우리는 격려를 우리에게 장비를 대출에 대한 카단 팔 둘레, 킴벌리 제이미 슨, 매튜 맥 헨리, 및 라주 Metherate의 제조 후반 루디 림 부르 흐, 감사 및 Almut Kelber와 켄타로 아리카. 이 작품은 ADB에 대한 국립 과학 재단 (NSF) 대학원 연구 KJM에 친목 및 NSF 부여 IOS-1257627에 의해 지원되었다

저자는 더 경쟁 재정적 이해 관계가 없음을 선언합니다.

세포 내 기록 때문에 관련된 많은 기술적 인 단계를 마스터하기 어려운 기술이 될 수 있습니다. 성공적인 실험을 위해 몇 가지 중요한 점을 고려해야합니다. 우선, 실험을 수행하는 적절를 진동 절연 테이블을 갖는 것이 중요하다. 많은 연구자들은 완전히 우수한 제진주는베이스로부터 분리 탁상 공기 테이블을 사용한다. 우리의 설치는 미세 조작기 / 전극 홀더 / 표본 스테이지 장치를 배치되는 상단에 샌드 박스와 두꺼운 대리석 테이블을 포함한다. 이 사내 가스 또는 압축 공기에 대한 액세스가 제한 사항입니다 특히, 공기 테이블에 효과적이고 더 저렴한 대안입니다. 추가의 진동 흡수 수단이 수동 에어 서스펜션 또는 테이블 다리 완충 요소의 첨가 등 취할 수있다 (예를 들어, 테니스 공, 자전거 튜브 두꺼운 겔 패드를 열림). 또한, 실험 장치는 내부에 필수적이다모든과 패러데이 케이지가 제대로 접지. 패러데이 케이지는 녹음 할 때 쉽게 케이지 내부에서 작업 할 때 제거하고 교체 할 수있는 앞의 금속 메쉬 스크린을 가져야한다. 주변 전기 노이즈 (주 AC 전원 공급 장치에서 특히 50 Hz의 잡음) 심지어 소량 그렇지 않으면 좋은 기록을 사용할 수 있습니다. ommatidia, 개안을 둘러싼 시료, 체액 및 안료 층을 준비 할 때 성공적인 녹음을 방지 할 수있다. 각막에 구멍이 너무 큰 절단되면, 체내에서 체액 정상적인 펌핑 불안정 기록 결과 절단 부위에서 위아래로 이동하기 액면시킨다. 구멍이 절단되면, 체액 및 표면 색소 층이 바셀린 밀봉에도 뚫을 딱지로 급속 응고되므로, 가능한 한 빨리 눈에 전극을 얻는 것이 중요하다. 링거 용액 대신 바셀린 사용될 수있다. 접지 전극으로 도입 될 수있다구기 또는 절단 안테나의 그루터기로. 또한, 어두운 적응 가능한 동물을 유지하는 것이 도움이된다. 이 방법의 경우, 단계는 패러데이 케이지, 짧은 기간의 자극이 깜박입니다 (30 ~ 50 밀리 초) 및 플래시 (0.5 이상) 사이에 충분히 낮은 주파수를 입력에서 크세논 램프에서 미광을 차단, 매우 어두운 녹음실을 유지하는 것을 포함한다. 시각 색소가 광자를 흡수 할 때, 로돕신에서 발색단은 모든 -3- hydroxyretinal로 11- 시스에서 전환 - 트랜스 옵신 단백질의 구조적 변화를 유도하고, G 단백질을 시작 metarhodopsin로 전체 단지를, 활성화, 레티 날 종속. 높은 강도의 빛이 물리적으로 옵신 단백질에서 분리하는 발색단을 발생 때 사진 표백가 발생합니다. 이 나오며 전에 전극 만 안정적 일정 시간 동안 세포 내에서 응답을 기록하기 때문에 시간이 실험에서 제한 요소이고또는 멤브레인이 손상되었습니다. 이러한 이유로 우리는 세포가 복구 할 수 있도록 휴식하지 않지만, 우리는 우리가 시간이 지남에 따라 세포의 반응을 저하하지 않는 발견 플래시 지속 시간 및 주파수를 사용합니까. 이 사진 표백가 발생했을 경우 빛의 양 빈도와 강도를 감소하는 것이 중요하다. 막 관통 할 때 기록하는 동안, 전극에 의해 큰 전극의 끝 부분이나 큰 운동은 세포에 손상을 줄 수 있습니다. 만 좋은 팁 기록 셀을 접근 할 때 (이상 ~ 100 MΩ)과 작은 움직임이 사용되어야한다. 세포 내 기록이 뇌 레코딩과 같은 다른 애플리케이션에 적용되는 경우, 극히 작은, 튼튼한 전극은 석영 유리를 이용하여 인출 될 수 있지만, 특별한 풀러 이들 전극에 사용되어야한다. 제 프로그램 당기는 전극을 제조 할 때, 우리는, 전극을 메우기 모의 설정에 전극 홀더에 고정하고, 생리 식염수의 선단부와 접지 전극을 배치하여 선단 저항을 조사했다. 엔내선 우리는 오실로스코프의 전압의 변화를 측정하는 전류를 적용했다. 우리는 두 개의 축을 따라 이동하는 수동 미세 조작기를 사용하는 전극의 끝 부분을 이동합니다. 다른 조작기 세 축을 따라 이동 가능하고 이러한이 또는 더 복잡한 응용 프로그램에 사용될 수있는 디지털 것들을 포함하여 존재한다. 기록 단계를 구축하는 방법은 여러 가지가 있으며, 하드웨어와 소프트웨어의 다양한 유형의 기록에 사용 관측 데이터 분석이있다. 우리의 설치는 기록 장비 중 하나, 간단한 쉽고, 저렴한 설치를 나타냅니다. VlogI 곡선을 작성하는데, 함수 나카 및 33 Rushton 등 플롯 응답 비선형 부분들 (34, 35)에 의해 개발 된 계정. 다양한 방법이 데이터 커브를 피팅하는데 사용되며, 다른 방법이 또한 적합하다하더라도, 우리는 곡선 피팅 소프트웨어를 필요로하지 않는 한 이러한 방법의 결과를 플롯 36,37 ( <st룽&gt; 그림 7). 또한 주어진 파장에서 피크의 흡광도 로돕신 모델 스펙트럼 감도를 비교하는 것이 유용 할 수있다. 여러 게시 된 모델은 로돕신의 흡수 스펙트럼 (38, 39)을 재현하는 것을 목표로하고 있습니다. 곤충 시각 세포에서 발현 시각적 안료의 흡수 스펙트럼의보다 정확한 개념은 필터링 안료 계정 ommatidial 특성을 고려하여 모델링 될 수도 있지만, 추가로 생리 학적 해부 11,40 파라미터의 측정을 필요로한다. 방법의 한계는 연구 유기체가 눈에 하나 이상의 유사한 옵신 유전자를 발현하는 경우가 mRNA의 가능성 시각 세포의 어느 스펙트럼 클래스에 대응하는 옵신 확인하는 것이 어려울 수 있다는 것이다. 이러한 문제를 극복하기 위해,이 방법은 염료 주사와 동일계 하이브리드 또는 성공적 opsins를 식별하는 면역 결합 된 기록 셀 (10)을 표현. 우리의 방법은 간단하고 시각적 인 전기 생리학에 익숙하지 않은 연구자 액세스 할 수 있습니다. 이 기술은 신경 과학에서 흔히 있지만, 고유하고 명확한 방법은 재현이 방법은 어렵게, 문헌에 존재하지 않는다. 이 기술의 많은 변형이 존재하지만, 우리는 화합물 눈에 분광 감도를 측정하는 간단한 방법을 제공합니다. 생리 학적 데이터를 시각적 생태학과 진화 (41)의 이야기에서 증거의 중요한 부분입니다. 옵신 서열 변화는 표현형 변화의 유전 적 기초 조사 연구를위한이 방법 이상적, 시각 세포의 감도와 긴밀하게 연결되어 있습니다. 시각 세포의 감도 측정은 색각 42-46에서 중요한 차별 임계 값에 대한 생리 학적 기초를 보여주는 행동 색상 차별 분석와 결합 될 수있다. 예를 들어 초파리의 유전 적 또는 치료 적 조작,이 technique는 눈이나 뇌뿐만 아니라 47, 48의 적절한 생리 기능을 측정하는 좋은 방법이 될 수 있습니다. 우리가 첫 번째 또는 두 눈의 세포 내 기록의 가장 복잡한 방법은 아니지만, 우리의 희망은 우리가 공식적인 신경 과학의 외부 연구 프로그램에서 재생 및 통합을위한 더 쉽게이 방법을 사용할 수 있도록 할 수 있다는 것입니다.

이러한 신경 세포 등의 전기적 특성은 전압 또는 전류의 변화로 세포막을 가로 지르는 이온의 흐름을 측정함으로써 관찰된다. 전기 생리 다양한 기술 세포 생체 이벤트를 측정하기 위해 개발되었다. 동물의 눈에있는 뉴런 액세스 할 수 있습니다 및 회로는 전기 생리 연구를 위해이 세포 좋은 후보를 만들고, 뇌보다 자주 덜 복잡하다. 눈에서 전기 생리학의 일반적인 응용 프로그램은 전위도 (ERG) 1, 2, 미세 세포 내 기록을 포함한다. ERG는 또는 동물의 눈에 전극을 배치하는 광 자극을인가하고, 모든 주변 셀 3-6의 응답의 합과 같은 전압에서의 변화를 측정하는 것을 포함한다. 하나의 개별 시각 세포의 분광 감도 특성에 특별히 관심이 있다면, 종종 여러 종류의 세포를 동시에 주어진 자극에 다른 힘에 반응; 따라서를눈의 스펙트럼과 유사한 시각 세포의 여러 가지 종류가 특히 ERG 데이터에서 특정 세포 유형의 감도를 결정하기 어려울 수있다. 하나의 잠재적 인 해결책은 눈 R1-6 대부분 세포에서 발현 관심 감광체 (옵신) 유전자로 형질 전환 된 초파리 만들고 ERG의 7 수행하는 것이다. 이러한 방법의 잠재적 인 단점은 감광체 단백질 (8)의 저 발현에는, 형질 전환 동물의 생성 및 스크리닝 긴 시간 프레임을 포함하지 않는다. 스펙트럼 별개의 광 수용체의 적은 종류의 눈에 들어, 컬러 필터와 눈의 적응함으로써, ERG 일부 세포 유형의 기여를 낮추는 분광 감도 최대 9의 추정을 허용 도움이 될 수 있습니다. 세포 내 기록 미세 전극 셀 impales 다른 기술되고 자극이인가된다. 전극 레코드는 해당 개인 노멀idual 세포의 반응은 기록 및 다수의 개별 셀을 분석하는 것은 생리 학적으로 서로 다른 세포 유형 10-14의 특정 감도를 얻을 수 있도록. 우리의 프로토콜은 분광 감도의 분석에 초점을 맞추고 있지만, 날카로운 전극 기록 세포의 기본 원칙은 다른 응용 프로그램에 대한 수정이다. 예를 들어, 시료의 다른 제제를 사용하여 날카로운 석영 전극을 이용하는 경우, 하나의 요구되는 문제에 따라서, 뇌 광섬유 로브 또는 다른 지역의 깊이에서 기록 할 수있다. 예를 들어, 각각의 감광 셀 (15)의 응답 시간은 광 세포 활성은 19과 같은 유사한 기술로 기록 될 수 있고, 또는 컬러 자극 편광 20로 대체 될 수있다 (16) (얇은, 골수 또는 lobula 17), 머리 (18) 또는 다른 신경 로브 -22 또는 운동은 23, 24을 자극. Phototransduction, 프로세스의 광에 의해에너지를 흡수하고 전기 신호로 변환, 거의 모든 오늘날 동물 문 (phyla) (25)에 공통 고대 특징이다. 광 수용체 세포에서 발견 비주얼 phototransduction을 시작 책임이 시각 색소는 로돕신입니다. 모든 동물 Rhodopsins 망막 또는 유사한 분자 (26, 27)에서 파생 옵신 단백질 7 트랜스 G 단백질 결합 수용체 부류의 구성원과 연관된 발색단으로 구성된다. 아미노산 서열 및 발색 구조 옵신 광의 상이한 파장에 로돕신의 흡수에 영향을 미친다. 광자 발색단에 의해 흡수되면 로돕신은 궁극적으로 막 결합 이온 채널 (28)의 개구부를 리드 셀 G 단백질 캐스케이드를 개시 활성화된다. 대부분의 신경 세포와는 달리, 감광 셀은 빛 자극 변화에 응답하여 진폭 상대적인 변화로 측정 할 수있다 그레이드 전위 변화를 겪는다. 일반적으로 주어진감광체 종류 하나만 옵신 유전자 발현 (예외 8,10,29-31 존재하지만). 정교한 색각는 다양한 척추 동물 및 절지 동물에서 발견되는 종류의 각각은 하나 이상의 때때로 로돕신 유형을 나타내는 시각 세포 수백 또는 수천의 복소 눈으로 달성된다. 시각 정보는 컬러 및 모션 완전한 화상의 인식 결과 눈과 뇌 신경 신호 전달 복합체 하류를 통해 감광 모자이크 통해 응답을 비교함으로써 캡처된다. 세포 내 기록 통한 광의 상이한 파장에 대한 시각 세포의 원료 응답을 측정 한 결과, 분광 감도를 계산할 수있다. 이 계산은 시각 세포의 반응이 아니라 그것이 흡수 된 광자 (32)의 특정 특성에,이 흡수 된 광자의 수에 의존한다고 Univariance의 원리에 기초한다. abso 어떤 광자응답의 동일한 종류를 유도 할 것이다 로돕신 의해 rbed. 실제로, 이것은 셀의 원료 응답 진폭 (로돕신 높은 확률 그 파장을 흡수) (흡수 이상의 광자)의 광 강도의 증가 중 인해 증가 또는 피크 감도 향해 파장 시프트에 것을 의미한다. 우리는 알려진 강도와 다른 파장에서 반응 동일한 파장과 같은 강도하지만 알 수없는 상대 감도 세포 반응을 관련이 원리를 사용합니다. 세포 유형은 종종 파장에서 자신의 감도 피크로 식별됩니다. 여기에서 우리는 넓은 연구 커뮤니티에이 방법이 더 접근하기를 중심으로, 세포 내 기록과 나비의 눈에서 광 수용체의 분광 감도의 분석을위한 하나의 방법을 보여줍니다. 세포 내 기록 특히 곤충 색맹에 대하여, 문헌에 공통 남아 있지만, 우리는 그쪽 발견대상 및 방법의 t 설명은 일반적으로 기술의 재생을 허용하기에 너무 짧은 있습니다. 우리는 쉽게 복제를 허용의 목적으로 비디오 형식에서이 방법을 제시한다. 우리는 또한 쉽게 얻을 수 저렴한 장비를 사용하는 방법을 설명합니다. 우리는 새롭고 복잡한 기술을 최적화 할 때 연구를 느리게 자주보고되지 않습니다 일반적인주의 사항을 해결합니다.

determination of photoreceptor cell spectral sensitivity in an insect model from in vivo intracellular recordings

세포 내 기록 단일 셀은 주어진 자극에 응답 할 수 있는지 결정하는데 사용될 수있는 강력한 기술이다. 비전 연구에서는 세포 내 기록은 역사적으로 오늘날 사용되는 다른 빛의 자극에 각각의 광 수용체 세포의 민감도를 연구하는 데 사용되는 일반적인 기술하고있다. 그러나, 눈에 세포 내 기록 실험을 복제하고자하는 연구자의 문헌에서 상세한 방법론의 부족이 남아있다. 여기에 우리가 더 일반적으로 눈의 생리를 조사하기위한 모델로 곤충을 제시한다. 곤충 시각 세포는 눈의 표면 근처에 위치하기 때문에 달성하기 용이 한 시각에 관련기구의 대부분은 동물 phyla의 걸쳐 보존되어있다. 우리는 전자에 약간의 사전 경험이있는 연구자들에게이 기술을 더 접근 할 수 있도록 목표로, 나비의 눈에서 광 수용체 세포의 생체 내 세포 내 녹음을위한 기본 절차를 설명lectrophysiology. 우리는 단일 셀에 유리 미세하고, 마지막으로 기록 절차 자체를 삽입하는 방법, 녹화 라이브 나비을 제조하는 방법에 필요한 기본 장비를 소개한다. 또한 각각의 세포 종류의 분광 감도를 판정하기위한 원료 응답 데이터의 기본 분석을 설명한다. 우리 프로토콜 분광 감도를 결정하는 단계에 중점을두고 있지만, 다른 자극 (예를 들면, 편광) 및 상기 방법의 변형이 설정에 적용될 수있다.

녹화 설정의 많은 요소를 들어, 서면 설명은 충분한 정보를 제공하지 않는다.도 1은 완전한 녹화 설정에 관련된 구성 요소의 도면이다. 도 2에서, 스펙트럼 보정 팩터가 필요한 이유를 이해하고 이것이 정정을 계산하기 위해 필요하다 수득 백색광 각 간섭 필터 그려진다. 3 사진 및 이들에 사용되는 카아 아암의 다이어그램을 나타낸다 실험.도 4는 기록 ​​단계 및 미세 조작기를 나타내는 합성 화상이다.도 5는 실험 나비 제제의 여러 단계를 도시한다. 기록이 시작되면, 플래시 광에 응답하여 음의 전압 변화는 전극이도 6a에서와 같이 셀의 외부에 있다는 것을 의미한다. 반응의 강도가 전극 근방에 따​​라시각 세포 및 플래시 광의 입사 각도로 기울어. 응답은 커야한다 (&gt; 30 MV) 끝이 푹 찌르다하는 셀에 충분히 가까이 전에. 6B 그림은 시각 세포로 항목을 상징하는 빛 자극에 대한 명확한 탈분극 응답을 보여줍니다. 절대 진폭이 상당히 달라질 수 있지만, (적어도 40 MV) 휴지 전위는 안정적이어야하며 응답 진폭 커야한다. 우리는 상대 응답을 측정하므로이 신호 대 잡음비가 높은 것이 더 중요하다. 전위 변화를 크게 쉬고 경우 응답 파형을 보이는 비정상적 또는 최대 응답은 모든 간섭 필터가 불가능해진다 걸쳐 다음 대하여 응답을 비교 너무 낮다. 불가능한 기록의 예는도 6C, 6D에 나타내었다. 레코딩 완료 후, ND 응답 플롯되어야하며 나카 Rushton 식은 데이터 (33)에 장착해야이야hown 그림 7.이 수치는 간섭 필터없이 ND 필터 시리즈를 사용하여 그려집니다. 기록이 안정적이면 ND 필터 일련의 데이터는 이전과 이후의 실험과 유사해야한다. 프로토콜의 제 6의 계산에 설명 된 바와 같이 분광 감도는 주어진 파장에서 각 응답 (V)에 대한 (I)에 대한 해결 한 다음,도 7에 VlogI 플롯에 나카 Rushton 방정식 피팅에 의해 결정된다. 하나의 기록에서 파생 된 분광 감도의 대표적인 예는 (이 예제를 참고하시기 바랍니다 실제 계산 된 데이터를 보여 주지만,이 결과가 게시되지 않은 그대로 피크가 이동 된)도 8a에 도시된다. 세포 유형은 동일한 파장에서 최고 민감도 및 민감도 스펙트럼의 전체적인 형상으로 분류 될 수있다. 유사 세포 유형은 평균화되어 평균 감도 Figu의 각 파장에서의 표준 오차 막대 플롯도 8b를 다시. 곤충에서 발견되는 세 가지 일반적인 유형의 세포의 분광 감도가도 8c에 도시되어있다 (크기 및 오차 막대는 실제 데이터를 사용하여 계산되지만, 피크 시프트된다). <img alt="그림 3" src="/files/ftp_upload/53829/53829fig3.jpg" style="opacity: 0.9; font-size: 13.888888359069824px; line-height: 28px;" /> 그림 1 :. 빛의 경로 기록 구성 요소의 도식은 설치 표본 및 하드웨어를 기록하는 표시됩니다. 광학 트랙은 패러데이 케이지 외부 나무 벤치에 앉아있다. 크세논 (Xe), 크세논 아크 램프, CD, 콘덴서 조립, LX, 볼록 렌즈, ND, 감광 필터 휠, Cf를, 간섭 필터, S, 셔터, LC, 오목 렌즈, 공동 , 평행 광 프로브 FO, 광섬유 케이블. 패러데이 케이지에 앉아시편 주위에 나무 벤치. 나무 벤치 위에 앉아하지만 아래를 진동 격리 된 대리석 테이블을 터치하지 않습니다. (RC)를 기록 및 기준 (RF) 전극 headstage (HS)에 부착된다. Rc를는 눈 (E)로 도입되고, Rf는 신체의 다른 부분 내로 도입된다. headstage는 패러데이 케이지 외부 전치 증폭기 (PA)의 설치 부분이다. 신호 협잡 노이즈 리듀서 (HB)를 통해 전치 증폭기에서 전달하고, 오실로스코프 (OS)로된다. 오실로스코프에서 신호는 PowerLab의 하드웨어 (PLB)를 통해이 Labchart 소프트웨어에 의해 판독 된 노트북 컴퓨터 (CPU)에 전달된다. 셔터는 오실로스코프의 제 2 채널 통과 함수 발생기 (FG)에 의해 제어되고,이 신호뿐만 아니라 기록하는 경우는 또한 하드웨어 PowerLab의 제 2 채널을 통해 전달 될 ​​수있다. <img alt="그림 5" src="/files/ftp_upload/53829/53829fig5.jpg" style="opacity: 0.9; font-size: 13.888888359069824px; line-height: 28px;" /> 그림 2 :. 화이트 라이트와 간섭 필터 스펙트럼 교정 인자를 계산하는 데 사용되는 프로토콜의 단계 2.5에서 측정 된 스펙트럼은 백색광뿐만 아니라 각각의 41 간섭 필터를 들어, 300에서 700 나노 미터로 표시됩니다. 각각의 간섭 필터 스펙트럼 광로 만 필터로 측정된다. T (520)는 520 nm의 피크를 가진 스펙트럼 필터 하부의 영역에 대응하고, S (520)는 필터, 520 nm의 피크 파장 백색광의 강도에 대응한다. 이러한 값은 프로토콜의 단계 2.6에 기재된 바와 같이 (이 경우에 520 nm의) 각 필터에 대한 보정 계수를 계산하는 데 사용된다. <p class="jove_content" fo:keep-together.within-페이지 = &quot;1&quot;&gt; <img alt="그림 4" src="/files/ftp_upload/53829/53829fig4.jpg" style="opacity: 0.9; font-size: 13.888888359069824px; line-height: 28px;" /> 도 3. 실험에 사용 카아 팔 둘레 설명 카아 아암 광섬유 케이블 보유 완전한 구형 회전 광이 기록되는 셀에 입사 적절한 각도로 전달 될 ​​수 있도록 각도 조정을 허용한다. (A) 하향식보기. 각도 측으로부터 (B) 볼. 숫자는 모든 패널에서 같은 부분에 해당합니다. (1) 바닥 판의 수평면 내의 모든 원형 회전을 허용한다. (2) 수직 플레이트 수직면 아암의 전체 순환 회전을 허용한다. (3)이 실린더 단부에 광섬유 케이블 금속 지지대를 보유하고, (2)에 수직 인 원형 회전 2 수직 평면을 허용한다. (4) 광섬유 케이블이 유지되고 난n 개의 아암의 단부에 배치하고 빛이 실험 장치에서의 시료의 위치에 관한 것이다. <img alt="그림 1" src="/files/ftp_upload/53829/53829fig1.jpg" /> 그림 4 :. 녹화 설정의 구성 요소 (A) 플라스틱 튜브는 시료를 보관하는 데 사용. (B) 시편과 튜브가 장착 된 플랫폼의 오버 헤드보기. 자기베이스 (1)와 볼과 관절 플랫폼 (C) 측면보기. 기준 전극은 플랫폼 (2)의 측면에 접착제 및 왁스 움직이지 유지했다. 기준 전극 악어 클립 감싸 및 headstage 기준 전극은 클립 수 첨부 영역 (3)을 제공하는 위치에 결합. 20X 배율 아래 (D) 전극 팁. 스케일 바, 25 μm의. (E) 단계, 전극 홀더 및 미세 조작기의 설치. headstage (1)와 상기 고정 장치기록은 와이어 (2) 악어 클립과 기준 전극 (3) 첨부. 전극 홀더 (4)가 수동으로 고정 미세 조작기 (5) 아래에서 포스트가 수직 이동을위한 노브로 조절 될 수 있거나 또는 가압 전극 홀더의 수평 운동으로 당겨질 수있다. 시료와 자기 플랫폼은 전극 홀더 아래 단계 (6)에 앉아있다. (F)는 패러데이 케이지 아래 앞까지 당겨 지거나 할 수있는 화면 녹화 설정을 둘러싸고 있습니다. 알루미늄 호일 위에 고무 패드로 모든 장비 아래에 배치됩니다. 광섬유 케이블 (1)은 외부 광 트랙 케이지 리드 및 스테이지 (3)를 향해 카아 아암 (2)에 의해 지시된다. 기록 무대와 조작 장치는 설정 아래에 대리석 테이블에 쉬고 모래 상자 (4)에 배치됩니다. 다른 모든 장비는 대리석 테이블에 닿지 않도록 나무 벤치 위에 달려있다. 모래 상자 구멍에 대리석 테이블 위에 앉아시편이 완전히 진동 적 나무 탁상에 장비에서 분리되도록, 나무 테이블에서 잘라. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/53829/53829fig1large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a> <img alt="그림 2" src="/files/ftp_upload/53829/53829fig2.jpg" /> 그림 5 :. 나비 준비 (A) 나비 관과 머리, 날개에 삽입되고, 안테나 뜨거운 왁스로 고정된다. 무관심 전극 (1) 건조 왁스 편이 복부 (2) 웨트 티슈 시편 뒤에 배치를 보유하는 데 사용되는 입 부분에 삽입된다. (B) 머리의 근접 아래로 왁스 칠. 눈은 (1) 왁스 또는 파편으로부터 명백 유지에서 기록되어야하고, 상기 기준 전극 (2)의 입 부분에 삽입되어 제자리에 유지 위에 핫 왁스가 신속히 용융된다.(C) 핑크 화이트 시각 세포 층을 볼 수있는 눈으로 절단 구멍. 검은 색 안료과 노란색 체액은 존재하지 않는다. (D) 눈에 배치 유리 기록 전극 (1) 무관심 전극과 시편의 측면보기 (2) 오실로스코프에 표시되는 회로를 완료해야합니다 머리 스테이지에 부착. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/53829/53829fig2large.jpg" target="_blank">보려면 여기를 클릭하십시오 이 그림의 더 큰 버전.</a> <img alt="그림 6" src="/files/ftp_upload/53829/53829fig6.jpg" style="font-size: 14px;" /> 그림 6 :. 샘플 녹음에서 원시 응답 각 응답은 50 밀리 초 시간 (검은 막대)의 단일 빛 플래시에 해당합니다. (A) 막보아야 큰 음의 전압 변화의 일례셀에 들어가기 전에. (B) 깨끗한 기록은 일반적으로 적어도 40 MV를 약간의 배경 소음과 큰 탈분극 응답을 가져야한다. 인해 주 피크 (화살촉) 후에 음의 전위 변화 (C) 불량한 기록 예. (D) 나쁜 기록의 또 다른 예. 휴지 전위 변동이 큰 (빨간색 막대)과 응답 (화살촉)의 진폭을 가릴 수있는 배경 잡음의 다량 겪고있다. <img alt="그림 7" src="/files/ftp_upload/53829/53829fig7.jpg" /> 그림 7 :. 응답-강도 로그 - 선형 기능 솔리드 원은이 실험적인 설정에, 0 OD 3.5에서 셀의 측정 된 응답을 보여줍니다. 빛의 강도는 로그 스케일에 있습니다. 매우 높은 농도에서 반응은 포화되고, 매우 낮은 강도에서 작은 응답 대신 제로 라인을 따라 낙하 지속. 티그는 나카 Rushton 식 (33)이 비선형 형상 (점선)에 설치된다. <img alt="그림 8" src="/files/ftp_upload/53829/53829fig8.jpg" /> 도 8. 분광 감도 예 (A) 하나의 대표적인 셀의 응답을 기록하고, 상대 분광 감도를 계산 하였다. 이 세포의 피크는 푸른 빛에 최선가 응답 의미, 440 nm에서입니다. 단일 셀 데이터는 시끄러운 (380 nm에서 피크)를 보일 수 있습니다. 동일한 상대 피크 모양 (B) 세포를 함께 평균을 표준 오차 막대가 추가됩니다. 여기에, 일곱 개인의 일곱 파란색 셀은 셀 타입은 440 nm에서 빛을 최대로 구분이 종에서 존재한다는 강력한 증거를 제공하는 평균되었다. (C) 본 공정은 발견 된 모든 세포 타입에 대해 반복하고 같이 나타내 어질 수있다. 곤충 눈들은 분광 감도 그러나 일반적인 기능에 다양요법은 370 nm의, 440 nm의, 510 nm에서, 여기에 표시된 피크를 가질 수있다. 이들 분광 감도는 모두 데이터를 사용하여 계산되지만, 데이터가 아직 종 번역되지 않기 때문에 피크가 시프트되어, 주.

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Determination of Photoreceptor Cell Spectral Sensitivity in an Insect Model from In Vivo Intracellular Recordings

세포 내 기록의 전기 생리 기술 시연과 나비의 화합물 눈에 하나의 광 수용체 세포의 스펙트럼 감도를 결정하는 데 사용됩니다.

에서 곤충 모델에서 시각 세포 스펙트럼 감도의 결정<em&gt; 생체</em&gt; 세포 내 녹음

Intracellular recording is a powerful technique used to determine how a single cell may respond to a given stimulus. In vision research, intracellular ...

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Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Determination of Photoreceptor Cell Spectral Sensitivity in an Insect Model from In Vivo Intracellular Recordings

11.3K 조회수.  University of California, Irvine.  세포 내 기록의 전기 생리 기술 시연과 나비의 화합물 눈에 하나의 광 수용체 세포의 스펙트럼 감도를 결정하는 데 사용됩니다. 

비디오: Determination of Photoreceptor Cell Spectral Sensitivity in an Insect Model from In Vivo Intracellular Recordings

Dissection and Culture of Commissural Neurons from Embryonic Spinal Cord

Commissural neurons have been widely used to investigate the mechanisms underlying axon guidance during embryonic spinal cord development. The cell bodies of these neurons are located in the dorsal spinal cord and their axons follow stereotyped trajectories during embryonic development. Commissural axons initially project ventrally towards the floorplate. After crossing the midline, these axons turn anteriorly and project towards the brain. Each of these steps is regulated by the action of several guidance cues. Cultures highly enriched in commissural neurons are ideally suited for many experiments addressing the mechanisms of axon pathfinding, including turning assays, immunochemistry and biochemistry. Here, we describe a method to dissect and culture commissural neurons from E13 rat dorsal spinal cord. First, the spinal cord is isolated and dorsal strips are dissected out. The dorsal tissue is then dissociated into a cell suspension by trypsinization and mechanical disruption. Neurons are plated onto poly-L-lysine-coated glass coverslips or tissue-culture dishes. After 30 hours in vitro, most neurons have extended an axon. The purity of the culture (Yam et al. 2009), typically over 90%, can be assessed by immunolabeling with the commissural neuron markers DCC, LH2 and TAG1 (Helms and Johnson, 1998). This neuronal preparation is a useful tool for in vitro studies of the cellular and molecular mechanisms of commissural axon growth and guidance during spinal cord development.

This video demonstrates a method to dissect and culture commissural neurons from E13 rat dorsal spinal cord. Dissociated commissural neurons are useful to study the cellular and molecular mechanisms of axon growth and guidance.

배아 척수에서 뉴런의 Commissural 해부와 문화

Commissural neurons have been widely used to investigate the mechanisms underlying axon guidance during embryonic spinal cord development. The cell bodies ...

연구

신경과학

Single-unit In vivo Recordings from the Optic Chiasm of Rat

Information about the visual world is transmitted to the brain in sequences of action potentials in retinal ganglion cell axons that make up the optic nerve. In vivo recordings of ganglion cell spike trains in several animal models have revealed much of what is known about how the early visual system processes and encodes visual information. However, such recordings have been rare in one of the most common animal models, the rat, possibly owing to difficulty in detecting spikes fired by small diameter axons. The many retinal disease models involving rats motivate a need for characterizing the functional properties of ganglion cells without disturbing the eye, as with intraocular or in vitro recordings. Here, we demonstrate a method for recording ganglion cell spike trains from the optic chiasm of the anesthetized rat. We first show how to fabricate tungsten-in-glass electrodes that can pick up electrical activity from single ganglion cell axons in rat. The electrodes outperform all commercial ones that we have tried. We then illustrate our custom-designed stereotaxic system for in vivo visual neurophysiology experiments and our procedures for animal preparation and reliable and stable electrode placement in the optic chiasm.

Single-unit In vivo Recordings from the Optic Chiasm of Rat

Retinal ganglion cells transmit visual information from the eye to the brain with sequences of action potentials. Here, we demonstrate how to record the action potentials of single ganglion cells in vivo from anesthetized rats.

단일 유닛 생체내에서</em암흑의 광학 Chiasm에서> 레코딩

Information about the visual world is transmitted to the brain in sequences of action potentials in retinal ganglion cell axons that make up the optic ...

Retrograde Fluorescent Labeling Allows for Targeted Extracellular Single-unit Recording from Identified Neurons In vivo

The overall goal of this method is to record single-unit responses from an identified population of neurons. In vivo electrophysiological recordings from individual neurons are critical for understanding how neural circuits function under natural conditions. Traditionally, these recordings have been performed 'blind', meaning the identity of the recorded cell is unknown at the start of the recording. Cellular identity can be subsequently determined via intracellular1, juxtacellular2 or loose-patch3 iontophoresis of dye, but these recordings cannot be pre-targeted to specific neurons in regions with functionally heterogeneous cell types. Fluorescent proteins can be expressed in a cell-type specific manner permitting visually-guided single-cell electrophysiology4-6. However, there are many model systems for which these genetic tools are not available. Even in genetically accessible model systems, the desired promoter may be unknown or genetically homogenous neurons may have varying projection patterns. Similarly, viral vectors have been used to label specific subgroups of projection neurons7, but use of this method is limited by toxicity and lack of trans-synaptic specificity. Thus, additional techniques that offer specific pre-visualization to record from identified single neurons in vivo are needed. Pre-visualization of the target neuron is particularly useful for challenging recording conditions, for which classical single-cell recordings are often prohibitively difficult8-11. The novel technique described in this paper uses retrograde transport of a fluorescent dye applied using tungsten needles to rapidly and selectively label a specific subset of cells within a particular brain region based on their unique axonal projections, thereby providing a visual cue to obtain targeted electrophysiological recordings from identified neurons in an intact circuit within a vertebrate CNS.
The most significant novel advancement of our method is the use of fluorescent labeling to target specific cell types in a non-genetically accessible model system. Weakly electric fish are an excellent model system for studying neural circuits in awake, behaving animals12. We utilized this technique to study sensory processing by "small cells" in the anterior exterolateral nucleus (ELa) of weakly electric mormyrid fish. "Small cells" are hypothesized to be time comparator neurons important for detecting submillisecond differences in the arrival times of presynaptic spikes13. However, anatomical features such as dense myelin, engulfing synapses, and small cell bodies have made it extremely difficult to record from these cells using traditional methods11, 14. Here we demonstrate that our novel method selectively labels these cells in 28% of preparations, allowing for reliable, robust recordings and characterization of responses to electrosensory stimulation.

Retrograde Fluorescent Labeling Allows for Targeted Extracellular Single-unit Recording from Identified Neurons In vivo

Retrograde transport of fluorescent dye labels a sub-population of neurons based on anatomical projection. Labeled axons can be visually targeted in vivo, permitting extracellular recording from identified axons. This technique facilitates recording when neurons cannot be labeled through genetic manipulation or are difficult to isolate using 'blind' in vivo approaches.

역행 형광 라벨이 확인 된 신경 세포의 표적 세포 외 단일 단위 기록을 허용<em&gt; 생체 내</em

The overall goal of this method is to record single-unit responses from an identified population of neurons. In vivo electrophysiological recordings from ...

Functional Neuroimaging Using Ultrasonic Blood-brain Barrier Disruption and Manganese-enhanced MRI

Although mice are the dominant model system for studying the genetic and molecular underpinnings of neuroscience, functional neuroimaging in mice remains technically challenging. One approach, Activation-Induced Manganese-enhanced MRI (AIM MRI), has been used successfully to map neuronal activity in rodents 1-5. In AIM MRI, Mn2+ acts a calcium analog and accumulates in depolarized neurons 6,7. Because Mn2+ shortens the T1 tissue property, regions of elevated neuronal activity will enhance in MRI. Furthermore, Mn2+ clears slowly from the activated regions; therefore, stimulation can be performed outside the magnet prior to imaging, enabling greater experimental flexibility. However, because Mn2+ does not readily cross the blood-brain barrier (BBB), the need to open the BBB has limited the use of AIM MRI, especially in mice.
One tool for opening the BBB is ultrasound. Though potentially damaging, if ultrasound is administered in combination with gas-filled microbubbles (i.e., ultrasound contrast agents), the acoustic pressure required for BBB opening is considerably lower. This combination of ultrasound and microbubbles can be used to reliably open the BBB without causing tissue damage 8-11.
Here, a method is presented for performing AIM MRI by using microbubbles and ultrasound to open the BBB. After an intravenous injection of perflutren microbubbles, an unfocused pulsed ultrasound beam is applied to the shaved mouse head for 3 minutes. For simplicity, we refer to this technique of BBB Opening with Microbubbles and UltraSound as BOMUS 12. Using BOMUS to open the BBB throughout both cerebral hemispheres, manganese is administered to the whole mouse brain. After experimental stimulation of the lightly sedated mice, AIM MRI is used to map the neuronal response.
To demonstrate this approach, herein BOMUS and AIM MRI are used to map unilateral mechanical stimulation of the vibrissae in lightly sedated mice 13. Because BOMUS can open the BBB throughout both hemispheres, the unstimulated side of the brain is used to control for nonspecific background stimulation. The resultant 3D activation map agrees well with published representations of the vibrissae regions of the barrel field cortex 14. The ultrasonic opening of the BBB is fast, noninvasive, and reversible; and thus this approach is suitable for high-throughput and/or longitudinal studies in awake mice.

A technique is described for broadly opening the blood-brain barrier in the mouse using microbubbles and ultrasound. Using this technique, manganese can be administered to the mouse brain. Because manganese is an MRI contrast agent that accumulates in depolarized neurons, this approach enables imaging of neuronal activity.

초음파 혈액 - 뇌 장벽 파괴 및 망간 향상된 MRI를 사용하여 기능성 Neuroimaging

Although mice are the dominant model system for studying the genetic and molecular underpinnings of neuroscience, functional neuroimaging in mice remains ...

Design and Assembly of an Ultra-light Motorized Microdrive for Chronic Neural Recordings in Small Animals

The ability to chronically record from populations of neurons in freely behaving animals has proven an invaluable tool for dissecting the function of neural circuits underlying a variety of natural behaviors, including navigation1 , decision making 2,3, and the generation of complex motor sequences4,5,6. Advances in precision machining has allowed for the fabrication of light-weight devices suitable for chronic recordings in small animals, such as mice and songbirds. The ability to adjust the electrode position with small remotely controlled motors has further increased the recording yield in various behavioral contexts by reducing animal handling.6,7
 Here we describe a protocol to build an ultra-light motorized microdrive for long-term chronic recordings in small animals. Our design evolved from an earlier published version7, and has been adapted for ease-of use and cost-effectiveness to be more practical and accessible to a wide array of researchers. This proven design 8,9,10,11 allows for fine, remote positioning of electrodes over a range of ~ 5 mm and weighs less than 750 mg when fully assembled. We present the complete protocol for how to build and assemble these drives, including 3D CAD drawings for all custom microdrive components.

The design, fabrication and assembly of an ultra-light motorized microdrive is described. The device provides a cost-effective and easy-to-use solution for chronic recordings of single units in small behaving animals.

작은 동물의 만성 신경 레코딩을위한 초경량 동력 Microdrive의 설계 및 조립

The ability to chronically record from populations of neurons in freely behaving animals has proven an invaluable tool for dissecting the function of ...

Dual Electrophysiological Recordings of Synaptically-evoked Astroglial and Neuronal Responses in Acute Hippocampal Slices

Astrocytes form together with neurons tripartite synapses, where they integrate and modulate neuronal activity. Indeed, astrocytes sense neuronal inputs through activation of their ion channels and neurotransmitter receptors, and process information in part through activity-dependent release of gliotransmitters. Furthermore, astrocytes constitute the main uptake system for glutamate, contribute to potassium spatial buffering, as well as to GABA clearance. These cells therefore constantly monitor synaptic activity, and are thereby sensitive indicators for alterations in synaptically-released glutamate, GABA and extracellular potassium levels. Additionally, alterations in astroglial uptake activity or buffering capacity can have severe effects on neuronal functions, and might be overlooked when characterizing physiopathological situations or knockout mice. Dual recording of neuronal and astroglial activities is therefore an important method to study alterations in synaptic strength associated to concomitant changes in astroglial uptake and buffering capacities. Here we describe how to prepare hippocampal slices, how to identify stratum radiatum astrocytes, and how to record simultaneously neuronal and astroglial electrophysiological responses. Furthermore, we describe how to isolate pharmacologically the synaptically-evoked astroglial currents.

The preparation of acute brain slices from isolated hippocampi, as well as the simultaneous electrophysiological recordings of astrocytes and neurons in stratum radiatum during stimulation of schaffer collaterals is described. The pharmacological isolation of astroglial potassium and glutamate transporter currents is demonstrated.

급성 Hippocampal 슬라이스에 Synaptically-evoked Astroglial와 Neuronal 응답의 듀얼 Electrophysiological 레코딩

Astrocytes form together with neurons tripartite synapses, where they integrate and modulate neuronal activity. Indeed, astrocytes sense neuronal inputs ...

Simultaneous Whole-cell Recordings from Photoreceptors and Second-order Neurons in an Amphibian Retinal Slice Preparation

One of the central tasks in retinal neuroscience is to understand the circuitry of retinal neurons and how those connections are responsible for shaping the signals transmitted to the brain. Photons are detected in the retina by rod and cone photoreceptors, which convert that energy into an electrical signal, transmitting it to other retinal neurons, where it is processed and communicated to central targets in the brain via the optic nerve. Important early insights into retinal circuitry and visual processing came from the histological studies of Cajal1,2 and, later, from electrophysiological recordings of the spiking activity of retinal ganglion cells - the output cells of the retina3,4.
A detailed understanding of visual processing in the retina requires an understanding of the signaling at each step in the pathway from photoreceptor to retinal ganglion cell. However, many retinal cell types are buried deep in the tissue and therefore relatively inaccessible for electrophysiological recording. This limitation can be overcome by working with vertical slices, in which cells residing within each of the retinal layers are clearly visible and accessible for electrophysiological recording.
Here, we describe a method for making vertical sections of retinas from larval tiger salamanders (Ambystoma tigrinum). While this preparation was originally developed for recordings with sharp microelectrodes5,6, we describe a method for dual whole-cell voltage clamp recordings from photoreceptors and second-order horizontal and bipolar cells in which we manipulate the photoreceptor's membrane potential while simultaneously recording post-synaptic responses in horizontal or bipolar cells. The photoreceptors of the tiger salamander are considerably larger than those of mammalian species, making this an ideal preparation in which to undertake this technically challenging experimental approach. These experiments are described with an eye toward probing the signaling properties of the synaptic ribbon - a specialized synaptic structure found in a only a handful of neurons, including rod and cone photoreceptors, that is well suited for maintaining a high rate of tonic neurotransmitter release7,8 - and how it contributes to the unique signaling properties of this first retinal synapse.

We describe the preparation of thin retinal slices from aquatic tiger salamanders (Ambystoma tigrinum) and explain how we use these slices to study synaptic processing in the retina by obtaining dual whole-cell voltage clamp recordings from photoreceptors and second-order horizontal and bipolar cells.

양서류 망막 슬라이스 준비 광수와 2 차 신경 세포에서 동시에 전체 세포 녹음

One of the central tasks in retinal neuroscience  is to understand the circuitry of retinal neurons and how those connections are  responsible for shaping ...

A Simple and Inexpensive Method for Determining Cold Sensitivity and Adaptation in Mice

Cold hypersensitivity is a serious clinical problem, affecting a broad subset of patients and causing significant decreases in quality of life. The cold plantar assay allows the objective and inexpensive assessment of cold sensitivity in mice, and can quantify both analgesia and hypersensitivity. Mice are acclimated on a glass plate, and a compressed dry ice pellet is held against the glass surface underneath the hindpaw. The latency to withdrawal from the cooling glass is used as a measure of cold sensitivity.
Cold sensation is also important for survival in regions with seasonal temperature shifts, and in order to maintain sensitivity animals must be able to adjust their thermal response thresholds to match the ambient temperature. The Cold Plantar Assay (CPA) also allows the study of adaptation to changes in ambient temperature by testing the cold sensitivity of mice at temperatures ranging from 30 &#176;C to 5 &#176;C. Mice are acclimated as described above, but the glass plate is cooled to the desired starting temperature using aluminum boxes (or aluminum foil packets) filled with hot water, wet ice, or dry ice. The temperature of the plate is measured at the center using a filament T-type thermocouple probe. Once the plate has reached the desired starting temperature, the animals are tested as described above.
This assay allows testing of mice at temperatures ranging from innocuous to noxious. The CPA yields unambiguous and consistent behavioral responses in uninjured mice and can be used to quantify both hypersensitivity and analgesia. This protocol describes how to use the CPA to measure cold hypersensitivity, analgesia, and adaptation in mice.

The Cold Plantar Assay (CPA) measures cold responsiveness between 30 &#176;C and 5 &#176;C, and can also measure cold adaptation. This protocol describes how to use the CPA to measure cold hypersensitivity, analgesia, and adaptation in mice.

마우스에 콜드 민감도 및 적응을 결정하기위한 간단하고 저렴한 방법

Cold hypersensitivity is a serious clinical problem, affecting a broad subset of patients and causing significant decreases in quality of life.  The cold ...

Simultaneous ex vivo Functional Testing of Two Retinas by in vivo Electroretinogram System

An In vivo electroretinogram (ERG) signal is composed of several overlapping components originating from different retinal cell types, as well as noise from extra-retinal sources. Ex vivo ERG provides an efficient method to dissect the function of retinal cells directly from an intact isolated retina of animals or donor eyes. In addition, ex vivo ERG can be used to test the efficacy and safety of potential therapeutic agents on retina tissue from animals or humans. We show here how commercially available in vivo ERG systems can be used to conduct ex vivo ERG recordings from isolated mouse retinas. We combine the light stimulation, electronic and heating units of a standard in vivo system with custom-designed specimen holder, gravity-controlled perfusion system and electromagnetic noise shielding to record low-noise ex vivo ERG signals simultaneously from two retinas with the acquisition software included in commercial in vivo systems. Further, we demonstrate how to use this method in combination with pharmacological treatments that remove specific ERG components in order to dissect the function of certain retinal cell types.

Simultaneous ex vivo Functional Testing of Two Retinas by in vivo Electroretinogram System

Ex vivo ERG can be used to record electrical activity of retinal cells directly from isolated intact retinas of animals or humans. We demonstrate here how common in vivo ERG systems can be adapted for ex vivo ERG recordings in order to dissect the electrical activity of retinal cells.

동시<em&gt; 생체</em두 망막의&gt; 기능 테스트로<em&gt; 생체</em&gt; 전위도 시스템

An In vivo electroretinogram (ERG) signal is composed of several overlapping components originating from different retinal cell types, as well as noise ...

Electrophysiological Method for Recording Intracellular Voltage Responses of Drosophila Photoreceptors and Interneurons to Light Stimuli In Vivo

Voltage responses of insect photoreceptors and visual interneurons can be accurately recorded with conventional sharp microelectrodes. The method described here enables the investigator to measure long-lasting (from minutes to hours) high-quality intracellular responses from single Drosophila R1-R6 photoreceptors and Large Monopolar Cells (LMCs) to light stimuli. Because the recording system has low noise, it can be used to study variability among individual cells in the fly eye, and how their outputs reflect the physical properties of the visual environment. We outline all key steps in performing this technique. The basic steps in constructing an appropriate electrophysiology set-up for recording, such as design and selection of the experimental equipment are described. We also explain how to prepare for recording by making appropriate (sharp) recording and (blunt) reference electrodes. Details are given on how to fix an intact fly in a bespoke fly-holder, prepare a small window in its eye and insert a recording electrode through this hole with minimal damage. We explain how to localize the center of a cell's receptive field, dark- or light-adapt the studied cell, and to record its voltage responses to dynamic light stimuli. Finally, we describe the criteria for stable normal recordings, show characteristic high-quality voltage responses of individual cells to different light stimuli, and briefly define how to quantify their signaling performance. Many aspects of the method are technically challenging and require practice and patience to master. But once learned and optimized for the investigator's experimental objectives, it grants outstanding in vivo neurophysiological data.

Electrophysiological Method for Recording Intracellular Voltage Responses of Drosophila Photoreceptors and Interneurons to Light Stimuli In Vivo

Sharp microelectrodes enable accurate electrophysiological characterization of photoreceptor and visual interneuron output in living Drosophila. Here we show how to use this method to record high-quality voltage responses of individual cells to controlled light stimulation. This method is ideal for studying neural information processing in insect compound eyes.