우리는 다음과 같은 자금 출처를 인정: NIH NINDS – K08NS101122 (JB), R01NS040337 (JK), R01NS044370 (JK), 버지니아 의과 대학 (JB).

모든 동물 연구는 버지니아 대학의 기관 동물 관리 및 사용 위원회 (IACUC)에 의해 승인되었다.
1. 전극 건물 / 케이블 건물
<ol><li>단극성 절연 스테인리스 스틸 와이어(0.005" 베어 직경, 0.008"코팅)를 사용하여 여성 소켓 커넥터(여성 리셉터클 커넥터 0.079)와 연결된 전극을 만듭니다.</li>
	<li>특수 맞춤형 케이블을 사용하여 동물을 앰프에 연결합니다.<ol>
<li>남성 4핀 커넥터(Male 커넥터 0.079")를 4채널 유니티 게인 어피던스 매칭 운영 앰프(op-amp)에 부착합니다. 9V 배터리에 연결되는 와이어에 10K 저항기를 부착합니다. op-amp에 연결되지 않은 접지 와이어는 배터리의 중간점 역할을 합니다.</li>
		<li>케이블의 한쪽 끝(AWG, 0.012" OD)을 op-amp에 연결하고 케이블의 다른 쪽 끝을 증폭기에 연결합니다.</li>
	</ol>
</li>
</ol>2. 전극 이식 수술
<ol><li>새끼 (산후 9 일)를 4-5 %의 이소플루란으로 마취하여 하향 흐름 후드에 있습니다. 시술시작 전에 부피바카인(0.02-0.05mL, 0.25% 피하국인 침전)으로 새끼를 주입한다.</li>
	<li>동물이 움직이지 않는 후 코 콘이있는 스테레오 전술 단계로 옮습니다. 머리를 안정적으로 유지하는 것이 부드럽기 때문에 이어 바의 역쪽을 사용합니다. 이 나이에 새끼는 이어 바의 뾰족한 끝을 사용하기 위해 완전히 발달 된 귀가 없습니다.</li>
	<li>이소플루란의 흐름을 거절하고 2.5-3 %로 유지합니다. 수술 시술 내내 강아지의 꾸준한 호흡을 주시하십시오. 꼬리를 꼬집어 통증 반응을 확인한 다음 절개를 진행합니다.</li>
	<li>베타딘과 알코올 (3 번갈아 요오드의 3 주기와 70 % 에탄올)와 두개골에 절개 영역을 살균. 절개 부위가 보이면 주변 신체 부위를 드레이프합니다.</li>
	<li>눈 위에서 두피 앞쪽 후방을 약간 열고 약 0.5cm의 피부를 후퇴시킵니다. 마우스 머리를 스테레오탁 스테이지에 재배치하여 피부가 두개골을 노출하는 바깥쪽으로 당겨지게 합니다.</li>
	<li>면봉을 사용하여 두개골에 과산화수소를 바르고 메스 블레이드를 사용하여 두개골을 깨끗하게 긁어냅니다. 두개골은 매우 부드럽습니다. 긁는 동안주의하십시오.</li>
	<li>접착제 1방울(약 50μL)을 적용하여 노출된 두개골 부위 주위에 퍼뜨려 어플리케이터를 사용합니다. 40s의 UV 광에 노출하여 접착제를 설정합니다.</li>
	<li>노출된 bregma를 참조로 사용하여 좌표를 측정합니다. 임플란트 전극은 해마의 CA1 영역에서 양자간 [-3.5 mm 도르살-벤탈(DV), ±2mm 내측-측면(ML), -1.75mm 딥(D)] 및 정수리 피질에서 양자간 [-1.22 mm DV, ±0.5mm ML, -1mm D] 및 전기전극7의 전기전극. 32 G 바늘을 사용하여 표시된 영역에 구멍을 만듭니다.</li>
	<li>두개골 표면에서 혈액을 청소합니다. 여성 소켓 커넥터에 부착된 낮은 전극은 스테레오탁스 암의 도움으로 뇌에 부착되어 치과 아크릴로 고정합니다. 뇌의 전극을 이식합니다. 소켓 커넥터 헤드셋은 치과 아크릴에 의해 함께 붙어 두개골 의 상단에 앉아있다.</li>
	<li>전극이 고정되면 케토프로펜(5 mg/kg)을 교차 부위에 피하한다. 새끼를 어머니와 함께 다시 놓습니다. 참고: 한 번에 하나씩 소개하는 대신 헤드셋이 있는 쓰레기의 절반을 어머니에게 한 번에 하나씩 소개합니다. 이렇게 하면 어머니가 강아지의 헤드셋을 손상시키는 것을 방지할 수 있습니다.</li>
</ol>3. EEG 설정 및 기록 (기준 / 사전 부상)
<ol><li>전극 이식 후 24 시간 의 회복 후, EEG 레코딩을위한 가열 (37 °C) 주문 제작 플렉시 글라스 챔버에 각 동물을 배치합니다. 이 챔버는 저산소챔버역할을 할 것이다.</li>
	<li>유연한 케이블(사용자 지정 제작 op-amp 케이블)을 통해 챔버의 새끼를 비디오-EEG 모니터링 시스템에 연결합니다. 참고: 헤드셋을 제자리에 두고 마우스는 자유롭게 이동하며 행동에 차이가 없습니다. 전극 전선에 부착되면, 새끼가 자유롭게 챔버 를 통해 이동할 수 있도록 여유의 적당한 양을 제공하기 위해 챔버 밧줄 내에서 와이어를 조정해야합니다.</li>
	<li>잔디 증폭기사용으로 1K 게인으로 1000Hz에서 EEG 데이터를 디지털화합니다. 나중에 소프트웨어(예: LabChart Pro)를 사용하여 EEG 신호(3-70Hz 사이의 대역 패스 필터)를 검토합니다.</li>
	<li>경동맥 결찰 절차에 대한 동물을 분리하기 전에 30 분 동안 부상 전 기준선 EEG를 기록합니다.</li>
</ol>4. 왼쪽 경동맥 결찰
<ol><li>새끼 (산후 10 일)를 아래쪽 흐름 후드에 4-5 %의 이소플루란으로 마취하고 수유 패드에 특별히 배치 된 설정에 배치합니다. 동물 척추를 배치하고 종이 테이프로 앞다리를 고정합니다.<ol>
<li>이소플루란의 흐름을 2-3%로 낮춥습니다. 통증 반응을 위해 꼬리를 꼬집고 시술 내내 호흡을 모니터링합니다.</li>
	</ol>
</li>
	<li>베타딘과 알코올 (3 번의 요오드 및 70 % 에탄올)으로 목 왼쪽에 절개 영역 (하악과 쇄골 사이)을 살균합니다.</li>
	<li>미세 시저를 사용하여 목 의 왼쪽에 약 1cm 길이의 절개를합니다. 해부 현미경을 사용하여 피하 조직과 피부를 조심스럽게 철회하여 경동맥을 노출시킵니다. 미주 신경을 식별하기 위해주의 (동맥에 측면 실행) 섬세하게 분리하고 동맥에서 철회.</li>
	<li>마이크로포스를 사용하여 동맥 아래에 5cm 길이의 멸균 실크 봉합사를 실어 두어 보실. 이중 매듭봉합사를 동맥 주위에 묶어 흐름을 바칩니다.</li>
	<li>피하 조직과 피부를 다시 당겨 여분의 봉합사를 잘라 노출 된 동맥을 닫습니다. 수의사 결합을 사용하여 절개를 밀봉하십시오.</li>
	<li>온난화 매트리스에 놓인 실온챔버에 동물을 연속 EEG 모니터링에 다시 배치합니다. 챔버를 열지 않도록 강아지 코어 온도의 스팟 적외선 온도 검사를 받아. 저산소증 에 앞서 동물이 1 시간 동안 회복되도록 허용하십시오.</li>
</ol>5. EEG 및 저산소증
<ol><li>산소 모니터를 통해 챔버 내에서 FiO2 (영감받은 산소의 일부)를 지속적으로 모니터링합니다.</li>
	<li>챔버를 100% N2 의 60 L/min, 0.415 L/min으로 100% O2로 플러시합니다. 챔버의 산소 포화도가 12%에 도달하면 O2 흐름을 변경하지 않고 N2 흐름을 10L/min으로 줄입니다. 작은 조정으로 FiO2 를 8%에서 45분 동안 유지합니다.</li>
	<li>저산소증 노출 45분 후 FiO2 를 21%로 되돌리보시면 됩니다.</li>
	<li>새끼가 챔버에서 회복하고 2 시간 후 저산소증에 대한 EEG에 모니터링해야합니다.</li>
	<li>기록 기간이 완료된 후, EEG 레코딩에서 마우스를 분리하고 어머니에게 돌아갑니다.</li>
</ol>6. EEG 분석
<ol><li>LabChart Pro에서 비디오로 EEG 파일을 분석합니다. 눈을 멀게 한 연구원이 발작과 배경 패턴에 대한 EEG를 표시해야합니다17. 발작은 명확한 진화17을 가진 고주파 리듬 날카로운 파도 배출 (≥3x 기준선)으로 10 초 이상 지속되는 전기 전극 이벤트로 정의됩니다.</li>
	<li>두 번째 맹목적인 연구원이 합의를 위해 무작위로 표시된 이벤트를 검토하십시오.</li>
	<li>각 표시된 전극 이벤트에 대한 관련 비디오를 검토하고 신생아 설치류 행동 발작 점수16에 따라 분석합니다. 간단히 말해서, 이 점수는 0-6(심각한 강장제-클로닉 동작에 부동성)에 이르기까지 다양합니다. 발작 반학을 더 특성화하려면 측면(다초점/양자 운동 대 초점/일방적 대 혼합)에 대한 동작을 분석합니다.</li>
	<li>전원 분광기를 만듭니다. 1024개의 데이터 포인트 크기의 코신 벨 데이터 창으로 빠른 푸리에 변환을 사용합니다. 87.5%의 창 중첩을 통해 분광기에 부드러운 x축을 만듭니다. μV218로 전원을 표현합니다.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Vasudevan, C., Levene, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Epidemiology+and+aetiology+of+neonatal+seizures.">Epidemiology and aetiology of neonatal seizures.</a> Seminars in Fetal &amp; Neonatal Medicine. , (2013).</li><li>Volpe, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neonatal+Seizures.">Neonatal Seizures.</a> Volpe's Neurology of the Newborn. , 275-321 (2018).</li><li>Shankaran, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Network+EKSNNR.+Childhood+outcomes+after+hypothermia+for+neonatal+encephalopathy.">Network EKSNNR. Childhood outcomes after hypothermia for neonatal encephalopathy.</a> New England Journal of Medicine. 366 (22), 2085-2092 (2012).</li><li>Pappas, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cognitive+outcomes+after+neonatal+encephalopathy.">Cognitive outcomes after neonatal encephalopathy.</a> Pediatrics. 135 (3), 624-634 (2015).</li><li>van Schie, P. 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M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+new+model+of+stroke+and+ischemic+seizures+in+the+immature+mouse.">A new model of stroke and ischemic seizures in the immature mouse.</a> Pediatric Neurology. 31 (4), 254-257 (2004).</li><li>Kadam, S. D., White, A. M., Staley, K. J., Dudek, F. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Continuous+Electroencephalographic+Monitoring+with+Radio-Telemetry+in+a+Rat+Model+of+Perinatal+Hypoxia-Ischemia+Reveals+Progressive+Post-Stroke+Epilepsy.">Continuous Electroencephalographic Monitoring with Radio-Telemetry in a Rat Model of Perinatal Hypoxia-Ischemia Reveals Progressive Post-Stroke Epilepsy.</a> Journal of Neuroscience. 30 (1), 404-415 (2010).</li><li>Burnsed, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neuronal+Circuit+Activity+during+Neonatal+Hypoxic+-+Ischemic+Seizures+in+Mice.">Neuronal Circuit Activity during Neonatal Hypoxic - Ischemic Seizures in Mice.</a> Annals of Neurology. 86, 927-938 (2019).</li><li>Sampath, D., White, A. M., Raol, Y. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Characterization+of+neonatal+seizures+in+an+animal+model+of+hypoxic-ischemic+encephalopathy.">Characterization of neonatal seizures in an animal model of hypoxic-ischemic encephalopathy.</a> Epilepsia. 55 (7), 985-993 (2014).</li><li>Sampath, D., Valdez, R., White, A. M., Raol, Y. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Anticonvulsant+effect+of+flupirtine+in+an+animal+model+of+neonatal+hypoxic-ischemic+encephalopathy.">Anticonvulsant effect of flupirtine in an animal model of neonatal hypoxic-ischemic encephalopathy.</a> Neuropharmacology. 123, 126-135 (2017).</li><li>Kang, S. 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P., Kowalski, S., Kapur, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Impact+of+transient+acute+hypoxia+on+the+developing+mouse+EEG.">Impact of transient acute hypoxia on the developing mouse EEG.</a> Neurobiology of Disease. 68, 37-46 (2014).</li><li>Lewczuk, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=EEG+and+behavior+patterns+during+experimental+status+epilepticus.">EEG and behavior patterns during experimental status epilepticus.</a> Epilepsia. 59 (2), 369-380 (2017).</li><li>Wu, D., Martin, L. J., Northington, F. J., Zhang, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Oscillating+gradient+diffusion+MRI+reveals+unique+microstructural+information+in+normal+and+hypoxia-ischemia+injured+mouse+brains.">Oscillating gradient diffusion MRI reveals unique microstructural information in normal and hypoxia-ischemia injured mouse brains.</a> Magnetic Resonance in Medicine. 72 (5), 1366-1374 (2014).</li></ol>

우리는 저산소 허혈성 발작 도중 신생아 마우스에 있는 지속적인 비디오 EEG 감시를 위한 모형을 제시했습니다. EEG와 함께 비디오 분석을 통해 발작 반학의 특성화를 허용합니다. EEG의 분석은 전력 분광 및 배경 진폭 분석의 추출을 허용합니다.
전극 배치 또는 부정확한 배치 중 부상이 결과에 크게 영향을 줄 수 있기 때문에 이 프로토콜에서는 전극의 정확하고 신중한 배치가 매우 중요합니다. 부상 전극 배치 중 출혈이나 부상이 드물지만 발생할 수 있기 때문에 부상 전전에 정상적인 기준선 EEG 활동의 평가가 가장 중요합니다. 둘째, 올바른 전극 배치를 확인하기 위해 적절한 배치에서 전극 트랙에 대해 뇌를 단면화하고 검사 할 수 있습니다. 또한, 그룹(개별적으로)에서 어머니에게 새끼를 돌려주지 못하면 전극 헤드셋이 손상되거나 새끼가 어머니에 의해 죽거나 방치될 수 있습니다.
이 방법의 한 가지 제한은 작은 신생아 뇌에서 깊이 전극 기록의 공간 국소화의 한계입니다. 이것은 EEG 기록에 특정 발작 foci를 현지화하는 기능을 제한합니다. 저산소증 허혈의 이 모형에 있는 또 다른 제한은 포착 부담에 있는 가변성입니다. 저산소증 허혈의 이 설치류 모형에 있는 병변 크기 및 행동 적자에 있는 가변성은 이전에 잘 기술되었습니다7,8,19. 당연히, 이 가변성은 발작 부담에 존재합니다 (발작 사건의 길이 및 발작 사건의 수 둘 다). 그러나, 일관되게, 이 모형에 있는 새끼의 100%는 저산소증 도중 포착을 전시합니다. 마지막으로, 새끼가 EEG 모니터링(어머니로부터 멀리) 있을 수 있는 시간의 양은 제한적이다. 따라서, 우리는 부상에 비해 나중에 포인트에 연속 EEG와 지속적인 발작을 특성화 할 수 없습니다.
비록, 우리는 이 원고에 저산소증-허혈 발작 모형을 사용했습니다, 신생아 마우스 새끼에 있는 연속적인 비디오 EEG 감시를 위한 이 방법은 그밖 질병/포착 모형에 쉽게 적용될 수 있었습니다. 신생아 설치류의 발작은 행동만으로 인식하기가 어렵기 때문에 비디오-EEG 모니터링이 중요합니다. 미래 조사는 그밖 신생아 포착 모형또는 치료 및 신경 보호 측정에 반응에 있는 포착 부담 그리고 반학을 분석하기 위하여 이 기술을 이용할 수 있었습니다.

저산소 허혈성 뇌병증 (HIE)은 매년 신생아 1000명 중 1.5명에 영향을 미치는 상태이며 신생아 발작의 가장 흔한 원인입니다1,2. 살아남은 유아는 뇌성 마비, 지적 장애 및 간질3,4,5와 같은 다양한 신경 장애의 위험이 있습니다.
동물 모델은 저산소증 허혈및 신생아 발작의 병리생리학을 이해하고 조사하는 데 중요한 역할을합니다6,7. 변형된 반누치 모델은 산후 10일째(p10)7,8에서 저산소증 허혈(HI)을 유도하는 데 사용된다. 이 시대의 마우스 새끼는 신경학적으로 대략 전체 용어 인간 neonate9로 번역합니다.
이 상해 모형과 함께 이용된 연속적인 비디오 뇌파학 (EEG) 감시는 신생아 저혈성 허혈성 발작의 추가 이해 그리고 특성화를 허용합니다. 이전 연구는 비디오 녹화, 제한된 EEG 녹음 및 원격 측정 EEG 기록 10,11,12,13,14,15,16을 포함하여 설치류의 신생아 발작을 분석하기 위한 다양한 방법을 사용했습니다. 다음 원고에서는 저산소증-허혈 중에 마우스 새끼로 연속 비디오 EEG를 기록하는 과정에 대해 자세히 설명합니다. 신생아 마우스 새끼에서 연속 비디오 EEG 모니터링을위한이 기술은 다양한 질병 및 발작 모델에 적용 될 수있다.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>SURGERY</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ball Point Applicator</td>
			<td>Metrex Research</td>
			<td>8300-F</td>
			<td>i-bond applicator</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cranioplast (Powder/Resin)</td>
			<td>Coltene</td>
			<td>H00383</td>
			<td>Perm Reline/Power</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>I-Bond</td>
			<td>Kulzer GmbH, Germany</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>LOOK Silk Suture</td>
			<td>Surgical Specialities Corporation</td>
			<td>SP115</td>
			<td>LOOK SP115 Black Braided Silk Non absorbable surgical suture</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>RS-5168 Botvin Forceps</td>
			<td>Roboz Surgical Instrument</td>
			<td>RS5168</td>
			<td>Forcep for surgery/ligation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>RS-5138 Graefe Forceps</td>
			<td>Roboz Surgical Instrument</td>
			<td>RS5138</td>
			<td>Forcep for surgery/ligation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>UV light for I-Bond</td>
			<td>Blast Lite By First Media</td>
			<td>BL778</td>
			<td>UV ligth for I-bond</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vannas Microdissecting Scissor</td>
			<td>Roboz Surgical Instrument</td>
			<td>RS5618</td>
			<td>Scissor for ligation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vet Bond</td>
			<td>3M Vetbond</td>
			<td>1469SB</td>
			<td>Vet Glue</td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>HYPOXIA</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hypoxidial</td>
			<td>Starr Life Science</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Oxygen sensor</td>
			<td>Medical Products</td>
			<td></td>
			<td>MiniOxI- oxygen analyzer/sensor for hypoxia rig</td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>EEG RECORDING</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Female receptacle connector 0.079&#34;</td>
			<td>Mill-Max Manufacturing Corp</td>
			<td>832-10-024-10-001000</td>
			<td>Ordered from Digikey</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Grass Amplifier</td>
			<td>Natus Neurology Incorporated</td>
			<td></td>
			<td>Grass Product</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>LabChart Pro</td>
			<td>ADI Instruments</td>
			<td></td>
			<td>Software to run the system</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Male Socket Connector 0.079&#34;</td>
			<td>Mill-Max Manufacturing Corp</td>
			<td>833-43-024-20-001000</td>
			<td>Ordered from Digikey</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Operational Amplifier</td>
			<td>Texas Instruments, Dallas, TX, USA</td>
			<td>TLC2274CD</td>
			<td>TLC2274 Quad Low&#8208;Noise Rail&#8208;to Rail Operational Amplifier</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Operational Amplifier</td>
			<td>Texas Instruments, Dallas, TX, USA</td>
			<td>TLC2272ACDR</td>
			<td>TLC2274 Quad Low&#8208;Noise Rail&#8208;to Rail Operational Amplifier</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stainless Steel wire</td>
			<td>A-M Systems</td>
			<td>791400</td>
			<td>0.005&#34; Bare/0.008&#34; Coated 100 ft</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ultra-Flexible Wire</td>
			<td>McMaster-Carr</td>
			<td>9564T1</td>
			<td>36 Gauze wire of various color</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

continuous video electroencephalogram during hypoxia-ischemia in neonatal mice

저산소증 허혈은 신생아 발작의 가장 흔한 원인입니다. 동물 모델은 신생아 발작과 저산소증 허혈의 기전과 생리학을 이해하는 데 중요합니다. 이 원고는 신생아 마우스에서 지속적인 비디오 뇌전도(EEG) 모니터링을 위한 방법을 설명하여 저산소증 허혈 중 발작을 감지하고 EEG 배경을 분석합니다. 비디오 및 EEG를 함께 사용하면 발작 반학에 대한 설명과 발작 확인이 가능합니다. 이 방법은 또한 실험 기간 동안 전력 분광 및 EEG 배경 패턴 동향을 분석할 수 있습니다. 이 저산소증 허혈 모델에서, 방법은 EEG 가 손상 전 과 부상 및 회복 중에 규범적 기준을 얻을 수 있도록 허용한다. 총 모니터링 시간은 새끼를 어머니와 4 시간 이상 분리할 수 없다는 데 의해 제한됩니다. 비록, 우리는이 원고에서 저산소 허혈성 발작의 모델을 사용 했지만, 신생아 비디오 EEG 모니터링을 위한 이 방법은 설치류에 있는 다양한 질병 및 포착 모형에 적용될 수 있었습니다.

발작 세미로지
신생아 저산소증 -허혈 노출은 마우스에서 일반화 및 초점 발작 모두에서 초래 (도 1A-C). 비디오 EEG 녹화를 통해 전극 결과는 비디오의 동작과 상관관계가 있습니다. 이러한 행동은 이전에 발표된 신생아 설치류 행동 발작 점수(BSS)16을 사용하여 득점되었다. BSS 외에도 동작이 초점/일방적, 양자 또는 혼합여부(그림 1B)인지에 따라 이벤트를 분류했습니다.
이 모델에서, 마우스는 일반적으로 발작 반학의 3 패턴을 전시: 1) 모순 사지의 연장과 결찰의 측면에 순환 반복적 인, 2) 몸 굴곡과 꼬리 결찰의 측면에 웅크리고 자세의 손실, 또는 3) 사지의 일방적 또는 양자 패들 (다양 한 심각도 및 길이)와 자세의 손실. 관찰된 대부분의 이벤트는 초점/일방적 또는 혼합 동작(그림 1B)을 포함했다. 또한, 저산소 기간 동안, 마우스의 하위 집합은 EEG에 지속적인 발작 활동으로 강아지가 움직이지 않는 비 경련 발작 활동을 나타냈다(도 1C).
전기 기록
EEG 레코딩은 부상 전 기준선을 얻기 위해 경동맥 결찰 30분 전에 시작되었다. 기준 활성(도 1A 및 도 2A)은 p10 마우스 새끼 17에서 이전에 설명된 배경과 유사하였다. 결찰 후, 새끼는 즉시 비디오 EEG에 다시 배치되었다. 저산소증의 결찰과 개시 사이의 기간 동안, 마우스의 하위 집합은 경련성 발작을 나타낸다(도 1A-C).
저산소증 유도에 이어, EEG에 대한 배경 진폭감소(도 3B) 및 간헐적으로 스파이크파 방전의 파열이 보였고, 그 다음에 억제(도 2A). 마우스는 리듬스파이크파 방전과 폴리스파이크파(그림 2B)로 더욱 복잡하고 빈번해지기 위해 억압된 배경에서 나오는 전극 발작을 나타낸다. 저산소증 동안, 전력 분광분석은 허혈성 및 반구 사이의 비대칭에 대해 주목할 만했다(그림 3A, B). 허혈성 반구는 파열 억제 패턴을 나타내고 모순된 반구는 억제된 배경을 나타냈다(도 1A 및 도 3A, B). 저산소증 유도 후 평균 발작은 5.5±8.1분, 각 이벤트는 56±57초동안 지속됩니다. 저산소증 (n=4/30) 동안 13%의 사망률이 있었고, 경련성 (BSS=5-6) 발작 에 따라 모든 사망자가 발생했습니다.
재산소 및 회복 하는 동안, 마우스의 하위 집합 기록 기간의 나머지 부분에 발작을 계속 (2 시간 후 저 산소). EEG 배경은 저산소증(도 1A 및 도 3)에 따른 기준선에 비해 억제되었으며, 저산소증 후 기록 기간 동안 점진적인 회복이 있었다. 전체 기록 기간 동안, 마우스는 평균 9±5 발작 이벤트에 전시, 각각 지속 54±57.7 s.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61346/61346fig1v2.jpg"> 도 1: 신생아 저산소증-허혈에 노출된 p10 마우스의 발작 특성. (A) 실험 타임라인을 통해 허혈성 정수리 피질 전극으로부터 대표적인 전력 분광. (진폭 색상 열지도 스케일 x10-6). 화살표는 분광법 아래의 원시 뇌전도가 추적하는 시간을 나타냅니다. (B) 전체 실험, 포스트히미아/prehypoxixia, 저산소증 중 및 사후 저산소증에 대한 발작 행동. (C) 행동 발작 점수(BSS) 및 모든 발작 이벤트에 대한 타이밍(n = 30 마우스, 각 마우스는 고유한 심볼을 가지며, 각 지점은 이산 발작 이벤트입니다). 저산소증(블루 박스, 시간 = -60분)이 경동맥 결찰이 완료되고, 시간=0은 저산소증의 시작이다) 동안 압수된 마우스의 100%. 13%는 경련 발작 (등급 5-6)에 따라 저산소증 도중 정지했습니다. 이 수치는 번즈 외 13에서 수정되었습니다. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/61346/61346fig1v2large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61346/61346fig2v2.jpg"> 도 2: 저산소증 허혈 동안 특징적인 뇌파학(EEG) 패턴. (A) 왼쪽에서 오른쪽으로 EEG 배경: 상해 기준선, 저산소증 중 파열 억제, 포스트 저산소증 억제. 입실 측피질 피질 깊이 전극에서 기록. (B) 저산소증 중 발작의 진화. ipsilateral 해마 깊이 전극에서 기록. 그늘진 상자(I-V)는 (B)의 오른쪽에 있는 확장된 EEG 발췌문에 대응하였다. 이 수치는 번즈 외 13에서 수정되었습니다. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/61346/61346fig2v2large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a>
<img alt="Figure 3" class="bigfig" src="/files/ftp_upload/61346/61346fig03.jpg"> 그림 3: 허혈성 및 반구 사이의 EEG 배경의 비대칭. (A) 허혈성 피질(왼쪽) 및 반쪽 피질(오른쪽; 진폭 배율 x10-6)에서 저산소증(45분 기간) 동안 HI 마우스에서 비대칭 전력 분광법. 허혈성 반구의 파열 억제 패턴 및 발작, CL 반구에서 억제. (B) 저산소증 및 IL 및 CL 반구에서의 재산소화 중 배경 억제. 실험 기간 동안 뇌뇌의 10초 무작위 발췌에서 취한 평균 전압의 모든 측정(기준선, 30분 포스트리징, 저산소증 중-15분 30분, 재산소화 후-시작 후 15분 및 60분)이 기준선과 비교하였다. 각 동물의 기준선은 자체 제어역할을 하며, 데이터는 기준선(n = 5마우스)의 백분율로 보고됩니다. 측정은 피질 전극에서 채취되었습니다. 이 수치는 번즈 외 13에서 수정되었습니다. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/61346/61346fig03large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a>

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Continuous Video Electroencephalogram during Hypoxia-Ischemia in Neonatal Mice

본 원고는 저산소증-허혈을 앓고 있는 신생아 마우스의 다중 깊이 전극을 이용한 연속 비디오 EEG 레코딩방법을 설명합니다.

신생아 쥐의 저산소증-허혈 중 연속 비디오 뇌전도

Hypoxia ischemia is the most common cause of neonatal seizures. Animal models are crucial for understanding the mechanisms and physiology underlying ...

continuous-video-electroencephalogram-during-hypoxia-ischemia

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Neuroscience

3.3K 조회수.  University of Virginia. 본 원고는 저산소증-허혈을 앓고 있는 신생아 마우스의 다중 깊이 전극을 이용한 연속 비디오 EEG 레코딩방법을 설명합니다.

비디오: Continuous Video Electroencephalogram during Hypoxia-Ischemia in Neonatal Mice

Video-oculography in Mice

Eye movements are very important in order to track an object or to stabilize an image on the retina during movement. Animals without a fovea, such as the mouse, have a limited capacity to lock their eyes onto a target. In contrast to these target directed eye movements, compensatory ocular eye movements are easily elicited in afoveate animals1,2,3,4. Compensatory ocular movements are generated by processing vestibular and optokinetic information into a command signal that will drive the eye muscles. The processing of the vestibular and optokinetic information can be investigated separately and together, allowing the specification of a deficit in the oculomotor system. The oculomotor system can be tested by evoking an optokinetic reflex (OKR), vestibulo-ocular reflex (VOR) or a visually-enhanced vestibulo-ocular reflex (VVOR). The OKR is a reflex movement that compensates for "full-field" image movements on the retina, whereas the VOR is a reflex eye movement that compensates head movements. The VVOR is a reflex eye movement that uses both vestibular as well as optokinetic information to make the appropriate compensation. The cerebellum monitors and is able to adjust these compensatory eye movements. Therefore, oculography is a very powerful tool to investigate brain-behavior relationship under normal as well as under pathological conditions (f.e. of vestibular, ocular and/or cerebellar origin).
Testing the oculomotor system, as a behavioral paradigm, is interesting for several reasons. First, the oculomotor system is a well understood neural system5. Second, the oculomotor system is relative simple6; the amount of possible eye movement is limited by its ball-in-socket architecture ("single joint") and the three pairs of extra-ocular muscles7. Third, the behavioral output and sensory input can easily be measured, which makes this a highly accessible system for quantitative analysis8. Many behavioral tests lack this high level of quantitative power. And finally, both performance as well as plasticity of the oculomotor system can be tested, allowing research on learning and memory processes9.
Genetically modified mice are nowadays widely available and they form an important source for the exploration of brain functions at various levels10. In addition, they can be used as models to mimic human diseases. Applying oculography on normal, pharmacologically-treated or genetically modified mice is a powerful research tool to explore the underlying physiology of motor behaviors under normal and pathological conditions. Here, we describe how to measure video-oculography in mice8.

Video-oculography is a very quantitative method to investigate ocular motor performance as well as motor learning. Here, we describe how to measure video-oculography in mice. Applying this technique on normal, pharmacologically-treated or genetically modified mice is a powerful research tool to explore the underlying physiology of motor behaviors.

마우스의 비디오 - oculography

Eye movements are very important in order to track an object or to stabilize an image on the retina during movement. Animals without a fovea, such as the ...

연구

신경과학

Neonatal Subventricular Zone Electroporation

Neural stem cells (NSCs) line the postnatal lateral ventricles and give rise to multiple cell types which include neurons, astrocytes, and ependymal cells1. Understanding the molecular pathways responsible for NSC self-renewal, commitment, and differentiation is critical for harnessing their unique potential to repair the brain and better understand central nervous system disorders. Previous methods for the manipulation of mammalian systems required the time consuming and expensive endeavor of genetic engineering at the whole animal level2. Thus, the vast majority of studies have explored the functions of NSC molecules in vitro or in invertebrates.
Here, we demonstrate the simple and rapid technique to manipulate neonatal NPCs that is referred to as neonatal subventricular zone (SVZ) electroporation. Similar techniques were developed a decade ago to study embryonic NSCs and have aided studies on cortical development3,4 . More recently this was applied to study the postnatal rodent forebrain5-7. This technique results in robust labeling of SVZ NSCs and their progeny. Thus, postnatal SVZ electroporation provides a cost and time effective alternative for mammalian NSC genetic engineering.

We demonstrate a minimally invasive technique referred to as neonatal subventricular zone electroporation. The technique consists of injecting plasmid DNA into the lateral ventricles of neonatal pups and applying electrical current to deliver and genetically manipulate neural stem cells

신생아 Subventricular 지대 Electroporation

Neural stem cells (NSCs) line the postnatal lateral ventricles and give rise to multiple cell types which include neurons, astrocytes, and ependymal ...

Neonatal Pial Surface Electroporation

Over the past several years the pial surface has been identified as a germinal niche of importance during embryonic, perinatal and adult neuro- and gliogenesis, including after injury. However, methods for genetically interrogating these progenitor populations and tracking their lineages had been limited owing to a lack of specificity or time consuming production of viruses. Thus, progress in this region has been relatively slow with only a handful of investigations of this location. Electroporation has been used for over a decade to study neural stem cell properties in the embryo, and more recently in the postnatal brain. Here we describe an efficient, rapid, and simple technique for the genetic manipulation of pial surface progenitors based on an adapted electroporation approach. Pial surface electroporation allows for facile genetic labeling and manipulation of these progenitors, thus representing a time-saving and economical approach for studying these cells.

The pial surface is a unique progenitor zone in the CNS that is receiving increasing attention. Herein, we detail a method for rapid genetic manipulation of this progenitor zone using a modified electroporation method. This procedure can be used for cellular and molecular investigations of cell lineages and signaling pathways involved in cell differentiation and to elucidate the fate and properties of daughter cells.

신생아 Pial 표면 에레

Over the past several years the pial surface has been identified as a germinal niche of importance during embryonic, perinatal and adult neuro- and ...

Intracerebroventricular Viral Injection of the Neonatal Mouse Brain for Persistent and Widespread Neuronal Transduction

With the pace of scientific advancement accelerating rapidly, new methods are needed for experimental neuroscience to quickly and easily manipulate gene expression in the mouse brain. Here we describe a technique first introduced by Passini and Wolfe for direct intracranial delivery of virally-encoded transgenes into the neonatal mouse brain. In its most basic form, the procedure requires only an ice bucket and a microliter syringe. However, the protocol can also be adapted for use with stereotaxic frames to improve consistency for researchers new to the technique. The method relies on the ability of adeno-associated virus (AAV) to move freely from the cerebral ventricles into the brain parenchyma while the ependymal lining is still immature during the first 12-24 hr after birth. Intraventricular injection of AAV at this age results in widespread transduction of neurons throughout the brain. Expression begins within days of injection and persists for the lifetime of the animal. Viral titer can be adjusted to control the density of transduced neurons, while co-expression of a fluorescent protein provides a vital label of transduced cells. With the rising availability of viral core facilities to provide both off-the-shelf, pre-packaged reagents and custom viral preparation, this approach offers a timely method for manipulating gene expression in the mouse brain that is fast, easy, and far less expensive than traditional germline engineering.

Here we demonstrate a technique for widespread neuronal transduction by intraventricular injection of adeno-associated virus into the neonatal mouse brain. This method provides a rapid and easy way to attain lifelong expression of virally-delivered transgenes.

영구와 광범위한 신경 세포의 형질 도입에 대한 신생아 마우스 뇌의 뇌실 바이러스 감염

With the pace of scientific advancement accelerating rapidly, new methods are needed for experimental neuroscience to quickly and easily manipulate gene ...

A Simple and Inexpensive Method for Determining Cold Sensitivity and Adaptation in Mice

Cold hypersensitivity is a serious clinical problem, affecting a broad subset of patients and causing significant decreases in quality of life. The cold plantar assay allows the objective and inexpensive assessment of cold sensitivity in mice, and can quantify both analgesia and hypersensitivity. Mice are acclimated on a glass plate, and a compressed dry ice pellet is held against the glass surface underneath the hindpaw. The latency to withdrawal from the cooling glass is used as a measure of cold sensitivity.
Cold sensation is also important for survival in regions with seasonal temperature shifts, and in order to maintain sensitivity animals must be able to adjust their thermal response thresholds to match the ambient temperature. The Cold Plantar Assay (CPA) also allows the study of adaptation to changes in ambient temperature by testing the cold sensitivity of mice at temperatures ranging from 30 &#176;C to 5 &#176;C. Mice are acclimated as described above, but the glass plate is cooled to the desired starting temperature using aluminum boxes (or aluminum foil packets) filled with hot water, wet ice, or dry ice. The temperature of the plate is measured at the center using a filament T-type thermocouple probe. Once the plate has reached the desired starting temperature, the animals are tested as described above.
This assay allows testing of mice at temperatures ranging from innocuous to noxious. The CPA yields unambiguous and consistent behavioral responses in uninjured mice and can be used to quantify both hypersensitivity and analgesia. This protocol describes how to use the CPA to measure cold hypersensitivity, analgesia, and adaptation in mice.

The Cold Plantar Assay (CPA) measures cold responsiveness between 30 &#176;C and 5 &#176;C, and can also measure cold adaptation. This protocol describes how to use the CPA to measure cold hypersensitivity, analgesia, and adaptation in mice.

마우스에 콜드 민감도 및 적응을 결정하기위한 간단하고 저렴한 방법

Cold hypersensitivity is a serious clinical problem, affecting a broad subset of patients and causing significant decreases in quality of life.  The cold ...

Utilizing Combined Methodologies to Define the Role of Plasma Membrane Delivery During Axon Branching and Neuronal Morphogenesis

During neural development, growing axons extend to multiple synaptic partners by elaborating axonal branches. Axon branching is promoted by extracellular guidance cues like netrin-1 and results in dramatic increases to the surface area of the axonal plasma membrane. Netrin-1-dependent axon branching likely involves temporal and spatial control of plasma membrane expansion, the components of which are supplied through exocytic vesicle fusion. These fusion events are preceded by formation of SNARE complexes, comprising a v-SNARE, such as VAMP2 (vesicle-associated membrane protein 2), and plasma membrane t-SNAREs, syntaxin-1 and SNAP25 (synaptosomal-associated protein 25). Detailed herein isa multi-pronged approach used to examine the role of SNARE mediated exocytosis in axon branching. The strength of the combined approach is data acquisition at a range of spatial and temporal resolutions, spanning from the dynamics of single vesicle fusion events in individual neurons to SNARE complex formation and axon branching in populations of cultured neurons. This protocol takes advantage of established biochemical approaches to assay levels of endogenous SNARE complexes and Total Internal Reflection Fluorescence (TIRF) microscopy of cortical neurons expressing VAMP2 tagged with a pH-sensitive GFP (VAMP2-pHlourin) to identify netrin-1 dependent changes in exocytic activity in individual neurons. To elucidate the timing of netrin-1-dependent branching, time-lapse differential interference contrast (DIC) microscopy of single neurons over the order of hours is utilized. Fixed cell immunofluorescence paired with botulinum neurotoxins that cleave SNARE machinery and block exocytosis demonstrates that netrin-1 dependent axon branching requires SNARE-mediated exocytic activity.

Light microscopy techniques coupled with biochemical assays elucidate the involvement of SNARE-mediated exocytosis in netrin-dependent axon branching. This combination of techniques permits identification of molecular mechanisms controlling axon branching and cell shape change.

결합 된 방법론을 활용하여 축삭 분기 및 신경 세포 형태 형성 동안 플라즈마 멤브레인 배달의 역할을 정의합니다

During neural development, growing axons extend to multiple synaptic partners by elaborating axonal branches. Axon branching is promoted by extracellular ...

Video Imaging and Spatiotemporal Maps to Analyze Gastrointestinal Motility in Mice

The enteric nervous system (ENS) plays an important role in regulating gastrointestinal (GI) motility and can function independently of the central nervous system. Changes in ENS function are a major cause of GI symptoms and disease and may contribute to GI symptoms reported in neuropsychiatric disorders including autism. It is well established that isolated colon segments generate spontaneous, rhythmic contractions known as Colonic Migrating Motor Complexes (CMMCs). A procedure to analyze the enteric neural regulation of CMMCs in ex vivo preparations of mouse colon is described. The colon is dissected from the animal and flushed to remove fecal content prior to being cannulated in an organ bath. Data is acquired via a video camera positioned above the organ bath and converted to high-resolution spatiotemporal maps via an in-house software package. Using this technique, baseline contractile patterns and pharmacological effects on ENS function in colon segments can be compared over 3-4 hr. In addition, propagation length and speed of CMMCs can be recorded as well as changes in gut diameter and contraction frequency. This technique is useful for characterizing gastrointestinal motility patterns in transgenic mouse models (and in other species including rat and guinea pig). In this way, pharmacologically induced changes in CMMCs are recorded in wild type mice and in the Neuroligin-3R451C mouse model of autism. Furthermore, this technique can be applied to other regions of the GI tract including the duodenum, jejunum and ileum and at different developmental ages in mice.

This article describes a video imaging technique and high-resolution spatiotemporal mapping to identify changes in the neural regulation of colonic motility in adult mice. Subtle effects on gastrointestinal (GI) function can be detected using this approach in isolated tissue preparations to advance our understanding of GI disease.

비디오 이미징 및 시공간지도는 마우스에서 위장관 운동성을 분석하는

The enteric nervous system (ENS) plays an important role in regulating gastrointestinal (GI) motility and can function independently of the central ...

Recording EEG in Freely Moving Neonatal Rats Using a Novel Method

EEG is a useful method to detect electrical activity in the brain. Moreover, it is a widely used diagnostic tool for various neurological conditions, such as epilepsy and neurodegenerative disorders. However, it is technically difficult to obtain EEG recordings in neonates as it requires specialized handling and great care. Here, we present a novel method to record EEG in neonatal rat pups (P8-P15). We designed a simple and reliable electrode using computer pin loci; it can be easily implanted into the skull of a rat pup to record high-quality EEG signals in the normal and epileptic brain. Pups were given an intraperitoneal (i.p.) injection of the neurotoxin kainic acid (KA) to induce epileptic seizures. The surgical implantation performed in this procedure is less expensive than other EEG procedures for neonates. This method allows one to record high-quality and stable EEG signals for more than 1 week. Furthermore, this procedure can also be applied to adult rats and mice to study epilepsy or other neurological disorders.

Here, we introduce a novel technique designed to record electroencephalography (EEG) in freely moving neonatal epileptic pups and describe its procedures, features, and applications. This method allows one to record EEG for more than 1 week.

새로운 방법으로 자유롭게 움직이는 신생아 쥐의 뇌파 기록

EEG is a useful method to detect electrical activity in the brain. Moreover, it is a widely used diagnostic tool for various neurological conditions, such ...

Spinal Cord Neurons Isolation and Culture from Neonatal Mice

We present a protocol for the isolation and culture of spinal cord neurons. The neurons are obtained from neonatal C57BL/6 mice and are isolated on postnatal day 1-3. A mouse litter, usually 4-10 pups born from one breeding pair, is gathered for one experiment, and spinal cords are collected individually from each mouse after euthanasia with isoflurane. The spinal column is dissected out and then the spinal cord is released from the column. The spinal cords are then minced to increase the surface area of delivery for an enzymatic protease that allows for the neurons and other cells to be released from the tissue. Trituration is then used to release the cells into solution. This solution is subsequently fractionated in a density gradient to separate the various cells in solution, allowing for neurons to be isolated. Approximately 1-2.5 x 106 neurons can be isolated from one litter group. The neurons are then seeded onto wells coated with adhesive factors that allow for proper growth and maturation. The neurons take approximately 7 days to reach maturity in the growth and culture medium and can be used thereafter for treatment and analysis.

This study presents a technique for the isolation of neurons from WT neonatal mice. It requires the careful dissection of the spinal cord from the neonatal mouse, followed by the separation of neurons from the spinal cord tissue through mechanical and enzymatic cleavage.

신생아 생쥐의 척수 신경 세포 분리 및 배양

We present a protocol for the isolation and culture of spinal cord neurons. The neurons are obtained from neonatal C57BL/6 mice and are isolated on ...

In Vivo Two-photon Imaging of Cortical Neurons in Neonatal Mice

Two-photon imaging is a powerful tool for the in vivo analysis of neuronal circuits in the mammalian brain. However, a limited number of in vivo imaging methods exist for examining the brain tissue of live newborn mammals. Herein we summarize a protocol for imaging individual cortical neurons in living neonatal mice. This protocol includes the following two methodologies: (1) the Supernova system for sparse and bright labeling of cortical neurons in the developing brain, and (2) a surgical procedure for the fragile neonatal skull. This protocol allows the observation of temporal changes of individual cortical neurites during neonatal stages with a high signal-to-noise ratio. Labeled cell-specific gene silencing and knockout can also be achieved by combining the Supernova with RNA interference and CRISPR/Cas9 gene editing systems. This protocol can, thus, be used for analyzing the developmental dynamics of cortical neurons, molecular mechanisms that control the neuronal dynamics, and changes in neuronal dynamics in disease models.

In Vivo Two-photon Imaging of Cortical Neurons in Neonatal Mice

We present an in vivo two-photon imaging protocol for imaging the cerebral cortex of neonatal mice. This method is suitable for analyzing the developmental dynamics of cortical neurons, the molecular mechanisms that control the neuronal dynamics, and the changes in neuronal dynamics in disease models.

Vivo에서 신생아 쥐에 있는 대뇌 피 질의 뉴런의 두 광자 영상

Two-photon imaging is a powerful tool for the in vivo analysis of neuronal circuits in the mammalian brain. However, a limited number of in vivo imaging ...