국립 보건원 / NIDA의 DA034783 지원. 우리는 다량 체-PAGE와 기술 지원 브라이언 A 킬링거합니다.

1. 조직 준비 <ol><li> 200 x BN-PAGE 샘플 버퍼 (200 mM Bis (2- 하이드 록시 에틸) 아미노 - 트리스 (하이드 록시 메틸) 메탄 (Bis-Tris), 200 mM NaCl, 40 % w / v 글리세롤, 0.004 % Ponceau S, pH 7.2 ). 비고 :이 저장 용액은 미리 제조하여 4 ℃에서 보관할 수있다. </li><li> 1x 상업용 프로 테아 제 억제제 칵테일을 포함하는 750 μL dH 2 O에서 4x 샘플 버퍼 250 μL를 희석하십시오. 소용돌이 치고 얼음 위에서 식히십시오. </li><li> 30 ML 획기적인 깨끗한 dounce homogenizer와 1 ML 1X 얼음 차가운 BN - 페이지 샘플 버퍼에 대상 조직 20 MG을 균질. 참고 :이 시범 실험을 위해 대상 조직은 전체 쥐 뇌 조직입니다. 균질화 후 샘플을 2 % digitonin과 같은 중성 세제로 처리하여 막 단백질의 가용화 및 전기 영동을 허용 할 수 있습니다. </li><li> 1.5 ML의 microcentrifuge 튜브에 homogenate를 전송하고, 불용성 세포 내용을 펠렛에 30 분 14,000 XG에서 원심 분리기. 애프터R 원심 분리는 얼음에 깨끗한 튜브에 뜨는을 가만히 따르다. </li><li> bicinchoninic 산 (BCA) 또는 유사한 단백질 정량 분석법을 이용하여 상등액의 단백질 농도를 측정하기 위해 제조 지시에 따라. </li><li> 균질 시료 (S)에 세제를 포함 할 경우, 0.25 % 쿠마시에 균질 액을 가지고 충분한 수용액에 5 % 쿠마시 블루 G-250의 양을 추가한다. </li></ol> 2. BN-PAGE <ol><li> 25 mL의 20 배 청색 기본 희석 (BN)이로 버퍼 스톡 (1.0 M 비스 - 트리스, 1.0 M 트리 신, pH를 6.8) 전기 영동 475 mL의 DH 1X 실행 완충액 500 mL로 0.002 % 쿠마시 블루를 함유하는 2 O. <ol><li> 샘플 세제를 포함하는 경우, 그 대신 0.02 %를 함유하는 쿠마 1X 실행 완충액 250 mL의 어느 것도 포함하지 않는 다른 250 mL로 만든다. </li></ol></li><li> 4 ℃로 냉각 완충액 (들). </li><li> 청소 및 제조업체의 지침에 따라 카세트를 붓는 폴리 아크릴 아마이드 젤을 조립. </li><li&gt; 표준 제조법 7 항 BN 폴리 아크릴 아미드 겔 (3 % T 적층 층, 6 % T 해결 층)을 붓고 잘 빗 놓는다. </li><li> 겔을 중합 후에 DH 2 O와 카세트 헹구고 제조사의 지시에 따라 전기 영동 장치를 조립한다. </li><li> 잘 빗를 제거하고 1 배 BN-PAGE 실행 버퍼로 우물을 입력합니다. 샘플이 로딩 될 때까지 버퍼에 전체 내부 챔버를 채우기 피한다. <ol><li> 샘플 세제를 포함하는 경우, 0.02 % 코마시 블루를 함유하는 완충액으로 각 웰을 채운다. 참고 : 4 ° C에서 단계 2.7-2.9를 수행합니다. </li></ol></li><li> 겔 로딩 정보를 사용하여, 목적하는 웰에 20 μg의 단백질을 함유하는 균질 부피 피펫. 미사용 웰로 1X BN-PAGE 샘플 버퍼의 등가 부피 피펫. 참고 :에 추가 균질의 적절한 볼륨을 계산하기 위해 BCA 분석에서 결정된 단백질 농도를 사용하여우물. </li><li> 샘플이 로딩 된 후, 1X BN-PAGE 주행 완충액 내부 챔버를 채운다. 젤이 완전히 버퍼에 빠져들되어 있는지 확인합니다. 다음에, 제조자에 의해 지시 된 레벨로 1X 주행 완충액 외부 챔버를 채운다. <ol><li> 샘플 세제를 포함하는 경우, 0.02 % 코마시 블루를 함유하는 1X 버퍼, 염료 무 1X 런닝 버퍼와 외부 챔버와 내부 챔버를 채운다. </li></ol></li><li> 전원 공급 장치에 전극을 연결하고, 상기 염료 밴드 층으로 해결 ~ 2cm까지 진행됨에 150 V의 겔의 단백질 electrophorese. 중지하고 전원 공급 장치를 분리합니다. </li></ol> 3. 교차 연결 참고 : 4 ° C에서 단계를 3.1-3.6를 수행합니다. <ol><li> 전기 영동 장치를 분해 및 겔 카세트의 유리창을 분리한다. 제거하고 스태킹 층을 버린다. </li><li> 조심 다만 염료 전면의 하단 아래에 겔을 잘라. 갖다이 컷은 같은 부드럽고 똑바로 가능하도록 배려하고 젤의 사용하지 않는 부분을 폐기합니다. 이는 균질 샘플의 모든 단백질을 포함 폭 ~ 2cm, 폴리 아크릴 아마이드 젤의 수평 스트립을 떠날 것이다. </li><li> 겔 스트립의 가장자리에 따라 사용되지 않은 부분을 잘라. </li><li> 조심스럽게 작은 용기에 10 ㎖의 인산염 완충 식염수 (PBS)로 스트립을 배치하고 부드럽게 평형 30 분간 장동 섞는다. </li><li> 평형화 후 폐기하고 다른 10 ㎖ PBS로 대체. 피펫 500 μL의 25 mM의 DSP는 PBS로 디메틸 술폭 시드에 용해하고, 30 분 동안 상기와 같이 (단계 34) 계속 혼합한다. </li><li> 는 DSP 솔루션을 붓고. DSP 미 반응을 종결 2 % 소듐 도데 실 설페이트 (SDS)를 포함 0.375 M 트리스 (히드 록시 메틸) 아미노 메탄 히드로 클로라이드 (트리스 - 염산)의 pH 8.8, 10 ㎖의 추가. 15 분 동안 장동를 계속합니다. </li></ol> 4. SDS-PAGE <ol><li> 겔 스트립 급랭되지만, SDS-PA를 제조표준 방법에 따라 9 GE 겔 용액. 중합 시약을 추가하지 마십시오. </li><li> 급냉 후, 실온 ΒΝ 겔 스트립 돌아가서 새로운 카세트로 겔 스트립 캐스팅. <ol><li> 이렇게하려면 신중 젤을 선택하고 깨끗한 젤 카세트 스페이서 플레이트에 배치합니다. </li><li> 오리엔트 염료 앞의 바닥 즉, BN-PAGE 동안에 가장 멀리 이동 측이 새로운 카세트의 상단에 가까운되어야 새로운 카세트 상부 (가장 가깝도록 스트립; 겔 스트립이 종래로부터 대칭되어야 정위). 그림 3을 참조하십시오. </li><li> 상단 모서리에도 상기 커버 플레이트의 상부 에지가되는 위치에 놓여 지도록 배치 스트립 (즉, 그것은 새 겔의 정상에있을 것이다). 염료 전면 유리판의 수평 에지에 평행 확인. </li><li> t에 공간을두고 이격 벽 중 하나에 대해 절개 띠의 한쪽을 눌러젤 그 반대편 부어하고 단백질 표준 또는 사다리를로드한다. </li><li> 겔 스트립의 하단은 어떤 고르지 않거나 고르지 영역을 포함하는 경우, 신중하게 버려야. 존재하는 경우, 그들은 겔 중에 트랩 기포 주입한다. </li><li> 겔 스트립이 정확하게 위치되면, 스페이서 플레이트 위에 커버 플레이트를하다. 어떤 갇힌 공기 방울을 밀어 부드러운 압력을 적용합니다. </li><li> 제조업체의 지침에 따라 젤 주입 장치를 조립하기 위해 계속합니다. </li></ol></li><li> 분해능 겔 버퍼 중합 시약을 추가하고 혈청 피펫을 사용하여 제조 된 겔 카세트로 붓는다. 스택 층을위한 공간을 떠나, 절제된 BN-PAGE 젤 스트립 아래 ~ 2cm로 겔 카세트를 채 웁니다. </li><li> 부어 겔의 정상에 100 μL 부탄올을 추가하고 해결 층의 중합을 30 분을 허용한다. 부탄올을 붓고. </li><li> 스태킹 겔 용액에 중합 시약을 추가합니다. serolog 사용피펫의 iCal 겔 카세트 나머지 빈 공간을 채우도록 적층 층을 붓는다. <ol><li> 이 겔 스트립 아래의 공간을 채우고, 기포가 트랩되지 않도록 적층 층 붓고 같이 겔 카세트 틸트. </li><li> 스태킹 겔 버퍼 겔 스트립 아래의 빈 공간을 채우는 같이 서서히 레벨에 기초 겔 카세트를 반환한다. </li><li> 거의 오버 플로우 할 때까지 옆에 스태킹 겔 버퍼로 적출 된 젤 스트립에 빈 공간을 채우기 위해 계속합니다. </li></ol></li><li> 적층 층을 30 분 동안 중합하도록 허용. 주 : 겔 중합 동안 10 배 SDS-PAGE에서 러닝 완충액 (250 개 mM의 트리스 (히드 록시 메틸) 아미노 메탄 (트리스), 1.9 M 글리신, 1 % SDS)을 확인. 이것은 또한 미리 만들어 실온에서 저장 될 수있다. </li><li> 1X 작업 버퍼를 만들기 위해 450 mL의 DH 2 O에 50 mL의 10 배 SDS-PAGE 실행 버퍼 주식을 희석. </li><li> 적층 층을 중합 한 후, 겔로부터 주입 카세트 삭제장치는 DH (2) O로 세정하고, 제조자의 지시에 따라 전기 영동 장치를 조립한다. </li><li> 그 제조자에 의해 지정된 레벨로 외부 챔버를 채우 1X SDS-PAGE에서 러닝 완충액으로 완전히 내부 챔버를 채운다. </li><li> 다음 분자량 래더 또는 적절한 단백질 표준 적출 겔 스트립 공간로드. </li><li> 전원 공급 장치에 전극을 부착하고, 쿠마시 염색이 겔을 실행하면 (120)에서 V. 샘플 electrophorese 중지하고 전원을 분리. </li><li> (10) 결합 항체 및 단백질 electroblotting 검출의 표준 방법을 사용하여 겔 분석. </li></ol>

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저자가 공개하는 게 없다.

단백질 - 단백질 상호 작용은 생물이 수행하는 모든 작업에 중요하다. 이 때문에, 그들은 강렬한 조사 및 연구의 주제이다. 다량 체-PAGE는 캡처 분리 및 단백질 복합체의 다양한 분석을위한 신규 한 방법이다. 우리는 이전에 질병 관련 단백질의 α-synuclein의 11 oligimerization 연구에의 적용 가능성을 증명하고있다. 그림 2에서 설명하지만, 그것은 많은 단백질 복합체로 확장합니다. 단백질 복합체를 연구하는 다른 방법에 비해, 다량 체-PAGE 때문에 단순성과 간결성 유리하다. 조직 샘플에서 시간은 완전히 SDS 겔은 약 8 시간이다 분리한다. 검출 일반적인 웨스턴 블롯에 의해 수행 될 수 있기 때문에, 프로토콜은 풀다운 실험과 관련된 것보다 훨씬 더 낮은 검출 한계와 변성 조직 파쇄물에서 수행 될 수있다. 또한, 대부분의 시설이 완비 된 분자 생물학 라보ratories는 작은 선행 투자와 기술을 수행 할 수 있습니다. 나중에 설명으로 다량 체-PAGE와 관련된 문제의 대부분은 문제 해결 및 연구 각 단백질 복합체 방법을 최적화와 함께 제공됩니다. 다량 체-PAGE 대부분의 분자 생물 학자에 액세스 할 수 있어야하지만, 성공은 연구자의 기술과 경험에 따라 달라집니다. 비판적, 새로운 SDS 겔에 BN 젤 스트립의 절단 및 다시 캐스팅은 신중하게해야합니다. 이 전기 평행 대역에서 SDS 겔에 마이그레이션하는 단백질을 야기하도록 겔 스트립을 배향하는 것이 중요하다. 겔 스트립 캐스팅 구부러진 경우, 단백질 밴드는 서로에 마이그레이션 할 데이터가 유실 될 것이다. 특히 큰 단지 들면, SDS-PAGE 겔 내로 캐스팅 전에 겔 스트립 돌리면 마찬가지로 중요하다. 이것은 Laye의 해결로 당겨질 매우 멀리 BN-PAGE 겔 내로 이주되지 않을 큰 착체, 더 많은 시간을 제공한다SDS-PAGE 겔 (R). 중요한 것은, 가교에 의해 야기 된 단백질의 크기 및 물리적 특성의 변화는 분석에서 고려되어야한다. 예를 들면, α-synuclein의 일부 저 분자량 단백질은 물론 PVDF 막에 유지되지 않고, 그 가교 올리고머는 12이다. 이 비교 분석을 혼동 할 수 있으며, 고려되어야한다. 처음-PAGE에 의해 다량 체 착체를 분리 할 때, 상기 방법을 확인하는 것이 중요하다. 우리는 세 가지 검증 / 문제 해결 테스트를 제안한다. 먼저, 관심있는 펩타이드 후 중지 PVDF 멤브레인 상에 스트립을 가릴 겔 스트립의 절단까지 다량 체-PAGE 프로토콜에 따라 BN 겔에 마이그레이션되도록, 관심있는 서브 유니트에 대한 프로브. 신호가없는 경우, 복잡한 가능성이 더욱 다공성되어야하거나, 샘플을 추가로 알아낼 수 마이그레이션 허용되어야 의미하는 BN 겔로 이전되지 않은ING 층. 신호의 존재가 적어도 비 결합 서브 유닛은 겔 내로 이주 것을 확인한다. 이 단계에서, 전체 단지의 존재를 확인하기 어려울 것이다. 서브 유닛의 증거가 BN 겔 스트립에서 검출되는 경우, 두 번째 테스트로 이동. , 가교 공정없이 다량 체-PAGE를 수행 한 후 서브 유닛 용 PVDF 멤브레인 상에 프로브시킨다. 서브 유닛은 SDS의 존재 하에서 변성 및 SDS 겔에 일반적으로 이전한다. 이 발생하지 않는 경우, 가능성이 연구원의 기술 몇 가지 문제가 있습니다. BN 젤 스트립이 제대로 뒤에 약간의 단백질을 떠나, 절단되었을 수도, 또는 SDS 겔 잘못 주조되었을 수 있습니다. 도 1에서 논의 된 바와 같이 마지막으로, 다음과시킨다 프로브는 포함 된 가교제 절단 단계 다량 체-PAGE를 수행한다. 이것은 다량 체-PAGE 프로토콜의 일부 다른 부분의 예기치 않은 결과를 복잡한의 집계는 DSP의 추가로 인해 확인, 그리고. 절단은 감소 초래한다D-강도 골재 밴드 촬상시 증가 된 강도 소단위 단량체 밴드. 응집물 밴드 정상 다량 체-PAGE로부터 보이지 않는 경우, 그러나 강도 단량체 대역 증가가 DSP가 절단되는 경우, 복합체는 아마도 SDS 겔에했으나 해결 층으로 이전에 실패한있다. 현재의 상태에서, 다량 체-PAGE 많은 단백질 복합체에 적용 할 수 있지만, 한 가지 사이즈로 모든 프로토콜이 아닙니다. 그것은 가능성이 관심의 각 복잡한 위해 수정 될 필요가있다. 한 가지 일반적인 문제는 그림 2에서 설명된다 : 캡처 한 단지는 종종 거의 SDS-PAGE에 마이그레이션하는 것이 너무 크다. 이는 SDS 겔의 기공률을 변경 또는 오랜 기간 동안 전기 영동을 수행하여 관리 될 수있다. 추가적인 합병증 겔에 두 개 이상의 밴드 가끔 존재한다. 가교제와 불완전 반응 중간 분자량 밴드 (13)의 분포를 초래할 수있다. 이것은 DIF 할 수 있습니다다중 대역 생리 올리고머 중요한 중간체, 또는 부분 가교 단순히 의도하지 않은 결과를 나타내는 있는지 확인할 ficult. 분석하기 전에 용해되어야 막 단백질의 경우, 세제의 선택이 단백질 복합체의 행동에 미치는 영향을 고려하는 것도 중요하다. 막 단백질을 용해하는 데 사용 된 세제는 15, 결합 파트너와 그들의 입체, 연결에 영향을 미치며, 14 기능한다. 세제의 선택도에 미치는 영향 (16) 가교의 효과를. 따라서, 이상적인 용해 상태가 연구되고 착체와 다를 가능성이있다. 도 2 숙시 네이트 데 하이드로게나 제의 SDHA 오에 도시 한 바와 같이 다량 체-PAGE는 종종 그것이 겔로 쉽게 이동하도록 충분히 작은 124 kDa의 미토콘드리아 복합체 II의 일부인, 착물을 캡처하지 못한다.이 발견되지 않았 음이 다량 체 - 페이지를 캡처 할 수 없음을 나타냅니다. 이와 같은 사례는 여러 가지 설명이있다. 대부분의 가교 시약은 아미노산의 측쇄와 공유 결합을 형성하는 두 개의 반응성 말단을 포함한다. 효율성있는 가교 시약 캡처 단백질 복합체는 반응 잔류 물에 대한 접근성에 따라 달라집니다. DSP의 경우, 가교 결합은 용매에 노출 된 일차 및 이차 지방족 아미노 기, 라이신 (17)의 일반적 ε - 아미노기의 아 실화에 의해 수행된다. 리신 잔류 물은 일반적으로 단백질의 표면에서 발견되지만, 소수성 센터에서의 임시 격리 13 가교의 효율성을 감소시킨다. 복합체 II의 서브 유닛은 미토콘드리아 막에 매립되며, 심지어 디기 토닌 18 가용화 후, DSP에 액세스 남아있다. 같은 아밀로이드 oligome 매우 크고 밀도 - 포장 단지,중계국은 또한 가교 시약 표면 리신 잔기의 유용성을 제한 할 수있다. 그 결과, 단백질 어셈블리 이러한 유형의 다량 체-PAGE와 호환되지 않을 수있다. 이는 소수성 영역 및 양이온 성 잔기에 결합 쿠마시 블루, 어떤 경우에는 19에서 PBS 차단 가교의 평형 후에 남아 있다는 것도 가능하다. 이것은 감소 또는 다량 체-PAGE에 의해 영향을받는 올리고머의 검출을 제거 할 수 있습니다. 따라서,이 방법은 모든 단백질의 연결을 특성화하기위한 범용 분석되지 않고, 정량, 원하는 곳에서 고려되어서는 안된다. 그러나, 다량 체-PAGE 단백질 착물을 분석하기위한 저렴하고 비교적 빠른 도구 및 기타 설정 수단과 함께 고려 될 수있다.

<html> 정상 세포 기능은 단백질 - 단백질 상호 작용 1, 2에 따라 달라집니다. 그 결과, 인간의 질병은 종종 다양한 단백질 복합체 (3)의 조립 및 행동 교란에 의해 표시된다. 이러한 상호 작용의 특성을 할 수있는 능력 때문에 중요하다. 이러한 상호 작용을 검출하는 수단은 현재 자주 상호 작용 파트너 풀다운 하였다 목적 단백질의 정제를 필요로한다. 통상적 인 정제를 차동 원심 분리, 침전, 및 / 또는 크로마토 그래피 (4)에 의해 달성된다. 이 방법은 시간이 많이 소요되어 각 대상 단백질을 변경해야합니다, 종종 낮은 수율을 초래한다. 현대 정제 방법은 포획 분자 (5)에 결합 된 비드 로케이션 컬럼에 면역 또는 추출하여 단백질을 표적으로하는 펩티드 태그의 융합을 포함이것은 많은 단백질 신성이지만 &quot;&gt; 6. 그것은 잠재적으로 보통 결합 파트너에 대한 친 화성이 다른 구조의 결과, 타겟의 순서 변경을 필요로한다. 일부 단백질 - 단백질 상호 작용에 민감한 성질은이 방법이 적용되지 않을 수 있음을 의미 많은 시나리오. 또한, 단백질 - 단백질 상호 작용을 매핑하는 데 사용 풀다운 분석으로 인해 자유와 미끼 단백질의 비 네이티브 수준의 제한된 도로, 정확한 세포 사진을 캡처 할 수 있습니다. 이상적으로, 단백질 복합체가 정화 또는 풀다운 할 필요없이, 그 나라의 상태를 검출 할 수있다. 블루 천연 폴리 아크릴 아마이드 겔 전기 영동법 (BN-PAGE)의 나트륨 도데 실 설페이트 폴리 아크릴 아마이드 겔 전기 영동법 (SDS-PAGE)에 덜 변성 대안으로 개발 및 생체 시료 7의 일부 단백질 복합체의 분리를 허용 하였다. 그러나, BN-PAGE 단백질은 LAR에 기초하여 구분하기다른 분자 크기, 전하, 입체 구조, 및 결합을 포함한 변수의 GE 번호. 이러한 요소의 상호 작용은 종종 단백질의 공동 분리, 집계 형성, 가난한 단백질 밴드 해상도를 초래한다. 두 차원 네이티브 폴리 아크릴 아미드 겔 전기 영동은 이러한 문제 8의 모든 일부를 해결 있지만. 기본 분리와 관련된 합병증을 피하기 위해, 일부 저자는 조직 해물 4 단백질 복합체를 캡처하는 등의 디티 오비스 (숙신 이미 딜 프로 피오 네이트)와 같은 아민 반응성 가교 시약 (DSP)를 사용합니다. 이 처리 해물을 다음 변성 및 단백질 복합체의 원래 크기와 메이크업을 유지하면서, SDS-PAGE에 의해 분리 될 수있다. 가교 시약이 조직 용해 액에 다른 한 분자의 근접성, 그리고 단백질을 기반으로 반응하기 때문에, 많은 자유도를 가지고 확률 적, 비특이적 배경 크로스를 상호 작용할 수 있습니다-linking 특히 농축 샘플에서 높을 수있다. 이 어려운-해석 결과로 이어질 수 있습니다. 여기서는 하이브리드 BN-PAGE / SDS-PAGE 법의 사용을 입증 분리 복잡한 혼합물에 단백질 어셈블리를 감지하는 멀티 머 - 폴리 아크릴 아미드 겔 전기 영동 (다량 체-PAGE)을 불린다. 우선, 세포 용 해물을 통해 BN-PAGE 폴리 아크릴 아미드 겔에 현탁시킨다. 용 해물을 함유하는 겔은 가교 시약 DSP와 반응시킨다. 의사 고정화 약간 겔상에서 분리 된 단백질은 배경 가교제의 반응성이 감소 의미 훨씬 비특이적 반응 할 가능성이있다. 가교 후, 겔 밴드를 절제하고 SDS-PAGE로 분리 하였다. 생성 된 겔은 전형적 폴리 아크릴 아마이드 겔 전기 영동법과 연관된 임의의 수단에 의해 분석 될 수있다. 이 방법은 추가로 정제 또는 당기 다우 없이도 변성 조직 파쇄물에서 천연 단백질 복합체의 분리 및 검출을 허용엔.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="817">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:336px;">Chemicals</td>
			<td style="width:195px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:336px;">&#949;-Aminocaproic acid</td>
			<td style="width:195px;">Sigma</td>
			<td style="width:119px;">A2504</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:336px;">Acrylamide</td>
			<td style="width:195px;">Acros Organics</td>
			<td style="width:119px;">164855000</td>
			<td>Toxic.</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:336px;">Acrylamide/bisacrilamide 37.5:1 (40%T stock solution)</td>
			<td style="width:195px;">BioRad</td>
			<td style="width:119px;">161-0148</td>
			<td>Toxic.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:336px;">Ammonium persulfate</td>
			<td style="width:195px;">Sigma</td>
			<td style="width:119px;">A3678</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:336px;">Anti rabbit IgG-HRP from goat</td>
			<td style="width:195px;">Santa Cruz Biotechnology</td>
			<td style="width:119px;">sc-2004</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:336px;">Bicinchoninic acid assay kit</td>
			<td style="width:195px;">Thermofisher</td>
			<td style="width:119px;">23225</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:336px;">Bis-tris</td>
			<td style="width:195px;">Sigma</td>
			<td style="width:119px;">B9754</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:336px;">Bovine serum albumin</td>
			<td style="width:195px;">Sigma</td>
			<td style="width:119px;">A9647</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:336px;">Butanol</td>
			<td style="width:195px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:119px;">A399-1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:336px;">Chemiluminescence substrate kit</td>
			<td style="width:195px;">ThermoFisher</td>
			<td style="width:119px;">24078</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:336px;">Coomassie blue G-250</td>
			<td style="width:195px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:119px;">B0770</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:336px;">Digitonin</td>
			<td style="width:195px;">Sigma</td>
			<td style="width:119px;">D141</td>
			<td>Toxic.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:336px;">Dimethyl sulfoxide</td>
			<td style="width:195px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:119px;">D128-1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:336px;">Dithiobis(succinimidylpropionate)</td>
			<td style="width:195px;">Thermo Scientific</td>
			<td style="width:119px;">22585</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:336px;">Dry nonfat milk</td>
			<td style="width:195px;">LabScientific</td>
			<td style="width:119px;">M0841</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:336px;">Glycerol</td>
			<td style="width:195px;">Sigma</td>
			<td style="width:119px;">G9012</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:336px;">Glycine</td>
			<td style="width:195px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:119px;">BP381-5</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:336px;">Halt Protease Inhibitor Cocktail</td>
			<td style="width:195px;">Thermofisher</td>
			<td>78430</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:336px;">Hydrochloric acid</td>
			<td style="width:195px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:119px;">A144SI-212</td>
			<td>For titration. Caustic.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:336px;">Methanol</td>
			<td style="width:195px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:119px;">A412-4</td>
			<td>For PVDF membrane activation. Toxic.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:336px;">Monoclonal anti &#945;-synuclein IgG from rabbit</td>
			<td style="width:195px;">Santa Cruz Biotechnology</td>
			<td style="width:119px;">sc-7011-R</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:336px;">N,N,N&#39;,N&#39;-tetramethylethylenediamine</td>
			<td style="width:195px;">Sigma</td>
			<td style="width:119px;">T9281</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:336px;">N,N&#39;-methylenebisacrylamide</td>
			<td style="width:195px;">Acros Organics</td>
			<td style="width:119px;">16479</td>
			<td>Toxic.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:336px;">NP40</td>
			<td style="width:195px;">Boston Bioproducts</td>
			<td style="width:119px;">P-872</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:336px;">Polysorbate 20 (tween-20)</td>
			<td style="width:195px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:119px;">BP337-500</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:336px;">Polyvinylidene fluoride transfer membranes</td>
			<td style="width:195px;">Thermo Scientific</td>
			<td style="width:119px;">88518</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:336px;">Ponceau S</td>
			<td style="width:195px;">Sigma</td>
			<td style="width:119px;">P3504</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:336px;">Potassium chloride</td>
			<td style="width:195px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:119px;">P217-3</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:336px;">Potassium phosphate monobasic</td>
			<td style="width:195px;">Sigma</td>
			<td style="width:119px;">P9791</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:336px;">Protease inhibitor cocktail</td>
			<td style="width:195px;">Thermo Scientific</td>
			<td style="width:119px;">88265</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:336px;">SDS solution (10% w/v)</td>
			<td style="width:195px;">BioRad</td>
			<td style="width:119px;">161-0416</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:336px;">Sodium chloride</td>
			<td style="width:195px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:119px;">BP358-212</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:336px;">Sodium dodecyl sulfate</td>
			<td style="width:195px;">Sigma</td>
			<td style="width:119px;">L37771</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:336px;">Sodium phosphate monobasic</td>
			<td style="width:195px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:119px;">BP329-1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:336px;">Tricine</td>
			<td style="width:195px;">Sigma</td>
			<td style="width:119px;">T0377</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:336px;">Tris base</td>
			<td style="width:195px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:119px;">BP152-500</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:336px;">Tris-HCl (0.5 M buffer, pH 6.8)</td>
			<td style="width:195px;">BioRad</td>
			<td style="width:119px;">161-0799</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:336px;">Tris-HCl (1.5 M buffer, pH 8.8)</td>
			<td style="width:195px;">BioRad</td>
			<td style="width:119px;">161-0798</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:336px;">Name</td>
			<td style="width:195px;">Company</td>
			<td style="width:119px;">Catalog Number</td>
			<td>Comments</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Instruments</td>
			<td style="width:195px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:336px;">GE Imagequant LAS 4000</td>
			<td style="width:195px;">GE Healthcare</td>
			<td style="width:119px;">28-9558-10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:336px;">ImageJ software</td>
			<td style="width:195px;">NIH</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:336px;">Synergy H1 microplate reader</td>
			<td style="width:195px;">BioTek</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:336px;">Gel Former + Stand</td>
			<td style="width:195px;">Biorad</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:336px;">Microfuge 22R centrifuge</td>
			<td style="width:195px;">Beckman Coulter</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:336px;">2 mL dounce homogenizer</td>
			<td style="width:195px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:336px;">Vortex mixer</td>
			<td style="width:195px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:336px;">Ultrasonic tissue homogenizer</td>
			<td style="width:195px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:119px;">FB120220</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

multimer-page: a method for capturing and resolving protein complexes in biological samples

정화 및 단일 단백질과 펩티드를 연구하는 많은 잘 개발 된 방법이 있습니다. 그러나, 대부분의 세포 기능들은 그들의 비공유 쉽게 정제 기술에 의해 교란 바인딩 때문에 조사하기 어려운 작용 단백질 복합체의 네트워크에 의해 수행된다. 이 작업은 안정화 이차원 폴리 아크릴 아미드 겔 전기 영동을 사용하여 개질 된 조직으로부터 천연 단백질 복합체를 분리하는 방법을 설명한다. 조직 파쇄 액은 단백질 겔로 짧은 거리를 마이그레이션 될 때까지 전류를인가하고, 비 변성 청색 기본 폴리 아크릴 아미드 겔 상에 로딩된다. 이주 된 단백질을 함유하는 겔 조각은 절제하고 공유 단백질 복합체를 안정화 아민 반응성 가교 시약 디티 오비스 (숙신 이미 딜 프로 피오 네이트)와 함께 배양된다. 가교 결합 된 복합체를 포함하는 겔 스트립이어서 소듐 도데 실 설페이트 폴리 아크릴 아미드 겔에 캐스팅되고, t그는 단지가 완전히 분리된다. 이 방법은 저렴하고 쉽게 배울 수 의미, 기술과 대부분의 분자 생물 학자들에게 친숙한 소재에 의존한다. 이 적절 매우 큰 단지를 분리하는 능력에 제한되고, 보편적으로 성공하지 않은 반면, 방법은 잘 연구 단지의 다양한 캡처 할 수 있었고, 관심이 많은 시스템에 가능성이 적용됩니다.

이 데모 실험에서 다량 체-PAGE는 전체 쥐의 뇌 해물을 시행 하였다. 얻어진 단백질 분리 diflouride 폴리 비닐 (PVDF) 멤브레인에 블 롯팅 한 후, 복합체를 형성하는 것으로 알려진 단백질에 대한 항체로 프로빙 하였다. 도 1은 두 가지 방법에 의해 프로토콜의 유효성을 나타낸다. 먼저, 가교 결합 단백질 가교 시약 형성된 관찰 고 분자량 종을 의미 환원제의 첨가에 의해 절단하고, 프로토콜 (도 1a)의 다른 구성 요소에 의한 아니라는 것을 입증 . 둘째, 가교 결합은 가교 결합은 단백질 복합체에 특이 겔에 가까우므로 임의의 반응성이 최소화된다는 것이다 의미 세제 (도 1b)의 첨가에 민감하다는 것을 보여준다. 그림 2는 방법은 RESP를 캡처 실패 보여줍니다그렇지 iratory 복합체 II 있지만, 수용성 및 막 결합 복합체 모두를 캡처 넓은 적용 가능성을 갖는다. <img alt="그림 1" src="/files/ftp_upload/55341/55341fig1.jpg" /> 그림 1 : 다량 체-PAGE 방법의 검증. 겔에서 DSP에 의해 가교 된 단백질 복합체 (A) 캡쳐 dithiothretol (DTT)에 의한 분해에 민감하다. 다량 체는-PAGE (A1)과 함께 또는없이 전체 래트 뇌 파쇄 액에서 수행 하였다 (A2)는 5 mM의 트리스 / SDS 담금질 용액에 포함 dithiothretol. 겔을 PVDF 막에 electroblotted하고 키네신 중쇄 위해 프로빙 하였다. 고 분자량의 밴드는 아마도 전부 또는 키네신 모터 단백질 복합체의 일부에 대응하는 두 막에서 발견된다. DTT 처리 오 126 kDa의 상기 키네신 중쇄 펩티드의 분자량에서 발생하는 추가의 밴드가있다. 디티 오 트레이 톨은 환원제이고, 이러다 역전 할 수있다DSP에서 디설파이드 결합을 절단하여 본 OSS는 가교. 키네신 집계 DTT에 의해 분열에 따라서 민감하다. (B) 단백질 복합체 포획은 세제를 첨가 변성에 민감하다. SDS (왼쪽), 또는 트리톤 X-100 (오른쪽) 해물 샘플에 첨가 한 후 얼음 위에서 배양의 증가량 (0 내지 2 %)을 제외하고는 본문에 기재된 바와 같이 다량 체-PAGE은 전체 래트 뇌 파쇄 액에서 수행되었다 제 겔로드하기 전에 30 분 동안. 최종 겔 PVDF 멤브레인 상에 블 롯팅하고, α-시누 클레인 위해 프로빙 하였다. 증가 분자량의 적어도 세 개의 주파수 대역은 각각, 단량체, 테트라 및 옥타 시누 클레인 (α)에 대응하는 관찰된다. 올리고머 대역의 신호 세기는 효능을 가교하여 천연 단백질의 입체 구조의 의존을 나타내는 증가 세제 농도가 감소한다. <a href="https://ecsource-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/55341/55341fig1large.jpg" target="_blank">vi를하려면 여기를 클릭하십시오</a>이 그림의 더 큰 버전을 EW. <img alt="그림 2" src="/files/ftp_upload/55341/55341fig2.jpg" /> 그림 2 : 다량 체-PAGE를 이용하여 단백질 복합체의 캡처 데모. (A) 용해 및 막 결합 단백질 복합체 (A) 전체의 래트 뇌 파쇄 액 또는 텍스트에 기술 된 바와 같이 다량 체-PAGE를 수행하여, 39 ° C에서 1 시간 동안 2 % 디기 토닌 배양 (B) 용 해물에서 촬상 하였다. 젤은 도말하고, PVDF 막은 다양한 단지의 구성 요소에 대한 프로브. 고 분자량 종은 미세 소관을 안정화하는 것으로 알려져있다 아세틸 화 튜 불린, 조사해서 막에서 관찰된다. 네인과 키네신은 각각 1.5 및 380 kDa의 MDA, 분자량 다중 모터 소단위 단백질 복합체이다. 이 단지의 구성 요소에 대한 도말 막은 고 분자량 종을 보여줍니다. 또한, 다량 체-PAGE 성공적 CHSP90 이합체를 aptured. 알파 시누 클레인은 테트라 머 octamers뿐만 아니라 신경 독성 고 분자량 올리고머를 형성한다. 옥타 높은 무게 종의 행진은 블 롯팅 막에 볼 수 있습니다. VDAC 이합체도 관찰된다. 고 분자량 종은 미토콘드리아 단지 I과 IV의 구성 요소에 대한 도말 막에 감지됩니다. 그러나, 멤브레인은 적합한 고 분자량 밴드를 보여주지 않는다 SDHA, 복합체 II의 멤버 블랏. AcetTUB : α-tubulin의를 아세틸; βTUB : β-tubulin에; 네인 : 네인 중쇄; HSP90 : 열 충격 단백질 90; 키네신 : 중쇄 키네신; NDUFS3 : 미토콘드리아 단지의 철 - 황 센터 3 I; VDAC : 포린; SDHA : 미토콘드리아 복합체 II의 숙시 네이트 데 하이드로게나 제; COXIV : 미토콘드리아 복잡한 IV의 사이토 크롬 C 산화 효소. <a href="https://ecsource-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/55341/55341fig2large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a> 그림 3 : 일반 다량 체-PAGE 순서도. (A) 등의 BN-PAGE 샘플 완충액에서 균질화 같은 비 - 변성 방법을 이용하여 조직 파쇄 액을 준비한다. (B) BN-PAGE 겔 피펫 파쇄물 후 BN-PAGE 실행 버퍼 전기 (150 볼트)를 수행한다. 염료 전면이 이주 될 때까지 시료를 해결 겔로 ~ 2cm를 이전 할 수있다. (C) 적층 층 및 해결 층의 미사용 부분을 제거한다. (D) PBS에서 겔 스트립을 담그고, 30 분 동안 진탕 평형. (E)이 PBS를 제거하고, 2.5 mM의 DSP를 함유하는 PBS에서 겔 조각을 다시 잠수함. 30 분 동안 흔든다. (F)가 DSP 용액을 제거한 다음, 2 % SDS를 함유하는 375 개 mM 트리스에서 겔 스트립을 다시 잠수함, 30 분 동안 진탕. 겔 스트립에 존재하는 복합체 지금 크로마뇽 의해 안정화s 연결. ( G ) 겔 스트립을 180 ° 회전시키고 새로운 SDS-PAGE 젤로 주조한다. 스태킹 레이어와 해결 레이어를 모두 포함합니다. ( H ) 전기 영동 (120 볼트)으로 시료를 분해한다. ( I ) 겔 스트립과 스태킹 레이어를 제거한 다음 필요에 따라 분석 레이어를 분석합니다. <a href="https://ecsource-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/55341/55341fig3large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a>

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Multimer-PAGE: A Method for Capturing and Resolving Protein Complexes in Biological Samples

안정화 신규 이차원 폴리 아크릴 아미드 겔 전기 영동에 결합 된 아민 반응성 단백질 가교제를 사용하여 변성 조직 파쇄물로부터 천연 단백질 복합체를 분리하는 방법 (PAGE) 시스템이 제공된다.

다량 체-PAGE : 생물학적 샘플에서 캡처하는 방법 및 해결 단백질 단지

There are many well-developed methods for purifying and studying single proteins and peptides. However, most cellular functions are carried out by ...

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Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Biochemistry

11.3K 조회수.  Michigan State University.  안정화 신규 이차원 폴리 아크릴 아미드 겔 전기 영동에 결합 된 아민 반응성 단백질 가교제를 사용하여 변성 조직 파쇄물로부터 천연 단백질 복합체를 분리하는 방법 (PAGE) 시스템이 제공된다. 

비디오: Multimer-PAGE: A Method for Capturing and Resolving Protein Complexes in Biological Samples

Sheathless Capillary Electrophoresis&#8211;Mass Spectrometry for Metabolic Profiling of Biological Samples

In metabolomics, a wide range of analytical techniques is used for the global profiling of (endogenous) metabolites in complex samples. In this paper, a protocol is presented for the analysis of anionic and cationic metabolites in biological samples by capillary electrophoresis&#8211;mass spectrometry (CE-MS). CE is well-suited for the analysis of highly polar and charged metabolites as compounds are separated on the basis of their charge-to-size ratio. A recently developed sheathless interfacing design, i.e., a porous tip interface, is used for coupling CE to electrospray ionization (ESI) MS. This interfacing approach allows the effective use of the intrinsically low-flow property of CE in combination with MS, resulting in nanomolar detection limits for a broad range of polar metabolite classes. The protocol presented here is based on employing a bare fused-silica capillary with a porous tip emitter at low-pH separation conditions for the analysis of a broad array of metabolite classes in biological samples. It is demonstrated that the same sheathless CE-MS method can be used for the profiling of cationic metabolites, including amino acids, nucleosides and small peptides, or anionic metabolites, including sugar phosphates, nucleotides and organic acids, by only switching the MS detection and separation voltage polarity. Highly information-rich metabolic profiles in various biological samples, such as urine, cerebrospinal fluid and extracts of the glioblastoma cell line, can be obtained by this protocol in less than 1 hr of CE-MS analysis.

A protocol for metabolic profiling of biological samples by capillary electrophoresis&#8211;mass spectrometry using a sheathless porous tip interface design is presented.

생물 시료의 대사 프로파일 링에 대한 쉬스 모세관 전기 영동 - 질량 분석

In metabolomics, a wide range of analytical techniques is used for the global profiling of (endogenous) metabolites in complex samples. In this paper, a ...

연구

생화학

Method for Identifying Small Molecule Inhibitors of the Protein-protein Interaction Between HCN1 and TRIP8b

Hyperpolarization-activated cyclic nucleotide-gated (HCN) channels are expressed ubiquitously throughout the brain, where they function to regulate the excitability of neurons. The subcellular distribution of these channels in pyramidal neurons of hippocampal area CA1 is regulated by tetratricopeptide repeat-containing Rab8b interacting protein (TRIP8b), an auxiliary subunit. Genetic knockout of HCN pore forming subunits or TRIP8b, both lead to an increase in antidepressant-like behavior, suggesting that limiting the function of HCN channels may be useful as a treatment for Major Depressive Disorder (MDD). Despite significant therapeutic interest, HCN channels are also expressed in the heart, where they regulate rhythmicity. To circumvent off-target issues associated with blocking cardiac HCN channels, our lab has recently proposed targeting the protein-protein interaction between HCN and TRIP8b in order to specifically disrupt HCN channel function in the brain. TRIP8b binds to HCN pore forming subunits at two distinct interaction sites, although here the focus is on the interaction between the tetratricopeptide repeat (TPR) domains of TRIP8b and the C terminal tail of HCN1. In this protocol, an expanded description of a method for purifying TRIP8b and executing a high throughput screen to identify small molecule inhibitors of the interaction between HCN and TRIP8b, is described. The method for high throughput screening utilizes a Fluorescence Polarization (FP) -based assay to monitor the binding of a large TRIP8b fragment to a fluorophore-tagged eleven amino acid peptide corresponding to the HCN1 C terminal tail. This method allows &#39;hit&#39; compounds to be identified based on the change in the polarization of emitted light. Validation assays are then performed to ensure that &#39;hit&#39; compounds are not artifactual.

The interaction between HCN channels and their auxiliary subunit has been identified as a therapeutic target in Major Depressive Disorder. Here, a fluorescence polarization-based method for identifying small molecule inhibitors of this protein-protein interaction, is presented.

방법 및 HCN1 TRIP8b 간의 단백질 - 단백질 상호 작용의 작은 분자 억제제 식별

Hyperpolarization-activated cyclic nucleotide-gated (HCN) channels are expressed ubiquitously throughout the brain, where they function to regulate the ...

Time-resolved ElectroSpray Ionization Hydrogen-deuterium Exchange Mass Spectrometry for Studying Protein Structure and Dynamics

Intrinsically disordered proteins (IDPs) have long been a challenge to structural biologists due to their lack of stable secondary structure elements. Hydrogen-Deuterium Exchange (HDX) measured at rapid time scales is uniquely suited to detect structures and hydrogen bonding networks that are briefly populated, allowing for the characterization of transient conformers in native ensembles. Coupling of HDX to mass spectrometry offers several key advantages, including high sensitivity, low sample consumption and no restriction on protein size. This technique has advanced greatly in the last several decades, including the ability to monitor HDX labeling times on the millisecond time scale. In addition, by incorporating the HDX workflow onto a microfluidic platform housing an acidic protease microreactor, we are able to localize dynamic properties at the peptide level. In this study, Time-Resolved ElectroSpray Ionization Mass Spectrometry (TRESI-MS) coupled to HDX was used to provide a detailed picture of residual structure in the tau protein, as well as the conformational shifts induced upon hyperphosphorylation.

Conformational flexibility plays a critical role in protein function. Herein, we describe the use of time-resolved electrospray ionization mass spectrometry coupled to hydrogen-deuterium exchange for probing the rapid structural changes that drive function in ordered and disordered proteins.

시간 해결 전기 분무 이온화 수소 - 중수소 교환 질량 분석 단백질 구조와 역학 연구를위한

Intrinsically disordered proteins (IDPs) have long been a challenge to structural biologists due to their lack of stable secondary structure elements. ...

Resolving Affinity Purified Protein Complexes by Blue Native PAGE and Protein Correlation Profiling

Most proteins act in association with others; hence, it is crucial to characterize these functional units in order to fully understand biological processes. Affinity purification coupled to mass spectrometry (AP-MS) has become the method of choice for identifying protein-protein interactions. However, conventional AP-MS studies provide information on protein interactions, but the organizational information is lost. To address this issue, we developed a strategy to unravel the distinct functional assemblies a protein might be involved in, by resolving affinity-purified protein complexes prior to their characterization by mass spectrometry. Protein complexes isolated through affinity purification of a bait protein using an epitope tag and competitive elution are separated through blue native electrophoresis. Comparison of protein migration profiles through correlation profiling using quantitative mass spectrometry allows assignment of interacting proteins to distinct molecular entities. This method is able to resolve protein complexes of close molecular weights that might not be resolved by traditional chromatographic techniques such as gel filtration. With little more work than conventional AP-geLC-MS/MS, we demonstrate this strategy may in many cases be adequate for obtaining protein complex topological information concomitantly to identifying protein interactions.

Here we present protocols for affinity purification of protein complexes and their separation by blue native PAGE, followed by protein correlation profiling using label free quantitative mass spectrometry. This method is useful to resolve interactomes into distinct protein complexes.

블루 기본 페이지와 단백질 상관 관계 프로파일 링에 의한 선호도 정제 단백질 복합체 해결

Most proteins act in association with others; hence, it is crucial to characterize these functional units in order to fully understand biological ...

Detection and Visualization of DNA Damage-induced Protein Complexes in Suspension Cell Cultures Using the Proximity Ligation Assay

The DNA damage response orchestrates the repair of DNA lesions that occur spontaneously, are caused by genotoxic stress, or appear in the context of programmed DNA breaks in lymphocytes. The Ataxia-Telangiectasia Mutated kinase (ATM), ATM- and Rad3-Related kinase (ATR) and the catalytic subunit of DNA-dependent Protein Kinase (DNA-PKcs) are among the first that are activated upon induction of DNA damage, and are central regulators of a network that controls DNA repair, apoptosis and cell survival. As part of a tumor-suppressive pathway, ATM and ATR activate p53 through phosphorylation, thereby regulating the transcriptional activity of p53. DNA damage also results in the formation of so-called ionizing radiation-induced foci (IRIF) that represent complexes of DNA damage sensor and repair proteins that accumulate at the sites of DNA damage, which are visualized by fluorescence microscopy. Co-localization of proteins in IRIFs, however, does not necessarily imply direct protein-protein interactions, as the resolution of fluorescence microscopy is limited. 
In situ Proximity Ligation Assay (PLA) is a novel technique that allows the direct visualization of protein-protein interactions in cells and tissues with unprecedented specificity and sensitivity. This technique is based on the spatial proximity of specific antibodies binding to the proteins of interest. When the interrogated proteins are within ~40 nm an amplification reaction is triggered by oligonucleotides that are conjugated to the antibodies, and the amplification product is visualized by fluorescent labeling, yielding a signal that corresponds to the subcellular location of the interacting proteins. Using the established functional interaction between ATM and p53 as an example, it is demonstrated here how PLA can be used in suspension cell cultures to study the direct interactions between proteins that are integral parts of the DNA damage response.

Here, it is demonstrated how the in situ Proximity Ligation Assay (PLA) can be used to detect and visualize the direct protein-protein interactions between ATM and p53 in suspension cell cultures exposed to genotoxic stress.

Proximity Ligation Assay를 이용한 현탁 세포 배양에서의 DNA 손상 유발 단백질 복합체의 검출 및 가시화

The DNA damage response orchestrates the repair of DNA lesions that occur spontaneously, are caused by genotoxic stress, or appear in the context of ...

Horizontal Gel Electrophoresis for Enhanced Detection of Protein-RNA Complexes

Native polyacrylamide gel electrophoresis is a fundamental tool of molecular biology that has been used extensively for the biochemical analysis of RNA-protein interactions. These interactions have been traditionally analyzed with polyacrylamide gels generated between two glass plates and samples electrophoresed vertically. However, polyacrylamide gels cast in trays and electrophoresed horizontally offers several advantages. For example, horizontal gels used to analyze complexes between fluorescent RNA substrates and specific proteins can be imaged multiple times as electrophoresis progresses. This provides the unique opportunity to monitor RNA-protein complexes at several points during the experiment. In addition, horizontal gel electrophoresis makes it possible to analyze many samples in parallel. This can greatly facilitate time course experiments as well as analyzing multiple reactions simultaneously to compare different components and conditions. Here we provide a detailed protocol for generating and using horizontal native gel electrophoresis for analyzing RNA-Protein interactions.

Native polyacrylamide gel electrophoresis is a fundamental tool for analyzing RNA-protein interactions. Traditionally most experiments have used vertical gels. However, horizontal gels provide several advantages, such as the opportunity to monitor complexes during electrophoresis. We provide a detailed protocol for generating and using horizontal native gel electrophoresis.

단백질 -RNA 복합체의 향상된 검출을위한 수평 겔 전기 영동

Native polyacrylamide gel electrophoresis is a fundamental tool of molecular biology that has been used extensively for the biochemical analysis of ...

2 in 1: One-step Affinity Purification for the Parallel Analysis of Protein-Protein and Protein-Metabolite Complexes

Cellular processes are regulated by interactions between biological molecules such as proteins, metabolites, and nucleic acids. While the investigation of protein-protein interactions (PPI) is no novelty, experimental approaches aiming to characterize endogenous protein-metabolite interactions (PMI) constitute a rather recent development. Herein, we present a protocol that allows simultaneous characterization of the PPI and PMI of a protein of choice, referred to as bait. Our protocol was optimized for Arabidopsis cell cultures and combines affinity purification (AP) with mass spectrometry (MS)-based protein and metabolite detection. In short, transgenic Arabidopsis lines, expressing bait protein fused to an affinity tag, are first lysed to obtain a native cellular extract. Anti-tag antibodies are used to pull down protein and metabolite partners of the bait protein. The affinity-purified complexes are extracted using a one-step methyl tert-butyl ether (MTBE)/methanol/water method. Whilst metabolites separate into either the polar or the hydrophobic phase, proteins can be found in the pellet. Both metabolites and proteins are then analyzed by ultra-performance liquid chromatography-mass spectrometry (UPLC-MS or UPLC-MS/MS). Empty-vector (EV) control lines are used to exclude false positives. The major advantage of our protocol is that it enables identification of protein and metabolite partners of a target protein in parallel in near-physiological conditions (cellular lysate). The presented method is straightforward, fast, and can be easily adapted to biological systems other than plant cell cultures.

Protein-protein and protein-metabolite interactions are crucial for all cellular functions. Herein, we describe a protocol that allows parallel analysis of these interactions with a protein of choice. Our protocol was optimized for plant cell cultures and combines affinity purification with mass spectrometry-based protein and metabolite detection.

2 1: 원스텝 단백질 단백질과 단백질 대사 산물 단지의 병렬 분석에 대 한 친 화력 정화

Cellular processes are regulated by interactions between biological molecules such as proteins, metabolites, and nucleic acids. While the investigation of ...

Use of Electron Paramagnetic Resonance in Biological Samples at Ambient Temperature and 77 K

The accurate and specific detection of reactive oxygen species (ROS) in different cellular and tissue compartments is essential to the study of redox-regulated signaling in biological settings. Electron paramagnetic resonance spectroscopy (EPR) is the only direct method to assess free radicals unambiguously. Its advantage is that it detects physiologic levels of specific species with a high specificity, but it does require specialized technology, careful sample preparation, and appropriate controls to ensure accurate interpretation of the data. Cyclic hydroxylamine spin probes react selectively with superoxide or other radicals to generate a nitroxide signal that can be quantified by EPR spectroscopy. Cell-permeable spin probes and spin probes designed to accumulate rapidly in the mitochondria allow for the determination of superoxide concentration in different cellular compartments.
In cultured cells, the use of cell permeable 1-hydroxy-3-methoxycarbonyl-2,2,5,5-tetramethylpyrrolidine (CMH) along with and without cell-impermeable superoxide dismutase (SOD) pretreatment, or use of cell-permeable PEG-SOD,&#160;allows for the differentiation of extracellular from cytosolic superoxide. The mitochondrial 1-hydroxy-4-[2-triphenylphosphonio)-acetamido]-2,2,6,6-tetramethyl-piperidine,1-hydroxy-2,2,6,6-tetramethyl-4-[2-(triphenylphosphonio)acetamido] piperidinium dichloride (mito-TEMPO-H) allows for measurement of mitochondrial ROS (predominantly superoxide).
Spin probes and EPR spectroscopy can also be applied to in vivo models. Superoxide can be detected in extracellular fluids such as blood and alveolar fluid, as well as tissues such as lung tissue. Several methods are presented to process and store tissue for EPR measurements and deliver intravenous 1-hydroxy-3-carboxy-2,2,5,5-tetramethylpyrrolidine (CPH) spin probe in vivo. While measurements can be performed at room temperature, samples obtained from in vitro and in vivo models can also be stored at -80 &#176;C and analyzed by EPR at 77 K. The samples can be stored in specialized tubing stable at -80 &#176;C and run at 77 K to enable a practical, efficient, and reproducible method that facilitates storing and transferring samples.

Electron paramagnetic resonance (EPR) spectroscopy is an unambiguous method to measure free radicals. The use of selective spin probes allows for detection of free radicals in different cellular compartments. We present a practical, efficient method to collect biological samples that facilitate treating, storing, and transferring samples for EPR measurements.

The accurate and specific detection of reactive oxygen species (ROS) in different cellular and tissue compartments is essential to the study of ...

Single-step Purification of Macromolecular Complexes Using RNA Attached to Biotin and a Photo-cleavable Linker

For many years, the exceptionally strong and rapidly formed interaction between biotin and streptavidin has been successfully utilized for partial purification of biologically important RNA/protein complexes. However, this strategy suffers from one major disadvantage that limits its broader utilization: the biotin/streptavidin interaction can be broken only under denaturing conditions that also disrupt the integrity of the eluted complexes, hence precluding their subsequent functional analysis and/or further purification by other methods. In addition, the eluted samples are frequently contaminated with the background proteins that nonspecifically associate with streptavidin beads, complicating the analysis of the purified complexes by silver staining and mass spectrometry. To overcome these limitations, we developed a variant of the biotin/streptavidin strategy in which biotin is attached to an RNA substrate via a photo-cleavable linker and the complexes immobilized on streptavidin beads are selectively eluted to solution in a native form by long wave UV, leaving the background proteins on the beads. Shorter RNA binding substrates can be synthesized chemically with biotin and the photo-cleavable linker covalently attached to the 5&#39; end of the RNA, whereas longer RNA substrates can be provided with the two groups by a complementary oligonucleotide. These two variants of the UV-elution method were tested for purification of the U7 snRNP-dependent processing complexes that cleave histone pre-mRNAs at the 3&#39; end and they both proved to compare favorably to other previously developed purification methods. The UV-eluted samples contained readily detectable amounts of the U7 snRNP that was free of major protein contaminants and suitable for direct analysis by mass spectrometry and functional assays. The described method can be readily adapted for purification of other RNA binding complexes and used in conjunction with single- and double-stranded DNA binding sites to purify DNA-specific proteins and macromolecular complexes.

RNA/protein complexes purified using botin-streptavidin strategy are eluted to solution under denaturing conditions in a form unsuitable for further purification and functional analysis. Here, we describe a modification of this strategy that utilizes a photo-cleavable linker in RNA and a gentle UV-elution step, yielding native and fully functional RNA/protein complexes.

단일 단계 정화 RNA Biotin 및 사진 쪼갤 링커를 사용 하 여 고분자 복합물의

For many years, the exceptionally strong and rapidly formed interaction between biotin and streptavidin has been successfully utilized for partial ...

Analysis of Protein Folding, Transport, and Degradation in Living Cells by Radioactive Pulse Chase

Radioactive pulse-chase labeling is a powerful tool for studying the conformational maturation, the transport to their functional cellular location, and the degradation of target proteins in live cells. By using short (pulse) radiolabeling times (&lt;30 min) and tightly controlled chase times, it is possible to label only a small fraction of the total protein pool and follow its folding. When combined with nonreducing/reducing SDS-polyacrylamide gel electrophoresis (SDS-PAGE) and immunoprecipitation with (conformation-specific) antibodies, folding processes can be examined in great detail. This system has been used to analyze the folding of proteins with a huge variation in properties such as soluble proteins, single and multi-pass transmembrane proteins, heavily N- and O-glycosylated proteins, and proteins with and without extensive disulfide bonding. Pulse-chase methods are the basis of kinetic studies into a range of additional features, including co- and posttranslational modifications, oligomerization, and polymerization, essentially allowing the analysis of a protein from birth to death. Pulse-chase studies on protein folding are complementary with other biochemical and biophysical methods for studying proteins in vitro by providing increased temporal resolution and physiological information. The methods as described within this paper are adapted easily to study the folding of almost any protein that can be expressed in mammalian or insect-cell systems.

Here we describe a protocol for a general pulse-chase method that allows the kinetic analysis of folding, transport, and degradation of proteins to be followed in live cells.

단백질 폴딩, 전송, 및 방사성 펄스 체이스 하 여 살아있는 세포의 저하의 분석

Radioactive pulse-chase labeling is a powerful tool for studying the conformational maturation, the transport to their functional cellular location, and ...