저자는 중요한 토론 W. 일 및 K. 젠슨 감사, 싱가포르 국립 대학의 나노 역학 연구소의 지원을 인정합니다. NAK는 마리 퀴리 IIF 원정대에 의해 지원을 인정합니다.

1. 세포 수확 <ol><li> 37 ° C, 5 % CO 2 배양기에서 MD-MBA-231 세포를 얻습니다. 0.5 % 트립신 - EDTA 용액을 이용하여 조직 배양 접시에서 세포를 분리합니다. T25 플라스크에서 배양 세포 트립신 EDTA 용액 1 ㎖를 사용합니다. </li><li> 4 분의 200 × g에서 원심 분리하여 15ml의 원뿔형 튜브 펠렛의 세포 상등액을 흡인하고, 세포를 재현 탁 배양액 5ml에. </li><li> 혈구를 사용하여, ρ, 셀 밀도를 계산. 주 : 셀 시드 내측 겔을 제조하기 위해, 세포 현탁액을 이후 10 × 최종 세포 파종 밀도에 도달하기 위해 희석된다. 따라서, 10 × 세포 현탁액 농축이 요구된다. </li><li> 10 × 세포 농도를 달성하는 데 필요한 유체의 체적을 계산한다 : <img alt="식 (1)" fo:content-width="2in" src="/files/ftp_upload/52735/52735eq1.jpg" width="175" /> 참고 : 마지막 셀 시드 밀도를 최종 C, 약 2의(15); 10 6 세포 / ㎖의 MD-MBA-231 세포에 권장되며,이 프로토콜에 사용된다. 기타 파종 밀도는 다른 세포 유형에 대해 탐구 할 수있다. </li><li> 펠렛의 세포 하나 더 4 분 동안 200 × g에서 원심 분리하여 15 ML 원뿔 튜브 시간, 뜨는을 대기음. </li><li> 세포 응집을 최소화하기 위해 충분히 세포의 무 혈청 배지 (단계 1.3에서 계산 V 배지)에 필요한 양의 세포를 재현 탁. 주 : 페놀 레드가 자동 형광, 형광 / 반사 영상을 방해 할 수 있습니다. 페놀 레드없는 배지의 사용은 최상의 이미지 품질을 달성하기 위해 고려 될 수있다. </li></ol> 콜라겐 솔루션 2. 준비 <ol><li> 주식 콜라겐 솔루션, 10 × PBS 버퍼, 밀리-Q의 H 2 O, 0.1 M의 NaOH, 여러 마이크로 원심 튜브를 얻습니다. 조기 콜라겐 중합을 방지하기 위해 얼음을 모두 유지하고 무균 상태를 유지한다. </li><li> 멸균 유리 - 평형을37 ° C 배양기에서 사전 온난화로 바닥 접시. 참고 :이 프로토콜의 모든 볼륨이 잘 12mm 유리 바닥 접시에 최적화되었습니다. 다른 접시 형이 사용되는 경우, 대응하여 볼륨을 조절한다. </li><li> 콜라겐 스톡 농도에 기초하여 상기 내측 겔 (용액 I) 2.4 ㎎ / ㎖의 콜라겐 용액 50 μL를 준비하기 위해 필요한 요구되는 부피를 계산한다. 주 : 겔 내측 기타 콜라겐 농도도 사용될 수있다. </li><li> 멸균 환경 (일반적으로 바이오 안전성 후드)에서, 천천히 부드러운 소용돌이와 (단계 2.3에서 계산) 콜라겐 원액 필요한 양의 10 × PBS 버퍼의 5 μl를 추가합니다. 공기 방울 형성​​을 방지하기 위해주의하십시오. </li><li> 교정의 pH 미터를 사용하여 0.1 M의 NaOH를 이용하여 7.4로 혼합물의 pH를 조정한다. 대략적인 기준으로, (양이 주식 농도와 산도에 따라 달라집니다) 7.4에 가까운 pH를 가지고 약 5 μl를 사용합니다. 참고 : 볼륨이에 관여합니다단계는 표준 pH 미터를 사용하기에는 너무 작다. 다음 트릭 중 하나를 사용하여 <ol><li> 여러 샘플 콜라겐 솔루션을 준비합니다. 표준 pH 측정기를 사용하여 대량으로 pH를 조정하고 샘플에 걸쳐 콜라겐 솔루션을 배포 할 수 있습니다. </li><li> 대안 적으로, 더 많은 양의 콜라겐 용액의 pH를 조정 (Ⅰ. 예., 표준 pH 미터의 사용을 허용 양). 최종 pH로 pH를 가져 필요한 양의 NaOH를 참고. 볼륨을 확장하고 실험에 NaOH를 적절한 양을 사용합니다. 리트머스 종이를 사용하여 pH 값을 확인합니다. </li><li> 그렇지 않으면, 더 정확하게 소량의 pH를 조정하기 위해 마이크로 pH 전극을 사용한다. </li></ol></li><li> O. H 2 μL를 사용하여 45의 부피로 용액을 가져와 조기 콜라겐 중합을 방지하기 위해 얼음의 모든 단계를 수행합니다. </li></ol> 동심 젤 문화 3. 형성 <ol><li> 예열 된 유리 바닥 접시를 타고 일부터 (단계 2.2 참조)전자 인큐베이터. </li><li> I. 용액에 재현 탁하고 (단계 1.5에서 제조) 10 × 농축 된 세포 현탁액의 5 μL를 추가 철저. 공기 방울 형성​​을 방지하기 위해주의하십시오. 혼합물을 50 μL의 현재 볼륨 및 (최종 = 2 × 106 세포 / ㎖ c) 최종 농도 콜라겐 (2.4 ㎎ / ㎖), 셀 밀도를 포함한다. </li><li> 이 돔 형상의 액적 (도 1a)을 형성하도록 I는 웰의 중심으로 서서히 세포 - 함유 용액 20 μL를 추가한다. 이 단계에서 거품 형성을 방지하기 위해주의하십시오. 거품 형태의 경우, 신중하지만 빨리 시도 중 하나를 파열되거나 피펫 팁을 사용하여 빨아. 조심스럽게 내부 겔을 45 분 동안 중합 수 있도록 인큐베이터에서 접시를 놓습니다. </li><li> (외부, 무 세포 콜라겐 젤) 솔루션 O이 배양 단계가 끝나기 전에 약 15 분을 준비합니다. 참고 : 외부 젤 상태는 콜라겐 농도와 중합의 pH 조건에 변경 될 수 있습니다다른 마이크로 (10)과 네트워크를 구하십시오. 7.4의 pH에​​서 중합 4.0 ㎎ / ㎖ 콜라겐 젤 -이 프로토콜에서 1.5에 초점을 맞 춥니 다. <ol><li> 콜라겐 스톡 농도에 기초하여, 최종 농도 콜라겐 용액 O 200 μL를 준비하는 데 필요한 요구 체적을 계산한다. </li></ol></li><li> 10 × PBS의 20 μL는 부드러운 소용돌이와 (3.4 단계에서 계산) 콜라겐 원액의 필요한 양을 천천히 버퍼에 추가합니다. 교정의 pH 미터를 이용하여, 0.1 M의 NaOH를 사용하여 최종 pH로 혼합물의 pH를 조정한다. pH 조정에 대한 2.5 단계로주의를 참조하십시오. </li><li> O. H 2를 사용하여 200 μL의 최종 부피로 용액을 가져와 조기 콜라겐 중합을 방지하기 위해 얼음의 모든 단계를 수행합니다. </li><li> 내부 겔의 45 분의 중합 후 인큐베이터에서 접시를 타고 (단계 3.3 참조). 이 솔루션은 완전히 내부를 덮도록 조심스럽게, 내부 젤 위에 솔루션 O 180 μl를 추가젤과 잘 (그림 1B)를 채 웁니다. <ol><li> 외부 젤 비 균일 한 섬유 방향으로 이어질 수있는 솔루션을 교반하지 않고 신중하게이 단계를 수행합니다. 피펫 팁과 내부 젤에 손이 닿지 않도록주의하고, 기포 나 공기 주머니의 형성을 방지하기 위해. 거품 형태의 경우, 신중하지만 빨리 시도 중 하나를 파열되거나 피펫 팁을 사용하여 빨아. 부드럽게 외부 겔 중합을 수 있도록 인큐베이터에서 접시를 다시 배치합니다. </li></ol></li><li> 중합 45 분 후 인큐베이터에서 접시를 가져 가라. 거칠게 취급하면 여전히 바닥면으로부터 분리 할 수​​ 있지만, 이미 상당히 겔,​​이 시점에서 고화한다. <ol><li> 부드럽게 접시 (도 1C)로 가온 세포 배양 배지 2 ㎖를 붓는다. 젤이 완전히 매체에 빠져들되어 있는지 확인합니다. 문화의 기간에 걸쳐 3 일 - 매 2 매체를 새로 고칩니다. </li></ol></li></ol> 4. 라이브 셀 이미징 <ol><li> 장기 라이브 세포 이미징 기능을 갖춘 반전 공 초점 현미경을 사용하여 이미지를 수행합니다. 포함 내장 된 온도 (37 ° C) 및 CO 2 (5 %) 제어와 배양 챔버. 현미경에 전환하고 실험을 시작하기 전에 단계를 적어도 1 시간을 따뜻하게. 참고 : 긴 작동 거리와 사용 대물 렌즈는 3D 젤 세포의 관찰 및 현지화를 최적화 할 수 있습니다. </li><li> 3 차원 시스템에서 세포의 정확한 위치 파악을 할 수 있도록 30 분 동안 형광 세포 추적기 염료 5 μl를 함유하는 배지에서 배양 한 겔. 그 후, 1 × PBS로 세척하여 세 번 결합되지 않은 염료를 제거합니다. 그 후, 접시에 세포 배양 배지를 추가한다. </li><li> 인큐베이터에서 접시를 타고 현미경 스테이지 (그림 1D)에 놓습니다. 참고 : 라이브 세포 이미징 바로 외부 겔의 중합 후 원칙적으로 시작할 수 있습니다. 그러나이 시점에서, 세포를 전n은 내부 젤은 아직 확산되지 않았다. 외측 겔, 라이브 셀 이미징 배양 개시 후 (셀 타입에 따라) 24 시간을 시작할 수 침범 제 세포의 이주를 조사. 대략적인 기준으로, 약 12​​ - 문화의 14 일이 외부 젤을 입력 내부 겔에 세포의 대부분이 필요하다. </li><li> 내부 젤을 둘러싼 외부 젤 지역에서보기 (VOV의)의 볼륨을 선택. 24 시간의 배양이 세포 집단 확산 것이다 후 내부와 외부 사이의 계면 겔을 교차하고, 외측 겔 침투하기 시작했다. <ol><li> 보브의 경우, 바로 옆에있는 외부 젤 (7)의 외곽에 가까운 겔 인터페이스, 중간 지역, 지역에 젤 영역을 포함한다. 가능한 에지 효과를 피하기 위하여, 겔의 상단에서뿐만 아니라, 가까운 아래쪽 및 측면 표면으로부터 50㎛의 영역보다 제외. 각 보브는 일반적으로 X에서 (647 × 647 × 100 μm의 3을 측정Z의 -stack 5 μm의 간격이 각각, Y, Z 방향). </li></ol></li><li> 확인 촬상 모드, 채널 / 필터, 노출 시간, 이미지 해상도가 올바르게 선택된다. 콜라겐 네트워크의 라벨없는 이미징의 경우, 시간 경과 라이브 셀 이미징 동안 동시에 반사율 공 촛점 현미경을 사용한다. </li><li> 샘플 이미지를 가지고 강도 막대 그래프를 플롯과 충분한 신호를 관찰하고 히스토그램이 제로 최대 강도 사이에 위치하도록함으로써 포화를 방지하기 위해 이득 및 오프셋을 조정합니다. 실험 기간에 걸쳐 더 이상 이러한 설정을 변경하지 마십시오. </li><li> 8 시간 (또는 필요 이상) 10 분, 시간 간격, Δ의 t으로, 선택한 보브 년대의 시간 경과 이미지를 가져 가라. </li></ol> 5. 셀 추적 및 데이터 분석 <ol><li> appropria를 사용하여 Z -stack 이미지에서 정량적 이미지 포스트 - 프로세싱을 수행<html> 테 이미지 처리 소프트웨어. <ol><li> 세그먼트 시간 경과 이미지는 자동으로 값 (x, y, z, t)의 3D 셀 위치를 선택합니다. </li><li> 모든 프레임의 경우, 수동으로 현지화 정확성을 확인하고 세포 착각되었을 수 세포 파편 및 세포 돌기 때문에 오탐 (false positive)를 제거합니다. 다른 오브젝트로 분석 및 분할 겹치거나 연결된 세포의 증식 세포를 제거합니다. </li></ol></li><li> 시계열로 각 셀의 위치를 연결하여 이전 단계에서 얻어진 셀 좌표 (x, y, z, t)로부터 3D 경과 셀 트랙을 생성한다. </li><li> 임계 트랙 길이 (보통 20 분)보다 짧은 트랙을 제거하여 임의의 시스템 노이즈를 제거합니다. </li><li> 필요한 경우, 트랙에 의한 전체적인 순 변위를 감산함으로써 샘플 드리프트 보정. </li><li> 셀의 변위를 계산세틸 / ftp_upload / 52735 / 52735eq2.jpg &quot;폭 =&quot;80 &quot;/&gt;, 및 세포 이동 거리, <img alt="식 (3)" fo:content-width="1in" src="/files/ftp_upload/52735/52735eq3.jpg" width="100" /> 관찰 된 셀 궤적으로부터, 여기서시 셀의 3 차원 위치를 나타내는 벡터이고, 시점의 총 수이다. <ol><li> Δ (t)가 프레임 간의 시간 간격, S = D / (n 개 •의 Δ의 t)와 같은 세포 속도를 계산한다. P = Δd 및 / D를 사용하여 세포 이동의 방향성 (또는 지속성)을 계산합니다. 지속성이 간단한 측정은 P = 0 순 변위가 0이고 P = 1 궤적이 직선 방향 라인이 있음을 의미한다. </li></ol></li></ol>

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In this protocol we describe an in vitro assay to study the 3D migrational behavior of cells in matrix environments that topologically resemble ECMs encountered in vivo. There are three main strengths of this assay as compared to other currently available methods. First, this assay allows one to simultaneously examine the cell migration mechanisms at both population level and individual cell level. This opens up possibilities of studying collective cell migration13, which has to date been largely limited to 2D assays14, while at the same time observing the behavior of the individual cell within the population. For cells that do not naturally migrate in groups or clusters, the assay offers a way to analyze the migratory properties in detail from a large number of cells with diverse local microenvironment, which can provide important insights into the biophysical origins of migration efficiency and directional persistence7,15.
Second, by modifying the gel conditions of the inner and outer gels, one can directly study the effect of matrix mechanics and microstructure on 3D cell migration behavior10. This is especially important, as it is known that cell migration and cancer invasion are highly influenced by matrix mechanics and porosity16,17, and that soft tissues in our body have a very diverse topology18. Moreover, the method is readily adaptable for matrices other than collagen. This is advantageous, as not all cell lines can spread and migrate in collagen-based matrices. A critical step that must be noted is that, to ensure physical connectivity of the gel interface, the formation of the outer gel must be initiated before complete polymerization of the inner gel. Since this is strongly dependent on the specific polymerization kinetics of the gels (also for collagen prepared under different conditions, e.g., concentration, polymerization pH, temperature, cross-linking8), an optimal polymerization duration should first be systematically identified. Imperfections in the interfacial connectivity between the inner and outer gel usually results in a gap and collection of the spreading cell population in the interface. Note, however, that perfect interfacial connectivity can introduce a practical problem: the boundary between the inner and outer gels becomes less obvious when imaging. If necessary, sparse fiducial markers, such as inert beads, can be used to distinguish the inner and outer gels.
Third, the possibility of long-term 3D culture (up to 3 weeks in our laboratory) and live-cell imaging allows a wide application of the assay. It is now possible to obtain spatially-resolved viscoelastic measurements of the local matrices surrounding the cells using microrheological approaches19. Furthermore, our recent study10 reveals that the efficacy of various anti-migratory drugs (administered on the 7th day of the experiment) can be strongly affected by the architecture and stiffness of the matrix (i.e., outer gel). In the future, we plan to use these experimental frameworks to further understand how such effects can arise from the basic molecular mechanisms of cell migration (e.g., cytoskeletal contractility20, extracellular matrix reorganization21, and pericellular proteolysis22).
One limitation of this assay is the asymmetry of the mechanical support: the top surface of the gel is not attached to any solid surface, while the bottom surface adheres to the glass surface of the dish. While edge effects can be avoided simply by excluding cells near the edges, the lack of mechanical support at the top surface can potentially lead to in-plane preferential migration and therefore introduce artificial flattening of the 3D cell trajectories7. One way to solve this issue while still maintaining oxygen and nutrition supply to the cells is by topping the gel with holed glass plate23. Additionally, to further suppress any wall effect, a thin layer of collagen gel can be first made on the glass surfaces, before the formation of the inner and outer gels. This ensures complete geometrical encapsulation of the gels.
To obtain meaningful and accurate description of cell migration behavior, it is important to consider the time scale and the nature of migration, which can vary considerably between cell lines. Preliminary experiments must be systematically performed to understand these factors, and then the interval time between image captures and live-cell imaging duration can be adjusted. The interval time should be no larger than the characteristic time scale of cell turning. It is also important to consider that cell migration behavior may change both spatially and temporally, depending on the biophysical conditions of the local microenvironment7. It is always a good idea to simultaneously visualize the cells and the fibrous matrix, for example using multi-color confocal fluorescence or multimodal (e.g., reflectance, second harmonic generation) imaging. After imaging, post-processing of the time-lapse 3D image, construction of the cell tracks, and analysis of the trajectories can in principle be done with any image processing software.
In conclusion, the concentric gel assay described here provides a simple and useful experimental system for quantitatively studying 3D cell migration, mechanosensing and mechanotransduction in diverse microenvironments.

세포의 이주는 배아 발달, 지혈, 면역 응답으로서뿐만 아니라, 혈관 질환, 염증, 암과 같은 병리학 한 공정에서 다양한 생리 학적 반응에서 중요한 역할을한다. 세포 이동의 기초 생화학 및 생물 물리학 적 요인을 해부하여 세포 기능의 기본 원리를 이해뿐만 아니라, 조직 공학, 안티 전이 및 항 염증성 약물 개발 등 다양한 생물 의학 응용 프로그램을 전진뿐만 따라서 근본적으로 중요하다. 생체 관측 기술적 도전이기 때문에, 많은 노력은 세포 이동의 시험관 재현부에 집중되어왔다. 세포의 이동을 연구하는 체외 방법에서 크게 특히, 두 개의 차원 (2D) 표면 분석을위한 스크래치를 설계 또는 분석이 상처 치유되었습니다. 이러한 분석은 간단한 실험 장치를 제공, 쉬운 가축세포 이미징 및 세포 이동의 기초가 다양한 생화학 적 메커니즘에 유용한 통찰력을 제공한다. 그러나 이러한 분석은 생체 마이그레이션에 대한 이해의 중요한 측면이다 세포 외 기질 (ECM) 건축과 리모델링을 고려하지 않습니다. 최근에는 점차 3D 배양 모델은 종종 콜라겐 계 매트릭스 3에서, 더 나은 상황 생체 유사한 플랫폼을 제공하는 것이 이해되었다. 실제로, 세포는 특히 인해 환경 (4)의 다른 차원을 2 차원 표면에 나타나는 것과 구별되는 migrational 동성을 나타낸다. 더욱이, 행렬의 생물 리 학적 및 기계적 특성을 민감하게 종양 세포 침윤 (6)의 컨텍스트에 포함하여, 세포 이동 (5)에 영향을 미친다. 여기서, 우리는 제조 조건에서 쉽게 변할 수 생물 리 학적 특성을 갖는 ECM 차원 셀 마이그레이션 동작을 연구하는 방법을 제시한다. 세포는 아르&quot;내부 젤&quot;의 시드와로 새어 처음에 무 세포 &quot;외부 젤을&quot;침략 수 있습니다. 상기 방법은 세포가 밀접 7 mechanosensing 연결되어 외측 겔에서 무 세포 지역으로 이동하는 세포의 존재를 인식 할 수있는 능력, 및 성향에 의존한다. 이 연구에서 우리는 매우 침습적 유방암 세포, MD-MBA-231에 의해 침략 ECM의 콜라겐 네트워크를 사용합니다. 기계적 특성 모두 내측 및 외측 겔의 미세 조정 8 및 생리 학적으로 관련된 조건을 달성하기 위해 구를 특징으로 할 수있다. 셀 트랙의 재건 및 분석은 인구 수준 및 개별 셀 레벨 모두에서 시공간 마이그레이션 동작의 상세한 정량적 검사를 할 수 있습니다. 중요한 것은, 동심 젤 시스템의 설치, 따라서 중요한 통찰력을 제공하고, 특히 암 세포에 침입, 세포 마이그레이션 직면 한 생체 조직 토폴로지를 모방세포 이동 및 전이의 물리적 메커니즘.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Cell culture incubator</td>
			<td>Fisher Scientific Pte Ltd</td>
			<td>Model: 371, S/No 318854-6055</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Confocal microscope</td>
			<td>Nikon A1R</td>
			<td></td>
			<td>Inverted confocal laser scanning microscope equipped with incubator chamber</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dulbecco&#39;s Modified Eagle&#39;s Medium (DMEM)</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>11965-092</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fetal Bovine Serum (FBS)</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>10082-147</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fluorescent CellTracker dye CMTMR</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>C2927</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glass-bottom dish</td>
			<td>IWAKI Cell Biology</td>
			<td>3931-035</td>
			<td>35 mm diameter dish with 12 mm diameter glass-bottom well</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hemocytometer</td>
			<td>iN CYTO</td>
			<td>DHC-N01 (Neubauer Improved)</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microprocessor pH meter</td>
			<td>Hanna Instruments</td>
			<td>pH 211</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nutragen Collagen</td>
			<td>Advanced BioMatrix</td>
			<td>#5010-D</td>
			<td>Acid-solubilized bovine collagen type I (stock pH ~ 2)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Objective lens</td>
			<td>Nikon</td>
			<td></td>
			<td>CFI Super Plan Fluor ELWD ADM 20XC, W.D. 8.2-6.9mm, NA 0.45.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Penicillin-Streptomycin</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>15140-122</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>pH meter</td>
			<td>Sartorius</td>
			<td>S/No 29153352</td>
			<td>Basic pH Meter PB-11</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Trypsin-EDTA</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>15400-054</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

concentric gel system to study the biophysical role of matrix microenvironment on 3d cell migration

이동하는 세포의 능력은 암 및 암전이에에서 배아 발생 및 상처 치유 수명에 걸쳐 세포 기능의 다양한 중요하다. 강렬한 연구 노력에도 불구하고, 세포 이동의 기본 생화학 및 생물 물리학 적 원리는 아직도 완전히 특히 생리 관련 3 차원 (3D) 미세 환경에서 이해되지 않습니다. 여기서는 3D 세포 이동 동작의 정량적 검사가 가능하도록 설계 시험 관내 분석을 기술한다. 이 방법은 이전에 빈 세포 외 기질 (ECM)로 마이그레이션하는 세포의 mechanosensing 능력과 성향을 이용한다. 우리 모델 시스템으로서 콜라겐 겔에서 고도로 침윤성 유방암 세포의 침윤, MDA-MB-231을 사용한다. 주 동안 배양 세포 집단의 확산 및 개별 세포의 이주 역학 라이브 세포 이미징을 사용하여 모니터링 및 시공간 - 분해 된 데이터를 추출하기 위해 분석 될 수있다. 게다가상기 방법에 따라서 세포 이동에 생물 물리학 적 미세 인자의 역할을 조사하기 간단하지만 강력한 방법을 제공하고, 다양한 세포 외 기질을위한 용이하게 적응할 수있다.

여기에 제시된 동심 겔 분석 고도로 침윤성 유방암 세포를 사용하여 수행하고, MDA-MB-231, 2.4 ㎎ / ml의 내측 콜라겐 젤, 예로서 = 2 × 106 세포 / ml의 세포 시딩 밀도와. 도 2에 도시 된 바와 같이, 통상적으로 배양 몇 일 후, 세포 내외 겔 인터페이스를 위반하고 외측 겔 침투하기 시작했다. 셀 인구는 반경 방향 바깥쪽으로 주로 확산. 외측 겔 중합 조건은 세포 이동 특성에 관한 행렬의 밀도 및 기계적 성질의 역할을 연구하기 위해 수정 될 수있다. (3) 1.5 mg을 외측 겔 각 셀의 움직임을 도시한다 / ㎖, 2.4 ㎎ / ㎖, 및 4.0 ㎎ / ㎖의 콜라겐은, pH가 7.4에서 중합. 공 촛점 시간 경과 화상이 8 시간에 대한 내측 및 외측 겔 사이의 경계에서 획득 한 세 가지 콜라겐 concen에서 세포의 변위 된trations 흰색 화살표로 표시된다. 세포 파종 밀도 및 증식 속도에 따라, 개별 셀 (200) ~ 탄도는 전형적으로 추출 될 수 있고, 각각의 샘플에서 분석. 우리는 정량적으로 평균 순 변위면, 이동 거리, 방향 지속성의 3 가지 콜라겐 농도에서 세포의 궤적을 분석, 및 이미징의 8 시간 (그림 4)을 통해 속도를 의미한다. 셀 사이의 변위 거리에 유의 한 차이가 2.4 ㎎ / ㎖ 및 4.0 ㎎ / ㎖ 겔에 없었지만 또한, 변위의 거리가 각각 58 ㎛ 내지 141.5 ㎛의에서 4.0 ㎎ / ㎖ 농도 가장 높았다 뜻 관찰 . 1.5 ㎎ / ㎖ 겔, 변위의 거리가 작은 것을 의미했다. 이 관찰은 침략 효율이 콜라겐 농도 (11, 12)의 증가에 젤 감소 것을 보여 최근 보고서를 모순이 나타날 수 있습니다. 그러나, 참고 변위와우리의 분석에서 거리가 주로 반경 방향 외측으로 이주하는 인구 내의 모든 개별 셀 트랙에서 측정된다. 이러한 매개 변수는 따라서 훨씬 덜 민감 가장 빠르게 움직이는 세포 모집단으로하고 완전히 확률 운동에 의해 지배되지 않습니다. 모든 경우에, (도 4b)이 덮여 총 거리 순 변위 (도 4a)보다 더 컸다. 단순히 거리와 변위 사이의 비율로 지속성을 정의, 우리는 젤 상태 (그림 4C)에서 0.4 ~의 지속성을 얻을. 이 상대적으로 낮은 지속성은 우리의 분석에서 세포의 본질적 약한 방향 이동을 반영한다. 우리는 방향성 화학 주성의 자극 또는 생화학 구배의 존재는 잠재적 콜라겐 농도 의존적​​으로, 지속성을 증가 할 것으로 예상된다. 또한, 우리는 또한 세포 이동의 평균 속도가 크게 위스콘신을 변경하지 않았 음을 관찰때문에 (콜라겐 농도 증가) 매트릭스 강성과 열뿐 아니라 세포 집단 (7) 내 마이그레이션 특성의 시공간적 변동 (콜라겐 농도 감소) 기공 크기 사이의 상호 작용의 가능성 번째 콜라겐 농도 (도 4d). 평균 속도는이 7㎛ / hr의 개별 셀 최소 속도 및 114 μm의 / hr의 개별 셀의 최대 속도와, 31 ㎛의 / hr이고, 37.5 μm의 / 시간 사이에서 변화. <img alt="그림 1" src="/files/ftp_upload/52735/52735fig1.jpg" /> 동심 겔 3D 마이그레이션 분석을 설정하는 단계의도 1 회로도. (A) 유리 - 바닥 접시 웰의 중심에 내부 콜라겐 겔의 형성, 세포를 포함. (B)의 형성 (무 세포) 내부 캡슐화 외부 콜라겐 젤겔. (C) 세포 배양 배지에 침지 겔. 평형화 후 세포와 주변 매트릭스 섬유에 부착 할 수있다. 이 단계 겔 중합 개시 후 일일까지 몇 시간이 걸릴 수있다. (D)를 라이브 세포 이미징을 외측 겔로 세포 집단의 확산을 모니터링. <img alt="그림 2" src="/files/ftp_upload/52735/52735fig2.jpg" /> 그림 2. 세포 인구의 확산. (A)는 문화의 12 일 후, MDA-MB-231 세포 내외 젤 인터페이스를 위반했다 (녹색 점선)과 원래 무 세포 외부 젤 (스케일 바 = 200 μm의)에 외부 침입. 어두운 영역이 위상차 이미지의 무 세포 영역 반면 밝은 영역은, 세포가 차지하는 영역이다. 노란색 사각형은 3D 암세포 침윤이 관찰되었다 관심의 보브의를 나타냅니다. CE화살표로 표시된 바와 같이 재편은 반경 방향 외측으로 주로 마이그레이션 마이그레이션 MDA-MB-231 세포의 공 초점 형광 이미지 (빨간색, 녹색 의사 색 콜라겐와 겹쳐 때 노란색)의 (B) 오버레이. 콜라겐 매트릭스의 반사율 이미지 ( 녹색). 화살표는 5 시간의 시간 범위 내의 각 셀의 이동 방향을 가리. 스케일 바 = 50㎛의. 경과 이미지에서 (C) 세포의 선로를 얻을 수있다. 여기서 셀 트랙 색으로 색 바 (척도 = 8 시간)으로 나타낸 바와 같이, 시간이다. 일 등 7, 10에서 적응. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/52735/52735fig2large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a> <img alt="그림 3" src="/files/ftp_upload/52735/52735fig3.jpg" /> 다른 콜라겐 젤 밀도 그림 3. 셀 운동. </st룽&gt; 세 가지 다른 외부 콜라겐 농도와 외부 젤에서 MDA-MB-231 세포의 운동 : 1.5 ㎎ / ㎖, 2.4 ㎎ / ㎖, 4.0 ㎎ / ㎖. 세포는 살아있는 세포 추적기 CMTMR (적색)으로 표시 하였다. 흰색 화살표는 영상의 8 시간 이내에 개별 셀의 순 변위를 나타냅니다. 스케일 바 = 100 μm의. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/52735/52735fig3large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a> <img alt="그림 4" src="/files/ftp_upload/52735/52735fig4.jpg" /> 분석 세포 이동 궤적도 4. 8 시간 이상이 (A) 순 변위, (B) 거리의 관점에서 정량화 개별 MD-MBA-231 세포의 이동 궤적 (C) 지속성, 및 (D) 평균 다른 외부 젤 콜라겐 농도에 대한 속도 : 1.5 ㎎ / ㎖, 2.4 ㎎ / ㎖, 4.0 ㎎ /ml의. 시간 경과 이미지는 내부 및 외부 젤의 인터페이스 근처에 인수되었다. 데이터는 평균 ± 각 조건에서 3 독립적 인 실험에서 200 개 이상의 세포로부터 얻어진 궤적 평균의 표준 오차 (SEM)이다. 별표 (*) 통계적으로 유의 한 차이 (p 값 &lt;0.01)을 나타낸다.

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Concentric Gel System to Study the Biophysical Role of Matrix Microenvironment on 3D Cell Migration

기계적 특성 및 세포 외 매트릭스의 미세 강하게 세포의 3 차원 이동에 영향을 미칩니다. 시험 관내 방법은 개별 세포 집단 수준에서 모두 biophysically 변수 환경에서 시공간 세포 이동 동작을 연구하기 위해, 설명한다.

동심 젤 시스템은 3 차원 세포의 이동에 매트릭스 미세 환경의 생물 물리학 역할을 연구하는

The ability of cells to migrate is crucial in a wide variety of cell functions throughout life&#160;from embryonic development and wound healing&#160;to ...

concentric-gel-system-to-study-biophysical-role-matrix

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Bioengineering

8.5K 조회수.  FOM Institute AMOLF.  기계적 특성 및 세포 외 매트릭스의 미세 강하게 세포의 3 차원 이동에 영향을 미칩니다. 시험 관내 방법은 개별 세포 집단 수준에서 모두 biophysically 변수 환경에서 시공간 세포 이동 동작을 연구하기 위해, 설명한다. 

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Design of a Cyclic Pressure Bioreactor for the Ex Vivo Study of Aortic Heart Valves

The aortic valve, located between the left ventricle and the aorta, allows for unidirectional blood flow, preventing backflow into the ventricle. Aortic valve leaflets are composed of interstitial cells suspended within an extracellular matrix (ECM) and are lined with an endothelial cell monolayer. The valve withstands a harsh, dynamic environment and is constantly exposed to shear, flexion, tension, and compression. Research has shown calcific lesions in diseased valves occur in areas of high mechanical stress as a result of endothelial disruption or interstitial matrix damage1-3. Hence, it is not surprising that epidemiological studies have shown high blood pressure to be a leading risk factor in the onset of aortic valve disease4. 
The only treatment option currently available for valve disease is surgical replacement of the diseased valve with a bioprosthetic or mechanical valve5. Improved understanding of valve biology in response to physical stresses would help elucidate the mechanisms of valve pathogenesis. In turn, this could help in the development of non-invasive therapies such as pharmaceutical intervention or prevention. Several bioreactors have been previously developed to study the mechanobiology of native or engineered heart valves6-9. Pulsatile bioreactors have also been developed to study a range of tissues including cartilage10, bone11 and bladder12. The aim of this work was to develop a cyclic pressure system that could be used to elucidate the biological response of aortic valve leaflets to increased pressure loads. 
The system consisted of an acrylic chamber in which to place samples and produce cyclic pressure, viton diaphragm solenoid valves to control the timing of the pressure cycle, and a computer to control electrical devices. The pressure was monitored using a pressure transducer, and the signal was conditioned using a load cell conditioner. A LabVIEW program regulated the pressure using an analog device to pump compressed air into the system at the appropriate rate. The system mimicked the dynamic transvalvular pressure levels associated with the aortic valve; a saw tooth wave produced a gradual increase in pressure, typical of the transvalvular pressure gradient that is present across the valve during diastole, followed by a sharp pressure drop depicting valve opening in systole. The LabVIEW program allowed users to control the magnitude and frequency of cyclic pressure. The system was able to subject tissue samples to physiological and pathological pressure conditions. This device can be used to increase our understanding of how heart valves respond to changes in the local mechanical environment.

Design of a Cyclic Pressure Bioreactor for the Ex Vivo Study of Aortic Heart Valves

A cyclic pressure bioreactor capable of subjecting heart valve tissue to physiological and pathological pressure conditions has been designed. A LabVIEW program allows users to control pressure magnitude, amplitude and frequency. This device can be used to study the mechanobiology of heart valve tissue or isolated cells.

의 순환 압력 생물 반응기 설계 예 VIVO</em대동맥 심장 밸브> 학습

The aortic valve, located between the left ventricle and the aorta, allows for unidirectional blood flow, preventing backflow into the ventricle. Aortic ...

연구

생체공학

Study of Cell Migration in Microfabricated Channels

The method described here allows the study of cell migration under confinement in one dimension. It is based on the use of microfabricated channels, which impose a polarized phenotype to cells by physical constraints. Once inside channels, cells have only two possibilities: move forward or backward. This simplified migration in which directionality is restricted facilitates the automatic tracking of cells and the extraction of quantitative parameters to describe cell movement. These parameters include cell velocity, changes in direction, and pauses during motion. Microchannels are also compatible with the use of fluorescent markers and are therefore suitable to study localization of intracellular organelles and structures during cell migration at high resolution. Finally, the surface of the channels can be functionalized with different substrates, allowing the control of the adhesive properties of the channels or the study of haptotaxis. In summary, the system here described is intended to analyze the migration of large cell numbers in conditions in which both the geometry and the biochemical nature of the environment are controlled, facilitating the normalization and reproducibility of independent experiments.

A quantitative method to study spontaneous migration of cells in a one-dimensional confined microenvironment is described. This method takes advantage of microfabricated channels and can be used to study migration of large number of cells under different conditions in single experiments.

미세 채널에서 세포의 이동에 관한 연구

The method described here allows the study of cell migration under confinement in one dimension. It is based on the use of microfabricated channels, which ...

Analysis of Cell Migration within a Three-dimensional Collagen Matrix

The ability to migrate is a hallmark of various cell types and plays a crucial role in several physiological processes, including&#160;embryonic development, wound healing, and immune responses. However, cell migration is also a key mechanism in cancer enabling these cancer cells to detach from the primary tumor to start metastatic spreading. Within the past years various cell migration assays have been developed to analyze the migratory behavior of different cell types. Because the locomotory behavior of cells markedly differs between a two-dimensional (2D) and three-dimensional (3D) environment it can be assumed that the analysis of the migration of cells that are embedded within a 3D environment would yield in more significant cell migration data. The advantage of the described 3D collagen matrix migration assay is that cells are embedded within a physiological 3D network of collagen fibers representing the major component of the extracellular matrix. Due to time-lapse video microscopy real cell migration is measured allowing the determination of several migration parameters as well as their alterations in response to pro-migratory factors or inhibitors. Various cell types could be analyzed using this technique, including lymphocytes/leukocytes, stem cells, and tumor cells. Likewise, also cell clusters or spheroids could be embedded within the collagen matrix concomitant with analysis of the emigration of single cells from the cell cluster/ spheroid into the collagen lattice. We conclude that the 3D collagen matrix migration assay is a versatile method to analyze the migration of cells within a physiological-like 3D environment.

Cell migration is a biological phenomenon that is involved in a plethora of physiological, such as wound healing and immune responses, and pathophysiological processes, like cancer. The 3D-collagen matrix migration assay is a versatile tool to analyze the migratory properties of different cell types within in a 3D physiological-like environment.

세 가지 차원 콜라겐 매트릭스 내에서 세포의 이동 분석

The ability to migrate is a hallmark of various cell types and plays a crucial role in several physiological processes, including&#160;embryonic ...

Planar Gradient Diffusion System to Investigate Chemotaxis in a 3D Collagen Matrix

The importance of cell migration can be seen through the development of human life. When cells migrate, they generate forces and transfer these forces to their surrounding area, leading to cell movement and migration. In order to understand the mechanisms that can alter and/or affect cell migration, one can study these forces. In theory, understanding the fundamental mechanisms and forces underlying cell migration holds the promise of effective approaches for treating diseases and promoting cellular transplantation. Unfortunately, modern chemotaxis chambers that have been developed are usually restricted to two dimensions (2D) and have complex diffusion gradients that make the experiment difficult to interpret. To this end, we have developed, and describe in this paper, a direct-viewing chamber for chemotaxis studies, which allows one to overcome modern chemotaxis chamber obstacles able to measure cell forces and specific concentration within the chamber in a 3D environment to study cell 3D migration. More compelling, this approach allows one to successfully model diffusion through 3D collagen matrices and calculate the coefficient of diffusion of a chemoattractant through multiple different concentrations of collagen, while keeping the system simple and user friendly for traction force microscopy (TFM) and digital volume correlation (DVC) analysis.

Cell migration is an important part of human development and life. In order to understand the mechanisms that can alter cell migration, we present a planar gradient diffusion system to investigate chemotaxis in a 3D collagen matrix, which allows one to overcome modern diffusion chamber limitations of existing assays.

평면 그라데이션 확산 시스템은 3D 콜라겐 매트릭스에 화성을 조사하기 위해

The importance of cell migration can be seen through the development of human life. When cells migrate, they generate forces and transfer these forces to ...

Preparation of 3D Collagen Gels and Microchannels for the Study of 3D Interactions In Vivo

Historically, most cellular processes have been studied in only 2 dimensions. While these studies have been informative about general cell signaling mechanisms, they neglect important cellular cues received from the structural and mechanical properties of the local microenvironment and extracellular matrix (ECM). To understand how cells interact within a physiological ECM, it is important to study them in the context of 3 dimensional assays. Cell migration, cell differentiation, and cell proliferation are only a few processes that have been shown to be impacted by local changes in the mechanical properties of a 3-dimensional ECM. Collagen I, a core fibrillar component of the ECM, is more than a simple structural element of a tissue. Under normal conditions, mechanical cues from the collagen network direct morphogenesis and maintain cellular structures. In diseased microenvironments, such as the tumor microenvironment, the collagen network is often dramatically remodeled, demonstrating altered composition, enhanced deposition and altered fiber organization. In breast cancer, the degree of fiber alignment is important, as an increase in aligned fibers perpendicular to the tumor boundary has been correlated to poorer patient prognosis1. Aligned collagen matrices result in increased dissemination of tumor cells via persistent migration2,3. The following is a simple protocol for embedding cells within a 3-dimensional, fibrillar collagen hydrogel. This protocol is readily adaptable to many platforms, and can reproducibly generate both aligned and random collagen matrices for investigation of cell migration, cell division, and other cellular processes in a tunable, 3-dimensional, physiological microenvironment.

Preparation of 3D Collagen Gels and Microchannels for the Study of 3D Interactions In Vivo

Collagen is a core component of the ECM, and provides essential cues for several cellular processes ranging from migration to differentiation and proliferation. Provided here is a protocol for embedding cells within 3D collagen hydrogels, and a more advanced technique for generating randomized or aligned collagen matrices using PDMS microchannels.

3D 상호 작용의 연구에 대한 3D 콜라겐 젤과 마이크로 채널 준비<em&gt; 생체</em

Historically, most cellular processes have been studied in only 2 dimensions.  While these studies have been informative about general cell signaling ...

Tunable Hydrogels from Pulmonary Extracellular Matrix for 3D Cell Culture

Here we present a method for establishing multiple component cell culture hydrogels for in vitro lung cell culture. Beginning with healthy en bloc lung tissue from porcine, rat, or mouse, the tissue is perfused and submerged in subsequent chemical detergents to remove the cellular debris. Histological comparison of the tissue before and after processing confirms removal of over 95% of double stranded DNA and alpha galactosidase staining suggests the majority of cellular debris is removed. After decellularization, the tissue is lyophilized and then cryomilled into a powder. The matrix powder is digested for 48 hr in an acidic pepsin digestion solution and then neutralized to form the pregel solution. Gelation of the pregel solution can be induced by incubation at 37 &#176;C and can be used immediately following neutralization or stored at 4 &#176;C for up to two weeks. Coatings can be formed using the pregel solution on a non-treated plate for cell attachment. Cells can be suspended in the pregel prior to self-assembly to achieve a 3D culture, plated on the surface of a formed gel from which the cells can migrate through the scaffold, or plated on the coatings. Alterations to the strategy presented can impact gelation temperature, strength, or protein fragment sizes. Beyond hydrogel formation, the hydrogel stiffness may be increased using genipin.

This is a method to create a 3-dimensional cell culture scaffold from pulmonary extracellular matrix. Intact lung is processed into hydrogels that can support the growth of cells in three-dimensions.

3 차원 세포 배양을위한 폐 세포 외 매트릭스에서 조정 히드로 겔

Here we present a method for establishing multiple component cell culture hydrogels for in vitro lung cell culture. Beginning with healthy en bloc lung ...

Measuring Global Cellular Matrix Metalloproteinase and Metabolic Activity in 3D Hydrogels

Three-dimensional (3D) cell culture systems often more closely recapitulate in vivo cellular responses and functions than traditional two-dimensional (2D) culture systems. However, measurement of cell function in 3D culture is often more challenging. Many biological assays require retrieval of cellular material which can be difficult in 3D cultures. One way to address this challenge is to develop new materials that enable measurement of cell function within the material. Here, a method is presented for measurement of cellular matrix metalloproteinase (MMP) activity in 3D hydrogels in a 96-well format. In this system, a poly(ethylene glycol) (PEG) hydrogel is functionalized with a fluorogenic MMP cleavable sensor. Cellular MMP activity is proportional to fluorescence intensity and can be measured with a standard microplate reader. Miniaturization of this assay to a 96-well format reduced the time required for experimental set up by 50% and reagent usage by 80% per condition as compared to the previous 24-well version of the assay. This assay is also compatible with other measurements of cellular function. For example, a metabolic activity assay is demonstrated here, which can be conducted simultaneously with MMP activity measurements within the same hydrogel. The assay is demonstrated with human melanoma cells encapsulated across a range of cell seeding densities to determine the appropriate encapsulation density for the working range of the assay. After 24 h of cell encapsulation, MMP and metabolic activity readouts were proportional to cell seeding density. While the assay is demonstrated here with one fluorogenic degradable substrate, the assay and methodology could be adapted for a wide variety of hydrogel systems and other fluorescent sensors. Such an assay provides a practical, efficient and easily accessible 3D culturing platform for a wide variety of applications.

Here, a protocol is presented for encapsulating and culturing cells in poly(ethylene glycol) (PEG) hydrogels functionalized with a fluorogenic matrix metalloproteinase (MMP)-degradable peptide. Cellular MMP and metabolic activity are measured directly from the hydrogel cultures using a standard microplate reader.

글로벌 세포 매트릭스 Metalloproteinase 및 3D Hydrogels 신진 대사 활동 측정

Three-dimensional (3D) cell culture systems often more closely recapitulate in vivo cellular responses and functions than traditional two-dimensional (2D) ...

A Human 3D Extracellular Matrix-Adipocyte Culture Model for Studying Matrix-Cell Metabolic Crosstalk

The extracellular matrix (ECM) plays a central role in regulating tissue homeostasis, engaging in crosstalk with cells and regulating multiple aspects of cellular function. The ECM plays a particularly important role in adipose tissue function in obesity, and alterations in adipose tissue ECM deposition and composition are associated with metabolic disease in mice and humans. Tractable in vitro models that permit dissection of the roles of the ECM and cells in contributing to global tissue phenotype are sparse. We describe a novel 3D in vitro model of human ECM-adipocyte culture that permits study of the specific roles of the ECM and adipocytes in regulating adipose tissue metabolic phenotype. Human adipose tissue is decellularized to isolate ECM, which is subsequently repopulated with preadipocytes that are then differentiated within the ECM into mature adipocytes. This method creates ECM-adipocyte constructs that are metabolically active and retain characteristics of the tissues and patients from which they are derived. We have used this system to demonstrate disease-specific ECM-adipocyte crosstalk in human adipose tissue. This culture model provides a tool for dissecting the roles of the ECM and adipocytes in contributing to global adipose tissue metabolic phenotype and permits study of the role of the ECM in regulating adipose tissue homeostasis.

We describe a 3D human extracellular matrix-adipocyte in vitro culture system that permits dissection of the roles of the matrix and adipocytes in contributing to adipose tissue metabolic phenotype.

매트릭스 세포 대사 크로스토크 연구를 위한 인간 3D 세포외 세포외 매트릭스-세포세포 배양 모델

The extracellular matrix (ECM) plays a central role in regulating tissue homeostasis, engaging in crosstalk with cells and regulating multiple aspects of ...

Finite Element Modelling of a Cellular Electric Microenvironment

Clinical studies show electrical stimulation (ES) to be a potential therapy for the healing and regeneration of various tissues. Understanding the mechanisms of cell response when exposed to electrical fields can therefore guide the optimization of clinical applications. In vitro experiments aim to help uncover those, offering the advantage of wider input and output ranges that can be ethically and effectively assessed. However, the advancements in in vitro experiments are difficult to reproduce directly in clinical settings. Mainly, that is because the ES devices used in vitro differ significantly from the ones suitable for patient use, and the path from the electrodes to the targeted cells is different. Translating the in vitro results into in vivo procedures is therefore not straightforward. We emphasize that the cellular microenvironment's structure and physical properties play a determining role in the actual experimental testing conditions and suggest that measures of charge distribution can be used to bridge the gap between in vitro and in vivo. Considering this, we show how in silico finite element modelling (FEM) can be used to describe the cellular microenvironment and the changes generated by electric field (EF) exposure. We highlight how the EF couples with geometric structure to determine charge distribution. We then show the impact of time dependent inputs on charge movement. Finally, we demonstrate the relevance of our new in silico model methodology using two case studies: (i) in vitro fibrous Poly(3,4-ethylenedioxythiophene) poly(styrenesulfonate) (PEDOT-PSS) scaffolds and (ii) in vivo collagen in extracellular matrix (ECM).

This paper presents a strategy for building finite element models of fibrous conductive materials exposed to an electric field (EF). The models can be used to estimate the electrical input that cells seeded in such materials receive and assess the impact of changing the scaffold's constituent material properties, structure or orientation.

셀룰러 전기 미세 환경의 유한 요소 모델링

Clinical studies show electrical stimulation (ES) to be a potential therapy for the healing and regeneration of various tissues. Understanding the ...

Stepwise Cell Seeding on Tessellated Scaffolds to Study Sprouting Blood Vessels

The cardiovascular system is a key player in human physiology, providing nourishment to most tissues in the body; vessels are present in different sizes, structures, phenotypes, and performance depending on each specific perfused tissue. The field of tissue engineering, which aims to repair or replace damaged or missing body tissues, relies on controlled angiogenesis to create a proper vascularization within the engineered tissues. Without a vascular system, thick engineered constructs cannot be sufficiently nourished, which may result in cell death, poor engraftment, and ultimately failure. Thus, understanding and controlling the behavior of engineered blood vessels is an outstanding challenge in the field. This work presents a high-throughput system that allows for the creation of organized and repeatable vessel networks for studying vessel behavior in a 3D scaffold environment. This two-step seeding protocol shows that vessels within the system react to the scaffold topography, presenting distinctive sprouting behaviors depending on the compartment geometry in which the vessels reside. The obtained results and understanding from this high throughput system can be applied in order to inform better 3D bioprinted scaffold construct designs, wherein fabrication of various 3D geometries cannot be rapidly assessed when using 3D printing as the basis for cellularized biological environments. Furthermore, the understanding from this high throughput system may be utilized for the improvement of rapid drug screening, the rapid development of co-cultures models, and the investigation of mechanical stimuli on blood vessel formation to deepen the knowledge of the vascular system.

Engineered tissues heavily rely on proper vascular networks to provide vital nutrients and gases and remove metabolic waste. In this work, a stepwise seeding protocol of endothelial cells and support cells creates highly organized vascular networks in a high-throughput platform for studying developing vessel behavior in a controlled 3D environment.

스테셀레이트 비계에 단계별 세포 파종하여 발아 혈관을 연구합니다.

The cardiovascular system is a key player in human physiology, providing nourishment to most tissues in the body; vessels are present in different sizes, ...