We thank Drs. Tom Cooper from the Baylor College of Medicine, Mani S. Mahadevan from the University of Wisconsin-Madison, and Didier Trono from the University of Geneva for reagents. This work is supported by a University of Houston startup fund (YL), American Heart Association grant (YL, 11SDG5260033), and the National Natural Science Foundation of China (XP, 81460047).

1. Cultura celular C2C12 <ol><li> Manter mioblastos de ratinho C2C12 em uma placa de 100 mm de meio de crescimento (meio de Eagle modificado por Dulbecco (DMEM)) suplementado com soro de bovino fetal a 20%, 100 U / ml de penicilina, 100 ug / ml de estreptomicina, e 2 mM de L-glutamina. Permitir células C2C12 passadas para tornar-se cerca de 50 - 60% confluentes. </li><li> Descartar o meio de crescimento e células C2C12 lavar com solução salina de 3 ml à temperatura ambiente de fosfato tamponada (PBS). Remover o PBS e adicionar 500 mL de 0,25% de tripsina-EDTA para desprender as células. Colocar a placa num banho a 37 ° C, 5% de CO 2 incubadora durante 3-5 min. </li><li> Neutralizar a tripsina, adicionando meio de crescimento de 3 ml. Pipetar 6 - 8 vezes para suspender as células. Adicionar 1 ml de suspensão de células para uma nova placa de 100 mm e incubar a 37 ° C, 5% de CO 2. </li></ol> 2. C2C12 transfecção celular / transdução e Seleção <ol><li> C2C12 transfecção de plasmídeo <ol><li> 24 h antes da transfecção, pfinal 7,0 x 10 5 células C2C12 para um poço de uma placa de seis poços para cada transfecção. Nota: Isto conduz a 50 - 60% de confluência no momento da transfecção. </li><li> Permitir que o reagente de transfecção de vir até à temperatura ambiente antes de usar. </li><li> Adicionar 2 ug de ADN de plasmídeo (GFP-CUG5 ou GFP-CUG200) em 200 ul de pré-aquecido meio isento de soro e vortex brevemente. Adiciona-se reagente de transfecção 6 ul para a forma e misturar imediatamente durante 30 segundos usando um vórtice. Incubar a mistura durante 30 min à temperatura ambiente. </li><li> Mudar os meios de comunicação das células C2C12 de 2,5 ml de meio de crescimento isento de soro. Adicionar a mistura de transfecção às células após a incubação. Devolver as placas para um 5% de CO2, 37 ° C incubadora. </li><li> Manter as células em meio de crescimento da mistura de transfecção / isento de soro durante 4 horas ou até a noite. Mudança de mídia de volta para os meios de crescimento no dia seguinte ou quando citotoxicidade é aparente. Nota: A citotoxicidade é avaliada através de inspecção microscópica da cells. Observar as mudanças na morfologia celular e descolamento celular. Enquanto não existe uma citotoxicidade evidente, incubação durante a noite em meio de crescimento isento de soro aumenta a transfecção. </li><li> Seleccionar as células 48 horas após a transfecção por adição de 1,2-1,6 mg / ml de G418 para ~ 10 dias até que a cultura de controlo (transfectadas sem os plasmídeos) não tem células vivas. Alterar os meios de comunicação a cada dois dias com meio de crescimento suplementado com G418. </li><li> Manter as células resistentes a G418 em meio de crescimento e 5% de CO2 a 37 ° C para as experiências subsequentes. </li></ol></li><li> preparação de retrovírus e transdução retroviral C2C12 <ol><li> Prepare meio de cultura de células HEK 293, completando DMEM de alto teor de glucose com 10% de soro fetal bovino, 100 U / ml de penicilina, 100 ug / ml de estreptomicina, e 2 mM de L-glutamina. <ol><li> Aproximadamente 24 horas antes da transfecção, 4,0 x 10 placa 6 células de empacotamento ecotrópicas HEK 293 com base em uma placa de 100 milímetros (80% de confluência em transfecção) Cmeio de cultura celular ontaining. </li></ol></li><li> Permitir que o reagente de transfecção de vir até à temperatura ambiente antes de usar. </li><li> Misturar 15 ug de ADN plasmídeo (pMSCV-puro ou pMSCV-Celf1Flag-Puro) em 1 ml de meio de crescimento isento de soro. brevemente Vortex. Adicionar 30 ul de reagente de transfecção a partir do passo 2.2.2 para dentro do tubo de meio de crescimento de DNA / isento de soro, e misture bem com vórtex. Incubar a mistura à temperatura ambiente durante 30 min. </li><li> Adicionar gota a gota, a mistura de transfecção das células de empacotamento ecotrópico HEK 293 com base em. Agite suavemente as placas e devolvê-los de volta para o CO2 a 5%, 37 ° C incubadora. Após 24 h, alterar os meios de comunicação para meio de crescimento fresco 10 ml de pré-aquecido. </li><li> Colher o sobrenadante (contendo retrovírus) 48 horas após a transfecção utilizando uma pipeta e transferir o sobrenadante para um tubo de centrífuga de 50 ml. Adicionar 10 ml de novas mídias quentes para a placa e devolvê-lo para a incubadora. Manter o sobrenadante a 4 ° C. Nota: A mídia é adicionado delicadamente para tele lado do poço de modo a não perturbar a monocamada celular. </li><li> Colher o segundo lote de sobrenadante 60 horas ap a transfeco e permitir a sua com o sobrenadante a partir de 2.2.5. Centrifugar a 500 xg, 4 ° C durante 7 min para remover os detritos celulares. </li><li> Transferir o sobrenadante para um novo tubo de centrífuga de 50 ml. Use retrovírus para transduzir células C2C12 neste ponto por prosseguir para o passo 2.2.9 ou aliquota e armazenar o sobrenadante a -20 ° C para uso futuro. </li><li> Descongelar o retrovírus de 2.2.7, à temperatura ambiente, se um lote congelado é usado aqui. Nota: Evite vários ciclos de congelamento e descongelamento. </li><li> Placa células C2C12 no mesmo dia de transdução apontando para 30 - 40% de confluência. <ol><li> Descartar o meio de crescimento e células C2C12 lavar com 3 ml de PBS temperatura ambiente. Remover o PBS, adicionar 500 mL de 0,25% de tripsina-EDTA, e incuba-se a placa num banho a 37 ° C, 5% de CO 2 incubadora durante 3-5 min. </li><li> Neutraliza-se a tripsina por adição de 3 mL de crescimento Medio. Pipetar 6 - 8 vezes para suspender as células. Contagem de células utilizando um hemocitómetro e adicionar 8,0 x 10 5 células C2C12 para uma placa de 60 mm. </li></ol></li><li> Adicionar 0,5 ml de retrovírus para infectar uma placa 60 milímetros de células em 3 media ml crescimento. Retornar a placa para a incubadora. </li><li> Substituir com 3 ml de meios frescos completados com antibiótico de selecção (puromicina 1-3 ug / ml) 48 h após a infecção. Substitua 3 ml de meio com antibióticos todos os dias para a 5 dias até que a cultura de controle C2C12 não transduzidas morre. </li></ol></li><li> preparação lentivírus e transdução lentiviral C2C12 Nota: Execute todos os procedimentos relacionados com o lentivírus no Nível de Biossegurança 2 gabinete e seguir as orientações de segurança biológica. resíduos líquidos contendo o vírus devem ser desinfectados antes de serem eliminados. <ol><li> Placa de 4,0 x 10 6 células 293T em uma placa de 100 mm (~ 80% de confluência no dia da transfecção) com células HEK 293 de meio de cultura celular (DMEM de alto teor de glucose, suplementado com 10% de fetalde soro bovino, 100 U / ml de penicilina, 100 ug / ml de estreptomicina, e 2 mM de L-glutamina) 24 h antes da transfecção. </li><li> Aquecer o reagente de transfecção até à temperatura ambiente. Misturar os vectores de embalagem lentiviral (4 ug pMD2.G e 6 ug psPAX2) em conjunto com o vector de transferência de 8 ug de lentivírus (Celf1 shRNA controlo scrambled ou shRNA) em 1 ml de meio de cultura de células sem soro. brevemente Vortex. </li><li> Adicionar 36 ul de reagente de transfecção pré-aquecido para o tubo de DNA / DMEM e misturar bem por vórtice. Incubar a mistura à temperatura ambiente durante 30 min. </li><li> Remover as células 293T da incubadora e adicionar a mistura de transfecção para a placa. Agite suavemente a placa e devolvê-lo de volta para 5% de CO2, 37 ° C incubadora. Após 24 horas, substitui-se a mistura de transfecção com 10 ml de meio de cultura fresco. </li><li> Recolhe-se o sobrenadante contendo lentivírus 48 h após a transfecção e transferi-lo para um tubo de centrífuga de 50 ml. Adicionar 10 ml quentes novos meios para a placa e devolvê-lopara incubadora. Armazenar o sobrenadante a 4 ° C. </li><li> Recolhe-se o segundo lote de sobrenadante 60 horas ap a transfeco e combiná-la com o sobrenadante a partir de 2.3.5. brevemente centrifugar a 500 xg, 4 ° C durante 7 min. </li><li> Transferir o sobrenadante para um tubo de centrífuga de 50 ml fresco. Se estiver usando vírus fresco, avance para o passo 2.3.9. No futuro, a loja de vírus contendo o sobrenadante a -20 ° C em alíquotas de 10 ml. </li><li> Descongelar o vírus a partir de 2.3.7, à temperatura ambiente antes da sua utilização, se um lote congelado é usado. Nota: Evite vários ciclos de congelamento e descongelamento. </li><li> células de chapa de C2C12-CUG200 (obtida na Secção 2.1), tal como descrito em 2.2.9, no mesmo dia da transdução. Nota: Apontar para 30 - 40% de confluência. </li><li> Adicionar 0,5 ml de vírus para infectar uma placa de 60 mm de C2C12-CUG200 e devolver a placa à incubadora. </li><li> Substituir o meio de cultura com meio fresco suplementado com o antibiótico de selecção (puromicina 1-3 ug / ml) 72 horas após a transdução.Atualizar meios de cultura todos os dias com o antibiótico de seleção para a 5 dias até que toda a cultura de controle C2C12-CUG200 não transduzidas morre. </li><li> Use Western blot para verificar a knockdown Celf1 em células transfectadas GFP-CUG200. </li></ol></li></ol> 3. Diferenciação Celular C2C12 <ol><li> Placa 2 X 10 6 células em um poço de uma placa de 6 poços em 2,5 ml de meio de crescimento 24 h antes do início da diferenciação. Nota: A densidade de revestimento pode ser ajustada de modo que confluência completa é atingida em 24 horas. <ol><li> Lavar as células confluentes com PBS e adicionar 2,5 ml de meio de baixa diferenciação de soro (meio de Eagle modificado suplementado com 2% de soro de equino, penicilina 100 U / ml de Dulbecco, 100 ug / ml de estreptomicina, 2 mM de L-glutamina, e 1? M de insulina) . Substituir o meio de dois em dois dias. Nota: Mantenha a insulina estoque congelado e adicioná-lo para a mídia em cada mudança de meio. </li></ol></li><li> Durante a diferenciação C2C12, coleta de amostras para quanquan- RT-PCR (ver secção 4) nos seguintes momentos: Day0, 1, 2, 4 e 6. Processo de cultura para a imunocoloração no dia 6-8 (ver secção 5). </li></ol> 4. Isolamento de ARN e RT-PCR quantitativo <ol><li> Use o protocolo do fabricante para isolamento de RNA. Após o isolamento, ressuspender o sedimento de ARN em 30 de água livre de RNase mL e pipeta cima e para baixo várias vezes. Nota: As amostras podem prosseguir para RT-PCR quantitativo, ou pode ser armazenado a -80 ° C. </li><li> Use um kit de RT qPCR para RT-PCR quantitativa 10 e siga as instruções do fabricante. Preparar a mistura de reacção de acordo com a Tabela 1. </li></ol><table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody><tr><td> Componente </td><td> Volume (uL) </td><td> concentração final </td></tr><tr><td> tampão de reacção 2x </td><td> 10 </td><td> 1x </td&gt; </tr><tr><td> iniciador directo </td><td> 0,5 </td><td> 200 nM </td></tr><tr><td> iniciador inverso </td><td> 0,5 </td><td> 200 nM </td></tr><tr><td> Probe </td><td> 0,5 </td><td> 200 nM </td></tr><tr><td> Transcriptase reversa e RNase Inhibitor </td><td> 0,1 </td><td> 0,25 U / ml </td></tr><tr><td> Modelo </td><td> 1 </td><td> 100 ng de ARN total </td></tr><tr><td> RNase água livre </td><td> 7,4 </td><td> N / D </td></tr><tr><td> Mix total </td><td> 20 </td><td></td></tr></tbody></table> Tabela 1. RT-PCR quantitativo mestre preparação da mistura de <ol start="3"><li> Execute a 20 mL de reação RT-qPCR utilizando perfil térmico Tabela 2. </li></ol><table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody><tr><td> passo de transcrição reversa </td><td> 30 min, 48 ° C </td></tr><tr><td> polímero de DNAactivação ase / inactivação transcriptase reversa </td><td> 10 min, 95 ° C </td></tr><tr><td rowspan="2"> 40 ciclos </td><td> 15 seg, 95 ° C </td></tr><tr><td> 1 min, 60 ° C </td></tr></tbody></table> Tabela perfil térmico 2. RT-PCR quantitativo 5. A imunocoloração <ol><li> Fixar a cultura em monocamada em 2,5 mL preparada de fresco paraformaldeído a 4% / PBS à temperatura ambiente durante 10 min. </li><li> Permeabilizar as amostras em 2,5 ml de 0,1% de Triton X-100 / PBS durante 30 min à temperatura ambiente. </li><li> Transferir as amostras para uma câmara humidif içada. Bloquear as amostras em 2,5 ml de tampão (0,1% de surfactante não iónico / PBS, 10% soro normal de cabra) de bloqueio durante 30 minutos a 37 ° C. </li><li> Descartar o tampão de bloqueio e aplicar primário 800 ul de anticorpo contra a cadeia pesada da miosina diluída em tampão (1: 100) de bloqueio. Incubar durante a noite numa câmara humidificada à temperatura ambiente. </li><li> Lave a placa 3 timES (10 min cada) com 2,5 ml de tampão de lavagem (0,1% de polisorbato 20 / PBS) no dia 2. </li><li> Remover o tampão de lavagem e aplicar 800 ul de anticorpo secundário (IgG de cabra anti-ratinho, 1: 500 diluído em PBS). Incubar numa câmara humidificada à temperatura ambiente durante 1 h. </li><li> Lavar duas vezes (10 min cada) com 2,5 ml de tampão de lavagem. </li><li> Incubar com DAPI 800 ul (1 ug / ml, diluiu-se em água destilada desionizada H2O) durante 5 min. </li><li> Lava-se com 2,5 ml de tampão de lavagem mais uma vez durante 10 min. </li><li> Mudar o tampão de lavagem de 2,5 ml de PBS e usar um microscópio fluorescente para capturar as imagens. </li></ol>

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The authors have nothing to disclose.

A linha de células C2C12 foi usado como um modelo para estudar miogénese 11-14. Estas células manter uma aparência do tipo fibroblastos, proliferam rapidamente em meios contendo 20% de soro fetal bovino e facilmente diferenciar em meio contendo 2% de soro equino 15. O rápido crescimento e diferenciação são características vantajosas em um modelo de célula miogénese. Aqui, demonstramos a utilização de plasmídeo, retroviral, e vectores lentivirais para introduzir ADNc, 3&#39;-UTR, e shRNA em células C2C12. Os pontos críticos para transfecção / transdução e manutenção de consistência na diferenciação são destacadas a seguir. A densidade celular em células de manutenção diária é crítica. Estas células têm de ser cultivadas abaixo de 50 - 70% de confluência. Devido ao curto tempo de duplicação da população, alta confluência (&gt; 70%) cultura C2C12 diferencia-se espontaneamente quando deixados durante a noite. Enquanto a fracção de células diferenciadas espontaneamente pode ser pequeno, a presençade células diferenciadas contribuirá para inconsistências em experimentos de diferenciação subsequentes. células C2C12 Além disso, recém-descongeladas que têm baixo número de passagem são os preferidos. Para a diferenciação, as células são plaqueadas a números pré-determinados de modo a que eles atingem confluência completa após 24 horas. A insulina é mantido congelado em pequenas alíquotas e é adicionado a cada vez que o meio de diferenciação é alterada. Estas medidas melhorar os resultados de diferenciação. meio sem soro aumenta a transfecção de células C2C12. As células podem ser incubadas em mistura de transfecção de mídia livre / soro durante a noite. Em nosso laboratório, nós conseguimos uma taxa de transfecção de 20%, acompanhada por ligeiros sinais de citotoxicidade. A concentração de droga usada para seleccionar células C2C12 é superior, 1,2 a 1,6 mg / ml de G418 ou 1 a 3 ug / ml de puromicina, e a duração da selecção é mais longo do que a maioria das outras linhas celulares. Devido à potencial toxicidade sob alta concentração de fármaco e o período de incubação prolongado, de lote para lotevariação em potencial de diferenciação podem surgir. É crucial para ajustar o método de selecção (concentração e duração) com base na aparência das células e para tratar os grupos experimental e controle em conjunto. Nós introduzimos com sucesso GFP-CUG200 em células C2C12 que reproduzem 3&#39;-UTR expansão CUG em DM1. Apresentando Celf1 em células C2C12 e Celf1 shRNA em células GFP-CUG200 C2C12 permitiu a avaliação de eventos celulares e moleculares desencadeadas por Celf1 regulação positiva e exploração de segmentação Celf1 para ajudar a diferenciação de mioblastos DM1, respectivamente. Em resumo, o modelo de mioblastos C2C12 aqui apresentada beneficia a investigação de distrofia miotónica, bem como biologia de células de músculo geral e diferenciação miogénica. A limitação deste modelo é que os achados em linhas celulares podem não completamente estender para os organismos. Os resultados nos modelos atuais são frequentemente avançou para isolar mioblastos frescos de animais e estudar suas differentiação. Em última análise, fundamentar as conclusões de mioblastos em organismos. A força original deste estudo é a manipulação genética multi-tier em mioblastos C2C12, que permite a modelagem dos eventos sequenciais genéticos / patológicas no DM1. Anteriormente, o efeito da expansão toxicidade ARN DMPK CUG foi documentada em mioblastos 11-14, enquanto os papéis patológicos de Celf1 foram estudadas separadamente em modelos de ratinho 16,17. Modelando esses eventos patológicos / genéticas seqüenciais é tecnicamente desafiador e demorado, se realizado em modelos animais. Como demonstrado neste estudo, o uso combinado de marcadores fluorescentes e resistentes droga permite a modelagem de eventos moleculares adicionais na distrofia miotónica. Os modelos estabelecidos neste estudo seria útil em dissecar os mecanismos detalhados em DM1 patogênese. Eles também seria valioso na triagem de drogas que visam diferentes etapas do DM1 patogênese. As estratégias e procedimentos desteestudo pode lançar luz sobre a criação de outros modelos de doenças musculares em mioblastos.

Distrofia miotônica (DM) é uma doença autossômica dominante que afeta vários sistemas, principalmente músculos cardíacos e esqueléticos 1. Existem dois subtipos da doença, DM1 e DM2. DM1 é mais comum e tem uma manifestação mais grave do DM2 2. A mutação genética subjacente DM1 é uma expansão de repetições de tripletos CUG localizado na região não traduzida 3 &#39;(UTR) do gene da proteína quinase MS (DMPK) 3. O número de repetição CUG em indivíduos não afectados varia de 5 a 37. Por outro lado, aumenta a mais de 50, e, por vezes, até milhares em doentes DM1 4. Como resultado, as proteínas de ligação a ARN, tais como muscleblind-like 1 (MBNL1), CUGBP, e elav-1 como família (Celf1), são desregulada. Devido ao sequestro nas repetições CUG expandidas, MBNL1 perde a sua capacidade de regular a splicing alternativo 5. Celf1, por outro lado, é sobre-regulada 6,7. A sobre-expressão de Celf1 está associada com a perda de músculoe fraqueza, que não são atribuídos a perda da função MBNL1. Os modelos animais simulando alterações relacionadas-DM1, incluindo DMPK 3&#39;-UTR expansão CUG, perda de MBNL1, e superexpressão de Celf1, foram estabelecidas. No entanto, a modelagem DM1 em mioblastos oferece uma alternativa eficiente, especialmente para dissecar eventos celulares e moleculares relacionados-DM1. A linha celular de mioblastos C2C12 foi isolado pela primeira vez a partir de músculo de rato C3H feridos e amplamente utilizado para estudar diferenciação 8,9 miogénica. células C2C12 proliferam rapidamente em soro fetal bovino (FBS) molecular contendo meios e prontamente sofrer diferenciação de FBS quando se esgota. No entanto, usando este modelo de diferenciação de mioblastos apresenta dois desafios: células C2C12 são muitas vezes resistentes a transfecção de genes / transdução viral; e pequenas variações na manipulação celular e processo de diferenciação pode levar a alterações marcadas na formação de miotubos. Nosso laboratório utiliza rotineiramente mioblastos C2C12 como acmodelo ell e desenvolveu protocolos que efetivamente entregar genes por transfecção de plasmídeo, transdução retroviral, e transdução lentiviral em linha celular C2C12 10. No vídeo, demonstramos os procedimentos otimizados para transfecção / transdução C2C12 células e manter a consistência diferenciação no estabelecimento de modelos de mioblastos DM1.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="804">
	<tbody>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">DMEM, high glucose</td>
			<td style="width:112px;">Life Technologies</td>
			<td style="width:151px;">11965-084</td>
			<td style="width:325px;">for culture medium</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Fetal Bovine Serum - Premium</td>
			<td style="width:112px;">Atlanta Biologicals</td>
			<td style="width:151px;">S11150</td>
			<td>for culture medium</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Penicillin-Streptomycin-Glutamine (100X)</td>
			<td style="width:112px;">Life Technologies</td>
			<td style="width:151px;">10378-016</td>
			<td>for culture medium</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Insulin from bovine pancreas</td>
			<td style="width:112px;">Sigma Aldrich</td>
			<td style="width:151px;">I6634-100MG</td>
			<td>for differentiation medium</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">equine serum</td>
			<td style="width:112px;">Atlanta Biologicals</td>
			<td style="width:151px;">S12150</td>
			<td>for differentiation medium</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">FuGENE&#160;HD&#160;Transfection Reagent</td>
			<td style="width:112px;">Promega</td>
			<td style="width:151px;">E2311&#160;</td>
			<td>for transfection</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">G418 sulfate&#160;</td>
			<td style="width:112px;">Gold Biotechnology&#160;</td>
			<td style="width:151px;">G-418-10</td>
			<td>for drug resistant selection</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Puromycin dihydrochloride</td>
			<td style="width:112px;">Sigma Aldrich</td>
			<td style="width:151px;">sc-108071</td>
			<td>for drug resistant selection</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">NuPAGE Novex 4-12% Bis-Tris Protein Gels, 1.0 mm, 15 well</td>
			<td style="width:112px;">Life Technologies</td>
			<td style="width:151px;">NP0323BOX</td>
			<td>for western blot</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">NuPAGE Transfer Buffer (20X)</td>
			<td style="width:112px;">Life Technologies</td>
			<td style="width:151px;">NP00061</td>
			<td>for western blot</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">NuPAGE MES SDS Running Buffer (20X)</td>
			<td style="width:112px;">Life Technologies</td>
			<td style="width:151px;">NP0002</td>
			<td>for western blot</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Amersham Protran Supported 0.2 NC, 300mmx4m</td>
			<td style="width:112px;">GE healthcare life science</td>
			<td style="width:151px;">10600015</td>
			<td>for western blot</td>
		</tr>
		<tr height="63">
			<td height="63" style="height:63px;width:216px;">MF 20</td>
			<td style="width:112px;">Developmental Hybridoma Bank</td>
			<td style="width:151px;">MF 20</td>
			<td>primary Ab for immunostaining</td>
		</tr>
		<tr height="63">
			<td height="63" style="height:63px;width:216px;">Goat anti-Mouse IgG (H+L) Secondary Antibody, Texas Red-X conjugate</td>
			<td style="width:112px;">Thermo Fisher Scientific</td>
			<td style="width:151px;">T-862</td>
			<td>secondary Ab for immunostaining</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">One step qRT-PCR MasterMix</td>
			<td style="width:112px;">AnaSpec</td>
			<td style="width:151px;">05-QPRT-032X</td>
			<td>for qRT-PCR</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">TriPure Isolation Reagent</td>
			<td style="width:112px;">Roche</td>
			<td style="width:151px;">11667165001</td>
			<td>for RNA isolation</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">CUG-BP1 Antibody (3B1)</td>
			<td style="width:112px;">santa cruz</td>
			<td style="width:151px;">sc-20003</td>
			<td>primary Ab western blot</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Actin Antibody</td>
			<td style="width:112px;">santa cruz</td>
			<td style="width:151px;">sc-1615</td>
			<td>goat polyclonal IgG for loading control</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">293T Ecopack</td>
			<td style="width:112px;">Clontech</td>
			<td style="width:151px;">631507</td>
			<td>cells for retrovirus preparation</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">pMSCV-puro</td>
			<td style="width:112px;">Clontech</td>
			<td style="width:151px;">634401</td>
			<td>empty retroviral vector for retrovirus preparation</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">pMSCV-Celf1Flag-puro</td>
			<td style="width:112px;">house-constructed</td>
			<td style="width:151px;">not available</td>
			<td>retroviral vector encoding Celf1Flag, used in retrovirus preparation</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">psPAX2</td>
			<td style="width:112px;">gift from Didier Trono</td>
			<td style="width:151px;">not available</td>
			<td>for lentivirus preparation</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">pMD2.G</td>
			<td style="width:112px;">gift from Didier Trono</td>
			<td style="width:151px;">not available</td>
			<td>for lentivirus preparation</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">GFP-CUG5</td>
			<td style="width:112px;">gift from M.S. Mahadevan</td>
			<td style="width:151px;">not available</td>
			<td>details in reference 10&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">GFP- CUG200</td>
			<td style="width:112px;">gift from M.S. Mahadevan</td>
			<td style="width:151px;">not available</td>
			<td>details in reference 10&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Triton&#160;X-100</td>
			<td style="width:112px;">Sigma Aldrich</td>
			<td style="width:151px;">X100</td>
			<td>for immunostaining</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">paraformaldehyde</td>
			<td style="width:112px;">Sigma Aldrich</td>
			<td style="width:151px;">P6148</td>
			<td>for immunostaining</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">TWEEN&#160;20</td>
			<td style="width:112px;">Sigma Aldrich</td>
			<td style="width:151px;">P9416</td>
			<td>for immunostaining</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">DAPI</td>
			<td style="width:112px;">Sigma Aldrich</td>
			<td style="width:151px;">D9542</td>
			<td>for immunostaining</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

modeling myotonic dystrophy 1 in c2c12 myoblast cells

A distrofia miotônica 1 (DM1) é uma forma comum de distrofia muscular. Embora vários modelos animais foram estabelecidos para DM1, modelos celular de mioblastos ainda são importantes porque eles oferecem uma alternativa eficiente celular para estudar eventos celulares e moleculares. Embora as células C2C12 de mioblastos tem sido amplamente utilizado para estudar a miogenese, a resistência à transfecção do gene, ou a transdução virai, dificulta a pesquisa em células C2C12. Aqui, descrevemos um protocolo otimizado que inclui procedimentos de manutenção diária, transfecção e transdução para introduzir genes em mioblastos C2C12 e a indução de diferenciação dos miócitos. Colectivamente, estes processos permitem melhores eficiências de transfecção / transdução, bem como os resultados consistentes de diferenciação. O protocolo descrito no estabelecimento de modelos de mioblastos DM1 celulares beneficiaria o estudo de distrofia miotónica, bem como outras doenças musculares.

células C2C12 foram transfectadas com GFP-CUG5 ou GFP-CUG200. Após a selecção de resistência a drogas, estáveis ​​piscinas foram estabelecidas, que podem ser visualizados por expressão da GFP (Figura 1A). Formação de miotubos diferenciadas nos mioblastos foi detectado por imunocoloração miosina de cadeia pesada 10 (Figura 1B). A quantificação de formação de miotubos demonstrou que os índices de fusão foram diminuiu de 35,4 ± 4,1% para 2,6 ± 1,1% e áreas de miotubos foram diminuiu de 35,6 ± 2,2% para 2,7 ± 0,8% por expansão CUG anormal em GFP-CUG200 (Figura 1C). O índice de fusão e a área de miotubos foram contados através do número total de núcleos em miotubos (@ 2 núcleos) dividido pelo número total de núcleos e a percentagem da área total coberta pela imagem miotubos, respectivamente. Em tempo real de RT-PCR 10 foi realizado para analisar a expressão de um número de diferentes músculogenes relacionados iation incluindo MyoD, MyoG, MEF2C e Celf1. Em comparação com culturas CUG5, CUG200 aumentou a expressão de ARNm Celf1 em mioblastos em proliferação no início da diferenciação. Congruente com relatórios anteriores, Celf1 regulação positiva foi associada com CUG-expansão no miogênica distrofia 1 (Figura 1D). Além disso, a transferência de Western mostrou consistentemente 10 Celf1 nível de proteína foi elevada (Figura 1E), e CUG200 inibiu a expressão de MyoD, MyoG e MEF2C durante a diferenciação (Figura 1D). Estes resultados sugerem que o CUG-expansão conduz a defeitos de miotubos e diferenciação de mioblastos prejudicada. Para estudar o papel de Celf1 na diferenciação de mioblastos, pMSCV- Celf1Flag vector retroviral foi construído para transduzir células C2C12. Os clones resistentes puromicina-10 foram reunidas para os estudos de diferenciação. resultados de Western blot mostraram que o Flag-tagged Celf1 só estava presente nas culturas pMSCV-Celf1Flag transduzidas e a expressão da proteína Celf1 foi regulada (Figura 2A). A formação de miotubos em células que sobre-expressam Celf1 é raro, quando em comparação com as culturas de controlo (Figura 2B), o que sugere que a sobre-expressão de Celf1 prejudica gravemente a diferenciação dos mioblastos. Para determinar se Celf1 knockdown resgata a deficiência de diferenciação em células CUG-expansão, Celf1 shRNA foi entregue a células GFP-CUG200 por vetores lentivirais. clones resistentes duplos (G418 e puromicina) foram selecionadas e reunidas para estudos de diferenciação. O nível de proteína endógena Celf1 foi marcadamente reduzida na presença de Celf1 shRNA (Figura 3A). Após 6 dias de diferenciação, o efeito de Celf1 shRNA no aumento da formação de miotubo foi evidente (Figura 3B). índices de fusão e miotubos sãocomo foram de 16,1 ± 3,0% e 15,2 ± 1,2%, respectivamente, em comparação com 4,6 ± 0,8% e 5,1 ± 1,3% em culturas de controlo (Figura 3C). Enquanto isso, os resultados em tempo real de RT-PCR indicam que a expressão de MyoD, MyoG e MEF2C foi significativamente aumentado nas células Celf1 shRNA (Figura 3D) de apoio deficiência de diferenciação de miócitos knockdown Celf1 resgatado. <img alt="figura 1" src="/files/ftp_upload/54078/54078fig1.jpg" /> Figura 1. CUG-Expansão Inibe miócitos de diferenciação em células C2C12. (A) células C2C12 expressaram a GFP-CUG5 ou GFP-CUG200 ubiquamente após selecção. As barras de escala são de 100 uM. Esta figura foi modificada do nosso trabalho anterior 10. (B) Miotubos foram formados em células GFP-CUG5 mas menos em células GFP-CUG200. Miotubos foram visualizadas por cadeia pesada de miosina (MF-20) imunocoloração. As barras de escala são de 100 uM. (C) </strong&gt; culturas GFP-CUG200 reduziu significativamente o índice de fusão e as áreas de miotubos. As barras de erro representam os desvios padrão. (D) em tempo real A análise de RT-PCR de Celf1, factores de transcrição MyoD, MyoG, e MEF2C expressão durante a diferenciação dos mioblastos. Os níveis de ARNm foram plotados após a GAPDH normalizada. As barras de erro representam os desvios padrão. teste t de Student foi realizado para comparar os testes com os controlos. n&gt; 3, * P &lt;0,05. (E) GFP-CUG200 transfecção aumento da expressão de proteínas Celf1. ß-actina é mostrado como o controle de carregamento. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/54078/54078fig1large.jpg" target="_blank">Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a> <img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/54078/54078fig2.jpg" /> Figura 2. A sobre-expressão de Celf1 danifica mioblasto diferenciação. (A) Prova de expre Celf1Flag exógenassion em células C2C12 por Western blot. formação (B) miotubos foi prejudicada em Celf1Flag-sobre-expressam mioblastos C2C12. Miotubos foram visualizadas por imunocoloração MF-20. Barras de escala são 100 m. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/54078/54078fig2large.jpg" target="_blank">Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a> <img alt="Figura 3" src="/files/ftp_upload/54078/54078fig3.jpg" /> Figura 3. Knockdown de Celf1 parcialmente resgata CUG-Expansão-Induced mioblasto Diferenciação Deficiência. (A) Prova de Celf1 knockdown por Western Blot. (B) Celf1 shRNA induziu a formação de miotubos em mioblastos GFP-CUG200. Miotubos foram visualizadas por imunocoloração MF-20. Barras de escala são 100 mm células. (C) Celf1 shRNA-resgatados que tinha aumentado áreas de índice de fusão e miotubos. As barras de erro representam os desvios padrão. (D) análise em tempo real de RT-PCR de Celf1, factores de transcrição MyoD, MyoG, e MEF2C expressão durante a diferenciação. nível de ARNm foi representada graficamente após a normalização para que de GAPDH. As barras de erro representam os desvios padrão. teste t de Student foi realizado para comparar os testes de controle. n&gt; 3, * P &lt;0,05. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/54078/54078fig3large.jpg" target="_blank">Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>

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Modeling Myotonic Dystrophy 1 in C2C12 Myoblast Cells

Neste protocolo, apresentamos os procedimentos para o estabelecimento de modelos de mioblastos distrofia miotônica 1, incluindo otimizado manutenção C2C12 celular, transfecção gene / transdução e diferenciação dos miócitos.

Modelando Myotonic distrofia 1 em células C2C12 de mioblastos

Myotonic dystrophy 1 (DM1) is a common form of muscular dystrophy. Although several animal models have been established for DM1, myoblast cell models are ...

modeling-myotonic-dystrophy-1-in-c2c12-myoblast-cells

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Medicine

15.2K visualizações.  University of Houston.  Neste protocolo, apresentamos os procedimentos para o estabelecimento de modelos de mioblastos distrofia miotônica 1, incluindo otimizado manutenção C2C12 celular, transfecção gene / transdução e diferenciação dos miócitos. 

Vídeo: Modeling Myotonic Dystrophy 1 in C2C12 Myoblast Cells

Modeling Intracerebral Hemorrhage in Mice: Injection of Autologous Blood or Bacterial Collagenase

Spontaneous intracerebral hemorrhage (ICH) defines a potentially life-threatening neurological malady that accounts for 10-15% of all stroke-related hospitalizations and for which no effective treatments are available to date1,2. Because of the heterogeneity of ICH in humans, various preclinical models are needed to thoroughly explore prospective therapeutic strategies3. Experimental ICH is commonly induced in rodents by intraparenchymal injection of either autologous blood or bacterial collagenase4. The appropriate model is selected based on the pathophysiology of hemorrhage induction and injury progression. The blood injection model mimics a rapidly progressing hemorrhage. Alternatively, bacterial collagenase enzymatically disrupts the basal lamina of brain capillaries, causing an active bleed that generally evolves over several hours5. Resultant perihematomal edema and neurofunctional deficits can be quantified from both models. In this study, we described and evaluated a modified double injection model of autologous whole blood6 as well as an ICH injection model of bacterial collagenase7, both of which target the basal ganglia (corpus striatum) of male CD-1 mice. We assessed neurofunctional deficits and brain edema at 24 and 72 hr after ICH induction. Intrastriatal injection of autologous blood (30 &mu;l) or bacterial collagenase (0.075U) caused reproducible neurofunctional deficits in mice and significantly increased brain edema at 24 and 72 hr after surgery (p&lt;0.05). In conclusion, both models yield consistent hemorrhagic infarcts and represent basic methods for preclinical ICH research.

Clinically relevant animal models of intracerebral hemorrhage (ICH) are needed to extend our knowledge of hemorrhagic stroke and to examine novel therapeutic strategies. In this study, we describe and evaluate two ICH models that implement unilateral injections of either autologous whole blood or bacterial collagenase into the basal ganglia (corpus striatum) of mice.

Hemorragia modelagem intracerebral em camundongos: Injeção de sangue autólogo ou colagenase bacteriana

Spontaneous intracerebral hemorrhage (ICH) defines a potentially life-threatening neurological malady that accounts for 10-15% of all stroke-related ...

Medicina

Modeling Spontaneous Metastatic Renal Cell Carcinoma (mRCC) in Mice Following Nephrectomy

One of the key challenges to improved testing of new experimental therapeutics in renal cell carcinoma (RCC) is the development of models that faithfully recapitulate early- and late-stage metastatic disease progression. Typical tumor implantation models utilize ectopic or orthotopic primary tumor implantation, but few include systemic spontaneous metastatic disease that mimics the clinical setting. This protocol describes the key steps to develop RCC disease progression stages similar to patients. First, it uses a highly metastatic mouse tumor cell line in a syngeneic model to show orthotopic tumor cell implantation. Methods include superficial and internal implantation into the sub-capsular space with cells combined with matrigel to prevent leakage and early spread. Next it describes the procedures for excision of tumor-bearing kidney (nephrectomy), with critical pre- and post- surgical mouse care. Finally, it outlines the steps necessary to monitor and assess micro-and macro-metastatic disease progression, including bioluminescent imaging as well provides a detailed visual necropsy guide to score systemic disease distribution. The goal of this protocol description is to facilitate the widespread use of clinically relevant metastatic RCC models to improve the predictive value of future therapeutic testing.&#160;

Modeling Spontaneous Metastatic Renal Cell Carcinoma mRCC in Mice Following Nephrectomy

Models of spontaneous metastatic renal cell carcinoma (RCC) disease progression can be used for evaluating treatments in a clinically relevant setting. This protocol demonstrates different procedures for orthotopic kidney tumor cell implantation, proper nephrectomy, and finally outlines a necropsy guide for visual and bioluminescent scoring of metastatic burden and localization.

Modelagem espontânea metastático carcinoma de células renais (mRCC) em ratos após nefrectomia

One of the key challenges to improved testing of new experimental therapeutics in renal cell carcinoma (RCC) is the development of models that faithfully ...

Modeling Stroke in Mice: Permanent Coagulation of the Distal Middle Cerebral Artery

Stroke is the third most common cause of death and a main cause of acquired adult disability in developed countries. Only very limited therapeutical options are available for a small proportion of stroke patients in the acute phase. Current research is intensively searching for novel therapeutic strategies and is increasingly focusing on the sub-acute and chronic phase after stroke because more patients might be eligible for therapeutic interventions in a prolonged time window. These delayed mechanisms include important pathophysiological pathways such as post-stroke inflammation, angiogenesis, neuronal plasticity and regeneration. In order to analyze these mechanisms and to subsequently evaluate novel drug targets, experimental stroke models with clinical relevance, low mortality and high reproducibility are sought after. Moreover, mice are the smallest mammals in which a focal stroke lesion can be induced and for which a broad spectrum of transgenic models are available. Therefore, we describe here the mouse model of transcranial, permanent coagulation of the middle cerebral artery via electrocoagulation distal of the lenticulostriatal arteries, the so-called &#8220;coagulation model&#8221;. The resulting infarct in this model is located mainly in the cortex; the relative infarct volume in relation to brain size corresponds to the majority of human strokes. Moreover, the model fulfills the above-mentioned criteria of reproducibility and low mortality. In this video we demonstrate the surgical methods of stroke induction in the &#8220;coagulation model&#8221; and report histological and functional analysis tools.

Various murine models of middle cerebral artery occlusion (MCAO) are widely used in experimental brain research. Here, we demonstrate the model of transcranial permanent distal MCAO which produces consistent cortical infarction of a size corresponding to damage imposed by the majority of human ischemic strokes.

Curso de modelagem em Ratos: Coagulação permanente da artéria distal Cerebral Média

Stroke is the third most common cause of death and a main cause of acquired adult disability in developed countries. Only very limited therapeutical ...

Generation of Induced Pluripotent Stem Cells from Muscular Dystrophy Patients: Efficient Integration-free Reprogramming of Urine Derived Cells

Dystrophic cardiomyopathy is a poorly understood consequence of muscular dystrophy. Generating induced Pluripotent Stem Cells (iPSCs) from patients with muscular dystrophy is an invaluable cellular source for in&#160;vitro disease model systems and can be used for drug screening studies. Patient-derived urine cells have been used in successful reprogramming into induced pluripotent stem cells in order to model dystrophic cardiomyopathy1. Addressing the safety concerns of integrating vector systems, we present a protocol using a non-integrating Sendai virus vector for transduction of Yamanaka factors into urine cells collected from patients with muscular dystrophy. This protocol generates fully reprogrammed clones within 2&#8211;3 weeks. The pluripotent cells are vector-free by passage-13. These dystrophic iPSCs can be differentiated into cardiomyocytes and used either to study disease mechanisms or for drug screening.

This protocol entails detailed procedures for isolation of urine derived cells from muscular dystrophy patients; their efficient and rapid reprogramming through Sendai virus transduction.

Geração de pluripotentes induzidas células-tronco de distrofia muscular pacientes: Reprogramação livre de integração eficiente de urina células derivadas

Dystrophic cardiomyopathy is a poorly understood consequence of muscular dystrophy. Generating induced Pluripotent Stem Cells (iPSCs) from patients with ...

Studying Pancreatic Cancer Stem Cell Characteristics for Developing New Treatment Strategies

Pancreatic ductal adenocarcinoma (PDAC) contains a subset of exclusively tumorigenic cancer stem cells (CSCs) which have been shown to drive tumor initiation, metastasis and resistance to radio- and chemotherapy. Here we describe a specific methodology for culturing primary human pancreatic CSCs as tumor spheres in anchorage-independent conditions. Cells are grown in serum-free, non-adherent conditions in order to enrich for CSCs while their more differentiated progenies do not survive and proliferate during the initial phase following seeding of single cells. This assay can be used to estimate the percentage of CSCs present in a population of tumor cells. Both size (which can range from 35 to 250 micrometers) and number of tumor spheres formed represents CSC activity harbored in either bulk populations of cultured cancer cells or freshly harvested and digested tumors 1,2. Using this assay, we recently found that metformin selectively ablates pancreatic CSCs; a finding that was subsequently further corroborated by demonstrating diminished expression of pluripotency-associated genes/surface markers and reduced in vivo tumorigenicity of metformin-treated cells. As the final step for preclinical development we treated mice bearing established tumors with metformin and found significantly prolonged survival. Clinical studies testing the use of metformin in patients with PDAC are currently underway (e.g., NCT01210911, NCT01167738, and NCT01488552). Mechanistically, we found that metformin induces a fatal energy crisis in CSCs by enhancing reactive oxygen species (ROS) production and reducing mitochondrial transmembrane potential. In contrast, non-CSCs were not eliminated by metformin treatment, but rather underwent reversible cell cycle arrest. Therefore, our study serves as a successful example for the potential of in vitro sphere formation as a screening tool to identify compounds that potentially target CSCs, but this technique will require further in vitro and in vivo validation to eliminate false discoveries.

Pancreatic cancer stem cells (CSCs) can be expanded in vitro using the anchorage-independent sphere culture technique, which represents a powerful tool to study CSC biology and can serve as the first step to develop novel CSC-targeting therapies. Here the methodology for expanding, analyzing and targeting of pancreatic CSCs is provided.

Estudar o cancro do pâncreas Stem características celulares para desenvolver estratégias Novo tratamento

Pancreatic ductal adenocarcinoma (PDAC) contains a subset of exclusively tumorigenic cancer stem cells (CSCs) which have been shown to drive tumor ...

Modeling Chemotherapy Resistant Leukemia In Vitro

It is well established that the bone marrow microenvironment provides a unique site of sanctuary for hematopoietic diseases that both initiate and progress in this site. The model presented in the current report utilizes human primary bone marrow stromal cells and osteoblasts as two representative cell types from the marrow niche that influence tumor cell phenotype. The in vitro co-culture conditions described for human leukemic cells with these primary niche components support the generation of a chemoresistant subpopulation of tumor cells that can be efficiently recovered from culture for analysis by diverse techniques. A strict feeding schedule to prevent nutrient fluxes followed by gel type 10 cross-linked dextran (G10) particles recovery of the population of tumor cells that have migrated beneath the adherent bone marrow stromal cells (BMSC) or osteoblasts (OB) generating a "phase dim" (PD) population of tumor cells, provides a consistent source of purified therapy resistant leukemic cells. This clinically relevant population of tumor cells can be evaluated by standard methods to investigate apoptotic, metabolic, and cell cycle regulatory pathways as well as providing a more rigorous target in which to test novel therapeutic strategies prior to pre-clinical investigations targeted at minimal residual disease.

Modeling Chemotherapy Resistant Leukemia In Vitro

The current report summarizes a protocol that can be utilized to model the influence of the bone marrow microenvironment niche on leukemic cells with emphasis placed on enrichment of the most chemoresistant subpopulation.

Modelagem quimioterapia leucemia resistente<em&gt; In Vitro</em

It is well established that the bone marrow microenvironment provides a unique site of sanctuary for hematopoietic diseases that both initiate and ...

Multi-exon Skipping Using Cocktail Antisense Oligonucleotides in the Canine X-linked Muscular Dystrophy

Duchenne muscular dystrophy (DMD) is one of the most common lethal genetic diseases worldwide, caused by mutations in the dystrophin (DMD) gene. Exon skipping employs short DNA/RNA-like molecules called antisense oligonucleotides (AONs) that restore the reading frame and produce shorter but functional proteins. However, exon skipping therapy faces two major hurdles: limited applicability (up to only 13% of patients can be treated with a single AON drug), and uncertain function of truncated proteins. These issues were addressed with a cocktail AON approach. While approximately 70% of DMD patients can be treated by single exon skipping (all exons combined), one could potentially treat more than 90% of DMD patients if multiple exon skipping using cocktail antisense drugs can be realized. The canine X-linked muscular dystrophy (CXMD) dog model, whose phenotype&#160;is&#160;more similar to human DMD patients, was&#160;used to test the systemic efficacy and safety of multi-exon skipping of exons 6 and 8. The CXMD dog model harbors a splice site mutation in intron 6, leading to a lack of exon 7 in dystrophin mRNA. To restore the reading frame in CXMD requires multi-exon skipping of exons 6 and 8; therefore, CXMD is a good middle-sized animal model for testing the efficacy and safety of multi-exon skipping. In the current study, a cocktail of antisense morpholinos targeting exon 6 and exon 8 was designed and it restored dystrophin expression in body-wide skeletal muscles. Methods for transfection/injection of cocktail oligos and evaluation of the efficacy and safety of multi-exon skipping in the CXMD dog model are presented.

Exon skipping is currently a&#160;most promising therapeutic option for Duchenne muscular dystrophy (DMD). To expand the applicability for DMD patients and to optimize the stability/function of the resulting truncated dystrophin proteins, a multi-exon skipping approach using cocktail antisense oligonucleotides was developed and we demonstrated systemic dystrophin rescue in a dog model.

Multi-exão Ignorando usando oligonucleotídeos antisense Cocktail na distrofia muscular canina ligada ao X

Duchenne muscular dystrophy (DMD) is one of the most common lethal genetic diseases worldwide, caused by mutations in the dystrophin (DMD) gene. Exon ...

Depletion of Mouse Cells from Human Tumor Xenografts Significantly Improves Downstream Analysis of Target Cells

The use of in vitro cell line models for cancer research has been a useful tool. However, it has been shown that these models fail to reliably mimic patient tumors in different assays1. Human tumor xenografts represent the gold standard with respect to tumor biology, drug discovery, and metastasis research 2-4. Tumor xenografts can be derived from different types of material like tumor cell lines, tumor tissue from primary patient tumors4 or serially transplanted tumors. When propagated in vivo, xenografted tissue is infiltrated and vascularized by cells of mouse origin. Multiple factors such as the tumor entity, the origin of xenografted material, growth rate and region of transplantation influence the composition and the amount of mouse cells present in tumor xenografts. However, even when these factors are kept constant, the degree of mouse cell contamination is highly variable.
Contaminating mouse cells significantly impair downstream analyses of human tumor xenografts. As mouse fibroblasts show high plating efficacies and proliferation rates, they tend to overgrow cultures of human tumor cells, especially slowly proliferating subpopulations. Mouse cell derived DNA, mRNA, and protein components can bias downstream gene expression analysis, next-generation sequencing, as well as proteome analysis 5. To overcome these limitations, we have developed a fast and easy method to isolate untouched human tumor cells from xenografted tumor tissue. This procedure is based on the comprehensive depletion of cells of mouse origin by combining automated tissue dissociation with the benchtop tissue dissociator and magnetic cell sorting. Here, we demonstrate that human target cells can be can be obtained with purities higher than 96% within less than 20 min independent of the tumor type.

Human tumor xenografts are vascularized and infiltrated by cells of mouse origin during the growth phase in vivo. To circumvent the bias caused by these contaminating cells during downstream analysis, we developed a method allowing for comprehensive depletion of all mouse cells by magnetic cell sorting.

Depleção de células do rato de xenoenxertos de tumor humano Melhora Significativamente Análise Downstream de células alvo

The use of in vitro cell line models for cancer research has been a useful tool. However, it has been shown that these models fail to reliably mimic ...

Forskolin-induced Swelling in Intestinal Organoids: An In Vitro Assay for Assessing Drug Response in Cystic Fibrosis Patients

Recently-developed cystic fibrosis transmembrane conductance regulator (CFTR)-modulating drugs correct surface expression and/or function of the mutant CFTR channel in subjects with cystic fibrosis (CF). Identification of subjects that may benefit from these drugs is challenging because of the extensive heterogeneity of CFTR mutations, as well as other unknown factors that contribute to individual drug efficacy. Here, we describe a simple and relatively rapid assay for measuring individual CFTR function and response to CFTR modulators in vitro. Three dimensional (3D) epithelial organoids are grown from rectal biopsies in standard organoid medium. Once established, the organoids can be bio-banked for future analysis. For the assay, 30-80 organoids are seeded in 96-well plates in basement membrane matrix and are then exposed to drugs. One day later, the organoids are stained with calcein green, and forskolin-induced swelling is monitored by confocal live cell microscopy at 37 &#176;C. Forskolin-induced swelling is fully CFTR-dependent and is sufficiently sensitive and precise to allow for discrimination between the drug responses of individuals with different and even identical CFTR mutations. In vitro swell responses correlate with the clinical response to therapy. This assay provides a cost-effective approach for the identification of drug-responsive individuals, independent of their CFTR mutations. It may also be instrumental in the development of future CFTR modulators.

Forskolin-induced Swelling in Intestinal Organoids: An In Vitro Assay for Assessing Drug Response in Cystic Fibrosis Patients

This protocol describes an assay for measuring CFTR function and CFTR modulator responses in cultured tissue from subjects with cystic fibrosis (CF). Biopsy-derived intestinal organoids swell in a cAMP-driven fashion, a response that is defective (or strongly reduced) in CF organoids and can be restored by exposure to CFTR modulators.

Inchaço na Organóides intestinal induzida por forscolina: An<em&gt; In Vitro</em&gt; Ensaio para a Avaliação de Medicamentos Response na Fibrose Cística Os pacientes

Recently-developed cystic fibrosis transmembrane conductance regulator (CFTR)-modulating drugs correct surface expression and/or function of the mutant ...

Evaluation of Exon Inclusion Induced by Splice Switching Antisense Oligonucleotides in SMA Patient Fibroblasts

Spinal muscular atrophy (SMA), a lethal neurological disease caused by the loss of SMN1, presents a unique case in the field of antisense oligonucleotide (AON)-mediated therapy. While SMN1 mutations are responsible for the disease, AONs targeting intronic splice silencer (ISS) sites in SMN2, including FDA-approved nusinersen, have been shown to restore SMN expression and ameliorate the symptoms. Currently, many studies involving AON therapy for SMA focus on investigating novel AON chemistries targeting SMN2 that may be more effective and less toxic than nusinersen. Here, we describe a protocol for in vitro evaluation of exon inclusion using lipotransfection of AONs followed by reverse transcription polymerase chain reaction (RT-PCR), quantitative polymerase chain reaction (qPCR), and Western blotting. This method can be employed for various types of AON chemistries. Using this method, we demonstrate that AONs composed of alternating locked nucleic acids (LNAs) and DNA nucleotides (LNA/DNA mixmers) lead to efficient SMN2 exon inclusion and restoration of SMN protein at a very low concentration, and therefore, LNA/DNA mixmer-based antisense oligonucleotides may be an attractive therapeutic strategy to treat splicing defects caused by genetic diseases. The in vitro evaluation method described here is fast, easy, and sensitive enough for the testing of various novel AONs.

Various antisense oligonucleotides (AONs) have been shown to induce exon inclusion (splice modulation) and rescue SMN expression for spinal muscular atrophy (SMA). Here, we describe a protocol for AON lipotransfection to induce exon inclusion in the SMN2 gene and the evaluation methods to determine the efficacy in SMA patient fibroblasts.

Avaliação da inclusão Exon induzida pela Splice Oligonucleotides Antisentidos comutação em fibroblastos de paciente de SMA

Spinal muscular atrophy (SMA), a lethal neurological disease caused by the loss of SMN1, presents a unique case in the field of antisense oligonucleotide ...