Modelo de bexiga de urina de urina descentralizada (Ex Vivo) com o músculo destrusor removido para acesso direto ao suburotelio durante o enchimento da bexiga

O modelo de bexiga livre de detrusor permite o acesso direto ao suburotelio para estudar os mecanismos locais de regulação da disponibilidade de mediadores biologicamente ativos na propria suburotelio/laminado durante o armazenamento e a anulação da urina. A preparação assemelha-se pròxima ao enchimento de uma bexiga intata e permite que os estudos do pressão-volume sejam executados sem influências sistemáticas.

Estudos anteriores estabeleceram a liberação de substâncias químicas de folhas de mucosa de bexiga plana afixadas nas câmaras de Ussing e expostas a mudanças na pressão hidrostática ou alongamento mecânico e de células urotelia cultivadas após alterações de pressão hidrostática, alongamento, inchaço celular ou forças de arrasto, e em lúmen da bexiga no final do enchimento. Tais achados levaram à suposição de que esses mediadores também são liberados em suburotelio (SubU)/lamina propria (LP) durante o enchimento da bexiga, onde afetam as células profundas na parede da bexiga para, em última análise, regular a excitabilidade da bexiga. Há pelo menos duas limitações óbvias em tais estudos: 1) nenhuma dessas abordagens fornece informações diretas sobre a presença de mediadores em SubU/LP, e 2) os estímulos utilizados não são fisiológicos e não recapitulam o preenchimento autêntico da bexiga. Aqui, discutimos um procedimento que permite o acesso direto à superfície suburotelial da mucosa da bexiga no decorrer do enchimento da bexiga. A preparação livre de intrusão de urina que criamos se assemelha ao enchimento da bexiga intacta e permite que estudos de volume de pressão sejam realizados na bexiga na ausência de sinalização confusa de reflexos espinhais e músculos suaves destruor. Usando o modelo de bexiga livre de detrusor, demonstramos recentemente que medições intravesivas de mediadores não podem ser usadas como um proxy para o que foi lançado ou presente no SubU/LP durante o enchimento da bexiga. O modelo permite o exame de moléculas de sinalização derivadas de urotelium que são liberadas, geradas pelo metabolismo e/ou transportadas para o SubU/LP durante o recheio da bexiga para transmitir informações aos neurônios e músculos lisos da bexiga e regular sua excitabilidade durante continência e micturição.

O objetivo deste modelo é permitir o acesso direto ao lado submucosato da mucosa da bexiga durante diferentes fases do enchimento da bexiga.

A bexiga deve abster-se de contração prematura durante o enchimento e vazio quando o volume crítico e a pressão são alcançados. Continência anormal ou voiding da urina são freqüentemente associados com excitabilidade anormal do músculo liso detrusor (DSM) no curso do enchimento da bexiga. Excitabilidade do DSM é determinada por fatores intrínsecos às células musculares lisas e por influências geradas por diferentes tipos de células dentro da parede da bexiga. A parede da bexiga urinária consiste em urotelio (mucosa), suburotelio (SubU)/lamina propria (LP), músculo suave detrusor (DSM) e serosa (Figura 1A). O urotelio consiste em células guarda-chuva (ou seja, a camada mais externa do urotelio), células intermediárias e células basais (ou seja, a camada mais interna do urotelio). Vários tipos de células, incluindo células intersticiais, fibroblastos, terminais nervosos aferentes, pequenos vasos sanguíneos e células imunes residem no SubU/LP. É amplamente assumido que o urotelio da bexiga é um órgão sensorial que inicia mictura e continência reflexa, liberando mediadores na submucosa que afetam as células do SubU/ LP e do DSM^1,2,3. Para a maior parte, tais pressupostos são baseados em estudos que demonstraram liberação de mediadores: a partir de pedaços de mucosa expostos a mudanças na pressão hidrostática^4,5; de células uroteliais cultivadas expostas ao trecho^6,7,célulainduzida pela hipotonicidade inchando⁷ ou forças de arrasto^8; de tiras de parede da bexiga isoladas sobre receptor ou ativação nervosa^{9,10,11,12,13,14;} e na bexiga lúmen no final da bexiga enchimento^{15,16,17,18,19}. Embora tais estudos foram fundamentais para demonstrar a liberação de mediadores sobre a estimulação mecânica de segmentos da parede da bexiga ou células uroteliais cultivadas, eles precisam ser apoiados por evidências diretas para a liberação de mediadores na submucosa que é eliciada por estímulos fisiológicos que reproduzem o enchimento da bexiga. Esta é uma tarefa desafiadora, dado que o SubU / LP está localizado no fundo da parede da bexiga dificultando o acesso direto à vizinhança de SubU / LP durante o enchimento da bexiga.

Aqui, ilustramos um modelo descentralizado (ex vivo) da bexiga da urina com o músculo detrusor removido¹³ que foi desenvolvido para facilitar estudos nos mecanismos locais do mechanotransduction que participam na sinalização entre o urothelium da bexiga, dSM e outros tipos da pilha na parede da bexiga. Esta abordagem é superior ao uso de folhas de parede da bexiga plana, tiras de parede da bexiga ou células uroteliais cultivadas porque permite medições diretas nas proximidades de SubU/LP de mediadores derivados de urotelium que são liberados ou formados em resposta a pressões fisiológicas e volumes na bexiga e evita possíveis mudanças fenotípicas na cultura celular. Ele pode ser usado para medir a disponibilidade, liberação, metabolismo e transporte transurotelial de mediadores em SubU/LP em diferentes estágios de enchimento da bexiga (Figura 1B). A preparação também pode ser usada para examinar a sinalização urotelial e mechanotransdução em modelos de síndromes da bexiga hiperativa e subativa.

Todos os procedimentos envolvendo animais descritos neste manuscrito foram realizados de acordo com o National Institutes of Health Guide for the Care and Use of Laboratory Animals e o Institutional Animal Use and Care Committee da Universidade de Nevada.

NOTA:O modelo aqui apresentado consiste na remoção do músculo detrusor, enquanto o urotelio e SubU/LP permanecem intactos(Figura 1B)para permitir aos investigadores o acesso direto ao SubU/LP no decorrer do enchimento da bexiga.

1. Dissecação da Preparação da Bexiga Livre de Detrusor

1. Coloque a bexiga isolada em um prato de dissecação cheio de frio (10 °C) e oxigenado com 5% co₂/95 % O₂ Krebs bicarbonato solução (KBS) com a seguinte composição (mM): 118,5 NaCl, 4.2 KCl, 1.2 MgCl_2,23.8 NaHCO_3,1.2 KH₂PO_4,11.0 dextrose, 1.8 CaCl₂ (pH 7.4)¹³.
2. Pine uma pequena parte da cúpula da bexiga isolada para um prato de dissecação coberto de Sylgard preenchido com KBS. Certifique-se de que o pino passa por um pedaço da serosa ou a borda mais externa do músculo detrusor longe da borda mais interna do músculo que enfrenta o SubU / LP.
3. Usando um microscópio, identifique a uretra e os ureteres e fixe cada um deles à parte inferior do prato de dissecação.
4. Retire o excesso de tecidos adiposos e conjuntivos para que todo o corpo principal da bexiga, a uretra e ambos os ureteres sejam exibidos.
5. Amarre os ureteres com suturas de nylon 6-0. Em seguida, fixar as extremidades abertas de ureters para o fundo do prato de dissecação para garantir a preparação.
6. Usando fórceps de ponta fina, puxe suavemente um pedaço da serosa no canto entre o ureter e o corpo da bexiga.
7. Ajuste a luz do microscópio para aumentar a transparência e distinguir a margem da submucosa o músculo detrusor.
8. Comece a cortar(não descascar!) a parede da bexiga com tesoura de ponta fina ao longo da superfície interna da camada muscular detrusor, enquanto suavemente puxando o segmento de corte longe da preparação. Em todos os momentos, garantir que a borda lateral da mucosa pode ser visto e evitar tocá-lo.
9. Retire o músculo detrusor inteiramente, virando o prato de dissecação para que a posição da preparação é confortável para continuar dissecando o músculo detrusor.
10. Deixe um pequeno pedaço de músculo detrusor no topo da cúpula da bexiga para garantir a capacidade de imobilizar a preparação durante as etapas restantes do protocolo.
11. Faça um laço duplo de 6-0 fio de nylon, colocá-lo em torno do pescoço da preparação da bexiga, e deixar o laço solto.
12. Adicione um segundo laço duplo de 6-0 fio de seda, colocá-lo em torno do pescoço da preparação da bexiga, e deixar o laço perder. Ter duas suturas impede vazamentos em torno das suturas.
13. Corte cerca de 2 cm de tubos de 20 PE (cateter), incendiar a ponta, movendo-se lentamente a ponta perto de uma chama.
14. Encha o cateter com KBS oxigenado quente (37°C).
15. Insira o cateter no orifício da uretra da bexiga e empurre suavemente o cateter até que a ponta do cateter atinja aproximadamente o meio da bexiga.
16. Amarre a sutura ao redor do cateter e o tecido circundante do pescoço da bexiga.
17. Lentamente encher a bexiga com cerca de 50-100 μL de quente (37 °C) KBS oxigenado, levantá-lo brevemente (<10 s) acima da superfície do KBS, e monitorar vazamentos nas suturas e corpo da bexiga.
18. Se nenhum vazamento for observado, a preparação está pronta para o experimento. Se um vazamento em torno da sutura é observada, retire a sutura e substituí-lo. Se um vazamento de um buraco no corpo da bexiga é notado, descartar a preparação.

2. Enchimento da preparação da bexiga desnudada

1. Perfuse KBS (37 °C) em uma câmara de 3 mL de um prato de órgão regado de água (37 °C) com um fundo Sylgard.
2. Ajuste as linhas de oxigênio e sucção.
3. Coloque a preparação da bexiga desnudada na câmara.
4. Fixe o cateter para o lado da câmara para que a preparação não flutue acima da superfície da solução de perfusão.
5. Ligue o cateter da bexiga a uma tubulação PE20 mais longa (linha de infusão) conectada à torneira de três vias usando o mesmo tamanho.
6. Certifique-se de que as linhas entre a bomba de infusão, o transdutor de pressão e a bexiga estão abertas.
7. Encha a seringa de infusão com KBS fresco, quente (37 °C) e oxigenado.
8. Ajuste os parâmetros da bomba: tipo/volume de seringa (ou seja, 1 mL), operação (ou seja, Infusível), fluxo (ou seja, constante) e taxa de fluxo (ou seja, 15 μL/min).
9. Pressione o botão Iniciar na bomba de seringa para encher a bexiga.
10. Monitore o volume de enchimento e a pressão intravesa durante o enchimento da bexiga.

3. Detecção de mediadores no aspecto SubU/LP da preparação da bexiga desnudada

1. Colete alíquotas da solução de banho em tubos de microcentrífuga sem gelo ou inserções de cromatografia líquida de alto desempenho (HPLC).
2. Prepare e processe as amostras de acordo com a aplicação de detecção apropriada. No caso da detecção da disponibilidade de purina, processe as amostras por HPLC com detecção de fluorescência^13,18.

A parede da preparação da bexiga livre de detritos e urina está intacta e contém todas as camadas, exceto o DSM e a serosa. Estudos de prova de princípio demonstraram que a parede da bexiga livre de DSM inclui urotelium e SubU/LP, enquanto a tunica muscular e a serosa estão ausentes (Figura 2)¹³.

O enchimento da bexiga livre de detrusor aproxima-se do enchimento normal da bexiga. A Figura 3 mostra esquemas da configuração experimental para encher as preparações da bexiga ex vivo em diferentes taxas de enchimento, volumes e pressões intraluminas. Os preparativos da bexiga murine ex vivo intactos e desnudados exigem uma ampla gama de volumes de enchimento para alcançar a pressão de anulação¹³. As relações de pressão-volume são notavelmente semelhantes nos preparativos intactos e desnudados(Filme 1, Filme 2e Figura 4). Portanto, a preparação dsm-livre é adequado para estudos funcionais do papel de urotelio e SubU/ LP na mecanosensação da bexiga e mechanotransdução.

Possível uso do modelo de bexiga livre de detrusor
Medir a disponibilidade de mediadores em lúmen da bexiga e SubU/LP durante o enchimento da bexiga
A configuração experimental para coleta extraluminal (EL; por exemplo, banhando amostras SubU/LP) e intraluminal (IL) durante o enchimento das preparações da bexiga enquanto monitora a pressão da bexiga é ilustrada na Figura 5. A adequação do modelo de medição de mediadores derivados de urotelium que são liberados no lado SubU/LP durante o preenchimento foi testada medindo a liberação de mediadores de purina (por exemplo, adenosina 5'-triphosfato, ATP; adenosina 5'-diphosfato, ADP; nicotinamida adenina dinucleotídeo, NAD; adenosina 5'-monofosfato, AMP; e adenosina, ADO) na solução de banho subu/lp da preparação desnudada. Como demonstrado na Figura 6A,quantidades insignificantes de purinas foram detectadas no banho contendo uma preparação isolada da bexiga com DSM intacto, enquanto as quantidades desses purinos foram significativamente maiores em amostras coletadas do banho contendo uma preparação da bexiga desnudada (Figura 6B). Notavelmente, a distribuição de purinas e metabólitos em amostras coletadas do lúmen e do SubU/LP no final do preenchimento diferiu significativamente(Figura 6C).

Examine o metabolismo extracelular de mediadores em SubU/LP durante o enchimento da bexiga
A adição do análogo altamente fluorescente da ATP, 1,N⁶-etheno-ATP (εATP), ao lado suburotelial da preparação livre de detrusores resultou em uma diminuição do εATP e um aumento nos produtos εATP εADP, εAMP e εADO (Figura 7Aa e Figura 7Ab). Da mesma forma, a adição de εATp à preparação lumen resultou em uma diminuição do εATp e um aumento no εADP, εAMP, e εADO no lumen (Figura 7Ba e Figura 7Bb). Portanto, o modelo é adequado para estudos de metabolismo de mediadores bioativos em ambos os lados do urotelium durante o enchimento da bexiga.

Examine o transporte transurotelial de mediadores durante o enchimento da bexiga
A adição de εATP ao lado SubU/LP da preparação desnudada resultou na aparência de εAMP, εADO e alguns εADP no lúmen, sugerindo que os purinos podem ser transportados do SubU/LP para o lumen¹³ (Figura 7Ac). Da mesma forma, a adição de εATP no lúmen resultou na aparência de εAMP e εADO em SubU/LP¹³ (Figura 7Db). Note-se que nenhum εATP foi observado no lado oposto da aplicação εATP. Juntas, essas observações sugerem fortemente que a preparação da bexiga livre de detrusorés é adequada para estudos de transporte transurotelial bilateral de mediadores durante o enchimento.

Figura 1: Princípio do modelo de bexiga livre de detrusores. (A) A parede da bexiga é composta de urotelio, suburotelium/lamina propria (SubU/LP), músculo detrusor e serosa. Cada uma dessas camadas contém vários tipos de células que são importantes para as funções da bexiga durante o armazenamento e a anulação da urina. Durante o enchimento da bexiga, mediadores biologicamente ativos são liberados do urotelium no lúmen da bexiga e no SubU/LP para afetar as células profundas na parede da bexiga, incluindo o músculo detrusor. Embora o acesso ao lúmen da bexiga seja relativamente simples, não há acesso direto ao SubU/LP durante o enchimento para detectar mediadores derivados de urotelio que podem afetar as células na parede da bexiga e controlar a excitabilidade muscular destruidora. (B) A remoção das camadas musculares destrusoras, juntamente com a serosa, expõe toda a superfície do SubU/LP, permitindo o acesso direto ao SubU/LP, onde moléculas de sinalização derivadas de urotelium podem ser medidas em diferentes fases do enchimento da bexiga. Clique aqui para ver uma versão maior deste número.

Figura 2: Histologia de urina intacta e paredes da bexiga livres de detrusor. A coloração tricromática de Masson de intacta (A)e detrusora(B)paredes da bexiga demonstra que a preparação desnudada contém urotelio intacto (U) e SubU/LP, mas não o músculo detrusor (D) e serosa (S). L, lúmen. Este número foi reproduzido a partir de uma publicação anterior¹³. Clique aqui para ver uma versão maior deste número.

Figura 3: Representação esquemática da configuração experimental usada no preenchimento de preparações da bexiga ex vivo. A preparação da bexiga urinária intata ou desnudada (UB) é colocada em uma câmara de órgão quente (37 °C) revestida de água que é perfundida com solução de bicarbonato Krebs-bicarbonato oxigenada (KBS, 37 °C, pH 7.4). A preparação da bexiga é infundida com KBS em diferentes taxas de enchimento e volumes e a pressão da bexiga intraluminal (BP) é registrada ao longo do experimento Este número foi reproduzido a partir de uma publicação anterior¹³. Clique aqui para ver uma versão maior deste número.

Figura 4: Relações de pressão e volume em preparativos intactos e livres de detrusores. (A) e (B)são gravações representativas de volume intravesco e pressão de preparações de bexiga ex vivo intactas e desnudas que são preenchidas com solução Krebs-bicarbonato a 15 μL/min. Como previsto, a preparação intacta desenvolveu contrações transitórias (TCs) devido à presença do detrusor. Em contraste, a preparação desnudada não tinha TCs. (C) e (D)mostram dados resumidos de relações de volume de pressão de preparações intactas e desnudas da bexiga que acomodaram >250 μL de solução. Note-se que os volumes de enchimento e pressões intravesas foram notavelmente semelhantes nos preparativos intactos e desnudados da bexiga. Este número foi reproduzido a partir de uma publicação anterior¹³. Clique aqui para ver uma versão maior deste número.

Figura 5: Diagrama esquemático do modelo de bexiga isolada utilizado para avaliar a disponibilidade de mediadores derivados de urotelium em SubU/LP e lumen durante o enchimento. A preparação da bexiga é colocada em uma câmara revestida de água e superfundida com solução de bicarbonato Krebs oxigenada (KBS). A preparação da bexiga urinária (UB) é preenchida com KBS oxigenado quente através de um cateter na uretra ligado a uma bomba de infusão. A pressão da bexiga (BP) é monitorada através de um conector de três vias através da linha de infusão durante o enchimento da bexiga. Amostras de soluções extraluminal (EL, banho de órgão) e intraluminal (IL) são processadas para detecção de mediadores (m) de acordo com aplicativos de detecção. Este número foi reproduzido a partir de uma publicação anterior¹³. Clique aqui para ver uma versão maior deste número.

Figura 6: A preparação da bexiga livre de detrusores é adequada para medir a disponibilidade de mediadores no SubU/LP durante o enchimento. Cromatogramas representativos demonstrando disponibilidade de purinas nas amostras extraluminais intactas (A)e detrusoras(B)preparações de bexiga. Note-se que os mediadores de purina são melhor detectados na preparação desnudada do que na preparação intacta. (C)A contribuição relativa de purinas individuais para as piscinas de purina detectadas no lúmen e no SubU/LP da preparação desnudada é significativamente diferente. Este número foi reproduzido a partir de uma publicação anterior¹³. Clique aqui para ver uma versão maior deste número.

Figura 7: A preparação da bexiga livre de detrusorés é adequada para examinar o metabolismo e o transporte transurotelial de mediadores durante o enchimento da bexiga. (A,B) Cromatogramas representativos mostrando substrato εATP(Aa,Ba). Quando o substrato é aplicado ao SubU/LP (Ab)ou ao lumen (Bb)εATP foi diminuído e os produtos εADP, εAMP e εADO foram aumentados. Portanto, o εATp é degradado em ambos os lados da aplicação; no entanto, a formação de produtos εATP é assimétrica em SubU/LP e lumen. Note-se que os produtos εATP εAMP e εADO, mas não o substrato εATP, apareceu no lado oposto da aplicação εATP(Ac,Bc). Portanto, os purinas parecem ser transportados através da parede da preparação livre de detrusordurante o arquivamento. Este número foi modificado a partir de^13. Clique aqui para ver uma versão maior deste número.

Vídeo 1: Gravação representativa do enchimento intacto da bexiga. A bexiga foi preenchida a 15 μL/min. Vídeo foi gravado usando um estereoscópio zoom com um dispositivo acoplado carregado (CCD) câmera em 5 Hz; gravação foi interrompido ao atingir 25 mmHg pressão intraluminal. A duração total da imagem é 64x em tempo real. Este vídeo foi reproduzido a partir de¹³. Clique aqui para ver este vídeo (Clique certo para baixar).

Vídeo 2: Gravação representativa do enchimento da bexiga livre de detrusor. Bexiga foi preenchida a 15 μl/min. Vídeo foi gravado usando um estóespamicroscópio zoom com uma câmera CCD em 5 Hz; gravação foi interrompido ao atingir 25 mm Hg pressão intraluminal. A duração total da imagem é 64 vezes em tempo real. Este vídeo foi reproduzido a partir de¹³. Clique aqui para ver este vídeo (Clique certo para baixar).

A bexiga tem duas funções: armazenamento e voiding da urina. O funcionamento normal dessas funções requer sensoriamento mecânico adequado de volume e pressão intralumínio e transdução de sinais através de células na parede da bexiga para regular a excitabilidade muscular detrusora. Acredita-se que a mucosa da bexiga (urotelio) regule a excitabilidade da bexiga, liberando uma variedade de moléculas de sinalização no SubU/LP que afetam vários tipos de células na parede da bexiga. Atualmente, a maioria das tentativas de caracterização de mediadores derivados de urotelio envolvem o uso de preparações da bexiga (por exemplo, folhas de parede da bexiga plana, tiras de parede da bexiga ou células cultivadas) que não reproduzem o enchimento fisiológico da bexiga. Medições de mediadores que são liberados no lúmen da bexiga no final do enchimento da bexiga são freqüentemente utilizados como indicação para a liberação desses mediadores do lado oposto do urotelium. No entanto, estudos recentes sugerem que o conteúdo intraluminal de mediadores não é representativo do que está disponível nas profundezas da parede da bexiga¹³. Novas abordagens experimentais que permitem o acesso ao SubU/LP durante o enchimento da bexiga são necessárias para promover a nossa compreensão dos mecanismos locais de sinalização entre urotelio da bexiga, SubU/LP e DSM.

Aqui, demonstramos um novo modelo de bexiga animal em que o músculo detrusor é removido para fornecer acesso direto aos mediadores liberados do urotelium em SubU/LP durante o enchimento¹³. A preparação desnudada assemelha-se ao enchimento da bexiga intacta^13,18,sugerindo que a falta do músculo detrusor não altera as propriedades mecanosensitive do urotelium durante o enchimento da bexiga. A preparação permite que os estudos do pressão-volume sejam executados na bexiga na ausência de sinalizar da confusão dos reflexos espinal e do músculo do detrusor. Portanto, mediadores liberados no SubU/LP podem ser medidos sem influências sistêmicas ou contaminação de outras fontes. A capacidade de acessar diretamente a vizinhança do SubU/LP em diferentes volumes e pressões durante o enchimento da bexiga torna o modelo adequado para estudar a liberação, metabolismo e transporte transurotelial de mediadores biologicamente ativos durante os estágios de armazenamento e pré-anulação do enchimento da bexiga.

O passo mais crítico neste protocolo é a remoção do músculo suave detrusor, mantendo intacto o urotelio e o SubU/LP. O procedimento é particularmente simples na bexiga do rato devido à conexão frouxa entre o músculo detrusor e SubU/LP. Os preparativos mostraram excelente reprodutibilidade com características notavelmente semelhantes de volume de pressão para bexigas intactas^13. O modelo também é viável em bexigas de animais maiores em que o músculo detrusor pode ser parcial ou completamente removido. Por exemplo, já demonstramos que o modelo pode ser reproduzido na bexiga a partir do macaco Cinomolgus Macaca fascicularis e demonstrou que os mediadores podem ser medidos em SubU/LP durante a preparação do enchimento¹³.

A limitação potencial deste modelo ex vivo é a própria questão que é a força da preparação, em essência, a falta de efeitos sistêmicos do sistema nervoso central e circulação permite o exame minucioso dos mecanismos locais de conectividade mucosa-destruidor durante o enchimentoda bexiga . A falta de efeitos sistêmicos é compartilhada com inúmeras abordagens ex vivo, incluindo folhas de parede da bexiga isoladas ou tiras ou células uroteliais cultivadas. O modelo de bexiga livre de detrusor, no entanto, é superior às abordagens acima mencionadas na pesquisa urotelial na medida em que permite o acesso direto ao SubU/LP no decorrer do enchimento da bexiga. Portanto, o uso dessa abordagem aumentará a compreensão dos mecanismos mecanalosensíveis de mechanotransdução que se originam no urotelio durante o enchimento da bexiga.

Partes deste trabalho foram publicadas anteriormente no Journal of Physiology (PMCID: PMC6418748; DOI:10.1113/JP276924^13). A permissão foi concedida pela Wiley and Sons, Inc. para o uso de materiais desta publicação. Os autores não têm conflitos financeiros ou outros para divulgar.

Este trabalho foi apoiado pelo Instituto Nacional de Diabetes e Doenças Digestivas e Renais Grant DK41315.