이 작품은 의료 대학 인스브루크의 #2008-1-596 보조금과 #UNI-0404/1956의는 "Tiroler Wissenschaftsfonds (TWF)" (https://www.tirol.gv.at/en/), 그리고 부여 #2013-042018 "MUI 시작 Förderungsprogramm"의 의해 지원 되었다.

Alloimmune 응답을 방지 하 고 엄격 하 게 국 소 빈 혈 reperfusion 상해 관련 이식 피해 조사, syngeneic 기증 받는 쌍을 사용 해야 합니다. 이 프로토콜, 남성 C57BL6 (h 2b) 10-12 주 된 마우스 무게 26 ~ 28 g 크기 일치 기증자 받는 쌍으로 사용 되었다. 모든 장벽 병원 체 무료 시설에서 지 내게 했다 동물과 "교장의 실험실 동물 케어" 의료 연구와 "가이드에는 관리와 사용의 실험실 동물"에 대 한 국가 사회에 의해 공식화에 따라 인간의 치료를 받은 과학의 국가 아카데미에 의해 준비와 건강의 국가 학회 (NIH 간행물 번호 86-23, 1985 개정)에 의해 출판. 교육, 과학, 그리고 문화의 오스트리아 내각이이 원고 (BMWF-66.011/0056-II/3b/2011)에 설명 된 실험을 승인 했다.
1. 췌 장 조달
<ol>
	<li>Xylazine (5 mg/kg 체중)와 케 타 민 (100mg/kg 체중) 27-게이지 (G) 바늘을 사용 하 여의 복 (i.p.) 주입으로 기증자 동물 anesthetize</li>
	<li>전기 면도기를 사용 하 여 복 부에 머리를 면도 하 고 테이프의 가닥으로 부정사 위치에 수술 필드에 마우스를 수정.</li>
	<li>세 번을 액체에 젖은 gauzes 요원 필드를 제거 하십시오.</li>
	<li>가 위를 사용 하 여 양자 subcostal 확장명이 중간 복 부 절 개를 수행 합니다. 부드럽게 exteriorize 메 마른 코 튼 스틱, 왼쪽에 내장 하 고 moistened 거 즈에서 그들을 포장. 다음 단계에 대 한 복 부 구멍의 최대 노출을 제공 하는 모기 클램프와 cranially는 xyphoid를 들어올립니다.</li>
	<li>19 G 바늘을 사용 하 여, 주사는 살 균의 400 µ L 1:4 헤 파 린 나트륨 염화 물 솔루션 열 등 한 베 나 정 맥 (IVC)으로 heparinisation. 바늘을 제거한 후 exsanguination 대동맥의 transecting에 의해 동물을 안락사.</li>
	<li>부드럽게 곡선된 팁 집게를 사용 하 여 섬유 조직 분리 하 여 우수한 mesenteric 동맥의 기원과 오른쪽 신장 동맥 사이 복 부 대동맥 해 부. 대동맥을 훼손 하 고 8/0 실크 합자와 넥타이.</li>
	<li>Postpyloric 십이지 장과 간 hilum 사이 hepatoduodenal 인 대를 식별 합니다. 원심 합자, 후 낭 성 덕트의 입구 아래 담 즙 덕트를 분할 부드럽게 해 부 하 고 받는 사람에는 문 합을 수행 하기 위한 충분 한 길이를 최대한 distally 포털 정 맥 transect.</li>
	<li>이전 합자에서 시작 하는 복 부 대동맥 해 부 퉁 명 스럽게 곡선된 팁 집게를 사용 하 여 (단계 1.6 참조). Periaortic 조직 곡선된 팁 집게를 사용 하 여 훼손, 그것 8/0 실크 합자와 고가 위로 transect.<ol>
		<li>바이 폴라 포 셉을 사용 하 여, 모든 허리 가지 응고 하 고, 횡 경 막에 최대한 가깝게 혈관 문 합에 대 한 충분 한 길이 제공 하기 위해 대동맥이 위 transect. 마지막으로, 왼쪽된 신장 동맥 위에 이미 묶인된 대동맥 transect.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>문맥에서 오는 분명 유출 될 때까지 복 부 대동맥을 통해 antegrade 패션에서 4 ° C 히스티딘 트립토판 ketoglutarate 관류 솔루션의 5 mL와 함께 19 G 주사기 췌 장 perfuse. 부 종 형성을 방지 하기 위해 낮은 압력을 적용 합니다. 참고: 복구 된 이식의 따뜻한 허 혈 성 저하에 의해 어떤 편견을 피하기 위해 신속 하 고 표준화 된 방식에서 1.9를 단계 1.5를 수행 합니다.</li>
	<li>메 마른 면 지팡이 사용 하 여 복 막 구멍으로는 내장을 교체 합니다.</li>
	<li>곡선된 팁 집게를 사용 하 여, stepwise Treitz의 인 대를 도달할 때까지 앞으로 이동 하 고 postpyloric 십이지에서 시작 췌를 구분 합니다. 이러한 단계에 대 한 췌 장 및 십이지 장 벽 사이 avascular 결합 조직 영역을 식별 합니다.<ol>
		<li>퉁 명 스럽게 췌 장 그리고 십이지 장 사이 브리징 혈관을 분리 곡선된 팁 집게를 사용 하 여이 분야를 해 부. 각 격리 된 혈관 구조 8/0 실크 합자를 통과 하 고 넥타이.</li>
		<li>마지막으로,가 위 십이지 장 벽 쪽으로 혈관 구조 transect. 같은 패션에는 mesentery, 가로 장 및 위장 췌 구분 8/0 실크 봉합 사를 사용 합니다. 참고:이 절차 동안, choledocho 췌 장 덕트는 출혈 됩니다.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Gastrosplenic 인 대 위, 및 짧은 위 가지 cranially 위장을 해제 하 고가 위로 절단 하 여 비장에서 실행을 식별 합니다. 복구 된 이식에 연결 된 비장을 둡니다. 참고: 지속적으로 얼음에 저장 된 차가운 히스티딘 트립토판 ketoglutarate 관류 솔루션 19 G 바늘 10 mL 주사기를를 사용 하 여 췌 장 이식 rewarming 최소화, 관개.</li>
	<li>마지막으로, 겸 자와 함께 비장을 파악 하 여 췌 기증자 사이트 (그림 1B)에서 제거 하 고 받는 사람에 전송.<ol>
		<li>또는, 가혹한 국 소 빈 혈 reperfusion 상해를 트리거하려면 받는 사람 동물에 이식 하기 전에 16 h에 대 한 살 균, 4 ° C 관류 솔루션에는 이식을 저장 합니다.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
2. 받는 사람 준비
<ol>
	<li>Xylazine (5 mg/kg 체중)와 케 타 민 (100mg/kg 체중) 27g 바늘을 사용 하 여의 i.p. 주사와 받는 사람 동물 anesthetize</li>
	<li>면도 전기 면도기를 사용 하 여 오른쪽 측면 자 궁 경부 지역 고 부정사 위치에 수술 필드에 마우스를 놓습니다. 수정 테이프의 가닥을 사용 하 여 마우스. 호흡을 손상 하는 피하기 위해 앞 다리를 잡아당기고 하지 마십시오.</li>
	<li>액체에 젖은 gauzes를 사용 하 여 시간 요원 필드 3 스크럽.</li>
	<li>바로 paramedian, 오른쪽 mandible 각도 jugular 절 개에서 약간 비스듬한 피부 절 개를 확인 합니다.</li>
	<li>퉁 명 스럽게 식별 하 고 오른쪽 외부 경 정 맥의 옆 분 지 동원. 바이 폴라 집게로 그들을 응고 하 고가 위로 transect.</li>
	<li>Submandibular 침 샘의 오른쪽 엽 cranially, 혈관 작은 꽃 자루를 식별 들어올린 바이 폴라 집게를 사용 하 여 그것을 부식. Cauterized 작은 꽃 자루가 위 transecting 여은 엽을 제거 합니다.</li>
	<li>단계로 2.5 비유에서 외부 경 정 맥의 모든 중간 지점을 식별 하 고 바이 폴라 포 셉으로 부식 한가 위 transect.</li></ol>가능한, cranially 곡선된 팁 집게와 외부 경 정 맥을 훼손 하 고는 합자 사이의 충분 한 공간을 떠나 두 8/0 실크 합자와 선.
	<li>스트레이트가 위 두 이전 배치 합자 사이 외부 경 정 맥 transect</li>
	<li>(0.75 m m의 내경, 외경 0.94 m m의), 폴 리 에틸렌 팔목을 통해 외부 경 정 맥의 근 위 끝을 통과 하 고 정 맥 microhemostat 클램프와 팔목의 핸들을 수정.</li>
	<li>배 그 루터 기의 끝에 넥타이 제거 하 고 팔목에 선박 evert. 원형 8/0-실크 합자 (그림 1A)와 팔목에 나왔으며 정 맥을 수정.</li>
	<li>Proximally distally 오른쪽 sternocleidomastoid 근육의 표면 부분을 부식가 위, transect 그리고 그것을 제거.</li>
	<li>부드럽게 일반적인 경 동맥을 동원, 분기 아래 훼손 하 고 두번에 선 경 동맥 분기를 넥타이 하지 않아야 함. 관계 사이 배를 잘라.</li>
	<li>2.9 단계, 폴 리 갑 (0.57 m m, 0.6 m m 외경의 내경)를 통해 일반적인 경 동맥의 근 위 끝을 통과 하 고는 동맥 microvascular 클램프와 함께 그것을 해결에 비슷합니다.</li>
	<li>혈관 그 루터 기의 끝에 합자를 제거 하 고 부드럽게 배 dilatators를 사용 하 여 루멘 확대. 동맥 갑 이상 선박 evert 고 8/0 실크 합자 (그림 1A)와 그것을 해결.</li>

3입니다. 주입
<ol>
	<li>장소 머리와 핸들으로 비장을 사용 하 여 받는 사람의 목 지역으로 이식 지향 측면, medially, 비장을 포함 하 여 꼬리와 혈관 덩어리가 ventro-caudally. 위치는 이식 제대로 사용 코 튼 스틱</li>
	<li>부드럽게 받는 사람 동물의 외부 경 정 맥, 하가 되어 이전 나왔으며, 췌 장 이식의 문맥을 세워 적절 한 팔목에 고정 (단계 2.10 참조). 원형 8/0 실크 합자와 그것을 해결.</li>
	<li>받는 사람 동물의 나왔으며 일반적인 경 동맥에는 이식의 복 부 대동맥의 그 루터 기 세워. 원주 8/0 실크 합자 (그림 1C)와 그것을 해결.</li>
	<li>비장, hilum 가까이 비장 혈관 고 곡선된 팁 집게와 함께 그들을 훼손 합니다. 8/0 실크 합자와 그들을 연결 하 고 비장을 제거 하는 비장 혈관 transect. 마지막으로, 관계를 단축.</li>
	<li>셉을 적용 하는 클램프를 사용 하 여 먼저 정 맥 팔목에 클램프를 제거 합니다. 동맥 클램프를 제거 합니다. 참고: 이식에 성공 하면 췌 장 이식 됩니다 수 reperfused 즉시 균질 분홍 색상과 표시 동맥 맥 (그림 1D)를 보여주는.</li>
	<li>Normothermic 염 분 솔루션과 접목 축</li>
	<li>직선 겸 자 사용 하 여 정 맥 팔목의 핸들을 제거 합니다.</li>
	<li>가까운 실행 중인 수술 상처 봉합 사 6/0.</li>
</ol>
4. 수술 후 관리 (끝점)
<ol>
	<li>일반적인 염 분의 최대 0.5 mL을 피하 적용 절차, (사우스 캐롤라이나) 자가 유체 손실 19 G 바늘을 사용 하 여 교체.</li>
	<li>마 취에서 완전 한 회복까지 생리대에 받는 동물을 계속.</li>
	<li>일단, 반환 받는 사람 동물 주택 시설에 수 있는 음식 하 고 광고 libitum물.</li>
	<li>수술 후 통증을 방지 하기 위해 관리 작업 (1) Buprenorphin (0.1 mg/kg 들어) 후 바로 모든 12 h 첫 번째 5 일 및 (2) carprofen 4 mg/kg 들어 모든 12 h는 첫 주에 대 한 사우스 캐롤라이나.</li>
	<li>적절 한 영양 섭취를 예상 하려면 각 받는 사람 동물의 무게 (g)를 매일 모니터링 합니다. 수술 날, 무관심, 마비, 매우 구부러진된 뒤쪽으로 수술 측면 감염에서 체중에 비해 10-15% 이상의 체중 감소는 끝점을 나타냅니다.<ol>
		<li>이 경우에, 뿐 아니라 임상 끝점에 도달 하면 터미널 isoflurane 흡입을 사용 하 여 동물을 희생.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>

<ol><li>Gruessner, A. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((2011+update+on+pancreas+transplantation%3A+comprehensive+trend+analysis+of+25%2C000+cases+followed+up+over+the+course+of+twenty-four+years+at+the+International+Pancreas+Transplant+Registry+%28IPTR%29%5BTitle%5D)+AND+%22Rev+Diabet+Stud%22%5BJournal%5D)">2011 update on pancreas transplantation: comprehensive trend analysis of 25,000 cases followed up over the course of twenty-four years at the International Pancreas Transplant Registry (IPTR).</a> Rev Diabet Stud. 8 (1), 6-16 (2011).</li>
<li>Troppmann, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Complications+after+pancreas+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Opin+Organ+Transplant%22%5BJournal%5D)">Complications after pancreas transplantation.</a> Curr Opin Organ Transplant. 15 (1), 112-118 (2010).</li>
<li>Fernández-Cruz, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Native+and+graft+pancreatitis+following+combined+pancreas-renal+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Br+J+Surg%22%5BJournal%5D)">Native and graft pancreatitis following combined pancreas-renal transplantation.</a> Br J Surg. 80 (11), 1429-1432 (1993).</li>
<li>Eltzschig, H. K., Eckle, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ischemia+and+reperfusion-from+mechanism+to+translation%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Med%22%5BJournal%5D)">Ischemia and reperfusion-from mechanism to translation.</a> Nat Med. 17 (11), 1391-1401 (2011).</li>
<li>Konigsrainer, A., Habringer, C., Krausler, R., Margreiter, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+technique+of+pancreas+transplantation+in+the+rat+securing+pancreatic+juice+for+monitoring%5BTitle%5D)+AND+%22Transpl.+Int%22%5BJournal%5D)">A technique of pancreas transplantation in the rat securing pancreatic juice for monitoring.</a> Transpl. Int. 3 (3), 181-182 (1990).</li>
<li>Lee, S., Tung, K., Koopmans, H., Chandler, J., Orloff, M. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/4552365">Pancreaticoduodenal transplantation in the rat.</a> Transplantation. 13 (4), 421-425 (1972).</li>
<li>Tori, M., Ito, T., Matsuda, H., Shirakura, R., Nozawa, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Model+of+mouse+pancreaticoduodenal+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Microsurgery%22%5BJournal%5D)">Model of mouse pancreaticoduodenal transplantation.</a> Microsurgery. 19 (2), 61-65 (1999).</li>
<li>Oberhuber, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Murine+cervical+heart+transplantation+model+using+a+modified+cuff+technique%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Murine cervical heart transplantation model using a modified cuff technique.</a> J Vis Exp. (92), e50753(2014).</li>
<li>Brandacher, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tetrahydrobiopterin+compounds+prolong+allograft+survival+independently+of+their+effect+on+nitric+oxide+synthase+activity%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">Tetrahydrobiopterin compounds prolong allograft survival independently of their effect on nitric oxide synthase activity.</a> Transplantation. 81 (4), 583-589 (2006).</li>
<li>Zou, Y., Brandacher, G., Margreiter, R., Steurer, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cervical+heterotopic+arterialized+liver+transplantation+in+the+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22J+Surg+Res%22%5BJournal%5D)">Cervical heterotopic arterialized liver transplantation in the mouse.</a> J Surg Res. 93 (1), 97-100 (2000).</li>
<li>Zhou, Y., Gu, X., Xiang, J., Qian, S., Chen, Z. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+comparative+study+on+suture+versus+cuff+anastomosis+in+mouse+cervical+cardiac+transplant%5BTitle%5D)+AND+%22Exp+Clin+Transplant%22%5BJournal%5D)">A comparative study on suture versus cuff anastomosis in mouse cervical cardiac transplant.</a> Exp Clin Transplant. 8 (3), 245-249 (2010).</li>
<li>Liu, X. Y., Xue, L., Zheng, X., Yan, S., Zheng, S. S. <a target="_blank" href="http://www.hbpdint.com/EN/abstract/abstract2949.shtml">Pancreas transplantation in the mouse.</a> Hepatobiliary Pancreat Dis Int. 9 (3), 254-258 (2010).</li>
<li>Maglione, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Donor+pretreatment+with+tetrahydrobiopterin+saves+pancreatic+isografts+from+ischemia+reperfusion+injury+in+a+mouse+model%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Transplant%22%5BJournal%5D)">Donor pretreatment with tetrahydrobiopterin saves pancreatic isografts from ischemia reperfusion injury in a mouse model.</a> Am J Transplant. 10 (10), 2231-2240 (2010).</li>
<li>Drognitz, O., Obermaier, R., von Dobschuetz, E., Pisarski, P., Neeff, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pancreas+transplantation+and+ischemia-reperfusion+injury%3A+current+considerations%5BTitle%5D)+AND+%22Pancreas%22%5BJournal%5D)">Pancreas transplantation and ischemia-reperfusion injury: current considerations.</a> Pancreas. 38 (2), 226-227 (2009).</li>
<li>White, S., Shaw, J., Sutherland, D. <a target="_blank" href="http://www.thelancet.com/journals/lancet/article/PIIS0140-6736(09)60609-7/abstract">Pancreas transplantation.</a> Lancet. 373 (9677), 1808-1817 (2009).</li>
<li>Morath, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Simultaneous+pancreas-kidney+transplantation+in+type+1+diabetes%5BTitle%5D)+AND+%22Clin+Transplant%22%5BJournal%5D)">Simultaneous pancreas-kidney transplantation in type 1 diabetes.</a> Clin Transplant. 23 (Suppl 21), 115-120 (2009).</li>
<li>Perseghin, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cross-sectional+assessment+of+the+effect+of+kidney+and+kidney-pancreas+transplantation+on+resting+left+ventricular+energy+metabolism+in+type+1+diabetic-uremic+patients%3A+a+phosphorous-31+magnetic+resonance+spectroscopy+study%5BTitle%5D)+AND+%22J+Am+Coll+Cardiol%22%5BJournal%5D)">Cross-sectional assessment of the effect of kidney and kidney-pancreas transplantation on resting left ventricular energy metabolism in type 1 diabetic-uremic patients: a phosphorous-31 magnetic resonance spectroscopy study.</a> J Am Coll Cardiol. 46 (6), 1085-1092 (2005).</li>
<li>Secchi, A., Caldara, R., La Rocca, E., Fiorina, P., Di Carlo, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cardiovascular+disease+and+neoplasms+after+pancreas+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Lancet%22%5BJournal%5D)">Cardiovascular disease and neoplasms after pancreas transplantation.</a> Lancet. 352 (9121), 65(1998).</li>
<li>Kirk, A. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Crossing+the+bridge%3A+large+animal+models+in+translational+transplantation+research%5BTitle%5D)+AND+%22Immunol+Rev%22%5BJournal%5D)">Crossing the bridge: large animal models in translational transplantation research.</a> Immunol Rev. 196, 176-196 (2003).</li>
<li>de Jong, M., Maina, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Of+mice+and+humans%3A+are+they+the+same%3F--Implications+in+cancer+translational+research%5BTitle%5D)+AND+%22J+Nucl+Med%22%5BJournal%5D)">Of mice and humans: are they the same?--Implications in cancer translational research.</a> J Nucl Med. 51 (4), 501-504 (2010).</li>
<li>Niimi, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+technique+for+heterotopic+cardiac+transplantation+in+mice%3A+experience+of+3000+operations+by+one+surgeon%5BTitle%5D)+AND+%22J+Heart+Lung+Transplant%22%5BJournal%5D)">The technique for heterotopic cardiac transplantation in mice: experience of 3000 operations by one surgeon.</a> J Heart Lung Transplant. 20 (10), 1123-1128 (2001).</li>
<li>Maglione, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+technique+for+heterotopic+vascularized+pancreas+transplantation+in+mice+to+assess+ischemia+reperfusion+injury+and+graft+pancreatitis%5BTitle%5D)+AND+%22Surgery%22%5BJournal%5D)">A novel technique for heterotopic vascularized pancreas transplantation in mice to assess ischemia reperfusion injury and graft pancreatitis.</a> Surgery. 141 (5), 682-689 (2007).</li>
<li>Cardini, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Crucial+role+for+neuronal+nitric+oxide+synthase+in+early+microcirculatory+derangement+and+recipient+survival+following+murine+pancreas+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Crucial role for neuronal nitric oxide synthase in early microcirculatory derangement and recipient survival following murine pancreas transplantation.</a> PLoS One. 9 (11), e112570(2014).</li>
<li>Maglione, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Prevention+of+lethal+murine+pancreas+ischemia+reperfusion+injury+is+specific+for+tetrahydrobiopterin%5BTitle%5D)+AND+%22Transpl+Int%22%5BJournal%5D)">Prevention of lethal murine pancreas ischemia reperfusion injury is specific for tetrahydrobiopterin.</a> Transpl Int. 25 (10), 1084-1095 (2012).</li>
</ol>

저자 들은 아무 경쟁 금융 관심사 선언 합니다.

IRI 관련 이식 피해는 단단한 장기 이식에 고는 미세 혈관의 방해에 의해 특징입니다. 허 혈 성 단계에서 여러 가지 대사 산물의 축적과 염증의 개시 반응 산소 및 질소 종에 의해 주로 중재 폭포, 이식 reperfusion4조직 손상에서 결과. 이 캐스케이드 수 있습니다만 단기, 하지만 또한 장기적인 성공을 위태롭게 하 고, 따라서, 환자 생존14이 크게 영향을. 날짜 하려면, 결합 된 신장 췌 장 이식 형식에서 고통 끝 단계 신장 질병151 당뇨병 환자를 위한 선택의 치료를 나타냅니다. 몇몇 연구는 성공적인 결합된 신장 췌 장 이식만 복원 하지 않는 받는 사람의 당뇨병, 신장 이식 기능 보호 하지만 또한 안정화 및 심지어 신경 장 해를 포함 하 여 2 차 합병증을 회복 뿐만 아니라 마이크로 포커스 및 macroangiopathy16,,1718.
동물 연구에서 감소, 대체, 및 교양 (3 R의) 지속적인 노력에도 불구 하 고 IRI 같은 복잡 한 병 태 생리 과정의 재생산 불가능 단순히 생체 외에서 설정에서 합니다. 따라서, 동물 모델은 여전히 변환 연구19,20이상적인 도구가 될 수 간주 됩니다. 여기에 설명 된 것 처럼 마우스 모델 쥐 또는 다른 동물에 비해 몇 가지 장점을 모델. 이들은 유전자 잘 정의 된 타고 난된 마우스 긴장 (예: 유전자 변형 및 노크 아웃 긴장)의 광대 한 수량, 분자 분석 도구의 과다로는 쉽고 저렴 한21처리의 가용성을 포함 한다. 설명된 모델의 주요 장점은 비 봉합 팔목 기술에 있다. 여기 제시 기법, 성공의 속도 사용 하 여 &#62; 90%는 달성, 더 이전에 비해 설명된 모델22입니다 극적으로. 이 아닌 봉합 기술을 사용 하 여, 우리는 크게 hypovolemic 충격, 혈전 증, 및 anastomoses12의 협 같은 일반적인 합병증을 감소. 관련 받는 사람의 빠른 수술 후 회복 된 이식의 여분의 복 부 위치가이 방법의 추가 장점에 의하여 이루어져 있다. 또한, 자 궁 경부 위치를을 vivo에서 분석, 어떤 긴장22없이 exterioration에 의해 이식의 라이브 영상 등 완벽 하 게 적합.
이 모델의 주요 단점은 임상 현실 유사 하지 않는 췌 장 덕트의 폐색입니다. 이 모델에 exocrine 배수 choledocho 췌 장 덕트 매 관리 됩니다. 긴 기간에 결과 표시 섬유 증 및 동맥의 위축 이식 췌 장 염22에 지도 없이. 우리가 일찍 관찰 외 분 비 조직의이 저하 때문으로 이식 후 하루 30, 우리는이 모델에 적합 하지 긴 기간 관찰 믿습니다. 반면, 손상 되지 않은 내 분 비 기능에 게 받는 이식13,,2324의 기능의 일일 평가 위한 쉬운 도구의 gylcemic 컨트롤.
이러한 특성이 초기 이식 부상과 연관 된 긴 보존 기간 다른 보존 솔루션 및 기술 분석에 대 한 이상적인 모델을 만듭니다. 이 모델 최적의 성공을 달성 하기 위해 몇 가지 중요 한 단계 고려 되어야 한다. 췌 장 자체는 조작에 매우 취약입니다. 따라서, 부드러운 처리 기관 복구 그리고 이식 면 막대기를 사용 하 여 기계적 외상을 최소화 합니다. 집게와 동맥을 직접 파악 피해 야 한다, 이후 그것은 필연적으로 하지 심한 이식 손상 될 것 이다. 같은 이유로 비장 췌, 함께 복구 되 고 핸들로 사용 됩니다. 이것은 또한 임상 연습에 설립. 추가 함정 4 ° C 히스티딘 트립토판 ketoglutarate 관류 솔루션을 사용 하 여 대동맥 유세 통해 관류에 의해 달성 된다 감기 관류를 포함 한다. 이로써, 동맥의 과도 한 팽창 부드럽게 perfusing에 이식 하 여 피할 수 있습니다. 나머지 관류 솔루션 기관 복구 하는 동안 그것의 온도 낮게 유지 하기 위해서는 이식, 보습을 위해 사용 되어야 한다.
받는 사람 준비 관련 외부 경 정 맥 뿐만 아니라 일반적인 경 동맥의 조심 해 부 성공적인 revascularisation에 대 한 기본을 설정합니다. 모든 지류, 뿐만 아니라 주변의 지방 조직을 제거 하 여 정 맥의 특히, 완전 노출, 나머지 지방 조직에 의해 외부 압축 및 협 착 증을 방지 하기 위해 필요 하다. 적절 한 갑 직경의 선택은 중요 합니다. 25 ~ 28 g, 사이 무게 마우스 공유 경험을 바탕 0.57 m m 동맥 갑와 0.75 사이의 정 맥 커 0.8 m m의 내부 직경은 적합 하다. 정확한, 깨끗 한 수 갑의 가장자리의 절단은 필수 배 그 루터 기를 찢는 피하기 위해입니다. 특히, 동맥의 혈관의 팽창 최고의 좋은 팁 배 dilatators를 사용 하 여 이루어집니다. 엄지손가락의 규칙으로 서 배 갑의 두 번 루멘을 넓혀 수 있어야 합니다. 이상 배 everting 및 팔목에 고정 과정으로이 질이 중요 한 단계 때 피부 플랩 아래에 그들을 배치 하 여 혈관 클램프를 안정화 하는 것이 좋습니다.
이미 언급 했 듯이, 비 봉합 팔목-기술 혈관 문 합 하는 쉬운 방법 나타내고 5 분 내에서 수행할 수 있습니다. 그러나, 받는 사람의 목 지역에 이식의 올바른 위치 올바른 revascularization 위한 매우 중요입니다. 이로써, 정 맥과 동맥의 안전, 직선, 그리고 긴장 없는 문 합 할 수 있도록 예상 되는 목 지역에 이식의 최종 정확한 위치 한다. 너무 긴 혈관이 유출 방해 비틀면 때문에 발생할 수 있습니다 때문에, 피할 수 있다. 같은 이유로 정 맥 문 합에 갑 핸들 또한 제거 되어야 한다 reperfusion 다음. 췌 장 이식에서 지역화 된 bleedings의 경우, 성공적인 hemostasis 부드럽게 면 지팡이 사용 하 여 5 분 동안 출혈 측면을 압축 하 여 얻을 수 있습니다. 이 합병증의이 종류를 관리 하는 유일한 성공적인 방법입니다.열화, 비록 매우 선택적, 괴 사 성 췌 장 염으로 인해 거의 모든 경우에서 이식 손실 귀착되는.
요약 하자면, 우리는 및 microsurgically 가능한 기술적 이며 뛰어난 성공 속도 비 봉합 팔목 기술을 사용 하 여 마우스의 췌 장 이식 하는 방법을 개발 했다. 췌 장 덕트 폐색 때문에의 progredient 섬유 증을 감안할 때,이 모델은 초기 이식 손해에 초점을 맞추고 연구 분야에 대 한 가장 적합 합니다. 이 원고는 안전 하 게 그들의 실험실에서이 모델을 확립 하는 연구를 허용 하는 위한 것입니다.

동시 신장-췌 장 이식 (SPK) 환자 당뇨병 mellitus 그리고 끝 단계 신장 질병에서 고통에 대 한 치료의 현재 표준을 나타냅니다. 성공적인 이식 장기 인슐린 독립 안정화 또는 당뇨병 microangiopathy와 더 나은 삶의 질1의 심지어 회귀와 관련 된 발생 합니다. 그러나, 신장과 간 이식 같은 다른 일반적인 고체 기관 이식, 달리 췌 장 이식 더 국 소 빈 혈 reperfusion 상해 (IRI)을 따르게 됩니다. 최대 35%의 보고 한 부각 위태롭게 이식, 뿐만 아니라 심지어 환자, 생존2,3.
산화 스트레스, microcirculatory 장애 증가 식 프로 염증 성 cytokines 및 접착 분자의 결과로 마침내 내 피 활성화 및 그것의 무결성의 손실에는 모두에 기인이 아닌 수용자 이식 부상 4. 지금까지, IRI의 정확한 분자 메커니즘 크게 알 수 있으며 기관 기관에서 다를 수 있습니다.
주요 진행 생체 외에서 모델을 활용 하 여에 불구 하 고 동물 모델의 개발은 췌 장 이식 다음 이식 IRI 관련 변경에 관련 된 분자 메커니즘의 지식을 심화 하 결정적 이다. 설치류의5,6, 여러 가지 췌 장 이식 모델 개발 되었습니다 하지만 단 하나 쥐7에 보고 됩니다. 이 매우 요구 microsurgical 절차는 46%의 낮은 생존 율의 약점이 다. 그러나, 마우스 모델을 다양 한 분자 분석 도구는 그들에 적용 될 수 있기 때문에 이식 관련 연구에 대 한 최고의 모델을 나타냅니다. 다른 장기 이식8,,910쥐에서 광범위 한 microsurgical 경험을 바탕으로, 우리 췌 heterotopic, 자 궁 경부에 대 한 새로운, 높게 재현 기술 개발 와 쥐에 이식 &#62; 90% 성공률 갑 비 봉합 기술을 사용 하 여. 이 기술은 anastomoses 관련 합병증을 최소한 감소와 봉합 모델11에 비해 높은 성공률을 달성 될 수 있다. 지금까지 비슷한 성공률을 하나만 마우스 모델 류 외12에 의해 설명 하고있다. 그러나, 지금까지이 모델을 사용 하 여 게시 없음 연구 있다.

<table><tbody><tr><td>Adventitia Scissors</td><td>S&amp;amp;T</td><td>S-00102</td><td>Straight</td></tr><tr><td>Dumont # 7 Forceps</td><td>FST</td><td>&amp;nbsp;11271- 30</td><td>Curved Tip 0.17 x 0.1 mm</td></tr><tr><td>Yasargil Clip Mini Permanent 7mm</td><td>Aesculap</td><td>FE720K</td><td></td></tr><tr><td>Micro vessel clip</td><td>S&amp;amp;T</td><td>B1 00396 V</td><td></td></tr><tr><td>Vessel dilatator</td><td>S&amp;amp;T</td><td>D-5a.2, 00125</td><td></td></tr><tr><td>Clip applier</td><td>S &amp;amp; T</td><td>CAF-4 00072</td><td>for venous cuff</td></tr><tr><td>Clip applier</td><td>Aesculap</td><td>FE572K&amp;nbsp;</td><td>for the arterial cuff</td></tr><tr><td>Polyethylene tube</td><td>Portex Ltd</td><td></td><td>Inner diameter 0.75 mm for venous cuff</td></tr><tr><td>Polymide tubing</td><td>Vention Medical&amp;nbsp;</td><td>141-0051</td><td>Inner diameter 0.8 mm (Alternative for polyethylene tube from Portex Ltd)</td></tr><tr><td>Polymide tubing</td><td>Vention Medical</td><td>141-0033</td><td>Inner diameter 0.57 mm for arteriail cuff</td></tr><tr><td>Bipolar forceps</td><td>Micromed</td><td>140-100-015</td><td></td></tr><tr><td>8/0 silk ligatures</td><td>Catgut GmbH, Merkuramed</td><td>17209008</td><td></td></tr><tr><td>Custodiol HTK solution</td><td>Dr. Franz K&amp;ouml;hler Chemie</td><td>59997</td><td></td></tr><tr><td>Ketamin Graeub</td><td>aniMedica GmbH</td><td>32554</td><td></td></tr><tr><td>Xylasol Graeub</td><td>aniMedica GmbH</td><td>50855</td><td></td></tr></tbody></table>

mouse model for pancreas transplantation using a modified cuff technique

마우스 모델 이식 연구, 취급이 용이, 다양 한 유전자 잘 정의 된 긴장, 및 분자 프로브 및에서 vivo에서 로 를 수행 하기 위해 시 약의 광범위의 가용성을 포함 하 여 몇 가지 장점이 있는 체 외 연구. 다양 한 murine 이식 모델 우리의 경험을 바탕으로, 우리 밑에 심한 국 소 빈 혈 reperfusion 상해 관련 된 초기 이식 손상 메커니즘을 분석 하는 것으로 쥐에서 heterotopic 췌 장 이식 모델을 개발 했다. 달리 이전 설명된 기법 봉합 기술을 사용 하 여 여기 우리 기술 비 봉합 팔목 기술을 사용 하 여 새로운 절차.
최근 몇 년 동안, 우리가 마우스의 전반적인 성공율에 300 개 이상의 췌 장 이식 수행한 &gt; 90% 성공률 결코 설명 하기 전에 마우스 췌 장 이식에서. 이 아닌 봉합 팔목 기술 이식 revascularization의 두 주요 단계로 구성 됩니다: (I) 폴 리 에틸렌/폴 리 갑을 통해 받는 사람 배 고 완곡 한 합자와 (II) 기증자 선박 배치 그것을 고치는 받는 사람 배 고 두 번째 원주 합자와 고정 나왔으며. 내 피 레이어 결과 높은 patency 속도 덜 thrombogenic 병 변에서의 결과 연속성 및, 마지막으로, 높은 성공률.
이 모델에서 동맥 문 합 받는 사람 동물의 나왔으며 일반적인 경 동맥을 통해 기증자 이식의 복 부 대동맥을 당겨서 이루어집니다. 정 맥 배수 장치는 이식의 받는의 나왔으며 외부 경 정 맥에 당기는 이식의 문맥으로 이루어집니다. 이 원고는 세부 사항 및 장기 복구 및 수 있도록 그들의 실험실에서 이식을 성공적으로 수행 하기 위해 microsurgical 기술 연구원 장기 이식 절차의 중요 한 단계를 제공 합니다.

지난 10 년간 우리는 생쥐에서 300 개 이상의 췌 장 이식 수행. 프로토콜을 설정한 후의 전반적인 생존 했다 &#62; 90%. 수술 후 출혈 이후 치명적인 괴 이식 췌 장 염으로 혈전 증 이식 다음 실패에 대 한 주요 원인 이었다. 두 경우 모두, 끝점은 24 시간 이내에 도달 하 고 동물을 희생 했다. 어떤 신경 장애, 부전 실어증, 그리고이 시리즈에서 외과 측면 감염 증상 없었다.
이식된 이식의 내 분 비 기능을 조사 하 고 따라서 patency 모델의 유효성을 검사, 혈당 intraperitoneally 적용된 streptozotocin (312.5 mg/kg 체중)의 단 하나의 복용량으로 전처리 하 여 받는 사람 마우스에서 유도 되었다 4 수술 전에 일. 마우스 경우 혈당 hyperglycemic 여겨졌다 &#62; 300 mg/dL. 그림 2A 다른 그룹의 혈액 포도 당 수준을 보여줍니다. 16 h의 머리말 붙인된 찬 허 혈 시간 없이 이식 받는 마우스 normogylcemia 이식, 다음 24 시간 이내에 도달 하 고 전체 관찰 기간 동안이 대사 상태를 유지. 대조적으로, 비 이식 동물 hyperglycemic 남아 있었다. 때문에 우리는 국 소 빈 혈 reperfusion 상해 관련 된 이식 손상 내 분 비 기능에 미치는 영향에 관심이 있었다, 우리 16 h 장기 찬 허 혈 시간 (CIT)와 따뜻한 허 혈 시간 (WIT)의 45 분에 이식 노출 했다 제 3의 그룹을 추가. 이러한 이식 받은 쥐 normoglycemia를 도달 하지 않았다 고이 모델13에 치명적인 것으로 표시 되었다 심각한 췌 장 염의 개발으로 인해 48 h 후 희생 되어야 했다.
이 모델은 국 소 빈 혈 reperfusion 상해 관련 된 초기 이식 피해를 조사 하기 위한 다양 한 프로젝트에 대 한 유용 합니다. 추가 조사 포함, 다른 가운데, 2 h 이식 다음을 수행 하는 microcirculatory으로 혼란의 정량화를 위한 공초점 intravital 형광 현미경 검사 법. 이식의 microvessels의 대비는 음 경 정 맥으로 0.4% fluorescein isothiocyanate 표시 된 dextran (150 000 MW)의 0.3 mL를 주입 하 여 향상 되었습니다. 그림 2B 순진한 murine 췌와 장기간된 CIT (그림 2C)에 노출 되지 했다는 이식된 췌 장 이식의 일반 모 세관 패턴을 표시 합니다. 그림 2D 췌 장 이식 장기. CIT 노출의 결과로 미세 혈관의 붕괴를 표시 하는 반면,
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/54998/54998fig1.jpg"> 
그림 1 : 자가 사진. (A) 받는 사람 혈관 문 합에 대 한 준비의 자가 보기. 외부 경 정 맥 (1) 되어 정 맥 폴 리 에틸렌 팔목에 나왔으며과 원형 8/0 실크 합자와 고정. 비유에서 일반적인 경 동맥 (2) 되어 나왔으며과 작은 동맥 폴 리아 미드 팔목에 고정. 스케일 바 m m. 1 (B) 라 전췌 장 이식 포털 정 맥 (1) 및 (2) 혈관 문 합에 필요한 복 부 대동맥의 그 루터 기. (3) 비장 췌 함께 검색 되 고 핸들로 사용 됩니다. 비장은 이식의 reperfusion 전에 제거 됩니다. 규모 1 cm. 바 (C) 자가 보기는 anastomoses의. 포털 정 맥 (1) 나왔으며 외부 경 정 맥의 팔목에 당겨 (2)와 원형 8/0 실크 넥타이 고정. 마찬가지로, 복 부 대동맥 (3)의 대동맥 유세 나왔으며 일반적인 경 동맥 (4)의 팔목 위에 당 겼 다. 1. 다음 5 분 reperfusion perfused 췌 장 이식의 보기 (D) 자가 바 규모: 정 맥, 동맥 클램프, 뒤의 제거 후 성공적으로 이식된 췌 장 이식 동종 분홍 색상을 표시 합니다. 비장의 reperfusion 전에 제거 되었습니다 (1: 합자 비장 혈관). 규모 1 cm. 바 <a href="//ecsource-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/54998/54998fig1large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭 하십시오.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/54998/54998fig2.jpg"> 
그림 2 : 내 분 비 기능과 췌 장 이식의 confocal vivo에서 형광 현미경 검사 법. 그림 2A CIT 없이 이식된 생쥐의 혈액 포도 당 수준으로 꺾은선형 차트를 보여 줍니다 (n = 10, CIT, 블루 라인 없이 PTX), 비-이식 마우스 (n = 11, 아니 PTX 레드 라인), 그리고 장기간된 CIT에 노출 하는 이식 받은 쥐 (PTX + 16 h CIT, n = 10, 녹색 선). 모든 받는 사람 312.5 mg/kg 들어 streptozotocin i.p.과 hyperglycemic 렌더링 이전 했다 CIT 없이 이식의 모든 받는 사람이 그대로 내 분 비 기능 (50 일) 전체 관측 기간을 살아날 수 있었다, 그러나 비 이식 마우스 전체 관찰 기간 동안 hyperglycemic 남아. 16 h CIT에 노출 하는 이식 받은 생쥐 혈당에서 재기 하지 않았다 고 이식 수술, 10-15% 이상의 체중 감소 후 48 h 희생 했다. 전체 관측 기간 살아남은 쥐 날 한 마지막 glycemia 측정을 다음 50에 희생 했다. 미세 이식된 이식에 confocal intravital 형광 현미경 이식 다음 2 h에 의해 평가 되었다. 순진한 췌 컨트롤로 제공 됩니다. 그림 2B 순진한 췌에 정기적으로 모 세관 패턴을 보여 줍니다. 일반 모 세관 메쉬 또한 장기간된 CIT (그림 2C) 대상이 되지 이식된 이식에서 볼 수 있다. 반면, 붕괴는 미세 이식된 이식 장기 CIT (그림 2D)에 노출에서 관찰 됩니다. 스케일 바 100 µ m. 데이터에서 그래프 ± 표준 편차로 표현 됩니다. PTX: 췌 장 이식; CIT: 찬 허 혈 시간; 승: 없이 <a href="//ecsource-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/54998/54998fig2large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭 하십시오.</a>

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Mouse Model for Pancreas Transplantation Using a Modified Cuff Technique

복 부의 단단한 장기 이식 중 췌 장 이식 가혹한 국 소 빈 혈 reperfusion 상해 관련 된 이식 손상, 결국 초기 이식 손실에 지도 개발 하는 경향이 있다. 이 프로토콜 murine 췌 장 이식이 초기, 해로운 손해 분석 적합 비 봉합 팔목 기술을 사용 하 여 모델을 설명 합니다.

췌 장 이식 수정된 팔목 기술을 사용 하 여 마우스 모델

Mouse models have several advantages in transplantation research, including easy handling, a variety of genetically well-defined strains, and the ...

mouse-model-for-pancreas-transplantation-using-modified-cuff

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Medicine

10.9K 조회수.  Medical University Innsbruck. 복 부의 단단한 장기 이식 중 췌 장 이식 가혹한 국 소 빈 혈 reperfusion 상해 관련 된 이식 손상, 결국 초기 이식 손실에 지도 개발 하는 경향이 있다. 이 프로토콜 murine 췌 장 이식이 초기, 해로운 손해 분석 적합 비 봉합 팔목 기술을 사용 하 여 모델을 설명 합니다.

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A Method for Murine Islet Isolation and Subcapsular Kidney Transplantation

Since the early pioneering work of Ballinger and Reckard demonstrating that transplantation of islets of Langerhans into diabetic rodents could normalize their blood glucose levels, islet transplantation has been proposed to be a potential treatment for type 1 diabetes 1,2. More recently, advances in human islet transplantation have further strengthened this view 1,3. However, two major limitations prevent islet transplantation from being a widespread clinical reality: (a) the requirement for large numbers of islets per patient, which severely reduces the number of potential recipients, and (b) the need for heavy immunosuppression, which significantly affects the pediatric population of patients due to their vulnerability to long-term immunosuppression. Strategies that can overcome these limitations have the potential to enhance the therapeutic utility of islet transplantation.
Islet transplantation under the mouse kidney capsule is a widely accepted model to investigate various strategies to improve islet transplantation. This experiment requires the isolation of high quality islets and implantation of islets to the diabetic recipients. Both procedures require surgical steps that can be better demonstrated by video than by text. Here, we document the detailed steps for these procedures by both video and written protocol. We also briefly discuss different transplantation models: syngeneic, allogeneic, syngeneic autoimmune, and allogeneic autoimmune.

Transplantation of isolated islets has been proposed to be a potential treatment for type 1 diabetes. Here we describe a method to isolate islets from mouse pancreata and transplant them to the subcapsular space of the kidney.

Murine 아일릿 절연 및 Subcapsular 신장 이식을위한 방법

Since the early pioneering work of Ballinger and Reckard demonstrating that transplantation of islets of Langerhans into diabetic rodents could normalize ...

연구

의학

Transplantation of Pancreatic Islets Into the Kidney Capsule of Diabetic Mice

Our protocol was developed to cleanly and easily deliver islets or cells under the kidney capsule of diabetic or normal mice. We found that it was easier to concentrate the islets or cells into pellets in the final delivery tubing (PE50) used to transplant the cells under the kidney capsule. This technique provides both speed and ease while reducing any undue stress to the cells or to the mouse.

Loading: Settled, hand picked, islets or pelleted cells are carefully aspirated off the bottom of a 1.5 mL microcentrifuge tube using a p200 pipetteman and a straight, thin-wall pipette tip. A length of PE50 tubing is attached to the pipette tip using a small silicone adapter tubing. Cells are allowed to settle, in the tip, and then are transferred to the PE50 tubing by slowly dialing the pipetteman. Once the cells are near the end of the PE50 tubing, a kink is made and the silicone adaptor tubing is placed over the kink. The PE50 tubing is transferred to a 15 mL conical containing a cut 5 mL pipet, and the PE50 tubing is taped over the side of the 5 mL pipet to prevent curling during centrifuging. Cells are allowed to reach 1,000 rpm and stopped.
Transplantation: Recipient mice are anesthetized, shaved, and cleaned. A small incision is made on the left flank of the mouse and the kidney is exposed. The kidney, fat, and tissue are kept moist with normal saline swab. The distal end of the PE50 is attached to a Hamilton screw drive syringe, containing a pipette tip, using the silicone adaptor tubing. A small nick is made on the right flank side of the kidney, not too large nor too deep. The beveled end of the PE50 tubing, nearest the cells, is carefully placed under the capsule, the tubing is moved around gently to make space while swabbing normal saline; a dry capsule can tear easily. A small air bubble is delivered under the capsule by slowly dialing the syringe screw drive. Islets are then slowly delivered behind the air bubble. Once the islets have been delivered kidney homeostasis is maintained and the knick is cauterized with low heat. The kidney is placed back into the cavity and the peritoneum and skin are sutured and stapled. Mice are immediately treated with Flunixin and Buprenorphine s.q. and placed in a cage on a heating pad.

Our protocol was developed to cleanly and easily deliver islets or cells under the kidney capsule of mice. Cells are concentrated into pellets in the final tubing used for transplanting the cells under the kidney capsule. The ease of this technique reduces stress to the cells and the mouse.

당뇨병 마우스의 신장 캡슐으로 췌장 아일 레츠의 이식

Our protocol was developed to cleanly and easily deliver islets or cells under the kidney capsule of diabetic or normal mice.  We found that it was easier ...

생물학

An Orthotopic Resectional Mouse Model of Pancreatic Cancer

There is a lack of satisfactory animal models to study adjuvant and/or neoadjuvant therapy in patients being considered for surgery of pancreatic cancer (PC). To address this deficiency, we describe a mouse model involving orthotopic implantation of PC followed by distal pancreatectomy and splenectomy. The model has been demonstrated to be safe and suitably flexible for the study of various therapeutic approaches in adjuvant and neo adjuvant settings.
In this model, a pancreatic tumor is first generated by implanting a mixture of human pancreatic cancer cells (luciferase-tagged AsPC-1) and human cancer associated pancreatic stellate cells into the distal pancreas of Balb/c athymic nude mice. After three weeks, the cancer is resected by re-laparotomy, distal pancreatectomy and splenectomy. In this model, bioluminescence imaging can be used to follow the progress of cancer development and effects of resection/treatments. Following resection, adjuvant therapy can be given. Alternatively, neoadjuvant treatment can be given prior to resection.
Representative data from 45 mice are presented. All mice underwent successful distal pancreatectomy/splenectomy with no issues of hemostasis. A macroscopic proximal pancreatic margin greater than 5 mm was achieved in 43 (96%) mice. The technical success rate of pancreatic resection was 100%, with 0% early mortality and morbidity. None of the animals died during the week after resection.
In summary, we describe a robust and reproducible technique for a surgical resection model of pancreatic cancer in mice which mimics the clinical scenario. The model may be useful for the testing of both adjuvant and neoadjuvant treatments.

In the clinical context, patients with localized pancreatic cancer will undergo pancreatectomy followed by adjuvant treatment. This protocol reported here aims to establish a safe and effective method of modelling this clinical scenario in nude mice, through orthotopic implantation of pancreatic cancer followed by distal pancreatectomy and splenectomy.

췌장암의 정형소 절제술 마우스 모델

There is a lack of satisfactory animal models to study adjuvant and/or neoadjuvant therapy in patients being considered for surgery of pancreatic cancer ...

암 연구학

Murine Cervical Heart Transplantation Model Using a Modified Cuff Technique

Mouse models are of special interest in research since a wide variety of monoclonal antibodies and commercially defined inbred and knockout strains are available to perform mechanistic in vivo studies. While heart transplantation models using a suture technique were first successfully developed in rats, the translation into an equally widespread used murine equivalent was never achieved due the technical complexity of the microsurgical procedure. In contrast, non-suture cuff techniques, also developed initially in rats, were successfully adapted for use in mice1-3. This technique for revascularization involves two major steps I) everting the recipient vessel over a polyethylene cuff; II) pulling the donor vessel over the formerly everted recipient vessel and holding it in place with a circumferential tie. This ensures a continuity of the endothelial layer, short operating time and very high patency rates4.
Using this technique for vascular anastomosis we performed more than 1,000 cervical heart transplants with an overall success rate of 95%. For arterial inflow the common carotid artery and the proximal aortic arch were anastomosed resulting in a retrograde perfusion of the transplanted heart. For venous drainage the pulmonary artery of the graft was anastomosed with the external jugular vein of the recipient5.
Herein, we provide additional details of this technique to supplement the video.

The murine cervical heart transplantation model is well suited for immunological as well as ischemia reperfusion injury studies. We modified the procedure using a non-suture cuff technique and performed more than 1,000 successful transplants with this approach.
Herein, we provide additional details of this technique to supplement the video.

수정 커프 기술을 사용하여 쥐의 자궁 심장 이식 모델

Mouse models are of special interest in research since a wide variety of monoclonal antibodies and commercially defined inbred and knockout strains are ...

Syngeneic Mouse Orthotopic Allografts to Model Pancreatic Cancer

Pancreatic ductal adenocarcinoma (PDAC) is a very complex disease characterized by a heterogeneous tumor microenvironment made up of a diverse stroma, immune cells, vessels, nerves, and extracellular matrix components. Over the years, different mouse models of PDAC have been developed to address the challenges posed by its progression, metastatic potential, and phenotypic heterogeneity. Immunocompetent mouse orthotopic allografts of PDAC have shown good promise owing to their fast and reproducible tumor progression in comparison to genetically engineered mouse models. Moreover, combined with their ability to mimic the biological features observed in autochthonous PDAC, cell line-based orthotopic allograft mouse models enable large-scale in vivo experiments. Thus, these models are widely used in preclinical studies for rapid genotype-phenotype and drug-response analyses. The aim of this protocol is to provide a reproducible and robust approach to successfully inject primary mouse PDAC cell cultures into the pancreas of syngeneic recipient mice. In addition to the technical details, important information is given that must be considered before performing these experiments.

Syngeneic mouse orthotopic allografts of pancreatic ductal adenocarcinoma (PDAC) recapitulate the biology, phenotypes, and therapeutic responses of disease subtypes. Owing to their fast, reproducible tumor progression, they are widely used in preclinical studies. Here, we show common practices to generate these models, injecting syngeneic murine PDAC cultures into the pancreas.

췌장암을 모델링하기 위한 Syngeneic Mouse Orthotopic Allografts

Pancreatic ductal adenocarcinoma (PDAC) is a very complex disease characterized by a heterogeneous tumor microenvironment made up of a diverse stroma, ...

Scaffold-supported Transplantation of Islets in the Epididymal Fat Pad of Diabetic Mice

Islet transplantation has been clinically proven to be effective at treating type 1 diabetes. However, the current intrahepatic transplantation strategy may incur acute whole blood reactions and result in poor islet engraftment. Here, we report a robust protocol for the transplantation of islets at the extrahepatic transplantation site-the epididymal fat pad (EFP)-in a diabetic mouse model. A protocol to isolate and purify islets at high yields from C57BL/6J mice is described, as well as a transplantation method performed by seeding islets onto a decellularized scaffold (DCS) and implanting them at the EFP site in syngeneic C57BL/6J mice rendered diabetic by streptozotocin. The DCS graft containing 500 islets reversed the hyperglycemic condition within 10 days, while the free islets without DCS required at least 30 days. The normoglycemia was maintained for up to 3 months until the graft was explanted. In conclusion, DCS enhanced the engraftment of islets into the extrahepatic site of the EFP, which could easily be retrieved and might provide a reproducible and useful platform for investigating the scaffold materials, as well as other transplantation parameters required for a successful islet engraftment.

This protocol demonstrates murine islet isolation and seeding onto a decellularized scaffold. Scaffold-supported islets were transplanted into the epididymal fat pad of streptozotocin (STZ)-induced diabetic mice. Islets survived at the transplantation site and reversed the hyperglycemic condition.

당뇨병 쥐의 부고환 지방 세포에 이식 된 지지체 지지대 지지대

Islet transplantation has been clinically proven to be effective at treating type 1 diabetes. However, the current intrahepatic transplantation strategy ...

생체공학

Intraportal Transplantation of Pancreatic Islets in Mouse Model

Pancreatic islet transplantation to reduce hyperglycemia is highly successful in rodents with chemically-induced diabetes. The most common transplantation site in experimental islet transplantation is the kidney capsule. However, as less is known about the interaction of pancreatic islets with blood constituents, it also makes sense to utilize the portal vein approach in experimental islet transplantation.
This protocol demonstrates an intraportal islet transplantation technique in NMRI nude mice. Streptozotocin (180 mg/kg) is injected intraperitoneally to induce hyperglycemia in recipient mice. They are considered as diabetic at a non-fasting blood glucose level greater than 20 mmol/L. One day prior to transplantation, mouse pancreatic islets are isolated from the donor pancreas by collagenase digestion; a minimum of 350 islets are utilized per diabetic recipient. Depending upon the islet isolation yield, two or more donor mice are utilized per recipient. After overnight culture at 37 &#176;C, islets are administered into the recipient liver via the portal vein. After surgery, the mice are protected in red Makrolon houses and observed until are awake. This protocol maintains glycemic control for 120 days in syngeneic mice and 15 days in allogeneic mice.

Pancreatic islet transplantation is a way to achieve normoglycemia in type 1 diabetes. This article focuses on the transplantation technique through the intraportal route to maintain normal glucose levels in diabetic mice.

Intraportal 이식 마우스 모델에서 췌 장 독도의

Pancreatic islet transplantation to reduce hyperglycemia is highly successful in rodents with chemically-induced diabetes. The most common transplantation ...

A Mouse Model for Chronic Pancreatitis via Bile Duct TNBS Infusion

Chronic pancreatitis (CP) is a complex disease involving pancreatic inflammation and fibrosis, glandular atrophy, abdominal pain and other symptoms. Several rodent models have been developed to study CP, of which the bile duct 2,4,6 -trinitrobenzene sulfonic acid (TNBS) infusion model replicates the features of neuropathic pain seen in CP. However, bile duct drug infusion in mice is technically challenging. This protocol demonstrates the procedure of bile duct TNBS infusion for generation of a CP mouse model. TNBS was infused into the pancreas through the ampulla of Vater in the duodenum. This protocol optimized drug volume, surgical techniques, and drug handling during the procedure. TNBS-treated mice showed features of CP as reflected by bodyweight and pancreas weight reductions, changes in pain-associated behaviors, and abnormal pancreatic morphology. With these improvements, mortality associated with TNBS injection was minimal. This procedure is not only critical in generating pancreatic disease models but is also useful in local pancreatic drug delivery.

Chronic pancreatitis (CP) is a disease characterized by inflammation and fibrosis of the pancreas, often associated with intractable abdominal pain. This article focuses on refining the technique to generate a mouse model of CP via bile duct infusion with 2,4,6 -trinitrobenzene sulfonic acid (TNBS).

담즙 덕트 TNBS 주입을 통한 만성 췌장염을 위한 마우스 모델

Chronic pancreatitis (CP) is a complex disease involving pancreatic inflammation and fibrosis, glandular atrophy, abdominal pain and other symptoms. ...

A Modified Cuff Technique for Mouse Cervical Heterotopic Heart Transplantation Model

Cardiac allograft rejection limits the long-term survival of patients after heart transplantation. A mouse heart transplantation model is ideal for investigating the mechanism of cardiac allograft rejection in preclinical studies because of their high homology with human genes. This understanding would help develop unique approaches to improving patients&#39; long-term survival treated with cardiac allografts. In a mouse model, abdominal donor heart implantation is commonly performed with an end-to-end&#160;anastomosis to the recipient&#39;s aorta and inferior vena cava using stitches. In this model, the donor&#39;s heart is implanted by end-to-end anastomosis to the recipient&#39;s carotid artery and jugular vein by the modified-Cuff technique. The transplantation surgery is performed without stitching and thus may increase the survival of the recipient since there is no interference with the blood supply and venous reflux of the lower body. This mouse model would help investigate the mechanisms underlying the immunological and pathological (acute/chronic) rejection of cardiac allografts.

In the present protocol, a mouse heart transplantation model is used for investigating the mechanism of cardiac allograft rejection. In this heterotopic heart transplantation model, operation efficiency is improved, and the survival of cardiac grafts is ensured by a cervical end-to-end anastomosis of heart implantation using a modified Cuff technique.

마우스 자궁경부 이종 심장 이식 모델을 위한 수정된 커프 기술

Cardiac allograft rejection limits the long-term survival of patients after heart transplantation. A mouse heart transplantation model is ideal for ...

Orthotopic Homograft Tumor Transplantation: A Technique to Generate Pancreatic Tumor Mouse Models

Source: An, X. et al.&#160;<a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/v/57460/" target="_blank">Immunophenotyping of Orthotopic Homograft (Syngeneic) of Murine Primary KPC Pancreatic Ductal Adenocarcinoma by Flow Cytometry</a>. J. Vis. Exp. (2018)
The video explains a stepwise surgical method for orthotopic implantation of a tumor fragment from a cancerous donor to the pancreas of a non-cancerous recipient mice for development of pancreatic cancer. Orthotopically implanted PDAC could recapture the tissue microenvironment of human pancreatic cancers than conventional subcutaneous (SC) models more accurately.

정소성 동종이식 종양 이식: 췌장 종양 마우스 모델을 생성하는 기술

Source: An, X. et al.&#160;Immunophenotyping of Orthotopic Homograft (Syngeneic) of Murine Primary KPC Pancreatic Ductal Adenocarcinoma by Flow Cytometry. ...