研究は (A.S.B.) にシュルツ財団が支援を行った。

ここで説明したすべてのメソッドは、機関動物ケアおよび使用委員会 (IACUC) メイヨー クリニックのによって承認されている。
 1 前提条件の厳しさと再現性 設計の厳しさを確保するため、良い研究所プラクティスはすべての回で、任意の動物の前に IACUC (または同じような委員会) の内部承認の国家基準に従うに <ol><li>。実験で関与します 。
	注: このプロトコルは、臨床的に忠実なアプローチを維持するために設計されました。したがって、材料・機器・技術は、ヒトでの最高臨床基準と同一の方法で説明します。たとえば、厳密な無菌が続いて、期限切れの材料を使用しないでください</li>。
	実験の設定でこの手法の再現性をサポートする <li>内部標準の運用手順を開発し、豚の品種、体重、性別、および別のコホート間の年齢の変動性を制御します 。
	注: このプロトコルの設計は 38-53 キロの重量を量る豚の使用に基づいていた</li>
</ol> 2。術前動物愛護 <ol><li>手続きの前に 1 日 5 mg/kg で与えられる予防の筋肉 (IM) セフチオフルを管理します</li>。
	<li>固体食糧の動物を高速し、美容トリートメント、オイルの浴室 つまり、前の手順 12 h から動物を制限します</li>。
	<li>IM チレタミンとチレタミン、5 mg/kg で IM キシラジン、2 mg/カットで与えられる Telazol として与えられるを使用して、プロシージャの 1 h 内誘導全身麻酔</li>
	<li>誘導、一度管理 0.18 mg/カットで与えられた皮下 (SC) 持続ブプレノルフィン リリース (SR)</li>
	<li>耳静脈カテーテルを置き、急速なシーケンス挿管気管内チューブを配置するを実行します</li>。
	<li>、パルスオキシメータの心拍数監視機能酸素濃度と心拍数を監視する舌に付います</li>。
	<li>は腹臥位で動物を置き電気クリッパーを使用して背部に皮膚をクリップします。正中線のコロナの平面、正中矢状面と縦肩甲骨の棘、仙骨アペックスからの拡張の大きな二国間の領域上の髪をクリップします。粘着テープを使用して髪とフローティング皮膚削除します</li>。
	<li>暖かい水と石鹸で最大 3 回のクリップされた領域をスクラブし、乾燥肌を糸くずなしのタオルを使用しています</li>。
	<li>マーク二国間の解剖学的ランドマークは、外科用マーカーを使用しています。最後の肋骨、腸骨稜、棘突起、横突起をマークします 。
	注: 最後の肋骨、腸骨稜および横突起をマークすることによって腰椎が画定、スーペリアー、劣っていると横方向の境界に沿ってそれぞれ。このプロトコルは、アクセスと関心の任意の腰部後根神経節の注入を導くために設計されています。参考のため優れた腸骨稜に揃えて L3 または L4 椎</li>。
	<li>手術のスイートへの輸送のための暖かい毛布と動物をカバーします</li>。
</ol> 3。手術群位置決め <ol><li>優しくリフトと変更された大規模な動物愛護動物に位置しやすい動物スリング パッドを入れられた腹部の開口部と 。
	注: 腹部の開口部により、腹部圧力の低減のため背骨の人間の手術中に使用するウィルソン フレームのよう。ターンでは、これは脊髄の血管から術中出血を減少します。スリングは、足は末梢神経衝突から動物を保護するパッド入りの開口部を通して自由にハングできるため便利です。ただし、スリング フレームは金属製、ので、絶縁電気短絡および不注意な動物焼跡を避けるためにパディングされます必要があります。ブランケッ トロールは動物の大きさによって、快適なポジションで頭と首の位置に配置できます</li>。
	1-3% を使用して <li>維持麻酔吸入効果に滴定 (IH) イソフルラン。眼軟膏で目を湿らせて、軽くテープでシャット ダウンします</li>。
	<li>ドキュメント体温、血圧、心拍数、酸素にバイタル サインを監視するための場所のライン。カプノグラフィーによる換気を監視します</li>。
	<li>左または右の肩甲骨上接着剤、使い捨て電気分散電極を配置します</li>。
	<li>管理温めて一日リンガー &#39; 耳静脈カテーテルを通してメンテナンス流体として s。5-10 mL/kg の割合で水分を与える/h.</li>
	<li>胸部と頸部領域に強制空気地球温暖化装置を置き、最後の肋骨が隠れないようにします</li>。
</ol> 4。左サイドの注入のため術野の無菌調製 注: このポイントから厳密な滅菌方法で進む。
<ol><li>、メーカーによると、0.7% ヨウ素 povacrylex と 74% イソプロピル アルコールの幅広いアプリケーションで腰椎始まるを覆う皮膚の準備 &#39; の指示。ガイド針を滅菌方法で配置後でできるためには、過去のマークの横突起正中線のコロナの平面に向かって消毒を拡張することによって投入の側にアプリケーションをえ</li>。
	<li>マーク腰椎棘突起に沿って正中線を越える予定切開部位の概要と長方形の方法で使い捨て手術用タオルを配置します</li>。
	<li>適用接着剤抗菌切開手術のタオルの上に羽織るし、肌を露出しました。場所でカーテンをクランプし、術野をカーテンの端を拡張します</li>。
	<li>スリングの頭で術野と監視の技術者間の極に縦のドレープをセキュリティで保護します</li>。
	<li>セキュア ライン吸引と滅菌ドレープをクランプで術野内スネア。滅菌フィールドからチューブ、ワイヤの端を渡します</li>。
</ol> 5。皮膚の切開し、骨膜下郭清 <ol><li>正中線に沿って腰椎棘突起を触診し、3 連続する椎体のレベルを識別します</li>。
	<li>では、#15 メスを使用して、棘突起に直接後方切開ドレープを 8-12 cm 正中矢状切開を開きます。ガーゼ タンポナーデとモノポーラ電気を使用して止血を維持します 。
	注: これは傍脊柱筋群からの出血を制限されているため、切開は前方方向で先進的な正中線から逸脱していない注意する必要があります。棘突起の定期的な触診は、進歩を促進します。Weitlaner、Meyerding、または Gelpi のリトラクターを自己保持可能性がありますが配置され、解体を容易にするために必要に応じて位置を変更します。吸引は可視性を維持するために使用されます</li>。
	<li>は、皮下組織、胸腰部の筋膜に達するまでモノポーラ電気を使用して脂肪を解剖します。腰部の筋膜に深く棘突起を触診し、棘突起と棘上靭帯スパニングを公開する正中線に沿って筋膜をカットします 。
	注: 胸腰部の筋膜は、内側方向に横、斜めに起こして結合組織粒組織、腱の鞘として識別されます。この時点で、切開は郭清、フィールドの中央に配置されます両側棘突起と棘突起の 3 が完全に表示されるようにする優れたまたは下の方向に延ばされるかもしれない</li>。
	<li>は、棘上靱帯を介して 2 mm 深矢状切開を各棘突起の後方に配置するのに #15 のブレードを使用します。棘突起の後面の左 3 分の 1 に沿って各切開を配置します</li>。
	<li>優しくリリース各株式会社に沿って、各レベルで棘上靱帯5 mm より自由なエレベーターを使用して ision</li>。
	<li>骨膜下の平面を識別し、各棘突起の外側面に沿ってその平面内で解剖します</li>。
	<li>骨膜下郭清を行うように穏やかな並行でそれぞれの棘突起でも郭清を実現します</li>。
	<li>切開骨膜下郭清とのコンサートでモノポーラ電気を使用して棘間のスペースに沿って傍脊柱筋の添付ファイル</li>。
	<li>各レベルのラミナを識別し、横 3 露出した脊椎を接続 2 椎間関節の外側の縁に到達して、パルスと呼ばれる関節間板の外側の縁に到達する骨膜下郭清を続ける間部 。
	注: 重量挙げ、前記、後根神経節が存在する椎間孔の後縁。時折、小静脈は板の後面にある孔から発生します。これらの静脈は、骨膜下の解剖時に破裂する傾向を持っています。バイポーラ電気手術と孔に適用される骨ワックスの組み合わせを使用して簡単に止血します</li>。
</ol> 6。シングル レベル椎 <ol><li>の間に位置し、2 椎間関節の内側、両側板として椎弓切開術のターゲットを識別します</li>。
	<li>尾椎間関節のポイントだけ連続する下関節突起の内側に、下の端まで板をトレースします</li>。
	<li>薄層や中央運河の caudalmost エッジの間の遷移を触診して 5 mm より自由なエレベーターやキュレットを使用しています 。
	注: 硬膜嚢と脊髄の連絡先がこの前触診の楽器が無理に注意です。豚の脊髄腰椎 18 を超えることに注意。触診を容易にするためにこの領域を覆う軟部組織の追加を削除する椎間板 rongeur を使用できます</li>。
	<li>使用、2 mm をかむ癖、45 度 Kerrison rongeur 層状堆積方法で骨を抽出します。レベルだけ茎の尾表面に尾を上方に棘突起の基本に沿って骨を外し、横方向をその完全な範囲にします</li>。
	<li>使用角度、骨骨の除去を支援する rongeurs です。ままに、椎弓切開術は主に完了までの場所で板に接続されていた下関節プロセス</li>。
	<li>では、椎間関節包だけで、下関節プロセスは自由に携帯電話と接続されていることを確認してください。#15 または #11 刃を使用してカプセルを切開します</li>。
	<li>層状堆積方法で下関節プロセスを削除、隣接する関節突起をそのまま 。
	注: 椎弓切開術が完了すると、止血がバイポーラ電気手術で実行されます。モノポーラ電気は神経構造の近接のため使用されません。露出した骨からの出血のサイトに沿って骨ワックスを配置できるし、吸収性ゼラチン スポンジを使用して、軟部組織に近い止血を取得できます。Cottonoid は芯漿液と解剖から血液に有用なツールです</li>。
</ol> 7。後根神経節の解剖 <ol><li>避難区分的硬膜外脂肪表面から深い内側を開始し、横方向に進みます。6-10 フランス ・ フレージャー吸引ヒントとバイポーラ鉗子や吸引を使用して穏やかな郭清によって脂肪を削除します 。
	注: ルーペの拡大や解剖顕微鏡の使用は有用で安全に硬膜外脂肪を避難し、バイポーラ電気手術を用いた硬膜外静脈叢の細心の止血を達成するために必要な詳細レベルを提供します</li>。
	<li>は、superoinferior の方向は、皮膚切開の軸に平行に実行している正中線に沿って硬膜嚢を識別します。硬膜神経根の袖に上昇を与えるため硬膜嚢を見ることができるまで、硬膜嚢に沿って硬膜外脂肪を削除します</li>。
	<li>トレース硬膜袖横と下方に硬膜外脂肪避難によってそれが DRG の周りを拡大して見られるまで 。
	注: は、楕円形のオレンジ色への黄色 DRG を識別します。半ば腰椎 DRG、通常 4-6 mm のサイズで、横方向の内側で一番長い位置で直接下またはそのそれぞれの椎弓根の内側 2-3 mm。茎を優しく触診して神経の鈍い、直角フックを使用できます</li>。
	<li>避難硬膜外脂肪横方向に, 過去の後根神経節、隣接する脊髄神経が見られるまで 。
	注: 痛覚が発生した場合それを修復 6-0 ナイロン縫合糸と滑らかなマイクロ針ドライバーを使用して単純な実行中のスティッチの水密の閉鎖で</li>。
</ol> 8。DRG の注入 <ol><li>22 g 脊髄針の使用 32 ゲージ対流強化配信 (CED) 針の弾道を導くため。皮膚と傍脊柱筋を通して 22 ゲージ ガイド針を穿刺します 。
	注: CED 針、組織、またとして知られている一括フロー、圧力勾配 19 , 20 のための流体の対流を達成するために設計されています</li>。
	<li>DRG の長手方向軸線に近い解剖フィールドの傍脊柱の横壁から飛び出す針の先端で抑えたり、軌道に沿ってガイド針を目指します</li>。
	<li>罰金を調整し針パス針の内腔に DRG の中央に揃えます 。
	注: DRG に連絡するガイド針を許可ことがない必要があります</li>。
	<li>滅菌注射器に滅菌注入液を作成し、滅菌点滴チューブに注射器を接続します</li>。
	<li>は、CED 針にチューブを固定し、滅菌フィールドからシリンジを手します。プログラム可能なシリンジ ポンプに注射器を接続します 。
	注: チューブが不稔性と機動性を維持するために 5 フィートの長さを用意しています。また、それが重要ソリューションに導入される空気の泡がない</li>。
	<li>CED 針先から式が見られるまで、注入液を進める</li>。
	<li>は、ガイド針の内腔内の CED 針を置き、ガイド針の先端から現れるまで CED 針をゆっくりと進みます。DRG は針配置の間に穴を開けられないことを確認します</li>。
	<li>CED 先端の最終的な位置を決定するため、軌道の長軸に沿ってガイド針の位置の微調整をします</li>。
	<li>針と深さとガイドと CED 針の配置が達成されれば連動針ハブを使用して一緒に CED ニードル ガイドをセキュリティで保護します</li>。
	<li>射出装置のすべての接続がしっかりと、ガイド針、CED 針など、注入液と接続チューブが読み込まれることを確認します</li>。
	<li>のおおよその CED 針先と後根神経節に長い軸ガイド針を進める</li>。
	<li>CED 針先に DRG を穿刺します</li>。
	<li>は、DRG の三次元中心に CED 針の先端を沈めます <。br/> メモ: DRG は変数のサイズと形状の三次元構造、DRG 露出 DRG の真の中心で CED 針の先端を正確に配置するために完了しなければなりません。真の後根神経節の中心は 3 つの解剖学的な軸の交点に位置する、すなわち、前方、後方に横に内側と下軸に優れてします</li>。
	<li>卒業率、3 つのステップのボリュームを使って CED による注入液の提供 100 μ L.</li>
	<li>2 で提供 4 μ μ L/分最初のステップ。2 番目の手順の 4 μ L/分で 8 μ L を実現します。3 番目と最後のステップの 8 μ L/分で 88 μ L を提供します 。
	注: 手順と圧平衡を許可する最後のステップ後 3 分一時停止を許可します</li>。
	<li>最終注入ステップと滑らかな、穏やかな動きでその長い軸に沿って 3 分一時停止後に噴射装置を撤回します 。
	注: 無色が注入されたソリューションには濃度 0.1% 重量/体積注入液配布 12 の視覚的評価支援するために、溶液中の着色された染料が含まれます。また、重要な染料 4 &#39;、研究デザイン注入液配布 5 の組織学的評価が必要な場合、6-diamidino-2-phenylindole (DAPI) は 0.25 μ g/μ L の濃度でソリューションに含まれる</li>。
</ol> 9。閉鎖 <ol><li>を動員し、フラッシュ、すなわち 骨片の破片のサイト閉鎖前に手術部位に温かい生理食塩水灌漑の適用 3 ラウンド。生理食塩水と破片を回復する吸引を使用します 。
	注: 灌漑は明確に残るとき、綿密な止血が保証されます。止血剤 (ゼラチン スポンジ) と cottonoid は、この時点で削除されます。さらに、全ての材料や道具は、閉鎖前に切開部位からクリアされていることを確認します</li>。
	<li>閉鎖のため 3 層の手法を使用します</li>。
	<li>は、単純な, 中断, ロック ファッションで 0 縫合糸を使用して腰部の筋膜を縫合します。水密の閉鎖を達成するスティッチ 5 8 ミリメートルのすべてを配置します</li>。
	<li>縫合糸のステッチでシンプルで中断、逆方法で 2-0 縫合糸を使用して皮下組織配置すべて十分な強度を達成するためには 5-8 mm です</li>。
	<li>実行しているシンプルで 0 縫合糸を使って皮膚を閉じるかファッションを中断します</li>。
	<li>行方不明シャープがないことを確認するため針カウンターを使用先決</li>
	<li>生理食塩水で皮膚を洗浄、乾燥肌、および粘着性の包帯ストリップを切開部に垂直に配置します</li>。
	<li>ストリップ、包帯の上にガーゼや最終的な接着剤の抗菌薬の添付場所切開ドレープ</li>。
</ol> 10。術後動物ケア <ol><li>Extubate、暖かい毛布でカバーし、回復には、動物を輸送します</li>。
	<li>術後監視および生存の手術からの回復の標準機関の操作手順に従います。最低限、動物の観察 15 分毎意識、完全麻酔回復が達成されるまでは 1 時間、1 日 2 回のリターンまでその後</li>。
	<li>IM または経口カルプロフェン術後 0 日目から 5 日間、1 日 1 回 4 mg/kg で投与をすることによって術後疼痛管理を提供します。術後 2 日目に一度 0.18 mg/kg、与えられた SC ブプレノルフィン、SR を管理します</li>。
	<li>術後 4 日目に 1 回 5 mg/kg で与えられた IM セフチオフルを与えることによって術後の消毒、管理します</li>。
	<li>術後 5-7 日目に包帯を削除します。創傷治癒が完了したら、通常術後 10-14 日で抜糸します</li>。
	<li>人道的標準制度運用手順に従って動物を安楽死させる研究のエンドポイントに到達します</li>。
</ol>

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なし;著者らは本研究に関連する利益相反をあります。

我々 は後根神経節を介して椎と健康的な大型動物種における intraganglionic 注入の手術手技の方法を説明しようとする具体的には、豚。齧歯類で、同様の方法は詳細な12をされており、DRG を8,10やウイルスベクター 6,7,9,12従来の薬理学的薬剤を提供するために使用ことができます。上記小動物研究からの結果は有望であるし、我々 のプロトコルは、豚にこれらの事前の調査結果を翻訳する他の道を開くでしょうと思います。健康と病気の動物は、上記研究は、臨床研究では小動物のユーティリティをサポートに使われました。必然的に、大動物モデルはサイズと注入液分布の観点から人間の DRG に最高の使用可能な比較をするために必要になります。例えば、DRG サイズの不一致はラットと人間の間明らかであります。大人の L5 DRG、雄ラット測定約 2.6 mm × 1.5 mm 5 11.6 mm x 6.6 mm の大人、男性人間21と比較しています。豚の放射線計測値に基づいて、L5 DRG は約 8.0 mm × 6.0 mm 22をことがわかった。したがって、豚は人間の神経系と筋骨格の解剖学の近くに構造類似のための前臨床研究の特に有用な種として位置しています。これはクリニックで実行によるとこのプロトコルを設計するために使用する逆変換によって証明されます。また、豚は動物を使用、生物医学研究の重要性を成長します。このプロトコルは、大型動物に齧歯動物の仕事から事前の発見を事前に注射剤の intraganglionic 配信の前臨床試験をサポートします。これにより、このプロトコルが痛み医学3を変換する可能性があると我々 が予測する新規分子選択的エージェントと解剖学的選択的配信手法を統合する慢性的な痛みを治療するための新しい戦略を育てます。
成功した DRG 注入に関する追記
豚の腰椎椎体レベルで prelaminar 骨膜は黄色靱帯の代わりに頭の方に続けています。椎、骨膜 Kerrison rongeur の配置によって容易に分離することができます、硬膜の外観を模倣することができます。解剖が実施されるよう、黄色靱帯、骨膜、硬膜外脂肪、硬膜嚢を区別するために重要なステップです。さらに、硬膜外腔の露出は効率的であり、骨膜が板と同時に削除された場合は、少ない出血を招きます。骨膜が骨と一緒に削除されていない場合 #11 刃で切開し、皮下の硬膜外脂肪に公開するために削除できます。
害を行うことが最優先、DRG アクセスおよび注入の目的このバランスが必要があります。硬膜外脂肪の避難を遠く前方に進まないことに注意、または前内側方向よりも、硬膜の神経ルート スリーブと後根神経節、硬膜嚢の肯定的に識別できるようにするために必要な。縦硬膜外静脈が発生すると、郭清硬膜嚢が硬膜の神経ルート スリーブを生じ前内側方向には特に危険です。さらに、この方向で意図しない痛覚、硬膜嚢の表面から脳脊髄液の流出によってシグナル状態のリスクが高まります。
最後の重要なポイントは硬膜嚢、後根、その全体で、脊髄神経の後根神経節を識別します。この 4 つの収束の解剖学的証拠を確立することができますは、後根神経節の完全な定義を確認します。完全に DRG の定義は、周辺の解剖学的境界までの距離を最大化しながら一貫した圧力勾配を確立する CED 針を可能にする三次元中心に針の先端を配置するために必要です。配信ボリュームと広がる野末19,20の範囲に両方の要因が大幅に向上します。真の解剖学的な中心地ではない場所に注入液の最適注入注入液の後根神経節穿刺20の近くのサイトからリークが発生するときに一貫性のない圧力が発生発生します。
DRG 注入 CED 針を使用する場合の問題の 1 つは、コンプライアンスのことです。注入が始まったら、針の先端はまだ可能な限り保たれなければならないまたは他の圧力勾配がコンプライアンス20の急激な変化による放散されます。呼吸運動は、連続した動きのソースを注入中です。ただし、針の動き呼吸遠足にセカンダリのリスクは DRG の穿刺針と後根神経節の両方を呼吸と同期で移動する傍脊柱筋前以内 CED とガイド針の固定による削除主。100 μ L 合計ここで説明したステップの率で 24 分のボリュームの噴射時間。この時間の間に全体の注入装置の外部の混乱には注意が必要があります。外科分野、等、周囲の障害物の配置は、CED 針先と後根神経節の間妨げられていないインターフェイスを確保するため、注入を開始する前に必要に応じて変更する必要があります。

後根神経節 (DRG) は、脊柱に沿って位置する解剖学的離散、神経のコレクションです。各 DRG には、特定の部位からのエンコードおよび中枢神経系 (CNS)、末梢刺激を中継する第一次感覚ニューロンが含まれています。たとえば、変形性関節症の痛みが始まるジョイント約に位置する苦痛の受容器は侵害刺激を認めるとき。このプロセスは侵害受容と呼ばれます。侵害刺激の長期的な意識は、慢性的な痛み1に します。
慢性の苦痛は頻繁に臨床研究2学科 intraganglionic 注入3など DRG に鎮痛薬のターゲットを絞った配信するための便利なメソッドを開発する 1 つの目標があります。ただし、DRG アクセスしにくい椎間孔4のボニーの範囲内に存在するため。いくつかのグループは正常に齧歯動物5,6,7,8,9,10で脊椎外科を使用してこの障害を克服しています。
クリニックで椎弓切除術は一般的な脊椎操作は、椎弓板、それにより脊柱管11を治療の外科的除去を指します。DRG の直接アクセスを余裕に外科的技術の取り込みが齧歯動物5,12で成功している、しかし、翻訳があります関連する構造体のサイズを考慮した非現実的な違いと方法に影響薬物動態学や技術的可能性13,14。たとえば、1 つの研究は、T10 は 3.0、7.0、およびラット、ブタと人間、それぞれ15の 8.2 mm で横脊髄直径を決定しました。したがって、大型動物は良い神経構造のおおよその人間寸法をモデル化します。
豚、Raoreらは複数の脊髄内注射16頚髄へのアクセスにマルチレベル椎弓切除術を使用しました。プロシージャ名は忍容性の段階に私主導臨床試験と同等の治療成績が文書化された17をしました。これらの結果は、技術的な可能性と人間の安全性の予測因子として臨床大動物モデルの継続的な使用をお勧めします。
日には、詳細な方法について手術適応と大型動物種の DRG の注入のために存在しません。この橋渡しのギャップを絞り込むには、DRG 露出豚椎注入のためのプロトコルを報告します。標準脳神経外科技術・機器・材料を用い、現代の手術の実際を模倣するように工夫しました。腰部後根神経節の水溶液を用いた intraganglionic 注射、術後 21 日目後組織を介して配信の成功を確認します。

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="1311">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:543px;">Large humane animal sling</td>
			<td style="width:167px;">Britz &#38; Company</td>
			<td style="width:119px;">002539</td>
			<td style="width:484px;">Modified to include abdominal aperture</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:543px;">Adhesive patient return electrode - 9 inch</td>
			<td style="width:167px;">Medtronic</td>
			<td style="width:119px;">E7506</td>
			<td style="width:484px;">-</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:543px;">Ranger blood &#38; fluid warming system</td>
			<td style="width:167px;">3M</td>
			<td style="width:119px;">24500</td>
			<td style="width:484px;">-</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:543px;">Lactated Ringer&#39;s fluid</td>
			<td style="width:167px;">Hospira</td>
			<td style="width:119px;">0409-7953-09</td>
			<td style="width:484px;">-</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:543px;">Force air warming device</td>
			<td style="width:167px;">3M</td>
			<td style="width:119px;">77500</td>
			<td style="width:484px;">-</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:543px;">Duraprep solution with applicator, 26 ml (0.7% iodine povacrylex, 74% isopropyl alcohol</td>
			<td style="width:167px;">3M</td>
			<td style="width:119px;">8630</td>
			<td style="width:484px;">-</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:543px;">Sterile disposable surgical towels</td>
			<td style="width:167px;">Medline</td>
			<td style="width:119px;">MDT2168286</td>
			<td style="width:484px;">-</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:543px;">Ioban 2 incise drape</td>
			<td style="width:167px;">3M</td>
			<td style="width:119px;">6651EZSB</td>
			<td style="width:484px;">-</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:543px;">Disposable suction canister and tubing</td>
			<td style="width:167px;">Medline</td>
			<td style="width:119px;">DYND44703H</td>
			<td style="width:484px;">-</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:543px;">Button switch electrosurgical monopolar pencil</td>
			<td style="width:167px;">Medtronic</td>
			<td style="width:119px;">E2450H</td>
			<td style="width:484px;">-</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:543px;">Fine smooth straight bipolar electrosurgical forceps, 4 1/2 inch</td>
			<td style="width:167px;">Bovie</td>
			<td style="width:119px;">A826</td>
			<td style="width:484px;">-</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:543px;">#15 blade</td>
			<td style="width:167px;">Miltex</td>
			<td style="width:119px;">4-315</td>
			<td style="width:484px;">-</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:543px;">#11 blade</td>
			<td style="width:167px;">Miltex</td>
			<td style="width:119px;">4-311</td>
			<td style="width:484px;">-</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:543px;">4x4 surgical gauze</td>
			<td style="width:167px;">Dynarex</td>
			<td style="width:119px;">3262</td>
			<td style="width:484px;">-</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:543px;">Weitlaner self-retaining retractor, 8 inch</td>
			<td style="width:167px;">Miltex</td>
			<td style="width:119px;">11-618</td>
			<td style="width:484px;">-</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:543px;">Meyerding self-retaining retractor, 1x2 3/8 inch</td>
			<td style="width:167px;">Sklar</td>
			<td style="width:119px;">42-2078</td>
			<td style="width:484px;">-</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:543px;">Gelpi self-retaining retractor, 7 inch</td>
			<td style="width:167px;">Sklar</td>
			<td style="width:119px;">60-6570</td>
			<td style="width:484px;">-</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:543px;">Freer elevator, 5 mm</td>
			<td style="width:167px;">Medline</td>
			<td style="width:119px;">MDS4641518F</td>
			<td style="width:484px;">-</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:543px;">Bone wax</td>
			<td style="width:167px;">Ethicon</td>
			<td style="width:119px;">W31G</td>
			<td style="width:484px;">-</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:543px;">Spurling intervertebral disc rongeur, 3 mm</td>
			<td style="width:167px;">Sklar</td>
			<td style="width:119px;">42-2852</td>
			<td style="width:484px;">-</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:543px;">Spurling 45-degree, up-biting Kerrison rongeur, 2 mm</td>
			<td style="width:167px;">Medline</td>
			<td style="width:119px;">MDS4052802</td>
			<td style="width:484px;">-</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:543px;">Leksell angled rongeur, 2 mm</td>
			<td style="width:167px;">Sklar</td>
			<td style="width:119px;">40-4097</td>
			<td style="width:484px;">-</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:543px;">Gelfoam, size 50</td>
			<td style="width:167px;">Pfizer</td>
			<td style="width:119px;">AZL32301</td>
			<td style="width:484px;">-</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:543px;">Cottonoid patty</td>
			<td style="width:167px;">Medtronic</td>
			<td style="width:119px;">8004007</td>
			<td style="width:484px;">-</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:543px;">Frazier suction tip, 6 Fr</td>
			<td style="width:167px;">Sklar</td>
			<td style="width:119px;">50-2006</td>
			<td style="width:484px;">-</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:543px;">Frazier suction tip, 10 Fr</td>
			<td style="width:167px;">Sklar</td>
			<td style="width:119px;">50-2010</td>
			<td style="width:484px;">-</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:543px;">Dandy blunt right angle nerve hook</td>
			<td style="width:167px;">Medline</td>
			<td style="width:119px;">MDS4005220</td>
			<td style="width:484px;">-</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:543px;">Nylon suture, 6-0</td>
			<td style="width:167px;">Ethicon</td>
			<td style="width:119px;">697G</td>
			<td style="width:484px;">-</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:543px;">Castroviejo smooth micro needle holder</td>
			<td style="width:167px;">Medline</td>
			<td style="width:119px;">MDG2428614</td>
			<td style="width:484px;">-</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:543px;">22 gauge Quinke point spinal needle</td>
			<td style="width:167px;">Halyard Health</td>
			<td style="width:119px;">18397</td>
			<td style="width:484px;">-</td>
		</tr>
		<tr height="105">
			<td height="105" style="height:105px;width:543px;">32 gauge CED needle with locking Luer hub</td>
			<td style="width:167px;">See comments</td>
			<td style="width:119px;">n/a</td>
			<td style="width:484px;">As in: Pleticha, J., Maus, T.P., Christner, J.A., Marsh, M.P., Lee, K.H., Hooten, W.M., Beutler, A.S. Minimally invasive convection-enhanced delivery of biologics into dorsal root ganglia: validation in the pig model and prospective modeling in humans. Technical note. J Neurosurg. 121(4), 851-8 (2014).</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:543px;">Polyethylene tubing, 5 feet</td>
			<td style="width:167px;">Scientific Commodities</td>
			<td style="width:119px;">BB31695-PE/05</td>
			<td style="width:484px;">-</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:543px;">Monoject syringe, 3 ml</td>
			<td style="width:167px;">Kendall</td>
			<td style="width:119px;">SY15352</td>
			<td style="width:484px;">-</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:543px;">NanoJet syringe pump</td>
			<td style="width:167px;">Chemyx</td>
			<td style="width:119px;">10050</td>
			<td style="width:484px;">-</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:543px;">DAPI</td>
			<td style="width:167px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:119px;">D9542</td>
			<td style="width:484px;">-</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:543px;">Fast Green FCF</td>
			<td style="width:167px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:119px;">F7252</td>
			<td style="width:484px;">-</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:543px;">Bulb irrigation syringe</td>
			<td style="width:167px;">Medline</td>
			<td style="width:119px;">DYND20125</td>
			<td style="width:484px;">-</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:543px;">Fine-toothed Adson forceps</td>
			<td style="width:167px;">Medline</td>
			<td style="width:119px;">MDS1000212</td>
			<td style="width:484px;">-</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:543px;">Vicryl suture, 0</td>
			<td style="width:167px;">Ethicon</td>
			<td style="width:119px;">J603H</td>
			<td style="width:484px;">-</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:543px;">Vicryl suture, 2-0</td>
			<td style="width:167px;">Ethicon</td>
			<td style="width:119px;">J317H</td>
			<td style="width:484px;">-</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:543px;">Needle counter</td>
			<td style="width:167px;">Medline</td>
			<td style="width:119px;">NC20FBRGS</td>
			<td style="width:484px;">-</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:543px;">Steri-strip skin closure, 1/2x4 inch</td>
			<td style="width:167px;">3M</td>
			<td style="width:119px;">R1547</td>
			<td style="width:484px;">-</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

laminotomy for lumbar dorsal root ganglion access and injection in swine

後根神経節 (DRG) は、頭の下のすべての第一次感覚ニューロンが含まれている明確な解剖学的構造です。この事実は、慢性的な痛みの治療を目的とした治療薬の注入の DRG の魅力的なターゲットを作る。小動物モデルにおける各 DRG を囲む椎体骨の外科的切除が含まれるために、DRG の注入を促進する椎弓切除術を使用されています。大型動物種、すなわち、豚の腰部後根神経節の intraganglionic 注射用手法を示す.椎は、DRG 標準脳神経外科技術・機器・材料の使用への直接アクセスを許可するように実行されます。椎弓切除術を介してより広範な骨削除と比べると、後根神経節での十分なアクセスを達成しながら脊髄の解剖学を節約するために椎弓切開術を実施します。DRG 注入の術中の進行状況は、非毒性の染料を使用して監視されます。術後 21 日に安楽死、次の注入の成功は 4', 6-diamidino-2-phenylindole (DAPI) intraganglionic 分布の組織によって決定されます。プロトコルを示す生物学上不活性溶液を注入しています。このメソッドは、DRG のターゲット治療解決に応用の将来的に臨床研究で可能性があります。我々 の方法論は、大型動物種で intraganglionic 小動物パラダイムの訳しをテストを容易する必要があります。さらに、このプロトコルは、これらの豚の DRG 注入の前臨床試験を計画の重要なリソースとして役立つかもしれない。

注入液の広がりの組織学的評価 注入液の後根神経節への配信成功は、広がる DAPI の組織学的評価によって決定されます。このテクニックは、DRG の三次元中心部に針の先端を位置決めを伴います。したがって、正常に配信は、針の先端を両方 (中央 DRG セクション) の近くと遠く (末梢 DRG セクション) を組織切片から汚す DAPI の程度を評価することによって決定されます。図 1 a 図 1 bは、1 つの DRG の成功した射出を表しています。中枢および末梢の両方の DRG 実質を介して均等に分散 DAPI 染色します。したがって、成功した DRG 射出は DAPI 染色三次元の DRG アーキテクチャ全体のびまん性の普及によって示されています。サブ最適な注入は、一貫性のない染色によって例証されます。たとえば、最小限の染色 (図 1) または外側の縁が DRG 柔 (図 1) のない内側の側面に沿って焦点染色失敗した注入を示します。また、一緒に考え、図 1 (中央 DRG セクション) と図 1 (周辺 DRG セクション) この単一の腰部後根神経節の 3 つの次元の内で一貫性のある染色の欠如を示しています。
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56434/56434fig1.jpg"> 
図 1: 挿入された後根神経節における DAPI 分布の三次元評価します。(A)成功した結果の代表的な注入された腰椎 DRG から中央セクション。マーカー色素 DAPI 染色は 2 つの次元で全体の DRG 全体に均一に分散します。(B)平行、DAPI の一貫性を示す (a)、同じ後根神経節の周辺部は 3 次元で成功した注射器を確認するセクションの 2 番目の飛行機内で 。(C)サブ最適な結果の代表的な注入された腰椎 DRG から中央セクション。時折巣を除いて DAPI 染色を最小限に抑えて、見られません。(D)平行、末梢のセクション (c) 同じ DRG DAPI の後根神経節の周辺分布部分を示します。青: DAPI。赤: 蛍光。スケール バー = 500 μ m (A、C) 100 μ m (B、D)。<a href="//ecsource-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/56434/56434fig1large.jpg" target="_blank">この図の拡大版を表示するのにはここをクリックしてください</a>。

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Laminotomy for Lumbar Dorsal Root Ganglion Access and Injection in Swine

Intraganglionic 注入の腰部後根神経節 (DRG) へのアクセスを提供する豚の椎の手法について述べる。注入の進行状況を監視するには、術中と術後後 21 日を確認します。このプロトコルは、DRG の注入を含む今後の臨床研究に使用可能性があります。

腰部後根神経節のアクセスと豚注入の椎

Dorsal root ganglia (DRG) are anatomically well defined structures that contain all primary sensory neurons below the head. This fact makes DRG attractive ...

laminotomy-for-lumbar-dorsal-root-ganglion-access-injection

Universidad San Sebastian

Research

JoVE Journal

Neuroscience

12.6K ビュー.  Mayo Clinic, Translational Science Track, Mayo Graduate School. Intraganglionic 注入の腰部後根神経節 (DRG) へのアクセスを提供する豚の椎の手法について述べる。注入の進行状況を監視するには、術中と術後後 21 日を確認します。このプロトコルは、DRG の注入を含む今後の臨床研究に使用可能性があります。

ビデオ: Laminotomy for Lumbar Dorsal Root Ganglion Access and Injection in Swine

Chromatin Immunoprecipitation from Dorsal Root Ganglia Tissue following Axonal Injury

Axons in the central nervous system (CNS) do not regenerate while those in the peripheral nervous system (PNS) do regenerate 
to a limited extent after injury (Teng et al., 2006). It is recognized that transcriptional programs essential for neurite and axonal outgrowth are 
reactivated upon injury in the PNS (Makwana et al., 2005). However the tools available to analyze neuronal gene regulation in vivo are limited and 
often challenging.
The dorsal root ganglia (DRG) offer an excellent injury model system because both the CNS and PNS are innervated by a 
bifurcated axon originating from the same soma. The ganglia represent a discrete collection of cell bodies where all transcriptional events occur, 
and thus provide a clearly defined region of transcriptional activity that can be easily and reproducibly removed from the animal. Injury of nerve 
fibers in the PNS (e.g. sciatic nerve), where axonal regeneration does occur, should reveal a set of transcriptional programs that are distinct from 
those responding to a similar injury in the CNS, where regeneration does not take place (e.g. spinal cord). Sites for transcription factor binding, 
histone and DNA modification resulting from injury to either PNS or CNS can be characterized using chromatin immunoprecipitation (ChIP). 
Here, we describe a ChIP protocol using fixed mouse DRG tissue following axonal injury. This powerful combination provides a means for characterizing the pro-regeneration chromatin environment necessary for promoting axonal regeneration.

We present a method for chromatin immunoprecipitation from dorsal root ganglia tissue following axonal injury. The approach can be used to identify specific transcription factor binding sites and epigenetic modification of histone and DNA important for the regeneration of injured axons in both the peripheral and central nervous system.

軸索損傷後の脊髄後根神経節の組織からのクロマチン免疫沈降

Axons in the central nervous system (CNS) do not regenerate while those in the peripheral nervous system (PNS) do regenerate 
to a limited extent after ...

神経科学

Live Imaging of Dorsal Root Axons after Rhizotomy

The primary sensory axons injured by spinal root injuries fail to regenerate into the spinal cord, leading to chronic pain and permanent sensory loss. Regeneration of dorsal root (DR) axons into spinal cord is prevented at the dorsal root entry zone (DREZ), the interface between the CNS and PNS. Our understanding of the molecular and cellular events that prevent regeneration at DREZ is incomplete, in part because complex changes associated with nerve injury have been deduced from postmortem analyses. Dynamic cellular processes, such as axon regeneration, are best studied with techniques that capture real-time events with multiple observations of each living animal. Our ability to monitor neurons serially in vivo has increased dramatically owing to revolutionary innovations in optics and mouse transgenics. Several lines of thy1-GFP transgenic mice, in which subsets of neurons are genetically labeled in distinct fluorescent colors, permit individual neurons to be imaged in vivo1. These mice have been used extensively for in vivo imaging of muscle2-4 and brain5-7, and have provided novel insights into physiological mechanisms that static analyses could not have resolved. Imaging studies of neurons in living spinal cord have only recently begun. Lichtman and his colleagues first demonstrated their feasibility by tracking injured dorsal column (DC) axons with wide-field microscopy8,9. Multi-photon in vivo imaging of deeply positioned DC axons, microglia and blood vessels has also been accomplished10. Over the last few years, we have pioneered in applying in vivo imaging to monitor regeneration of DR axons using wide-field microscopy and H line of thy1-YFP mice. These studies have led us to a novel hypothesis about why DR axons are prevented from regenerating within the spinal cord11.
In H line of thy1-YFP mice, distinct YFP+ axons are superficially positioned, which allows several axons to be monitored simultaneously. We have learned that DR axons arriving at DREZ are better imaged in lumbar than in cervical spinal cord. In the present report we describe several strategies that we have found useful to assure successful long-term and repeated imaging of regenerating DR axons. These include methods that eliminate repeated intubation and respiratory interruption, minimize surgery-associated stress and scar formation, and acquire stable images at high resolution without phototoxicity.

An in vivo imaging protocol to monitor primary sensory axons following dorsal root crush is described. The procedures utilize wide-field fluorescence microscopy and thy1-YFP transgenic mice, and permit repeated imaging of axon regeneration over 4 cm in the PNS and axon interactions with the interface of the CNS.

根切断術後の後根の軸索のライブイメージング

The primary sensory axons injured by spinal root injuries fail to regenerate into the spinal cord, leading to chronic pain and permanent sensory loss. ...

Genetic Study of Axon Regeneration with Cultured Adult Dorsal Root Ganglion Neurons

It is well known that mature neurons in the central nervous system (CNS) cannot regenerate their axons after injuries due to diminished intrinsic ability to support axon growth and a hostile environment in the mature CNS1,2. In contrast, mature neurons in the peripheral nervous system (PNS) regenerate readily after injuries3. Adult dorsal root ganglion (DRG) neurons are well known to regenerate robustly after peripheral nerve injuries. Each DRG neuron grows one axon from the cell soma, which branches into two axonal branches: a peripheral branch innervating peripheral targets and a central branch extending into the spinal cord. Injury of the DRG peripheral axons results in substantial axon regeneration, whereas central axons in the spinal cord regenerate poorly after the injury. However, if the peripheral axonal injury occurs prior to the spinal cord injury (a process called the conditioning lesion), regeneration of central axons is greatly improved4. Moreover, the central axons of DRG neurons share the same hostile environment as descending corticospinal axons in the spinal cord. Together, it is hypothesized that the molecular mechanisms controlling axon regeneration of adult DRG neurons can be harnessed to enhance CNS axon regeneration. As a result, adult DRG neurons are now widely used as a model system to study regenerative axon growth5-7.
Here we describe a method of adult DRG neuron culture that can be used for genetic study of axon regeneration in vitro. In this model adult DRG neurons are genetically manipulated via electroporation-mediated gene transfection6,8. By transfecting neurons with DNA plasmid or si/shRNA, this approach enables both gain- and loss-of-function experiments to investigate the role of any gene-of-interest in axon growth from adult DRG neurons. When neurons are transfected with si/shRNA, the targeted endogenous protein is usually depleted after 3-4 days in culture, during which time robust axon growth has already occurred, making the loss-of-function studies less effective. To solve this problem, the method described here includes a re-suspension and re-plating step after transfection, which allows axons to re-grow from neurons in the absence of the targeted protein. Finally, we provide an example of using this in vitro model to study the role of an axon regeneration-associated gene, c-Jun, in mediating axon growth from adult DRG neurons9.

An in vitro model for genetic study of axon regeneration using cultured adult mouse dorsal root ganglion neurons is described. The method includes a re-suspension/re-plating step to allow axon re-growth from neurons undergoing genetic manipulation. This approach is especially useful for loss-of-function studies of axon regeneration using RNAi-based protein knockdown.

培養大人の背根神経節ニューロンの軸索再生の遺伝学的研究

It is well known that mature neurons in the central nervous system (CNS) cannot regenerate their axons after injuries due to diminished intrinsic ability ...

Measuring Spinal Presynaptic Inhibition in Mice By Dorsal Root Potential Recording In Vivo

Presynaptic inhibition is one of the most powerful inhibitory mechanisms in the spinal cord. The underlying physiological mechanism is a depolarization of primary afferent fibers mediated by GABAergic axo-axonal synapses (primary afferent depolarization). The strength of primary afferent depolarization can be measured by recording of volume-conducted potentials at the dorsal root (dorsal root potentials, DRP). Pathological changes of presynaptic inhibition are crucial in the abnormal central processing of certain pain conditions and in some disorders of motor hyperexcitability. Here, we describe a method of recording DRP in vivo in mice. The preparation of spinal cord dorsal roots in the anesthetized animal and the recording procedure using suction electrodes are explained. This method allows measuring GABAergic DRP and thereby estimating spinal presynaptic inhibition in the living mouse. In combination with transgenic mouse models, DRP recording may serve as a powerful tool to investigate disease-associated spinal pathophysiology. In vivo recording has several advantages compared to ex vivo isolated spinal cord preparations, e.g. the possibility of simultaneous recording or manipulation of supraspinal networks and induction of DRP by stimulation of peripheral nerves.

Measuring Spinal Presynaptic Inhibition in Mice By Dorsal Root Potential Recording In Vivo

GABAergic presynaptic inhibition is a powerful inhibitory mechanism in the spinal cord important for motor and sensory signal integration in spinal cord networks. Underlying primary afferent depolarization can be measured by recording of dorsal root potentials (DRP). Here we demonstrate a method of in vivo recording of DRP in mice.

後根潜在的記録によりマウスにおける脊髄シナプス前抑制を測定する<em&gt;インビボ</em

Presynaptic inhibition is one of the most powerful inhibitory mechanisms in the spinal cord. The underlying physiological mechanism is a depolarization of ...

In Vitro Modeling of Cancerous Neural Invasion: The Dorsal Root Ganglion Model

One way that solid tumors disseminate is through neural invasion. This route is well-known in cancers of the head and neck, prostate, and pancreas. These neurotropic cancer cells have a unique ability to migrate unidirectionally along nerves towards the central nervous system (CNS). The dorsal root ganglia (DRG)/cancer cell model is a three dimensional (3D) in vitro model frequently used for studying the interaction between neural stroma and cancer cells. In this model, mouse or human cancer cell lines are grown in ECM adjacent to preparations of freshly dissociated cultured DRG. In this article, the DRG isolation protocol from mice, and implantation in petri dishes for co-culturing with pancreatic cancer cells are demonstrated. Five days after implantation, the cancer cells made contact with the DRG neurites. Later, these cells formed bridgeheads to facilitate more extensive polarized, neurotropic migration of cancer cells.

In Vitro Modeling of Cancerous Neural Invasion: The Dorsal Root Ganglion Model

This video article shows the use of the dorsal root ganglia (DRG)/cancer cell model in pancreatic ductal adenocarcinoma.

後根神経節モデル：癌性神経浸潤のin vitroモデルでは

One way that solid tumors disseminate is through neural invasion. This route is well-known in cancers of the head and neck, prostate, and pancreas. These ...

An Approach to Enhance Alignment and Myelination of Dorsal Root Ganglion Neurons

Axon regeneration is a chaotic process due largely to unorganized axon alignment. Therefore, in order for a sufficient number of regenerated axons to bridge the lesion site, properly organized axonal alignment is required. Since demyelination after nerve injury strongly impairs the conductive capacity of surviving axons, remyelination is critical for successful functioning of regenerated nerves. Previously, we demonstrated that mesenchymal stem cells (MSCs) aligned on a pre-stretch induced anisotropic surface because the cells can sense a larger effective stiffness in the stretched direction than in the perpendicular direction. We also showed that an anisotropic surface arising from a mechanical pre-stretched surface similarly affects alignment, as well as growth and myelination of axons. Here, we provide a detailed protocol for preparing a pre-stretched anisotropic surface, the isolation and culture of dorsal root ganglion (DRG) neurons on a pre-stretched surface, and show the myelination behavior of a co-culture of DRG neurons with Schwann cells (SCs) on a pre-stretched surface.

This protocol describes the isolation of dorsal root ganglion (DRG) neurons isolated from rats and the culture of DRG neurons on a static pre-stretched cell culture system to enhance axon alignment, with subsequent co-culture of Schwann Cells (SCs) to promote myelination.

後根神経節ニューロンのアライメントや髄鞘形成を強化するためのアプローチ

Axon regeneration is a chaotic process due largely to unorganized axon alignment. Therefore, in order for a sufficient number of regenerated axons to ...

Dorsal Root Ganglion Injection and Dorsal Root Crush Injury as a Model for Sensory Axon Regeneration

Achieving axon regeneration after nervous system injury is a challenging task. As different parts of the central nervous system (CNS) differ from each other anatomically, it is important to identify an appropriate model to use for the study of axon regeneration. By using a suitable model, we can formulate a specific treatment based on the severity of injury, the neuronal cell type of interest, and the desired spinal tract for assessing regeneration. Within the sensory pathway, DRG neurons are responsible for relaying sensory information from the periphery to the CNS. We present here a protocol that uses a DRG injection with a viral vector and a concurrent dorsal root crush injury in the lower cervical spinal cord of an adult rat as a model to study sensory axon regeneration. As demonstrated using a control virus, AAV5-GFP, we show the effectiveness of a direct DRG injection in transducing DRG neurons and tracing sensory axons into the spinal cord. We also show the effectiveness of the dorsal root crush injury in denervating the forepaw as an injury model for evaluating axon regeneration. Despite the requirement for specialized training to perform this invasive surgical procedure, the protocol is flexible, and potential users can modify many parts to accommodate their experimental requirements. Importantly, it can serve as a foundation for those in search of a suitable animal model for their studies. We believe that this article will help new users to learn the procedure in a very efficient and effective manner.

This protocol presents the use of a dorsal root ganglion (DRG) injection with a viral vector and a concurrent dorsal root crush injury in an adult rat as a model to study sensory axon regeneration. This model is suitable for investigating the use of gene therapy to promote sensory axon regeneration.

後根神経節インジェクションおよび後根感覚軸索再生のためのモデルとして傷害をつぶします

Achieving axon regeneration after nervous system injury is a challenging task. As different parts of the central nervous system (CNS) differ from each ...

Analysis of Immune Cells in Single Sciatic Nerves and Dorsal Root Ganglion from a Single Mouse Using Flow Cytometry

Nerve-resident immune cells in the peripheral nervous system (PNS) are essential to maintaining neuronal integrity in a healthy nerve. The immune cells of the PNS are affected by injury and disease, affecting the nerve function and the capacity for regeneration. Neuronal immune cells are commonly analyzed by immunofluorescence (IF). While IF is essential for determining the location of the immune cells in the nerve, IF is only semi-quantitative and the method is limited to the number of markers that can be analyzed simultaneously and the degree of surface expression. In this study, flow cytometry was used for quantitative analysis of leukocyte infiltration into sciatic nerves or dorsal root ganglions (DRGs) of individual mice. Single cell analysis was performed using DAPI and several proteins were analyzed simultaneously for either surface or intracellular expression. Both sciatic nerves from one mouse that were treated according to this protocol generated &#8805; 30,000 single nucleated events. The proportion of leukocytes in the sciatic nerves, determined by expression of CD45, was approximately 5% of total cell content in the sciatic nerve and approximately 5-10% in the DRG. Although this protocol focuses primarily on the immune cell population within the PNS, the flexibility of flow cytometry to measure a number of markers simultaneously means that the other cells populations present within the nerve, such as Schwann cells, pericytes, fibroblasts, and endothelial cells, can also be analyzed using this method. This method therefore provides a new means for studying systemic effects on the PNS, such as neurotoxicology and genetic models of neuropathy or in chronic diseases, such as diabetes.

Quantitative analysis of cell content within the murine sciatic nerve is difficult due to the scarcity of the tissue. This protocol describes a method for tissue digestion and preparation that provides sufficient cells for flow cytometry analysis of immune cell populations from nerves of individual mice.

単一の坐骨神経とフローサイトメトリーを使用して単一のマウスの後根神経節における免疫系細胞の解析

Nerve-resident immune cells in the peripheral nervous system (PNS) are essential to maintaining neuronal integrity in a healthy nerve. The immune cells of ...

Dorsal Root Ganglia Isolation and Primary Culture to Study Neurotransmitter Release

Dorsal root ganglia (DRG) contain cell bodies of sensory neurons. This type of neuron is pseudo-unipolar, with two axons that innervate peripheral tissues, such as skin, muscle and visceral organs, as well as the spinal dorsal horn of the central nervous system. Sensory neurons transmit somatic sensation, including touch, pain, thermal, and proprioceptive sensations. Therefore, DRG primary cultures are widely used to study the cellular mechanisms of nociception, physiological functions of sensory neurons, and neural development. The cultured neurons can be applied in studies involving electrophysiology, signal transduction, neurotransmitter release, or calcium imaging. With DRG primary cultures, scientists may culture dissociated DRG neurons to monitor biochemical changes in single or multiple cells, overcoming many of the limitations associated with in vivo experiments. Compared to commercially available DRG-hybridoma cell lines or immortalized DRG neuronal cell lines, the composition and properties of the primary cells are much more similar to sensory neurons in tissue. However, due to the limited number of cultured DRG primary cells that can be isolated from a single animal, it is difficult to perform high-throughput screens for drug targeting studies. In the current article, procedures for DRG collection and culture are described. In addition, we demonstrate the treatment of cultured DRG cells with an agonist of neuropeptide FF receptor type 2 (NPFFR2) to induce the release of peptide neurotransmitters (calcitonin gene-related peptide (CRGP) and substance P (SP)).

Dorsal root ganglia (DRG) primary cultures are frequently used to study physiological functions or pathology-related events in sensory neurons. Here, we demonstrate the use of lumbar DRG cultures to detect the release of neurotransmitters after neuropeptide FF receptor type 2 stimulation with a selective agonist.

伝達物質の放出を勉強する後根神経節細胞の分離と培養

Dorsal root ganglia (DRG) contain cell bodies of sensory neurons. This type of neuron is pseudo-unipolar, with two axons that innervate peripheral ...

Investigating Mammalian Axon Regeneration: In Vivo Electroporation of Adult Mouse Dorsal Root Ganglion

Electroporation is an essential non-viral gene transfection approach to introduce DNA plasmids or small RNA molecules into cells. A sensory neuron in the dorsal root ganglion (DRGs) extends a single axon with two branches. One branch goes to the peripheral nerve (peripheral branch), and the other branch enters the spinal cord through the dorsal root (central branch). After the neural injury, the peripheral branch regenerates robustly whereas the central branch does not regenerate. Due to the high regenerative capacity, sensory axon regeneration has been widely used as a model system to study mammalian axon regeneration in both the peripheral nervous system (PNS) and the central nervous system (CNS). Here, we describe a previously established approach protocol to manipulate gene expression in mature sensory neurons in vivo via electroporation. Based on transfection with plasmids or small RNA oligos (siRNAs or microRNAs), the approach allows for both loss- and gain-of-function experiments to study the roles of genes-of-interests or microRNAs in regulation of axon regeneration in vivo. In addition, the manipulation of gene expression in vivo can be controlled both spatially and temporally within a relatively short time course. This model system provides a unique tool to investigate the molecular mechanisms by which mammalian axon regeneration is regulated in vivo.

Investigating Mammalian Axon Regeneration: In Vivo Electroporation of Adult Mouse Dorsal Root Ganglion

Electroporation is an effective approach to deliver genes of interests into cells. By applying this approach in vivo on the neurons of adult mouse dorsal root ganglion (DRG), we describe a model to study axon regeneration in vivo.

成体マウス後根神経節の調査の哺乳類の軸索の再生: In Vivoエレクトロポレーション

Electroporation is an essential non-viral gene transfection approach to introduce DNA plasmids or small RNA molecules into cells. A sensory neuron in the ...