저자는 PDMS 기판의 제조에 그의 도움을 에릭 바스 감사드립니다, 유용한 제안 및 DRG 분리의 훈련을위한 미시간 대학에서 박사 마리나 마타의 실험실에서 박사 Shiyong 왕, 박사 마크 Tuszynski 박사 . UC 샌디에고 W. 마리 캄파는 SC 격리를위한 유용한 제안 및 프로토콜. 이 연구는 국립 과학 재단 (CBET 0,941,055 및 CBET 1,510,895), 국립 보건 연구소 (R21CA176854, R01GM089866 및 R01EB014986)에 의해 부분적으로 지원되었다.

세포의 분리에 관한 모든 절차는 미시간 주립 대학에서 기관 동물 관리 및 사용위원회에 의해 승인되었습니다. 사전 뻗어 이방성 표면의 1. 준비 <ol><li> 베이스와 경화제의 1 용액과 조직 배양 접시 (12cm 직경)로 혼합물을 부어 : 10을 섞는다. 4,900 mg의베이스와 총 가교 혼합물에 대한 경화제 490 mg을 사용합니다. </li><li> 기포를 제거하기 위해 20 분 동안 진공 하에서 겔 혼합물을 유지한다. </li><li> 60 ° C에서 밤새 경화 오븐에서 혼합 겔을 놓습니다. </li><li> PDMS의 막을 경화 한 후, 165 mTorr의 3 분의 2와 O 65 sccm의 흐름을위한 플라즈마 클리닝 / 에칭 시스템을 사용하여 산소 플라즈마로 표면을 처리한다. </li><li> 인식되는 것은 어느 쪽하는 산소 처리하는 동안, 접시에서 직사각형 막 (5 × 3.5 cm)의 조각을 잘라 확인 산소 처리 된면이 직면을하고 스트레칭 프레임에 고정합니다. A의 프레임을 배치<html> 무대를 스트레칭과 균등하게 10 % 신장에 도달 할 때까지 무대에 노브를 돌려 스트레칭 (또는 다른 미리 정해진 스트레칭, 신장 직접 연신 단계에서 읽을 수 있습니다) 긴 축 9. 프레임의 나사를 조여 스트레칭을 수정합니다. </li><li> 무대에서 프레임을 제거합니다. 막 표면이 건조하고 먼지가 무료입니다 확인 후 막에 단단히 부착 챔버의 접착면을 허용하는 막에 실리콘 실을 배치합니다. 주 : 실리콘 챔버는 PDMS 막에 셀 매체를 유지하기위한 우물을 제공한다. 장치 설계는도 1에 도시되어있다. </li><li> 10 분 동안 UV와 표면을 소독. </li><li> 추가 1 ml의 폴리 -L- 라이신 플라즈마 처리 6 시간 내에 상기 챔버 내부의 PDMS 표면 (PLL) (인산염 완충 염수 중 0.01 %), 37 ℃에서 2 시간 동안 부화 DRG 신경 세포를 파종 전에. 이 세포 부착을 향상시킵니다. </li></ol>DRG의 제작 &quot;&gt; 2. 격리 <ol><li> DRG 뉴런 표준 성장 매체를 준비합니다. </li><li> 단리하기 전에, 분리 장치 및 필터 시약 압력솥. 6 잘 플레이트 잘 하나에 분리 버퍼의 5 ML을 추가하고, 얼음에 플레이트를 놓습니다. 9 ml의 0.05 %의 트립신 - EDTA (1 ㎎ / ㎖)에 콜라게나 A (500 U / ㎖) 1 ㎖를 추가하여 해리 배지 10 ㎖를 준비 얼음에 0.22 μm의 필터와 장소 솔루션을 필터링 할 수 있습니다. </li><li> 절연 7 일 &#39;된 흰쥐 - 열 다섯 열둘을 사용합니다. 75 % 이소프로판올 새끼 스프레이 및 잘린 희생. </li><li> 뒤쪽에서 척수를 덮는 피부를 절개하고 척추 주위에 초과 조직을 제거합니다. 에 수술 스폿 조명 수술 돋보기에서 한 컷 가위로 양쪽에서 척추를 따라 다음 목에서 첫 번째 절개를합니다. 새끼의 몸에서 척추를 분리하고 과도한 근육을 제거합니다. 그런 다음, 경도 따라 절단 가위를 사용척추와 사용 핀셋의 g 축이 완전히 척추를 열고 멸균 15 ML 튜브로 절연 버퍼와 DRGs를 전송하는 큰 구멍을 만드십시오 피펫에서 척추 cord.Remove에게 팁을 추출합니다. </li><li> 핀셋의 벌금 쌍을 사용하여 뼈 주머니에서 신경절을 제거하고 약 10 수집 - 양쪽에서 16 DRG를. 신경 뿌리를 손질하고 얼음처럼 차가운 분리 버퍼에 신경을 전송합니다. </li><li> 멸균 15 ML 튜브로 절연 버퍼와 DRGs를 전송하는 큰 구멍을 만드십시오 피펫에서 팁을 제거합니다. 화학 분리 한 후, 원심 분리기 900 XG에 5 분 동안 4 ℃에서 신경절. </li><li> 조직이 튜브 바닥에 침전 부드럽게 상부에 분리 완충액을 제거하고 분리 관에 배지 10 ㎖를 추가하자. </li><li> 10 분 - 튜브 매 5 진탕하면서 1 시간 동안 37 ° C의 물을 용기에 해리 배지에서 해부 조직을 인큐베이션. </li><li> 후화학 물질 분해, 원심 분리기 900 XG에 신경 및 5 분 동안 4 ° C. </li><li> 상층 액을 제거하고 10 ml의 표준 성장 미디어와 소용돌이의 펠렛을 다시 일시 중지합니다. </li><li> 다시 섹션 2.9에서 나타낸 바와 같이, 해리 된 세포를 원심 분리기. </li><li> , 상층 액을 제거 표준 성장 미디어와 소용돌이의 12 ml의의 펠렛을 다시 일시 중지합니다. </li></ol> 사전 뻗어 표면에 DRG 3. 문화 <ol><li> 세포를 시딩 챔버에서 PLL 용액을 제거하고 멸균 공기 건조하여 PDMS 표면을 린스하기 전에. </li><li> 2 분 파편이 튜브의 바닥에 정착 할 수 있도록 - 세포를 다시 일시 중단 후 1 서스펜션 설정을 할 수 있습니다. 각 스트레칭 챔버에 세포 현탁액의 1.5 ML을 추가하고 5 % CO 2에서 37 ° C에서 품어. </li><li> 10 μL (15 μL) 플루오로 -2- 데 옥시 우리 딘 및 우리 딘 (FDU-U) 주식의 soluti의 혼합물을 추가, 체외에서 일일 (DIV)에서, 아교 세포를 제거하려면(재료의 표 참조) 물론 각에. 7 시간 후, 신선한 표준 성장 매체와이 매체를 교체하고 5 % CO 2와 37 ° C 배양기에서 사전 뻗어 문화 장치를 배치합니다. </li><li> 세포 배양 기간 동안 (2 - 3 주), 신선한 배지로 절반을 보냈다 매체를 대체하여 매 2 일 매체를 변경합니다. 참고 : 2 주 동안 뻗어 미연 신 표면에 배양 한 후, 정제 SCS는 챔버에 추가되고 다른 주 (단계 4.7) 배양. </li></ol> 사전 뻗어 표면에 DRG 신경 세포와 슈반 세포 (희주)의 4. 공동 문화 <ol><li> 박사 캄파의 그룹 이전에 (15)에 의해 설명 된 바와 같이 희주를 분리합니다. <ol><li> 요약하면, 1 일 이전 강아지에서 희주을 격리 할 것. 수집하고 기계적으로 좌골 신경 화학적 (트립신 - EDTA와 콜라게나 A) 모두와 (18 게이지 바늘 / 10 ML의 주사기) 15 해리. </li><li> 폴리 D 라이신 (PDL) 공동으로 해리 세포를 시드5 % CO 2에서 37 ° C에서 ated T25 플라스크 문화. 5 일째에, 안티 네 1.1 항체 및 토끼 보체를 사용하여 항체의 선택을 통해 세포를 정제 및 통로 (2) 정제 된 세포를 계대 배양 - 둘 베코 변형 이글 중간 (DMEM), 10 % 소 태아 혈청을 함유 4. 배양 배지 (FBS) 1 % 페니실린 / 스트렙토 마이신 (펜 / 연쇄상 구균), 21 μg의 / ㎖ 소 뇌하수체는 (BPE)를 추출, 4 μM 포스 콜린. </li></ol></li><li> SCS에에서 배지를 제거하고 플라스크에 5 ml의 0.05 % 트립신 - EDTA를 추가합니다. 3 분 - 2 5 % CO 2에서 37 ° C에서 세포를 품어. </li><li> 들이 플라스크에서 올려이라면 참조 배지 5 ㎖를 추가하고, 플라스크 내의 세포와 혼합하여 10 배 대물 렌즈를 사용하여 광학 현미경으로 세포를 확인한다. </li><li> 200 XG에 15 ML의 원심 분리기 튜브와 원심 분리기에 세포 현탁액을 추가하고 5 분 동안 20 ° C. </li><li> 상층 액을 제거하고 7 ㎖의 표준 DRG 성장 의대에 펠렛을 재현 탁아이오와. </li><li> , 0.5 ml의 마이크로 원심 튜브에 세포 현탁액 10 μL을 트리 판 블루 10 μL와 혼합 한 다음, 10 배 대물 렌즈를 사용하여 광학 현미경 하에서 혈구를 이용하여 세포 수를 카운트. DRG 성장 배지를 첨가하여 5,000 ml의 세포의 세포 현탁액을 희석. </li><li> 연신 실에서 DRG 문화에서 매체의 0.5 ml의를 제거하고 DRG 문화에 SC 현탁액 0.5ml를 추가합니다. </li><li> 문화 37 ° C, 5 % CO 2. 변경에 일주에 대한 세포 미디어 DRG에 대한 새로운 표준 성장 매체와 반 동안 매체를 대체하여 이틀. 일주 공동 배양 한 후, 프로세스 면역 조직 화학 (10)에 의해 세포. </li></ol>

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The authors do not have any conflict of interest to disclose.

사전 뻗어 표면에 축삭 배향을 유도하기 위해 두 가지 중요한 단계가 있습니다 : 1) PDMS 막을와 균일 한 두께의 평면이어야합니다 2) 신경 교세포가 DRG로부터 제거되어야한다. PDMS의 가교제와 혼합하고 오븐에서 경화 후, PDMS 가교 겔 평평한 작업대 위에 보관 및 틸팅을 피하기 위해주의 깊게 취급되어야한다. 플라즈마 처리 후 (세포 부착을 위해 요구되는) 표면의 친수성이 시간에 감쇠 이후 PDMS 막의 산소 플라즈마 처리는 PLL 코팅 법에 의해 6 시간 내에 따라야한다. 플라즈마 처리는 상기 멤브레인의 한쪽면에 도포되어 있기 때문에, 관리는 플라즈마 처리 된 표면에 세포가 위로 향하게한다, 즉, 상기 프레임에 배치되는 올바른 쪽을 위해 접시 오프 PDMS 박리 후에 수행해야 에 연결합니다. DRGs는 척추와 함께 정렬 뼈 포켓 내부에 있습니다. 척추의 색은 흰색이므로젊은 새끼, 상기 척추로부터 DRGs를 구별하기 어렵다. 이 경우에는, 스폿 광에 가까운 척추를 배치하는 것이 중요하다. 뼈가 흰색과 불투명 남아있는 동안 빛 아래에서 DRGs 투명니다. 이는 pH가 신경 세포의 생존에 영향 때문에, 얼음과 생리 학적 pH에서 절개 버퍼를 유지하는 것이 중요하다. 분리 된 조직은 매우 점성이며 원심 분리기 튜브로 전송할 때 피펫 팁에 집착하는 경향이있다. 따라서 큰 개구 전환을 용이하게 생성 할 피펫 맨 끝을 절단. 몇몇 프로토콜에서, 해리 완충액을 첨가하기 전에 분리 된 조직에 필요한 하나 이상의 원심 분리 단계가있다. 이 단계 대신에, 우리의 프로토콜은 다른 세포의 생존 및 밀도에 영향을 미칠 것입니다 추가 원심 분리 단계를 줄여 몇 분, 대한​​ 해부 버퍼에 정착하기 위해 조직을 필요로한다. 세포 밀도는 의존새끼의 수를 희생함으로써 새끼 일관된 번호마다 유지하는 것이 중요하다. DRG 뉴런 따라서, 유사 분열 억제제, FDU-U, 아교 세포의 성장을 억제하는 하나 DIV에서 배양액에 첨가와 함께 격리되는 교세포가있다. 일부 프로토콜 arabinofuranosylcytidine (AraC) 및 FDU-U의 조합을 선호하지만 이는 일반적으로 신경 세포의 초기 성장기 교세포를 억제하기 위해 사용된다. 배양은 분리 된 세포의 밀도에 따라 다른 프로토콜에서 변화에 FDU-U의 몰 농도했다. 우리는 전체 DRG 배양시 (아교 세포가 존재하는 경우), 필요에 따라 유사 분열 억제제 (단계 3.3에 규정 농도로) 여러 번 첨가 할 수있다 알았다. 일반적으로 영향을 DRG 뉴런의 부착 이후 주어진 시간에 많은 양의 (이상 15 μl를) 추가하지 않는 것이 좋습니다. 플라즈마 처리 SURFAC 향상축삭은 첨부 파일을 시작하는 전자 친수성 ​​및 PLL 코팅은 충전 된 표면을 제공한다. 문헌의 참조에있어서, 상기 플라즈마 처리에 의한 친수성 건조 조건 하에서 16 ~ 17 시간 이상 감쇠한다. 그러나 PDMS는 액체 상태에서 물과 느린 반응을 받게 될 것이다 점차적으로 친수성 18 소수성 인에서 변경됩니다. 플라즈마 처리 시간이 지남에 따라서 감쇠 비록 우리의 결과에 영향을주지해야한다. 유리한 조건하에 위치하는 경우 PLL 코팅은 공급자로부터 제품 정보에 따르면, 년 동안 안정하다. 세포가 PLL 코팅 상에 장착되면, 이들은 일반적으로 떨어지지 않는다. 또한, PLL 코팅은 초기 첨부 돕고, 셀들이 더 그들을 도와 세포 외 기질 (ECM) 단백질을 분비 성장 표면 (19)에 고정 된 상태로 유지. 미래의 디자인 개선은 PD에 펩티드의 제올라이트 포함 할 수있다플라즈마 처리 및 PLL 도포 단계를 제거 할 때 가교 MS 네트워크. 프로토콜은 본원에서 성공적 축삭 배향 성장과 수초 형성을 유도하는 표면 이방성을 발생 공학적인 방법을 설명했다. 접근 방법은 실험적으로 두 가지 방법으로 확장 될 수있다. 우선, 이방 표면 배양 신경 조직을 만들고 적용 할 수 있으며, 시험 관내 신경 책자는 생체에 이식 할 수있다. 둘째, 표면 이방성의 개념은 호스트으로 SC의 부상 부위와 수초의 재생 축삭의 배향을 향상시키기 위해 생체 내에서 사용될 수있는 이식 가능한 지지체의 디자인에 혼입 될 수있다. 여러 복잡한 장치 20-22뿐만 아니라 성장 인자의 첨가를 요구하는 다른 방법에 비해, 우리 플랫폼은 비교적 단순하고 쉽게 적용 할 수 있으며, 두 엑손 알리 향상에만 사전 신장에 의존성장 인자를 첨가하지 않아도 gnment 및 수초. 또한 우리가 쉽게 다른 세포 유형에 적용 할 수 모두 중간 엽 줄기 세포 및 DRG 뉴런의 실험 설계에 미리 스트레칭이 개념을 테스트했습니다. 현재의 설계는 장치가 3 dimenstional 세포 배양 시험을 사용하도록 업그레이드 될 수있다 그러나 미래에는 2 차원 표면 축삭 성장을 조사 하였다. 신경 수리 및 이식의 미래 응용 프로그램 제어 방출 약물의 특성과 함께 가교 결합 된 펩티드를 포함하는 생분해 성 천연 또는 합성 물질로 만든 이식 가능한 발판으로 미리 스트레칭을 통합 할 수 있습니다.

신경 손상에서, 근위 및 원위 신경 그루터기는 종종 인해 병변 사이트에 1-2로 신경 다발의 직접 재배치 방지 할 수있다. 일반적으로, 축삭 책자는 연결의 복잡한 네트워크를 형성 축삭의 높은 순서 정렬 번들로 구성된다. 그러나, 신경 재생이 제대로 구성 축삭 정렬 3-4으로 인해 혼란스러운 과정이다. 따라서, 병변 부위를 해소 축삭 재생의 충분한 수를 생성하는 것이 아니라 축삭 조직 배향을 유도 할 필요가있다. 또한, 탈수 초화는 부상 사이트에서 myelinating 세포의 죽음으로 인한 신경 손상을 수반. 탈수 초화가 강하게 축삭 생존의 도전 능력을 손상 때문에, 탈수 초화를 대상으로 또는 재유 수화를 촉진 치료는 신경 손상 (5) 후 기능 회복을 위해 중요하다. 따라서이 프로토콜의 목적은 두 가지 문제를 해결하는 설계 방법을 예시하는 것이다신경 재생의. 재료의 물리적, 기계적 성질, 상이한 축을 따라 측정 할 때의 차이로 정의되는 표면 이방성은 셀의 배향의 성장 및 이동 6-7 영향을인가하고있다. 지형뿐만 아니라, 이방성을 유도하는 다른 방법이있다. 이전에, 우리는 폴리 디메틸 실록산 (PDMS) 멤브레인의 기계적 정적 사전 스트레치에 의해 유도 된 표면 이방성을 조사 하였다. &quot;큰 부과 작은 변형 SUPER&quot;이론은 세포가 연신 방향 감지 유효 강성은 수직 방향과 다른 것을 예측하고 효과적인 강성 차이는 이방성 8면에 기인한다. 미리 연신 PDMS 막에서 배양 된 중간 엽 줄기 세포 (MSC들)을 적극적 표면 당겨 그 결과 이방성을 감지 전 연신 방향 (9)으로 정렬 할 수있다. 마찬가지로, 이방성 표면 AR기계 사전 뻗어면에서 유망한 것은 후근 신경절의 정렬뿐만 아니라 성장과 수초 (DRG) 10 축삭에 영향을 미칩니다. 여기에서 우리는 축삭 재생 (10)을 향상시키기 위해 정적 사전 뻗어 PDMS 기판에 표면 이방성을 유도하기위한 프로토콜을 제공합니다. 축삭 정렬, 원하는 패턴 위상 기능을 유도하기 위해 정렬 섬유 및 채널 6,11-12를 통해 연락처 지침을 제공하는 것으로보고, 축삭 정렬 11,13을 용이하게 입증되었다. 그러나, 섬유, 채널 및 패턴 등의 위상 기능을 통해 축삭 정렬을 유도하는 기술을보고, 길게과 축삭의 두께를 증가 할 수 없습니다. 반면에, 기계는 점진적 스트레치 (14)의 크기를 증가 길고 두꺼운 축색과 스트레칭 방향으로 정렬 축삭 연신되었다. 그러나, 생체 내에서 모터 구동 장치를 포함하는 것은 아니다실행할 수 있는. 반대로, 정적 프리 연신 유도 이방성은 덜 복잡하고보다 용이하게 생체 내 응용 프로그램의 장래 지지체 디자인에 혼입 될 수있다. 이 프로토콜에서, 고정 전 신장 세포 배양 시스템은 위상 기능이없는 표면 이방성을 유도하기 위해 사용된다. 막 프레임 상에 고정되고 소정의 스트레칭 정도는 연신 단계에 적용 그러자 예비 연신 배양 시스템하는 PDMS 막, 신축성 프레임 및 연신 단계로 구성된다. 최대 21 일간 전 배양 연신 표면에 갓 절연 DRG 신경 세포 축삭 정렬 및 두께에 대해 모니터링된다. 그 후, 슈반 세포 (희주) 수초에 대한 모니터링 정렬 된 축삭와 공동 배양. 사전 스트레칭에 의한 표면 이방성을 통합함으로써 우리는 중간 엽 줄기 세포 및 DRG 뉴런 각각 9 ~ 10의 세포 정렬 분화 및 축삭 정렬 성장을 향상 할 수 있었다.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Polydimethylsiloxane &#65288;PDMS)</td>
			<td>Dow Corning</td>
			<td>SYLGARD 184</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Neurobasal Medium 1X</td>
			<td>GibcoBRL</td>
			<td>21103-049</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>B27 Supplement 50X</td>
			<td>GibcoBRL</td>
			<td>17504-044</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glutamax-I 100X</td>
			<td>GibcoBRL</td>
			<td>35050-061</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Albumax-I</td>
			<td>GibcoBRL</td>
			<td>11020-021</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nerve Growth Factor-7S</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>13290-010</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Penicillin-streptomycin</td>
			<td>GibcoBRL</td>
			<td>15140-122</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>0.05% Trypsin-EDTA/1mM EDTA</td>
			<td>GibcoBRL</td>
			<td>25300-054</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Poly-L-Lysine</td>
			<td>Trevigen</td>
			<td><a href="http://www.trevigen.com/item/2/7/64/220/Cultrex_PolyLLysine/">3438-100-01</a></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Poly-D-Lysine</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>p-6407</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fluoro-2 deoxy-uridine</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>F0503</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Uridine</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>U3003</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hank&#8217;s Balanced Salt Solution (HBSS)</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>14170-112</td>
			<td>Isolation Buffer</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Type I Collagenase</td>
			<td>Worthington</td>
			<td>LS004196</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DMEM</td>
			<td>Gibco</td>
			<td>11885</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heat inactivated Fetal Bovine Serum</td>
			<td>Hyclone</td>
			<td>SH30080.03</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>BPE</td>
			<td>Clonetics</td>
			<td>CC-4009</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Forskolin</td>
			<td>Calbiochem</td>
			<td>344270</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Silicone chamber</td>
			<td>Greiner bio-one</td>
			<td>FlexiPERM ConA</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Plasma cleaning/etching system</td>
			<td>March Instruments</td>
			<td>PX-250</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Anti-Thy 1.1 antibody</td>
			<td>Sigma- Aldrich</td>
			<td>M7898</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rabbit Complement</td>
			<td>Sigma- Aldrich</td>
			<td>S-7764</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Standard growth medium</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>For 500 ml Neurobasal Medium 1X, add 10 ml of B-27 50X, 5 ml of Glutamax-I 100X,</td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>2.5 ml of Penicillin/Streptomycin (Penn/Strep), 1 ml of Albumax-I, and 1 &#956;l of NGF-- 7S (50 ug/ml).</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>FDU and Uridine stock solution</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>FDU 100mg in 10ml of ddw (10mg/ml), filter in the hood and divided in 500ul aliquots and store at -20 &#186;C.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Uridine 5g in 166.7ml of ddw (33mg/ml), filter in hood, divide in 200ul aliquots and store at -20 &#186;C.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Take 61.5ul of FDU (10mg/ml) and 20.5ul of Uridine(33mg/ml), and add 4918ul of ddw to a final stock concentration,</td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>then divide in 1 ml aliquots and store at -20 &#186;C.</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

an approach to enhance alignment and myelination of dorsal root ganglion neurons

Axon regeneration is a chaotic process due largely to unorganized axon alignment. Therefore, in order for a sufficient number of regenerated axons to bridge the lesion site, properly organized axonal alignment is required. Since demyelination after nerve injury strongly impairs the conductive capacity of surviving axons, remyelination is critical for successful functioning of regenerated nerves. Previously, we demonstrated that mesenchymal stem cells (MSCs) aligned on a pre-stretch induced anisotropic surface because the cells can sense a larger effective stiffness in the stretched direction than in the perpendicular direction. We also showed that an anisotropic surface arising from a mechanical pre-stretched surface similarly affects alignment, as well as growth and myelination of axons. Here, we provide a detailed protocol for preparing a pre-stretched anisotropic surface, the isolation and culture of dorsal root ganglion (DRG) neurons on a pre-stretched surface, and show the myelination behavior of a co-culture of DRG neurons with Schwann cells (SCs) on a pre-stretched surface.

사전 신장 세포 배양 시스템 DRG 축삭 배향 (10)을 추진. DRG 뉴런 12 일 동안 사전 뻗어 미연 신 표면에 배양 하였다. 축삭은 정렬을 입증하는 β-III-tubulin에 대한 염색 하였다. (2) 문화의 12 일 후 사전 뻗어 미연 신 PDMS 기판에 축삭 방향을 비교 한 그림. 그들은 임의의 배향을 보여 미연 신 PDMS 기판상의 상호 연결된 네트워크를 형성하는 반면, DRG 축삭은 연신 방향에 평행하게 정렬. 축삭 배향을 유도하는 것 외에도 미리 스트레칭 유도 이방성 축삭의 속상 향상. 연결된 축삭 네트워크에서 차이가 연신 표면에 형성 축삭 번들에 정렬 된 축삭은 미연 신 표면에서 관찰. 사전 뻗어 표면이 fascicular 번들은 신경 조직의 TR을 닮은에 작용 생체. 그림 3은 문화 21 일 후 사전 뻗어 미연 신 표면에 DRG 뉴런의 축색 돌기를 보여줍니다. 도 3은 도시 된 바와 같이, 서로 응집 전 연신 기판상의 축삭 fascicular 책자 유사한 등장 번들을 형성한다. 이 예비 연신면은 신경 조직의 재생을 강화 중요하다 예비 연신의 방향으로 폭 넓은 축삭 성장을 촉진 할 수 있었다 제안했다. 수초 형성을 평가하기 위해, SCS는 배향 축삭과 함께 공동 배양 하였다. 2 주 연신 및 연신면에 DRG 신경 세포를 배양 한 후, 정제하여 SCS는 상기 챔버에 첨가하고, 다른 주 동안 배양 하였다. 그림 4에서, 공동 문화의 축삭은 β-III-튜 불린 (녹색)로 염색하고, SCS는 P0 (적색)로 염색된다. P0 성숙으로 SC의 마커이고 또한 수초의 구성 요소,뿐만 아니라 수초의 지표로 간주. 연신 표면에서 축색 돌기에 부착 희주의 암시가 아니라 녹색과 빨간색 얼룩 무작위로 배포됩니다 미연 신 표면에 미리 뻗어 표면에 녹색과 빨간색의 중요한 공동 현지화가있다. 사전 뻗어 표면은 축삭 정렬, fascicular 같은 기관 형성 및 재생 축삭에 희주의 부착, 수초에 대한 모든 중요한을 강화. <img alt="그림 1" src="/files/ftp_upload/54085/54085fig1.jpg" /> 그림 1 :. 사전 스트레치 절차에 대한 도식 (a)는 PDMS 멤브레인의 조각을 슬라이드 수있는 프레임의 두 스트립에 잘립니다. 장치의 프레임은 약 7 &quot;× 5&quot;이고; 괄호는 약 5있다 &quot;× 1, 중괄호의 클램프는 약 3&quot;X 0.25 &quot;, 그리고 컵은 약 1.5&quot;직경 넓은 오픈 탑, 1 &quot;오픈 바닥, 약 0.25 &amp; #(34); 긴. (b) 연신 스테이지 상에 배치하여 프레임을 10 %의 신장률을 적용 롤러를 회전하고 나사를 조여 스트립의 위치를 고정한다. (c) 상기 연신 단계에서 프레임을 제거하고 막에 실리콘 챔버를 연결합니다. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/54085/54085fig1large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a> <img alt="그림 2" src="/files/ftp_upload/54085/54085fig2.jpg" /> 사전 뻗어 미연 신 표면에 축삭 정렬 십이일의 (b)에 미연 신 표면에 시드 DRG 세포에 비해 십이일의 (a)는 정적 사전 뻗어 표면에 시드 DRG 뉴런의 형광 이미지 : 그림 2.. 축삭은 연신 제어 표면에 랜덤하게 배향하면서 축삭, 예비 연신 방향으로 정렬. 축삭의는 항 - 마우스의 β-III 튜 불린 차 항체로 염색하고, 10 배 목표를 사용하여 공 초점 현미경으로 몇 군데 있었다. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/54085/54085fig2large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a> <img alt="그림 3" src="/files/ftp_upload/54085/54085fig3.jpg" /> 그림 3 :에 액슨 두께 성장 대 뻗어 미연 신 PDMS 기판의 (a) 신장 및 (b) 미연 신 표면 이십일일 이후에 DRG 축삭의 위상 콘트라스트 이미지.. 미연 신 표면에 축삭은 간 연결 축삭 네트워크를 형성하면서 연신 표면에 축삭은 두꺼운 번들을 형성했다. 이미지는 10 배 목표를 사용하여 반전 된 위상차 현미경을 사용하여 촬영 하였다. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/54085/54085fig3large.jpg" target="_blank">알을 보려면 여기를 클릭하십시오</a>이 그림의 arger 버전입니다. <img alt="그림 4" src="/files/ftp_upload/54085/54085fig4.jpg" /> 도 4 :. 미연 신 PDMS 기판 대 뻗어 정렬 DRG 축삭과 SC와 공 배양 2 주 연신 및 연신 표면 상에 배양 한 후, 정제하여 SCS는 상기 챔버에 첨가하고, 다른 주 동안 배양 하였다. 연신 표면에 축삭에 대한 (가) β-III-튜 불린 (녹색) 염색; (b)는 β-III-튜 불린의 오버레이 (녹색) 연신 표면에, P0는 (빨간색) 염색; 미연 신 표면에 축삭에 대한 (c)는 β-III-튜 불린 (녹색) 염색; β-III-튜 불린 (녹색)의 (d)에 오버레이 미연 신 표면에, P0 (적색) 염색. 사전 뻗어 표면에서 빨간색과 녹색 얼룩 colocalize, 제안 SCS는에 부착 가능성이 축삭을 myelinating 있습니다. 미연 신에표면은 적색과 녹색 얼룩 무작위로 축색 돌기에 부착되지 않은 희주를 제안, 배포됩니다. 스케일 바 = 100 μm의. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/54085/54085fig4large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a>

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An Approach to Enhance Alignment and Myelination of Dorsal Root Ganglion Neurons

This protocol describes the isolation of dorsal root ganglion (DRG) neurons isolated from rats and the culture of DRG neurons on a static pre-stretched cell culture system to enhance axon alignment, with subsequent co-culture of Schwann Cells (SCs) to promote myelination.

접근 방법은 등쪽 뿌리 신경절 뉴런의 정렬 및 수초를 강화하는

Axon regeneration is a chaotic process due largely to unorganized axon alignment. Therefore, in order for a sufficient number of regenerated axons to ...

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Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Neuroscience

8.4K 조회수.  Michigan State University. This protocol describes the isolation of dorsal root ganglion (DRG) neurons isolated from rats and the culture of DRG neurons on a static pre-stretched cell culture system to enhance axon alignment, with subsequent co-culture of Schwann Cells (SCs) to promote myelination.

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Live Imaging of Dorsal Root Axons after Rhizotomy

The primary sensory axons injured by spinal root injuries fail to regenerate into the spinal cord, leading to chronic pain and permanent sensory loss. Regeneration of dorsal root (DR) axons into spinal cord is prevented at the dorsal root entry zone (DREZ), the interface between the CNS and PNS. Our understanding of the molecular and cellular events that prevent regeneration at DREZ is incomplete, in part because complex changes associated with nerve injury have been deduced from postmortem analyses. Dynamic cellular processes, such as axon regeneration, are best studied with techniques that capture real-time events with multiple observations of each living animal. Our ability to monitor neurons serially in vivo has increased dramatically owing to revolutionary innovations in optics and mouse transgenics. Several lines of thy1-GFP transgenic mice, in which subsets of neurons are genetically labeled in distinct fluorescent colors, permit individual neurons to be imaged in vivo1. These mice have been used extensively for in vivo imaging of muscle2-4 and brain5-7, and have provided novel insights into physiological mechanisms that static analyses could not have resolved. Imaging studies of neurons in living spinal cord have only recently begun. Lichtman and his colleagues first demonstrated their feasibility by tracking injured dorsal column (DC) axons with wide-field microscopy8,9. Multi-photon in vivo imaging of deeply positioned DC axons, microglia and blood vessels has also been accomplished10. Over the last few years, we have pioneered in applying in vivo imaging to monitor regeneration of DR axons using wide-field microscopy and H line of thy1-YFP mice. These studies have led us to a novel hypothesis about why DR axons are prevented from regenerating within the spinal cord11.
In H line of thy1-YFP mice, distinct YFP+ axons are superficially positioned, which allows several axons to be monitored simultaneously. We have learned that DR axons arriving at DREZ are better imaged in lumbar than in cervical spinal cord. In the present report we describe several strategies that we have found useful to assure successful long-term and repeated imaging of regenerating DR axons. These include methods that eliminate repeated intubation and respiratory interruption, minimize surgery-associated stress and scar formation, and acquire stable images at high resolution without phototoxicity.

An in vivo imaging protocol to monitor primary sensory axons following dorsal root crush is described. The procedures utilize wide-field fluorescence microscopy and thy1-YFP transgenic mice, and permit repeated imaging of axon regeneration over 4 cm in the PNS and axon interactions with the interface of the CNS.

Rhizotomy 후 도설 루트 Axons의 라이브 영상

The primary sensory axons injured by spinal root injuries fail to regenerate into the spinal cord, leading to chronic pain and permanent sensory loss. ...

연구

신경과학

Genetic Study of Axon Regeneration with Cultured Adult Dorsal Root Ganglion Neurons

It is well known that mature neurons in the central nervous system (CNS) cannot regenerate their axons after injuries due to diminished intrinsic ability to support axon growth and a hostile environment in the mature CNS1,2. In contrast, mature neurons in the peripheral nervous system (PNS) regenerate readily after injuries3. Adult dorsal root ganglion (DRG) neurons are well known to regenerate robustly after peripheral nerve injuries. Each DRG neuron grows one axon from the cell soma, which branches into two axonal branches: a peripheral branch innervating peripheral targets and a central branch extending into the spinal cord. Injury of the DRG peripheral axons results in substantial axon regeneration, whereas central axons in the spinal cord regenerate poorly after the injury. However, if the peripheral axonal injury occurs prior to the spinal cord injury (a process called the conditioning lesion), regeneration of central axons is greatly improved4. Moreover, the central axons of DRG neurons share the same hostile environment as descending corticospinal axons in the spinal cord. Together, it is hypothesized that the molecular mechanisms controlling axon regeneration of adult DRG neurons can be harnessed to enhance CNS axon regeneration. As a result, adult DRG neurons are now widely used as a model system to study regenerative axon growth5-7.
Here we describe a method of adult DRG neuron culture that can be used for genetic study of axon regeneration in vitro. In this model adult DRG neurons are genetically manipulated via electroporation-mediated gene transfection6,8. By transfecting neurons with DNA plasmid or si/shRNA, this approach enables both gain- and loss-of-function experiments to investigate the role of any gene-of-interest in axon growth from adult DRG neurons. When neurons are transfected with si/shRNA, the targeted endogenous protein is usually depleted after 3-4 days in culture, during which time robust axon growth has already occurred, making the loss-of-function studies less effective. To solve this problem, the method described here includes a re-suspension and re-plating step after transfection, which allows axons to re-grow from neurons in the absence of the targeted protein. Finally, we provide an example of using this in vitro model to study the role of an axon regeneration-associated gene, c-Jun, in mediating axon growth from adult DRG neurons9.

An in vitro model for genetic study of axon regeneration using cultured adult mouse dorsal root ganglion neurons is described. The method includes a re-suspension/re-plating step to allow axon re-growth from neurons undergoing genetic manipulation. This approach is especially useful for loss-of-function studies of axon regeneration using RNAi-based protein knockdown.

교양 성인 지느러미 루트 신경절의 신경 세포와 축삭 재생의 유전 연구

It is well known that mature neurons in the central nervous system (CNS) cannot regenerate their axons after injuries due to diminished intrinsic ability ...

Dorsal Root Ganglia Neurons and Differentiated Adipose-derived Stem Cells: An In Vitro Co-culture Model to Study Peripheral Nerve Regeneration

Dorsal root ganglia (DRG) neurons, located in the intervertebral foramina of the spinal column, can be used to create an in vitro system facilitating the study of nerve regeneration and myelination. The glial cells of the peripheral nervous system, Schwann cells (SC), are key facilitators of these processes; it is therefore crucial that the interactions of these cellular components are studied together. Direct contact between DRG neurons and glial cells provides additional stimuli sensed by specific membrane receptors, further improving the neuronal response. SC release growth factors and proteins in the culture medium, which enhance neuron survival and stimulate neurite sprouting and extension. However, SC require long proliferation time to be used for tissue engineering applications and the sacrifice of an healthy nerve for their sourcing. Adipose-derived stem cells (ASC) differentiated into SC phenotype are a valid alternative to SC for the set-up of a co-culture model with DRG neurons to study nerve regeneration. The present work presents a detailed and reproducible step-by-step protocol to harvest both DRG neurons and ASC from adult rats; to differentiate ASC towards a SC phenotype; and combines the two cell types in a direct co-culture system to investigate the interplay between neurons and SC in the peripheral nervous system. This tool has great potential in the optimization of tissue-engineered constructs for peripheral nerve repair.

Dorsal Root Ganglia Neurons and Differentiated Adipose-derived Stem Cells: An In Vitro Co-culture Model to Study Peripheral Nerve Regeneration

Dorsal root ganglia (DRG) are structures containing the sensory neurons of the peripheral nervous system. When dissociated, they can be co-cultured with SC-like adipose-derived stem cells (ASC), providing a valuable model to study in vitro nerve regeneration and myelination, mimicking the in vivo environment at the injury site.

루트 신경절 신경 세포와 차별화 된 지방 유래 줄기 세포를 이룬다 :<em&gt; 체외</em&gt; 공동 문화 모델은 주변 신경 재생을 연구하는

Dorsal root ganglia (DRG) neurons, located in the intervertebral foramina of the spinal column, can be used to create an in vitro system facilitating the ...

In Vitro Modeling of Cancerous Neural Invasion: The Dorsal Root Ganglion Model

One way that solid tumors disseminate is through neural invasion. This route is well-known in cancers of the head and neck, prostate, and pancreas. These neurotropic cancer cells have a unique ability to migrate unidirectionally along nerves towards the central nervous system (CNS). The dorsal root ganglia (DRG)/cancer cell model is a three dimensional (3D) in vitro model frequently used for studying the interaction between neural stroma and cancer cells. In this model, mouse or human cancer cell lines are grown in ECM adjacent to preparations of freshly dissociated cultured DRG. In this article, the DRG isolation protocol from mice, and implantation in petri dishes for co-culturing with pancreatic cancer cells are demonstrated. Five days after implantation, the cancer cells made contact with the DRG neurites. Later, these cells formed bridgeheads to facilitate more extensive polarized, neurotropic migration of cancer cells.

In Vitro Modeling of Cancerous Neural Invasion: The Dorsal Root Ganglion Model

This video article shows the use of the dorsal root ganglia (DRG)/cancer cell model in pancreatic ductal adenocarcinoma.

등쪽 뿌리 신경절 모델 : 암성 신경 침략의 생체 외 모델링에서

One way that solid tumors disseminate is through neural invasion. This route is well-known in cancers of the head and neck, prostate, and pancreas. These ...

Dorsal Root Ganglion Injection and Dorsal Root Crush Injury as a Model for Sensory Axon Regeneration

Achieving axon regeneration after nervous system injury is a challenging task. As different parts of the central nervous system (CNS) differ from each other anatomically, it is important to identify an appropriate model to use for the study of axon regeneration. By using a suitable model, we can formulate a specific treatment based on the severity of injury, the neuronal cell type of interest, and the desired spinal tract for assessing regeneration. Within the sensory pathway, DRG neurons are responsible for relaying sensory information from the periphery to the CNS. We present here a protocol that uses a DRG injection with a viral vector and a concurrent dorsal root crush injury in the lower cervical spinal cord of an adult rat as a model to study sensory axon regeneration. As demonstrated using a control virus, AAV5-GFP, we show the effectiveness of a direct DRG injection in transducing DRG neurons and tracing sensory axons into the spinal cord. We also show the effectiveness of the dorsal root crush injury in denervating the forepaw as an injury model for evaluating axon regeneration. Despite the requirement for specialized training to perform this invasive surgical procedure, the protocol is flexible, and potential users can modify many parts to accommodate their experimental requirements. Importantly, it can serve as a foundation for those in search of a suitable animal model for their studies. We believe that this article will help new users to learn the procedure in a very efficient and effective manner.

This protocol presents the use of a dorsal root ganglion (DRG) injection with a viral vector and a concurrent dorsal root crush injury in an adult rat as a model to study sensory axon regeneration. This model is suitable for investigating the use of gene therapy to promote sensory axon regeneration.

등쪽 뿌리 신경절 사출 및 지느러미 루트 감각 축삭의 재생을위한 모델로 부상 크러시

Achieving axon regeneration after nervous system injury is a challenging task. As different parts of the central nervous system (CNS) differ from each ...

Laminotomy for Lumbar Dorsal Root Ganglion Access and Injection in Swine

Dorsal root ganglia (DRG) are anatomically well defined structures that contain all primary sensory neurons below the head. This fact makes DRG attractive targets for injection of novel therapeutics aimed at treating chronic pain. In small animal models, laminectomy has been used to facilitate DRG injection because it involves surgical removal of the vertebral bone surrounding each DRG. We demonstrate a technique for intraganglionic injection of lumbar DRG in a large animal species, namely, swine. Laminotomy is performed to allow direct access to DRG using standard neurosurgical techniques, instruments, and materials. Compared with more extensive bone removal via laminectomy, we implement laminotomy to conserve spinal anatomy while achieving sufficient DRG access. Intraoperative progress of DRG injection is monitored using a non-toxic dye. Following euthanasia on post-operative day 21, the success of injection is determined by histology for intraganglionic distribution of 4&#39;,6-diamidino-2-phenylindole (DAPI). We inject a biologically inactive solution to demonstrate the protocol. This method could be applied in future preclinical studies to target therapeutic solutions to DRG. Our methodology should facilitate testing the translatability of intraganglionic small animal paradigms in a large animal species. Additionally, this protocol may serve as a key resource for those planning preclinical studies of DRG injection in swine.

We describe a method for laminotomy in swine that provides access to lumbar dorsal root ganglia (DRG) for intraganglionic injection. Injection progress is monitored intraoperatively and histologically confirmed up to 21 days after surgery. This protocol could be used for future preclinical studies involving DRG injection.

Laminotomy 허리 지 루트 신경 절의 액세스 및 돼지에 주입

Dorsal root ganglia (DRG) are anatomically well defined structures that contain all primary sensory neurons below the head. This fact makes DRG attractive ...

Analysis of Immune Cells in Single Sciatic Nerves and Dorsal Root Ganglion from a Single Mouse Using Flow Cytometry

Nerve-resident immune cells in the peripheral nervous system (PNS) are essential to maintaining neuronal integrity in a healthy nerve. The immune cells of the PNS are affected by injury and disease, affecting the nerve function and the capacity for regeneration. Neuronal immune cells are commonly analyzed by immunofluorescence (IF). While IF is essential for determining the location of the immune cells in the nerve, IF is only semi-quantitative and the method is limited to the number of markers that can be analyzed simultaneously and the degree of surface expression. In this study, flow cytometry was used for quantitative analysis of leukocyte infiltration into sciatic nerves or dorsal root ganglions (DRGs) of individual mice. Single cell analysis was performed using DAPI and several proteins were analyzed simultaneously for either surface or intracellular expression. Both sciatic nerves from one mouse that were treated according to this protocol generated &#8805; 30,000 single nucleated events. The proportion of leukocytes in the sciatic nerves, determined by expression of CD45, was approximately 5% of total cell content in the sciatic nerve and approximately 5-10% in the DRG. Although this protocol focuses primarily on the immune cell population within the PNS, the flexibility of flow cytometry to measure a number of markers simultaneously means that the other cells populations present within the nerve, such as Schwann cells, pericytes, fibroblasts, and endothelial cells, can also be analyzed using this method. This method therefore provides a new means for studying systemic effects on the PNS, such as neurotoxicology and genetic models of neuropathy or in chronic diseases, such as diabetes.

Quantitative analysis of cell content within the murine sciatic nerve is difficult due to the scarcity of the tissue. This protocol describes a method for tissue digestion and preparation that provides sufficient cells for flow cytometry analysis of immune cell populations from nerves of individual mice.

단일 좌 골 신경 및 Cytometry 사용 하 여 단일 마우스에서 지 루트 신경 절에 면역 세포의 분석

Nerve-resident immune cells in the peripheral nervous system (PNS) are essential to maintaining neuronal integrity in a healthy nerve. The immune cells of ...

Dorsal Root Ganglia Isolation and Primary Culture to Study Neurotransmitter Release

Dorsal root ganglia (DRG) contain cell bodies of sensory neurons. This type of neuron is pseudo-unipolar, with two axons that innervate peripheral tissues, such as skin, muscle and visceral organs, as well as the spinal dorsal horn of the central nervous system. Sensory neurons transmit somatic sensation, including touch, pain, thermal, and proprioceptive sensations. Therefore, DRG primary cultures are widely used to study the cellular mechanisms of nociception, physiological functions of sensory neurons, and neural development. The cultured neurons can be applied in studies involving electrophysiology, signal transduction, neurotransmitter release, or calcium imaging. With DRG primary cultures, scientists may culture dissociated DRG neurons to monitor biochemical changes in single or multiple cells, overcoming many of the limitations associated with in vivo experiments. Compared to commercially available DRG-hybridoma cell lines or immortalized DRG neuronal cell lines, the composition and properties of the primary cells are much more similar to sensory neurons in tissue. However, due to the limited number of cultured DRG primary cells that can be isolated from a single animal, it is difficult to perform high-throughput screens for drug targeting studies. In the current article, procedures for DRG collection and culture are described. In addition, we demonstrate the treatment of cultured DRG cells with an agonist of neuropeptide FF receptor type 2 (NPFFR2) to induce the release of peptide neurotransmitters (calcitonin gene-related peptide (CRGP) and substance P (SP)).

Dorsal root ganglia (DRG) primary cultures are frequently used to study physiological functions or pathology-related events in sensory neurons. Here, we demonstrate the use of lumbar DRG cultures to detect the release of neurotransmitters after neuropeptide FF receptor type 2 stimulation with a selective agonist.

신경 전달 물질 방출 공부 하 느 루트 중추 절연 및 주 문화

Dorsal root ganglia (DRG) contain cell bodies of sensory neurons. This type of neuron is pseudo-unipolar, with two axons that innervate peripheral ...

Investigating Mammalian Axon Regeneration: In Vivo Electroporation of Adult Mouse Dorsal Root Ganglion

Electroporation is an essential non-viral gene transfection approach to introduce DNA plasmids or small RNA molecules into cells. A sensory neuron in the dorsal root ganglion (DRGs) extends a single axon with two branches. One branch goes to the peripheral nerve (peripheral branch), and the other branch enters the spinal cord through the dorsal root (central branch). After the neural injury, the peripheral branch regenerates robustly whereas the central branch does not regenerate. Due to the high regenerative capacity, sensory axon regeneration has been widely used as a model system to study mammalian axon regeneration in both the peripheral nervous system (PNS) and the central nervous system (CNS). Here, we describe a previously established approach protocol to manipulate gene expression in mature sensory neurons in vivo via electroporation. Based on transfection with plasmids or small RNA oligos (siRNAs or microRNAs), the approach allows for both loss- and gain-of-function experiments to study the roles of genes-of-interests or microRNAs in regulation of axon regeneration in vivo. In addition, the manipulation of gene expression in vivo can be controlled both spatially and temporally within a relatively short time course. This model system provides a unique tool to investigate the molecular mechanisms by which mammalian axon regeneration is regulated in vivo.

Investigating Mammalian Axon Regeneration: In Vivo Electroporation of Adult Mouse Dorsal Root Ganglion

Electroporation is an effective approach to deliver genes of interests into cells. By applying this approach in vivo on the neurons of adult mouse dorsal root ganglion (DRG), we describe a model to study axon regeneration in vivo.

성인 마우스 지 루트 신경 절의 Electroporation Vivo에서 조사 포유류 축 삭 재생:

Electroporation is an essential non-viral gene transfection approach to introduce DNA plasmids or small RNA molecules into cells. A sensory neuron in the ...

Use of In Vivo Single-fiber Recording and Intact Dorsal Root Ganglion with Attached Sciatic Nerve to Examine the Mechanism of Conduction Failure

Single-fiber recording has been a classical and effective electrophysiological technique over the last few decades because of its specific application for nerve fibers in the central and peripheral nervous systems. This method is particularly applicable to dorsal root ganglia (DRG), which are primary sensory neurons that exhibit a pseudo-unipolar structure of nervous processes. The patterns and features of the action potentials passed along axons are recordable in these neurons. The present study uses in vivo single-fiber recordings to observe the conduction failure of sciatic nerves in complete Freund&#8217;s adjuvant (CFA)-treated rats. As the underlying mechanism cannot be studied using in vivo single-fiber recordings, patch-clamp-recordings of DRG neurons are performed on preparations of intact DRG with the attached sciatic nerve. These recordings reveal a positive correlation between conduction failure and the rising slope of the after-hyperpolarization potential (AHP) of DRG neurons in CFA-treated animals. The protocol for in vivo single fiber-recordings allows the classification of nerve fibers via the measurement of conduction velocity and monitoring of abnormal conditions in nerve fibers in certain diseases. Intact DRG with attached peripheral nerve allows observation of the activity of DRG neurons in most physiological conditions. Conclusively, single-fiber recording combined with electrophysiological recording of intact DRGs is an effective method to examine the role of conduction failure during the analgesic process.

Single-fiber recording is an effective electrophysiological technique that is applicable to the central and peripheral nervous systems. Along with the preparation of intact DRG with the attached sciatic nerve, the mechanism of conduction failure is examined. Both protocols improve the understanding of the peripheral nervous system&#39;s relationship with pain.

전도 실패의 메커니즘을 검사하기 위해 연결된 Sciatic 신경을 가진 생체 내 단일 섬유 기록 및 손상되지 않은 등철 루트 신경절의 사용

Single-fiber recording has been a classical and effective electrophysiological technique over the last few decades because of its specific application for ...