Name: meiotic spindle assessment in mouse oocytes by sirna-mediated silencing
Uploaded: 2015-10-11T14:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 16 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Meiotic Spindle Assessment in Mouse Oocytes by siRNA-mediated Silencing at JoVE.com

This research was supported in part by the University of Georgia, and a grant (HD071330) from the National Institutes of Health to MMV.

이 프로토콜은 조지아 대학의 기관 동물 관리 및 사용위원회 (IACUC)에 의해 승인되었다. 1. 준비 <ol><li> 갓 난자 문화, 구매 또는를 들어 최소 필수 중간 (MEM)를 준비하고 표 1에 설명 된대로 3 ㎎ / ㎖ 소 혈청 알부민 (BSA)과 보완. (제로 용기)로드 밸런스에 폴리스티렌 병을 놓습니다. 위해, BSA를 제외한 모든 시약을 추가하고 250g의 총 중량 MQ-물에 최종 볼륨을 가지고. 그런 다음, BSA를 추가 용해 및 필터 소독 할 수 있습니다. 주 : 설명 MEM 배지, 5 % CO 2, 5 % O 2, N 2 90 %의 의료 ​​가스 혼합물로 평형화 세포 배양을 필요로한다. 그러나, 다른 미디어 (예 CZB)은 대기압 조건에서 5 % CO 2에서 세포 배양을 허용하는 사용될 수있다. </li><li> 난자의 미세 주입의 경우, 구매 또는 M2 매체를 준비합니다. </li><li> P 준비5 IU / 100 μL의 농도로 우세한 암말의 혈청 성선 자극 호르몬 (PMSG). </li><li> 구입 및 1 μM의 작업 농도의 siRNA 주식을 재구성. </li></ol> 2. 마우스 난자 컬렉션 <ol><li> 1 일 : 난소의 난포 발달을 자극하고 배란 전 난포의 수를 증가, 복강 난자 컬렉션에 48 시간 이전에 여성 생쥐에 PMSG 5 IU를 관리 할 수 있습니다. </li><li> 주 3 : 난자 수집 및 문화에 대한 1 μg의 / ㎖ 밀리 논 보충 MEM / BSA의 3 ㎖로 35mm 배양 접시를 설정합니다. 이 포스 포 디에스 억제제의 난자를 유지 의향 - 내가 체포 새싹 소포 고장 (GVBD)을 방지 할 수 있습니다. 적어도 15 분 동안 의료 가스 혼합물에서 배양 접시 평형. 참고 : 밀리 논 보충 미디어는 난자 수집뿐만 아니라 난자의 미세 주입하고 24 시간 배양 유지 기간 이후의 siRNA에 걸쳐 필요합니다. </li><li> (15)을 실천 설립 실험실을 사용하여 암컷 마우스에서 난소를 검색하고 미리 예열과 함께 새로운 배양 접시에 전송하고 MEM / BSA / 밀리 논을 평형. </li><li> 난자 수집을위한 실체 현미경의 무대에서 배양 접시를 놓습니다. 릴리스 운 - 난자 - 단지 (COC의) 수동으로 27 G 바늘 난포을 천공하여. 1 ML의 주사기에 부착 된 27 G 바늘, 배양 접시의 바닥에 하나의 난소를 수정하고, 모든 큰 모공에 구멍을하는 두 번째 바늘을 사용합니다. 각각의 난소에 대해 반복합니다. </li><li> 소형 적운 세포의 2 층 이상에 둘러싸여 모든 난자를 수집, 표준 입 피펫 절차 나 난자 흡인의 다른 수단을 사용하여. 새로운 요리에 COC의 이동과 1 시간 동안 37 ° C에서 품어. </li><li> 조심스럽게 750 μL의 열망 볼륨 설정 1 ML의 피펫을 반복 부드러운 피펫 팅에 의해 주변 적운 세포를 제거합니다. 피펫 팅 단계를 약 12​​ 회 반복와 난자가 5 분 동안 복구 할 수 있습니다. 전부 또는 난구 세포의 대부분이 제거 될 때까지 이러한 방식으로 계속합니다. 다른 배양 접시에 무 결함 난자를 전송하고 15 분 동안 37 ℃에서 평형을 허용한다. </li><li> 를 고려하여 관심의 대상에 대해 특정 된 siRNA의 (ⅰ) 마이크로 인젝션, 불특정 (제어) 된 siRNA의 (ⅱ) 마이크로 인젝션, 및 (iii) 비 - 주입 된 대조군 : 세 개의 실험 그룹으로 무 결함 난자를 할당을 위해 사용될 배양 조건. </li></ol> 3. 난자 미세 주입 <ol><li> 난자에 미세 주입을위한 밀리 논 (1 μg의 / ml)로 보충 3 ㎖ M2 매체와 문화 요리를 설정합니다. 세척 및 주입 된 난자의 후속 문화 MEM / BSA / 밀리 논을 포함하는 배양 접시를 준비합니다. 주 : M2 배지 HEPES 완충액 함유하고 대기 조건 하에서 15 분 동안 37 ℃에서 미리 가온 요구한다. MEM은 설명 의료 가스를 사용하여 사전 온난화와 평형을 필요로위 거라고. </li><li> 미세 주사 시스템을 준비합니다. 1 μm의 특정 siRNA의 솔루션의 5 μL와 주사 바늘을로드합니다. 미세 주사 시스템의 미세 조작기에 유지 피펫과 주사 바늘을 고정 및 교정 볼륨과 압력으로 주입 장치를 설정합니다. </li><li> 3cm 배양 접시의 뚜껑의 안쪽 M2 매체의 200 μL 마이크로 - 드롭을 배치하고 설정 및 마이크로 인젝션 시스템의 정렬에 난자를 추가한다. </li><li> 참조 난자를 이용, 유지 및 주사 바늘의 위치를​​ 조정한다. 부드럽게 난자를 확보하고 셀의 넓은 직경에 주사 바늘의 위치를​​ 조정하는지지 피펫에 부압을 적용한다. 아무 곳이나 난자 세포질로의 siRNA 솔루션의 약 10 PL의 미세 주입 할 수 있도록 설정을 조정합니다. <img alt="그림 1" src="/files/ftp_upload/53586/53586fig1.jpg" /> 그림 1. 난자의 미세 주입을 설정합니다. ( <stroNG&gt; 각각 좌우에 위치하는 홀딩 피펫 및 주사 바늘 3cm 배양 접시에서 뚜껑에 배치 M2 매체의 200 μL 마이크로 드롭의) 대표 화상. (B) 그룹의 의향 - 나는 미세 주입하기 전에 난자 (GV-단계)를 체포했다. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/53586/53586fig1large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a> </li><li> 실체 현미경 단계로 뚜껑을 돌려 신선한 M2 미디어의 200 μL 마이크로 드롭을 추가합니다. 입 피펫, 또는 다른 방법으로 마이크로 하락 난자의 그룹 (~ 10)를 추가 한 다음 미세 주입 단계에 마이크로 드롭으로 뚜껑을 돌려줍니다. <ol><li> 각각의 난자를 microinject로 이동합니다. 천천히 세포질 내로 주사 바늘의 선단을 삽입 한 채 피펫 난자 확보 및 siRNA를 용액의 주입량을 추방. 조심스럽게 주사 바늘과 미주리 철회미세 방울의 하단 위치까지 주입 된 난자를했습니다. 마이크로 드롭의 상단에 위치에 실패 주입 난자를 이동합니다. </li><li> 각각의 난자에 미세 주입의 절차를 반복합니다. 시간에 최적의 난자 생존, 난자 microinject 소수만을 유지한다. 이 과정은 마이크로 드롭 온도와 pH가 변화를 방지하기 위해 몇 분 이상하지 않도록하십시오. </li></ol></li><li> 대기음이 성공적으로 난자를 주입 또는주의 실체에 주입 된 난자의 마이크로 드롭 뚜껑을 이동합니다. 세척하고 37 ℃에서 평형 / BSA / 밀리 논 매체를 MEM하는, 입 피펫 또는 다른 방법에 의해 주입 가능한 난자를​​ 전송합니다. </li><li> 난자들의 또 다른 그룹을 사용하여, 대조군에 대한 비 특정 된 siRNA 로케이션 새로운 주사 바늘로 마이크로 인젝션 프로세스를 반복한다. 별도의 배양 접시에 MEM / BSA / 밀리 논 및 전송에 난자를 씻으십시오. </li><li> 문화 모든 그룹의료 가스의 분위기 하에서 37 ℃에서 MEM / BSA / 밀리 논에서 24 시간 동안 난자. 주 : &quot;밀리 논 블록 &#39;배양 기간이 효율적인 표적 mRNA의 / 단백질 고갈 필요하다. </li></ol> 감수 성숙 4. 난자 문화 <ol><li> 주 4 : 난자의 각 실험군의 경우 3 ㎖ MEM / BSA와 설정 (4) 배양 접시 (35mm). 난모 세포의 성숙에 사용하는 10 % (고화질) 소 태아 혈청 (FBS)과 그룹 당 하나의 미디어 접시 보완. 모든 문화 요리 의료 가스 혼합물을 37 ℃에서 평형을 허용합니다. </li><li> 순차적으로, &#39;밀리 논 블록&#39;에서 난자를 방출 MEM / BSA를 포함하는 요리 난자 세 번 세척 후 10 % FBS와 미디어를 포함하는 성숙 접시에 난자를 전송합니다. 문화 37 ° C에서 17 시간 동안 모든 난자 그룹은 재개과 감수 분열의 진행을 활성화합니다. </li><li> 하루 5 : 난자 fixa 준비 솔루션기, 포함 : (ⅰ) PEM 완충액에서 4 % 파라 포름 알데히드 (PFA) (100 밀리미터 PIPES [pH를 6.9, 1 mM의의 MgCl 2, 1mM의 EGTA), 0.5 % 트리톤 X 100, 및 (ii) PBS 5 보충과 씻고 난 모세포를 차단하는 데 사용할 % FBS. 참고 :이 솔루션은 이전에 난자 고정 37 ° C의 온난화가 미리 필요합니다. </li><li> (17 시간 배양 후) 난자 고정의 경우, 신속하게 750 ㎕를 포함하는 입 피펫 또는 (4 잘 접시의) 개별 우물에 다른 방법으로 난자의 각 실험군을 전송할 4 % PFA 솔루션을 미리 예열 37 부화 1 시간 동안 C를 °. 그 후 5 % FBS를 포함하는 미리 예열 PBS 750 μL에 3 회 (15 분마다)을 난자의 각 그룹을 씻는다. </li><li> 4 ° C에서 200 μL PBS / 5 % FBS O / N에서 블록 난자가 결합 불특정 항체를 최소화합니다. </li></ol> 5. 면역 형광 분석 <ol><li> 6 일 : 주 : 면역 염색은 멀티 웰 플레이트에서 수행된다 OOCytes 직렬 각각의 항체 및 세척 솔루션을 포함, 연속 우물로 전송됩니다. 어느 48 또는 96 웰 플레이트를 사용할 수 있고, 단순히 잘 크기에 따라 용액의 양을 조정한다. 96 웰 플레이트에 잘 당 200 μL를 사용합니다. - 3 웰 워시 - 이차 항체 용액 - 3 워시 웰 차 항체 용액 : 난자는 다음과 같은 순서로 다른 솔루션에 전송된다. 판 호일로 커버 할 수 빛 노출을 제한합니다. 신선한 PBS / 5 % FBS를 준비하고 항체 희석을 준비하기 위해이 솔루션을 사용 (예를 들어, 토끼 반 pericentrin (1 / 1,000), 마우스 항 - 튜 불린 (1 / 1,000)). </li><li> 차 항체 용액 (부피가 덜 요구된다면, 100 μL) 200 μl를 각각의 웰에 포함 된 각 실험군의 고정 된 난 모세포를 옮기고 잘 파라 필름으로 커버. 최적의 항체 특정 조건에 따라 품어 (예를 들어, 1 시간 또는 4 ° CO / N 37 ° C를). 참고 : 1 차 항체 dilutio을N뿐만 아니라 특정 배양 시간과 온도는 사용 된 다른 항체에 대한 최적의 조건을 결정하기 위해 테스트를 필요로한다. </li><li> 차 항체와 부화 후, PBS / 5 % FBS (10 ~ 15 분마다)에 난자를 세 번 씻는다. </li><li> 형광 접합 된 이차 항체를 포함하는 용액에 난자를 전송 (예를 들어, 서로 다른 파장의 형광 색소와 접합 된 항 - 토끼 항 마우스 항체의 1 / 1000 희석). 37 ℃에서 1 시간 동안 품어. </li><li> (- 15 분 각 10) PBS / 5 % FBS에서 난자 세 번 씻으십시오. </li><li> 최종 세척 단계 후, 깨끗한 유리 슬라이드에 난자를 전송하고 부드럽게 초과 세척 솔루션을 대기음. 이것은 유리 표면에 난자를 고정한다. 미디어 (DAPI를 포함)를 장착 8 μl를 추가 조심스럽게 22mm X 22mm 커버 슬립에 장착 매체를 오버레이. 난자를 공기 방울을 트래핑 및 / 또는 손상을 방지하기 위해 천천히 커버 슬립을 낮 춥니 다. 참고 : 또는, 공 초점 현미경 분석 난자의 3 dimentional 속성을 유지 종래 슬라이드 마운팅로 커버 슬립의 모서리에 100 μm의 유리 비드 (바셀린 혼합)의 작은 부피를 추가. </li><li> 4 ℃에서 보관 슬라이드 또는 감수 진행의 평가뿐만 아니라 사용 된 이차 항체에 맞게 필요한 필터가 장착 된 형광 현미경을 이용하여 발현 수준과 세포 내 단백질 위치 파악의 분석을 진행. </li></ol>

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The authors have nothing to disclose

이러한 전기 천공과 같은 형질 체세포로 외인성 핵산 전달을위한 여러 가지 방법이 있지만, 마이크로 인젝션은 전사적으로 정지 된 난 모세포에 마우스 RNA 분자의 전달을위한 최적의 방법이다. 현재의 프로토콜은 서로 다른 스핀들 및 / 또는 난자에 MTOC 관련 요인의 기능 테스트를 가능하게 특정의 mRNA의 체외 고갈에 대한 효과적인 접근 방법을 제공합니다. 이러한 접근 방식은 효율적인 성적 증명서 고갈을 초래하고 높은 적응력이다. siRNA는 특별히 PCNT 사체를 대상으로 사용 되었더라도, 유사한 조건은 관심 거의 모든 유전자를 표적으로 사용될 수있다. 난자 수집, 문화 및 조작을 포함하여이 프로토콜의 여러 측면, 난자의 질을 유지하기 위해 기술 유물을 방지하기 위해 연습과 경험을 필요로한다. 배양 배지의 pH 및 / 또는 온도의 변동은 전자 작동함으로써 회피되어야xpediently 조심스럽게. 난자 소그룹의 마이크로 인젝션, 및 유해한 온도 변화를 제한 할 것이다 마이크로 인젝션 시스템의 가열 스테이지의 가용성. 사전 검증 된 siRNA의 사용을 권장하고 효율적으로 목적 단백질의 결핍은 면역 형광 또는 웨스턴 블로 팅의 확인이 필요합니다. 일부 단계는 관심의 다른 유전자를 대상으로 수정이 필요합니다. 예를 들어, 권장 24 시간은 밀리 논 첨가 된 배지에서 다양한 siRNA를 효과적이다 &#39;기간이 보유&#39;. 그러나,이 기간은 특별히 긴 반감기이 매우 풍부의 mRNA 및 / 또는 목적 단백질에 대한 조정이 필요할 수도 있고, 덜 풍부한 대상에 대해 짧게 할 수있다. 그러나, 그 난자 품질 및 감수 전위 최선 24 시간 이하의 기간을 유지하여 보존 고려하는 것이 중요하다. 난자 처리와주의는 고정 및 면역 형광 분석 과정이 필요하다. 37 ° C에서 난자 고정은 미세 소관 depolymer 제한낮은 온도에서 발생, 그리고 더 나은 화는 감수 스핀들 구조를 유지합니다. 그러나, 이러한 조건은 관심 대상의 단백질에 따라 조정될 필요가있다. 또한, 면역 형광을위한 최적의 조건 (즉, 항체 농도뿐만 아니라, 배양 시간 및 온도)는 또한 관심있는 모든 항체에 대해 설정하고, 마이크로 인젝션의 siRNA를 실시하는 엄격한 전에 테스트 될 필요가있다. 난자의 생존 만 문화에 제한된 시간 동안 유지 될 수있는이 기술은 효과적으로, 감수 분열을 받아야하는 난자의 품질과 경쟁력을 유지하는 합리적인 시간 내에 매우 풍부한 단백질을 소모하지 않을 수 있습니다. Hypomorph 표현형은 목표 성적 증명서의 부분 최저 관찰 할 수있다. 그러나, 특정 morpholinos의 공동 주입 번역의 추가적인 억제를위한 전략 병렬로 사용될 수있다. 몇 가지 제한 사항이 잠재적 인 다운 스트림 analy에 관한도 있습니다미세 주입 된 난자에 가능하다 동생. 예를 들어, 필요한 처리 및 확장 된 문화는 성공적인 체외 수정 (IVF)을 받아야과 착상 전 배아 발달에 기능적 효과에 대한 연구를 배제 할 수있는 난자의 ​​용량을 제한 할 수 있습니다. 또한, 큰 샘플 크기는 면역 분석법 또는 생화학 하류 일부 애플리케이션에 필요한 접근이 달성하기가 어렵다. 몇 가지 한계에도 불구하고, 이러한 접근 방식은 난 모세포에 다른 요소의 기능을 테스트 할 수 및 다른 연구 그룹에 의해 성공적으로 사용되어 특정 mRNA를 시험 관내 공핍 효과 촉진한다. 난자의 기능 상실은 보통 분석 (조건) 또는 유전자의 RNAi 녹아웃 마우스 모델의 생성을 수반한다. 두 가지 접근법은 노동과 시간이 많이 있습니다. 이와는 대조적으로, 시험 관내에서의 siRNA는 마이크로 인젝션 용이 크게 기능적인 테스트를 위해 사용될 수있다적은 시간과 자원. 그것은 녹아웃 / 트랜스 제닉 마우스 모델을 생성하는 작업을 시작하기 전에 표적 단백질의 기능적 의미에 대한 통찰력을 얻기 위해, 특히 유용한 방법이다. 마이크로 인젝션의 siRNA 및 면역 분석의 조합의 siRNA 매개 된 표적 단백질의 결핍에 응답하여 감수 진행의 다른 단계 동안 단백질 발현 및 세포 내 분포 패턴을 연구하기위한 강력한 분석 툴을 제공한다. 난자에서 난자에 siRNA의 효능에 잠재적 인 차이는 쉽게 식별하고 성공적으로 목적 단백질의 고갈과 표현형 / 기능 분석 사이의 정확한 상관 관계 수 있습니다. 히스톤 H2B-GFP의 융합 단백질 (또는 다른 형광 표지 마커) 인코딩 캡핑 메신저 RNA를 가진 특정의 siRNA 분자의 공동 - 주입을위한 프로토콜의 추가의 개발은 라이브 CEL 의해 실시간으로 표적 단백질 기능의 평가를 가능하게 할 것이다L 영상. 요약하면, 최적의 조건, 성적 증명서 침묵에 대한 siRNA를의 미세 주사는 면역 형광 분석 등의 강력한 분석 도구와 결합 특히 세포 단위 당 셀을 마우스 난자의 특정 표적 단백질의 기능을 테스트 할 수있는 가치있는 기계적인 접근 방식을 제공한다. 이러한 결합 접근법이 성공적 MTOC - 관련 단백질을 고갈 및 감수 스핀들 형성을 평가 하였다.

감수 분열은 생식 세포 (난자와 정자)에서 발생하고 감수 분열-I 및 감수 분열-II, 각각 1시 상동 염색체와 자매 염색 분체를 분리하는 DNA 합성을 개입하지 않고 두 개의 연속 부문을 포함하는 고유의 분할 과정이다. 난자의 감수 분열시 염색체 분리의 오류 수정시 배아 상속 이수성,이 발생할 수 있습니다. 특히, 개발 배아의 염색체의 발생률은 산모의 나이 발전과 함께 증가하고 여성 1,2 임신 손실뿐만 아니라 선천성 기형아 출산의 주요 원인이며, 따라서, 감수 분열시 염색체의 분자 기초를 이해하는 중요한 필요성을 강조 . 세포 분열시 염색체 분리 반대 스핀들에 올바른 부착에 대한 미세 소관 스핀들 장치 및 안정적인 염색체 미세 소관의 상호 작용의 설립의 조립에 결정적으로 의존극. 중요한 것은, 포유 동물 난자의 감수 스핀들 형성은 체세포에서 유사 분열과 다른, 독특한 미세 소관 조직 센터 중심 소체 3,4 부족 (MTOCs)에 의해 조절된다. 미세 소관의 핵 및 조직에 필요한 필수 단백질은 미세 소관의 조립을 촉매 γ-tubulin에 포함 난자 MTOCs에 지역화. 또한,도 5에 결합 MTOCs 필수적인 비계 단백질로서 기능하고 앵커 γ-tubulin에뿐만 아니라 다른 요인 pericentrin. 특히, 우리의 연구는 키 MTOC 관련 단백질의 고갈이 감수 스핀들 조직을 방해 완전히 스핀들 조립 검사 점 (SAC) 6,7에 의해 해결되지 않은 난자의 염색체 분리의 오류에 이르게 것을 보여줍니다. 따라서, 감수 체포를 유발하지 않는 스핀들 안정성 결함은 염색체 이수성에 기여에 상당한 위험을 초래할. 스핀들 조립 및 조직, 난자 MTOC의 제자에서의 중요한 역할에도 불구하고EIN 구성과 기능을 제대로 이해 남아 있습니다. 곧 세포의 감수 분열 8,9 재개하기 전에 정지 될 전사적으로 포유류 난자 특정 표적 단백질의 기능을 시험하는 것은 도전적이다. 따라서, 사전 배란 된 난자는 감수 분열을 재개 모성 mRNA의 저장에 의존 감수 분열뿐만 아니라, 시비 10, 11 후 첫 번째 분열 부문을 지원합니다. 포유류의 난자에서 mRNA의 성적 증명서의 RNA 간섭 (RNAi의) 중재 저하의 효능은 잘 확립되어 감수 성숙하는 동안 번역 모집 산모의 RNA는 siRNA를가 12-14을 목표로, 특히 의무가 있습니다. 따라서, 난 모세포에 짧은 간섭 RNA를의 미세 주입 (siRNA를)은 기능 테스트를위한 대상의 mRNA를 고갈 가치있는 접근 방법을 제공합니다. 여기, 우리는 마우스 난자 특정 transcri의 siRNA를 매개 고갈의 분리를위한 방법을 설명PTS는 pericentrin, 필수 MTOC 관련 단백질의 기능을 테스트합니다. 또, 난자의 감수 스핀들 형성을 평가하기 위해 면역 분석 조건을 설명한다.

<table><tbody><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Reagents&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Pregnant Mare&#039;s Serum Gonadotropin (PMSG)</td><td>EMD Biosciences</td><td>367222</td><td></td></tr><tr><td>Minimal Essential Medium (MEM)</td><td></td><td></td><td>*Recipe outlined in Table 1</td></tr><tr><td>Earle&#039;s Balanced Salt Solution (10x)</td><td>Sigma</td><td>E-7510</td><td></td></tr><tr><td>Sodium Bicarbonate</td><td>Sigma</td><td>S-5761</td><td></td></tr><tr><td>Pyruvic Acid, sodium salt&amp;nbsp;</td><td>Sigma</td><td>P-5280</td><td></td></tr><tr><td>Penicillin G, potassium salt&amp;nbsp;</td><td>Sigma</td><td>P-7794</td><td></td></tr><tr><td>Streptomycin Sulfate&amp;nbsp;</td><td>Sigma</td><td>S-9137</td><td></td></tr><tr><td>L-Glutamine&amp;nbsp;</td><td>Sigma</td><td>G-8540</td><td></td></tr><tr><td>EDTA, disodium salt dihydrate&amp;nbsp;</td><td>Sigma</td><td>E-4884</td><td></td></tr><tr><td>Essential Amino Acids (50x)</td><td>Gibco&amp;nbsp;</td><td>11130-051</td><td></td></tr><tr><td>MEM Vitamin Mixture (100x)</td><td>Sigma</td><td>M-6895</td><td></td></tr><tr><td>Phenol Red solution</td><td>Sigma</td><td>P-0290</td><td></td></tr><tr><td>Bovine Serum Albumin (BSA)</td><td>Sigma</td><td>A1470</td><td></td></tr><tr><td>Milrinone</td><td>Sigma</td><td>M4659</td><td></td></tr><tr><td>Fetal Bovine Serum (FBS)</td><td>Hyclone</td><td>SH30070.01</td><td></td></tr><tr><td>EmbryoMax M2 Media with Hepes</td><td>EMD Millipore</td><td>MR-015-D</td><td></td></tr><tr><td>siRNAs targeting Pericentrin</td><td>Qiagen</td><td>GS18541</td><td></td></tr><tr><td>Negative control siRNAs&amp;nbsp;</td><td>Qiagen</td><td>SI03650318</td><td></td></tr><tr><td>Paraformaldehyde (16% solution)</td><td>Electron Microscopy Sciences</td><td>15710</td><td></td></tr><tr><td>Triton-X</td><td>Sigma</td><td>T-8787</td><td></td></tr><tr><td>Phosphate Buffered Saline (PBS)</td><td>Hyclone</td><td>SH30028.02</td><td></td></tr><tr><td>Anti-Pericentrin (rabbit)</td><td>Covance</td><td>PRB-432C</td><td></td></tr><tr><td>Anti-acetylated a-tubulin (mouse)</td><td>Sigma</td><td>T-6793</td><td></td></tr><tr><td>Goat anti-rabbbit Alexa Fluor 488</td><td>Invitrogen</td><td>A-21430</td><td></td></tr><tr><td>Goat anti -mouse Alexa Fluor 555</td><td>Invitrogen</td><td>A-11017</td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Major Equipment&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Stereomicroscope (SMZ 800)</td><td>Nikon</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Upright Fluorescent Microscope</td><td>Leica Microsystems</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Inverted Microscope</td><td>Nikon&amp;nbsp;</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Femtojet Micro-injections System</td><td>Eppenforf</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Micro manipulators</td><td>Eppendorf</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Micro-injection needles (femtotips)</td><td>Eppendorf</td><td>930000035</td><td></td></tr><tr><td>Holding pipettes (VacuTip)</td><td>Eppendorf</td><td>930001015</td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Plasticware&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>35 mm culture dishes</td><td>Corning Life Sciences</td><td>351008</td><td></td></tr><tr><td>4-well plates</td><td>Thermo Scientific</td><td>176740</td><td></td></tr><tr><td>96 well plates</td><td>Corning Life Sciences</td><td>3367</td><td></td></tr><tr><td>0.45 mm CA Filter System</td><td>Corning Life Sciences</td><td>430768</td><td></td></tr></tbody></table>

meiotic spindle assessment in mouse oocytes by sirna-mediated silencing

Errors in chromosome segregation during meiotic division in gametes can lead to aneuploidy that is subsequently transmitted to the embryo upon fertilization. The resulting aneuploidy in developing embryos is recognized as a major cause of pregnancy loss and congenital birth defects such as Down&#8217;s syndrome. Accurate chromosome segregation is critically dependent on the formation of the microtubule spindle apparatus, yet this process remains poorly understood in mammalian oocytes. Intriguingly, meiotic spindle assembly differs from mitosis and is regulated, at least in part, by unique microtubule organizing centers (MTOCs). Assessment of MTOC-associated proteins can provide valuable insight into the regulatory mechanisms that govern meiotic spindle formation and organization. Here, we describe methods to isolate mouse oocytes and deplete MTOC-associated proteins using a siRNA-mediated approach to test function. In addition, we describe oocyte fixation and immunofluorescence analysis conditions to evaluate meiotic spindle formation and organization.

된 siRNA의 미세 주입은 시험관 내에서 상이한 타겟 요인 효율적이고 고도로 특정 기능을 테스트 할 수 난자의 mRNA의 분해 및 후속 단백질 고갈을위한 효과적인 방법을 제공한다. 이어서, 특정 면역 표현형 분석에 사용 된 siRNA뿐만 아니라 주입 난 모세포에 단백질 고갈을 검증. 현재 예에서, 안티 - 튜 불린 및 안티 pericentrin 항체와 함께 DAPI 개별 난자의 형광 표지를 사용할 수 :뿐만 아니라 pericentrin 고갈 (I) 확인 (II) 제어 모두 염색질 및 감수 스핀들 구성의 종합적인 평가와 PCNT - 고갈 난 모세포. 비 특정 제어 또는 PCNT siRNA를 미세 주입 된 난자의 대표적인 면역 형광 이미지. 그림 2 (7)에 표시됩니다 17 시간 배양 후, 대부분의 제어 난자는 중기-II 사슴에 도달전자 스핀들 기둥 (그림 2A)에서 정렬 된 염색체 밝은 pericentrin 라벨과 감수 스핀들을 조직 포함. 특히, pericentrin은이 세포에 넉다운 효율적인 단백질을 확인, PCNT siRNA를 주입 한 난자에서 검출되지 않았다. 또한, PCNT 고갈 난자 대부분 중기-I 단계에서 남아 염색체 오정렬 (도 2B)로 와해 스핀들 구조를 나타낸다. 중기-II로 진행 몇 PCNT 제거 된 난자는 중단 스핀들 (그림 2C)를 나타냈다. <img alt="그림 2" src="/files/ftp_upload/53586/53586fig2.jpg" /> 그림 2. 마우스 난자의 감수 스핀들 조직의 면역 형광 분석 중 (A)를 주입 한 난자의 대표 이미지 (B, C) ​​특정 PCNT와 비 특정 된 siRNA 또는 제어 할 수 있습니다. -siRNA를. 난 모세포는 이중 표지 함께 미세 소관의 검출 (녹색)에 대한 항 아세틸 α-tubulin에 항체와 항 pericentrin (빨간색)와 함께했다. DNA는 DAPI으로 표시하고, 파란색으로 표시됩니다. 삽입 된 스핀들 극 지역의 2 배의 배율을 보여줍니다. 화살표는 잘못 정렬 된 염색체를 나타낸다. * 스핀들 극. 납 : 첫 번째 극체. 10 μm의 규모 바. 이 그림은 엄마와 VIVEIROS 2014 년 7에서 수정되었습니다. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/53586/53586fig2large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a> 모든 시약의 MEM. 리스팅의 제조 및 MEM 250㎖를 준비하는 데 필요한 특정 량 표 1. 레시피. 미디어 7 일까지 4 ℃에서 0.45 ㎛의 셀룰로오스 아세테이트 (CA) 멤브레인 필터 유닛을 이용하여 살균 및 저장 필터이다. <table border="0"><tbody><tr><td> 화학 </td><td> Amoun티 </td></tr><tr><td> 얼의 균형 소금 솔루션 (10 배) </td><td> 25 ml의 </td></tr><tr><td> 탄산 수소 나트륨 </td><td> 0.550 g의 </td></tr><tr><td> 피루브산 </td><td> 0.0063 g의 </td></tr><tr><td> 페니실린 G </td><td> 0.0188 g의 </td></tr><tr><td> 스트렙토 마이신 황산염 </td><td> 0.0125 g의 </td></tr><tr><td> L 글루타민 </td><td> 0.073 g의 </td></tr><tr><td> EDTA, 디 소듐 소금 이수화 </td><td> 0.1 mg의 </td></tr><tr><td> 필수 아미노산 (50 배) </td><td> 5.0 ml의 </td></tr><tr><td> MEM 비타민 혼합물 (100 배) </td><td> 2.5 ml의 </td></tr><tr><td> 페놀 레드 솔루션 </td><td> 0.2 ml의 </td></tr><tr><td> 소 혈청 알부민 (BSA) </td><td> 0.75 G </td></tr></tbody></table>

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Meiotic Spindle Assessment in Mouse Oocytes by siRNA-mediated Silencing

여기서는 마우스 난자 감수 스핀들 어셈블리 및 조직을 평가하기 위해 면역 분석 하였다 특정 된 siRNA 매개 mRNA의 파괴를위한 프로토콜을 제시한다. 이 프로토콜은 성적 증명서의 체외 고갈과 다른 스핀들 및 / 또는 난자에 MTOC 관련 요인의 기능 평가에 적합합니다.

siRNA를 매개 음소거로 마우스 난 모세포의 감수 스핀들 평가

Errors in chromosome segregation during meiotic division in gametes can lead to aneuploidy that is subsequently transmitted to the embryo upon ...

meiotic-spindle-assessment-mouse-oocytes-sirna-mediated

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Biology

11.6K 조회수.  College of Veterinary Medicine, University of Georgia.  여기서는 마우스 난자 감수 스핀들 어셈블리 및 조직을 평가하기 위해 면역 분석 하였다 특정 된 siRNA 매개 mRNA의 파괴를위한 프로토콜을 제시한다. 이 프로토콜은 성적 증명서의 체외 고갈과 다른 스핀들 및 / 또는 난자에 MTOC 관련 요인의 기능 평가에 적합합니다. 

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Chromatin Spread Preparations for the Analysis of Mouse Oocyte Progression from Prophase to Metaphase II

Chromatin spread techniques have been widely used to assess the dynamic localization of various proteins during gametogenesis, particularly for spermatogenesis. These techniques allow for visualization of protein and DNA localization patterns during meiotic events such as homologous chromosome pairing, synapsis and DNA repair. While a few protocols have been described in the literature, general chromatin spread techniques using mammalian prophase oocytes are limited and difficult due to the timing of meiosis initiation in fetal ovaries. In comparison, prophase spermatocytes can be collected from juvenile male mice with higher yields without the need for microdissection. However, it is difficult to obtain a pure synchronized population of cells at specific stages due to the heterogeneity of meiotic and post-meiotic germ cell populations in the juvenile and adult testis. For later stages of meiosis, it is advantageous to assess oocytes undergoing meiosis I (MI) or meiosis II (MII), because groups of mature oocytes can be collected from adult female mice and stimulated to resume meiosis in culture. Here, methods for meiotic chromatin spread preparations using oocytes dissected from fetal, neonatal and adult ovaries are described with accompanying video demonstrations. Chromosome missegregation events in mammalian oocytes are frequent, particularly during MI. These techniques can be used to assess and characterize the effects of different mutations or environmental exposures during various stages of oogenesis. As there are distinct differences between oogenesis and spermatogenesis, the techniques described within are invaluable to increase our understanding of mammalian oogenesis and the sexually dimorphic features of chromosome and protein dynamics during meiosis.

Oogenesis in mammals is known to be error-prone, particularly due to chromosome missegregation. This manuscript describes chromatin spread preparation methods for mouse prophase, metaphase I and II-staged oocytes. These fundamental techniques allow for the study of chromatin-bound proteins and chromosome morphology throughout mammalian oogenesis.

Chromatin 확산 마우스 Oocyte 진행 의향에서 분열 II의 분석에 대 한 준비

Chromatin spread techniques have been widely used to assess the dynamic localization of various proteins during gametogenesis, particularly for ...

연구

유전학

Using Mouse Oocytes to Assess Human Gene Function During Meiosis I

Embryonic aneuploidy is the major genetic cause of infertility in humans. Most of these events originate during female meiosis, and albeit positively correlated with maternal age, age alone is not always predictive of the risk of generating an aneuploid embryo. Therefore, gene variants might account for incorrect chromosome segregation during oogenesis. Given that access to human oocytes is limited for research purposes, a series of assays were developed to study human gene function during meiosis I using mouse oocytes. First, messenger RNA (mRNA) of the gene and gene variant of interest are microinjected into prophase I-arrested mouse oocytes. After allowing time for expression, oocytes are synchronously released into meiotic maturation to complete meiosis I. By tagging the mRNA with a sequence of a fluorescent reporter, such as green fluorescent protein (Gfp), the localization of the human protein can be assessed in addition to the phenotypic alterations. For example, gain or loss of function can be investigated by establishing experimental conditions that challenge the gene product to fix meiotic errors. Although this system is advantageous in investigating human protein function during oogenesis, adequate interpretation of results should be undertaken given that protein expression is not at endogenous levels and, unless controlled for (i.e. knocked out or down), murine homologs are also present in the system.

As the genetic variants associated with human disease begin to become uncovered, it is becoming increasingly important to develop systems with which to rapidly evaluate the biological significance of those identified variants. This protocol describes methods for evaluating human gene function during female meiosis I using mouse oocytes.

감수 분열 동안 인간 유전자 기능을 평가 하기 위해 마우스 Oocytes를 사용 하 여 나

Embryonic aneuploidy is the major genetic cause of infertility in humans. Most of these events originate during female meiosis, and albeit positively ...

Use of Single Molecule Fluorescent In Situ Hybridization (SM-FISH) to Quantify and Localize mRNAs in Murine Oocytes

Current methods routinely used to quantify mRNA in oocytes and embryos include digital reverse-transcription polymerase chain reaction (dPCR), quantitative, real-time RT-PCR (RT-qPCR) and RNA sequencing. When these techniques are performed using a single oocyte or embryo, low-copy mRNAs are not reliably detected. To overcome this problem, oocytes or embryos can be pooled together for analysis; however, this often leads to high variability amongst samples. In this protocol, we describe the use of fluorescence in situ hybridization (FISH) using branched DNA chemistry. This technique identifies the spatial pattern of mRNAs in individual cells. When the technique is coupled with Spot Finding and Tracking&#160;computer software, the abundance of mRNAs in the cell can also be quantified. Using this technique, there is reduced variability within an experimental group and fewer oocytes and embryos are required to detect significant differences between experimental groups. Commercially available branched-DNA SM-FISH kits have been optimized to detect mRNAs in sectioned tissues or adherent cells on slides. However, oocytes do not effectively adhere to slides and some reagents in the kit were too harsh resulting in oocyte lysis. To prevent this lysis, several modifications were made to the FISH kit. Specifically, oocyte permeabilization and wash&#160;buffers designed for the immunofluorescence of oocytes and embryos replaced the proprietary buffers. The permeabilization, washes, and incubations with probes and amplifier were performed in 6-well plates and oocytes were placed on slides at the end of the protocol using mounting media. These modifications were able to overcome the limitations of the commercially available kit, in particular, the oocyte lysis. To accurately and reproducibly count the number of mRNAs in individual oocytes, computer software was used. Together, this protocol represents an alternative to PCR and sequencing to compare the expression of specific transcripts in single cells.

Use of Single Molecule Fluorescent In Situ Hybridization SM-FISH to Quantify and Localize mRNAs in Murine Oocytes

To reproducibly count the numbers of mRNAs in individual oocytes, single molecule RNA fluorescence in situ hybridization (RNA-FISH) was optimized for non-adherent cells. Oocytes were collected, hybridized with the transcript specific probes, and quantified using an image quantification software.

Murine Oocytes에 계량 및 방화 mRNAs 단일 분자 형광에서 제자리 교 잡 (SM-물고기)의 사용

Current methods routinely used to quantify mRNA in oocytes and embryos include digital reverse-transcription polymerase chain reaction (dPCR), ...

Human Egg Maturity Assessment and Its Clinical Application

The optimal timing of intracytoplasmic sperm injection (ICSI) is of a serious concern for fertility programs because untimely sperm entry diminishes the egg&#39;s developmental competence. Presence of the first polar body (PB) together with the meiotic spindle indicates completion of the oocyte maturation and the egg&#39;s readiness for fertilization. In clinical practice, it is customary to assume that all oocytes displaying a PB are mature metaphase (MII) oocytes. However, PB extrusion precedes the formation of the bipolar MII spindle. This asynchrony makes the mere presence of PB an unreliable marker of oocyte maturity. Noninvasive spindle imaging using polarized light microscopy (PLM) allows quick and easy inspection of whether the PB-displaying oocyte actually reassembled a meiotic spindle prior to ICSI. Here, we present a standard protocol to perform human egg maturity assessment in the clinical laboratory. We also show how to optimize the time of ICSI with respect to the oocyte&#39;s developmental stage in order to prevent premature sperm injection of late-maturing oocytes. Using this approach, even immature oocytes extruding PB in vitro can be clinically utilized. Affirmation that MII spindle is present prior to sperm injection and individual adjustment of the time of ICSI is particularly important in poor prognosis in-vitro fertilization (IVF) cycles with a low number of oocytes available for fertilization.

We provide an outline of the clinical protocol for non-invasive assessment of human egg maturity using polarized light microscopy.

인간 계란 성숙도 평가 및 임상 적용

The optimal timing of intracytoplasmic sperm injection (ICSI) is of a serious concern for fertility programs because untimely sperm entry diminishes the ...

발생학

Evaluation of the Spindle Assembly Checkpoint Integrity in Mouse Oocytes

Aneuploidy is the leading genetic abnormality causing early miscarriage and pregnancy failure in humans. Most errors in chromosome segregation that give rise to aneuploidy occur during meiosis in oocytes, but why oocyte meiosis is error-prone is still not fully understood. During cell division, cells prevent errors in chromosome segregation by activating the spindle assembly checkpoint (SAC). This control mechanism relies on detecting kinetochore (KT)-microtubule (MT) attachments and sensing tension generated by spindle fibers. When KTs are unattached, the SAC is activated and prevents cell-cycle progression. The SAC is activated first by MPS1 kinase, which triggers the recruitment and formation of the mitotic checkpoint complex (MCC), composed of MAD1, MAD2, BUB3, and BUBR1. Then, the MCC diffuses into the cytoplasm and sequesters CDC20, an anaphase-promoting complex/cyclosome (APC/C) activator. Once KTs become attached to microtubules and chromosomes are aligned at the metaphase plate, the SAC is silenced, CDC20 is released, and the APC/C is activated, triggering the degradation of Cyclin B and Securin, thereby allowing anaphase onset. Compared to somatic cells, the SAC in oocytes is not as effective because cells can undergo anaphase despite having unattached KTs. Understanding why the SAC is more permissive and if this permissiveness is one of the causes of chromosome segregation errors in oocytes still needs further investigation. The present protocol describes the three techniques to comprehensively evaluate SAC integrity in mouse oocytes. These techniques include using nocodazole to depolymerize MTs to evaluate the SAC response, tracking SAC silencing by following the kinetics of Securin destruction, and evaluating the recruitment of MAD2 to KTs by immunofluorescence. Together these techniques probe mechanisms needed to produce healthy eggs by providing a complete evaluation of SAC integrity.

Error in chromosome segregation is a common feature in oocytes. Therefore, studying the spindle assembly checkpoint gives important clues about the mechanisms needed to produce healthy eggs. The present protocol describes three complementary assays to evaluate spindle assembly checkpoint integrity in mouse oocytes.

마우스 난 모세포의 스핀들 어셈블리 체크 포인트 무결성 평가

Aneuploidy is the leading genetic abnormality causing early miscarriage and pregnancy failure in humans. Most errors in chromosome segregation that give ...

Multi-Photon Laser Ablation of Cytoplasmic Microtubule Organizing Centers in Mouse Oocytes

The fidelity of oocyte meiosis is critical for generating developmentally competent euploid eggs. In mammals, the oocyte undergoes a lengthy arrest at prophase I of the first meiotic division. After puberty and upon meiotic resumption, the nuclear membrane disassembles (nuclear envelope breakdown), and the spindle is assembled mainly at the oocyte center. Initial central spindle positioning is essential to protect against abnormal kinetochore-microtubule (MT) attachments and aneuploidy. The centrally positioned spindle migrates in a time-sensitive manner toward the cortex, and this is a necessary process to extrude a tiny polar body. In mitotic cells, spindle positioning relies on the interaction between centrosome-mediated astral MTs and the cell cortex. On the contrary, mouse oocytes lack classic centrosomes and, instead, contain numerous acentriolar MT organizing centers (MTOCs). At the metaphase I stage, mouse oocytes have two different sets of MTOCs: (1) MTOCs that are clustered and sorted to assemble spindle poles (polar MTOCs), and (2) metaphase cytoplasmic MTOCs (mcMTOCs) that remain in the cytoplasm and do not contribute directly to spindle formation but play a crucial role in regulating spindle positioning and timely spindle migration. Here, a multi-photon laser ablation method is described to selectively deplete endogenously labeled mcMTOCs in oocytes collected from Cep192-eGfp reporter mice. This method contributes to the understanding of the molecular mechanisms underlying spindle positioning and migration in mammalian oocytes.

An optimized protocol is presented that enables the depletion of cytoplasmic microtubule organizing centers in mouse oocytes during metaphase I using a near-infrared femtosecond laser.

마우스 난모세포에서 세포질 미세소관 조직 센터의 다광자 레이저 제거

The fidelity of oocyte meiosis is critical for generating developmentally competent euploid eggs. In mammals, the oocyte undergoes a lengthy arrest at ...

마우스의 Prophase-Arrested 난모세포에서 DNA 손상 확인

Detection of DNA Double-Stranded Breaks in Mouse Oocytes

Oocytes are amongst the biggest and most long-lived cells in the female body. They are formed in the ovaries during embryonic development and remain arrested at the prophase of meiosis I. The quiescent state may last for years until the oocytes receive a stimulus to grow and obtain the competency to resume meiosis. This protracted state of arrest makes them extremely susceptible to accumulating DNA-damaging insults, which affect the genetic integrity of the female gametes and, therefore, the genetic integrity of the future embryo. 
Consequently, the development of an accurate method to detect DNA damage, which is the first step for the establishment of DNA damage response mechanisms, is of vital importance. This paper describes a common protocol to test the presence and progress of DNA damage in prophase-arrested oocytes during a period of 20 h. Specifically, we dissect mouse ovaries, retrieve the cumulus-oocyte complexes (COCs), remove the cumulus cells from the COCs, and culture the oocytes in &#924;2 medium containing 3-isobutyl-1-methylxanthine to maintain the state of arrest. Thereafter, the oocytes are treated with the cytotoxic, antineoplasmic drug, etoposide, to engender double-strand breaks (DSBs). 
By using immunofluorescence and confocal microscopy, we detect and quantify the levels of the core protein &#947;H2AX, which is the phosphorylated form of the histone H2AX. H2AX becomes phosphorylated at the sites of DSBs after DNA damage. The inability to restore DNA integrity following DNA damage in oocytes can lead to infertility, birth defects, and increased rates of spontaneous abortions. Therefore, the understanding of DNA damage response mechanisms and, at the same time, the establishment of an intact method for studying these mechanisms are essential for reproductive biology research.

저자 스포트라이트: 포유류 난모세포와 착상 전 배아의 DNA 손상 반응 이해 

Maintaining oocyte genome integrity is necessary to ensure the genetic fidelity in the resulting embryo. Here, we present an accurate protocol for detecting DNA double-strand breaks in mammalian female germ cells.

마우스 난모세포에서 DNA 이중 가닥 절단 검출

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Mouse Oocyte Microinjection, Maturation and Ploidy Assessment

Mistakes in chromosome segregation lead to aneuploid cells. In somatic cells, aneuploidy is associated with cancer but in gametes, aneuploidy leads to infertility, miscarriages or developmental disorders like Down syndrome. Haploid gametes form through species-specific developmental programs that are coupled to meiosis. The first meiotic division (MI) is unique to meiosis because sister chromatids remain attached while homologous chromosomes are segregated. For reasons not fully understood, this reductional division is prone to errors and is more commonly the source of aneuploidy than errors in meiosis II (MII) or than errors in male meiosis 1,2. 
In mammals, oocytes arrest at prophase of MI with a large, intact germinal vesicle (GV; nucleus) and only resume meiosis when they receive ovulatory cues. Once meiosis resumes, oocytes complete MI and undergo an asymmetric cell division, arresting again at metaphase of MII. Eggs will not complete MII until they are fertilized by sperm. Oocytes also can undergo meiotic maturation using established in vitro culture conditions 3. Because generation of transgenic and gene-targeted mouse mutants is costly and can take long periods of time, manipulation of female gametes in vitro is a more economical and time-saving strategy. 
Here, we describe methods to isolate prophase-arrested oocytes from mice and for microinjection. Any material of choice may be introduced into the oocyte, but because meiotically-competent oocytes are transcriptionally silent 4,5 cRNA, and not DNA, must be injected for ectopic expression studies. To assess ploidy, we describe our conditions for in vitro maturation of oocytes to MII eggs. Historically, chromosome-spreading techniques are used for counting chromosome number 6. This method is technically challenging and is limited to only identifying hyperploidies. Here, we describe a method to determine hypo-and hyperploidies using intact eggs 7-8. This method uses monastrol, a kinesin-5 inhibitor, that collapses the bipolar spindle into a monopolar spindle 9 thus separating chromosomes such that individual kinetochores can readily be detected and counted by using an anti-CREST autoimmune serum. Because this method is performed in intact eggs, chromosomes are not lost due to operator error.

Oocytes are prone to aneuploidy due to errors in chromosome segregation during meiotic maturation. Aneuploid eggs can cause infertility, miscarriages or developmental disorders like Down syndrome. Here, we describe methods to introduce materials of choice into oocytes and methods to study meiotic maturation and assess ploidy.

마우스 Oocyte의 Microinjection, 성숙과 Ploidy 평가

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