within the window of ischemia reperfusion injury as well as the effect of pharmacological intervention on cardiac pre- and postconditioning. The goal of this protocol is to demonstrate how to perform in situ aortic cannulation and heart excision followed by ischemia/reperfusion injury in the Langendorff model.

The isolated rat heart is an enduring model for ischemia reperfusion injury. Here, we describe the process of harvesting the beating heart from a rat via in situ aortic cannulation, Langendorff perfusion of the heart, simulated ischemia-reperfusion injury, and infarct staining to confirm the extent of ischemic insult.

Indução e Avaliação de isquemia-reperfusão em Langendorff-perfundidos Rato Corações

The biochemical events surrounding ischemia reperfusion injury in the acute setting are of great importance to furthering novel treatment options for ...

Murine Model of Intestinal Ischemia-reperfusion Injury

Intestinal ischemia is a life-threatening condition associated with a broad range of clinical conditions including atherosclerosis, thrombosis, hypotension, necrotizing enterocolitis, bowel transplantation, trauma and chronic inflammation. Intestinal ischemia-reperfusion (IR) injury is a consequence of acute mesenteric ischemia, caused by inadequate blood flow through the mesenteric vessels, resulting in intestinal damage. Reperfusion following ischemia can further exacerbate damage of the intestine. The mechanisms of IR injury are complex and poorly understood. Therefore, experimental small animal models are critical for understanding the pathophysiology of IR injury and the development of novel therapies.
Here we describe a mouse model of acute intestinal IR injury that provides reproducible injury of the small intestine without mortality. This is achieved by inducing ischemia in the region of the distal ileum by temporally occluding the peripheral and terminal collateral branches of the superior mesenteric artery for 60 min using microvascular clips. Reperfusion for 1 hr, or 2 hr after injury results in reproducible injury of the intestine examined by histological analysis. Proper position of the microvascular clips is critical for the procedure. Therefore the video clip provides a detailed visual step-by-step description of this technique. This model of intestinal IR injury can be utilized to study the cellular and molecular mechanisms of injury and regeneration.

Here we describe the detailed procedure of intestinal ischemia-reperfusion in mice which results in reproducible injury without mortality to encourage the standardization of this technique across the field. This model of intestinal ischemia-reperfusion injury can be utilized to study the cellular and molecular mechanisms of injury and regeneration.

Modelo murino de isquemia-reperfusão

Intestinal ischemia is a life-threatening condition associated with a broad range of clinical conditions including atherosclerosis, thrombosis, ...

Inducing Ischemia-reperfusion Injury in the Mouse Ear Skin for Intravital Multiphoton Imaging of Immune Responses

Ischemia-reperfusion injury (IRI) occurs when there is transient hypoxia due to the obstruction of blood flow (ischemia) followed by a subsequent re-oxygenation of the tissues (reperfusion). In the skin, ischemia-reperfusion (IR) is the main contributing factor to the pathophysiology of pressure ulcers. While the cascade of events leading up to the inflammatory response has been well studied, the spatial and temporal responses of the different subsets of immune cells to an IR injury are not well understood. Existing models of IR using the clamping technique on the skin flank are highly invasive and unsuitable for studying immune responses to injury, while similar non-invasive magnet clamping studies in the skin flank are less-than-ideal for intravital imaging studies. In this protocol, we describe a robust model of non-invasive IR developed on mouse ear skin, where we aim to visualize in real-time the cellular response of immune cells after reperfusion via multiphoton intravital imaging (MP-IVM).

This protocol describes the induction of an ischemia-reperfusion (IR) model on mouse ear skin using magnet clamping. Using a custom-built intravital imaging model, we study in vivo inflammatory responses post-reperfusion. The rationale behind the development of this technique is to extend the understanding of how leukocytes respond to skin IR injury.

Induzindo a lesão de isquemia-reperfusão na pele da orelha de rato por Intravital Multiphoton imagem de respostas imunes

Ischemia-reperfusion injury (IRI) occurs when there is transient hypoxia due to the obstruction of blood flow (ischemia) followed by a subsequent ...

Evaluation of Coronary Flow Reserve After Myocardial Ischemia Reperfusion in Rats

Coronary artery disease is the leading cause of death worldwide. After an acute myocardial infarction, early and successful myocardial intervention via recanalization of the coronary artery is the most effective strategy for reducing the size of ischemic myocardium. The coronary microvasculature cannot be visualized and imaged&#160;in vivo, but there are several invasive and noninvasive techniques that can be used to assess parameters which depend directly on coronary microvascular function. The endothelial function after ischemia reperfusion can be assessed also at the level of the coronary circulation via the coronary flow reserve (CFR).&#160;In this study, peak velocity of left anterior descending (LAD) coronary arteries was measured in rats in vivo via Transthoracic Doppler Echocardiography during resting and stress challenge (induced by Dobutamine). A normal heart can increase its coronary blood flow up to four times above the resting values during stress induction. Following ischemia reperfusion, we found a significantly diminished CFR, which can be used as a marker of coronary microvascular dysfunction. CFR has opened a window on the importance of microvascular dysfunction and has been shown to predict cardiovascular risk independent of whether the severe obstructive disease is present.

Coronary flow reserve (CFR), is defined as the ratio of maximal coronary blood flow to the resting coronary blood flow. We present a protocol for evaluating CFR in rats via ultrasound, which offers the opportunity to predict cardiovascular risk factors in the absence of obstructive coronary disease.

Avaliação da reserva de fluxo coronariano após reperfusão de isquemia miocárdica em ratos

Coronary artery disease is the leading cause of death worldwide. After an acute myocardial infarction, early and successful myocardial intervention via ...

A Pre-clinical Rat Model for the Study of Ischemia-reperfusion Injury in Reconstructive Microsurgery

Ischemia-reperfusion injury is the main cause of flap failure in reconstructive microsurgery. The rat is the preferred preclinical animal model in many areas of biomedical research due to its cost-effectiveness and its translation to humans. This protocol describes a method to create a preclinical free skin flap model in rats with ischemia-reperfusion injury. The described 3 cm x 6 cm rat free skin flap model is easily obtained after the placement of several vascular ligatures and the section of the vascular pedicle. Then, 8 h after the ischemic insult and completion of the microsurgical anastomosis, the free skin flap develops the tissue damage. These ischemia-reperfusion injury-related damages can be studied in this model, making it a suitable model for evaluating therapeutic agents to address this pathophysiological process. Furthermore, two main monitoring techniques are described in the protocol for the assessment of this animal model: transit-time ultrasound technology and laser speckle contrast analysis.

Here, we describe a pre-clinical animal model for studying the pathophysiology of ischemia-reperfusion injury in reconstructive microsurgery. This free skin flap model based on the superficial caudal epigastric vessels in the rat may also allow for the evaluation of different therapies and compounds to counteract ischemia-reperfusion injury-related damage.

Um modelo pré-clínico do rato para o estudo da lesão da Isquemia-reperfusion na microcirurgia reconstrutiva

Ischemia-reperfusion injury is the main cause of flap failure in reconstructive microsurgery. The rat is the preferred preclinical animal model in many ...

Organ Ischemia-Reperfusion Injury by Simulating Hemodynamic Changes in Rat Liver Transplant Model

Orthotopic liver transplantation (OLT) in rats is a tried and proven animal model used for preoperative, intraoperative, and postoperative studies, including ischemia-reperfusion injury (IRI) of extrahepatic organs. This model requires numerous experiments and devices. The duration of anhepatic phase is closely related to the time to develop IRI after transplantation. In this experiment, we used hemodynamic changes to induce extrahepatic organ damage in rats and determined the maximum tolerance time. The time until the most severe organ injury varied for different organs. This method can easily be replicated and can also be used to study IRI of the extrahepatic organs after liver transplantation.

This paper provides a detailed description of how to build an animal model of the anhepatic phase (liver ischemia) in rats to facilitate basic research into ischemia-reperfusion injury after liver transplantation.

Lesão por Isquemia-Reperfusão de Órgãos simulando alterações hemodinâmicas no modelo de transplante de fígado de rato

Orthotopic liver transplantation (OLT) in rats is a tried and proven animal model used for preoperative, intraoperative, and postoperative studies, ...