연구 지원 Schulze 가족 재단 (A.S.B.)에 의해 수행 되었다.

여기에서 설명한 모든 방법을 기관 동물 관리 및 사용 위원회 (IACUC)의 메이 요 클리닉에 의해 승인.
 1. 경직의 필수 구성 요소 및 재현성 <ol><li>디자인의 사후 보장, 좋은 연구실 관행 항상에 있으며 어떤 동물 이전 IACUC (또는 유사한 위원회)에 의해 내부 승인을의 국가 기준에 따라 실험에 참여. 
	참고:이 프로토콜은 임상 충실 한 접근을 유지 하도록 설계 되었습니다. 따라서, 재료, 악기와 관련 된 기술 설명 패션 인 간에 있는 임상 기준에 동일 합니다. 예를 들어, 엄격한 무 균 기법을 따라 하 고 만료 된 재료는 사용 하지 마십시오.</li>
	<li>실험 설정에이 방법론의 재현성을 지원 하기 위해 내부 표준 운영 절차를 개발 하 고 돼지 품종, 체중, 성별, 그리고 별도 동료 사이 나이에 변화에 대 한 제어. 
	참고:이 프로토콜의 디자인 무게 38-53 kg. 돼지의 사용에 근거 했다</li>
</ol> 2. 수술 동물 관리 <ol><li>절차에 앞서 1 일 5mg/kg에서 주어진 예방 근육 (IM) ceftiofur, 관리.</li>
	<li>빠른 고체 음식 동물 및 미용 치료, 즉 기름 목욕, 절차 이전 12 h에서 동물을 제한.</li>
	<li>메신저 tiletamine 및 zolazepam, 5 mg/kg, 그리고 IM xylazine, 2 mg/kg.에서 Telazol으로 주어를 사용 하 여 프로시저의 1 시간 이내 뽑기 일반 마 취</li>
	<li>일단 유도, 관리 피하 (SC), 지속적인 buprenorphine 릴리스 (SR), 0.18 mg/kg.에서 주어진</li>
	<li>귀 정 맥 카 테 터를 배치 하 고 급속 한 순서 배치 endotracheal 튜브 삽 관 법 수행.</li>
	<li>펄스 속도도 모니터링 기능 산소와 심장 박동 모니터를 혀에 심장 박동 연결.</li>
	<li>경향이 위치에 동물 놓고 전기 클리퍼를 사용 하 여 등을 통해 피부를 클립 합니다. 머리 중간 코로나 평면에 중간 화살 비행기에서 고 경도를 견 갑 골 쪽이 성 례의 정점에서 연장 대형, 양자 영역 클립. 접착 테이프를 사용 하 여 머리와 부동성 피부 제거.</li>
	<li>스크럽 클리핑된 영역 최대 3 번 따뜻한 물과 비누로 하 고 보풀 수건을 사용 하 여 피부 건조.</li>
	<li>마크 양자 해부학 적 랜드마크 수술 마킹 펜을 사용 하 여. 마지막 늑 골, 장 골 볏, spinous 프로세스, 및 가로 프로세스 표시. 
	참고: 마지막 늑 골, 장 골 볏, 및 가로 프로세스를 표시 하 여 요 추 척추는 경계선의 우량한, 열 등 한, 및 측면 경계를 따라 각각. 이 프로토콜은 액세스 및 관심의 모든 허리 DRG의 주입 가이드 설계 되었습니다. 참고로, 우수한 장 골 볏 정렬 L3 또는 L4 척추 수준.</li>
	<li>요원 스위트 전송에 대 한 따뜻한 담요와 동물 커버.</li>
</ol> 3. 신 제품군에 위치 <ol><li>부드럽게 리프트와 위치는 경향이 동물 수정된 큰 자비 롭 동물에 슬링 패딩된 복 조리개와. 
	참고: 복 부 조리개 수 있습니다 복 부의 압력에서 감소에 대 한 척추의 인간의 수술 하는 동안 사용 된 윌슨 프레임 비슷합니다. 차례 차례로,이 자가 척추 혈관에서 출혈 감소 합니다. 슬링은 다리 주변 신경 충돌에서 동물을 보호 하는 패딩된 구멍을 통해 자유롭게 걸 수 있기 때문에 유리 하다. 그러나, 때문에 슬링 프레임 금속, 그것 해야 합니다 수 채워집니다 전기 합선 및 실수로 동물 화상을 방지 하기 위해 절연. 담요 롤 동물의 크기에 따라 편안한 자세에서 머리와 목의 위치에 배치 될 수 있습니다.</li>
	<li>유지 전신 1-3%를 사용 하 여 효과를 적정 (IH) isoflurane 흡입. 안과 연 고와 눈을 축 축 하 게 하 고 부드럽게 그들 닥 쳐 테이프.</li>
	<li>중요 한 기호 문서 온도, 혈압, 심장 박동, 및 산소 모니터링 장소 라인. 환기 capnography 모니터링할.</li>
	<li>왼쪽 이나 오른쪽 견 갑 골 위에 접착제, 일회용 electrosurgical 분산 전극 배치.</li>
	<li>관리 따뜻하게 Lactated 벨 &#39; 귀 정 맥 카 테 터를 통해 유지 보수 체액으로 s. 5-10 mL/kg의 비율로 체액을 제공/h.</li>
	<li>흉부 및 자 궁 경부 지역 위에 강제 공기 데우는 장치를 놓고 마지막 갈비뼈를 포함 하지 마십시오.</li>
</ol> 4. 살 균 준비의 요원에 대 한 필드 왼쪽 양면 사출 참고:이 시점에서 엄격한 살 균 방식 진행.
<li>준비 0.7% 요오드 povacrylex 및 74% 이소프로필 알코올의 제조 업체에 따라 다양 한 응용 프로그램 시작 하는 요 추 척추 overlying 피부 <ol>&#39; s 지시. 가이드 바늘 나중 메 마른 패션에 배치 될 수 있도록 antisepsis 표시 가로 프로세스 과거 중간 코로나 비행기 쪽으로 확장 하 여 계획 된 주입의 옆에 응용 프로그램을 lateralize.</li>
	<li>표시 요 추 spinous 프로세스에 따라 중간 이상 되는 계획 된 절 개 사이트를 대략적으로 직사각형 패션에 일회용 외과 수건 장소.</li>
	<li>적용 항균 접착제 incise 요원 수건을 통해 드러 워 진 그리고 피부. 장소에 커튼을 클램프와 요원 필드 휘장 가장자리 확장.</li>
	<li>보안 요원 필드와 모니터링 기술자 사이 슬링의 머리에서 기둥에 수직 드 레이프.</li>
	흡입 및 무 균 커튼을 클램핑 함으로써 요원 분야 내 electrosurgery <li>보안 라인. 살 균 필드 튜브 및 와이어의 무료 끝 통과.</li>
</ol> 5. 피부 절 개 및 Subperiosteal 해 부 <ol><li>중간 선 따라 허리 spinous 프로세스를 만져 하 고 3 연속 척추 수준 식별.</li>
	<li>#15 메스를 사용 하 여 절 개 드 레이프 spinous 프로세스에 직접 후부를 통해 8-12 cm 중간 화살 절 개를 엽니다. Hemostasis 거 즈 tamponade monopolar electrosurgery를 사용 하 여 유지. 
	참고: 관리는 하지에서 벗어나고 정중 선 절 개가 paraspinal 근육에서 출혈을 제한 하기 때문에 앞쪽 방향에서 고급은 취해야 한다. 정기적인 촉진 spinous 프로세스에 대 한 발전을 촉진 한다. Weitlaner, Meyerding, 또는 Gelpi 브래킷으로 자체 유지 수 있습니다 배치 되며 위치 해 부를 촉진 하는 데 필요한. 흡입은 가시성을 유지 하는 데 사용 됩니다.</li>
	<li>피하 조직 및 지방 thoracolumbar 근 막에 도달할 때까지 monopolar electrosurgery를 사용 하 여 해 부. 만져 thoracolumbar 근 막 깊이 spinous 프로세스와 spinous 프로세스 사이 supraspinous 인 대 확장을 노출 하는 중간에 따라 근 막 잘라. 
	참고: thoracolumbar 근 막 조직, aponeurotic 칼 집으로는 간접, 중간 방향 측면에서 interweaves 결합 조직 입자로 식별 됩니다. 이 시점에서, 절 개 3 spinous 프로세스 해 부 분야의 센터 내 맞춤 centermost spinous 프로세스와 완벽 하 게 볼 수 있습니다 수 있도록 우수한 또는 열 등 한 방향으로 길게 할 수 있습니다.</li>
	<li>#15 블레이드를 사용 하 여 각 spinous 프로세스에 후부 supraspinous 인 대를 통해 2 m m 깊은 parasagittal 절 개 배치. Spinous 프로세스의 후부 표면의 왼쪽된 3 분의 1에 따라 각 절 개 배치.</li>
	<li>부드럽게 각 inc 따라 각 수준에서 supraspinous 인 대 출시5 mm 자유로움 엘리베이터를 사용 하 여 ision.</li>
	<li>Subperiosteal 비행기를 식별 하 고 각 spinous 프로세스의 측면 표면 따라 그 비행기 내에서 해 부.</li>
	<li>Subperiosteal 해 부를 수행 부드러운 되도록 병렬 방식에서 각 spinous 과정, 심지어 해 부 이루어집니다.</li>
	<li>Monopolar electrosurgery subperiosteal 해 부와 함께에서 사용 하 여 interspinous 공간 따라 paraspinal 근육 첨부 파일 incise.</li>
	<li>각 수준에서 lamina를 식별 하 고 계속 옆으로 3 노출된 척추를 연결 하는 2 zygapophyseal 관절의 측면 경계에 도달 하는 파스 라는 관절 사이의 lamina의 측면 가장자리를 도달 하는 subperiosteal 해 부 interarticularis. 
	참고: 동위 interarticularis 어떤 점에서 DRG 있는 척추 구멍의 후부 테두리입니다. 때때로, 작은 정 맥은 lamina의 후부 표면에 있는 구멍에서 발생 합니다. 이러한 정 맥 subperiosteal 해 부 동안에 파열 하는 경향이 있다. Hemostasis 바이 폴라 electrosurgery 및 뼈 왁 스는 구멍에 적용의 조합을 사용 하 여 쉽게 이루어집니다.</li>
</ol> 6. 단일 레벨 Laminotomy <ol><li>centermost lamina 사이 고 2 zygapophyseal 관절 내측으로 laminotomy의 대상 식별.</li>
	<li>추적의 열 등 한 가장자리, 꼬리 zygapophyseal 공동의 연속 열 등 관절 프로세스에 그냥 중간 지점에 lamina.</li>
	<li>를 사용 하 여 5 mm 자유로움 엘리베이터 또는 퀴 렛 lamina 및 중앙 운하의 caudalmost 가장자리 사이의 전환 만져. 
	참고:은 주의 하지 강제로 palpating 악기 앞쪽이 듀 럴 색 및 척수 연락처 것입니다. 유의 하십시오 돼지에서 척수 척추 요 추 18 과거 확장. 촉진을 촉진 하기 위하여이 지역 overlying 추가 부드러운 조직을 제거 하는 척추 디스크 rongeur를 사용할 수 있습니다.</li>
	<li>사용은 2 mm 최대-무, 45도 Kerrison rongeur piece-wise 패션에 뼈를 추출. 그냥 꼬리는 작은 꽃 자루의 꼬리 표면 수준에 위에 spinous 프로세스의 기지에 따라 뼈를 제거 하 고 옆으로 밖으로 그것의 전체 넓이에.</li>
	<li>사용 각도 뼈 rongeurs 뼈 제거 지원. 두고는 laminotomy 크게 완료 될 때까지 자리에 lamina에 연결 된 열 등 한 관절 과정.</li>
	<li>는 열 등 한 관절 프로세스를 자유롭게 이동 하 고 연결 된 zygapophyseal 공동 캡슐에 의해서만 확인 합니다. #11 또는 #15 블레이드를 사용 하 여 캡슐 incise.</li>
	<li>Piece-wise 패션에 열 등 한 관절 프로세스를 제거 하지만 인접 한 뛰어난 관절 프로세스를 그대로. 
	참고:는 laminotomy 완료 hemostasis 바이 폴라 electrosurgery 함께 수행 됩니다. Monopolar electrosurgery 신경 구조의 근접 때문에 사용 되지 않습니다. 본 왁 스 노출 된 뼈에서 출혈의 사이트에 따라 놓일 수 있다 고 흡수 젤라틴 스폰지 부드러운 조직 근처 hemostasis를 가져오기 위해 사용할 수 있습니다. Cottonoid 심지 묽 및 해 부에서 혈액에 유용한 도구입니다.</li>
</ol> 7. DRG의 해 부 <ol><li>피난 piece-wise 패션에 경 막 외 지방 표면에서 깊은 medially 시작 하 여 옆으로 진행. 6-10 프랑스 프레이 저 흡입 팁 양극 겸 자 및 흡입을 사용 하 여 부드러운 절 개 하 여 지방을 제거. 
	참고: 확대 확대 또는 해 현미경의 사용은 안전 하 게 철수 경 막 외 지방 하 고 세심 한 hemostasis 바이 폴라 electrosurgery를 사용 하 여 경 막 외 정 맥 총의 달성 하는 데 필요한 세부 수준을 제공 하는 데 도움이.</li>
	<li>는 Superoinferior 방향, 피부 절 개의 축에 평행으로 실행 하는 중간 선 따라 듀 럴 색을 식별 합니다. 듀 럴 색 경 막 신경 루트 소매를 볼 수 있습니다 때까지 듀 럴 색 따라 경 막 외 지방 제거.</li>
	<li>추적 듀 럴 소매 옆 및 inferiorly 경 막 외 지방 피난 하 여 확대는 DRG 주위를 볼 때까지. 
	참고: 그것의 타원형 모양 및 노란색 오렌지 색상에 대 한 DRG를 식별 합니다. 중간 허리 척추에는 DRG는 일반적으로 4-6 m m 크기, 측면 방향으로 중간에 긴 위치에 직접 열 등 또는 2-3 mm의 각 작은 꽃 자루에 중간. 무딘, 직각 신경 후크는 작은 꽃 자루를 만져 부드럽게 하는 데 사용할 수 있습니다.</li>
	인접 한 척추 신경 볼 때까지 <li>측면, DRG, 과거 경 막 외 지방을 대피. 
	참고: durotomy 발생 하면, 그것을 복구 간단한 실행 stich의 6-0 나일론 봉합 및 부드러운 마이크로 바늘 드라이버를 사용 하 여 방수 마감.</li>
</ol> 8. DRG의 주입 <ol><li>22 게이지 척수 바늘을 사용 하 여 32-게이지 대류 향상 된 배달 (CED) 바늘의 궤적을 안내 하. 피부와 paraspinal 근육 통해 22 게이지 가이드 바늘 찔린. 
	참고: CED 바늘은 조직, 일컬어 대량 흐름, 압력 기온 변화도 19 , 20 때문에 유체 대류를 달성 하도록 설계 되었습니다.</li>
	<li>목표는 DRG의 경도 축에 근접 하 고 해 부 분야의 측면 paraspinal 벽에서 신흥 바늘 팁에서 궤적을 따라 가이드 바늘.</li>
	<li>벌금 바늘 루멘은 DRG의 중심에 정렬 될 때까지 바늘 경로 조정. 
	참고: 가이드 바늘 결코가 수는 DRG 문의.</li>
	<li>멸 균 주사기로 살 균 injectate을 작성 하 고 메 마른 주입 튜브에 주사기를 연결.</li>
	<li>는 CED 바늘에 튜브를 장악 하 고 손 살 균 필드 주사기. 프로그래밍 가능한 주사기 펌프에 주사기를 연결. 
	참고: 튜브 5 피트의 길이 불 임 및 이동성 유지 되도록 준비 된다. 또한, 그것은 파라마운트 중요성 없음 기포 솔루션으로 도입 될.</li>
	<li>식 CED 바늘 팁에서 볼 때까지 injectate 사전.</li>
	<li>는 가이드 바늘 루멘 내의 CED 바늘을 배치 하 고 가이드 바늘 팁에서 나온다 때까지 천천히 CED 바늘을 사전. DRG 바늘 맞춤 동안 구멍이 되지 확인 하십시오.</li>
	<li>미세 조정 CED 팁의 최종 위치를 결정 하는 탄도의 긴 축 따라 가이드 바늘 위치.</li>
	<li>바늘 및 CED 바늘 깊이 가이드 CED 바늘의 맞춤 달성 되 면 함께 연동 바늘 허브를 사용 하 여 가이드를 확보.</li>
	<li>모든 사출 장치 연결 완전히 가이드 바늘, CED 바늘을 포함 하 여 보호 되 고 injectate와 연결 된 튜브 로드 확인.</li>
	<li>대략적인 CED 바늘 팁와 DRG에 긴 축 따라 가이드 바늘 사전.</li>
	<li>CED 바늘 팁 DRG 펑크.</li>
	<li>는 DRG의 3 차원 중심으로 CED 바늘 팁을 submerse. 
	<li>CED 졸업된 속도 볼륨의 3 단계를 사용 하 여 injectate의 제공 100 μ.</li>
	<li>2 제공 4 μ μ/첫 번째 단계에 대 한 민. 두 번째 단계에 대 한 4 μ/분 8 μ를 제공 합니다. 세 번째이자 마지막 단계에 대 한 8 μ/분에 제공 하는 88 μ. 
	참고: 수 단계 사이 및 압력 평형 수 있도록 마지막 단계 후 3 분 일시 중지.</li>
	<li>최종 주입 단계와 부드럽고, 부드러운 모션에서 긴 축 따라 3 분 일시 중지 후 주입 기구 철회. 
	참고: 삽입 된 솔루션을 무색, 착 색된 염료 0.1% 무게/injectate 배포 12의 시각적 평가에 도움이 볼륨의 농도에서 솔루션에 포함 되어 있습니다. 또한, 중요 한 염료 4 &#39;, 연구 설계 injectate 배포 5의 더 평가가 필요한 경우 6-diamidino-2-phenylindole (DAPI) 0.25 μ g/μ의 농도에서 솔루션에 포함 된는.</li>
</ol> 9. 폐쇄 <ol><li>동원 및 플러시 파편, 즉 뼈 파편의 사이트 폐쇄 전에 외과 사이트에 따뜻한 식 염 수 관개의 적용 3 라운드. 흡입을 사용 하 여 식 염 수와 파편. 
	참고: 세심 한 hemostasis 관개 명확 때 지켜진다. Hemostatic 에이전트 (젤라틴 스폰지)와 cottonoid이이 시간에 제거 됩니다. 모든 자료와 악기 폐쇄 이전 절 개 사이트에서 삭제 하는 확인 하십시오.</li>
	<li>폐쇄에 대 한 3 계층 기법 사용.</li>
	<li>0 봉합 사를 사용 하 여 간단 하 고, 중단, 사용 방식에서 thoracolumbar 근 막 봉합. Stich 모든 5-8 m m 방수 폐쇄를 달성 하기 위해 배치.</li>
	<li>봉합 스티치와 함께 간단 하 고, 중단, 반전 패션에 2-0 봉합 사를 사용 하 여 피하 조직 배치 모든 5-에-8mm 적절 한 강도 달성 하기 위해.</li>
	<li>실행 간단한, 0 봉합 사를 사용 하 여 피부를 닫거나 중단 패션.</li>
	<li>바늘 카운터를 사용 하 여 아무 sharps 집결을 위해</li>
	<li>관개 식 염 수와 피부, 건조 한 피부, 고 접착성 붕대 스트립 절 개 수직 배치.</li>
	<li>장소 거 즈 붕대 위에 제거 하 고 항균 최종 접착제를 연결 incise 드 레이프.</li>
</ol> 10. 수술 동물 관리 <ol><li>Extubate, 따뜻한 담요, 커버 하 고 복구 동물 수송.</li>
	<li>수술 모니터링 및 생존 수술에서 회복 기관 표준 운영 절차에 따라. 최소한, 관찰 동물 마다 15 분 의식, 시간당 전체 마 취 회복, 달성 될 때까지 두 번 매일의 반환까지 그 후.</li>
	<li>관리 IM 또는 구두 carprofen 4 mg/kg, 일단 수술 날 0에 시작 하는 5 일 동안 매일에 주어진 제공 수술 후 통증 관리. 수술 날 2에 0.18 mg/kg에서 주어진 SC buprenorphine SR, 관리.</li>
	<li>수술 날 4에 5 mg/kg에서 주어진 메신저 ceftiofur를 함으로써 수술 antisepsis 관리.</li>
	<li>수술 후 5-7 일에 붕대를 제거합니다. 일반적으로 수술 후 10-14 일에 완료 되 면 상처 치유는 봉합을 제거.</li>
	<li>연구 끝점에 도달 하면 기관 표준 운영 절차에 따라 동물을 고통 없이 안락사.</li>
</ol>

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A model of acute, graded compression of the porcine cauda equina and an analysis of neural and vascular anatomy.</a> Spine. 16 (1), 61-69 (1991).</li><li>Bobo, R. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Convection-enhanced+delivery+of+macromolecules+in+the+brain.">Convection-enhanced delivery of macromolecules in the brain.</a> Proc Natl Acad Sci U.S.A. 91 (6), 2076-2080 (1994).</li><li>Lonser, R. R., Sarntinoranont, M., Morrison, P. F., Oldfield, E. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Convection-enhanced+delivery+to+the+central+nervous+system.">Convection-enhanced delivery to the central nervous system.</a> J Neurosurg. 122 (3), 697-706 (2015).</li><li>Shen, J., Wang, H. Y., Chen, J. Y., Liang, B. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Morphologic+analysis+of+normal+human+lumbar+dorsal+root+ganglion+by+3D+MR+imaging.">Morphologic analysis of normal human lumbar dorsal root ganglion by 3D MR imaging.</a> AJNR Am J Neuroradiol. 27 (0195–6108 (Print)), 2098-2103 (2006).</li><li>Pleticha, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Minimally+invasive+convection-enhanced+delivery+of+biologics+into+dorsal+root+ganglia:+validation+in+the+pig+model+and+prospective+modeling+in+humans.">Minimally invasive convection-enhanced delivery of biologics into dorsal root ganglia: validation in the pig model and prospective modeling in humans.</a> J Neurosurg. 121 (4), 851-858 (2014).</li></ol>

없음; 저자는이 연구에 관련 된 충돌의 관심 있다.

우리는 DRG 통해 laminotomy 및 건강 한 큰 동물성 종에 있는 intraganglionic 주입 수술 노출 하는 방법을 설명 하고자 특히, 돼지. 설치류, 유사한 방법 자세한 12 되어 있으며 기존의 pharmacologic 요원 8,10 및 바이러스 성 벡터 6,7,,912 DRG를 제공 하는 데 사용. 위의 작은 동물 연구에서 결과 유망 하 고 우리의 프로토콜 돼지에 이러한 사전 결과 번역 하는 다른 사람에 대 한 방법을 포장 됩니다 바랍니다. 건강 하 고 병에 걸린 동물에 위의 연구, 전 임상 연구에서 작은 동물의 유틸리티를 지 원하는 사용 되었다. 필연적으로, 큰 동물 모델 크기와 injectate 배포 측면에서 인간의 DRG를 가장 잘 사용할 수 있는 비교를 만들 것을 요구 되지 것입니다. 예를 들어, DRG 크기에서 불일치 쥐와 인간 사이 명확 하 게 분명 하다. 성인에서 L5 DRG, 남성 쥐 약 2.6 m m x 1.5 m m 5 11.6 m m x 6.6 m m 성인, 남성 인간 21에 비해 측정 합니다. 돼지에서 라이브 방사선 측정을 바탕으로, L5 DRG 약 8.0 m m x 6.0 m m 22를 것을 발견 했다. 따라서, 돼지는 인간의 신 경계와 근 골격 계 해부학 인근 구조적 유사성 때문에 전 임상 연구에 대 한 특히 유용 종으로 자리 잡고 있습니다. 이 진료소에서 실행 하면이 프로토콜을 디자인 하는 데 사용 하는 역변환에 의해 입증 됩니다. 또한, 신종은 동물을 사용 되며 성장 하는 생물 의학 연구에 중요성의. 이 프로토콜은 사전 이전 결과 설치류에 직장에서 큰 동물에 주사 솔루션의 intraganglionic 납품의 전 임상 연구를 지원 합니다. 따라서,이 프로토콜 우리 예측, 통증 의학 3변형 가능성이 있을 수 있는 소설 분자로 선택적 작용 해부학 선택적 전달 기법을 통합 하는 만성 통증 치료에 대 한 새로운 전략을 육성 수 있습니다.
성공적인 DRG 주입에 대 한 추가 정보
돼지의 요 추 척추 수준에서 prelaminar과 cephalad ligamentum flavum 대신 계속. Laminotomy, 동안에 Kerrison rongeur의 배치에 의해 쉽게 분리 될 수 있다 고 dura mater의 외관을 흉내낼 수 있습니다. 해 부 실시 ligamentum flavum과, 경 막 외 지방, 그리고 경질 sac를 차별화 하는 중요 한 단계 이다. 또한, 경 막 외 공간에의 노출 보다 효율적 이며는 lamina 동시에 제거 됩니다 경우 적은 출혈을 발생 시킵니다. 경우는 뼈와 함께 제거 되지 않습니다, 그것은 #11 블레이드와 베 고 노출 기본 경 막 외 지방 제거.
전혀 해로울 것도 할 최우선 이며이 DRG 액세스 및 주입의 목표와 균형을 해야 합니다. 따라서,은 주의 하지 경 막 외 지방의 피난을 멀리 anteriorly 사전 또는 anteromedially 보다 듀 럴 색, 경 막 신경 루트 소매, DRG의 긍정적인 식별을 허용 하는 데 필요한. 어디 듀 럴 색을 생겨나게 경 막 신경 루트 슬리브 anteromedial 방향으로 절 개는 경도 경 막 외 정 맥 발생 될 것으로 특히 위험 합니다. 또한,이 방향에서 해 부 의도 하지 않은 durotomy, 듀 럴 색의 표면에서 척수의 유출에 의해 신호에 대 한 위험을 증가 시킵니다.
마지막 중요 한 포인트는 듀 럴 색, 지 뿌리의 전체, 그리고 척추 신경에 DRG를 식별. 해부학 적 수렴의 4 조각 증거를 확립 하는 데이 도움이이 완전 한 DRG 정의 확인 합니다. 전체에서는 DRG를 정의 하는 것은 허용 CED 바늘 주변 해 부 경계에 거리를 극대화 하면서 일관 된 압력 기온 변화도 설치 하는 3 차원 센터에서 바늘 팁의 위치 하는 데 필요한. 두 요소는 크게 볼륨 전달 및 확산 intraparenchymal 19,20의 범위 증가. 사실 해부학 센터 하지 않은 위치에 injectate의 납품 최적의 주입 일관성 압력 때 injectate DRG 찔린 20의 인근 사이트에서 누수 때문에 발생 합니다.
DRG 주입 CED 바늘을 사용 하 여 하나의 어려움은 준수의. 주사가 시작 되 면 바늘 팁이 여전히 가능한 유지 되어야 한다 또는 다른 압력 기울기 준수 20갑작스러운 변화로 인해 낭비 것입니다. 호흡기 모션 주사 동안 지속적인 운동의 원천이 다. 그러나, 호흡기 소풍 보조 바늘 운동의 위험 크게 바늘과 DRG 호흡으로 synchrony에서 이동으로 DRG의 찌를 paraspinal 근육 전에 내 CED 및 가이드 바늘을 고정 하 여 제거 됩니다. 100 μ 합계 여기서 설명 하는 단계별 속도로 24 분의 볼륨에 대 한 주입 기간입니다. 이 기간 동안 전체 주입 기구의 외부 중단 제한 주의 해야 합니다. 외과 분야, 인원, 주변 장애물의 배열은 주사 CED 바늘 팁과 DRG 그대로 인터페이스를 보장 하기 위해 시작 하기 전에 필요에 따라 수정할 수 합니다.

지 루트 신경 절 (DRG)은 척추 칼럼을 따라 위치한, 신경 해부학 개별 컬렉션. 각 DRG 특정 신체 영역에서 인코딩 및 주변 자극 중앙 신경 시스템 (CNS)를 릴레이 하는 기본 감각 뉴런을 포함 합니다. 예를 들어, 관절염의 통증에는 통증 수용 체는 관절에 대 한 위치 인식 유해 자극 때 시작 됩니다. 이 과정은 불린다 nociception. 유해 자극의 장기 인식 만성 통증 1이끌어 낸다.
만성 통증 한 목표 intraganglionic 주입 3등 DRG, 진통제의 대상된 배달에 대 한 유용한 방법을 개발 하는 전 임상 연구 2 의 빈번한 주제 이다. 그러나, DRG는 범위 내에서 보 니 척추 foramina 4의 거주 때문에 접근 하기 어려운. 몇몇 그룹은 성공적으로 설치류 5,6,7,8,,910에서 척추 수술을 통해이 장애물을 극복 했다.
클리닉, laminectomy 일반적인 척추 작업이 며 그로 인하여 척추 운하 11unroofing 척추 lamina의 외과 제거를 가리킵니다. 그러나 DRG에 대 한 직접 액세스를 감당할 수술 기법의 설치류 5,12에 성공 했다,, 번역 관련 구조의 크기에 비현실적인 고려 차이 그 영향을 어떻게 있을 수 있습니다. 약 동학 또는 기술적 타당성 13,14. 예를 들어 한 연구 T10 3.0, 7.0, 그리고 쥐, 돼지, 및 인간, 각각 158.2 m m에 가로 척수 직경 결정. 따라서, 큰 동물 신경 구조의 더 나은 대략 인간의 차원 모델.
돼지, Raore 그 외 여러 intraspinal 주사 16자 궁 경부 척수에 대 한 액세스를 다단계 laminectomy를 사용. 절차 잘 용납 되었다 고 단계 나 임상 실험 대 등 수술 결과 문서화 17을 했다. 이 결과 기술적 타당성 및 인간에서 안전의 예측으로 큰 전 임상 동물 모델의 지속적인된 사용을 권장합니다.
날짜 하려면, 아무 상세한 방법론 외과 접근 및 큰 동물 종에서 DRG의 주입에 대 한 존재 합니다. 이 변환 간격을 좁히는, 우리 보고 DRG 노출 및 돼지에 laminotomy 통해 주입에 대 한 프로토콜. 표준 신경외과, 악기, 기술과 재료를 사용 했다 하 고 메서드가 현대 외과 연습을 모방 하도록 설계 되었습니다. 우리 intraganglionic 주입 허리 DRG에 대 한 용액을 사용 하 여 설명 하 고 수술 하루 21 조직학 통해 배달 확인.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="1311">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:543px;">Large humane animal sling</td>
			<td style="width:167px;">Britz &#38; Company</td>
			<td style="width:119px;">002539</td>
			<td style="width:484px;">Modified to include abdominal aperture</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:543px;">Adhesive patient return electrode - 9 inch</td>
			<td style="width:167px;">Medtronic</td>
			<td style="width:119px;">E7506</td>
			<td style="width:484px;">-</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:543px;">Ranger blood &#38; fluid warming system</td>
			<td style="width:167px;">3M</td>
			<td style="width:119px;">24500</td>
			<td style="width:484px;">-</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:543px;">Lactated Ringer&#39;s fluid</td>
			<td style="width:167px;">Hospira</td>
			<td style="width:119px;">0409-7953-09</td>
			<td style="width:484px;">-</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:543px;">Force air warming device</td>
			<td style="width:167px;">3M</td>
			<td style="width:119px;">77500</td>
			<td style="width:484px;">-</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:543px;">Duraprep solution with applicator, 26 ml (0.7% iodine povacrylex, 74% isopropyl alcohol</td>
			<td style="width:167px;">3M</td>
			<td style="width:119px;">8630</td>
			<td style="width:484px;">-</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:543px;">Sterile disposable surgical towels</td>
			<td style="width:167px;">Medline</td>
			<td style="width:119px;">MDT2168286</td>
			<td style="width:484px;">-</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:543px;">Ioban 2 incise drape</td>
			<td style="width:167px;">3M</td>
			<td style="width:119px;">6651EZSB</td>
			<td style="width:484px;">-</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:543px;">Disposable suction canister and tubing</td>
			<td style="width:167px;">Medline</td>
			<td style="width:119px;">DYND44703H</td>
			<td style="width:484px;">-</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:543px;">Button switch electrosurgical monopolar pencil</td>
			<td style="width:167px;">Medtronic</td>
			<td style="width:119px;">E2450H</td>
			<td style="width:484px;">-</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:543px;">Fine smooth straight bipolar electrosurgical forceps, 4 1/2 inch</td>
			<td style="width:167px;">Bovie</td>
			<td style="width:119px;">A826</td>
			<td style="width:484px;">-</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:543px;">#15 blade</td>
			<td style="width:167px;">Miltex</td>
			<td style="width:119px;">4-315</td>
			<td style="width:484px;">-</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:543px;">#11 blade</td>
			<td style="width:167px;">Miltex</td>
			<td style="width:119px;">4-311</td>
			<td style="width:484px;">-</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:543px;">4x4 surgical gauze</td>
			<td style="width:167px;">Dynarex</td>
			<td style="width:119px;">3262</td>
			<td style="width:484px;">-</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:543px;">Weitlaner self-retaining retractor, 8 inch</td>
			<td style="width:167px;">Miltex</td>
			<td style="width:119px;">11-618</td>
			<td style="width:484px;">-</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:543px;">Meyerding self-retaining retractor, 1x2 3/8 inch</td>
			<td style="width:167px;">Sklar</td>
			<td style="width:119px;">42-2078</td>
			<td style="width:484px;">-</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:543px;">Gelpi self-retaining retractor, 7 inch</td>
			<td style="width:167px;">Sklar</td>
			<td style="width:119px;">60-6570</td>
			<td style="width:484px;">-</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:543px;">Freer elevator, 5 mm</td>
			<td style="width:167px;">Medline</td>
			<td style="width:119px;">MDS4641518F</td>
			<td style="width:484px;">-</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:543px;">Bone wax</td>
			<td style="width:167px;">Ethicon</td>
			<td style="width:119px;">W31G</td>
			<td style="width:484px;">-</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:543px;">Spurling intervertebral disc rongeur, 3 mm</td>
			<td style="width:167px;">Sklar</td>
			<td style="width:119px;">42-2852</td>
			<td style="width:484px;">-</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:543px;">Spurling 45-degree, up-biting Kerrison rongeur, 2 mm</td>
			<td style="width:167px;">Medline</td>
			<td style="width:119px;">MDS4052802</td>
			<td style="width:484px;">-</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:543px;">Leksell angled rongeur, 2 mm</td>
			<td style="width:167px;">Sklar</td>
			<td style="width:119px;">40-4097</td>
			<td style="width:484px;">-</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:543px;">Gelfoam, size 50</td>
			<td style="width:167px;">Pfizer</td>
			<td style="width:119px;">AZL32301</td>
			<td style="width:484px;">-</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:543px;">Cottonoid patty</td>
			<td style="width:167px;">Medtronic</td>
			<td style="width:119px;">8004007</td>
			<td style="width:484px;">-</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:543px;">Frazier suction tip, 6 Fr</td>
			<td style="width:167px;">Sklar</td>
			<td style="width:119px;">50-2006</td>
			<td style="width:484px;">-</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:543px;">Frazier suction tip, 10 Fr</td>
			<td style="width:167px;">Sklar</td>
			<td style="width:119px;">50-2010</td>
			<td style="width:484px;">-</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:543px;">Dandy blunt right angle nerve hook</td>
			<td style="width:167px;">Medline</td>
			<td style="width:119px;">MDS4005220</td>
			<td style="width:484px;">-</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:543px;">Nylon suture, 6-0</td>
			<td style="width:167px;">Ethicon</td>
			<td style="width:119px;">697G</td>
			<td style="width:484px;">-</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:543px;">Castroviejo smooth micro needle holder</td>
			<td style="width:167px;">Medline</td>
			<td style="width:119px;">MDG2428614</td>
			<td style="width:484px;">-</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:543px;">22 gauge Quinke point spinal needle</td>
			<td style="width:167px;">Halyard Health</td>
			<td style="width:119px;">18397</td>
			<td style="width:484px;">-</td>
		</tr>
		<tr height="105">
			<td height="105" style="height:105px;width:543px;">32 gauge CED needle with locking Luer hub</td>
			<td style="width:167px;">See comments</td>
			<td style="width:119px;">n/a</td>
			<td style="width:484px;">As in: Pleticha, J., Maus, T.P., Christner, J.A., Marsh, M.P., Lee, K.H., Hooten, W.M., Beutler, A.S. Minimally invasive convection-enhanced delivery of biologics into dorsal root ganglia: validation in the pig model and prospective modeling in humans. Technical note. J Neurosurg. 121(4), 851-8 (2014).</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:543px;">Polyethylene tubing, 5 feet</td>
			<td style="width:167px;">Scientific Commodities</td>
			<td style="width:119px;">BB31695-PE/05</td>
			<td style="width:484px;">-</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:543px;">Monoject syringe, 3 ml</td>
			<td style="width:167px;">Kendall</td>
			<td style="width:119px;">SY15352</td>
			<td style="width:484px;">-</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:543px;">NanoJet syringe pump</td>
			<td style="width:167px;">Chemyx</td>
			<td style="width:119px;">10050</td>
			<td style="width:484px;">-</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:543px;">DAPI</td>
			<td style="width:167px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:119px;">D9542</td>
			<td style="width:484px;">-</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:543px;">Fast Green FCF</td>
			<td style="width:167px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:119px;">F7252</td>
			<td style="width:484px;">-</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:543px;">Bulb irrigation syringe</td>
			<td style="width:167px;">Medline</td>
			<td style="width:119px;">DYND20125</td>
			<td style="width:484px;">-</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:543px;">Fine-toothed Adson forceps</td>
			<td style="width:167px;">Medline</td>
			<td style="width:119px;">MDS1000212</td>
			<td style="width:484px;">-</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:543px;">Vicryl suture, 0</td>
			<td style="width:167px;">Ethicon</td>
			<td style="width:119px;">J603H</td>
			<td style="width:484px;">-</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:543px;">Vicryl suture, 2-0</td>
			<td style="width:167px;">Ethicon</td>
			<td style="width:119px;">J317H</td>
			<td style="width:484px;">-</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:543px;">Needle counter</td>
			<td style="width:167px;">Medline</td>
			<td style="width:119px;">NC20FBRGS</td>
			<td style="width:484px;">-</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:543px;">Steri-strip skin closure, 1/2x4 inch</td>
			<td style="width:167px;">3M</td>
			<td style="width:119px;">R1547</td>
			<td style="width:484px;">-</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

laminotomy for lumbar dorsal root ganglion access and injection in swine

지 루트 신경 절 (DRG)는 머리 아래 모든 기본 감각 신경 세포를 포함 하는 해부학 잘 정의 된 구조. 이 사실은 만성 통증을 치료 하기 위한 새로운 치료제의 주입을 위해 DRG 매력적인 목표 합니다. 작은 동물 모델에서 laminectomy 각 DRG를 둘러싼 척추 뼈의 외과 제거를 포함 하기 때문에 DRG 주입을 용이 하 게 사용 되었습니다. 큰 동물 종, 즉, 돼지에에서 요 추 DRG의 intraganglionic 주입에 대 한 기술을 설명합니다. Laminotomy는 DRG 표준 신경외과, 악기, 기술과 재료를 사용 하 여 직접 액세스할 수 있도록 수행 됩니다. Laminectomy 통해 더 광범위 한 뼈 제거와 비교, 우리가 충분 한 DRG 액세스를 달성 하는 동안 척추 해부학을 보존 하기 위해 laminotomy를 구현 합니다. DRG 주입의 자가 진행 비 독성 염료를 사용 하 여 모니터링 됩니다. 수술 당일 21 안락사, 다음 주입의 성공 조직학의 4', 6-diamidino-2-phenylindole (DAPI) intraganglionic 배포에 대 한에 의해 결정 됩니다. 우리는 프로토콜을 설명 하는 생물학으로 비활성 솔루션을 주입. 이 방법 적용된 미래에 전 임상 연구 대상 DRG 치료 솔루션을 수 있습니다. 우리의 방법론은 큰 동물성 종에 intraganglionic 작은 동물 패러다임의 translatability를 테스트 용이 해야. 또한,이 프로토콜은 그 돼지에서 DRG 주입의 전 임상 연구를 계획에 대 한 핵심 자원으로 봉사 할지도 모른다.

Injectate의 더 평가 DRG injectate의 성공적인 납품 DAPI 확산의 조직학 평가 의해 결정 됩니다. 기법 바늘 팁은 DRG의 3 차원 중심에 위치 한다. 따라서, 배달 DAPI 바늘 끝에 조직학 단면도에서 둘 다 (중앙 DRG 섹션) 근처 고 먼 (주변 DRG 섹션) 얼룩의 정도 평가 하 여 결정 됩니다. 그림 1A 및 그림 1B 한 DRG의 성공적인 주입을 나타냅니다. DAPI 얼룩 모두 중앙과 주변 DRG 실질 통해 균등 하 게 분산 되었다. 따라서, 성공적인 DRG 주입 DAPI 3 차원 DRG 아키텍처에 걸쳐 얼룩의 확산 확산에 의해 그림입니다. 최적의 주입 일관성 얼룩 그림 이다. 예를 들어, 최소한의 얼룩 (그림 1C) 또는 외부 변죽만 DRG 실질 (그림 1D)의 안 내부 측면에 따라 초점 얼룩 실패 주입을 나타냅니다. 또한, 함께 고려, 그림 1C (중앙 DRG 섹션)와 그림 1D (주변 DRG 섹션) 보여주는이 단일 허리 DRG에 대 한 3 차원 내에서 일관 된 얼룩의 부족.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56434/56434fig1.jpg"> 
그림 1 : 주입된 DRG에 DAPI 분포의 3 차원 평가. (A) 에서 성공적인 결과의 대표 한 주입된 허리 DRG 중앙 섹션. 마커 염료 DAPI의 얼룩은 균등 하 게 2 차원에서 전체 DRG에 걸쳐 분산. (B)는 병렬 DAPI의 일관성을 보여주는 (a), 같은 DRG의 주변 섹션 3 차원에서 성공적인 주입 확인 섹션의 두 번째 평면 내에서 확산. (C) 에서 최적의 결과의 대표 한 주입된 허리 DRG 중앙 섹션. 최소 DAPI의 얼룩이 지를 볼 수 있다 가끔 foci 제외. (D)는 병렬, 주변 섹션 (c), 동일한 DRG의 DRG 주변 따라 DAPI의 부분 분포를 보여주는. 블루: DAPI. 레드: autofluorescence. 스케일 바 = 500 μ m (A와 C), 100 μ m (B와 D). <a href="//ecsource-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/56434/56434fig1large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭 하십시오.</a>

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Laminotomy for Lumbar Dorsal Root Ganglion Access and Injection in Swine

Intraganglionic 주입에 대 한 요 추 느 루트 신경 절 (DRG)에 대 한 액세스를 제공 하는 돼지에서 laminotomy 하는 방법을 설명 합니다. 사출 진행 intraoperatively 그리고 조직학 수술 후 21 일까지 확인 모니터링 합니다. 이 프로토콜 DRG 주입 관련 된 미래의 전 임상 연구 사용 될 수 있습니다.

Laminotomy 허리 지 루트 신경 절의 액세스 및 돼지에 주입

Dorsal root ganglia (DRG) are anatomically well defined structures that contain all primary sensory neurons below the head. This fact makes DRG attractive ...

laminotomy-for-lumbar-dorsal-root-ganglion-access-injection

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Neuroscience

12.6K 조회수.  Mayo Clinic, Translational Science Track, Mayo Graduate School. Intraganglionic 주입에 대 한 요 추 느 루트 신경 절 (DRG)에 대 한 액세스를 제공 하는 돼지에서 laminotomy 하는 방법을 설명 합니다. 사출 진행 intraoperatively 그리고 조직학 수술 후 21 일까지 확인 모니터링 합니다. 이 프로토콜 DRG 주입 관련 된 미래의 전 임상 연구 사용 될 수 있습니다.

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Chromatin Immunoprecipitation from Dorsal Root Ganglia Tissue following Axonal Injury

Axons in the central nervous system (CNS) do not regenerate while those in the peripheral nervous system (PNS) do regenerate 
to a limited extent after injury (Teng et al., 2006). It is recognized that transcriptional programs essential for neurite and axonal outgrowth are 
reactivated upon injury in the PNS (Makwana et al., 2005). However the tools available to analyze neuronal gene regulation in vivo are limited and 
often challenging.
The dorsal root ganglia (DRG) offer an excellent injury model system because both the CNS and PNS are innervated by a 
bifurcated axon originating from the same soma. The ganglia represent a discrete collection of cell bodies where all transcriptional events occur, 
and thus provide a clearly defined region of transcriptional activity that can be easily and reproducibly removed from the animal. Injury of nerve 
fibers in the PNS (e.g. sciatic nerve), where axonal regeneration does occur, should reveal a set of transcriptional programs that are distinct from 
those responding to a similar injury in the CNS, where regeneration does not take place (e.g. spinal cord). Sites for transcription factor binding, 
histone and DNA modification resulting from injury to either PNS or CNS can be characterized using chromatin immunoprecipitation (ChIP). 
Here, we describe a ChIP protocol using fixed mouse DRG tissue following axonal injury. This powerful combination provides a means for characterizing the pro-regeneration chromatin environment necessary for promoting axonal regeneration.

We present a method for chromatin immunoprecipitation from dorsal root ganglia tissue following axonal injury. The approach can be used to identify specific transcription factor binding sites and epigenetic modification of histone and DNA important for the regeneration of injured axons in both the peripheral and central nervous system.

Axonal 상해 다음 도설 루트 신경 조직에서 염색질의 Immunoprecipitation

Axons in the central nervous system (CNS) do not regenerate while those in the peripheral nervous system (PNS) do regenerate 
to a limited extent after ...

연구

신경과학

Live Imaging of Dorsal Root Axons after Rhizotomy

The primary sensory axons injured by spinal root injuries fail to regenerate into the spinal cord, leading to chronic pain and permanent sensory loss. Regeneration of dorsal root (DR) axons into spinal cord is prevented at the dorsal root entry zone (DREZ), the interface between the CNS and PNS. Our understanding of the molecular and cellular events that prevent regeneration at DREZ is incomplete, in part because complex changes associated with nerve injury have been deduced from postmortem analyses. Dynamic cellular processes, such as axon regeneration, are best studied with techniques that capture real-time events with multiple observations of each living animal. Our ability to monitor neurons serially in vivo has increased dramatically owing to revolutionary innovations in optics and mouse transgenics. Several lines of thy1-GFP transgenic mice, in which subsets of neurons are genetically labeled in distinct fluorescent colors, permit individual neurons to be imaged in vivo1. These mice have been used extensively for in vivo imaging of muscle2-4 and brain5-7, and have provided novel insights into physiological mechanisms that static analyses could not have resolved. Imaging studies of neurons in living spinal cord have only recently begun. Lichtman and his colleagues first demonstrated their feasibility by tracking injured dorsal column (DC) axons with wide-field microscopy8,9. Multi-photon in vivo imaging of deeply positioned DC axons, microglia and blood vessels has also been accomplished10. Over the last few years, we have pioneered in applying in vivo imaging to monitor regeneration of DR axons using wide-field microscopy and H line of thy1-YFP mice. These studies have led us to a novel hypothesis about why DR axons are prevented from regenerating within the spinal cord11.
In H line of thy1-YFP mice, distinct YFP+ axons are superficially positioned, which allows several axons to be monitored simultaneously. We have learned that DR axons arriving at DREZ are better imaged in lumbar than in cervical spinal cord. In the present report we describe several strategies that we have found useful to assure successful long-term and repeated imaging of regenerating DR axons. These include methods that eliminate repeated intubation and respiratory interruption, minimize surgery-associated stress and scar formation, and acquire stable images at high resolution without phototoxicity.

An in vivo imaging protocol to monitor primary sensory axons following dorsal root crush is described. The procedures utilize wide-field fluorescence microscopy and thy1-YFP transgenic mice, and permit repeated imaging of axon regeneration over 4 cm in the PNS and axon interactions with the interface of the CNS.

Rhizotomy 후 도설 루트 Axons의 라이브 영상

The primary sensory axons injured by spinal root injuries fail to regenerate into the spinal cord, leading to chronic pain and permanent sensory loss. ...

Genetic Study of Axon Regeneration with Cultured Adult Dorsal Root Ganglion Neurons

It is well known that mature neurons in the central nervous system (CNS) cannot regenerate their axons after injuries due to diminished intrinsic ability to support axon growth and a hostile environment in the mature CNS1,2. In contrast, mature neurons in the peripheral nervous system (PNS) regenerate readily after injuries3. Adult dorsal root ganglion (DRG) neurons are well known to regenerate robustly after peripheral nerve injuries. Each DRG neuron grows one axon from the cell soma, which branches into two axonal branches: a peripheral branch innervating peripheral targets and a central branch extending into the spinal cord. Injury of the DRG peripheral axons results in substantial axon regeneration, whereas central axons in the spinal cord regenerate poorly after the injury. However, if the peripheral axonal injury occurs prior to the spinal cord injury (a process called the conditioning lesion), regeneration of central axons is greatly improved4. Moreover, the central axons of DRG neurons share the same hostile environment as descending corticospinal axons in the spinal cord. Together, it is hypothesized that the molecular mechanisms controlling axon regeneration of adult DRG neurons can be harnessed to enhance CNS axon regeneration. As a result, adult DRG neurons are now widely used as a model system to study regenerative axon growth5-7.
Here we describe a method of adult DRG neuron culture that can be used for genetic study of axon regeneration in vitro. In this model adult DRG neurons are genetically manipulated via electroporation-mediated gene transfection6,8. By transfecting neurons with DNA plasmid or si/shRNA, this approach enables both gain- and loss-of-function experiments to investigate the role of any gene-of-interest in axon growth from adult DRG neurons. When neurons are transfected with si/shRNA, the targeted endogenous protein is usually depleted after 3-4 days in culture, during which time robust axon growth has already occurred, making the loss-of-function studies less effective. To solve this problem, the method described here includes a re-suspension and re-plating step after transfection, which allows axons to re-grow from neurons in the absence of the targeted protein. Finally, we provide an example of using this in vitro model to study the role of an axon regeneration-associated gene, c-Jun, in mediating axon growth from adult DRG neurons9.

An in vitro model for genetic study of axon regeneration using cultured adult mouse dorsal root ganglion neurons is described. The method includes a re-suspension/re-plating step to allow axon re-growth from neurons undergoing genetic manipulation. This approach is especially useful for loss-of-function studies of axon regeneration using RNAi-based protein knockdown.

교양 성인 지느러미 루트 신경절의 신경 세포와 축삭 재생의 유전 연구

It is well known that mature neurons in the central nervous system (CNS) cannot regenerate their axons after injuries due to diminished intrinsic ability ...

Measuring Spinal Presynaptic Inhibition in Mice By Dorsal Root Potential Recording In Vivo

Presynaptic inhibition is one of the most powerful inhibitory mechanisms in the spinal cord. The underlying physiological mechanism is a depolarization of primary afferent fibers mediated by GABAergic axo-axonal synapses (primary afferent depolarization). The strength of primary afferent depolarization can be measured by recording of volume-conducted potentials at the dorsal root (dorsal root potentials, DRP). Pathological changes of presynaptic inhibition are crucial in the abnormal central processing of certain pain conditions and in some disorders of motor hyperexcitability. Here, we describe a method of recording DRP in vivo in mice. The preparation of spinal cord dorsal roots in the anesthetized animal and the recording procedure using suction electrodes are explained. This method allows measuring GABAergic DRP and thereby estimating spinal presynaptic inhibition in the living mouse. In combination with transgenic mouse models, DRP recording may serve as a powerful tool to investigate disease-associated spinal pathophysiology. In vivo recording has several advantages compared to ex vivo isolated spinal cord preparations, e.g. the possibility of simultaneous recording or manipulation of supraspinal networks and induction of DRP by stimulation of peripheral nerves.

Measuring Spinal Presynaptic Inhibition in Mice By Dorsal Root Potential Recording In Vivo

GABAergic presynaptic inhibition is a powerful inhibitory mechanism in the spinal cord important for motor and sensory signal integration in spinal cord networks. Underlying primary afferent depolarization can be measured by recording of dorsal root potentials (DRP). Here we demonstrate a method of in vivo recording of DRP in mice.

배근 잠재적 기록하여 생쥐의 척수 시냅스 억제를 측정<em&gt; 생체</em

Presynaptic inhibition is one of the most powerful inhibitory mechanisms in the spinal cord. The underlying physiological mechanism is a depolarization of ...

In Vitro Modeling of Cancerous Neural Invasion: The Dorsal Root Ganglion Model

One way that solid tumors disseminate is through neural invasion. This route is well-known in cancers of the head and neck, prostate, and pancreas. These neurotropic cancer cells have a unique ability to migrate unidirectionally along nerves towards the central nervous system (CNS). The dorsal root ganglia (DRG)/cancer cell model is a three dimensional (3D) in vitro model frequently used for studying the interaction between neural stroma and cancer cells. In this model, mouse or human cancer cell lines are grown in ECM adjacent to preparations of freshly dissociated cultured DRG. In this article, the DRG isolation protocol from mice, and implantation in petri dishes for co-culturing with pancreatic cancer cells are demonstrated. Five days after implantation, the cancer cells made contact with the DRG neurites. Later, these cells formed bridgeheads to facilitate more extensive polarized, neurotropic migration of cancer cells.

In Vitro Modeling of Cancerous Neural Invasion: The Dorsal Root Ganglion Model

This video article shows the use of the dorsal root ganglia (DRG)/cancer cell model in pancreatic ductal adenocarcinoma.

등쪽 뿌리 신경절 모델 : 암성 신경 침략의 생체 외 모델링에서

One way that solid tumors disseminate is through neural invasion. This route is well-known in cancers of the head and neck, prostate, and pancreas. These ...

An Approach to Enhance Alignment and Myelination of Dorsal Root Ganglion Neurons

Axon regeneration is a chaotic process due largely to unorganized axon alignment. Therefore, in order for a sufficient number of regenerated axons to bridge the lesion site, properly organized axonal alignment is required. Since demyelination after nerve injury strongly impairs the conductive capacity of surviving axons, remyelination is critical for successful functioning of regenerated nerves. Previously, we demonstrated that mesenchymal stem cells (MSCs) aligned on a pre-stretch induced anisotropic surface because the cells can sense a larger effective stiffness in the stretched direction than in the perpendicular direction. We also showed that an anisotropic surface arising from a mechanical pre-stretched surface similarly affects alignment, as well as growth and myelination of axons. Here, we provide a detailed protocol for preparing a pre-stretched anisotropic surface, the isolation and culture of dorsal root ganglion (DRG) neurons on a pre-stretched surface, and show the myelination behavior of a co-culture of DRG neurons with Schwann cells (SCs) on a pre-stretched surface.

This protocol describes the isolation of dorsal root ganglion (DRG) neurons isolated from rats and the culture of DRG neurons on a static pre-stretched cell culture system to enhance axon alignment, with subsequent co-culture of Schwann Cells (SCs) to promote myelination.

접근 방법은 등쪽 뿌리 신경절 뉴런의 정렬 및 수초를 강화하는

Axon regeneration is a chaotic process due largely to unorganized axon alignment. Therefore, in order for a sufficient number of regenerated axons to ...

Dorsal Root Ganglion Injection and Dorsal Root Crush Injury as a Model for Sensory Axon Regeneration

Achieving axon regeneration after nervous system injury is a challenging task. As different parts of the central nervous system (CNS) differ from each other anatomically, it is important to identify an appropriate model to use for the study of axon regeneration. By using a suitable model, we can formulate a specific treatment based on the severity of injury, the neuronal cell type of interest, and the desired spinal tract for assessing regeneration. Within the sensory pathway, DRG neurons are responsible for relaying sensory information from the periphery to the CNS. We present here a protocol that uses a DRG injection with a viral vector and a concurrent dorsal root crush injury in the lower cervical spinal cord of an adult rat as a model to study sensory axon regeneration. As demonstrated using a control virus, AAV5-GFP, we show the effectiveness of a direct DRG injection in transducing DRG neurons and tracing sensory axons into the spinal cord. We also show the effectiveness of the dorsal root crush injury in denervating the forepaw as an injury model for evaluating axon regeneration. Despite the requirement for specialized training to perform this invasive surgical procedure, the protocol is flexible, and potential users can modify many parts to accommodate their experimental requirements. Importantly, it can serve as a foundation for those in search of a suitable animal model for their studies. We believe that this article will help new users to learn the procedure in a very efficient and effective manner.

This protocol presents the use of a dorsal root ganglion (DRG) injection with a viral vector and a concurrent dorsal root crush injury in an adult rat as a model to study sensory axon regeneration. This model is suitable for investigating the use of gene therapy to promote sensory axon regeneration.

등쪽 뿌리 신경절 사출 및 지느러미 루트 감각 축삭의 재생을위한 모델로 부상 크러시

Achieving axon regeneration after nervous system injury is a challenging task. As different parts of the central nervous system (CNS) differ from each ...

Analysis of Immune Cells in Single Sciatic Nerves and Dorsal Root Ganglion from a Single Mouse Using Flow Cytometry

Nerve-resident immune cells in the peripheral nervous system (PNS) are essential to maintaining neuronal integrity in a healthy nerve. The immune cells of the PNS are affected by injury and disease, affecting the nerve function and the capacity for regeneration. Neuronal immune cells are commonly analyzed by immunofluorescence (IF). While IF is essential for determining the location of the immune cells in the nerve, IF is only semi-quantitative and the method is limited to the number of markers that can be analyzed simultaneously and the degree of surface expression. In this study, flow cytometry was used for quantitative analysis of leukocyte infiltration into sciatic nerves or dorsal root ganglions (DRGs) of individual mice. Single cell analysis was performed using DAPI and several proteins were analyzed simultaneously for either surface or intracellular expression. Both sciatic nerves from one mouse that were treated according to this protocol generated &#8805; 30,000 single nucleated events. The proportion of leukocytes in the sciatic nerves, determined by expression of CD45, was approximately 5% of total cell content in the sciatic nerve and approximately 5-10% in the DRG. Although this protocol focuses primarily on the immune cell population within the PNS, the flexibility of flow cytometry to measure a number of markers simultaneously means that the other cells populations present within the nerve, such as Schwann cells, pericytes, fibroblasts, and endothelial cells, can also be analyzed using this method. This method therefore provides a new means for studying systemic effects on the PNS, such as neurotoxicology and genetic models of neuropathy or in chronic diseases, such as diabetes.

Quantitative analysis of cell content within the murine sciatic nerve is difficult due to the scarcity of the tissue. This protocol describes a method for tissue digestion and preparation that provides sufficient cells for flow cytometry analysis of immune cell populations from nerves of individual mice.

단일 좌 골 신경 및 Cytometry 사용 하 여 단일 마우스에서 지 루트 신경 절에 면역 세포의 분석

Nerve-resident immune cells in the peripheral nervous system (PNS) are essential to maintaining neuronal integrity in a healthy nerve. The immune cells of ...

Dorsal Root Ganglia Isolation and Primary Culture to Study Neurotransmitter Release

Dorsal root ganglia (DRG) contain cell bodies of sensory neurons. This type of neuron is pseudo-unipolar, with two axons that innervate peripheral tissues, such as skin, muscle and visceral organs, as well as the spinal dorsal horn of the central nervous system. Sensory neurons transmit somatic sensation, including touch, pain, thermal, and proprioceptive sensations. Therefore, DRG primary cultures are widely used to study the cellular mechanisms of nociception, physiological functions of sensory neurons, and neural development. The cultured neurons can be applied in studies involving electrophysiology, signal transduction, neurotransmitter release, or calcium imaging. With DRG primary cultures, scientists may culture dissociated DRG neurons to monitor biochemical changes in single or multiple cells, overcoming many of the limitations associated with in vivo experiments. Compared to commercially available DRG-hybridoma cell lines or immortalized DRG neuronal cell lines, the composition and properties of the primary cells are much more similar to sensory neurons in tissue. However, due to the limited number of cultured DRG primary cells that can be isolated from a single animal, it is difficult to perform high-throughput screens for drug targeting studies. In the current article, procedures for DRG collection and culture are described. In addition, we demonstrate the treatment of cultured DRG cells with an agonist of neuropeptide FF receptor type 2 (NPFFR2) to induce the release of peptide neurotransmitters (calcitonin gene-related peptide (CRGP) and substance P (SP)).

Dorsal root ganglia (DRG) primary cultures are frequently used to study physiological functions or pathology-related events in sensory neurons. Here, we demonstrate the use of lumbar DRG cultures to detect the release of neurotransmitters after neuropeptide FF receptor type 2 stimulation with a selective agonist.

신경 전달 물질 방출 공부 하 느 루트 중추 절연 및 주 문화

Dorsal root ganglia (DRG) contain cell bodies of sensory neurons. This type of neuron is pseudo-unipolar, with two axons that innervate peripheral ...

Investigating Mammalian Axon Regeneration: In Vivo Electroporation of Adult Mouse Dorsal Root Ganglion

Electroporation is an essential non-viral gene transfection approach to introduce DNA plasmids or small RNA molecules into cells. A sensory neuron in the dorsal root ganglion (DRGs) extends a single axon with two branches. One branch goes to the peripheral nerve (peripheral branch), and the other branch enters the spinal cord through the dorsal root (central branch). After the neural injury, the peripheral branch regenerates robustly whereas the central branch does not regenerate. Due to the high regenerative capacity, sensory axon regeneration has been widely used as a model system to study mammalian axon regeneration in both the peripheral nervous system (PNS) and the central nervous system (CNS). Here, we describe a previously established approach protocol to manipulate gene expression in mature sensory neurons in vivo via electroporation. Based on transfection with plasmids or small RNA oligos (siRNAs or microRNAs), the approach allows for both loss- and gain-of-function experiments to study the roles of genes-of-interests or microRNAs in regulation of axon regeneration in vivo. In addition, the manipulation of gene expression in vivo can be controlled both spatially and temporally within a relatively short time course. This model system provides a unique tool to investigate the molecular mechanisms by which mammalian axon regeneration is regulated in vivo.

Investigating Mammalian Axon Regeneration: In Vivo Electroporation of Adult Mouse Dorsal Root Ganglion

Electroporation is an effective approach to deliver genes of interests into cells. By applying this approach in vivo on the neurons of adult mouse dorsal root ganglion (DRG), we describe a model to study axon regeneration in vivo.

성인 마우스 지 루트 신경 절의 Electroporation Vivo에서 조사 포유류 축 삭 재생:

Electroporation is an essential non-viral gene transfection approach to introduce DNA plasmids or small RNA molecules into cells. A sensory neuron in the ...